Variation du signal olfactif lié à la pollinisation chez des plantes
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UNIVERSITÉ MONTPELLIER II SCIENCES ET TECHNIQUES DU LANGUEDOC Mémoire de Master 1 Variation du signal olfactif lié à la pollinisation chez des plantes Néotropicales : cas des Aracées et des Ficus en Guyane française Mathieu Duvignau Du 1er Mars au 31 Août 2011 Sous la direction de : Marc Gibernau (CNRS, UMR 8172 EcoFoG) Marion Chartier (CNRS, UMR 8172 EcoFoG) Finn Kjellberg (CNRS, UMR 5175 CEFE) Lucie Conchou (CNRS, UMR 5175 CEFE) Laboratoires d’accueil : UMR EcoFoG Campus agronomique -BP 316- F-97379 Kourou Centre d’Ecologie Fonctionnelle et Evolutive – UMR 5175 -1919 Route de Mende – F34293 Monpellier cedex 5 Table des matières I. Introduction…………………………………………………….………...1 II. Matériel et méthodes………………………………………….………….5 1. Interaction Aracées-Cyclocephala.................................................5 2. Interaction Ficus-insectes associés………………………………7 III. Résultats 1. Interaction Aracées-Cyclocephala……………………………….11 2. Interaction Ficus-insectes associés………………………………13 IV. Discussion…………………………………………………………………16 V. Conclusion……………………………………………………….………..20 VI. VII. Références bibliographiques Webographie VIII. Annexes IX. Résumé Introduction La pollinisation entre les insectes et les plantes à fleurs remonte à environ 135 Ma (Barth, 1991). Elle a accompagné les angiospermes depuis leur origine jusqu’à leur apogée (Labandeira et al. 2007). Ce processus de pollinisation nécessite l’attraction d’un insecte au minimum à deux reprises : une première fois pour prélever le pollen des étamines, et une seconde fois pour le déposer sur des stigmates réceptifs. L’insecte pollinisateur, qui visite les fleurs pour obtenir à l’origine une ressource, est donc un facteur sélectif important qui joue directement sur le succès reproducteur de la plante. Comment attirer un insecte ? Par un signal (visuel, olfactif) associé à une récompense (nourriture, site de ponte…). Lorsque le signal est honnête, on peut qualifier cette interaction de mutualiste car le bilan global de l’interaction est positif pour les deux protagonistes. Il existe cependant des cas de pollinisation par duperie. Dans ce cas, la plante diminue ses coûts énergétiques en émettant un signal mais sans fournir de récompense pour l’insecte pollinisateur : le signal véhicule alors une information malhonnête. Par exemple, certains Ophrys (Orchidaceae) miment les phéromones et la forme d’un partenaire sexuel potentiel pour attirer des abeilles mâles (Ayasse et al. 2000). Les signaux olfactifs peuvent varier, que ce soit dans le temps (par exemple avec les différents stades de maturation d’une fleur), et dans l’espace (entre plusieurs populations) (Chartier et al. 2011). La nature de ces variations peut être quantitative (nombre et proportion relative de composés émis) et qualitative (nature des composés) (Raguso et al. 2008). Le but de cette étude est d’une part d’évaluer la nature et la quantité de composés volatils émis chez des plantes de deux familles d’Angiospermes différentes et d’autre part d’étudier les variations interspécifiques et temporelles de ces mêmes composés. Ces variations semblent être intimement liées aux interactions que les plantes partagent avec différents types d’insectes. La première partie portera sur un mutualisme de pollinisation entre quatre genres d’Aracées néotropicales (Figure1) et leurs relations spécialisées avec les coléoptères du genre Cyclocephala (Figure3). La seconde portera sur la relation de parasitisme entre une espèce de Ficus (Figure 4) et sa guilde d’insectes parasites (Chalcidiens) (Figure 5) venant pondre dans les figues par l’extérieur et donc sans les polliniser. 1 Figure 1 : « A » : Inflorescence de Caladium bicolor, « B » : Inflorescence de Dieffenbachia seguine, « C » : Inflorescence de Montrichardia linifera, « D » : Inflorescence de Philodendron acutatum. Figure 2 : « E » : Population de Montrichardia linifera dans les marais de Kaw, « F » : Agrandissement de pollen sur une inflorescence de Montrichardia linifera. Figure 3 : « G » : Cyclocephala colasi, « H » : Cyclocephala rufovaria Premier cas : l’interaction Aracées-Cyclocephala Les Aracées en Guyane française sont principalement pollinisées par des coléoptères (cantharophilie). Lors de la réceptivité stigmatique, l’inflorescence émet une odeur attirant les coléoptères jusqu’à une chambre florale située à la base de l’inflorescence. En plus de servir de site de rencontre, cette chambre florale offre également aux insectes de la nourriture grâce à des fleurs stériles présentes sur une partie de l’axe florifère. Le cycle dure deux jours. Les insectes arrivent le premier soir, lors de la réceptivité des fleurs femelles et repartent le second soir lorsque le pollen est émis (Figure 2-F). Si les insectes rentrent à nouveau dans une inflorescence, ils assurent la pollinisation croisée. Les deux partenaires (plantes et pollinisateurs) tirent donc profit de ce système de pollinisation. La plante est pollinisée et disperse son pollen, et l’insecte se voit « offrir » nourriture et site de rencontre. C’est un mutualisme par imbrication des cycles de reproduction (Chartier et al. 2010). La biologie et l’écologie de plusieurs genres d’Aracées cantharophiles ont été étudiées au Brésil et en Guyane française ces dernières années comme Philodendron (Gibernau et al. 1999, 2000, Gibernau & Barabé 2002, Maia et al. 2010), Montrichardia (Gibernau et al. 2003, Maia et al. données non publiées), Caladium (Maia & Schlindwein 2006), Dieffenbachia (Young 1988) et Taccarum (Maia et al. 2010). Ces études montrent des cycles de pollinisation similaires suggérant une adaptation/spécialisation des inflorescences aux Cyclocephala (Coléoptères, Scarabaeidae). Si l’attraction olfactive est supposée jouer un rôle central dans ce système de pollinisation, cela n’a été étudié que sur deux espèces (Gottsberger & Silberbauer-Gottsberger 1991, Maia et al. 2010). Par ailleurs, les odeurs florales d’Aracées cantharophiles ont fait l’objet de peu d’études (Gibernau et al. 2003, Maia et al. 2010). Récemment, il a été montré que Philodendron acutatum au Brésil est pollinisé par une seule espèce, Cyclocephala celata, alors que d’autres espèces de Cyclocephala sont présentes dans le milieu (Maia et al. 2010). Cette forte spécificité du pollinisateur est associée à une odeur très simple composée seulement de deux molécules majoritaires rares (le dihydro-β-ionone et le 2-hydroxy-5-méhyle-3-hexanone). On peut faire l’hypothèse que ce schéma se répète de la même manière chez les autres espèces d’Aracées cantharophiles de Guyane française. Nous essaierons dans cette étude de comprendre et d’analyser les différents composés organiques volatils qui composent l’odeur des inflorescences de quatre genres d’Aracées néotropicales en Guyane française. Nous tenterons ensuite de trouver des corrélations entre la nature et la 2 Figure 4 : « I » : Figues de Ficus guianensis en phase de pré-réceptivité, « J » : parasite Aepocerus pondant à l’extérieur d’une figue, « K » : figues à post-réceptivité dont certaines sont mûres. On peut voir les trous d’émergences d’où sortent les insectes sur certaines des figues. (Photographies : Finn Kjellberg). Figure 5 : Parasites Chalcidiens capturés sur 5 Ficus guianensis vus sous loupe binoculaire (x10). « L » : Aepocerus sp, « M » : Physothorax sp1, « N » : Physothorax sp2. (Photographies : Lucie Conchou). Figure 6 : « O » : coupe d’une figue de F. guianensis au stade réceptif, « P » : gros plan sur les stigmates « plumeux » signe de la réceptivité des fleurs femelles de la figue, « Q » : femelle fondatrice (Agaonidé) pondant à l’intérieur de la figue, « R » : coupe d’une figue de F. guianensis en phase post-réceptive où l’on peut voir la présence de larves d’insectes et de graines en formation. (Photographies : Finn Kjellberg). quantité de ces différents composés et la nature des Cyclocephalas présents dans l’inflorescence de chacune des espèces étudiées. Grâce aux études récentes d’Artur Maia sur plusieurs espèces d’Aracées cantharophiles du Brésil, nous pourrons, en plus des comparaisons interspécifiques en Guyane française, étudier les variations géographiques entre les composés volatils d’espèces d’Aracées présentes au Brésil et en Guyane française ainsi que leurs pollinisateurs respectifs. Deuxième cas : l’interaction Ficus-insectes associés Un des exemples les plus poussé de la coévolution entre les plantes à fleurs et leurs insectes pollinisateurs est le cas des Ficus et des micro-hyménoptères Agaonidés qui partagent un mutualisme strict de type « nursery pollination » (Hossaert-McKey et al. 2010). Dans cette relation, la figue, en échange d’être pollinisée, va être utilisée comme site de ponte par ses insectes pollinisateurs. Le pollinisateur femelle Agaonidé chargé de pollen pénètre à l’intérieur d’une figue prête à être pollinisée (phase réceptive) (Figure 6-O et P). Elle va pondre ses œufs dans certaines fleurs femelles et en polliniser d’autres (Figure 6-Q). A partir de cette étape, des graines et des galles vont se développer à l’intérieur de la figue (phase post-réceptive) (Figure 6-R). A maturité, les insectes mâles vont féconder les insectes femelles à l’intérieur de la figue. Ces nouvelles femelles fondatrices quitteront leur figue, fécondées et chargées de pollen à la recherche de nouvelles figues réceptives. Suite à l’émergence des nouvelles fondatrices, la figue va finir de mûrir (Figure 4-K) et les graines seront dispersées par zoochorie. Cependant, cette interaction est perturbée par une guilde d’insectes parasites (Chalcidoidés) associés au Ficus (Figure 5), se servant également des figues comme sites de pontes mais sans en assurer la pollinisation, car pondant de l’extérieur de la figue à l’aide d’un ovipositeur plus ou moins long (Cook & Rasplus 2003) (Figure 4-J). La guilde d’insectes parasites est organisée en fonction du moment de ponte de chaque espèce. Certaines pondent en phase pré-réceptive, d’autre pondent après le pollinisateur. La durée de développement est ajustée de telle sorte que tous les insectes parasites sortent au même moment que les pollinisateurs. Le caractère strict des interactions Ficus-insectes associé à la forte synchronisation des cycles de vie impliquent l’utilisation de signaux permettant aux insectes de reconnaître leur Ficus 3 FICUS SECTIONS F. maxima Pharmacosyceae F. piresiana Pharmacosyceae F. insipida Pharmacosyceae F. guianensis (à petites figues) Americana F. greiffiana Americana F. albert-smithii Americana F. cabalina Americana F. guianensis (à grosses figues) Americana F. trigona Americana F. malacocarpa Americana F. maroniensis Americana F. schumacheri Americana F. Gomeleira Americana F. donnel-smithii Americana F. nymphaeifolia Americana F. pakkensis Americana F. paraensis Americana F. duckeana Americana F. broadwayii Americana F. pertusa Americana F. padifolia Americana F. amazonica Americana F. catappifolia Americana F. cremersii Americana Tableau 1 : Liste des espèces de Ficus de Guyane. Les 5 espèces en vert foncé représentent des espèces phylogénétiquement proches. hôte et d’identifier le moment propice à leur ponte. Il a été montré que ces signaux étaient principalement olfactifs chez les pollinisateurs (Gibernau et al. 1998) et les parasites Chalcidiens (Proffit et al. 2007). Des tests de réponses aux odeurs ont montré qu’un pollinisateur est attiré uniquement par l’odeur de son figuier hôte à réceptivité plutôt que par une autre espèce de figuier également à réceptivité (Proffit et al. 2009). De plus, le pollinisateur est attiré spécifiquement par une odeur de figue à réceptivité et non par l’odeur d’une figue pré-réceptive ou post-réceptive de son espèce de figuier hôte (Proffit et al. 2007). Les Ficus sont sélectionnés pour produire une odeur spécifique qui attire les pollinisateurs (Chen et al. 2009). En dehors de la réceptivité, nous faisons l’hypothèse que le figuier est sélectionné pour être cryptique rendant plus difficile sa détection par les parasites pondant à ces moments là. La question de cette seconde partie sera de savoir si chez une espèce de figuier (F. guianensis), les figues hors période de réceptivité sont mimétiques des odeurs foliaires, limitant ainsi l’attraction des parasites. Nous chercherons à comprendre la relation entre la communication olfactive chez F. guianensis et les séquences de visites de la communauté de parasites qui lui sont associés. Nous étudierons donc la variation d’odeur des figues de F. guianensis au cours de leur développement, ainsi que la séquence temporelle de présence sur l’arbre et de visite par les différents chalcidiens parasites. 4 I. Matériel et méthodes 1. Interaction Aracées-Cyclocephala Sites et modèles d’étude Cette partie de l’étude s’est déroulée en Guyane, du mois de juin au mois d’août 2011. Pour étudier les interactions Aracées-Cyclocephalas, quatre espèces d’Araceae et quatre sites d’études ont été retenus. Le premier site où l’on trouve une population de Montrichardia linifera (Arruda) et de Philodendron acutatum (Schott) est sur le bas coté de la RN1 à 1 km après la sortie de Kourou en direction de Cayenne. Le second site est en plein milieu de la réserve Naturelle de Kaw et présente une importante population de Montrichardia linifera (Figure 2-E). Le troisième site est sur la route de « Guatemala » au sud de Kourou parallèle à la RN1 et présente une population de Caladium bicolor (Aiton). Le quatrième site se trouve sur le Campus Agronomique de l’UMR ECOFOG à Kourou où l’on trouve une population de Dieffenbachia seguine (Schott). Protocole d’extraction des composés volatils Pour Caladium bicolor, Dieffenbachia seguine, et Philodendron acutatum, les odeurs ont été collectées sur pied. Les inflorescences de Montrichardia étant trop élevées, la tige a été coupée à environ 50 cm de l’inflorescence avec un scalpel mouillé et immédiatement plongée dans de l’eau. L’odeur a été collectée moins de 20 minutes après la coupe. 5 odeurs de Caladium, 4 odeurs de Dieffenbachia, 2 odeurs de Philodendron, 4 odeurs de Montrichardia au niveau de la RN1 et 4 odeurs de Montrichardia à Kaw ont été collectées. Les odeurs ont été collectées par la méthode de micro extraction sur phase solide (SPME) : les composés organiques volatils sont ab/adsorbés sur une fibre inerte fixée au bout d’une seringue modifiée et revêtue d’un polymère ab/adsorbant (Tholl et al., 2006) (Figure 8). Les fibres utilisées sont du type StableFlex™ SPME Fiber, 65 µm PDMS-DVB Coating for Manual holder (Supelco®). Pour la collecte d’odeurs, les inflorescences étaient ensachées avec un sac Nalophan® (entre 18h30 et minuit), au moment où le spadice chauffait et émettait des composés volatils (COV) (Figure 7-S). Le haut du sac n’a pas été fermé (head-space ouvert) à cause de la chaleur produite par les inflorescences évitant ainsi la condensation sur le sac susceptible d’altérer l’absorbtion des composés sur la fibre. 5 Figure 7 : « S » : Inflorescence de Montrichardia linifera ensachée dans un sac Nalophan®, « T » : extraction de l’odeur d’une inflorescence de Montrichardia linifera à l’aide d’une fibre SPME. Figure 8 : Schéma d’une fibre SPME. La fibre SPME était ensuite positionnée à quelques centimètres de l’inflorescence pendant 20 minutes. Pour chacune des extractions, l’odeur d’un sac témoin vide fermé (Head-space fermé) a été prise. Analyse des odeurs florales Les analyses GC-MS ont été réalisées au laboratoire L3MA (EcoFoG) à Cayenne. Les fibres ont été désorbées pendant 5 secondes (avec une température de 250°C au niveau de l’injecteur) en splitless (toutes les molécules sont envoyées dans la colonne), dans un chromatographe (Varian 450) équipé d’une colonne capillaire (Factor Ford™ VF-5ms, 30m x 0.25mm ; 0.25µm) couplée à un spectromètre de masse (Varian 240MS) (Figure9). La température de la colonne a été maintenue à 50°C durant 2 minutes après l’injection, puis a augmenté progressivement jusqu’à 200°C à raison de 5°C/min, puis a finalement atteint 250°C à une vitesse de 10°C/min, puis a été maintenue à 250°C pendant 1min. Les pics de chaque chromatogramme obtenu (Figure 10) ont été intégrés manuellement. Le pourcentage d’aire relative de chaque pic a été calculé. Les pics correspondants à des pollutions (fibres, colonnes, air extérieur) ont été identifiés à l’aide des témoins et supprimés. Ensuite, seuls les pics représentants plus de 1% de l’aire totale des pics par chromatogramme ont été gardés. Les COV ont ensuite été identifiés grâce aux banques de données NIST, ADAMS ainsi que des bases de données construites au laboratoire L3MA (EcoFoG) de Cayenne. La confirmation ou la correction des identifications a été possible grâce à l’aide précieuse de M. Jean-Marie Bessière (CEFE, Montpellier). Analyses statistiques Les analyses statistiques ont été faites avec le logiciel R 2.13.1. Les différences des odeurs florales ont été visualisées avec la méthode de positionnement multidimensionnel non métrique (non-metricMDS) basée sur le pourcentage relatif de mélange des composés (fonction metaMDS() du package vegan). Cette méthode optimise la représentation en deux dimensions des différences entre les échantillons. Pour cela, une matrice de distances entre chaque échantillon est créée et les points (représentants les bouquets floraux de chaque inflorescence) sont disposés de la façon la plus juste possible dans un plan en deux dimensions en prenant soin de minimiser la valeur de stress (qui correspond au pourcentage des différences mal/non représentés sur le graphique). 6 Figure 9 : Photographie de la GC-MS du laboratoire L3MA (EcoFoG) à Cayenne. La représentation nMDS a été faite en utilisant l’indice de Gower qui standardise les différences de variances entre groupes (indice qui permettait une meilleure visualisation des différences d’odeurs intra spécifiques). Puisque les conditions de normalité et d’homoscédasticité n’étaient pas respectées, les comparaisons des différentes odeurs florales entre les populations/espèces ont été faites à l’aide d’une Analyse Multivariée des Variances Non Paramétrique (npMANOVA, fonction adonis() du package vegan) en utilisant l’indice de dissimilarité de Gower. Le même test a été utilisé en post hoc. Ensuite, pour voir si au sein de certaines espèces, les odeurs variaient plus entre les individus que dans d’autres, nous avons comparé les distances de Gower moyennes de chaque espèce avec un test non paramétrique de Kruskal-Wallis (fonction kruskal.test() du package stats). 2. Interactions Ficus-insectes associés Sites et durée de l’étude L’étude s’est déroulée en Guyane de mars à mai 2011, s’étalant sur deux saisons : le « petit été de mars » et la « grande saison des pluies ». Le travail de terrain a été effectué sur un triangle d’environ soixante kilomètres de coté passant par les villes de Kourou et Sinnamary jusqu’au barrage de Petit Saut. L’étude s’étendait également à la Piste de St Elie à une dizaine de kilomètres au nord de Sinnamary ainsi qu’à la « route de l’Anse », une piste longeant le littoral à la sortie de Sinnamary. Modèle d’étude L’étude a porté sur les Ficus américains de Guyane française. Nous avons travaillé sur 24 espèces appartenant aux sections Pharmacosyceae et Americana (Tableau 1). On retrouve au sein de la section Americana un groupe de cinq espèces de Ficus phylogénétiquement proches. Un suivi plus poussé a été réalisé sur une de ces espèces : Ficus guianensis (résultats présentés ici). Expériences-manipulations Un suivi régulier (au minimum une fois par semaine) a été effectué sur l’ensemble des 276 figuiers de cette étude. Ce suivi consistait à chercher à détecter l’apparition des bourgeons à figues puis à suivre leur développement. 7 MCounts SPME3 Caladium.SMS Chan: 1 Chan: 1 30 20 10 0 MCounts SPME20 Dieffenbachia.SMS Chan: 1 Chan: 1 7 6 5 4 3 2 1 0 MCounts 25 Chan: 1 SPME29 Montrichardia kaw.SMS Chan: 1 20 15 10 5 0 MCounts SPME21Philodenron acutatum.SMS Chan: 1 Chan: 1 40 30 20 10 0 5 10 15 20 25 30 35 minutes Figure 10 : Exemples de chromatogrammes des odeurs des inflorescences de Caladium bicolor, Dieffenbachia seguine, Montrichardia linifera et Philodendron acutatum. Chaque pic correspond à un composé. Une attention particulière a porté sur la détection du stade de réceptivité des figues pour prélever des odeurs à réceptivité et pour effectuer un suivi temporel de celles-ci. Chez F. guianensis, nous avons collecté les odeurs de figues et de feuilles à pré-réceptivité et à réceptivité, puis après pollinisation, les odeurs de feuilles et de figues post-réceptives ont été prélevées tous les 4 jours. Le suivi a été réalisé sur 5 individus. A chaque fois, nous avons pris l’odeur et nous avons fait un suivi d’une heure à deux observateurs sur le figuier en question pour capturer tous les chalcidiens parasites en train de pondre sur les figues. Nous avons capturé ces insectes à l’aide d’un aspirateur à insectes. Nous avons répété cette opération tous les 4 jours jusqu’à ce que les insectes émergent des figues. Les parasites capturés à chaque étape ont été comptés, répertoriés, identifiés sous loupe binoculaire puis mis en tube dans de l’alcool à 70%. Au moment de l’émergence, les figues étaient mis dans des gobelets en plastique, puis les insectes émergents étaient identifiés puis mis en alcool. Protocole d’extraction des composés volatils Pour les extractions de composés volatils, nous avons utilisé la technique du « Head-space ». Cette technique d’extraction consiste à enfermer les différents organes de la plante (figues ou feuilles en l’occurrence) dans des sacs inertes en polyéthylène téréphtalate (Nalophan®) puis d’aspirer l’air contenu dans le sac à travers des filtres chromatoprobes (Figure 11). Les filtres ont été fabriqués au CEFE (UMR 5175, Montpellier). Les extrémités de tubes de verre Varian ont été limées (Longueur : 15.24mm, diamètre : 2.47mm). Les tubes ont ensuite été remplis par une phase adsorbante (1.5 mg de Tenax TA 60-80, 1.5 mg de carbotrap 20-40) bloquée entre deux bouchons de laine de verre. Les extractions ont été effectuées sur le terrain ou au laboratoire ECOFOG en extérieur. Le kit d’extraction se composait d’une batterie, d’une pompe (KNF Neuberger®, N86KNDC) réglée en position aspirante, de deux débitmètres pour régler le flux d’air pendant l’extraction ainsi que de plusieurs tuyaux, divers embouts et des filtres chromatoprobes (Figure 12). 8 Figure 11 : Photographies de filtres chromatoprobes et de la mise en place des filtres dans un sac Nalophan®contenant des figues. Figure 12 : Matériel d’extraction d’odeurs. Les figues et les feuilles étaient, au moment adéquat, ensachées dans des sacs Nalophan® avec deux filtres. Nous laissions reposer le sac et son contenu 30 minutes, le temps que les molécules s’accumulent dans le sac. Puis nous faisions une aspiration de 5 minutes exactement, où l’air du sac était aspiré à travers les filtres par la pompe. Les filtres étaient ensuite conservés dans des petits piluliers individuels étanches en verre puis mis dès que possible au congélateur. Pour chaque extraction, les composés volatils d’un sac vide ont été extraits en guise de témoin. A la sortie de chaque sac étaient placés deux filtres fixés dans deux tubes raccordés aux débitmètres (chacun d’eux réglés sur 40 ml/min), eux-mêmes branchés sur la position aspirante de la pompe. Un des deux filtres a été utilisé pour déterminer la nature des composés volatils présents dans le sac, l’autre pour déterminer la quantité de ces composés. Toutes nos extractions se sont déroulées entre 10h et 14h qui est la période de la journée où les figues émettent le plus de composés volatils (Grison-Pigé et al. 2001). Analyse des odeurs florales L’analyse des chromatographies et la détermination des COV ont été faites par Lucie CONCHOU (doctorante au CEFE) à Montpellier. (Détail de l’analyse dans l’annexe 2). Cette analyse a permis d’obtenir la quantité et l’identification de chaque COV extrait dans chaque prélèvement. Analyses statistiques Les analyses statistiques ont été faites avec le logiciel R 2.13.1. On sait que les figues émettent leurs COV depuis leur cavité interne (Van Noort et al. 1989). Cependant, pour comparer approximativement les quantités de COV émis entre les figues et les feuilles aux différents stades, les données en µg par prélèvement ont été rapportées en µg par surface par heure (µg.mm-² h-1) de figues et de feuilles. La comparaison entre la quantité de COV émise par les figues et par les feuilles, tous stades confondus, a été faite avec le test non paramétrique de Wilcoxon pour comparaison de moyennes pour échantillons appariés (fonction wilcox.test() du package stats). Les différences de quantité émis par les figues et par les feuilles entre les différents stades de maturité des figues ont été testées avec une ANOVA non paramétrique : le test de Kruskal-Wallis (fonction kruskal.test() du package stats). Si elles étaient significatives, ces analyses étaient suivies d’un test post hoc non paramétrique (fonction kruskalmc() du package pgirmess). 9 Pour comparer la nature des odeurs entre les figues et les feuilles aux différents stades, les quantités de composés émis ont été transformés en pourcentages relatifs pour chaque COV dans l’odeur de chaque prélèvement. Nous avons tout d’abord comparé la composition de l’odeur des feuilles et des figues tous stades confondus par une npMANOVA en utilisant l’indice de Bray Curtis. L’utilisation du paramètre « strata » a permis de prendre en compte l’effet « individus » permettant une permutation de la MANOVA seulement entre les prélèvements issus du même figuier. Ces différences ont été visualisées avec la méthode de positionnement multidimensionnel non métrique (non-metricMDS, fonction metaMDS() du package vegan) en utilisant l’indice de Bray-Curtis. Le même test a ensuite été effectué pour tester la différence figues-feuilles pour chaque stade. Ensuite, pour les feuilles puis pour les figues, nous avons testé les variations entre les différents stades de maturation avec la même npMANOVA et l’utilisation du paramètre « strate »= individu. Le test a été fait une première fois en prenant en compte tous les COV, puis une seconde fois en ne prenant en compte que les 5 COV majoritaire des figues d’une part et les 5 COV majoritaire des feuilles d’autre part pour affiner nos résultats. Les graphiques des pourcentages de composés majoritaires pour les figues et les feuilles aux différents stades ont été réalisés sous R (fonction barplot2() du package gplots). Les différences entre le nombre et la nature des insectes parasites pondant sur les figues en fonction du stade de maturité des figues à post-réceptivité ont été testées avec des MANOVAs non paramétriques avec l’utilisation du paramètre « strate »=individu. Le graphique représentant le pourcentage moyen de parasites présents en fonction des différents stades de maturité des figues a été créé sous R (fonction barplot2() du package glpots). 10 II. Resultats 1. Interactions Araceae-Cyclocephala Description des composés volatils chez les 4 espèces d’Araceae. L’analyse des chromatographies des COV chez ces 4 espèces d’Araceae révèle la présence de dérivés benzéniques, de terpénoïdes (terpènes modifiés), de composés azotés ainsi que de deux composés non identifiés qui sont probablement des dérivés du jasmone d’après leur spectre de masse (comm. pers. Jean-Marie Bessière (CEFE)) (Tableau 2). Il existe une différence d’odeurs entre les 4 espèces étudiées (npMANOVA, F = 22.75, pvalue = 1e-04 ***). Ceci se vérifie également dans le tableau récapitulatif (Tableau 2) où l’on peut voir les proportions relatives de chaque composé dans chaque population. Dans les deux populations de Montrichardia linifera à Kaw et sur la RN1, les inflorescences émettent entre 3 et 4 COV. Elles partagent 3 d’entre eux : le 1,3,5 triméthoxybenzène (69,3% ±10,1 pour Kaw ; 49,3% ± 9,3 pour la RN1), le jasmone (13,9% ± 3,2 ; 37,9% ± 12,9), et le méthyle benzoate (16,8% ± 9,1 ; 10,2% ± 12,2). 2 individus sur 4 de la population de la RN1 émettent également du méthyle salicylate en plus faibles quantités (2,7% ± 3,3). Il n’y a pas de différences significatives entre l’odeur des deux populations de Montrichardia linifera (npMANOVA, F = 5.24, p-value = 0.05869). Dans les odeurs de Caladium bicolor, on trouve 3 à 6 COV. Le 1,3,5-triméthoxybenzène, le vératrole et le 5-éthényl-4-méthyl-thiazole sont présents chez les 5 individus à des pourcentages moyens respectifs de 69.6% ±7.5 ; 16.7% ±7.6 et 5.3% ±1.1. Chez Dieffenbachia seguine, on trouve du jasmone (67% ±19.3), et les deux dérivés du jasmone (22.6% ±15.4) et (10.4% ±9.2) dans les odeurs des 4 plantes analysées. L’odeur de Philodendron acutatum est composée de 3 à 4 COV. Les 2 plantes analysées émettent 3 composés communs : le 1,3,5 triméthoxybenzène (28.6% ±19.1), le pméthoxystyrène comme composé majoritaire (57.5% ±3.9), et le nerolidol (3.8% ±0.9). Une des plantes émet également du 3,4-diméthoxystyrène (10.2% ±14.4). Sur la représentation graphique du nMDS (Figure13), on peut voir la disposition spatiale en deux dimensions des quatre espèces d’Aracées avec leurs composés organiques volatils comme seuls discriminants. On note sur cette représentation la place intermédiaire qu’occupe 11 Nom COV Montrichardia linifera Kaw RN1 Moy. sd cv Moy. sd RT cv Caladium bicolor Guatemala Moy. sd cv Dieffenbachia seguine Philodendron acutatum ECOFOG RN1 Moy. sd cv Moy. sd cv Benzenoides et phenyle propanoides méthyle-salicylate 1,3,5-triméthoxy-benzene méthyle-benzoate veratrole p-méthoxystyrène 3,4-diméthoxystyrène 13,9 18,9 11,3 12,59 12,92 17,8 2,68 3,28 1,22 6,02 6,88 1,14 69,34 10,13 0,15 49,26 9,34 0,19 69,57 7,45 0,11 16,76 9,09 0,54 10,18 12,16 1,19 - 16,71 7,65 0,46 - - - - 28,58 57,48 10,16 19,15 3,89 14,37 0,67 0,07 1,41 Terpenoïdes nerolidol linalol 21,76 11,44 - - - - - - 2,43 2,51 1,03 - - - 3,78 - 0,89 - 0,24 - 9,58 - - - - - - 5,28 1,12 0,21 - - - - - - Composés azotés 5-éthényl-4-méthyl-Thiazole Composés divers jasmone 18,5 13,90 3,18 0,23 37,89 12,85 0,34 - - - 67,01 19,31 0,29 - - - - - - 10,42 22,57 9,21 15,38 0,88 0,68 - - - COV non identifiés dérivé jasmonique 1 dérivé jasmonique 2 16,36 16,45 - - - - - - 0.6 Tableau 2 : Tableau récapitulatif des moyennes, écarts types et coefficients de variation (moyenne/écart type) des proportions relatives de COV chez Caladium bicolor, Dieffenbachia seguine, Montrichardia linifera et Philodendron acutatum. Moy=moyenne, sd=écart-type, cv=coefficient de variation, RT= temps de rétention (des molécules dans la colonne du chromatographe). 0.2 Montrichardia linifera (Kaw) 1,3,5-trimethoxybenzene 0.0 Coordinate 2 0.4 Philodendron acutatum -0.2 Jasmone Dieffenbachia seguine Caladium bicolor Montrichardia linifera (RN1) Stress=3.85 -0.4 -0.2 0.0 0.2 0.4 Coordinate 1 Figure 13 : Représentation nMDS des différences d’odeurs entre Caladium bicolor, Dieffenbachia seguine, Montrichardia linifera et Philodendron acutatum en fonction de leurs COV. Les COV communs entre les espèces/populations sont indiqués en bleu, vert et violet. Les flèches ont une largeur proportionnelle à l’importance des composés dans les odeurs. Montrichardia linifera entre les autres espèces. Les deux populations de Montrichardia se chevauchent quasiment mis à part deux individus légèrement excentrés (ceux qui émettent du méthyle salicylate). La population de Dieffenbachia semble la plus excentrée du trio Philodendron, Caladium, Montrichardia. On note que, chez Dieffenbachia, les 4 individus sur la représentation graphique sont très proches du fait de leur similarité en termes de COV. La disposition des cinq individus de Caladium est la plus éparse. Les trois plantes émettant les quatre mêmes composés sont situées en bas du graphique. Au dessus, sont situés deux autres individus dont les composés secondaires sont différents (Figure 13, Tableau 2). Les indices moyens de Gower par espèce ne sont pas tous identiques (Kruskal-Wallis : X² = 8.96, p-value = 0.0298). Cependant les tests post hoc réalisés ensuite n’indiquent aucune différence significative dans les variations entre les espèces. Néanmoins, les odeurs des inflorescences de Caladium bicolor et Philodendron acutatum tendent à varier plus entre elles que les odeurs des inflorescences de Montricharida linifera et Dieffenbachia seguine (Figure 14). Diversité des pollinisateurs. Le tableau 3 récapitule les différentes espèces d’insectes pollinisateurs trouvés chez les quatre espèces étudiées en Guyane française et au Brésil. Tous appartiennent à la famille des Scarabeideae et au genre Cyclocephala. Certaines espèces de plantes n’ont pas encore de pollinisateurs recensés. C’est le cas pour Montrichardia linifera et Philodendron acutatum en Guyane, et Dieffenbachia seguine au Brésil. Caladium bicolor et Philodendron acutatum ont un seul pollinisateur attitré au Brésil qui est Cyclocephala celata (Maia et Schlindwein, 2006, Maia et al. 2010). En Guyane, 3 espèces de Cyclocephala ont été répertoriées dans les inflorescences de Caladium bicolor : C. colasi, C. rustica et C. rufovaria (Gibernau, données non publiées), C. colasi étant largement majoritaire. Une espèce de Cyclocephala (C. rustica) a été retrouvée à plusieurs reprises dans les inflorescences de Dieffenbachia seguine en Guyane. Le pollinisateur présumé de Montrichardia linifera au Brésil serait Cyclocephala vestita (Maia et al. données non publiées). En Guyane, deux espèces de Cyclocephala (C. colasi et C. varians) ont été trouvées dans les inflorescences de Montrichardia linifera (http://dynastidae.voila.net/biologie.html)). 12 Figure 14 : Représentation en boîte à moustache des indices de GOWER pour chaque espèce d’Araceae. Les distances sont calculées entre individus à partir des aires relatives de chaque composé de leurs odeurs. C=Caladium bicolor, d=Dieffenbachia seguine, m=Montrichardia linifera, p=Philodendron acutatum. Guyane Plantes Caladium bicolor Dieffenbachia seguine Philodendron acutatum Montrichardia linifera Brésil Coléoptères Cyclocephala celata ** Cyclocephala colasi * Cyclocephala rustica * Cyclocephala rufovaria* Cyclocephala rustica * C.colasi + C.varians + Cyclocephala celata ∆ Cyclocephala vestita ◊ Tableau 3 : Tableau récapitulatif des espèces de Cyclocephala retrouvés dans les inflorescences de Caladium bicolor, Dieffenbachia seguine, Montrichardia linifera et Philodendron acutatum en Guyane française et au Brésil. Références : « * » : Gibernau, données non publiées, « ** » : Maia & Schlindwein, 2006, « + » : http://dynastidae.voila.net/biologie.html, « ∆ » : Maia et al. 2010, « ◊ » : Maia, Données non publiées. 2. Interactions Ficus-insectes associés Analyse et description des COV. 49 composés différents ont été détectés dans les odeurs de figues et de feuilles dont 40 dans les odeurs de figues, 32 dans les odeurs de feuilles et 25 composés communs entre les figues et les feuilles. On retrouve chez les figues, tous stades confondus, la présence de 5 composés dont le pourcentage relatif s’élève à plus de 5%. Le composé majoritaire est le 3 hexen-1-ol avec un pourcentage moyen et un écart-type respectifs de 47.6% ± 24.8. On trouve ensuite du β-ocimène (7.4% ± 9.5), du cyclohexane éthenyle diméthyle méthylène (7.4% ± 13.5), du caryophyllène (6.8% ± 7.9) et de l’α-pinène (6.2% ± 9.9). Parmi les composés des feuilles supérieurs à 5%, on trouve du β-ocimène (14.7% ± 23.3), du cyclohexane éthényle diméthyle méthylène (5.7% ± 18.8), du caryophyllène (38.8% ± 31.73), de l’α-pinène (11.2% ± 23.9) et du β-élémène (7.7% ± 12.2). Différence dans la quantité de COV, inter et intra organes. Les figues émettent une plus forte quantité de composés volatils que les feuilles quelque soit leurs stades de maturité, 249.e-08 µg.mm-² h-1 ± 458e-08 pour les figues contre 8.84e-08 µg.mm-² h-1 ± 13.9e-08 pour les feuilles. (Wilcoxon, v = 432, p-value = 1.863e-08) (Figures 15 et 16). Il n’y a pas de différences significatives dans la quantité de composés émis par les feuilles aux différents stades de maturité des figues (Kruskal-Wallis, X² = 10.13, p-value = 0.071) (Figure 17). A l’inverse, la quantité de COV émis par les figues varie significativement entre leurs différents stades de maturité (Kruskal-Wallis, X² = 19.92, p-value = 0.0013) : après un test post hoc (kruskalmc), on note les différences dans la quantité de COV émis par les figues entre les stades « Réceptif » et « Réceptif +12 jours » et les stades « Réceptif » et « Réceptif +16 jours » pour une p-value de 0.05. L’émission de COV chez les figues est plus importante avant et pendant la phase de réceptivité stigmatique (87.5.e-07 µg.mm-² h-1 ± 90.4.e-07) qu’en phase de post-réceptivité (7.82.e-07 µg.mm-² h-1 ± 4.15.e-07) (Figure 16). 13 -1 Figure 15 : Emission de composés (en µg.mm-².h ) dans les prélèvements d’odeurs effectués sur les figues et les feuilles de 5 individus de Ficus guianensis, tous stades de maturité des figues confondus. -1 Figure 16 : Emission de composés (en µg.mm-².h ) dans les prélèvements d’odeurs de figues de 5 individus de Ficus guianensis selon leurs stades de maturités. « Pré »= Pré-receptif, « « Rec »= Réceptif, « R+4 »= Réceptivité + 4 jours, « R+8 »= Réceptivité + 8 jours, « R+12 »= Réceptivité + 12 jours, « R+16 »= Réceptivité + 16 jours. La quantité de composés émis par les feuilles tous stades confondus a été rajoutée pour comparaison. -1 Figure 17: Emission de composés (en µg.mm-².h ) dans les prélèvements d’odeurs de feuilles de 5 individus de Ficus guianensis selon les stades de maturité des figues. « Pré »= Pré-receptif, « « Rec »= Réceptif, « R+4 »= Réceptivité + 4 jours, « R+8 »= Réceptivité + 8 jours, « R+12 »= Réceptivité + 12 jours, « R+16 »= Réceptivité + 16 jours. Différences dans la nature de COV, inter et intra organes. L’odeur des figues est qualitativement différentes de l’odeur des feuilles pour les stades de post-réceptivité (npMANOVA, F = 12.17, R² = 0.25, p-value = 1e-04***). Cette différence est visible sur la représentation nMDS (Figure 18). Par contre, on ne trouve pas de différence significative en comparant les organes stade par stade, quel que soit le stade (à pré-réceptivité, à réceptivité et à post-receptivité). La majeure différence entre les odeurs de figues et de feuilles est l’émission en grande quantité du (Z) 3-hexen-1-ol par les figues, (47.6% ± 24.8 pour les figues et présent dans tous les échantillons, 0.5% ± 1.7 pour les feuilles et présent dans deux échantillons seulement). La composition en pourcentage de COV chez les figues est différente suivant leurs stades de maturité en tenant compte de tous les COV (npMANOVA, F = 2.15, R² = 0.32, p-value = 5.10-4), et en comparant les 5 COV majoritaires chez l’ensemble des figues aux différents stades (npMANOVA, F = 2.73, R² = 0.37, p-value = 5.10-4) (Figure 19). Un test post hoc comparant chaque stade deux à deux a été effectué ne montrant aucune différence significative. Le graphique (Figure 19) représentant les COV majoritaires des figues suivant leurs stades de maturité nous montre cependant que le composé (Z) 3 hexen-1-ol qui tend à diminuer à postréceptivité pourrait être à l’origine de ces différences. Il n’y a pas de différences significatives dans le pourcentage de COV des feuilles suivant les différents stades, que ce soit en utilisant tous les COV (npMANOVA, F = 0.65, R² = 0.12, pvalue = 0.69) ou en regroupant les 5 COV majoritaires des feuilles et les COV minoritaires à part (npMANOVA, F = 0.71, R² = 0.60, p-value = 0.59) (Figure 20). Suivi des parasites des figues en phase post-réceptive. Il n’y a pas de variations significatives quant à la présence des 3 espèces de parasites au cours de la phase post-réceptive sur les 5 figuiers étudiés (npMANOVA, F = 1.97, R² = 0.39, pvalue = 0.092). Les visites de parasites tendent néanmoins à être plus importantes 8 jours après la réceptivité des figues (Figure 21). Les Physothorax sp2 (Chalcidiens) sont les plus présents tout au long du suivi avec un pic de présence le 4ème jour (moyenne de 5.8 ± 4.9 insectes observés) et le 8ème jour (12 ± 9.6) après la pollinisation des figues. Pour l’espèce1 de 14 1.0 0.5 0.0 -0.5 axe 2 -1.0 Pre Rec R+4 R+8 R+12 R+16 Stress=22,76 -1.0 -0.5 0.0 0.5 1.0 axe 1 5 10 Physothorax sp1 Physothorax sp2 Aepocerus 0 Nombre de parasites observés 15 Figure 18 : Représentation nMDS des odeurs de figues et de feuilles de 5 F. guianensis à tous les stades de maturité. Les feuilles sont en vert et les figues en violet. « Pré »= Pré-receptif, « « Rec »= Réceptif, « R+4 »= Réceptivité + 4 jours, « R+8 »= Réceptivité + 8 jours, « R+12 »= Réceptivité + 12 jours, « R+16 »= Réceptivité + 16 jours. R+4 R+8 R+12 R+16 Figure 21 : Histogramme représentant le nombre moyen de Chalcidiens parasites observés aux différents stades de postréceptivité des figues sur l’ensemble des 5 individus de Ficus guianensis étudiés. « R+4 »= Réceptivité + 4 jours, « R+8 »= Réceptivité + 8 jours, « R+12 »= Réceptivité + 12 jours, « R+16 »= Réceptivité + 16 jours. Physothorax, le pic de présence est au 8ème jour après la pollinisation (moyenne de 5.4 insectes ± 4.3). La 3éme espèce de parasite du genre Aepocerus a sa plus forte occurrence au 4ème jour après la pollinisation (1.6 ± 1.6) et reste dans l’ensemble la moins observée des 3 espèces de parasites recensées. 15 100 60 40 0 20 Pourcentage de COV 80 (Z).3.hexen.1.ol (E).beta.ocimene cyclohexane.ethenyl.dimethyl.methylene (E).caryophyllene alpha.pinene COV minoritaires Pré Rec R+4 R+8 R+12 R+16 100 Figure 19 : Histogramme représentant le pourcentage des 5 COV majoritaires et l’ensemble des COV minoritaires chez les figues de 5 individus de Ficus guianensis aux différents stades de maturité des figues. « Pré »= Pré-receptif, « « Rec »= Réceptif, « R+4 »= Réceptivité + 4 jours, « R+8 »= Réceptivité + 8 jours, « R+12 »= Réceptivité + 12 jours, « R+16 »= Réceptivité + 16 jours. 60 40 0 20 Pourcentage de COV 80 (E).caryophyllene (E).beta.ocimene alpha.pinene beta.elemene cyclohexane.ethenyl.dimethyl.methylene COV minoritaires Pré Rec R+4 R+8 R+12 R+16 Figure 20 : Histogramme représentant le pourcentage des 5 COV majoritaires et l’ensemble des COV minoritaires chez les feuilles de 5 individus de Ficus guianensis aux différents stades de maturité des figues. « Pré »= Pré-receptif, « Rec »= Réceptif, « R+4 »= Réceptivité + 4 jours, « R+8 »= Réceptivité + 8 jours, « R+12 »= Réceptivité + 12 jours, « R+16 »= Réceptivité + 16 jours. III. Discussion Les espèces Caladium bicolor, Dieffenbachia seguine, Montrichardia linifera et Philodendron acutatum en Guyane française sont toutes des espèces d’Araceae cantharophiles. Elles sont pollinisées par des coléoptères (Scarabeideae, Dynastideae) du même genre (Cyclocephala) mais pas forcément de la même espèce. Chacune des ces espèces d’Aracées émettent une odeur attractive à réceptivité stigmatique. Cette émission de COV sert de signal aux Cyclocephala pour trouver l’inflorescence et par extension pour trouver un partenaire sexuel dans la chambre florale de l’inflorescence. L’attraction des Cyclocephala est indispensable pour les plantes qui s’en servent de vecteurs de pollinisation. Il en va de même pour les Cyclocephala qui ont besoin de ce signal pour repérer les inflorescences où ils sont susceptibles de trouver des partenaires sexuels. Le message chimique émit par les plantes doit donc être un signal fiable et qui varie peu (Ackerman et al. 2011) pour pouvoir maintenir le mutualisme de pollinisation Aracées-Cyclocephala. Parmi les COV émis, on trouve des composés récurrents dans les différentes espèces de plantes. Le 1,3,5 triméthoxybenzène est présent chez 4 sur 5 des populations étudiées (3 espèces sur 4). Il est absent seulement chez Dieffenbachia seguine. On note également la présence de composés chez certaines espèces comme le jasmone présent chez Dieffenbachia et dans les deux populations de Montrichardia, et le méthyle-salicylate présent chez une population de Montrichardia et chez Caladium. A contrario, on trouve des composés minoritaires propres à chaque espèce, comme par exemple le méthyle-benzoate pour Montrichardia, deux dérivés du jasmone chez Dieffenbachia, le linalol pour Caladium ou le nerolidol pour Philodendron. D’autres espèces de plantes cantharophiles appartenant à d’autres familles telles que les Annonaceae, les Magnoliaceae, les Arecaceae ou encore les Cactaceae partagent des composés communs avec la famille des Araceae (Knudsen et al. 2006). On peut alors supposer que les composés communs à toutes ces familles pourraient jouer un rôle dans l’attraction des coléoptères. On peut également supposer que les composés majoritaires retrouvés chez les espèces d’Araceae étudiées pourraient jouer un rôle de signature chimique signalant aux Cyclocephala la présence d’une Aracée. La plupart des plantes étudiées vivent en sympatrie. Le risque pour elles seraient de partager des pollinisateurs, perdant ainsi une certaine efficacité dans la pollinisation en « gaspillant » du pollen qui pourrait être déposé dans l’inflorescence d’une autre espèce. D’après les données du tableau 3, on note que certaines espèces d’Aracées se partagent les mêmes espèces de 16 Cyclocephala. C’est le cas pour Caladium qui partage un pollinisateur en commun avec Dieffenbachia et Montrichardia. Cependant, Caladium fleurit plus tôt que Montrichardia et Dieffenbachia ce qui permettrait surement un isolement reproducteur dans le temps. On peut alors supposer que les composés minoritaires propres à chaque espèce d’Aracée jouent un rôle dans l’attraction d’une espèce de Cyclocephala en particulier ou permettent aux insectes de reconnaître les différents types d’inflorescences. Ceci permettrait de limiter le gaspillage de pollen pour les plantes et permettrait aux insectes de trouver un partenaire sexuel de la même espèce plus facilement. Les Cyclocephala pourraient alors avoir tendance à se fier principalement au message dégagé par la plante plutôt qu’à leurs propres phéromones sexuelles. C’est le cas dans le mutualisme liant Philodendron solimoesense et Cyclocephala colasi en Guyane où ce dernier ne produit plus de phéromones sexuelles pour trouver un partenaire sexuel mais attend la floraison de son Philodendron « hôte » et l’émission de ses composés (Ginernau et al. 1999). Dans cette hypothèse, l’odeur florale aurait alors un rôle de phéromone sexuelle (Schatz 1990). Il faudrait vérifier cette hypothèse pour d’autres espèces de Cyclocephalas pollinisant des Aracées. Enfin, les Cyclocephala attirés par Philodendron, Montrichardia et Caladium au Brésil ne sont pas les mêmes que recensés en Guyane. Seule l’odeur de Philodendron est connue au Brésil (Maia et al. 2010) et les composés majoritaires de cette odeur sont différents de ceux trouvés en Guyane. Alors que les populations de Montrichardia de Kaw et de la RN1 doivent être proches génétiquement, la distance entre la Guyane et le Brésil est suffisamment importante pour expliquer de grandes différences génétiques entre les plantes, et la production d’une odeur différente à laquelle les pollinisateurs locaux sont adaptés. A l’inverse, la différence d’odeurs entre le Brésil et la Guyane peut être due à une adaptation locale de la plante à différents pollinisateurs. L’interaction Ficus-pollinisateurs est un mutualisme strict de type « nursery pollination » (Hossaert-McKey et al. 2010) et implique pour cela l’émission d’un signal spécifique dans le but d’attirer le bon insecte pollinisateur jusqu’aux figues de l’espèce en question. Ce message est principalement olfactif (Gibernau et al. 1998). On retrouve dans le bouquet floral de Ficus guanensis des composés majoritaires. Parmi ces composés se trouvent des monoterpènes comme le (E) β-ocimène, l’α-pinène et des sesquiterpènes comme le caryophyllène. Ces 3 composés sont des molécules retrouvés dans la majorité des odeurs florales des plantes 17 répertoriées (au moins plus de 50%) (Knudsen et al. 2006). Cependant, on trouve dans l’odeur des 5 figuiers étudiés la présence de (Z) 3-hexen-1-ol, un composé présent en grande quantité (en moyenne à 50%) dans chacun de nos échantillons. D’autres études ont montré que l’attraction d’un pollinisateur spécifique par un figuier pouvait être due à un seul composé présent dans le bouquet floral (Chen et al., 2009). On peut alors supposer que chez F.guianensis, le (Z) 3-hexen-1-ol est le composé permettant de signaler chimiquement sa présence à son pollinisateur. Ce système est cependant parasité par la venue de Chalcidiens parasites se servant des figues comme sites de pontes (Cook & Rasplus, 2003) sans en assurer la pollinisation. Le signal chimique émis par le figuier pour attirer son pollinisateur est également utilisé par ces mêmes parasites (Proffit et al., 2007). Pour pallier ce problème, nous avons émis l’hypothèse qu’en dehors de la phase de réceptivité (où il est nécessaire au figuier d’envoyer un signal chimique assez important pour signaler sa présence aux pollinisateur), les figues auraient tendance à être cryptique en dégageant une odeur similaire aux feuilles pour empêcher/atténuer la venue des parasites. Il faudrait deux conditions pour que les figues puissent mimer des odeurs foliaires. D’une part, cela nécessiterait d’émettre les mêmes composés que les feuilles en phase post-réceptive. Nous avons vu que des comparaisons stade par stade (dans les phases post-réceptives) entre la nature des COV des figues et des feuilles ne présentaient pas de différences significatives. On retrouve chez les figues et les feuilles 4 composés majoritaires communs. La seule différence vient de la présence du composé ((Z) 3-hexen-1-ol) majoritaire chez les figues. Ce COV pourrait jouer un rôle dans l’attraction des pollinisateurs à réceptivité stigmatique. Or ce composé est aussi présent dans les phases post-réceptives mais en moindre quantité. Pour que les figues soient cryptiques, il faudrait que ce composé disparaisse totalement après réceptivité mais ce n’est pas tout à fait le cas. On peut alors supposer que même à postréceptivité, les parasites peuvent encore faire la différence entre les figues et les feuilles. La deuxième condition pour être cryptique serait pour les figues d’émettre moins de composés en phase post-réceptive. On constate effectivement que les figues émettent un pic d’émission de composés à réceptivité (sûrement pour attirer les pollinisateurs) puis que les quantités de COV diminuent en post-réceptivité. Il y a deux hypothèses à cette diminution. D’une part, la production et l’émission en grande quantité de COV est coûteux pour le figuier. De plus, cette émission de COV n’est plus nécessaire après la phase de réceptivité stigmatique et la venue des pollinisateurs. 18 D'autre part cette diminution dans la quantité de COV pourrait aussi servir à masquer les figues et à les préserver de la venue des parasites. Nous avons vu précédemment que les figues émettent plus de COV que les feuilles à tous les stades. La quantité de COV émise par les figues à post réceptivité peut être suffisante à camoufler les figues si elle est en dessous du seuil de détection des insectes. De plus, nous avons comparé les émissions figues/feuilles selon leurs surfaces respectives pendant les prélèvements, ce qui n'est peut-être pas très réaliste en conditions réelles (selon le nombre de figues et de feuilles de l'arbre). Quoiqu'il en soit, on note que même 16 jours après la réceptivité stigmatique, il reste encore une faible quantité de COV émis par les figues (dont le (Z) 3-hexen-1-ol), et que certains parasites viennent encore pondre dans les figues. On retrouve dans ce système un conflit entre le fait d'émettre une odeur pour attirer les pollinisateurs, et peut-être les disséminateurs lorsque le fruit murit, et le fait de se cacher des parasites. 19 IV. Conclusion Cette étude a permis de qualifier et quantifier les différents composés organiques volatils présents chez des plantes de familles de genres et d’espèces différentes, entretenant des relations mutualistes avec leurs pollinisateurs. Il a été possible d’observer les variations qui pouvaient exister dans l’émission de ces composés suivant différentes situations. On retrouve chez chacune des plantes de cette étude que se soit chez les Aracées ou chez le genre Ficus (Moraceae), un mutualisme de pollinisation plutôt spécifique. A chaque plante est attitrée une espèce de pollinisateurs. Ces mutualismes sont basés sur l’émission d’une odeur qui permet aux pollinisateurs de reconnaître les plantes. Cette odeur est simple chez les Aracées cantharophiles, et comporte peu de composés (3 à 4). Chez Ficus guianensis, un composé majoritaire semble être à l’origine de l’attraction des pollinisateurs. La majorité des composés volatils vus dans cette étude sont des terpènes et sont présents dans une grande partie des odeurs florales répertoriés à ce jour. La simplicité et la stabilité de ces odeurs est une manière de rendre le signal fiable. De telles caractéristiques ont pu être sélectionnées pour maintenir ces interactions mutualistes. Nous avons cependant vu que dans le cas des espèces d’Aracées cantharophiles, le message avait tendance à varier entre les genres pour une partie des composés. Les composés majoritaires pourraient être des attractifs des Cyclocephala, tandis que des composés minoritaires pourraient être à l’origine d’une reconnaissance plus spécifique du signal par les pollinisateurs. Nous avons vu également chez Ficus guianensis que le message chimique pouvait être parasité. Les parasites exercent dans ce cas sûrement des pressions de sélection pour que l’odeur des figues ait tendance à s’atténuer au fil du temps pour « camoufler » la plante. Un moyen de confirmer une grande partie des hypothèses de cette étude serait d’effectuer des tests de réceptivité (électro antennographie) puis des tests de choix (biotests) avec les différents COV sur les différents insectes étudiés. 20 V. Références bibliographiques Ackerman, J.D. Cuevas, A.A. Hof, D. 2011. Are deception-pollinated species more variable than those offering a reward? Plant Systematics and Evolution 293, pp. 91-99. Ayasse, M. Shiestl, F. P. Paulus, H. F. Löfstedt, C. Hansson, B. 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Les analyses GC-MS ont été effectuées en utilisant un chromatographe en phase gazeuse CP3800 (Varian Inc, Palo Alto, CA) équipé d'un détecteur FID et couplé à un spectromètre de masse Saturne 2000 (Varian). Les échantillons ont été injectés en utilisant un injecteur équipé d’un kit chromatoprobe (Varian), dont la programmation était : 40°C pendant 0,5 min, puis augmenter jusqu’à 250°C (de 200°C / min), pendant 3 min. et enfin refroidir à 40°C avec un ventilateur. La séparation chromatographique a été réalisée en utilisant une colonne capillaire en silice fondue (30mX0.25mmx0.25μm Optima 5 Accent, Macherey-Nagel, Düren, Deutschland) avec le programme de four suivant: 50°C pendant 2 min, puis de 50°C à 100°C (à 3,3°C / min.), puis de 100 à 140°C (à 2,90°C / min.), puis de 140 à 180 °C (à 2,70°C / min.), et finalement augmenter à 250°C (à 10°C / min) et maintenir 10 minutes. Le gaz vecteur est l'hélium avec un débit constant proche de 1,0 mL / min. L'énergie pour l'ionisation par impact d’électrons est de 70 eV. La température de la ligne de transfert, le collecteur et le piège étaient respectivement de 250°C, 80°C et 170°C. Le spectromètre a été utilisé en mode balayage, de 38 à 300 m / z. Les composés volatils ont été tous identifiés par comparaison avec des spectres de masse de la bibliothèque NIST98 et Adams 2007, et les indices de rétention trouvés dans les bibliothèques et les données publiées (Adams, 2007). VIII. Résumé Les Aracées et les figuiers font tout deux partie du clade des Angiospermes chez qui l’on trouve des systèmes de pollinisation entomophiles remarquablement bien élaborés. Pour attirer les insectes pollinisateurs, les plantes émettent des composés organiques volatils (COV) servant de signature chimique. Cela peut être bénéfique quand le signal attire un pollinisateur, mais il arrive également que ce signal soit utilisé par des parasites. Dans le cas des Aracées, l’étude des COV émis chez quatre genres cantharophiles révèlent la présence d’un message chimique à la fois fiable et simple avec peu de composés, mais émis en grande quantité qui ont tendance à varier suivant les espèces expliquant ainsi la spécificité de chaque plante avec une espèce de Cyclocephala. Chez Ficus guianensis (Moraceae), le signal chimique ne varie pas dans la nature des COV mais plutôt en intensité selon le stade de maturation des figues pour répondre à la pression exercée par des insectes Chalcidiens, parasitant les figues pendant leur stade de post-réceptivité stigmatique. Mots-clés : Ficus, Chalcidiens, Composés Organiques Volatils (COV), signature chimique, Araceae, Cyclocephala, odeur florale Abstract Araceae and fig trees both belong to of the Angiosperms clade, comprising remarkably well developed entomophylous pollination systems. To attract pollinators, plants emit attractive volatile organic compounds (VOCs). This can be beneficial when the signal is attracting a pollinator, but detrimental when it used by parasites. In the case of Araceae, the VOCs studied in four genus showed the presence of a chemical message that is both reliable and simple with few compounds, but in very large quantities. The COVs tend to vary depending on the pollinator species and explaining the specificity of each plant with a species of Cyclocephala. In Ficus guianensis (Moraceae), the intensity of the pollinator attracting signal decreases after receptivity in response to selective pressures exerted by Chalcidians insects (which are fig’s parasites), whereas the VOCs composition of the signal remains the same. Key-words : Ficus, Chalcidoid, Volatils Organics Compounds (VOC), chemical signature, Araceae, Cyclocephala, floral scent
