PR_AgIn_TD_Mise_en place_plan_orga_081119
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Mise en place du plan d’organisation des métazoaires exemple des vertébrés Préparation à l’agrégation interne Académie Paris – Académie Versailles – Paris VI J. Segarra Novembre 2008 Von Baer, XIXe Le développement embryonnaire et post-embryonnaire des amphibiens Le plan d’organisation des vertébrés Le plan d’organisation des vertébrés Le plan d’organisation des vertébrés Les grandes étapes du développement embryonnaire et post-embryonnaire d’un amphibien : le xénope Les grandes étapes du développement embryonnaire et post-embryonnaire d’un amphibien : le xénope Quelques définitions Développement : ensemble des processus permettant la mise en place de nouvelles structures. développement embryonnaire : ensemble des étapes qui conduisent de la cellule-œuf à l’éclosion mettant en place un plan d’organisation. Le développement est histogène et organogène. A distinguer de Croissance : augmentation de taille et/ou de masse irréversible à partir des structures préexistantes. Diversité des modalités de développement Groupe zoologique Protostomiens Annélides Arthropodes Mollusques Devenir du blastopore Bouche Deutérostomiens Anus Echinodermes Vertébrés Segmentation Origine du coelome Le plus souvent totale et spirale Schizocoelie (annélides, arthropodes) Totale ou partielle selon la charge en vitellus et le plus souvent radiaire Entérocoelie (échinodermes) Schizocoelie (amphibiens) Les grandes étapes du développement embryonnaire et post-embryonnaire d’un amphibien : le xénope stade ovocyte caractéristiques Durée Cellule polarisée (pôle animal/végétatif) Coloration visualise polarité Grosse cellule (1 – 2 mm) enserrée dans une gangue Fécondation Fécondation externe Pénétration du noyau du spermatozoïde → amphimixie Rotation corticale → croissant gris Rotation de symétrisation → orientation selon gravité Segmentation Divisions cellulaires dans les différents plans Divisions asymétriques → micromères et macromères → morula Creusement d’une cavité (blastocoele) → blastula 1h30 après F! Gastrulation Mouvements des cellules au niveau embryon : notamment invagination des cellules mésodermiques et endodermiques Structure d’invagination : blastopore Recouvrement de l’embryon par l’ectoderme → emboîtement des 3 feuillets Rotation de l’embryon sur la face ventrale (symétrie quasi-sphérique) 9 – 10h après F! Neurulation Individualisation de la plaque neurale puis des bourrelets neuraux Invagination et formation du tube neural 15h après F! Allongement de l’embryon Formation des somites, ébauche de l’œil, des branchies → Eclosion 24h après F! 48h Fin de l’organogenèse (fonctionnement du cœur, des muscles) Percement de la bouche et début d’une vie autonome 6 -7j Apparition des membres postérieurs puis antérieurs Régression de la queue 44e jour (14 jours) Organogenèse – stade bourgeon caudal Jeune larve Métamorphose Juvénile Croissance Acquisition maturité sexuelle Ovocyte d’amphibien : double gradient gradient de gradient particules ribonucléiques de vitelllus 2 mm Fécondation Avant fécondation Après fécondation Rotation d’orientation et rotation corticale Fécondation Avant fécondation Après fécondation Avant fécondation : Orientation quelconque des embryons (repérage par rapport au vitellus, et à la tâche de maturation) Après fécondation : tous les embryons orientés avec hémisphère végétatif « en bas » La tâche de maturation s’estompe après la fécondation Les axes AP et DV sont déterminés à la fécondation Segmentation Segmentation 4 blastomères 64 blastomères 8 blastomères Morula 16 blastomères 32 blastomères Morula (PV) Gastrula Cycles cellulaires au cours de la segmentation Segmentation Schéma d'une blastula de xénope (A) d'après des coupes histologiques réalisées dans les hémisphères animal (B) et végétatif (E). Sur les détails (C et D), les limites cellulaires soulignées en rouge mettent en évidence la différence de taille entre les micromères du pôle animal et les macromères du pôle végétatif. Au niveau du pôle animal l'épithélium embryonnaire est tristratifié. HA: Hémisphère Animal, HV: Hémisphère Végétatif. La cohésion cellulaire au sein de la blastula Carte des territoires présomptifs en fin de blastula Gastrulation Gastrulation Gastrulation : analyse par la technique des marques colorées Vogt (1929) Fragments d’agar imprégnés de colorants vitaux (rouge neutre, bleu de Nil) mis au contact d’une blastula Observation de l’évolution des marques Gastrulation : analyse par la technique des marques colorées Gastrulation : analyse par la technique des marques colorées Gastrulation : analyse en MEB Gastrulation : coupe de gastrula (cellules en involution) Gastrulation : formation des cellules en bouteille Gastrulation : analyse des mouvements Gastrulation : la migration des cellules mésodermiques Gastrulation : analyse du mouvement d’épibolie Gastrulation : intercalation radiale Gastrulation : bilan Un schéma d'interprétation d'une coupe sagittale dans la région dorsale rend compte des mouvements d'extension. Au cours de la gastrulation, les mouvements de convergence provoquent l'extension (flèches rouges) du mésoderme invaginé (rose) ainsi que du neurectoderme externe (bleu clair). En conséquence, le bord d'enroulement progresse vers le pôle végétatif et recouvre l'endoderme subblastoporal (flèches vertes). (d'après Keller et Jansa, 1992). Neurulation BN : bourrelet neural PN : plaque neurale RA : région antérieure RT : région troncale NA : neuropore antérieur ME : moelle épinière Ce : cerveau Ch : chorde So : somites Ep : épiderme Neurulation : de la plaque neurale au tube neural Neurulation : de la plaque neurale au tube neural Neurulation : importance du cytosquelette Les différents plans de coupe dans l’embryon en cours d’organogenèse Bourgeon caudal bourgeon caudal jeune bourgeon caudal moyen bourgeon caudal âgé Le devenir des trois feuillets Stade bourgeon caudal Ad: glande adhésive, AM: ébauche de l'arc mandibulaire, Ant: région antérieure, BC: bourgeon caudal, Br: bourgeon branchial, Ca ou C : ébauche cardiaque, CAnt: cerveau antérieur, CM: courbure mésencéphalique puis cerveau moyen CPost: cerveau postérieur, DS: dépression stomodéale, En: endoderme, M: ébauche maxillaire, ME: moëlle épinière, O: ébauche oculaire, OA: organe adhésif Ot: ébauche otique, P: emplacement du pronéphros, Post: région postérieure, Pr: proctodeum. St: dépression stomodéale, VN: voile natatoire, VO: vésicule optique. Stade bourgeon caudal jeune CT antérieure CT postérieure Stade bourgeon caudal jeune CT antérieure CT postérieure Stade bourgeon caudal âgé CT antérieure CT postérieure Stade bourgeon caudal âgé CT antérieure CT postérieure Stade bourgeon caudal : les somites Coupe frontale Stade bourgeon caudal : les somites Embryon de grenouille; stade bourgeon caudal; dissection de la région troncale d'une neurula âgée dont l'ectoderme a été enlevé. Les somites (S) sont bien visibles ainsi que l'ébauche du canal de Wolf . Le développement du système nerveux Le développement du système nerveux Le développement du système nerveux Le développement du système nerveux : les crêtes neurales Le développement du système nerveux : les crêtes neurales Le développement du système nerveux : les crêtes neurales Stade bourgeon caudal - Eclosion Stade bourgeon caudal âgé Embryon encore entouré de ses enveloppes Face antérieure d'un bourgeon caudal âgé montrant la courbure mésencéphalique (CM), l'organe adhésif (Ad) et les vésicules optiques (O). Bourgeons caudaux éclos montrant l'œil pigmenté ainsi que le voile natatoire qui apparaît translucide en lumière transmise. Le développement post-embryonnaire : comparaison larve/adulte Têtard Milieu de vie Différentes parties du corps (ex de la souris: tête, tronc, queue) Membres chiridiens Mode de locomotion Appareil respiratoire Alimentation Position des yeux, forme du cristallin Grenouille Morphologie du têtard Morphologie du têtard Corbeilles branchiales Cœur Anatomie du têtard Coupes transversales de têtard (région antérieure corps) Coupes transversales de têtard (extrémité de la région troncale) Coupes transversales de têtard Coupe longitudinale de têtard Morphologie de la grenouille (adulte) Anatomie de la grenouille (adulte) Métamorphose Métamorphose Métamorphose Métamorphose Axe 2 : construction d’activités pédagogiques Mise en place du plan d’organisation classe de seconde Construction d’activités A partir d’un choix de documents du dossier (modifiés ou tels quels), proposez, pour une classe de seconde, des activités mettant en évidence le contrôle du développement embryonnaire et formant les élèves à la pratique du raisonnement scientifique. Vous préciserez le questionnement utilisé ainsi que les réponses et production attendues. Document 1 : Patron d’expression des gènes Hox B dans l’embryon de souris Document 2 : Patron d’expression des gènes HoxC6 et HoxC8 chez deux espèces différentes Document 3 : Un animal modèle en biologie du développement, la drosophile Document 4 : La mutation small eye chez la souris Document 5 : La greffe de la lèvre dorsale du blastopore (expérience de Spemann et Mangold) Document 6 : Comparaison des séquences de plusieurs gènes impliqués dans le développement chez plusieurs espèces Document 7 : Expérience de transgenèse avec le gène Pax 6 Le gène Pax6 muté aboutit au phénotype small eye. Chez la drosophile, on estime qu’environ 2500 gènes sont nécessaires pour diriger la formation d’un œil composé. Objectifs Objectifs cognitifs Le développement embryonnaire est contrôlé par des gènes spécifiques. Certains de ces gènes sont semblables d’une espèce à l’autre (séquence et fonction). La ressemblance entre ses gènes est un argument pour l’origine commune des êtres vivants. Objectifs méthodologiques Formuler des hypothèses et proposer une stratégie pour les éprouver. Exploiter des documents dans le cadre d’une démarche explicative. Utiliser un logiciel de comparaison de séquences (ex: Anagène). Réaliser des observations à la loupe binoculaire. Situation initiale et questions posées Acquis Cellule et ADN : éléments communs des êtres vivants Plan d’organisation commun des vertébrés Mise en place du plan d’organisation au cours du développement embryonnaire avec des étapes stéréotypées (fécondation, segmentation, gastrulation, organogenèse). Eléments amenant au questionnement 1) Programme de développement toujours identique : donc héréditaire ? Si hérédité, peut-on trouver des gènes liés au programme de développement ? 2) Document 4 : anomalies mises en place au cours du développement (mutation small eye) Proposer doc.4 + photo d’embryon de souris normal Comment expliquer cette anomalie ? → Existence d’une mutation dans un ou plusieurs gènes (Elèves familiers avec notion de mutation lors de l’étude du message porté par l’ADN dans les chapitres précédents). Une proposition d’activité Etude du document 4 Q? Quel peut être le rôle de l’allèle normal du gène small eye chez la souris ? RA! Allèle impliqué dans le développement de l’œil. Etude du document 3 Présentation du modèle drosophile : corps en trois parties, 2 paires d’ailes, 3 paires de pattes, une paire d’antennes Eventuellement activité pratique : observation à la loupe binoculaire. Comparaison photos f et g Observation de mutants à la loupe binoculaire. Q? Quelles différences observez-vous entre les deux individus ? RA! Présence/absence d’œil Q? Comment pouvez-vous expliquer les différences observées ? RA! Gène muté-défectueux impliqué dans la formation de l’œil. → gène eyeless Une proposition d’activité Etude du document 7 Expérience de transgenèse Q? Rappelez la propriété de l’ADN qui permet de réaliser une expérience de transgenèse? RA! Universalité des acides nucléiques. Q? Analysez le résultat de l’expérience. Quelle(s) hypothèse(s) peut-on envisager pour expliquer un tel résultat? RA! Gène Pax6 de souris est capable d’induire la formation d’yeux chez la drosophile. Ce gène code un message qui est correctement interprété par l’embryon de drosophile au cours du développement. On peut supposer que Pax6 et eyeless sont deux gènes très proches qui codent le même message. Etude du document 6 Comparaison des séquences des gènes impliqués dans la formation de l’œil Q? Comparez les séquences des gènes. Calculer le % de ressemblance. En quoi vous permettent-elles d’expliquer les résultats d’expérience de transgenèse. RA! Gènes aux séquences quasi-identiques (= même message) ce qui permet de comprendre la formation d’yeux ectopiques. → notion de gènes homologues Bilan Le plan d’organisation est mis en place au cours du développement embryonnaire. Ce dernier est sous le contrôle de gènes, parfois qualifiés de gènes « architectes ». De nombreux gènes sont partagés par différentes espèces, on parle de gènes homologues. Cette forte ressemblance entre les différents gènes impliqués dans le développement des organismes, parfois très différents, est un argument supplémentaire pour discuter de la parenté entre êtres vivants et de leur origine commune. Pour information L’exemple utilisé se fonde sur le gène Pax6 que l’on retrouve chez la plupart des animaux. Chez tous, il contrôle la formation de l’œil, quelle que soit sa structure (œil composé, œil de type vertébré…). C’est un gène sélecteur qui active spécifiquement le programme génétique (les centaines de gènes) spécifique de la construction de l’œil). Une autre progression possible… mais moins aisée (1) Idée est de poser le problème en étudiant directement deux plans d’organisation et non pas un système muté/système normal. Comparaison de deux plans d’organisations : poulet/serpent On rappelle que le serpent n’est pas étudié comme exemple de plan d’organisation de vertébrés étant donné les difficultés qu’il peut poser aux élèves. Il est simplement utilisé ici comme « point de départ » de la recherche. → Absence de membres chez le serpent / Plans d’organisation différents : Comment l’expliquer ? Quels sont les facteurs qui déterminent le plan d’organisation ? Hypothèse : comme le plan d’organisation est héréditaire… existence de gènes ? Présentation de gènes qui sont exprimés pendant le développement : gènes Hox Document 1 : montrer le patron d’expression différent des gènes Hox (décalage de leur limite antérieure) et donc leur rôle possiblement différent. Ces gènes sont retrouvés chez tous les vertébrés… Une autre progression possible… mais moins aisée (2) Présentation de l’expression des gènes Hox chez le poulet et le serpent Retour au document 2 : la différence d’expression permet d’expliquer la différence de plan d’organisation. Q? Comment vérifier que la modification de l’expression de ces gènes peut modifier le plan d’organisation ? RA! Enlever le gène ? Le muter ? Présentation d’un document de souris KO pour un gène Hox comparé avec une souris normale Doc non disponible dans le dossier… On peut alors utiliser une expérience de transgenèse chez la droso (doc 7) : on montre alors que ce gène est capable de modifier le plan d’organisation → Gènes Hox : gènes architectes, gènes maîtres.
