La maladie de dilatation du proventricule (PDD)
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Note de Conférence Bornavirose Aviaire La Ganglionévrite Aviaire à Bornavirus en Pratique Clinique Robert D. Dahlhausen, DVM, MS, Susan E Orosz, PhD, DVM, Dipl ABVP (Aviaire), Dipl ECZM (Aviaire) Affiliation: Centre Médical pour Oiseaux & Animaux Exotiques, Société Diagnostique Moléculaire Vétérinaire, 5989 Meijer Dr, Suite 5, Milford, Ohio 45150, USA (Dahlhausen) et Centre de Bien-Être pour Oiseaux et Animaux Exotiques de Compagnie, 5166 Monroe St, Suite 350, Toledo, OH, 43623, USA (Orosz). Résumé: Le virus de la maladie de Borna aviaire (ABV pour Avian Borna virus) a été identifié comme un agent causal de la maladie de dilatation du proventricule (PDD pour Proventricular Dilatation Disease) chez les oiseaux. Les bornaviridae aviaires forment un groupe de virus très diversifié sur le plan génétique et qui est très largement distribué au sein de populations sauvages et captive dans le monde entier. Ces virus ont une distribution systémique et se retrouvent dans de nombreux tissus chez les oiseaux affectés. Ils sont généralement à l’origine d’une ganglionévrite non suppurative du tractus gastro-intestinal et du système nerveux central. Les examens antemortem visant à rechercher les acides ribonucléiques de l’ABV et les tests sérologiques ne sont pas nécessairement positifs chez les oiseaux malades. A l’inverse, des individus cliniquement normaux peuvent être testés positivement à l’aide de tests moléculaires ou sérologiques. La voie de transmission lors d’infection naturelle n’a pas été complètement élucidée. La gestion médicale des oiseaux atteints présente un intérêt et vise à ce jour, à réduire l’inflammation du système nerveux, à contrôler les complications secondaires et à fournir un support nutritionnel. Mots-clés: Virus de Borna aviaire, Maladie de dilatation du proventricule, PDD, ganglionévrite, COX-2 Introduction La dilatation gastrique neuropathique des psittaciformes fut initialement décrite comme une maladie débilitante chez les Aras importés de Bolivie en Amérique du Nord et en Europe à la fin des années 1970. 1,2,3,4,5,6,7,8 A l’origine, la description de cette maladie était limitée aux espèces de Aras (Ara spp.), mais elle a été ensuite également identifiée chez d’autres espèces de perroquet. L’un des premiers cas fut décrit par Ridgeway et Gallerstein en 1983, suivi par le rapport de cas d’impaction, de dilatation et de dégénérescence du proventricule chez 16 grands psittaciformes par Clark en 1984.1,6 Initialement dénommée “maladie débilitante chronique des aras”, cette maladie a également été qualifiée de Syndrome de dépérissement des aras, ganglionévrite myoentérique, neuropathie splanchnique infiltrante, dilatation gastrique neuropathique et maladie de dilatation du proventricule (PDD pour Proventricular Dilatation Disease). Il serait plus approprié de nommé cette maladie Ganglionévrite myoentérique aviaire, ganglionévrite non-suppurée ou ganglionévrite auto-immune aviaire.9 Ces derniers rendent mieux compte du processus pathologique et retirent l’accent qui est autrement porté sur le proventricule. La maladie de dilatation du proventricule a été décrite dans le monde entier, chez plus de 80 espèces d’oiseaux, incluant des psittaciformes et des non-psittaciformes, vivant à en captivité ou à l’état sauvage. 10,11 Les Gris du Gabon (Psittacus erithacus), les aras (Ara spp.), les amazones (Amazona spp.) et les cacatoès (Cacatua spp.) comptent parmi les espèces de psittaciformes les plus affectées.10 La maladie est en revanche beaucoup moins présente chez les Conures veuves (Myiopsitta monachus) et les espèces d’inséparables (Agapornis).9 Des lésions suggestives de PDD ont également été décrites chez des canaris (Serinus canaria), des verdiers d’Europe (Carduelis chloris), des coracines casquées (Cephalopterus penduliger), un barbican à poitrine rouge (Lybius dubius), des oies du Canada (Branta canadensis), des toucans (Rhamphastidae), des drépanidinés hawaïens (Drepanidinae), des spatules rosées (Platalea ajaja) et un faucon pèlerin (Falco peregrines).12,13,14,15 La maladie de dilatation du proventricule (PDD) est une maladie neurologique progressive présentant un taux de mortalité élevé une fois les signes cliniques présents.16 Cette maladie représente une menace sérieuse lors du déplacement de sujets captifs et pour les efforts de conservation des psittaciforme en danger d’extinction tels que le Ara de Spix (Cyanopsitta spixii). La maladie de dilatation du proventricule (PDD) Signes cliniques Les signes cliniques sont variables et dépendent de l’espèce hôte impliquée, de la sévérité de la maladie, de la distribution des lésions et des systèmes organiques affectés. Les signes cliniques varient donc d’un cas à l’autre. Ils peuvent témoigner d’une atteinte du système nerveux central, périphérique et/ou autonome. Bien qu’ils soient de nature neurogénique, les signes cliniques sont généralement classés selon leur caractère gastrointestinal (GI) ou nerveux central. Les oiseaux peuvent manifester des signes cliniques neurologiques, gastro-intestinaux ou une combinaison des deux. Les signes cliniques associés au tractus gastro-intestinal reflètent l’atteinte du ganglion terminal du nerf vague (nerf crânien X). Le nerf vague, également connu comme le nerf pneumogastrique, est responsable du contrôle parasympathique du cœur et du tractus digestif par le Système Nerveux Autonome. Il régule les fonctions homéostatiques du tractus gastro-intestinal proximal, la fonction endocrine et exocrine du pancréas, la production de glucose hépatique ainsi que la fréquence cardiaque. Les signes gastro-intestinaux reflètent les degrés variables de dysfonctionnement et d’atrophie neurogénique. Ils incluent un retard à la vidange du jabot et une altération du transit gastro-intestinal, des régurgitations, de l’anorexie, une dilatation et parfois une impaction du tractus gastro intestinal supérieur. La motricité pylorique est altérée et associée à une altération importante de la vidange gastrique et à une stase. La capacité de digestion et d’absorption des nutriments alimentaires diminue chez les oiseaux atteints et aboutit à une perte de poids, au passage d’aliments non digérés dans les selles et à de la diarrhée. Le nerf vague est un élément majeur du réflexe inflammatoire, un réflexe nerveux qui contrôle les réponses immunes innées et l’inflammation lors d’invasion du tractus gastro-intestinal par des agents pathogènes ou lors de lésions tissulaires. 17,18,19 L’altération de ce réflexe et la diminution de l’acidité gastrique secondaire au défaut de stimulation vagale modifient la résistance naturelle à la surcroissance bactérienne et conduisent à une dégradation du microbiome intestinal. La surcroissance d’organismes pathogènes comme les Clostridies spp. et autres organismes fongiques est fréquente chez les oiseaux atteints. Cette forme classique de la maladie est plus fréquemment remarquée chez les perroquets du Nouveau Monde. Les lésions du système nerveux central impliquent fréquemment le cervelet ou le cerveau. Le développement de manchons périvasculaires cérébraux et les lésions des cellules gliales peuvent être à l’origine de crises convulsives chez les oiseaux atteints. Les lésions du lobe optique conduisent à une cécité corticale, qui peut être réversible avec un traitement efficace. La rupture des couches de cellules de Purkinje, des cellules gliales et des cellules granulaires du cervelet sont à l’origine de troubles des mouvements fins et de l’équilibre, se manifestant par de l’ataxie, des déficits proprioceptifs, des tremblements intentionnels, de l’incoordination, de la dysarthrie (vocalisation anormale), des déficits moteurs et des capacités cognitives réduites. Les espèces de psittaciformes du vieux monde développent souvent ces signes nerveux centraux bien que des lésions du tractus gastro-intestinal concomitantes et sans manifestations cliniques soient habituellement présentes aussi. L’inflammation et la dégénérescence des gaines de myéline des racines nerveuses dorsale, de la substance blanche et des ganglions associés ont été décrites à tous les niveaux de la moelle épinière chez les oiseaux atteints de PDD.20 Les lésions thoracolombaires sont généralement les plus fréquentes et les plus sévères. Le ganglion rachidien de la racine dorsale contient le corps cellulaire des neurones sensoriels qui acheminent l’information de la périphérie vers la moelle épinière. La névrite périphérique associée à la maladie de dilatation du proventricule a été suspectée d’être une cause de destruction des plumes et d’automutilation chez les oiseaux atteints.20 Il a déjà été rapporté que la PDD pouvait également être associée à une myocardite.21 Les lésions affectent plus fréquemment et plus sévèrement la partie droite du cœur. Cette situation pourrait témoigner de la plus grande densité de tissu nerveux dans cette région. De plus, l’innervation parasympathique du cœur est en partie contrôlée par la branche droite du nerf vague qui innerve le noeud sinoatrial. La dilatation du ventricule droit chez les oiseaux atteints a été préalablement décrite. Des arythmies et des changements de pression sanguine peuvent également être observés chez les oiseaux affectés. Les lésions cardiaques peuvent induire une mort subite chez des oiseaux par ailleurs cliniquement normaux. Une étude réalisée chez des oiseaux de compagnie présentant des signes cliniques de PDD a révélé que 66% des oiseaux manifestaient des signes nerveux centraux, 22% manifestaient des signes gastro-intestinaux, 9% montraient un comportement de destruction des plumes et de mutilation et que 9% des cas se présentait sous la forme de mort subite.22 Pathologie Les lésions histologiques caractéristiques de la PDD correspondent à l’existence d’infiltrats inflammatoires lymphocytaires et plasmocytaires des tissus nerveux, un œdème axonal, une dégénérescence des gaines de myéline ainsi qu’un infiltrat périvasculaire de cellules mononuclées des vaisseaux sanguins et des tissus conjonctifs environnant les nerfs atteints.20 Les lésions sont souvent présentes dans les ganglions du tractus gastro-intestinal (ganglionévrite), le système nerveux central (encéphalite, myélite), les nerfs périphériques incluant les nerfs sciatique, brachial et vagal (névrite), ainsi que la rétine (rétinite). Les anomalies peuvent être observées à tous les niveaux de la moelle épinière mais sont particulièrement marquée en région thoracolombaire. Elles regroupent une vacuolation et une spongiose de la substance blanche, un œdème axonal associé à une dégénérescence des gaines de myéline, une infiltration périvasculaire des substances blanche et grise ainsi que des ganglions et des racines nerveuses dorsales associés, et pour finir une gliose. Les lésions peuvent également être observées dans le cœur qui présente alors des lésions de nécrose myocardique focale à diffuse en association avec une infiltration de cellules mononucléaires. Le plexus nerveux intracardiaque du cœur droit est souvent plus sévèrement atteint.20 Les lymphocytes peuvent être répartis diffusément dans l’ensemble de la médulla surrénalienne ou localisés en groupes adjacents au tissu cortical. La pathogénie de la PDD repose sur l’exposition des gangliosides et des protéines, habituellement séquestrées et non exposées au système immunitaire de l’hôte, suite à l’inflammation des ganglions nerveux. Des études réalisées par Rossi et al. ont montré que la libération de protéines G50 provenant des ganglions nerveux produit des lésions pathologiques semblables à celles observées dans la neuropathie auto-immune du syndrome de Guillain Barré.24,25,26,27 La maladie se déclare lorsque la réponse immunitaire de l’hôte cible les protéines exposées et provoque un dysfonctionnement du système nerveux correspondant. Diagnostic La maladie de dilatation du proventricule devrait être incluse dans le diagnostic différentiel pour tout oiseau présentant des signes neurologiques et/ou gastro-intestinaux. Un diagnostic de suspicion peut être avancé à la lumière de l’anamnèse, de l’examen clinique et de l’évaluation radiographique du système digestif. Le diagnostic définitif peut être confirmé en mettant en évidence les lésions histopathologiques caractéristiques dans les tissus des oiseaux atteints. Des radiographies sans et avec contraste ainsi qu’une évaluation fluoroscopique de la motricité gastro-intestinale ont été utilisées pour tenter de poser un diagnostic ante- mortem. La radiologie et l’échographie révèlent souvent divers degrés d’élargissement, d’amincissement et/ou d’impaction du jabot, du proventricule, du ventricule et du duodénum proximal. Le proventricule est souvent fortement dilaté, remplissant la partie gauche de la cavité cœlomique. Il apparait souvent sous la forme d’un « J », provoquant un déplacement ventral et vers la droite du ventricule.28 La dilatation et l’amincissement de la paroi de ces organes peut conduire à une impaction et à une perforation. Des études avec produit de contraste montrent souvent des temps de transit prolongés dans le tractus gastro-intestinal.29 Les résultats des examens de pathologie clinique dans les cas de PDD ne sont pas constants et reflètent généralement l’état de malnutrition, de déshydratation et les infections secondaires qui peuvent apparaître avec cette maladie. Le profil biochimique et la numération sanguine sont généralement normaux bien qu’une hétérophilie absolue et relative, une hypoprotéinémie, une anémie et une entérite bactérienne à Clostridies et agents Gram-négatifs aient été rapportés.28 L’existence d’une stase gastro-intestinale favorise la surcroissance de bactérie Gram-négative et de levures au sein du tractus digestif. Le diagnostic ante-mortem de la PDD peut être confirmé par l’identification d’une ganglionévrite myo-entérique caractéristique sur des biopsies du jabot, du ventricule ou des glandes surrénales.10 Les biopsies de jabot devraient contenir un complexe vasculonerveux visible. Bien que cette méthode ai été rapportée efficace avec une précision de 76% pour le diagnostic ante-mortem de PDD, il a également été rapporté que seuls 76% des oiseaux atteints de PDD présentaient des lésions du jabot.10,30 En pratique, les biopsies du jabot indiquent une PDD dans seulement 30% à 35% des cas.10,31 L’examen post-mortem révèle souvent un état d’émaciation ainsi qu’une distension et une impaction du proventricule et du ventricule. La paroi de ces organes est amincie et une perforation peut être visible. L’examen histologique d’un grand nombre de tissu doit être entrepris chez les oiseaux suspects d’avoir succomber à une PDD. Le jabot, le proventricule, le ventricule, le duodénum, les glandes surrénales, le cœur, la rate et le cerveau sont autant de tissus qui doivent être soumis au laboratoire. Diagnostic différentiel Les tumeurs ou les papillomes du jabot, du proventricule, du ventricule et des intestins, l’ingestion de corps étranger, la mégabactériose et une parasitose peuvent être à l’origine de signes cliniques identiques à ceux de la PDD.10 La vidange du proventricule et du ventricule semble être inhibée dès lors que le tractus intestinal est distendu. Les maladies inflammatoires et néoplasiques du ventricule et du proventricule peuvent également provoquer une stase gastro-intestinale. L’intoxication aux métaux lourds est fréquemment associée à des signes cliniques nerveux centraux mais peut également engendrer une stase gastro-intestinale. Une papillomatose interne peut se manifester par une maladie débilitante chronique qui ressemble à la PDD. La maladie de dilatation du proventricule doit être incluse dans le diagnostic différentiel de tout oiseau présentant une atteinte du système nerveux centrale (SNC). Une lésion traumatique, une intoxication aux métaux lourds, un phénomène néoplasique, une infection virale, bactérienne ou fongique du SNC, des carences nutritionnelles et une hydrocéphalie sont d’autres maladies pouvant se manifester de façon similaire.10 Le Bornavirus Aviaire (ABV) L’ABV L’origine infectieuse de la PDD a longtemps été suspectée compte-tenu de la façon dont elle se dissémine au sein des collections aviaires. Des études de microscopie électronique à transmission réalisée au cours des années 1990 fournirent les premières éléments soutenant une origine virale en démontrant l’existence de corps d’inclusion et de particules ressemblant à des virus enveloppés au sein des plexus myo-entériques, des ganglions cœliaques et des selles fraîches provenant d’oiseau affectés.32 Les tentatives d’isolation de l’agent infectieux échouèrent à cette époque. En 2008, deux groupes de recherche indépendants identifièrent un nouveau virus dans des tissus provenant d’oiseaux atteints de PDD et lui donnèrent le nom de bornavirus aviaire (ABV).33,34 Il fut alors proposé que ce virus soit l’agent causal de la PDD. Des études réalisées ultérieurement apportèrent la confirmation d’une association entre l’infection par l’ABV et la PDD.38,39,40,41,42 Le développement de la maladie a ainsi pu être reproduit par inoculation parentérale des génotypes ABV-2 ou ABV-4 chez des psittaciformes tels que les perruches calopsittes (Nymphicus hollandicus) ou des conures de Patagonie (Cyanoliseus patagonus). Toutefois, l’ABV a également été retrouvé chez des oiseaux sains qui demeurèrent apparemment indemne de maladie pendant des années.35,36,38,39 Les bornavirus sont des virus enveloppés à ARN- monobrin non segmentés. Ils appartiennent à la famille des Bornaviridae et à l’ordre des Mononegavirales. D’autres familles telles que les Filoviridae (Virus du Nil Occidental), les Rhabdoviridae (virus de la rage), et les Paramyxoviridae appartiennent à cet ordre. Actuellement, 15 génotypes de l’ABV ont été identifiés. Récemment, les bornavirus aviaires ont fait l’objet d’une nouvelle classification. Celle-ci comprend les Bornavirus des Psittaciformes 1 (PaBV1,2 ,3 4,7), les Bornavirus des Passériformes 1 (CnBV-1,2,3, pour bornavirus des canaris 1,2,3) and (MuBV-1, pour bornavirus des capucins 1 – Munia en anglais), les Bornavirus des Oiseaux d’eau 1 (ABBV-1, pour bornavirus des oiseaux aquatiques 1 - Aquatic bird bornavirus 1), le Bornavirus des Passériformes 2 (EsBV-1, pour estrildid finch bornavirus 1) et la dénomination provisoire des bornavirus non classés en Bornavirus Aviaires MALL (ABV-MALL), Bornavirus des Perroquets 5 (PaBV-5), Bornavirus des Perroquets 6 (PaBV-6) et Bornavirus des Perroquets 8 (PaBV-8).43 Les PaBV 2 et 4 sont les génotypes prédominants chez les psittaciformes. La variabilité génétique de l’ABV est bien plus importante que celle qui est observée pour le Virus de la Maladie de Borna. Au sein d’un même génotype, les virus partagent 91% à 100% de nucléotides identiques alors que ces valeurs ne sont que de 68% et 85% entre deux génotypes. Des génotypes différents semblent être à l’origine de maladie différente chez des espèces et des individus différents mais la relation précise entre le génotype, l’espèce d’oiseau et la maladie clinique observée reste obscure à ce jour. Par ailleurs, l’infection par un génotype ne semble pas fournir une protection contre un autre. Il est possible qu’une infection simultanée par deux génotypes se produise et pourrait conduire à une maladie d’une plus grande sévérité. Le bornavirus aviaire est largement distribué dans l’organisme des oiseaux infectés.44 Il se reproduit de façon non cytopathique dans le noyau de la cellule hôte et persiste grâce à des mécanismes lui permettant d’échapper au système immunitaire de l’hôte.45 En conséquence, les infections à l’ABV sont considérées être des infections chroniques et à vie. Il est ainsi très peu probable qu’une thérapie anti-virale ou vaccinale puisse éliminer efficacement l’infection. Taux d’infection Le bornavirus Aviaire est largement distribué à la fois au sein des populations d’oiseaux captifs et sauvages. Approximativement 15% à 40% des oiseaux en bonne santé se révèlent être positif lorsque la présence de l’ABV est testé. Lierz a détecté l’ARN de l’ABV chez 27 (45.8%) oiseaux de compagnie d’apparence saine parmi 59.46 Sur 77 oiseaux en bonne santé provenant d’une volière avec un historique de PDD, trente-cinq (45%) furent dépistés positivement lorsque des anticorps sériques spécifiques de l’ABV furent recherchés.47 Une étude menée sur des prélèvements de laboratoires soumis pour la réalisation d’autre tests révéla qu’environ 34% (271/791) des échantillons aviaires, provenant de l’ensemble des Etats-Unis, étaient positif.48 Pratiquement toutes les collections de psittaciformes contiennent des individus infectés par l’ABV. Une étude de grande ampleur a révélé que l’infection par l’ABV est largement répandue au sein des psittaciformes captifs d’Europe. En effet, 23% des 1442 oiseaux testés furent considérés infectés. De façon similaire, un taux d’infection élevé a été observé chez des canaris captifs en Allemagne49 (Rubbenstroth et al., 2013), ainsi que chez certaines populations d’oiseaux d’eau sauvages en Amérique du Nord.49,50 Malgré le pourcentage significatif d’individus infectés par l’ABV au sein des populations d’oiseaux, la fréquence de la maladie clinique associée au bornavirus est beaucoup plus faible. La majorité des oiseaux positifs pour l’ABV ne montre pas de signes cliniques de maladie. Lorsque les signes cliniques sont visibles, la sévérité de la maladie suit un continuum et de nombreux oiseaux ne manifestent que des signes légers. Les oiseaux cliniquement émaciés représentent la forme la plus sévère de cette maladie chronique non traitée. Transmission L’épidémiologie du Virus de la Maladie de Borna n’est à ce jour pas très bien compris. Le bornavirus aviaire est excrété dans les urines et les fécès des oiseaux infectés. La transmission par voie uroféco-orale serait une modalité importante de transmission horizontale mais d’autres voies ne peuvent être exclues. La transmission par le tractus respiratoire et la transmission verticale par l’intermédiaire des œufs a également été évoquée bien que les preuves expérimentales soutenant cette hypothèse soient manquantes à ce jour. Piepenbring et al. ont documenté la réussite de la transmission de l’ABV chez une perruche calopsitte placée au contact d’un groupe d’autres calopsittes qui avaient été infectées expérimentalement par l’ABV-4.38 La plupart des autres études indiquent que la transmission horizontale de l’ABV par contact direct n’est pas efficace chez des oiseaux parvenus à l’envol et immunocompétents.51 Des perruches calopsittes (Nymphicus hollandicus) ont été inoculé avec l’ABV-4 par voie orale et intranasale. Aucun signe clinique de la maladie n’a été observé chez aucun oiseau au cours des 174 jours de la période d’observation. Au terme de l’étude, les examens histopathologique et immunohistochimique n’ont révélé aucune lésion typique de la PDD ni d’antigènes spécifiques de l’ABV chez aucun oiseau.52 Kistler et. al. ont documenté une épidémie importante de PDD au cours de laquelle 13 poussins non sevrés appartenant à plusieurs espèces de psittaciformes moururent.54 Ces observations suggèrent que la transmission de l’ABV pourrait être beaucoup plus efficace chez des oisillons non sevrés possédant un système immunitaire immature par rapport aux individus plus âgés. Des études expérimentales ont montré que les infections à l’ABV pouvaient être induites expérimentalement lorsque le virus est injecté par voie intramusculaire, intraveineuse et intracranienne. Gancz et al. (2009) furent les premiers à démontrer que la PDD pouvait être transmises à des oiseaux sains en utilisant des tissus cérébraux infectés. Ils inoculèrent des perruches calopsittes par l’intermédiaire de multiples voies avec un homogénat de cerveau provenant soit d’un oiseau ABV 4-positif, soit d’un oiseau contrôle PDD-/ABV-. Les oiseaux inoculés avec l’homogénat provenant de l’oiseau contrôle sain demeurèrent en bonne santé, alors que les trois oiseaux inoculés avec l’homogénat de cerveau provenant des oiseaux infectés par l’ABV développèrent à la fois des lésions macroscopiques et microscopiques typiques de la PDD.39 Gray et al. isolèrent l’ABV sur une culture de fibroblaste d’embryon de canard (FED). Après six passages, ces cellules infectées furent injectées par voie intramusculaire à deux conures de Patagonie (Cyanoliseus patagonis). Des signes cliniques de la PDD se développèrent sous 66 jours post-inoculation chez les deux oiseaux testés. L’existence d’une PDD typique fut démontrée par nécropsie et histopathologie. Une Réaction en Chaîne par Polymérase après Transcription Inverse (RT-PCR) a permis de mettre en évidence la présence de la souche inoculée dans les cerveaux des oiseaux testés.40 Piepenbring et al. inoculèrent 18 perruches calopsittes à la fois par voie intracérébrale et intraveineuse en utilisant un isolat d’ABV-4 cultivé sur 6 passages sur une lignée cellulaire de caille (CEC-32). Tous les oiseaux infectés développèrent une infection persistante mais la maladie prenait la forme de tableaux cliniques variables entre les individus. Cinq oiseaux développèrent des signes cliniques de PDD alors que la nécropsie montrait une dilatation du proventricule chez 7 individus sur les 18. Toutefois, tous les oiseaux infectés présentaient une infiltration cellulaire mononucléaire impliquant de nombreux organes et caractéristique de la PDD.38 Certains éléments suggèrent fortement l’existence d’une transmission verticale de l’ABV de la femelle aux œufs chez les psittaciformes et les canaris. Plusieurs études ont montré que les œufs pondus par des femelles infectées étaient positif à l’ABV en utilisant des techniques de Réaction en Chaîne par Polymérase (PCR). 51,55,56,57 L’ultime preuve de l’existence d’une transmission verticale serait fournie par la détection d’une infection productive chez des embryons ou des poussins élevés dans des conditions d’isolement mais cette preuve fait toujours défaut à ce jour. La période d’incubation de la PDD est inconnue. Les observations cliniques suggèrent qu’elle pourrait s’échelonner entre une période aussi courte que quelques semaines jusqu’à une période aussi longue que plusieurs années.8,28 Généralement, il est considéré que la transmission nécessite un contact rapproché sur une longue période entre les oiseaux. A l’inverse d’autres virus à ARN qui présentent une certaine stabilité (Virus du Nil Occidental), les enzymes de type endonucléase environnementales tendent à dégrader rapidement le bornavirus aviaire. Le savon et de la javel diluée semblent être efficaces pour désinfecter les cages et les objets qui ont été au contact avec des individus ABVpositifs. Diagnostic de l’ABV PCR Le diagnostic de la PDD repose historiquement sur l’identification de lésions histologiques sur des tissus biopsiés ou de nécropsie. Suite à la découverte de l’association entre l’ABV et la PDD, les tests diagnostiques se sont ensuite orientés vers la détection de l’acide ribonucléique (ARN) de l’ABV par RT-PCR chez les oiseaux atteints. La détection ante-mortem de l’infection virale chez les oiseaux infectés naturellement ou expérimentalement représente toutefois un défi. Les urines, les selles ou des écouvillons cloacaux sont les prélèvements censés contenir le virus le plus souvent. Néanmoins, l’utilisation d’un prélèvement de sang entier en association avec un écouvillon choanal et cloacal pourrait avoir une meilleure sensibilité. Les écouvillons fécaux sont moins préférables dans la mesure où des ARNases et d’autres agents inhibiteurs et de dégradation peuvent rapidement altérer l’ARN viral dans ces prélèvements. Les écouvillons cloacaux, quant à eux, sous-estiment probablement la prévalence de l’infection à l’ABV. Il a été décrit à la fois chez des perroquets infectés naturellement et expérimentalement que l’excrétion uro-fécale de l’ABV est intermittente. Cette situation peut conduire à un test dont le résultat est faussement négatif. 38,58,59 Une étude recommande l’utilisation du calamus des plumes pour tester la présence des ARN de l’ABV.60 La plupart des autres chercheurs présents au Forum de Recherche sur l’ABV en 2014 parviennent au consensus qu’il ne s’agit pas d’un échantillon approprié pour détecter l’ABV avec précision. 9 Il est important de noter qu’il n’existe pas de méthode de test standardisée ni constant entre les différents laboratoires offrant ce service. Les taux de tests positifs à l’ABV rapportés par les différents universités et laboratoires commerciaux varient entre 3% et 33%. Les génotypes des ABV connus possèdent des séquences présentant seulement 68% à 85% de similarités. En conséquence, certains tests pourraient ne pas être capables de détecter tous les génotypes de l’ABV. Les primers ont été conçus pour cibler les gènes de la nucléocapside (N), de la matrice (M), de la phosphoprotéine (P) et de la polymérase (L). Les tests conçus pour détecter les séquences génétiques de M et de la N immunodominante ont montré une sensibilité élevée et équivalente.35 Ceux recherchant les gènes de L et P sont généralement moins précis. L’ARN de l’ABV a été détecté avec succès en utilisant soit des RT-PCR sur gel ou des RT-PCR en temps réel. Les tests de PCR en temps-réel se sont révélés être la technique la plus sensible des deux. Sérologie Les tests sérologiques ont été utilisés pour dépister les oiseaux infectés ou exposés à l’ABV. Les tests d’immunofluorescence indirects sont préférés par de nombreux chercheurs, particulièrement en Europe. Les chercheurs aux Etats-Unis tendent plutôt à utiliser les tests de Western Blot. 61,62 Les deux techniques semblent être sensibles et spécifiques. En revanche, elles ne permettent pas de distinguer les oiseaux malades de ceux qui sont porteurs asymptomatiques. Tous les oiseaux excrétant de l’ARN viral ne sont pas sérologiquement positif.47 Cette inadéquation entre l’excrétion virale, la présence d’anticorps et la maladie clinique est maintenant bien décrite chez les perroquets infectés par l’ABV. 38,62,63 Une étude de grande ampleur réalisée sur des psittaciformes en captivité a montré que l’excrétion virale et la présence d’anticorps ne coïncidaient que pour un échantillon sur cinq.36 Une autre étude réalisée sur des psittaciformes sauvages a révélé que 50% des oiseaux positifs pour l’ARN de l’ABV n’avaient pas d’anticorps contre l’ABV par des techniques d’immunofluorescence.11 De nombreux oiseaux apparemment en bonne santé peuvent néanmoins être séronégatif en excrétant de l’ABV dans leur selles de façon concomitante. Une étude de grande ampleur a été menée chez des psittaciformes captifs en Europe et a montré que 17% des oiseaux présentaient des anticorps détectables.36 Les différents bornavirus ont conservé la caractéristique de produire une infection diffuse asymptomatique et persistante, se manifestant moins fréquemment par une maladie clinique. Cette singularité pourrait être attribuée à leur absence d’effet cytopathique et leur capacité à échapper à la reconnaissance du système immunitaire inné. Les tests sérologiques détectant les anticorps anti-ganglioside semblent dépister de façon plus précise les oiseaux atteints cliniquement. Les anticorps anti-gangliosides sont utilisés comme témoins d’une maladie à médiation immunitaire et sont activés par une grande diversité d’éléments pathogènes. Des niveaux élevés d’anticorps anti-gangliosides ont été détectés dans 15.5% des 650 échantillons de sérum aviaire et dans 98% des cas d’oiseaux symptomatiques et positif histologiquement à la PDD.65 Des études supplémentaires sont nécessaires pour déterminer la sensibilité et la spécificité des auto-anticorps antiganglioside dans le diagnostic de la PDD. Pathogénie de la PDD Les études d’infection expérimentale de l’ABV ont satisfait au postulat de Koch et ont prouvé que ce virus était une cause de PDD chez les oiseaux. Certains chercheurs suggèrent qu’il soit la seule cause de PDD chez les oiseaux.66 S’il est clair que l’ABV est un agent causal de la PDD, la relation entre l’ABV et la pathogénie de cette maladie demeure peu clair. Ce virus peut induire une inflammation et la destruction spécifique de neurones et de cellules gliales alors qu’il n’a pas d’effet cytopathique. Cette destruction cellulaire est induite par une cytotoxicité des cellules T. Les troubles neurologiques se développent parallèlement à la présence de cellules T CD8+. Rossi et al. ont démontré le dépôts de complexes immuns autour des ganglions nerveux affectés en association avec une expression positive élevée des fractions du complément par immunofluorescence chez des oiseaux atteints de PDD clinique.65 Cette équipe suggère que la PDD soit induite par un mécanisme auto-immun, suivant une pathogénèse similaire à celle du syndrome de Guillain Barré où les gangliosides jouent le rôle d’antigène majeure. Pour tester cette hypothèse, six perruches calopsittes (Nymphicus hollandicus) ont été infectées par voie intrapéritonéale (IP) ou orale avec des gangliosides aviaires purifiés. Un mois postinoculation, 100% des perruches inoculées IP et 33% de celles inoculées oralement développèrent des signes neurologiques et gastro-intestinaux compatibles avec la PDD. Quatre des oiseaux montrèrent une ganglionévrite lymphoplasmocytaire classique sur des biopsies du jabot et tous présentaient des modifications histopathologiques compatibles avec la PDD.67 Ces résultats justifient l’approfondissement des recherches relatives aux mécanismes de réaction auto-immunitaire contre les gangliosides nerveux et leur implication possible dans la pathogénèse de la PDD. Traitement Historiquement, la PDD était une maladie fatale chez les psittaciformes avec un taux de mortalité frôlant les 100%. La plupart des oiseaux succombent d’inanition, d’infection secondaire ou de désordre du système nerveux central suite à un affaiblissement chronique, et ce, malgré la mise en place de traitements de soutien adaptés. La ganglionévrite et l’encéphalomyélite associées à la PDD sont de nature inflammatoire. Leur caractère chronique contribue à la nature progressive et débilitante de la maladie. Le raisonnement sous-tendant l’approche thérapeutique était que la diminution de cette réaction inflammatoire devait conduire à une amélioration clinique, voire une résolution des signes cliniques chez les oiseaux affectés. En 2002, nous avons pu démontrer la rémission d’une PDD clinique en inhibant les cyclo-oxygénases (COX-2). 68 Depuis, les cliniciens ont appris à reconnaître les signes cliniques précoces de la ganglionévrite aviaire et la variabilité de ses manifestations dans un contexte clinique. L’utilisation d’inhibiteurs préférentiels et sélectifs des COX-2 a permis d’améliorer et d’allonger la qualité de vie des oiseaux affectés. Des agents prokinétiques sur le système gastro-intestinal tels que le Cisapride (Propulsid, Janssen Pharmaceutica Inc. Titusville, NJ,USA) et le métoclopramide (Reglan, Schwarz Pharma, Seymour, IN,USA) sont utiles pour améliorer le transit chez les oiseaux dont le système digestif est affecté, et ce d’autant plus que le traitement est précoce. Une thérapie antifongique et antibiotique appropriée doit également être instaurée de sorte à contrôler le développement d’agents anaérobes intestinaux, de levures et de Macrorhabdus chez ces individus. Les maladies du tractus gastro-intestinal provoquent une altération du microbiome intestinal. L’utilisation de probiotiques et de prébiotiques (Sivoy, Rome, Italy) peut se révéler utile pour restaurer un environnement intestinal normal. L’utilisation d’acides gras de type Omega est également utile pour réduire l’inflammation et présente un bénéfice clinique chez les oiseaux atteints.70 Des régimes semiélémentaires tels que les formulations Omnivore et Carnivore de la gamme Emeraid (Lafeber Emeraid LLC, Cornell, IL, USA) nécessitent une digestion limitée et fournissent une source de nutriments essentiels et d’acides gras Oméga facilement absorbables. Le foie est souvent exposé à un flux de bactérie provenant de l’environnement intestinal anormal chez les oiseaux souffrant de PDD. Des suppléments naturels à base de plante comme le Chardon-Marie (Milk Thistle, Faible degré d’alcool, Gaia herbs, Brevard, NC, USA) et le gingembre (Racine de Gingembre (Ginger Root), Certifié biologique, Gaia herbs, Brevard, NC, USA) sont utiles afin de réduire l’inflammation, préserver le fonctionnement hépatique, et améliorer le transit dans le tractus gastro-intestinal. La gabapentine (Neurontin, Pfizer, New York, NY, USA) est de plus en plus utilisée chez les oiseaux comme thérapie adjuvante dans le traitement de l’auto-mutilation et pour contrôler la douleur neurogénique. Il s’agit d’un complément utile dans la gestion médicale des oiseaux atteints de ganglionévrite aviaire. Les signes cliniques chez les oiseaux atteints tendent à augmenter lorsque l’activité reproductrice commence. La réduction du stress associé à une activité hormonale élevée peut être obtenue en utilisant l’acétate de leuprolide (Lupron Depot, AbbVie, Chicago, IL, USA) ou les implants de desloréline (Suprelorin, Virbac Santé Animale, Fort Worth, TX, USA), et présente un effet très bénéfique Le virus de la Maladie de Borna des Mammifères présente une grande sensibilité à la Ribavirine (Virazole, Valeant Pharmaceuticals International, Bridgewater, NJ, USA), un analogue ribonucléique qui arrête la synthèse d’ARN viral. A ce jour, l’utilisation de cette molécule ou d’autres agents antiviraux dans le traitement de la bornavirose aviaire n’a pas été évalué de façon adéquate ou n’a pas mis en évidence de résultats satisfaisant. Une thérapie immunomodulatrice faisant appel à l’utilisation d’extraits de Mycobacterium bovis pour rediriger les cellules CD4+ T spécifiques d’antigène activées vers des sites d’inflammation locale a permis de moduler l’initiation et la progression d’une maladie auto-immune médiée par les cellules Th1 et affectant le système nerveux central et périphérique. Ce groupe de recherche a trouvé que l’amélioration clinique d’oiseaux malades était significative lorsque cette approche était associée à une thérapie sélective anti-COX-2.69 Avec de la patience, de la persévérance, un traitement prolongé, une réduction du stress et une attention particulière à la correction des problèmes secondaires, de nombreux oiseaux cliniquement atteint par l’ABV peuvent voir leur qualité de vie et leur longévité être significativement améliorées. L’instauration d’un plan thérapeutique approprié est plus efficace au début de la maladie. Les traitements peuvent ainsi être moins fructueux chez les oiseaux sévèrement atteints. Formulaire Celecoxib (Celebrex, Pfizer Inc.,Mission,KS, USA), 30-40 mg/kg BID PO, initialement. La dose d’entretien est de 15-30 mg/kg BID PO. Lors d’implication du système nerveux central, la dose est de 60-80 mg/kg BID PO. Robenacoxib (Onsior, Novartis Animal Health,NorthRyde, NSW) Robenacoxib, 2-10 mg/kg IM une fois par semaine, puis une fois par mois69 Meloxicam (Metacam, Boehringer Ingelheim Vetmedica Inc., St. Joseph, MO USA). Un inhibiteur préférentiel – non sélectif – des COX-2). 0.5 mg/kg IM, PO une fois par jour; La présentation orale est formulée pour les espèces canines et pourrait avoir une biodisponibilité plus faible chez les oiseaux. Un essai clinique a montré que son utilisation exacerbait les signes cliniques de la maladie chez des perruches calopsittes (Nymphicus hollandicus) infectées par l’ABV.71 Gabapentin (Pfizer) 10-25mg/kg BID PO jusqu’à 50 mg/kg BID PO chez les oiseaux présentant de l’auto-mutilation (Cathy Johnson-Delaney, communication écrite, 2015) Références 1. Clark FD. Proventricular dilatation syndrome in large psittacine birds.Avian Dis. 1984 Jul-Sep;28(3):813-5. 2. Gerlach H. Uber das Sog. “MacawWasting Syndrome.” Vortrag, 4. Arbeitstagung der Zootierarzte im deutschsprachigen Raum. Munster. 24-25 Nov. 1984. 3. Graham DL. Infiltrative splachnic neuropathy, a component of the “wasting macaw” complex. Proc. Int. Conf. on Avian Med., Toronto. P 275.1984 4. Hughes PE. The pathology of myentericganglioneuritis, psittacine encephalomyelitis, proventricular dilatation of psittacines, and macaw wasting syndrome. Proc 33rd West Poult Dis Conf. 1984;85–87. 5. Phalen DN. 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