République Algérienne Démocratique et Populaire Ministère de l’Enseignement Supérieur et de la Recherche Scientifique Université d’Oran Es-Sénia Faculté des Sciences Département de Biologie Mémoire en vue de l’obtention du diplôme de Magister en Biologie Option : Biochimie végétale appliquée Thème Évaluation du potentiel antioxydant de plantes médicinales et analyse phytochimique. Présenté par : Mlle RACHED Wahiba. Soutenu le : 08/03/2009 devant la commission du jury: Mr BELKHODJA Moulay Prof. Université d’Oran Président Mr CHERITI Abdelkrim Prof. Centre Universitaire de Béchar Examinateur Mme BENNACEUR Malika M.C. Université d’Oran Examinatrice Mr Prof. Université d’Oran Rapporteur MAROUF Abderrazak Année universitaire : 2008 – 2009 Remerciements Ce travail a été réalisé au Laboratoire de Biochimie Végétale et des Substances Naturelles (Département de Biologie, Faculté des Sciences, Université d’Oran, EsSénia), sous la direction de Monsieur Abderrazak MAROUF, Maitre de conférences, à j'exprime mes profonds remerciements et ma vive reconnaissance pour son attention, sa disponibilité et pour le temps qu'il m’a consacré pour corriger ce manuscrit. Je remercie Monsieur le Professeur Belkhodja Moulay d’avoir accepté d’assurer la Présidence de jury de mon mémoire de magistère. Je remercie également Monsieur Cheriti Abdelkrim, Professeur au centre Universitaire de Béchar, d’avoir accepté d’examiner ce travail Je veux témoigner mon immense gratitude à Madame Bennaceur Malika, Maître de conférences, d’avoir accepté d’examiner ce mémoire. Je tiens à la remercier pour son aide, sa grande disponibilité, pour ses nombreux conseils, sa bonne humeur et sa gentillesse. Un grand merci à mes amis et collègues du laboratoire de biochimie végétale et des substances naturelles, en particulier : Zeghada Fatima Zohra, Fasla Nawel, Benahmed Fatiha, Bennamar Houari, Bengag Amine, Chaib Faiza, Bouziane Belkheir, Melliani Saliha et Bouabedallah Salima pour leurs bonnes humeurs et tous les bons moments passés ensemble. Je tiens vivement à remercier Madame Ighil Hariz Zohra et Madame Bouabdallah Louiza pour leurs conseils, leurs encouragements et leur sympathie. Mes remerciements vont à nombreuse personnes qui m’ont apporté leur aide tout au long de ce mémoire: Tahri Amina (laboratoire d'Écopédologie), Souad (laboratoire de Botanique), Nadia (Laboratoire d'Ecophysiologie Végétale), Khalida (LBM) et Amina (Laboratoire de Biotechnologie). Dédicace : ?Ç, le Tout Puissant, qui nous Avant de dédier ce travail Je tiens d’abord à remercier , a permis de mener à bien ce modeste travail. Je dédie ce travail à mes parents, A mes grands mères et mon grand père « Haj Mkadam » A mes sœurs : Fatima Z et Hajer, A mes frères : A.E.Kader. et Badredine. A mes tentes et mes cousins : Tata, Alia, Malike, Safia, Mohamed et Fati. A mes proches amies : Souria, Fatima, Amina, Asmaa, Latifa, Asmaa et Mokhtaria. A tous mes collègues et amis. A notre terre sainte Palestine. AcOEt AcOH AlCl3 CAT CCM CH2Cl2 CHCl3 AG d : Acétate d’éthyle : Acide acétique : Chlorure d’aluminium : Catalase : Chromatographie sur couche mince : Dichlorométhane : Chloroforme : Acide gallique. : Densité DO DPPH E.O.R EC EtOH fig. GHS GPX GSSH H2O2 : Densité optique : 2,2-diphénylpicrylhydrasyl : espèces oxygénées réactives : Équivalent. : Éthanol : Figure : Glutathion : Gluthatiumperoxydase : Gluthation-disulfure : Péroxyde d'hydrogène. : Acide sulfurique : Chlorure d’hydrogène : Acide formique : Concentration nécessaire pour inhiber 50 % du radical DPPH : Pourcentage d’inhibition : Hydroxyde de potassium : Méthanol : Matière sèche : Bicarbonate de sodium : Nitrite de sodium : Hydroxyde de sodium : n-Buthanol : Hydroxyde d’ammoniaque : Oxygène singulet : Radical superoxyde. : Radical hydroxyle : Poid par volume : Polyéthylène glycole : Poid moléculaire : Cœfficient de corrélation : Rapport frontal : Alcool. : Radical peroxyle. H2SO4 HCl HCOOH IC50 IP KOH MeOH MS Na2CO3 NaNO2 NaOH n-BuOH NH4OH 1 O2 O2°OH° p/v PEG PM R2 Rf ROH ROO° ROOH : Hydroperoxyde lipidique SbCl3 SD SOD TQ UV v/v XO α TH δ : Chlorure d’antimoine III : Standard de déviation : Superoxyde dismutase : α tocophérylquinone : Ultraviolet : Volume par volume : Xanthine oxydase : α tocophérol : Facteur de dilution Figure 1 : Equilibre entre les oxydants et les antioxydants (état physiologique) 35 Figure 2 : Structure de la vitamine C 37 Figure 3 : Régénération de la vitamine E et de la vitamine C 37 Figure 4 : Structure de Vitamine E 38 Figure 5 : Mécanisme d’action de α tocophérol 38 Figure 6 : Structure des caroténoïdes 39 Figure 7 : Structure de base des flavonoïdes 41 Figure 8 : La relation de l’activité antioxydante- structure des flavonoïdes 41 Figure 9 : Structure de la quercétine 41 Figure 10 : Mécanisme de piégeage d’un radical par les flavonoïdes. 41 Figure 11 : Flavonoïdes et leurs mécanismes de chélation métallique proposés par Hudson 42 et Lewis (1983). Figure 12 : Flavonoïdes et leurs sites proposés pour la chélation des ions métalliques 43 Figure 13 : Schéma générale de partage liquide –liquide 49 Figure 14 : Structure de 2-2 Diphényl-1-picrylhydrozyl libre et sa forme réduite 50 Figure 15 : Screening de l’activité antioxydante par bioautographie des extraits végétaux en 59 utilisant le DPPH comme révélateur. Figure 16 : Screening de l’activité antioxydante par bioautographie (testée à l’aide du - 60 carotène) des extraits bruts de différentes plantes et différentes parties Figure 17 : Plaque de CCM révélée par DPPH présentant des spots à activité antiradicalaire 64 chez les fractions issues du partage liquide-liquide de l’extrait aqueux des feuilles de Myrtus nivellei. Figure 18 : Courbe représentant le pourcentage d'inhibition du radical DPPH en fonction de 65 la concentration en quercétine. Figure 19 : Courbe représentant le pourcentage d'inhibition du radical DPPH en fonction de 66 la concentration en acide ascorbique Figure 20 : Courbe représentant le pourcentage d'inhibition du radical DPPH en fonction de 66 la concentration en BHA. Figure 21 : Histogramme représentant les valeurs d'IC50 des extraits étudiés avec les 69 standards (Quercétine, BHA et acide ascorbique). Figure 22 : Courbe d’étalonnage des polyphénols totaux réalisée à l’aide de l’acide 77 gallique. Figure 23 : Courbe d’étalonnage des flavonoïdes réalisée à l’aide de la catéchine. Figure 24 : Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en polyphénols chez 78 77 les fractions de l’extrait aqueux de Myrtus nivellei. Figure 25 : Histogramme représentant les teneurs en flavonoïdes des extraits actifs, 78 exprimées en mg/g de l'extrait lyophilisé. Figure 26 : Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en flavonoïdes chez 80 les fractions de l’extrait aqueux de Myrtus nivellei. Figure 27 : Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en flavonoïdes chez 80 les fractions de l’extrait aqueux de Myrtus nivellei. Figure 28 : Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en polyphénols dans 81 l’extrait aqueux des feuilles de Pistacia lentiscus à différentes saisons. Figure 29 : Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en flavonoïdes chez 82 l’extrait aqueux des feuilles de Pistacia lentiscus à différentes saisons. Figure 30 : Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en polyphénols chez 82 l’extrait aqueux des feuilles de Tetraclinis articulata à différentes saisons. 82 Figure 31 : Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en flavonoïdes chez l’extrait aqueux des feuilles de Tetraclinis articulata à différentes saisons. Figure 32 : Corrélation entre l’activité antioxydante des extraits actifs et la teneur en 83 polyphénols totaux. Figure 33 : Corrélation entre l’activité antioxydante des fractions des M. nivellei et la teneur 84 en polyphénols totaux. Figure 34 : Corrélation entre l’activité antioxydante des fractions des M. nivellei et la teneur 84 en flavonoïdes. Figure 35 : Corrélation entre l’activité antioxydante chez Pistacia lentiscus et la teneur en 85 polyphénols. Figure 36 : Corrélation entre l’activité antioxydante chez Pistacia lentiscus et la teneur en 85 flavonoïdes. Figure 37 : Corrélation entre l’activité antioxydante chez Tetraclinis articulata et la teneur 86 en polyphénols. Figure 38 : Corrélation entre l’activité antioxydante chez Tetraclinis articulata et la teneur 86 en flavonoïdes. Photo 1 : Photographie de Pistacia lentiscus L. 5 Photo 2 : Photographie de Pistacia atlantica Desf. 5 Photo 3 : Photographie de Rhus pentaphylla L. 6 Photo 4 : Photographie de Rhus tripartitum (Ucria) DC. 6 Photo 5 : Photographie d’Ammodaucus leucotrichus Coss. et Dur. 8 Photo 6 : Photographie de Thapsia garganica L. 8 Photo 7 : Photographie de Pergularia tomentosa L. 9 Photo 8 : Photographie (de haut en bas) d’Atractylus humilis Linn., Perralderia 10 coronopifolia Cosson., Scorzonera undulata Vahl. et Warionia saharae. Benth. & Coss. Photo 9 : Photographie de Berberis vulgaris L. 11 Photo 10 : Photographie de Cynoglossum cheirifolium (Tourn.) L. 12 Photo 11 : Photographie de l’Atriplex halimus L. 13 Photo 12 : Photographie de Fredolia aretioides Coss. et Dur. 14 Photo 13 : Photographie de Haloxylon scoparium Pomel. 14 Photo 14 : Photographie de Cladonia rangiformis Ach. 15 Photo 15 : Photographie de Citrullus colocynthis (L.) Schrad. 16 Photo 16 : Photographie de Tetraclinis articulata (Vahl.) Master. 17 Photo 17 : Photographie de Juniperus phoenicea L. 17 Photo 18 : Photographie de Cynomorium coccineum L. 19 Photo 19 : Photographie d’Ephedra altissima Desf. 20 Photo 20 : Photographie d’Ephedra major Host. 20 Photo 21 : Photographie d’Euphorbia guyoniana Boiss et Reut. 21 Photo 22 : Photographie de Globularia alypum L. 21 Photo 23 : Photographie de Rosmarinus officinalis L. 22 Photo 24 : Photographie de Teucrium polium L. 22 Photo 25 : Photographie de Prasium majus L. 24 Photo 26 : Photographie d’Ajuga iva ssp. pseudo iva. 24 Photo 27 Photo 28 : Photographie d’Acacia raddiana Savi. 25 : Photographie de Ficus ingens Miq. 26 Photo 29 : Photographie de Myrtus nivellei Batt. et Trab. 27 Photo 30 : Photographie d’Olea Lapperrini Batt. et Trab. 27 Photo 31 : Photographie de Cedrus atlantica Manetti. 28 Photo 32 : Photographie de Cymbopogon citratus (D.D.) Stapf. 28 Photo 33 : Photographie de Zizyphus lotus L. 29 Photo 34 : Photographie de Ruta chalepensis L. 29 Photo 35 : Photographie d’Osyris quadripartita Salzm. 30 Photo 36 : Photographie de Solanum sodomaeum L. et Withania frutescens (L.) Pauquy. 31 Photo 37 : Photographie de Thymelaea hirsuta. (L.) Endl. 32 Photo 38 : Photographie de Peganum harmala L. 33 Tableau 1 : Mécanisme d’action des antioxydants d’origine enzymatique. 36 Tableau 2 : Mécanismes d’actions des caroténoïdes. 39 Tableau 3 : Plantes étudiées, leurs dates et lieux de récolte. 45 Tableau 4 : Phytoconstituants et systèmes de développement correspondants. 53 Tableau 5 : Phytoconstituants et leurs révélateurs spécifiques 53 Tableau 6 : Screening du potentiel antioxydant de 80 extraits de 53 plantes par 61 bioautographie (test antioxydant contre le DPPH et test de -carotène.). Tableau 7 : Résultats du test antioxydant sur les fractions issues du partage liquide- 64 liquide de l’extrait aqueux des feuilles de Myrtus nivellei. Tableau 8 : Valeurs d’IC50 et des teneurs en polyphénols et en flavonoïdes de 56 67 extraits actifs appartenant à 42 plantes. Tableau 9 : Résultats de la séparation des acides phénoliques par CCM. 70 Tableau 10 : Résultats de la séparation des flavonoïdes des extraits actifs par CCM. 71 Tableau 11 : Résultats de la séparation des flavonoïdes des fractions de Myrtus 72 nivellei par CCM. Tableau 12 : Résultats de la séparation des lignanes par CCM 72 Tableau 13 : Résultats de la séparation des coumarines par CCM sur gel de silice. 72 Tableau 14 : Résultats de la séparation des coumarines par CCM sur plaque de 73 cellulose. : Résultats de la séparation des hydroxycoumarines des fractions de 74 Tableau 15 Myrtus nivellei par CCM sur plaque de cellulose. Tableau 16 : Résultats de la séparation des anthrones et des anthranols par CCM. 74 Tableau 17 : Résultats de la séparation des glycosides cardiotoniques par CCM. 75 Tableau 18 : Résultats de la séparation des terpénoïdes par CCM 75 Tableau 19 : Résultats de la séparation des sesquiterpènes lactones par CCM. 76 Tableau 20 : Résultats de la séparation des saponines par CCM. 76 Tableau 21 : Valeurs d’IC50 et des teneurs en polyphénols et en flavonoïdes des 79 fractions issues du partage-liquide de l’extrait aqueux de Myrtus nivellei. Tableau 22 : Valeurs d’IC50 et teneurs en polyphénols et en flavonoïdes de Pistacia 81 lentiscus et de Tetraclinis articulata. Tableau 23 : Réactifs chimiques pour la révélation des CCM. 120 INTRODUCTION 1 CHAPITRE I: RAPPEL BOTANIQUE 1. Anacardiacées 1.1. Pistacia lentiscus L. 1.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 1.1.2. Cycle végétatif 1.1.3. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques 1.1.4. Phytochimie de la plante 1.2. Pistacia atlantica Desf. 1.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 1.2.2. Cycle végétatif 1.2.3. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques 1.2.4. Phytochimie de la plante 1.3. Rhus pentaphylla L. 1.3.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 1.3.2. Utilisations traditionnelles 1.3.3. Phytochimie de la plante 1.4. Rhus tripartitum (Ucria) DC. 1.4.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 1.4.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques 1.4.3. Phytochimie de la plante 2. Apiacées 2.1. Ammodaucus leucotrichus Coss. et Dur. 2.1.1. Description botanique répartition géographique et habitats 2.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques 2.2. Thapsia garganica L. 2.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 2.2.2. Utilisations 2.2.3. Toxicité 3. Asclépiadacées 3.1. Pergularia tomentosa L. 3.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 3.1.2. Utilisations 4. Astéracées 4.1. Atractylis humilis L. 4.1.1. Description botanique répartition géographique et habitats 4.2. Perralderia coronopifolia Cosson. 4.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 4.2.2. Toxicité 4.3. Scorzonera undulata Vahl. 4.3.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 4.4. Warionia saharae Benth. & Coss. 4.4.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 5. Berbéridacées 4 4 4 4 4 5 5 5 6 6 6 6 6 7 7 7 7 7 8 8 8 8 8 8 8 9 9 9 9 9 9 10 10 10 10 10 10 11 11 11 11 11 5.1. Berberis vulgaris L. 5.1.1. Description botanique; répartition géographique et habitats 5.1.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques 5.1.3. Données phytochimiques 6. Boraginacées 6.1. Cynoglossum cheirifolium (Tourn.) L. 6.1.1. Description botanique répartition géographique et habitats 7. Chénopodiacées 7.1. Atriplex halimus L. 7.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 7.1.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques 7.2. Fredolia aretioides Coss. et Dur. 7.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 7.2.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques 7.2.3. Phytochimie de l’espèce 7.3. Haloxylon scoparium Pomel. 7.3.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 7.3.2. Utilisations et propriétés pharmaceutiques 7.3.3. Phytochimie 8. Cladoniacées 8.1. Cladonia rangiformis Ach. 8.1. Description 9. Cucurbitacées 9.1. Citrullus colocynthis (L.) Schrad. 9.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 9.1.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques 9.1.3. Phytochimie de la plante 10. Cupressacées 10.1 Tetraclinis articulata (Vahl.) Masters 10.1.1 Description botanique, répartition géographique et habitats 10.1.2 Cycle végétatif 10.1.3 Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques 10.1.4 Phytochimie de l’espèce 10.2. Juniperus phoenicea L. 10.2.1 Description botanique, répartition géographique et habitats 10.2.2 Cycle végétatif 10.2.3 Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques 10.2.4 Phytochimie de la plante 11. Cynomoriacées 11.1. Cynomorium coccineum L. 11.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 11.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques 12. Ephedracées 12.1. Ephedra altissima Desf. 12.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 12.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques 12.2. Ephedra major Host. 12.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 12.2.3. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques 12.3. Données phytochimiques du genre Ephedra 11 11 12 12 12 12 12 13 13 13 13 13 13 14 14 14 14 14 14 15 15 15 15 15 15 15 15 16 16 16 17 17 17 17 17 18 18 18 19 19 19 19 19 19 19 19 20 20 20 20 13. Euphorbiacées 13.1. Euphorbia guyoniana Boiss et Reut. 13.1.. Description botanique, répartition géographique et habitats 14. Globulariacées: 14.1. Globularia alypum L. 14.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 14.1.2. Cycle végétatif 14.1.3. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques 14.1.4. Phytochimie 14.1.5. Toxicité 15. Lamiacées 15.1. Rosmarinus officinalis L. 15.1.1. Description botanique répartition géographique et habitats 15.1.2. Récolte 15.1.3. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques 15.1.4. Phytochimie de l’espèce 15.2. Teucrium polium L. 15.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 15.2.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques 15.2.3. Phytochimie de la plante 15.3. Prasium majus L. 15.3.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 15.4. Ajuga iva ssp pseudo-iva 15.4.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 15.4.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques 16. Fabacées 16.1. Acacia raddiana Savi. 16.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 16.1.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques 16.1.3. Autres applications 16.1.4. Phytochimie de l’espèce 17. Moracées 17.1. Ficus ingens Miq. 17.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 17.1.2. Utilisation 18. Myrtacées 18.1. Myrtus nivellei Batt. et Trab. 18.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 19. Oléacées 19.1. Olea Lapperrini Batt. et Trab. 19.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 20. Pinacées 20.1. Cedrus atlantica (Manetti) 20.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 20.1.2. Utilisations 20.1.3. Phytochimie de l’espèce 21. Poacées 21.1. Cymbopogon citratus (D.D.) Stapf. 21.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 21. 1.2. Utilisations et propriétés pharmaceutiques 20 20 20 21 21 21 21 21 21 22 22 22 22 22 23 23 23 23 23 24 24 24 24 24 24 25 25 25 25 25 26 26 26 26 26 26 26 26 27 27 27 27 27 27 28 28 28 28 28 28 21. 1.3. phytochimie 22. Rhamnacées 22.1. Zizyphus lotus L. 22.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 22.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques 22.1.3. Phytochimie de l’espèce 23. Rutacées 23.1. Ruta chalepensis L. 23.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 23.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques 23.1.3. Phytochimie de la plante 23.1.4. Toxicité de la plante 24. Santalacées 24.1. Osyris quadripartita Salzm. 24.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 24.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques 25. Solanacées 25.1. Solanum sodomaeum: 25.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats : 25.1.2. Phytochimie 25.2. Withania frutescens (L.) Pauquy 25.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats 25.2.2. Utilisation traditionnelle 26. Thymelaeacées 26.1. Thymelaea hirsuta (L.) Endl. 26.1.1. Description botanique; répartition géographique et habitats 26.1.2. Utilisations 27. Zygophyllacées 27.1. Peganum harmala L. 27.1.1. Description de l’espèce, répartition géographique et habitats 27.1.2. Utilisations médicinales et propriétés pharmaceutiques 27.1.3. Phytochimie de la plante 27.1.4. Toxicité de l’espèce 28 29 29 29 29 29 29 29 29 30 30 30 30 30 30 31 31 31 31 31 31 31 32 32 32 32 32 32 32 32 33 33 33 CHAPITRE II : LES ANTIOXYDANTS 1. Définition d’un antioxydant 2. Classification et mécanisme d’action 2.1. Capture directe des radicaux libres 2.2. Neutralisation des radicaux formés 2.2.1. Acide Ascorbique (Vitamine C) 2.2.2. Vitamine E 2.2.3. Les caroténoïdes 2.2.4. Les polyphénols 2.2.4.1. les flavonoïdes 2.2.4.1.1. Piégeage des radicaux libres 2.2.4.1.2. Inhibition de la peroxydation lipidique 2.2.4.1.3. Inhibition des enzymes 2.2.4.1.4. Chélation des ions métalliques 35 36 36 37 37 37 39 40 40 41 42 42 42 CHAPITRE III:MATÉRIEL ET MÉTHODES 1. Matériel végétal 45 2. Les méthodes d’extraction utilisées 47 2.1. Extraction sous reflux 47 2.2. Macération avec l’éthanol ou le méthanol 47 3. Essai de partage liquide -liquide 48 4. Préparation des solutions 49 5. Détermination du potentiel antioxydant 49 5.1. Détermination de l’activité antioxydante par le test au DPPH 49 5.1.1. Principe du test de DPPH 49 5.1.2. Réduction de radical libre DPPH par bioautographie 50 5.1.3. Réduction du radical libre DPPH par dosage spectrophotométrie 50 5.2. Détermination de l’activité antioxydante par test ß-carotène 52 5.2.1. Le principe de test ß-carotène 52 5.2.2. Test de ß-Carotène par bioautographie 52 6. Etudes phytochimiques 52 6.1. Identification des phytoconstituants par la chromatographie analytique sur couche mince (CCM) 52 6.2. Dosage des polyphénols 55 6.2.1. Principe 55 6.2.2. Protocole 55 6.3. Dosages des flavonoïdes 55 7. Etude statistique 56 CHAPITRE IV: RÉSULTATS 1. Détermination du potentiel antioxydant 1.1. Détermination de l’activité antioxydante par bioautographie 1.2. Réduction du radical libre 2,2-diphényl-1-picrylhydrazyl (DPPH) par dosage spectrophotométrique 2. Etude phytochimique par CCM 2.1. Recherche des composées phénoliques 2.1.1. Acides phénoliques 2.1.2. Flavonoïdes 2.1.3. Lignanes 2.1.4. Coumarines 2.1.5. Dérivés anthracéniques 2.1.6. Quinones libres 2.2. Glycosides cardiotoniques 2.3. Terpénoïdes 2.4. Sesquiterpènes lactones 2.5. Saponines 2.6. Alcaloïdes 3. Dosage des polyphénols et des flavonoïdes 4. Résultats du partage liquide – liquide 5. Variations saisonnières de l’activité antioxydante et teneurs en polyphénols et flavonoïdes chez Pistacia lentiscus L. et Tetraclinis articulata Masters 6. Corrélation entre l’activité antioxydante et la teneur en polyphénols 6.1. Corrélation entre l’activité antioxydante évaluée par DPPH et la teneur en 58 58 65 69 69 69 70 72 72 74 75 75 75 76 76 76 77 79 81 83 polyphénols totaux des différents extraits testés 6.2. Corrélation entre l’activité antioxydante des fractions de Myrtus nivellei et les teneurs en polyphénols et en flavonoïdes 6.3. Corrélation entre l’activité antioxydante chez Pistacia lentiscus et la teneur en polyphénols à différentes saisons 6.4. Corrélation entre l’activité antioxydante chez Tetraclinis articulata et la teneur en polyphénols à différentes saisons 83 CHAPITRE V : DISCUSSION 88 CONCLUSION ET PERSPECTIVES 97 RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES 100 ANNEXES 120 83 85 86 Résumé La plupart des espèces végétales utilisées dans ce travail sont des plantes médicinales utilisées largement dans la phytothérapie traditionnelle pour traiter les diverses pathologies dont le diabète, le cancer, l’athérosclérose, les maladies cardiovasculaires et les maladies neurodégénératives. Le stress oxydatif contribue directement à ces pathologies. Le matériel végétal utilisé comprend plus de 80 extraits de 56 espèces récoltées de diverses régions d’Algérie. L’étude a porté sur un screening de ces plantes pour leur activité antioxydante évaluée in vitro par deux tests différents : action antiradicadicalaire contre le radical DPPH (2,2diphényl-1-picrylhydrazyl); action inhibitrice de l’oxydation du ß-carotène et comparée à celle d’antioxydants authentiques pris comme référence. Un essai de fractionnement par partage liquide-liquide par des solvants à polarité croissante a également été entrepris dans le cas d’une plante du Tassili, Myrtus nivellei, en vue de localiser les principes actifs responsables de l’activité antioxydante observée, très élevés dans l’extrait aqueux de cette plante. Deux espèces (Pistacia. lentiscus et Tetraclinis articulata) ont été étudiées pour leurs fluctuations saisonnières de l’activité antioxydante. Celles-ci montrent une bonne corrélation avec les teneurs en polyphénols : R2 = 0.78 et R2= 0.96, respectivement. Par contre, il n’existe aucune corrélation entre les teneurs en flavonoïdes et l’activité antioxydante chez P. lentiscus ce qui peut probablement s’expliquer par le fait que des composées polyphénoliques bioactifs autres que les flavonoïdes sont responsables de l’activité observée. A l’inverse, chez T. articulata, les flavonoïdes sont les agents antioxydants de premier ordre comme en témoigne la corrélation (R2 = 0.97) entre ces deux paramètres. Parallèlement à cette étude biologique, un criblage phytochimique de mise en évidence des principaux phytoconstituants du métabolisme secondaire des plantes actives a été entrepris ainsi qu’une quantification des polyphénols totaux et des flavonoïdes. Les résultats des tests biologiques montrent que certains extraits sont très actifs comparativement à des substances authentiques et connues comme le BHA, antioxydant de synthèse largement utilisé dans les industries agro-alimentaires. Ils sont, de ce fait, une source potentielle pour l’isolement d’antioxydants naturels. C’est le cas des deux espèces de Pistacia (lentiscus et atlantica) et de Cynomorium coccineum. Les tests phytochimiques montrent une grande diversité dans les profils phytochimiques des plantes étudiées avec une prédominance de polyphénols, ce qui laisse suggérer que l’activité antioxydante enregistrée est due essentiellement à ces composés comme le montrent clairement les corrélations statistiques. Les phytoconstituants identifiés par CCM sont principalement des acides phénoliques, des lignanes, des flavonoïdes, furano- et pyranocoumarines, des terpénoïdes et des sesquiterpènes lactones, des saponines et des glycosides cardiotoniques. L’activité antioxydante observée est souvent corrélée aux teneurs en polyphénols et en flavonoïdes. Mots clés : Plantes médicinales, antioxydants, extrait aqueux, bioautographie, DPPH, CCM, polyphénols, flavonoïdes, variation saisonnière. Abstract The most plant species used in this work are medicinal plants witch are widely used in the traditional herbal therapy to treat diverse pathologies like diabetes, cancer, atherosclerosis, cardiovascular and neurodegenerative diseases, in witch the oxidative stress is prominent factor. Eighty extracts from fifty six plants harvested in different regions of Algeria were screened for their antioxidant potential by means of 2, 2-diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH) assay and inhibition of -carotene bleaching test and compared with authentic antioxidants taken as positive controls Fractionation assay by liquid liquid partitioning using solvents of increasing polarity was also studied in the case of Tassili’s plant, Myrtus nivellei, to localising the actives principles responsible of antioxidant activity observed very strong in aqueous extract of this species. The study deals also the seasonal variation of the antioxidant activity of two plants: Pistacia lentiscus and Tetraclinis articulata. Both plant’s activities showed best correlation between polyphenolics content (R2= 0.78 and R2= 0.96, respectively). In contrary, no correlation was found between the flavonoids content and antioxidant activity of Pistacia lentiscus witch may be meaning that bioactive phenolic compounds other than flavonoïds were responsible of the activity observed. In Tetraclinis articulata, the flavonoids are the most important antioxidants agents as the correlation shown (R2 = 0.97) between these two parameters. In parallel of this biological study, screening of secondary metabolism phytoconstituents was undertaken with polyphenolics and flavonoids quantification. Results of the biological tests showed that some extracts are very active comparatively with an authentic and recognised substance like BHA, synthetic antioxidant widely used in agroalimentary industry. These extracts may be potential sources for isolation of natural antioxidant. It’s the case of two species of Pistacia (lentiscus and atlantica) and Cynomorium coccineum. Phytochemical tests show a big variety in the phytochimical profiles of the plants studied with polyphenolics predominance. The principal phytoconstituents identified by TLC are phenolic compounds as (phenolic acids, lignanes, flavonoids, furano- and pyranocoumarines), terpenoids, sesquiterpenes lactones, cardiotonic glycosides and saponins. Antioxidant activity observed is generally correlated with both polyphenolic and flavonoids contents. Keywords: medicinal plants, antioxidant, bioautography, DPPH, TLC, polyphenols, flavonoids, seasonal variation. : ، ، ،íÑßÓáÇß ÖÇÑã?Ç äã ÑíËßáÇ ÉÌáÇÚãá íÏíáÞÊáÇ ÕÈÉãå ÇÓã ÉÏÓß?Ç ÉÑå ÇÙ Çå íÝäæßÊíÊáÇ æ ÈÇÕÚ?Ç .ÉÑÔÇÈã ÉÝ 56 80á ÉÏÓß?á ÏÇÖãáÇ ØÇÔäáÇ ãííÞÊÈÇäãÞ 2, 2-) carotene áÇãÚÊÓÇÈ áæ?Ç : ÏÎÄÊíÊáÇæ ÉÏÓß?á ÉÏÇÖã ÊÇÈßÑã Úã ÇÊäÑÇÞã ،diphenyl-1-picrylhydrazyl (DPPH . ÕáÎÊÓãáÇ íÝÙæÍáãáÇ ÉÏÓß?á ÏÇÖãáÇ ØÇÔäáÇ äÚ ÉáæÄÓãáÇ æ ÉáÇÚÝ áÇ ÊÇÈßÑã Myrtus nivellei . ÉÏÓß?Ç ÊÇÏÇÖãá ÉíáÕÝ áÇ ÊÇÑíÛÊáÇ ìáÇ ßá ÇÊØÚÇ äíÊÑíÎ?Ç äíÊ . Tetraclinis articulata Pistacia lentiscus 2 2 R = 0.78 R = 0.96 ; ÈÓÇäÊáÇ áãÇÚÈÊ?æäíÝ áÇ ÉÏÏÚÊã ÊÇÈßÑãáÇ äã Çå ÊÇäæßã Úã ÉÞ?Ú å æ ÊÇÏíæäæÝ ?Ý áÇ äíÈÇã ÉÞ?ÚáÇ Pistacia lentiscus ، . Tetraclinis . ÏÇÖãáÇ ØÇÔäáÇ ìáÚ ìáæ?Ç ÉÌÑÏáÇÈæ íÓíÆÑáÇ áæÄÓãáÇ íå ÊÇÏíæäæÝ ?Ý áÇÝ articulata 2 áãÇÚ áÏíÇãß ÉÏÓß?á . R =.0.97 Öí?Ç ÊÇÈßÑã íæÍÊÉíÆÇíãíß ÊÇÑ æÝ ?Ý áÇ æ Ê?æäíÝ áÇ ÉÏÏÚÊã ÊÇÈßÑãáá íãß ÑíÏÞÊìáÇ ÉÝ ÇÖ?ÇÈ، . ìáÇ ÉÝ ÇÖ?ÇÈäíÑÇãæß ،ÊÇÏíæäæÝ ?Ý، ، æäíÝ áÇ ÖÇãÍ?Çß Ê?æäíÝ áÇ ÉÏÏÚÊã ÊÇÈßÑã : .ÉíäæÊß? ÊÇäÇÈÑÇÊíßÓíÓæ ÊÇÏíÒæßíáÛ ÊÇÏíæäíÈÑÇÊæ äíäæÈÇÕ æ Ê?æäíÝ áÇ ÉÏÏÚÊã ÊÇÈßÑãáÇ Éíãß Úã ÉÞ?Ú åá ÉÏÇÚ ÙæÍáãáÇ ÉÏÓß?á ÏÇÖãáÇ ØÇÔäáÇ ?Ý áÇ .ÊÇÏíæäæÝ ،Ê?æäíÝ áÇ ÉÏÏÚÊã ، ، DPPH،ÉÏÓß?á ÏÇÖãáÇ ، . : ، ÊÇÏíæäæÝ ?Ý INTRODUCTION Les plantes médicinales sont largement utilisées soit pour la prévention, soit pour le traitement curatif de plusieurs maladies. Parmi les propriétés derrières ces vertus, l’activité antioxydante tient une place de premier ordre. Actuellement, plusieurs molécules isolées à partir des plantes médicinales sont utilisées dans la fabrication de médicaments tels que le Taxol, un agent anticancéreux, isolé de l'if américain ("Taxus brevifolia Nutt.", Taxacées). Beaucoup des plantes médicinales contiennent un large spectre des substances phytochimiques qui sont des sources des antioxydants naturels tel que α tocophérols, les acides phénoliques, les flavonoïdes, et les tanins. Ces composées possèdent en plus de leurs activités antioxydantes d’autres propriétés biologiques, activité anti-inflammatoire ; antimicrobienne et anti-cancéreuse (Lee et al., 2004). L’utilisation de ces substances naturelles ne se limite pas seulement au domaine thérapeutique mais aussi au domaine industriel car elles sont de plus en plus préférées à l’usage des antioxydants synthétiques tels que le BHT (Butyl-hydroxytoluène), BHA (Butyl-hydroxyanisol) et propyl gallate (PG) (Amarowicz et al., 2000). L’identification de nouvelles sources de substances naturelles d’intérêt est, actuellement, l’un des domaines de recherche les plus actifs au monde. C’est aussi un thème de recherche privilégié du Laboratoire de Biochimie Végétale et des Substances Naturelles de l’Université d’Oran où s’est déroulé le présent travail. Ce choix est basé d’une part, sur l’abondance de plantes médicinales en Algérie et, d’autre part, beaucoup de ces plantes demeurent inconnues sur, aussi bien le plan phytochimique, que sur le plan des propriétés biologiques en dépit d’une utilisation très ancienne de ces plantes dans la pratique traditionnelle. Notre objectif est donc d’apporter un fondement scientifique à ces utilisations traditionnelles par des études expérimentales au laboratoire comme première étape, partant de l’hypothèse que les vertus « médicinales » de ces plantes seraient dues principalement à leur activité antioxydante. Le présent travail comporte : Un rappel des données botaniques sur les plantes testées, Une analyse bibliographique élargie à tous les aspects inhérents à l’activité antioxydante et à son implication dans certaines maladies, 1 INTRODUCTION La partie expérimentale avec la description du matériel végétal et les méthodes utilisées. Celles-ci comprennent - Evaluation de l’activité antioxydante par deux techniques : Bioautographie par le test de DPPH et le test du ß-carotène. Dosage spectrophotométrique au moyen du DPPH. - Identification de différents groupes de phytoconstituants par CCM. - Quantification des polyphénols et des flavonoïdes. Résultats et discussion, Conclusion et perspectives. 2 I. RAPPEL BOTANIQUE Nous présentons dans ce qui suit, un rappel de quelques données botaniques sur les plantes étudiées, classées par familles. 1. Anacardiacées : 1.1. Pistacia lentiscus L. : 1.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats: Cette espèce est très répandue et abondante dans tout le bassin méditerranéen à l’exception de l’Egypte, sur tous les sols mais en stations chaudes. C’est une espèce type de maquis et de la garrigue associée à l’olivier dans l’ouest méditerranéen, au caroubier dans l’est. Le lentisque est un arbuste, parfois petit arbre, dioïque, vert sombre, sempervirent de 2-3 m qui peut atteindre de 5-6 m, à branches étalées, à odeur de résine fortement âcre, à feuilles persistantes de 4-8 folioles sans foliole terminale et dont le rachis et le pétiole comportent une bractée en forme d’aile, verte. Son tronc a une écorce lisse grise légèrement incisée, secrétant une résine plus épaisse que celle du P. terebinthus. Les rameaux sont souvent un peu roses. Fleurs très petites, en châtons, à anthères rouges, groupées en grappes spiciformes denses à l’aisselle des feuilles. Fruits globuleux de la taille d’un pois, rouges puis noirs à maturité et dont le noyau contient une seule graine (Quezel et Santa, 1963; Doelen et al., 1998; Dogan et al., 2003). 1.1.2. Cycle végétatif : Feuillage permanent, fleurit le mois de Mai, les fruits sont mûrs le mois d’Août (Chryssavgi et al., 2008). 1.1.3. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques: Les feuilles, les branches, les gommes de Pistacia lentiscus « mastic de chio »sont largement utilisées par les peuples méditerranéens dans le domaine alimentaire et en médecine traditionnelle. Le mastic a été employé en médecine pour le traitement des maladies gastrointestinales (acidité, brûlures d’estomac, dyspepsies) et pour soigner les problèmes buccogingivaux (Bellakhdar, 1997 ; Dedoussis et al., 2004). La prise des feuilles infusées dans l’eau par voie orale est conseillée pour les problèmes respiratoires (toux) (Said. et al., 2002). Elles sont douées de propriétés 4 I. RAPPEL BOTANIQUE antiulcéreuse, antibactérienne (Bactérie carcinogène Heliobacter pylori qui est responsable d’ulcère peptique) (Borrelli et al., 2000 ; Dogan et al., 2003 et Dedoussis et al., 2004), antidiarrhéique et hépato-protectrice. Traditionnellement, la partie aérienne de la plante a été utilisé dans le traitement de l’hypertension et de l’eczéma et comme stimulant (Chryssavgi et al., 2008). Les gommes ont une activité antitumorale (prévention contre leucémie et cancer de colon) (Janson, 2006). Le fruit contient une petite amande comestible que les romains faisaient confire au sel comme les olives. De ce fruit, on extrayait, surtout en Italie, une huile appelée « masticha » pour l’éclairage, la savonnerie et même l’alimentation. Le bois, surtout la souche qui est très volumineuse, est un excellent combustible (Polunin et Huxley, 1971). 1.1.4. Phytochimie de la plante : Les feuilles de P. lentiscus contiennent des polyphénols : acide gallique et ses dérivés; flavonols glycosides (myricétine et quercétine glycosides) ; anthocyanines (delphinidine 3-O-glucoside et cyanidine 3-O-glucoside) et une petite quantité de catéchine (Romani et al., 2002), et de proanthocyanidines (Sanz et al., 1992). Elles contiennent aussi des quantités importantes de tanins, des triterpénoïdes, des huiles essentielles (monoterpènes (α-pinene, β-pinene)) et sesquiterpènes (δ-cadinène) (Chryssavgi et al., 2008). 1.2. Pistacia atlantica Desf.: 1.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats: C’est un bel arbre dioïque, à odeur résineuse poussant dans le maquis méditerranéen et l’est méditerranéen en Grèce, à Chypre, en Turquie, en Syrie, Palestine, Crimée, dans le Caucase, en Iran, Afghanistan et jusqu’en Inde. Mais il existe également dans le sud d’Afrique à l’état disséminé dans l’étage aride et subaride. En Algérie, on le retrouve dans les hauts-plateaux et l'Atlas saharien en association avec le Zizyphus lotus et le pin d'Alep. Il peut atteindre une altitude de 2000m dans l’Atlas saharien. Son tronc bien individualisé et à frondaison hémisphérique peut mesurer 1m de diamètre. Les feuilles à rachis finement ailé à folioles (lancéolées) impaires 3-5 ×1-1.5cm, obtuses au sommet. Le fruit est une drupe globuleuse, sensiblement ovoïde, de 5-6 mm, jaune puis bleu foncé à maturité, elle contient un seul noyau osseux ne contenant qu’une 5 I. RAPPEL BOTANIQUE seule graine. Cette espèce préfère les terrains argileux et les alluvions de plaines. (Quezel et Santa, 1963; Seigue, 1985) 1.2.2. Cycle végétatif : Feuillage permanent, fleurit en Mars à Avril, les fruits atteignent leur maturité à partir de Septembre (Ozenda, 1958). 1.2.3. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques : Cette plante est utilisée dans le traitement de l’ulcère peptique, les maladies du système broncho-pulmonaire et pour soigner les problèmes bucco-gingivaux (Bellakhdar, 1997 ; Delazar et al., 2004). Elle comprend une activité hypoglycémiante qui est probablement en relation avec l’activité l’inhibitrice de l’α amylase (Hamdan et Afifi, 2004). Une étude faite par (Benhammou et al., 2008) a rapporté que les feuilles de P. atlantica possèdent des propriétés antioxydante et antimicrobienne. Les fruits sont utilisés comme anti-diarrhéique (Yousfi et al., 2002). 1.2.4. Phytochimie de la plante: Cette plante est caractérisée par : - L’abondance des flavonoïdes glycosides, de l’acide gallique et ses dérivés ainsi que des coumarines (Umadevi et al., 1988 ; Kawashty et al., 2000;. Benhammou et al., 2008). - La présence de plusieurs composés des huiles essentielles comme α-pinene a été récemment rapportée par (Delazar et al., 2004), des monoterpènes et des sesquiterpènes comme terpinen-4-ol et elemol (Barrero et al., 2005). 1.3. Rhus pentaphylla L.: 1.3.1. Description botanique, répartition géographique et habitats: Cette espèce se trouve en Afrique du nord: elle est rare en Tunisie et fréquente dans l’ouest d’Algérie et au Maroc. On la trouve également sous diverses variétés: en Espagne, dans la région de Malaga. C’est un petit arbre qui peut atteindre de 5 à 6 m, mais il se présente souvent comme un buisson de 2 à 3 m. Son enracinement est puissant. Ses rameaux sont épineux. Ses feuilles, caduques, ne tombent qu’à la fin de l’été. Le fruit est une drupe rouge globuleuse. 6 I. RAPPEL BOTANIQUE Il supporte tous les sols; on le retrouve sur des terrains secs et pauvres, surtout sur des calcaires et parfois des argiles. Il demande de la chaleur, ne supporte pas l’ombre. Il est associé, en général, au chêne-liège, thuyas et lentisque. Son bois est dure et dense : 1 à 1.18 de densité (Seigue, 1985). 1.3.2. Utilisations traditionnelles: Au Maroc, son écorce est utilisée pour colorer les cuirs en rouge. Elle est utilisée aussi pour tanner et préparer les peaux (Seigue, 1985). 1.3.3. Phytochimie de la plante : Cette espèce est riche en tanins et ses racines en sont encore plus riches. Les principaux tanins présents chez Rhus pentaphylla sont: gallotanins hydrolysables et pentagalloyl glucose (Seigue, 1985; Niemetz et Gross, 1998, 2001; Zalacain et al., 2003). 1.4. Rhus tripartitum (Ucria) DC.: 1.4.1. Description botanique, répartition géographique et habitats: Espèce méditerranéenne caractérisée par des feuilles généralement à trois folioles en triangles dentés, ressemblant à des feuilles d'aubépine, lancéolées 3-4 fois plus longues que larges, profondément 2-5 dentées sur les marges. Arbuste très rameux, les rameaux rouge brunâtres luisants et épineux à leur extrémité. Fleurs blanches. Fruits brunâtres globuleux de 3-5 mm de diamètre. On le trouve dans les régions arides, dans tout le Sahara (Quezel et Santa, 1963). 1.4.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques: Les feuilles fraîches et les bourgeons peuvent être mâchés pour étancher la soif, cela fait saliver et donne l'impression d'eau dans la bouche. Pour les abcès dentaires : écraser des feuilles, mettre la pâte sur l'abcès pour le faire éclater. Les écorces sont pilées pour faire une poudre utilisée pour soigner les aphtes. Son bois est utilisé pour faire du charbon (faire attention, car celui-ci explose dans le feu). 7 I. RAPPEL BOTANIQUE Les écorces des racines sont utilisées pour tanner les peaux et les colorer en rouge1. 1.4.3. Phytochimie de la plante : Cette espèce est riche en tanins comme Rhus pentaphylla surtout en tanins hydrolysables (Niemetz et Gross, 1998, 2001; Zalacain et al., 2003). 2. Apiacées: 2.1. Ammodaucus leucotrichus Coss. et Dur.: 2.1.1. Description botanique répartition géographique et habitats: Plante glabre, annuelle; tiges dressées, rameuses, finement striées, feuilles très divisées, à lanières étroites, un peu charnues; ombelles à 2-4 rayons, involucre à bractées très velus, portant de longs poils crépus, jaune roux à la base, puis blancs, et longs de 8-10 mm, plante à très forte odeur d’anis. Elle est localisée dans tous le Sahara (Ozenda, 1958). 2.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques : Cette espèce est utilisée pour soigner les troubles gastro-intestinales (Bellakhdar, 1997). 2.2. Thapsia garganica L.: 2.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats: Espèce de la région méditerranéenne très commune en Algérie, au Maroc et en libye. Racine cylindrique grisâtre ou brunâtre, épaisse comme le poignet, marquée de stries annulaires. Feuilles, à pétiole cylindrique strié, ont un limbe divisé trois fois en lanières aiguës, glauques en dessous, luisantes en dessus. Les tiges, hautes de 70 cm à 1.20 m, de la grosseur de doigt, pleines, striées, se terminent par des grandes ombelles (12 à 26 cm de diamètre) hémisphériques ou globuleuses, dépourvues d’involucre et souvent d’involucelles. Les fleurs sont jaunes à pétales peu ou pas émarginés. A maturité, les fruits mesurent de 15-30 mm de longueur sur 12-18 mm de largeur et portant des ailes latérales très développées, brillantes (Perrot et Paris, 1971). Thapsia est très abondant surtout dans les endroits rocailleux. 1 http://www.sahara-nature.com/fpdf_plantes. (Consulté le 23/08/2008) 8 I. RAPPEL BOTANIQUE 2.2.2. Utilisations: L’écorce de racine, par digestion dans l'alcool, fournit une résine utilisée surtout comme révulsive, antirhumatismale et plus rarement comme purgatif drastique. La plante entière est utilisée comme cataplasme contre les fluxions, les abcès, etc. (Guibert, 1865 ; Perrot et Paris, 1971). 2.2.3. Toxicité: Le contact avec cette plante provoque des éruptions sur le corps, accompagnées de fièvre (Perrot et Paris, 1971). 3. Asclépiadacées: 3.1. Pergularia tomentosa L. : 3.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats: C’est une espèce saharienne. Arbrisseau vivace à jeunes rameaux volubiles, s’enroulant fréquemment autour des rameaux anciens; feuilles opposées, ovoïdes cordées ou arrondies, en cœur à la base, couvertes ainsi que toute la plante de courts poils verdâtres. Inflorescences corymbiformes longuement pédonculées. Fleurs longuement pédicellées, vert brunâtre de 10-12mm, corolle à cinq lobes, pétales vert brunâtre, barbus sur les bords, fruits portant de petites pointes (Ozenda, 1958; Quezel et Santa, 1963). 3.1.2. Utilisations: Cette espèce est d’un usage traditionnel courant en Algérie surtout dans le sud (Sahara) pour le traitement des hémorroïdes, des affections broncho-pulmonaires, des troubles digestifs et rhumatisme (Goodman et Hobbs, 1988; Maiza et al., 1993). 9 I. RAPPEL BOTANIQUE 4. Astéracées: 4.1. Atractylis humilis L.: 4.1.1. Description botanique répartition géographique et habitats: Plante à petites feuilles, lancéolées linéaires à bords épaissis en nervure marginale et régulièrement dentés épineux. Capitules de 15 mm globuleux, fleurs du rayon, parfois rayonnantes. Sa racine est grise, ligneuse; ses tiges sont droites, longues de 1-2 dc, glabres; son involucre est cylindrique, court, glabre, formé d’écailles imbriquées, tronquées au sommet et d’où part une épine droite, simple et aussi longue que l’écaille elle-même (Quezel et Santa, 1963). Cette plante croit dans les forêts sur les rochers et les sols pierreux. 4.2. Perralderia coronopifolia Cosson.: 4.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats: Plante qui croit en abondance sur les sols rocheux dans tout le Sahara oranais et algérien, et plus au sud jusqu’au Hoggar, commune au Sahara septentrional et occidental. Plante à tiges de 15-40 cm, sillonnées, velues, glanduleuses et jaunâtres, brunes dans le bas ; feuilles un peu charnues, à pubescence courte, divisées en lanières étroites, gros capitules (10-25 mm) isolés au sommet des rameaux, à bractées linéaires aussi longues que les fleurs, les extérieures un peu charnues et obtuses, les intérieures membraneuses et aigues, fleurs toutes en tube ; akène portant de fins sillons longitudinaux et de longs poils (Ozenda, 1958). 4.2.2. Toxicité: Cette plante est très toxique, sous toutes ses formes: fraîche et sèche, jeunes ou en fleurs. Elle détermine une intoxication mortelle, aussi bien chez les chameaux que chez les petits ruminants (moutons, chèvres) à la dose de 1 à 2 g/Kg. du poids de l’animal. Les symptômes comprennent une accélération de la respiration, et du pouls, une asthénie, et après la mort, l’autopsie montre des hémorragies de l’intestin et une congestion des autres viscères. Ces symptômes sont dus à l’acide cyanhydrique ; ce composé n’a pas été mis en évidence dans les tissus de cette plante, il est possible qu’il soit libéré pendant la digestion (Ozenda, 1958). 10 I. RAPPEL BOTANIQUE 4.3. Scorzonera undulata Vahl. : 4.3.1. Description botanique, répartition géographique et habitats: Plante à feuilles en touffes, étroites et très longues, ondulées sur leurs bords, glauques et portant des poils laineux très courts, entourées à la base des débris des anciennes feuilles et naissant de souches épaisses ; tiges très courtes, portant des pédoncules nus terminés chacun par un capitule ; capitule très gros, de 3 à 5 cm de longueur, à grandes bractées vertes membraneuses au bord, très inégales, à longues ligules d’un roux violacé. S. undulata se développe particulièrement dans les régions steppiques et présahariennes (Ozenda, 1958). 4.4. Warionia saharae Benth. & Coss.: 4.4.1. Description botanique, répartition géographique et habitats: Arbuste de 5-10 dm à tronc épais, à rameaux courts portant des feuilles larges vert sombre et glabres, sinuées, ondulées sur les bords, contenant un latex blanc et couvertes de petites glandes qui donnent à la plante une odeur extrêmement fétide et tenace; grands capitules (3-4 cm) à bractées très nombreuses, larges et coriaces; fleurs jaunes, toutes tubuleuses, à corolle régulière ou terminée par deux lèvres; achaines velus surmontés d’une longue aigrette de poils rudes. Espèce endémique, se trouve au sud-est marocain et sud oranais (Ozenda, 1958). 5. Berbéridacées: 5.1. Berberis vulgaris L.: 5.1.1. Description botanique; répartition géographique et habitats : C’est un arbrisseau touffu (haut 1 à 2m), à bois jaunâtre, croissant en milieux calcaires. Les feuilles, d’un vert gai, glabres, alternes, obovales et dentelées, sont groupées en faisceau à l’aisselle d’un ensemble de 3 dards rigides et redoutables, de l’aisselle des feuilles partent de petites grappes. Ses fleurs jaunes, dont les pièces sont au nombre de 6 (sauf pour le pistil) forment de courtes grappes penchées. Le fruit est une baie rouge, comestible, à suc acide. La graine à tégument brunâtre renferme un embryon très allongé, 11 I. RAPPEL BOTANIQUE entouré d’un albumen corné. Ce végétal, hôte intermédiaire de l’agent de la Rouille du blé (un champignon, Puccinia graminis, Uridinées) (Boullard, 2001). 5.1.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques: Les racines de l’Epine-vinette et l’écorce de ses tiges, d’une amertume prononcée, possèdent des propriétés toniques, cholagogues et hypertensives, antipyrétiques. On prescrit le B. vulgaris sous forme d’infusion d’écorce. Il est employé en homéopathie. Notons que, pure coïncidence, l’écorce interne des rameaux est de la couleur de la bile. L’emploi de la teinture d’écorce de racines en cas d’hypertension est bien connu. On a aussi attribué aux baies un pouvoir bactéricide, fébrifuge, anti-diarrhéique, antihémorragique, antiseptique, vermifuge et cicatrisant pour des plaies et ulcères. Les feuilles décoctées, on les tient pour anti-diarrhéiques et anti-malariques. Les fruits, d’un goût acidulé, agréable, sont parfois récoltés pour la fabrication de confitures et de sirops (Perrot et Paris, 1971 ; Boullard, 2001). 5.1.3. Données phytochimiques: On note la présence des alcaloïdes, et notamment de berbérine (un tonique amer) et d’oxyacanthine dans les racines et l’écorce des tiges (Perrot et Paris, 1971; Boullard , 2001). 6. Boraginacées: 6.1. Cynoglossum cheirifolium (Tourn.) L.: 6.1.1. Description botanique répartition géographique et habitats: Plante bisannuelle, entièrement velue blanchâtre, possède des fleurs roses ou violacées, petites, portées par des pédoncules souvent déplacés par rapport aux bractées Cette espèce se développe dans les régions arides et rocailleuses, au niveau des garrigues, dans l’Ouest méditerranéen et dans toute l’Algérie (Quezel et Santa, 1963). 12 I. RAPPEL BOTANIQUE 7. Chénopodiacées: 7.1. Atriplex halimus L.: 7.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats : A. halimus est une espèce xéro-halophile avec une excellente tolérance à la sécheresse et à la salinité, répandue au désert et dans les régions méditerranéennes, c’est une espèce qui présente un grand polymorphisme. Arbuste de 1-2 m, très touffu, de teinte argentée, à tiges érigées dressées, ligneuses, à rameaux terminés par des grappes allongées et un peu ramifiées; feuilles alternes assez grandes, 2-5 cm en général deux fois plus longues que larges; oblongues ou ovales obtuses. Fruits entourés d’un involucre petit et lisse. Cette espèce est très commune dans le Sahara septentrional et les montagnes du Sahara central, dans les sols rocailleux, talus argileux et des zones un peu salées (Ozenda, 1958; Quezel et Santa, 1963 ; Ortiz-Dorda et al., 2005). 7.1.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques : Au Sahara occidental, les cendres de l’A. halimus, reprises par l’eau, sont utilisées dans le traitement de l’acidité gastrique, les graines sont ingérées comme vomitif (Bellakhdar, 1997). Les feuilles sont utilisées pour le traitement des maladies cardiovasculaires, du diabète et de l’hypertension et même pour le rhumatisme (Said et al., 2002). Une étude récente indique que l’A. halimus possède des propriétés antioxydante et hypoglycémiante (Said et al. , 2007). Les Touaregs récoltent les graines qui sont broyées et utilisées pour fabriquer des bouillies ou des galettes. Les cendres sodées de l’A. halimus employées pour le dégraissage des vêtements et pour la préparation de Savon et de verre. La décoction de l’A. halimus (probablement les racines) donnerait une teinture rouge utilisée au Sahara occidental, comme le henné, pour le coloriage des pieds et des mains (Bellakhdar, 1997). 7.2. Fredolia aretioides Coss. et Dur.: 7.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats: Plante formant des touffes compactes hémisphériques pouvant dépasser 50 cm de diamètre, constituée par des rameaux très serrés les uns contre les autres et dont les 13 I. RAPPEL BOTANIQUE interstices sont bourrés de sable ; feuilles opposées, très serrées, glauques, dures et terminées chacune par une épine ; fleurs peu visibles, par deux ou trois sommets des rameaux. Elle est commune au Sud-ouest algérien, dans les régions de Beni-Ounif et Igli surtout, plus rare vers l’est dans les régions de Laghouat, Touggourt et Biskra ; vit sur les regs durs où il forme souvent des peuplements étendus (Ozenda, 1958, Quezel et Santa, 1963). 7.2.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques : Cette plante et utilisée pour le rhumatisme et comme diurétique (Bellakhdar, 1997). 7.2.3. Phytochimie de l’espèce : Elle contient des alcaloïdes et des saponines (Rameaut et al. ,1985). 7.3. Haloxylon scoparium Pomel.: 7.3.1. Description botanique, répartition géographique et habitats : Plante très semblable aux Anabasis, mais à graines disposées horizontalement, rarement grêles, très nombreuses, noircissant en séchant; épis floraux courts ; fruits à ailes vivement colorées, souvent roses ou rouges ; style long. Inflorescences courtes groupées au sommet des rameaux. Très commun dans tout le Sahara septentrional jusqu’au Tademaït, absente au Sahara central (Ozenda, 1958, Quezel et Santa, 1963). 7.3.2. Utilisations et propriétés pharmaceutiques: Il a été prouvé que l’extrait aqueux de H. scoparium est doué d’une activité anticancéreuse et d’un effet larvicide. Traditionnellement, il est utilisé pour les infections des yeux et comme hypoglycémiant. Il est utilisé aussi pour les piqûres de scorpion (Maiza et al., 1993; Bellakhdar , 1997; Salah et al., 2002). 7.3.3. Phytochimie: Les espèces de genre Haloxylon contiennent des alcaloïdes ; la tryptamine et la diptérine (alcaloïdes indoliques) sont les seuls alcaloïdes isolés de la plante (Benkrief, 1990 ; Qasheesh, 2004). 14 I. RAPPEL BOTANIQUE 8. Cladoniacées: 8.1. Cladonia rangiformis Ach.: 8.1. Description: Très abondant dans les landes et bruyères des régions septentrionales et tempérées ; il entre dans l’alimentation des peuplades nordiques et des rennes. Touffes grisâtres, très ramifiées, à rameaux terminaux inclinés du même coté, mais droit dans la variété furcuta (Perrot et Paris, 1971). 9. Cucurbitacées: 9.1. Citrullus colocynthis (L.) Schrad.: 9.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats: Plante vivace, herbacée, croissant dans des zones arides et sablonneuses du nord de l’Afrique, en Iran du nord-ouest, du centre et du sud de l'Inde, en Syrie et en Egypte. Son nom souligne la ressemblance morphologique et la coloration comparable de la Coloquinte et du Citron. Ses feuilles, alternes, arrondies en cœur à leur base, sont nettement échancrées en 3 ou 5 lobes. Les fleurs monogames (bisexuées), solitaires, jaune verdâtre, à corolle rotacée, larges de 2 cm. Fruits globuleux de 8-12 cm de diamètre, à épicarpe coriace blanchâtre ou jaunâtre et à pulpe blanchâtre très amère (Ozenda, 1958; Quezel et Santa, 1963; Boullard, 2001). 9.1.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques: Les péponides (fruits) sont des fébrifuges efficaces et un purgatif violent. Elle a des propriétés anti-blennorragique, antiépileptique, diurétique et purgative ; efficace en cas d’ascite, de goutte, de maladies articulaires et de rhumatismes ; conseillée en cataplasmes sur les morsures d’animaux venimeux ; abortive (sous la forme d’eau de macération des péponides). Les graines sont employées pour le traitement de diabète (hypoglycémiant) et des maladies de foie (Debelmas et Delaveau, 1983 ; Maiza et al., 1993 ; Bllakhdar, 1997 ; Boullard, 2001 ; Said et al., 2002 ). 9.1.3. Phytochimie de la plante : La pulpe des fruits de coloquinte est riche en cucurbitacines et des élatérines. Les racines contiennent de l'α-élatérine et les graines renferment notamment un alcaloïde, un 15 I. RAPPEL BOTANIQUE glucoside et des saponines (Chopra et al., 1960 ; Debelmas et Delaveau, 1983 ; Boullard, 2001). 10. Cupressacées : 10.1 Tetraclinis articulata (Vahl.) Masters : 10.1.1 Description botanique, répartition géographique et habitats : T. articulata (Vahl.) Masters, seule espèce qui représente la tribu de Tetraclinées, est localisée essentiellement dans l’hémisphère nord, en Afrique du nord et en Europe, en Espagne et à l’île de Malte. C’est une espèce de lumière, bien adaptée à son milieu. Il couvre de grandes superficies dans les basses montagnes d’Algérie. Arbre ou arbuste persistant qui peut atteindre 15 m et un mètre de diamètre, à la couronne large et à l'écorce brun grisâtre. Feuilles imbriquées, sur 4 rangs, squamiformes. Les feuilles des jeunes sujets sont des aiguilles bleutées de 1-2cm de longueur. Les feuilles adultes sont persistantes, opposées, sensiblement verticillées par quatre, enveloppant la tige et inégales ; une paire de feuilles larges alterne avec une paire de feuilles étroites. L’extrémité des feuilles est en forme d’écaille triangulaire et luisante. Cônes fructifères quadrangulaires (diam : 10-12 mm), solitaires et terminaux, bruns, avec 4 écailles ligneuses, triangulaires, avec des graines ailées. Les rameaux sont dressés et minces. Les petites branches sont plates, vertes, articulées selon la disposition des feuilles. Elles sont minces, flexibles, cassantes aux articulations formées entre les feuilles. Les fleurs mâles sont groupées en chatons à l’extrémité des rameaux courts ; les fleurs femelles sont groupées sur des rameaux latéraux. Le fruit, sensiblement globuleux est constitué de quatre écailles ligneuses en forme de cœur, de 1 à 2cm de diamètre. La graine est petite, avec des poches de résine et deux ailes latérales. Le tronc est droit, l’écorce gris clair, plus sombre avec l’age et fendillée longitudinalement. Le système racinaire est développé et puissant. Il est peu exigeant, mais parait cependant préférer les calcaires, les argiles, les sables meubles et les rochers siliceux. Il aime l’exposition chaude sur les basses montagnes, du niveau de la mer à 1800 m. Il pousse tantôt à l’état pur (les plus importants peuplements se trouvant en Oranie), tantôt en mélange avec le chêne-vert, le chêne-liège, le genévrier de Phénicie, le pin d’Alep et l’Arganier (Quezel et Santa, 1963 ; Polunin et Huxley, 1971 ; Seigue, 1985). 16 I. RAPPEL BOTANIQUE 10.1.2 Cycle végétatif : Feuillage permanent, fleurit en automne, et la graine mure au printemps de l’année suivante ; La dissémination se fait de septembre à Octobre (Seigue, 1985). 10.1.3 Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques : Cette essence forestière est employée en médecine traditionnelle par les populations locales maghrébines. Les différentes parties de l’arbre, principalement les feuilles et les rameaux, sont utilisées dans le traitement des infections intestinales et respiratoires (Bellakhdar et al., 1991) et aussi comme hypoglycémiantes et hypotensives (Ziyyat et al., 1997; Bnouham et al., 2002). Elle est douée d’activités anthelminthique, antipyrétique, antipaludéenne, antiseptique, anti-infectieuse, laxative et purgative et de propriétés antimicrobienne et antifongique. Cette plante est utilisée pour les maladies de la peau dont le prurit, les parasitoses, les mycoses, les infections bactériennes et piqûres d’insectes; pathologie de la sphère bucco-dentaire (maux de dents, prévention des épidémies) (Bellakhdar, 1997 ; Bourkhiss et al., 2007). Traditionnellement, elle est utilisée comme insecticide (Aouinty et al., 2006). On extrait du thuya une résine « la gomme sandaraque » qui est utilisée pour la fabrication de vernis. Autrefois, les Egyptiens l’employaient pour embaumer les momies (Seigue, 1985). 10.1.4 Phytochimie de l’espèce : Cette espèce est riche en tanins, huiles essentielles (bornyl acétate, α-pinene, camphor et limonène) et diterpénoïdes (Seigue, 1985; Barrero et al.. 2003 et Bourkhiss et al., 2007). 10.2. Juniperus phoenicea L.: 10.2.1 Description botanique, répartition géographique et habitats: C’est un arbuste ou petit arbre monoïque de 4 à 5 m de haut, pouvant atteindre 8m avec des rameaux épais, gris brun, couverts de feuilles en aiguilles bleutées avec des raies blanches, squamiformes, fortement appliquées sur les rameaux, généralement en 4 rangs, longues et larges de 1 mm environ. Les feuilles ont une extrémité obtuse et une glande dorsale, il n’y a pas de bourgeons apparents. Le tronc est droit, l’écorce gris rose, se détache en lanières. Le système racinaire est profond. Les fleurs mâles, petites, sont situées à l’extrémité des rameaux. Les fleurs femelles, également petites, sont globuleuses 17 I. RAPPEL BOTANIQUE avec des écailles opposées, soudées à la base. Le fruit est formé d’écailles soudées, opposées en croix, de 8 à 15 mm, brun rouge à maturité. Les écailles sont charnues. La pulpe est jaune, fibreuse et résineuse. Le fruit contient de quatre à neuf graines, ovales, aux extrémités aigues avec une enveloppe dure qui retarde la germination. L’aire, typiquement méditerranéenne, est étendue au sud de l’Europe, à l’Afrique du nord, à l’Asie Mineure, à la Crète et à Chypre. L’espèce est caractérisée par sa grande résistance au vent. Elle est indifférente au sol, supporte l’argile, les sables, les sols calcaires, les marnes, les sols volcaniques et même les sols légèrement salés. On la trouve en Afrique du nord, en Espagne, dans la Serra del Cabo de Gata (station la plus aride), en France, à Chypre et dans l’Atlas saharien (Polunin et Huxley, 1971, Seigue, 1985). 10.2.2 Cycle végétatif: Feuillage permanent, la floraison a lieu pendant le printemps et le fruit mûrit en cours de la seconde année (Seigue, 1985). 10.2.3 Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques : Cette espèce est très utilisée en médecine traditionnelle. Les feuilles sont utilisées sous forme de décoction comme hypoglycémiantes, anti-diarrhéiques, antirhumatismales et antiseptiques et pour traiter les maladies broncho-pulmonaires, urinaires et gastriques. Les fruits peuvent guérir les ulcérations de la peau et les abcès (Le Floc’h, 1983; Bellakhdar, 1997; Bnouham et al., 2002). 10.2.4 Phytochimie de la plante : Cette plante est riche en polyphénols et en huiles essentielles tels que α-Pinene, ßphellandrene, α-terpinyl acetate, myrcene et diterpènes (Tabacik et Poisson 1971; Cavaleiroa et al., 2001; Hayouni et al., 2007). 18 I. RAPPEL BOTANIQUE 11. Cynomoriacées: 11.1. Cynomorium coccineum L.: 11.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats: Plante parasite sur les Chenopodiacées de 40 à 80 cm, en grande partie souterraine, rouge violacée, formée d’une tige charnue de 3 à 8 cm de diamètre portant de petites feuilles écailleuses. On peut distinguer trois parties : un rhizome relié à la racine de l’hôte ; une tige cylindrique ; une inflorescence terminale, émergent seule du sol, ayant la forme d’une massue ovoïde, recouverte de très nombreuses fleurs. C’est une plante sans chlorophylle dont les fleurs rouges, carminées, très petites et très serrées, polygames, à une seule étamine. Périanthe constitué de 1-5 pièces très petites. Fruit constitué par de minuscules akènes noirâtres. Il croit sur des terrais salés (Ozenda, 1958; Quezel et Santa, 1963; Polunin et Huxley, 1971; Boullard, 2001). 11.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques: Bellakhdar (1997) signale l’utilisation, en médecine populaire marocaine, de la poudre de Cynomorium pour juguler les diarrhées, et de fait de sa forme évocatrice, pour jouer le rôle d’aphrodisiaque. 12. Ephedracées : 12.1. Ephedra altissima Desf. : 12.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats: Arbuste sarmenteux, à tiges grimpantes s’élevant le long des arbres; rameaux très verts, se désarticulant facilement en séchant. Des cônes réunis en inflorescences ramifiées et lâches, rouges ou blancs à maturité. Cette espèce endémique est assez commune dans l’Atlas saharien et le Sahara central (Hoggar et massifs voisins, Tefedest) (Ozenda, 1958; Quezel et Santa, 1963). 12.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques: Cette espèce est utilisée pour l’hypertension vasculaire et pour soigner les pathologies respiratoires, l’asthme et les bronchites (Hammiche et Maiza, 2006). 19 I. RAPPEL BOTANIQUE 12.2. Ephedra major Host.: 12.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats: Arbuste fortement ramifié, de 30-150 cm, à feuilles opposées petites au niveau des nœuds, alternant d'un noeud à l'autre. Fleurs en petits cônes, les mâles et femelles étant en général portés par des pieds différents. Cônes solitaires ou réunis en glomérules devenant jaunes ou rouges à maturité. Espèce saharo-arabique et méditerranéenne présente dans l'Atlas saharien, l'AntiAtlas et le Hoggar en altitude (2000 et 3000 m) sur les rochers (Ozenda, 1958; Quezel et Santa, 1963). 12.2.3. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques: La décoction des racines et des tiges est conseillée pour le rhumatisme et syphilis et le jus des baies contre les affections des voies respiratoires (Chopra et al., 1960). 12.3. Données phytochimiques du genre Ephedra: Les diverses espèces de Ephedra sont riches an alcaloïdes, surtout du genre éphédrine (Chopra et al., 1960) 13. Euphorbiacées: 13.1. Euphorbia guyoniana Boiss et Reut. : 13.1.. Description botanique, répartition géographique et habitats : Plante puissante, de 3-10 dm, à souche souterraine longuement traçante, à tiges dressées non charnues très ramifiées; feuilles étroites, souvent absentes sur les rameaux fleuris; graines sans caroncule, noirâtres et munies de côtes longitudinales grises; glandes de la cyathe arrondies, sans pointe. Cette espèce endémique, se développe souvent dans les dunes ensablées dans toute la région pré-désertique et le Sahara septentrional, au sud jusqu’à El Golea et au Tademaït (Ozenda, 1958). 20 I. RAPPEL BOTANIQUE 14. Globulariacées: 14.1. Globularia alypum L.: 14.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats: La globulaire (G. alypum L.) est une plante sauvage appartenant à la famille des Globulariacées, d’un goût amère. C’est un sous-arbrisseau branchu d'origine méditerranéenne de 60 cm à 1 m, très ramifié, à feuilles petites, alternes, coriaces et glabres, lancéolées et souvent tridentées au sommet, tiges cassantes, dressées, inflorescences globuleuses, odorantes, de 15 à 20 cm de diamètre, à bractées brunes, ciliées. Fleurs bleues, calice à poil soyeux, corolle à lèvre trilobée. On le trouve dans les régions sèches et chaudes, en Europe méridionale et en Afrique du Nord, depuis le Maroc où il croît sur des terrains rocailleux, garrigues et dans les forêts sèches des basses montagnes jusqu'à 2 000 m, jusqu'au Fezzan, où il pousse en altitude. C'est également en altitude qu'on le trouve dans l'Atlas saharien et dans le Hoggar (Ozenda, 1958; Polunin et Huxley, 1971; Debelmas et Delaveau, 1983). 14.1.2. Cycle végétatif: Il fleurit en hiver et au printemps et la fructification a lieu en été (Polunin et Huxley, 1971). 14.1.3. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques: Globularia alypum L. est une plante connue pour ses utilisations en médecine traditionnelle. Elle hypoglycémiante, a des propriétés anti-inflammatoire, purgative, antiseptique, laxative, antipaludique, anthelminthique, fébrifuge et cholagogue. Elle est utilisée dans le traitement du cancer, des maladies cardiovasculaires, rénales et d’estomacs (Boukef et al., 1982; Fresquet et al., 1993; Bellakhdar, 1997; Bnouham et al., 2002). 14.1.4. Phytochimie : Les différentes parties de la globulaire contiennent des flavonoïdes, des glycosides de flavone, des phényléthanoïdes et leurs glycosides, des iridoïdes et leurs glucosides, syringine, globularine, globularicisine, globularidine, globularinine et globularimine, globularioside, des tanins, des lignanes glycosides, de l’acide cinnamique, des stérols et des glycosides phénylpropanoïdes (Çalis et al., 2002; Es- Safi et al., 2006) . 21 I. RAPPEL BOTANIQUE 14.1.5. Toxicité: Cette drogue peut produire à haute dose des vertiges, oligurie, ralentissement cardiaque, la diarrhée, colique et hypothermie (Debelmas et Delaveau, 1983; Bnouham et al., 2002). 15. Lamiacées : 15.1. Rosmarinus officinalis L.: 15.1.1. Description botanique répartition géographique et habitats: Le romarin est un ornement des collines, des coteaux et des basses montagnes, surtout calcaires, originaire des régions méditerranéennes et on le trouve dans tout le sol algérien. Il est introduit dans les jardins pour l’ornementation, pour son odeur d’encens et de camphre, cultivé pour ses feuilles aromatiques et pour son huile volatile, présente dans les poils glanduleux. C’est un arbrisseau touffu toujours vert de 0.5 à 1.5 m de hauteur. Ses tiges ligneuses sont pourvues de feuilles persistantes, sessiles, coriaces, étroites, de 2 à 3 cm de long, à bords enroulées, d’un vert sombre brillant à la face supérieure, blanchâtres tomenteuses et mates à la face inférieure. Les fleurs d’une bleue pale, d’environ 1 cm, sont réunies en petites grappes serrées à l’aisselle des feuilles ; leur corolle présente deux lèvres, l’une à deux lobes dressées abritant les deux étamines, l’autre à trois lobes, le médian est concave. Le fruit se compose de quatre petits akènes (tétrakène), luisants, d’un brun foncé. A l’intérieur de chaque akène se trouve un embryon dépourvu d’albumen, à cotylédons bombés. Toute la plante dégage une odeur agréable. En fleurs toute l’année. Facile à cultiver, peu exigeant en sol calcaire bien exposé, le romarin convient particulièrement pour mettre en valeur des terrains incultes et des garrigues. (Quezel et Santa, 1963 ; Perrot et Paris, 1971 ; Sell et al., 2002): 15.1.2. Récolte: Le romarin fleurit de janvier jusqu’à l’automne, c’est presque toute l’année que l’on peut en faire la cueillette, toutefois la meilleure époque en vue de la distillation s’étend de Mai à juillet et même jusqu’à septembre. La parfumerie demande toute la plante fleurie, coupée par un temps chaud et sec (Perrot et Paris, 1971). 22 I. RAPPEL BOTANIQUE 15.1.3. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques: Le romarin est connu pour ses propriétés antibactérienne, antimutagène et dans le traitement des affections hépatiques, artériosclérose et anémie. Il agit sur le système nerveux central comme stimulant. Il semblerait qu’il affermisse la mémoire défaillante et qu’il remonte le moral des déprimés. On l’utilise en usage externe, comme cicatrisant. L’infusion des feuilles a plusieurs actions physiologiques : stimulant général, cholagogue, antiseptique, diurétique et emménagogue (Said et al., 2002; Oluwatuyi et al., 2004). 15.1.4. Phytochimie de l’espèce : Le romarin et riche en tanins, dix neuf composés ont été identifiés des essences tels que : cineole, α-pinene, camphor, camphène et ß-pinene. Des composés phénoliques tels que l’acide carnosique, le carnosol et l’acide rosmarinique (Perrot et Paris, 1971 ; Erkan et al. 2008). 15.2. Teucrium polium L. : 15.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats: Plante méditerranéenne très velue, laineuse, à tiges nombreuses et ramifiées, à fleurs blanches ou jaunâtres en grappes denses au sommet des rameaux; feuilles linéaires ou lancéolées à marge en général révolutée, denticulées crénelées. Espèce très polymorphe, suivant le degré de ramification, la couleur des fleurs. Elle se trouve dans l’Atlas Saharien d’une part, les montagnes du Hoggar d’autre part, plus rare au Sahara septentrional et au Tassili. Elle croit sur des lieux arides, rocailleux, éboulis et sables (Ozenda, 1958; Quezel et Santa1963). 15.2.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques: Plante médicinale employée pour les maux des rhumes et fièvres, utilisée dans des bains de vapeur. Plante parfumée, possède des propriétés antiseptiques antiinflammatoires et dépuratives. En infusion, elle traite les troubles intestinaux, gastriques, hépatiques, le diabète et les troubles de ménopause. La meilleure période de récolte des feuilles et des tiges pour l’utilisation thérapeutique est de mois du mai à juin (Polunin et Huxley, 1971; Bellakhdar, 1997; Ljubuncic et al., 2005, DalľAcqua et al., 2008). 23 I. RAPPEL BOTANIQUE 15.2.3. Phytochimie de la plante : T. polium est riche en flavonoïdes (Ljubuncic et al., 2005). 15.3. Prasium majus L. : 15.3.1. Description botanique, répartition géographique et habitats : Petit sous-arbrisseau sarmenteux, branchu, glabre, dressé, un peu tortueux à sa base, à feuilles vertes brillantes, pétiolées, ovales dentées et des fleurs blanches ou rosâtres solitaires, opposées, presque sessiles à l’aisselle des feuilles supérieures; le calice est ample, surtout après la fleuraison; les graines sont brunes, remarquables par leur enveloppe charnue. Corolle à tube court à lèvre supérieure arrondie en casque et lèvre inférieure à trois lobes. Il croit dans les régions arides en Méditerranée, en Corse, on le trouve encore en Italie (Cuvier et Cuvier, 1826; Polunin et Huxley, 1971). 15.4. Ajuga iva ssp pseudo-iva: 15.4.1. Description botanique, répartition géographique et habitats: Plante vivace étalée, aromatique, à odeur de musc, tiges atteignant de 5-20 cm de long, ligneuses à la base. Bouquets de feuilles, verts grisâtres, linéaires lancéolées, entières ou finement dentées, très hispides serrées. Fleurs roses blanches, parfois jaunâtres, de deux à quatre à l’aisselle de chaque feuille et plus petites que les feuilles, mais à tube plus long que le calice. Elle croit dans les régions arides et rocailleuses et dans les bords de champs et de murs. Elle se trouve aussi dans les régions méditerranéennes : en Europe, Chypre, Palestine et en Afrique du Nord (Quezel et Santa, 1963; Polunin et Huxley, 1971). 15.4.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques : Des études pharmacologiques ont montré que cette plante à des propriétés antiulcéreuse, hypoglycémiante, anti-inflammatoire, antihelminthique, antibactérienne, antispasmodique, diurétique, antimalarique. Elle est indiquée également pour les troubles intestinaux, contre le froid, l'hydropisie et comme cicatrisant. (Nunez et Castro, 1993, Hilaly et Lyoussi, 2002). 24 I. RAPPEL BOTANIQUE 16. Fabacées : 16.1. Acacia raddiana Savi.: 16.1.1. Description botanique de l’espèce, répartition géographique et habitats : Cette plante a une aire de répartition très étendue: elle est localisée dans les régions sahéliennes et sahariennes du continent africain, les régions arides et semi-arides, en Tunisie, entre Gabès et Gafsa, dans le sud-ouest algérien et au Maroc. Elle est très résistante à la sécheresse. Cette espèce constitue la source la plus importante de bois de feu et joue un rôle important dans la restauration et la fertilité des sols. En Algérie, A. raddiana est située sur les berges et dans les lits d’oued. Elle se rencontre sur différentes types de sols (sableux, caillouteux …) (Ba et al., 2002 ; Chevallier et al., 2003). C’est un arbre assez élevé qui peut atteindre de 8 à 12 m de hauteur mais le plus souvent de 4 à 5 m, ramifié seulement à 3-4 m du sol. Ecorce noirâtre, gousses contournées en spirales de 1-3 tours, fleurs d’un blanc sale (Riedacker, 1993). Les jeunes semis ont des feuilles composées deux fois découpées (bipennées) mais sur des plantes adultes les pétioles se développent et s’aplatissent et les folioles disparaissent, ces limbes aplatis sont appelés phyllodes (Polunin et Hulxey, 1971). 16.1.2. Utilisations traditionnelles et propriétés pharmaceutiques: Les différentes parties de la plante sont utilisées en médecine traditionnelle: pour soigner les troubles de l’estomac et les pathologies œsophage-intestinales (diarrhée, anthelminthiques, laxatif et purgatif), les maux de tête, les maladies de peau (Bellakhdar, 1997), les infections pulmonaires, des blessures infectées, inflammation des yeux, des cicatrices. (Hammiche et Maiza, 2006). Les gommes noires de l’Acacia sont utilisées contre les ulcères par voie orale et en cataplasme contre les blessures et les brûlures. En cas de disette, les feuilles peuvent être mangées. Les feuilles pilées et macérées sont administrées par voie orale ou en bain comme vermifuge et fébrifuge (Chevallier et al., 2003). 16.1.3. Autres applications : Cette espèce est principalement utilisée comme bois de feu, charbon de bois et comme arbre fourrager. Elle occupe un rang privilégié dans la production des matériaux de construction : poteaux, bois de traverse, perches, cadres de portes. 25 I. RAPPEL BOTANIQUE La gomme est également utilisée pour la fabrication de l’encre (Tourneux et Yaya, 1998). 16.1.4. Phytochimie de l’espèce : A. raddiana est riche en tanins: - Tanins hydrolysables (ellagitanins): 3-di-O-galloyl-4,6-hexahydroxydiphenoyl-βglucopyranose.,1-O-galloyl-β-glucopyranose, 1,6-di-O-galloyl-β-glucopyranose, 1,3,6-triO-galloyl-β-glucopyranose, isorhamnetine 3-O-rutinoside, quercetine 3-O-rutinoside, quercetine 3-O-gentiobioside, quercetine 3-O-glucosylgalactoside, quercetine 3-Oglucoside et quercetine 3-O-galactoside. - Tanins condensées. Elle est aussi riche en composés polyphénoliques et en flavonoïdes (El Mousallamy et al., 2001 ; Downs et al., 2003 ; El-Sayed Saffan et El-Mousallamy, 2008). 17. Moracées : 17.1. Ficus ingens Miq.: 17.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats : Plante à feuilles deux fois plus grandes (5-12 cm en moyenne), ovales plus ou moins cordiformes à la base, à la plus grande largeur dans leur tiers inférieur, à limbe rubané coriace. Fruit volumineux, piriforme, 3-8cm, glabre, petit, sec, 8-15 mm. Espèce tropicale, elle se trouve dans les bords des oueds au Sahara central, très rare au Hoggar (Ozenda, 1958 ; Quezel et santa, 1963). 17.1.2. Utilisation: L’écorce de cette espèce est administrée aux vaches ayant une basse production laitière. Le latex est employé comme désinfectant (Myburgh et al., 1994). 18. Myrtacées : 18.1. Myrtus nivellei Batt. et Trab.: 18.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats : Arbrisseau à feuilles linéaires, opposées, lancéolées 6-8 fois plus longues que larges, sessiles à une nervure ; fleurs isolées à l’aisselle des feuilles, à ovaire infère en cône 26 I. RAPPEL BOTANIQUE renversé surmonté de cinq dents courtes, de cinq pétales blancs et de nombreuses étamines, deux styles ; fruits en baies noirs. Plante endémique du Sahara central, où il parait assez répandu dans le Hoggar, le Tassili des Ajjer (Ozenda, 1958 ; Quezel et Santa, 1963 ; Polunin et huxley1971). 19. Oléacées : 19.1. Olea Lapperrini Batt. et Trab.: 19.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats: Arbuste ou petit arbre de 1-4 m, diffère de l’olivier d’Europe par ses feuilles très allongées, aigues à l’extrémité, 8-15 fois plus longues que larges. Ses inflorescences en grappes axillaires lâches, à fleurs nettement pédicellées, peu fournies. Son fruit, 2-4 mm, deux fois plus petit que l’olive et peu charnu, à noyau très fragile, membraneuse. Cette espèce fleurit très rarement. Cette espèce se localise dans des lieux rocailleux, lit des oueds désertiques, les zones montagneuses Hoggar, Tefedest, Tassili n’Ajjer (Ozenda, 1958 ; Quezel et Santa, 1963). 20. Pinacées : 20.1. Cedrus atlantica Manetti: 20.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats: C’est un bel arbre de l’Atlas marocain et d’Algérie où il forme de belles forêts ; et qui peut atteindre une taille considérable de 40 et 50 à 60 m de hauteur et de 4 à 7 m de circonférence avec des branches allongées, relevées obliquement. Les feuilles tétragones, persistantes, aciculaires, souvent un peu incurvées, aigues, sont raides, piquantes, arquées, d’un vert glauque au dessus, de 2 cm au plus. Les cônes murs sont ovoïdes et dressés atteignant au plus 10 cm, à sommet ombiliqué. Les écailles, minces sur les bords, portant deux graines. Le Cèdre de l’Atlas se contente de sols assez pauvres ; il croit dans les régions sèches et calcaires et les montagnes de 1400 à 2600 m (rarement au dessous) (Quezel et Santa, 1963 ; Perrot et Paris, 1971). Cet arbre peut vivre 2000 ans. 27 I. RAPPEL BOTANIQUE 20.1.2. Utilisations : L’huile essentielle aromatique a des propriétés antiseptiques. L’essence est riche en phénol. De l’écorce on extrait la cellulose et ses dérivées. Elle est utilisée dans le traitement des bronchites, de la toux et des indigestions (Perrot et Paris, 1971; Meftah, 2001). 20.1.3. Phytochimie de l’espèce : Les rameaux sont riches en vitamine C et en flavonoïdes. Les bourgeons sont riches en pinène (Meftah, 2001). 21. Poacées: 21.1. Cymbopogon citratus (D.D.) Stapf.: 21.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats: Cultivée en Inde, en Afrique, à Madagascar, en Amérique centrale et du sud, la citronnelle est une plante croissant en denses touffes réunissant nombre de feuilles rubanées, typiques de celles des Poacées et pouvant atteindre 80 cm de longueur. Son rhizome porte un chevelu de radicelles fines et longues, peu tortueuses, à odeur assez faible et fugace (Boullard, 2001). 21. 1.2. Utilisations et propriétés pharmaceutiques : Cette espèce est douée de propriété analgésique, antispasmodique, expectorante et hypotensive. Pour soigner les enfants, on utilise une tisane de racines, reconnue béchique de qualité. Les feuilles de cette plante sont utilisées pour préparer des boissons rafraîchissantes et digestives ; les racines sont employées en Afrique comme fébrifuge. En thérapeutique officielle, industrielle, la citronnelle est utilisée pour réaliser l’hémisynthèse de la vitamine A (Boullard, 2001). 21. 1.3. phytochimie: Cette espèce renferme une essence très riche en citral (50-60%), géranial et myrcène (Boullard, 2001). 28 I. RAPPEL BOTANIQUE 22. Rhamnacées : 22.1. Zizyphus lotus L. : 22.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats: Plante à branches en zigzag, fortement épineuses, à feuilles glabres, glauques, larges, petites (15 cm), entières sur de longs rameaux flexueux d’un blanc grisâtre persistant après la chute des feuilles ; fruit sphérique de 1 cm environ, de la grosseur d’un pois, constituant parfois une nourriture pauvre. Il croit dans des lieux secs, rocheux, bords des vallées du djebel, les oasis du Sahara septentrional, plus rare au Sahara occidental et central. On le trouve aussi en Méditerranée: En Afrique du nord et en Europe (Espagne, Sicile, Grèce, Chypre) (Ozenda, 1958 ; Quezel et Santa, 1963). 22.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques : Z. lotus se trouve dans la plupart des régions de l’Algérie où il est utilisé en médecine traditionnelle dans les affections inflammatoires, les infections urinaires, les troubles digestifs, comme hypoglycémiant, antidiarrhéique, hypotenseur et anti-ulcère (Bnouham et al., 2002). 22.1.3. Phytochimie de l’espèce : Des études phytochimiques de Z. lotus ont montré la présence des saponosides, des flavonoïdes et des tanins (Borgi et Chouchane, 1990). 23. Rutacées: 23.1. Ruta chalepensis L. : 23.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats: Plante à fleurs jaunes avec un feuillage léger, glanduleux et à très forte odeur fétide. Tiges ligneuses à la base, atteignant 80 cm de haut. Feuilles d’un vert jaunâtre, composées, découpées en folioles ovales. Fleurs petites de 5-6 mm à pétales jaunes, frangés de longs poils dressés ressemblant à des dents. Fruit globuleux, avec 4-5 lobes aigus réunis et non étalés. 29 I. RAPPEL BOTANIQUE C’est une herbe à l’origine méditerranéenne qui pousse dans les régions tropicales et tempérées sur des terrains rocailleux, talus secs et des forêts (Quezel et Santa, 1963 ; Polunin et Hulxey, 1971). 23.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques: R. Chalepensis est employé dans la médecine traditionnelle de beaucoup de pays pour le traitement les diverses maladies pour leurs propriétés anthelminthiques, laxatives et abortives. Une décoction des parties aériennes est employée comme analgésique, antipyrétique, antirhumatismale et pour le traitement de l’arthrite, désordres menstruels et fièvre. Elle est également utilisée dans différentes conditions comme l’hystérie, l’épilepsie, les vertiges, la colique, les intoxications, le mal de tête, les maladies de la peau, l’infection de l'oeil et des oreilles (Bellakhdar, 1997; Said et al., 2002; Iauk et al., 2004). 23.1.3. Phytochimie de la plante: Plusieurs études phytochimiques de la racine et des parties aériennes ont indiqué que R. chalepensis est riche en alcaloïdes (arborinine, graveoline, graveolinine, dictamnine, pteleine, skimmianine, isogravacridonechlorine, maculosidine…), furocoumarines, coumarines (chalepensine), triterpènes, flavonoïdes, phénols, acides aminés et saponines (Lubelen et Terem, 1988 ; Iauk et al., 2004 ; Gonzalez-Trujano et al., 2006) . 23.1.4. Toxicité de la plante: Cette plante est réputée dangereuse, son emploi peut provoquer des gastro-entérites douloureuses et de fortes hémorragies utérines (Debelmas et Delaveau. 1983). 24. Santalacées : 24.1. Osyris quadripartita Salzm.: 24.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats : Cette espèce est un arbuste dioïque hemiparasitique de 2-5 m, qui se localise en Méditerranée, dans les régions tropicales, chaudes et arides, s’étendant des îles Canaries, Afrique du nord-ouest, généralement. 30 I. RAPPEL BOTANIQUE La période de fleuraison dure pendant presque six mois pour les femelles et presque toute l’année pour les males. Feuilles lancéolées aigues, (0.5-4×0.5-2 cm). Les fruits murs sont produits tout au long de l’année, avec une crête importante en hiver et mineure au printemps. Drupe rouge globuleuse de 6-8 mm (Quezel et Santa, 1963 ; Singh et al., 2005) . 24.1.2. Utilisation traditionnelle et propriétés pharmaceutiques: Les racines de l’O. quadripartita sont utilisées dans le traitement du cancer. L'infusion de feuille a des propriétés émétiques (Chhabra et al., 1991 Kunwar et Adhikari, 2004). 25. Solanacées: 25.1. Solanum sodomaeum L.: 25.1.1. Description botanique, répartition géographique et habitats : S. sodomaeum est un buisson à feuilles et tiges très épineuses, atteignant 1 m de haut, à rameaux couverts d’épines raides, pointues jaunes. Feuilles alternes vertes, glabres en dessous, découpées en lobes profonds, nervures fortement épineuses sur les deux faces. Fleurs grandes violettes, calice velu et épineux, corolle velue, trois fois plus longue que le calice. Fruit de 2 cm environ, jaune brillant. Cette espèce est répartie en Méditerranée occidentale, de l’Espagne à la Grèce, du Maroc à la Libye (Quezel et Santa, 1963; Polunin et Huxley, 1971). 25.1.2. Phytochimie: La plupart des espèces de la famille des Solanacées contient des alcaloïdes. Le fruit a un contenu assez élevé en alcaloïdes glycosidiques et en saponosides dont les génines sont la diosgénine et la gitogénine (Chopra, 1960 ; Cham et Meares, 1987). 25.2. Withania frutescens (L.) Pauquy: 25.2.1. Description botanique, répartition géographique et habitats: W. frutescens L. est une espèce d’Afrique du Nord qui croit dans les régions arides, rocailleuses et dans les haies. 31 I. RAPPEL BOTANIQUE Calice à cinq lobes triangulaires, largement étalés sur le fruit verdâtre. Feuilles glabrescentes, vertes et luisantes, ovales ne dépassant pas 2-3 cm (Quezel et Santa, 1963). 25.2.2. Utilisation traditionnelle: Cette espèce est utilisée contre la dysenterie (Bellakhdar, 1997). 26. Thymelaeacées: 26.1. Thymelaea hirsuta (L.) Endl.: 26.1.1. Description botanique; répartition géographique et habitats: Sous-arbrisseau atteignant 1 m de haut, à rameaux laineux blanchâtres, très branchu. Feuilles persistantes très petites, de 4-6 x 2 mm, très densément imbriquées, coriaces ovoïdes aigues, glabres en dessous. Limbe ovale triangulaire, élargi à la base, vert foncé brillant en dessus, blanc laineux en dessus. Fleurs en glomérules de 2-5 au sommet des rameaux, unisexuées ou hermaphrodites à calice rapidement caduc, jaunâtre, polygames. Cette espèce abonde en Méditerranée dans les stages bioclimatiques arides. Elle croit sur les dunes et rochers maritimes (Ozenda et Santa, 1963 ; Polunin et Huxley, 1971). 26.1.2. Utilisations : T. hirsuta est utilisé comme purgatif. Pour les maladies de la peau, une pâte est faite à partir des cendres mélangées avec l'eau et appliquée localement aux secteurs affectés du derme (Polunin et Huxley, 1971 ; Said et al., 2002). 27. Zygophyllacées : 27.1. Peganum harmala L.: 27.1.1. Description de l’espèce, répartition géographique et habitats: Espèce méditerranéenne abondante surtout dans les zones subdésertiques d’Afrique du nord (régions semi-arides), vivace, glabre, à tiges très rameuses, atteignant 50 cm, disparaissant l’hiver ; feuilles divisées en lanières étroites ; fleurs grandes, 2 cm, à pétales blanc- jaunâtre ; dix à quinze étamines, à filets très élargis dans leur partie inférieure ; ovaire globuleux à trois ou quatre loges, donnant une capsule sphérique, déprimée au 32 I. RAPPEL BOTANIQUE sommet, entourée par les sépales persistants, et s’ouvrant en trois ou quatre valves ; graines nombreuses, anguleuses, noires. Plante très commune dans les sols sableux et un peu nitrés, dans tous les hautsplateaux et le Sahara septentrional ; manque au sud, sauf dans les montagnes du Sahara central (Ozenda, 1958; Chopra et al., 1960; Quezel et Santa, 1963; Hmamouchi, 1999). 27.1.2. Utilisations médicinales et propriétés pharmaceutiques: Les graines sont utilisées comme anthelminthique et abortive en Afrique du nord. Elles contiennent des alcaloïdes possédant diverses activités biologiques (analgésique, diurétique, antimicrobienne, antiproliférative et anticancéreuse). Cette plante est employée en Algérie pour les rhumatismes, anxiété, fièvre, stérilité féminine (Debelmas et Delaveau, 1983; Maiza et al., 1993 ; Bellekhdar, 1997 ; Prashanth et John, 1999; Tahrouch et al., 2002; Farouk et al. 2008). 27.1.3. Phytochimie de la plante: P. harmala est très réputée pour sa richesse exceptionnelle en alcaloïdes de type ßcarbolinique (l’harmine et l’harmaline). Les graines contiennent d’autres alcaloïdes de même type tels que l’harmane, l’harmalol, l’harmol, l’harmalidine, ainsi que des alcaloïdes de type quinazolinique tels que la péganine, péganol, vasicine et oxyvasicine. Elles contiennent aussi des furanocoumarines et triterpènes pentacycliques, pigments antraquininiques et des substances volatiles telles que la N-acétylaniline, l’aniline et l’isoquinoline (Tahrouch et al., 2002). 27.1.4. Toxicité de l’espèce : Lors de l’emploi de cette plante, on peut constater, outre des troubles circulatoires, des convulsions ou des phénomènes de paralysie. Cette espèce contient des alcaloïdes excitant le système nerveux central voire hallucinogènes (Debelmas et Delaveau, 1983). 33 Position systématique de Pistacia lentiscus L.; Pistacia atlantica Desf.; Rhus pentaphylla L.et Rhus tripartitum (Ucria) DC. selon APGII (2005): Embranchement: Spermaphytes. Sous-embranchement: Angiospermes. Classe: Eu-dicotylédones. Sous classe: Rosidae. Ordre: Sapindales. Famille : Anacardiacées. Photo 1: Photographie de Pistacia lentiscus L. (http://floremisserghin.googlepages.com/) Noms communs: Nom arabe: Darw. Nom français : lentisque. Nom anglais : mastic tree. Photo 2: Photographie de Pistacia atlantica Desf. (http://www.anpe.nat.tn/arboretum/Plantes.htm). Noms communs: Nom arabe: betoum. Nom français : Pistachier de l'Atlas. Nom anglais: Atlas mastic tree. Photo 3: Photographie de Rhus pentaphylla L. (http://floremisserghin.googlepages.com/) Noms communs : Nom arabe: Tizgha Nom français : Sumac à cinq feuilles, Nom anglais: Sumac. Photo 4: Photographie de Rhus tripartitum (Ucria) DC. (http://www.sahara-nature.com) Noms communs et synonymes: Synonyme : Rhus oxyacantha Schousb. Nom arabe: Djedari. Nom français : Ebène, sumac à trois feuilles. Nom anglais : Sumac. Classification selon APGII (2005): Embranchement: Spermaphytes Sous-embranchement : Angiospermes Classe : Eu-dicotylédones Sous classe : Asteridae Super-ordre : Euasterids II Ordre: Apiales. Famille : Apiacées Photo 5: Photographie d’Ammodaucus leucotrichus Coss. et Dur. (http://www.sahara-nature.com) Noms communs et synonyme : Synonyme : Torilis leucotrichus Coss. & Dur. Nom arabe : kammûn es-sofi, el massoufa. Nom Targui: akâman. Nom Français: cumin velu, cumin du Sahara. Nom anglais : white haired. Photo 6: Photographie de Thapsia garganica L. (http://www.bium.univ-paris5.fr/sbf/activ_maroc.htm) Noms communs et synonyme: Synonyme: Thapsia decussata Lag. Nom arabe: Deeriass, bou-Nefa. Nom français : Turbith bâtard, thapsia vrai. Nom Anglais: Deadly carrot, smooth thapsia. Place de Pergularia tomentosa L. dans la systématique selon APGII (2005) : Embranchement : Spermaphytes Sous-embranchement: Angiospermes Classe : Eu-dicotylédones Sous classe: Asteridae Super-ordre: Euasterids I Ordre : Gentianales Famille : Apocynacées Photo 7: Photographie de Pergularia tomentosa L. (http://www.sahara-nature.com/index.php). Noms communs et synonyme : Synonyme : Daemie cordta (R.)Brown. Nom arabe: Ghelga, relka. Place d' Atractylus humulis L., Perralderia coronopifolia Coss., Scorzonera undulata Vahl. et Warionia saharae Benth. & Coss. dans la systématique selon APGII (2005): Embranchement: Spermaphytes Sous-embranchement: Angiospermes Classe: Eu-dicotylédones. Sous classe: Asteridae Super-ordre : Euasterids II Ordre : Asterales. Famille : Asteracées. (www.josepmguasch.com/fam.html.) (http://www.saharanature.com/index.php). (http://www.bium.univparis5.fr/sbf/activ_tunisie.htm) (http://www.unibonn.de/Aktuelles/Presseinformationen/2005/4 46.html) Noms communs : Nom arabe: guiz Nom français: scorzonère à feuilles ondulées Nom anglais: viper’s grass, black salsify. Photo 8: Photographie (de haut en bas) d’Atractylus humilis Linn., Perralderia coronopifolia Cosson., Scorzonera undulata Vahl. et Warionia saharae. Benth. & Coss. Place de Berberis vulgaris L. dans la systématique selon APGII (2005): Embranchement: Spermaphytes Sous-embranchement: Angiospermes. Classe: Eu-dicotylédones. Ordre: Ranunculales Sous ordre: Ranunculinae Famille: Berberidacées. Photo 9: Photographie de Berberis vulgaris L. (www.korewildfruitnursery.co.uk/photo.htm.) Noms communs : Nom arabe: Oud ghriss Nom français: Epine-vinette, vinette, petite vigne, vinettier Nom anglais: Piperidge Place de Cynoglossum cheirifolium L. dans la systématique selon APGII (2005): Embranchement : Spermatophyta Sous-embranchement : Angiospermes Classe : Eu-dicotylédones Sous classe : Asteridae Super-ordre: Euasterids I Famille : Boraginacées Photo 10: Photographie de Cynoglossum cheirifolium (Tourn.) L. (crdp2.ac-besancon.fr/flore/flore/Boraginaceae). Noms communs et synonyme: Synonyme: Pardoglossum cheirifolium (L.) Barbier & Mathez Nom arabe: Ouednine el djediane. Place de l’Atriplex halimus, Fredolia aretioides et Haloxylon scoparium dans la systématique selon APGII (2005): Sous-embranchement: Angiospermes. Classe: Eu-dicotylédones. Sous classe: Caryophyllidées. Ordre : Caryophyllales. Famille : Amaranthacées. Photo 11: Photographie de l’Atriplex halimus L. (http://www.sahara-nature.com/index.php). Noms communs et synonyme : Synonyme : Chenopodium halimus Thunbeg. Nom arabe : G’taf Nom français : Arroche sauvage, pourpier de mer. Nom anglais : Sea- orache, saltbushe. Photo 12: Photographie de Fredolia aretioides Coss. et Dur. (http://www.sahara-nature.com/). Noms communs et synonymes : Synonyme: Anabasis aretioides Coss. et Moq., Noea aretioides. Nom arabe: degâa, el selig Nom français : Choux de Bouâmama. Photo 13: Photographie de Haloxylon scoparium Pomel. (http://www.sahara-nature.com/). Noms communs et synonymes : Synonymes : Haloxylon tamariscifolium Pau, Atrophytum scoparium, Hamada scoparia. Nom arabe : Remt. Nom français : Saligne à balai. Classification (http://species.wikimedia.org/wiki/Cladonia_rangiformis): Super règne : Eucaryotes. Règne : Fungi. Embranchement : Ascomycota. Sous embranchement : Pezizomycotina. Classe: Lecanoromycetes. Sous classe: Lecanoromycetidae. Ordre: Lecanorales. Famille: Cladoniaceae. Genre: Cladonia. Espèce: rangiformis. Photo 14: Photographie de Cladonia rangiformis Ach. (http://floremisserghin.googlepages.com/) Place de Citrullus colocynthis (L.) Schrad. dans la systématique selon APGII (2005): Embranchement : Spermaphytes. Sous-embranchement : Angiospermes. Classe : Eu-dicotylédones. Sous classe : Rosidae. Ordre : Cucurbitales. Famille : Cucurbitacées. Photo 15: Photographie de Citrullus colocynthis (L.) Schrad. (http://www.sahara-nature.com/index.php). Noms communs et synonyme : Synonyme: Colocynthis vulgaris L. Schrad Nom arabe: Hadja, handal. Nom français : Coloquinte officinale. Position systématique de Tetraclinis articulata (Vahl) Mast. et Juniperus phoenicea L. (Haluk et Roussel, 2000) : Embranchement: Spermaphytes, Sous-embranchement: Gymnospermes, Classe: Coniferopsides, Sous classe: Coniferiidae Ordre : Cupressales Famille: Cupressacées. Photo 16: Photographie de Tetraclinis articulata (Vahl.) Master. (http://floremisserghin.googlepages.com/) Noms communs et synonyme: Synonyme : Calliltris quadrivalis Nom arabe: Aar-aar Nom français: Thuya d’Afrique du nord, thuya de Berbérie. Nom anglais: Sandarac gum, thyia Photo 17: Photographie de Juniperus phoenicea L. (http://antargrandeurnature.googlepages.com/Juniperusphoenicea) Noms communs et synonyme: Nom arabe: Aar-âar lahmar. Nom français: Genévrier de Phoenicie, genévrier rouge, Nom anglais: Phoenician juniper. Classification (http://fr.wikipedia.org/wiki/Classification_APG_II): Division: angiospermes Classe: Eu-dicotylédones. Sous classe: Rosidae. Ordre: Santales. Famille: Cynomoriacées. Photo 18: Photographie de Cynomorium coccineum L. (http://www.sahara-nature.com/index.php). Noms communs: Nom arabe : Tartous, zob el ard. Nom français : Champignon de Malte, phallus de terre. Nom anglais : Malte champignon. Classification (http://fr.wikipedia.org/wiki/Gnetophyta): Les deux espèces d'ephedra appartiennent à : Embranchement: Spermaphytes, Sous-embranchement: Gymnospermes, Classe: Coniférinées. Ordre: Gnétales. Famille: Ephédracées. Photo 19: Photographie d’Ephedra altissima Desf. (http://floremisserghin.googlepages.com/). Noms communs: Nom français : Ephédra. Nom arabe : Abassi, Belbeal. Photo 20: Photographie d’Ephedra major Host. (http://www.sahara-nature.com) Noms communs et synonyme : Synonyme : Ephedra nebrodensis Tineo. Nom arabe: Amaya, Dil el Maïz. Nom français : Ephédra. Position d’Euphorbia guyoniana dans la systématique selon APGII (2003): Embranchement: Spermatophytes. Sous embranchement : Angiospermes. Classe : Eu-dicotylédones. Sous classe : Rosidées. Ordre: Malpighiales. Famille : Euphorbiacées. Photo 21: Photographie d’Euphorbia guyoniana Boiss et Reut. (http://www.sahara-nature.com/index.php). Noms communs Nom français : Euphorbe de Guyon. Nom arabe : Halib el daba, ammaïa. Place de Globularia alypum L. dans la systématique selon APGII (2005): Sous embranchement: Angiospermae. Classe: Eu-dicotylédones. Sous classe: Asteridae. Ordre: Lamiales. Famille : Globulariacées. Photo 22: Photographie de Globularia alypum L. (http://www.plantencyclo.com/) Noms communs: Nom arabe : Tasselgha. Nom français: Globulaire turbith, séné de Provence. Nom anglais: Alypo globe daisy. Classification selon APGII (2005): Sous embranchement : Angiospermae. Classe : Eu-dicotylédones. Sous classe : Asteridae. Super ordre : Lamidae. Ordre : Lamiales. Famille : Lamiacées. Photo 23: Photographie de Rosmarinus officinalis L. (http://antargrandeurnature.googlepages.com/Rosmarinusofficinalis) Noms communs: Nom arabe : Iazir, klil, hassalhan Nom français : Romarin, rose marine, encensier, romarin des troubadours, herbes aux couronnes Nom anglais : Common rosemary Photo 24: Photographie de Teucrium polium L. (http://floremisserghin.googlepages.com/). Noms communs et synonyme : Synonyme : Ajuga chamaepitys Nom arabe : Djaad, Goutiba, Timzourin Nom français : Germandrée tomenteuse, Pouliot Nom anglais : Cat tyme, hulwort, germander Photo 25: Photographie de Prasium majus L. Photo 26: Photographie d’Ajuga iva ssp. pseudo iva. (http://floremisserghin.googlepages.com/). Noms communs et synonymes (Perrot et Paris, 1971): Synonymes : Teucrium iva L., Ajuga humilis Porta et Rigo Nom arabe : Chendgoura Nom français : Ivette musquée, bugle, bugle faux iva Nom anglais : Bugle iva, herb ivy, musky bugle Place d’Acacia raddiana Savi selon APGII (2005): Embranchement : Spermaphytes. Sous-embranchement : Angiospermes. Classe : Eu-dicotylédones. Sous classe : Rosidae. Ordre : Fabales. Famille : Fabacées. Photo 27: Photographie d’Acacia raddiana Savi. (http://www.sahara-nature.com/) Noms communs: Nom arabe : Talh. Nom français : Acacia Nom anglais : Umbrella thorn Place de Ficus ingens Miq. dans la systématique selon PGII (2005): Règne : Plantae. Sous règne : Eucaryotes. Embranchement : Spermaphytes. Sous-embranchement : Angiospermes. Classe : Eu-dicotylédones. Sous classe : Rosidae. Ordre : Rosales. Famille Moracées. Photo 28: Photographie de Ficus ingens Miq. http://www.plantzafrica.com/plantefg/ficusingens Noms communs: Nom français : Figuier Nom anglais: red-leaved fig tree Place de Myrtus nivellei Batt. et Trab. dans la systématique selon APGII (2005): Embranchement: Spermaphytes. Sous-embranchement: Angiospermes. Classe: Eu-dicotylédones. Sous classe: Rosidae. Ordre: Myrtales. Famille Myrtacées. Photo 29: Photographie de Myrtus nivellei Batt. et Trab. (http://www.sahara-nature.com/) Noms communs: Nom arabe : Tafetest, rihan. Nom français : Myrte du Sahara Nom anglais : Saharan myrtle. Place d’Olea Lapperrini Batt. et Trab. dans la systématique selon APGII (2005): Sous-embranchement : Angiospermes. Classe : Eu-dicotylédones. Sous classe : Asteridae. Super ordre : Lamidae. Ordre : Lamiales. Famille : Lamiacées. Photo 30: Photographie d’Olea Lapperrini Batt. et Trab. (http://www.sahara-nature.com/) Noms communs: Nom Arabe : Zitoune, aleo. Nom Français : Olivier Laperrini. Nom Anglais : Olive Laperrini. Place de Cedrus atlantica dans la systématique (http://fr.wikipedia.org/wiki/Pinaceae): Embranchement : Spermaphytes, Sous-embranchement : Gymnospermes, Classe : Pinopsida Ordre : Pinales Famille : Pinacées. Photo 31: Photographie de Cedrus atlantica Manetti. (http://www.plantencyclo.com/) Noms communs et synonyme: Synonyme : Cedrus argentea Renou. Nom arabe et berbère : Idil, arz el Atlas, meddad. Nom français : Cèdre de l’Atlas. Nom anglais : Atlas cedar. Classification de Cymbopogon citratus (D.D.) Stapf. selon APGII (2005): Embranchement : Spermaphytes, Sous-embranchement : Angiospermes. Classe : Monocotylédones. Sous classe : Commelinidae. Ordre : Poales. Famille : Poacées. Photo 32: Photographie de Cymbopogon citratus (D.D.) Stapf. (http://www.sahara-nature.com/). Noms communs et synonyme : Synonyme : Andropogon citratus D.C. Nom français : Citronnelle, Nom anglais : Lemon grass. Place de Zizyphus lotus L. dans la systématique selon APGII (2005): Embranchement : Spermaphytes. Sous-embranchement : Angiospermes. Classe : Eu-dicotylédones. Sous classe : Rosidae. Ordre : Rosales. Famille Rhamnacées. Photo 33: Photographie de Zizyphus lotus L. (http://floremisserghin.googlepages.com/). Noms communs : Nom arabe : Sedra. Nom français : Jujubier. Classification de Ruta chalepensis L. selon APGII (2005): Embranchement : Spermaphytes. Sous-embranchement : Angiospermes. Classe : Eu-dicotylédones. Sous classe : Rosidae. Ordre : Sapindales. Famille : Rutacées. Photo 34: Photographie de Ruta chalepensis L. (http://floremisserghin.googlepages.com/) Noms communs et synonyme : Synonyme : Ruta angustifolia Pers. Nom arabe : Fidjela, fidjel, aourmi. Nom français : Rue, rue d’Alep. Nom anglais : Rue, ruda, fringed rue, egyptian rue. Place d’Osyris quadripartita Salzm. ex Decne Dans la systématique selon APGII (2005): Règne : Plantae. Sous règne : Eucaryotes. Embranchement : Spermaphytes. Sous-embranchement : Angiospermes. Classe : Eu dicotylédones. Ordre : Santalales. Famille : Santalacées. Photo 35: Photographie d’Osyris quadripartita Salzm. (http://floremisserghin.googlepages.com/) Nom commun et synonyme : Synonyme : Osyris lanceolata Hochst. Nom arabe : Madjdad. Place de Solanum sodomaeum et Withania frutescens dans la systématique selon APGII (2005): Règne : Plantae. Sous-règne : Eucaryotes. Embranchement : Spermaphytes. Sous-embranchement : Angiospermes. Classe : Eu-dicotylédones. Sous classe : Asteridae. Ordre : Solanales. Famille : Solanacées. Photo 36: Photographie de Solanum sodomaeum L. et Withania frutescens (L.) Pauquy. (http://floremisserghin.googlepages.com/) Noms communs : Noms communs : Nom Arabe: Teffah el ghoul, lim ennsara. Nom arabe: Tizrhar, Bennour, Haouz. Nom Français: Pomme de sodome. Nom français:Coqueret. Nom Anglais: Apple of sodom. Place de l’espèce dans la systématique selon APGII (2005): Règne : Plantae. Sous règne : Eucaryotes. Embranchement : Spermaphytes. Sous-embranchement : Angiospermes. Classe : Eu-dicotylédones. Sous classe : Rosidae. Ordre : Malvales. Famille : Thymelaeacées. Photo 37: Photographie de Thymelaea hirsuta. (L.) Endl. (http://crdp2.acbesancon.fr/flore/flore/Thymelaeaceae/especes/thymelaea_hirsuta) Noms communs et synonyme : Synonyme : Passerina hirsuta L. Nom arabe : Metenan. Nom français : Passerine hirsute Place de Peganum harmala dans la systématique selon APGII (2005): Embranchement : Spermaphytes. Sous-embranchement : Angiospermes. Classe : Eu-dicotylédones. Sous classe : Rosidae. Ordre : Sapindales. Famille : Peganacées. Photo 38: Photographie de Peganum harmala L. (http://www.sahara-nature.com/). Noms communs: Nom arabe : Harmel. Nom français : Harmel, rue sauvage. Nom anglais : Harmal wild rue. II. LES ANTIOXYDANTS 1. Définition d’un antioxydant: Un antioxydant est défini comme étant une substance chimique qui présente, à des faibles concentrations par rapport à un substrat oxydant, la capacité de ralentir ou inhiber l’oxydation de ce dernier (lipides ou autres molécules) (Halliwell et al., 1992; Gutteridge , 1993; Pokorny et al.,2001 et Magalha et al.,2008), et le transformer en un composé plus stable. Un antioxydant est caractérisé par sa grande affinité pour un radical donné (Simonoff et Simonoff, 1991; Pelli et Marika, 2003) et peut prévenir ou réparer les dommages oxydatifs au niveau de la cellule, en réduisant ainsi les risques des maladies oxydatives chroniques (Dimistrios, 2006 ; Suganya et al., 2007). L’oxygène est un élément indispensable à la vie dont le métabolisme cellulaire aboutit à la formation continue de faibles quantités d’espèces oxygénées réactives (E.O.R) appelés « radicaux libres» qui sont des molécules ou des atomes possédants sur leurs couches externes un électron célibataire. L’action des antioxydants est régie par une balance équilibrée par la production et la destruction des E.O.R. (Fig. 1). Elles sont produites de façon permanente et contrôlée par un système d’antioxydants enzymatiques (Dimistrios, 2006 ; Hui-Yin et al., 2007). Les antioxydants naturels ou synthétiques présents dans les produits industriels (huiles) sont des réducteurs capables d’interrompre la réaction de péroxydation et la formation des peroxydes et des hydropéroxydes à partir des huiles insaturées en particulier (Pokorny et al., 2001). Les antioxydants d’origine naturelle semblent contribuer de manière significative à la prévention des maladies telles que le cancer ou encore des maladies cardio-vasculaires et neurodégénératives (Prior et Gu, 2005). Figure 1: Equilibre entre les oxydants et les antioxydants (état physiologique) 35 II. LES ANTIOXYDANTS 2. Classification et mécanisme d’action : Afin de prévenir l’accumulation excessive des E.O.R, la plante développe un système de défense enzymatique et un autre non enzymatique. Cette protection est basée sur plusieurs mécanismes d’action (Simonoff et Simonoff, 1991 ; Zhang et al., 2008): Capture directe des radicaux libres assurée par les enzymes antioxydantes ; Neutralisation des radicaux formés par les antioxydants naturels, incluant (ChaoChin et al., 2008; Magalhẵes et al., 2008) : Piégeage des E.O.R et leur transformation en produits plus stables ; Chélation métallique responsable de la production des E.O.R ; Inhibition des enzymes oxydatives ; Extinction des E.O.R. 2.1. Capture directe des radicaux libres : Ce mécanisme représente le système de défense endogène chez l’animal et la plane ; les enzymes intervenant dans cette opération sont regroupées dans le tableau 1. Tableau 1 : Mécanisme d’action des antioxydants d’origine enzymatique. Enzyme Mécanisme d’action Superoxyde dismutase C’est une métalloprotéine contenant du (SOD EC 1.15.1.1) Références manganèse, cuivre et de zinc. Simonoff et Glutathion peroxydase Elle élimine le radical superoxyde O2•- en le transformant en peroxyde d’hydrogène (H2O2). Elimination du peroxyde d’hydrogène (GSH-Px EC1.11.1.9.) (H2O2) lipidique Pokorny et (ROOH), en association avec le glutathion al. , 2001 ; pour donner respectivement une molécule Gapińska et et le hydroperoxyde d’eau et (ROH). Catalase (CAT EC1.11.1.6.) Glutathion réductase Transformation du peroxyde d’hydrogène Simonoff, 1991 ; al., 2008; Iriti et Faoro- (H2O2) en simple molécule d’eau Water, 2008 Régénération du glutathion réduit (GHS). Aurousseau, 2002 36 II. LES ANTIOXYDANTS 2.2. Neutralisation des radicaux formés: Ce groupe d’antioxydants est uniquement exogène, il comprend les métabolites secondaires d’origine végétale en particuliers : des polyphénols (flavonoïdes, acides phénoliques, coumarines, des tannins condensés, etc.), caroténoïdes, terpénoides, tocophérols et vitamines (C et A). 2.2.1. Acide Ascorbique (Vitamine C) : L’acide ascorbique, appelée également vitamine C (fig. 2), est principalement présent dans les légumes et les fruits. Il possède un effet antioxydant car il : Protège efficacement les protéines sans protéger les lipides (Kraus et al., 1997). Intervient pour régénérer la vitamine E (Fig. 3) (Jore et Ferradine, 1988 ; Iriti et Faoro-Water, 2008). Piège le superoxyde au niveau du cytoplasme (Aurousseau, 2002) Figure 2: Structure de la vitamine C (Marc et al., 2004). Figure 3: Régénération de la vitamine E et de la vitamine C (Pincemail et al., 1999). 2.2.2. Vitamine E : La vitamine E ou α tocophérol est une vitamine liposoluble membranaire, abondante dans l’alimentation où elle se trouve en quantité importante dans les huiles végétales, et en particulier dans le germe de blé (Simonoff et Simonoff, 1991 ; Pokorny et al ., 2001). 37 II. LES ANTIOXYDANTS L’α tocophérol est un donneur de H, par l’intermédiaire du radical en position 6 du noyau chromane (Fig. 4), et permet la formation de peroxydes lipidiques (ROOH), ou de produit stable, pendant que lui-même se transforme en quinone (α TH, α tocophérylquinone (TQ)) (fig. 5) selon les réactions suivantes (1 et 2) (Simonoff et Simonoff, 1991; Pokorny et al ., 2001) : ROO° + α TH ROOH + α T° (1) ROO° + α TH ROOH + α TQ (2) Figure 4 : Structure de la vitamine E (Marc et al., 2004). Par son caractère hydrophobe, la vitamine E est un antioxydant très puissant qui peut s’insérer au sein de la membrane biologique où elle agit : De façon directe : - Elle intervient dans la protection des acides gras insaturés, très sensibles à l'oxydation du fait de leur structure. - Elle empêche ainsi la formation des radicaux peroxyles. - Elle participe également à la protection des structures lipidiques, notamment celles des membranes des cellules et celles des lipoprotéines (Kraus et al., 1997). - Elle inhibe la peroxidation lipidique par piégeage d’oxygène singulet (Pokorny et al ., 2001). 38 II. LES ANTIOXYDANTS Figure 5 : Mécanisme d’action de α tocophérol (Pokorny et al., 2001) . De façon indirecte: du fait de leur grande affinité pour les radicaux libres, les lipides insaturés protègent les protéines en se comportant en piège à radicaux libres, tandis que leur régénération par la vitamine E maintient cette protection (Cheesman ,1987). 2.2.3. Les caroténoïdes: Les caroténoïdes sont des pigments liposolubles jaunes, oranges ou rouges, dont la structure de base est une ossature de carotène C40H56 formés de 8 unités isoprènes (tetraterpènes) (fig. 6.). On distingue plusieurs types de caroténoïdes parmi eux : les carotènes et les xanthophylles (Pokorny et al., 2001). Les Caroténoïdes sont des antioxydants naturels efficaces contre les dommages oxydatifs. Leurs principaux mécanismes d’action sont (Smirnoff, 2005 ; Chao-Chin et al., 2008): Piégeage de l’oxygène singulet 1O2 ; Inhibition de la peroxidation lipidique. Les principales molécules caroténoïdiques ayant des activités antioxydantes sont regroupées dans le tableau suivant : Tableau 2 : Mécanismes d’actions des caroténoïdes. Molécule ß carotène Lycopène Lutéine Mécanisme d’action Références -Piégeage de l'oxygène singulet 1O2 et bloquage des réactions en chaînes. On estime qu’une molécule de -carotène inhibe 1000 molécules de 1O2. -Inhibition spécifique de la surproduction de peroxyde d’hydrogène. En présence de basses teneurs en oxygène, elle protège plus efficacement les lipides que la vitamine E. Le piégeur d’oxygène singulet le plus efficace est le lycopène (a activité du ß carotène) -Inhibe l’oxygène singulet 1O2 -Meilleur protecteur de la peroxydation lipidique suivi du lycopène et du ß carotène Pokorny et al., 2001 ; Aurousseau, 2002 Palozza et al., 1995 Foote et al., 1970 Duklay et Dubuto, 2002 39 II. LES ANTIOXYDANTS 2.2.4. Les polyphénols : Les polyphénols constituent un groupe important des métabolites secondaires, très largement répandus dans le règne végétal. Ils sont reconnus pour leurs multiples propriétés biologiques : anti-inflammatoires, antimicrobiennes, antifongiques, anticancéreuses incluant l’activité antioxydante. Ce Sont des antioxydants naturels puissants impliqués dans la défense contre les dommages oxydatifs au niveau de la cellule car ils possèdent des structures chimiques idéales. L’activité antioxydante des polyphénols est plus puissante que celle des tocophérols et de l’acide ascorbique (Ozsoy et al., 2008). Les polyphénols regroupent les principales sous-classes suivantes : les acides phénoliques, les flavonoïdes, les tannins condensés, les stilbènes et les coumarines. Plusieurs études ont montré qu’il existe une relation entre la structure et l’activité antioxydante. Les actions protectrices des polyphénols peuvent comprendre (Pokorny et al., 2001, Magalha et al.,2008): Inhibition des E.O.R (1O2) ; Piégeage des radicaux libres ; Chélation des ions métalliques responsables de la production des E.O.R ; Inhibition des enzymes responsables de la production des E.O.R (exemple : xanthine oxydase et cyclooxygenase). 2.2.4.1. Les flavonoïdes : Les flavonoïdes sont des composés naturels qui constituent un groupe majeur de polyphénols. Ils sont caractérisés par leur structure aromatique C6-C3-C6 (Fig. 7), et qui contiennent les flavones, les flavonols, les isoflavones ; les flavonones et les chalcones. Ces composés sont reconnus pour leurs activités antioxydantes. Ils agissent par (Halliwell, 1994): Piégeage direct des radicaux libres ; Inhibition de la peroxydation lipidique ; Inhibition des enzymes responsables de la production des E.O.R ; Chélation des ions métalliques responsables de la production des E.O.R. 40 II. LES ANTIOXYDANTS Figure 7: Structure de base des flavonoïdes (Pokorny et al., 2001). Généralement l’activité antioxydante des flavonoïdes dépend de (Fig.8) (Rice-Evans et al., 1996; Pokorny et al., 2001 ; Nenadis et al., 2004) : La structure ortho-dihydroxy sur le cycle B La présence de la double liaison C2-C3 en conjugaison avec la fonction 4-oxo. La présence du groupe 3-OH en combinaison avec la double liaison C2-C3. Du nombre et de la position des groupes hydroxylés. Glycosylation ou non des flavonoïdes. la quercétine possède les trois premiers critères et généralement elle donne la plus forte activité que les autres flavonoïdes (fig. 9). 2.2.4.1.1. Piégeage des radicaux libres : Les flavonoïdes avec leur structure peuvent réagir avec les E.O.R tel que l’anion superoxyde ; les radicaux: hydroxyle, alkoxyle et peroxyle, par le transfert d’hydrogène, selon la réaction suivante (3): (3) Où R°: représente le radical libre et FL-O : un radical flavonoxy qui peut réagir avec un autre radical et donner un composé stable (Fig. 10) Figure 10 : Mécanisme de piégeage d’un radical par les flavonoïdes. De nombreuses études ont montré qu’il existe des relations entre la structure chimiques des flavonoïdes et leur capacité à piéger les radicaux libres (Pietta, 2000). 41 II. LES ANTIOXYDANTS Ainsi la communauté scientifique conclue que les flavonoïdes les plus actifs sont ceux qui combinent les trois critères suivants (Fig. 8): 1. La structure ortho-dihydroxy sur le cycle B (groupement catéchol) 2. La double liaison C2-C3 en conjugaison avec la fonction 4-oxo. 3. La présence du groupe 3-OH en combinaison avec la double liaison C2-C3. A titre d’exemple, la quercétine. 2.2.4.1.2. Inhibition de la peroxydation lipidique : Les flavonoïdes peuvent intervenir dans tous les processus de la peroxydation lipidique par (Bors et al., 1992): Piégeage direct des radicaux alkoxyles et peroxyles ou interruption du processus de propagation et arrêt de l’oxydation en chaîne. Régénération de α tocophérols pendant la réduction de radical α tocophéryl. 2.2.4.1.3. Inhibition des enzymes : La xanthine oxydase (XO) catalyse l’oxydation de l’hypoxanthine et de la xanthine en acide urique. Elle est considérée comme une source biologique importante du radical superoxyde (4) (Pokorny et al., 2001): (4) Les flavonoïdes interviennent par le piégeage du radical et ou par l’inhibition de la xanthine oxydase. Le mécanisme d’action des flavonoïdes sur cette enzyme dépend de leur structure chimique et surtout de la double liaison C2-C3 et le groupement hydroxyle en C5 et C7sur le cycle B (Hanasaki et al., 1994 ; Hu et al.,1995). 2.2.4.1.4. Chélation des ions métalliques : Les flavonoïdes sont connus de leur propriétés de la chélation des ions métalliques tel que le fer (Fe2+) et le cuivre (Cu+) qui sont responsables de la production du radical hydroxyle lors d’une réaction de fenton (5) et de former des complexes métalliques stables (fig. 11) (Pokorny et al., 2001). (5) 42 II. LES ANTIOXYDANTS La capacité des flavonoïdes de chélation est liée à leur structure chimique (RiceEvans et al., 1996). Les sites essentiels pour la chélation des ions métalliques sont (fig. 12): Un noyau catéchol sur le cycle B. Les groupes 3-hydroxyle et 4-oxo du cycle C. Les groupes 4-oxo et 5-hydroxyle entre les cycles A et C. Les flavonoïdes sont considérés comme des bons chélateurs de ces ions métalliques (Brown, 1998). 43 Figure 6 : Structure des caroténoïdes (Smirnoff, 2005). Figure 8: La relation de l’activité antioxydante- structure (Pokorny et al., 2001 ) Figure 9 : Structure de la quercétine (Marc et al., 2004) des flavonoïdes Figure 11 : Flavonoïdes et leurs mécanismes de chélation métallique proposés par Hudson et Lewis (1983). Figure 12: Flavonoïdes et leurs sites proposés pour la chélation des ions métalliques (VanAcker et al., 1996). III. MATÉRIEL ET MÉTHODES 1. Matériel végétal : Le matériel végétal étudié dans ce travail est constitué par les différentes parties de la plante : Feuilles, fleurs, fruits, graines, tiges feuillées, thalle, écorces et racines (Tableau 3). La plupart de ces plantes ont été récoltées durant la période allant du mois de Juin 2007 au mois de Juin 2008, de différentes régions de l’Algérie (Adrar, Ain Sefra, Béchar, Bejaia, Beni-Abbès, Beni-Saf, ES-Sénia, Ghardaïa, Mecheria, Misserghin, Oran, Ouarsenis et Tamanrasset). L’identification botanique des plantes est effectuée par le Docteur Marouf Abderrazak (Maître de conférences à l’université d’Oran –Algérie, laboratoire de biochimie végétale et des substances naturelles). Les plantes fraîches ont été séchées, soit à l’air libre, à l’ombre, soit dans une étuve à une température de 50°C pendant 24 heures puis broyées à l’aide d’un broyeur pour obtenir une poudre fine. Tableau 3 : Plantes étudiées, leurs dates et lieux de récolte. Espèce Famille Partie utilisée Lieu et date de récolte Acacia raddiana Savi. Acacia raddiana Savi. Ajuga iva ssp. pseudo-iva Fabacées Fabacées Lamiacées Béchar Béchar Méchéria Ajuga iva ssp. pseudo-iva Lamiacées Méchéria Mars 2007 Ammodocus leucotrichus Coss. et Dur. Ammodocus leucotrichus Coss. et Dur. Aristolochia baetica L. Astragalus gombo Coss. et Dur Apiacées Ecorces Feuilles Parties aériennes Parties aériennes Parties aériennes Racines Date de récolte Nov. 2006 Nov. 2006 Mars 2007 Beni Abbès (Marché local) Beni Abbès (Marché local) Misserghin Béchar Ind Déc. 2007 Mars 2008 Méchéria Méchéria Es-Senia Es-Senia Marché local Adrar/ Ouarsenis Mars 2008 Mars 2008 juin 2006 Juin 2006 Ind Jan. 2008 Juin 2008 Atractylis humilis L. Atractylis humilis L. Atriplex halimus L. Atriplex halimus L. Berberis vulgaris L. Cassia aschrek Forssk. Cedrus atlantica (Endlicher.) Manetti Citrillus colocynthis Schrad. Citrillus colocynthis Schrad. Cladonia rangiformis Hoffm. Corallina officinalis L. Cymbopogon citratus (D.D.) Stapf. Cynoglossum cheirifolium L. Cynomorium coccineum L. Deverra scoparia L. Apiacées Aristolochiacées Fabacées Ind Astéracées Astéracées Chenopodiacées Chenopodiacées Berbéridacées Fabacées Pinacées Graines Parties aériennes Racines Feuilles Feuilles Racines Ecorces Feuilles Feuilles Cucurbitacées Cucurbitacées Cladoniacées Corallinacées Poacées Graines Chaire du fruit Thalle Thalle Feuilles Ghardaïa Ghardaïa/ Misserghin Beni-Saf Adrar Nov. 2006 Nov. 2006 Dec. 2007 Juil. 2007 Mai. 2008 Borraginacées Cynomoriacées Feuilles Parties aériennes Parties aériennes Misserghin ES-Senia Fév. 2008 Mai 2008 Béchar Mars 2008 Apiacées 45 III. MATÉRIEL ET MÉTHODES Suite du tableau3 Espèce Ephedra altissima Desf. Ephedra major Host. Euphorbia guyoniana Boiss. et Reuter. Fagonia cretica L. Ficus ingens Miq. Ficus salicifolia Vahl. Fredolia aretioides Coss. et Dur. Fredolia aretioides Coss. et Dur. Globularia alypum L. Globularia alypum L. Globularia alypum L. Haloxylon scoparium Pomel. Herniaria mauritanica Murb. Juniperus phoenicea L. Myrtus nivellei Batt. et Trab. Olea lapperini Batt. et Trab. Osyris quadripartita Salzm. Osyris quadripartita Salzm. Peganum harmala L. Pergularia tomentosa L. Perralderia coronopifolia Coss. Perralderia coronopifolia Coss. Pistacia atlantica L. Pistacia lentiscus L. Pistacia lentiscus L. Pistacia lentiscus L. Pistacia lentiscus L. Prasium majus L. Ramalina panizei De Not. Rhus pentaphylla L. Rhus pentaphylla L. Rhus pentaphylla L. Rhus tripartitum Ucria Rhus tripartitum Ucria Rhus tripartitum Ucria Rosmarinus officinalis L. Ruta chalepensis L. Salvadora persica L. Scorzonera undulata Vahl. Solanum sodomaeum L. Solenostemma argel (Del.) Hayne Tetraclinis articulata (Vahl.) Masters Tetraclinis articulata (Vahl.) Masters Tetraclinis articulata(Vahl.) Masters Tetraclinis articulata (Vahl.) Masters Teucrium polium L. Thapsia garganica L. Thapsia garganica L. Famille Partie utilisée Parties aériennes Parties aériennes Partie aérienne Lieu et date de récolte Misserghin Méchéria Béchar Date de récolte Mai 2008 Mars 2008 Mars 2008 Ephedracées Ephedracées Euphorbiacées Zygophyllacées Moracées Moracées Chenopodiacées Chenopodiacées Gobulariacées Gobulariacées Gobulariacées Chenopodiacées Caryophyllacées Cupressacées Myrtacées Oleacées Santalacées Santalacées Zygophyllacées Asclepiadacées Astéracées Astéracées Anacardiacées Anacardiacées Anacardiacées Anacardiacées Anacardiacées Lamiacées Ramalinacées Anacardiacées Anacardiacées Anacardiacées Anacardiacées Anacardiacées Anacardiacées Lamiacées Rutacées Salvadoracées Asteracées Solanacées Apocynacées Cupressacées Parties aériennes Feuilles Feuilles Feuilles Racines Fleurs Racines Feuilles Feuilles, tiges Parties aériennes Feuilles Feuilles Feuilles Feuilles Fruits immatures Graines Feuilles Fleurs Feuilles, tiges Feuilles Feuilles Feuilles Feuilles Feuilles Feuilles Thalle Feuilles Chaire du fruit Graines Feuilles Fruits Feuilles Feuilles Feuilles Feuilles Racines Graines Feuilles Feuilles Misserghin Tamanrasset Tamanrasset Béchar Béchar Bejaia Bejaia Misserghin Béchar Méchéria Méchéria Tamanrasset Tamanrasset Misserghin Misserghin Méchéria Ghardaïa Béchar Béchar Ouarsenis Misserghin Misserghin Misserghin Misserghin Misserghin Misserghin Misserghin Misserghin Misserghin Béchar Béchar Tamanrasset Méchéria Misserghin Tamanrasset Méchéria Misserghin Tamanrasset Misserghin Mai 2008 Avr. 2008 Avr. 2008 Mars 2008 Mars 2008 Nov. 2006 Nov. 2006 Fév. 2008 Mars 2008 Mars 2008 Mars 2008 Avr. 2008 Avr. 2008 Jan. 2008 Jan. 2008 Fév 2008 Nov. 2006 Mars 2008 Mars 2008 Juin 2008 Nov. 2007 Jan. 2008 Avr. 2008 juin 2007 Mai 2008 Janv. 2008 Nov.2007 Nov.2007 Nov.2007 Mars 2008 Mars 2008 Avr. 2008 Mars 2008 Fév. 2008 Avr. 2008 Juin 1997 2008 Avr. 2008 Nov. 2007 Cupressacées Feuilles Misserghin Jan. 2008 Cupressacées Feuilles Misserghin Avr. 2008 Cupressacées Feuilles Lamiacées Apiacées Apiacées Feuilles Feuilles Racines (écorces) Misserghin 2007 Méchéria Méchéria Juin Mai 2008 Mars 2008 Mars 2008 46 III. MATÉRIEL ET MÉTHODES Suite du tableau 3 Espèce Thapsia garganica L. Famille Partie utilisée Apiacées Lieu et date de récolte Méchéria Date de récolte Mars 2008 Es-Sénia Ain-Sefra Mai 2008 Mars 2008 Thymelia hirsuta L. Thymelia microphylla Coss. et Dur. Vigna radiata (L.) R. Wilcz. Warionia saharae Benth. et Coss. Withania frutescens (L.) Pauquy Zilla macroptera Coss. Zizyphus lotus (L.) Desf. Zizyphus lotus (L.) Desf. Zizyphus lotus (L.) Desf. Zizyphus lotus (L.) Desf. Thymeliacées Thymeliacées Racines (Partie centrale) Parties aériennes Tiges feuillées Fabacées Asteracées Plantules Feuilles Egypte Ain-Séfra Ind Mars 2008 Solanacées Feuilles Misserghin Juin 2006 Brassicacées Rhamnacées Rhamnacées Rhamnacées Rhamnacées Béchar Méchéria Méchéria Oran Oran Mars 2008 Mars 2008 Mars 2008 Mai 2008 Mai 2008 Zizyphus lotus (L.) Desf. Ind : indéterminée. Rhamnacées Parties aériennes Graines Chaire du fruit Ecorces de la racine Partie centrale de la racine Feuilles Adrar Mai 2008 2. Les méthodes d’extraction utilisées : 2.1. Extraction sous reflux : La poudre végétale est introduite dans un ballon à col rodé de 250 ml, puis extraite sous reflux à l’aide d’eau distillée, dans la proportion de 10 %. L’extraction est réalisée en trois étapes de 30 mn chacune. Après chaque étape, l’extrait est refroidi puis filtré sur papier filtre ou sur coton. A la fin, les extraits sont réunis puis répartis dans des flacons pour être congelés puis lyophilisés. Les extraits lyophilisés sont conservés à une température (moins de 4°C) jusqu’à utilisation. 2.2. Macération avec l’éthanol ou le méthanol : L’organe végétal (racines) est mis dans un Erlenmeyer ou Bécher de 1000 ml, une quantité déterminée d’éthanol ou de méthanol est alors ajoutée. Le mélange est laissé macéré sous agitation mécanique et à température ambiante pendant 24 ou 48 heures. L’extrait obtenu est ensuite évaporé à l’aide d’un évaporateur rotatif jusqu’à obtention d’un résidu sec éthanolique ou méthanolique de la plante. NB : on a employé l’extraction sous reflux par l’eau distillée pour tous les échantillons. Certaines plantes sont extraites par macération (parties aériennes de Cynomorium coccineum L. et partie centrale des racines Zizyphus lotus) ou par une extraction sous reflux 47 III. MATÉRIEL ET MÉTHODES par le méthanol (parties aériennes d’Ajuga iva ssp pseudo-iva et feuilles de Globularia alypum L.). 3. Essai de partage liquide -liquide : Cette méthode a été employée dans le but de séparer les composés de l’extrait aqueux en utilisant trois solvants de différentes polarités. Ce fractionnement a été réalisé selon les étapes suivantes (Fig. 8): L’extrait aqueux lyophilisé (2,5g) solubilisé dans 150 ml d’eau distillé est mis dans une ampoule à décanter. On ajoute 150 ml de chloroforme (d=1,4) avec agitation et on le laisse décanter jusqu’à séparation nette en deux phases. La phase chloroformique (phase inférieure) est alors soutirée et la phase aqueuse restante est mélangée de nouveau à 150 ml de chloroforme. Cette opération est répétée trois fois. Les fractions chloroformiques sont réunies. La phase aqueuse restante est reprise successivement, avec l’acétate d’éthyle (d=0.9) puis avec le n-butanol (d=0.8) en suivant les mêmes étapes que précédemment. Les différentes phases organiques sont alors évaporées à l’aide d’un évaporateur rotatif (Büchi Rotavapor ; Max. 65°C) tandis que la phase aqueuse est lyophilisée. Cette opération de partage ne concerne qu’un seul extrait, celui de Myrtus nivellei ayant donné une bonne activité antioxydante. La figure 13 résume les étapes de partage liquide–liquide de polarité croissante. 48 III. MATÉRIEL ET MÉTHODES Figure 13 : Schéma générale de partage liquide –liquide. 4. Préparation des solutions : La poudre lyophilisée ou évaporée des extraits est pesée et dissoute dans le méthanol afin d’avoir des solutions méthanoliques d’une concentration de 2mg/ml pour tous les échantillons. 5. Détermination du potentiel antioxydant: 5.1. Détermination de l’activité antioxydante par le test au DPPH : 5.1.1. Principe du test de DPPH : L’activité antiradicalaire des extraits a été testée par l’utilisation du radical DPPH (méthode de Blois (1958) avec quelques modifications). Le DPPH, 2,2’- Diphényl-1picrylhydrazyl (Sigma, C18H12N5O6 ; PM=394.33), est un radical libre stable soluble dans le méthanol (ou l’éthanol). D’une couleur violette intense, il présente un maximum absorbance à 517 nm. Lorsque une molécule antioxydante réduit le radical DPPH, la couleur violette disparaît rapidement pour donner une couleur jaune pale), selon la réaction suivante (Pokorny et al., 2001 ; Roginsky et Lissi, 2005) : DPPH°+ (AH) n-----DPPH-H+ (A°) n 49 III. MATÉRIEL ET MÉTHODES Où (AH) n : représente une molécule capable de réduire (céder un atome d’hydrogène au radical DPPH°) le radical DPPH° violet au DPPH-H (DPPH réduit) d’une couleur jaune pale (Fig. 14). Le test peut s’effectuer par : bioautographie sur des plaques CCM en utilisant le DPPH comme pulvérisateur (identification qualitative) ; ou par un dosage spectrophotométrie (test quantitatif). Figure 14 : Structure de 2-2 Diphényl-1-picrylhydrozyl libre et sa forme réduite (Dangles et al., 2000).. 5.1.2. Réduction de radical libre DPPH par bioautographie : Les extraits aqueux ont été déposés à la même concentration (50 µg) sur des plaques de couche mince de gel de silice F254 (Merck) sur support d’aluminium, puis séparés à l’aide du système de solvants suivant : Chloroforme-acide acétique-acide formique-eau distillée (100 :11 : 11 :26). Après développement et séchage ; les plaques sont pulvérisées à l’aide d’une solution de DPPH à 0.2 % dans le méthanol. Les plaques sont examinées après 30 mn à l’œil nue (Domınguez et al., 2005). 5.1.3. Réduction du radical libre DPPH par dosage spectrophotométrie: Cette méthode concerne uniquement les extraits ayant montré une activité antiradicalaire par bioautographie. L’activité antioxydante des extraits in vitro a été testée selon la méthode de Blois, (1958) avec quelques modifications. Le test est effectué selon les étapes suivantes : 50 III. MATÉRIEL ET MÉTHODES Préparation de la solution de DPPH : Le DPPH a été solubilisé dans le méthanol absolu pour avoir une solution d’une concentration de 6.10-5M. Préparation des extraits : Les extraits aqueux lyophilisés dissous dans le méthanol à une concentration de 2 mg/ml, ont été dilués à différentes concentrations croissantes (10-20-30-40-50 µg / ml). Détermination du potentiel antioxydant : La détermination de pouvoir antioxydant est basée sur la réaction entre l’oxydant et l'antioxydant. Le spectrophotomètre est calibré à l’aide d’un blanc constitué de méthanol pur à une longueur d’onde de 517 nm ; 50 µl l‘extrait dilué dans le méthanol. + 1950 µl de la solution de DPPH (6.10-5 M). Vortexer le mélange et laisser reposer à la température ambiante et à l’obscurité pendant 60mn. La lecture de la densité optique (DO) est effectuée à la longueur d’onde λ =517nm L’acide ascorbique, la quercétine ainsi que le BHA (Butyl-hydroxyanisole) sont utilisés comme témoins positifs. Le pourcentage d’inhibition de l’extrait est calculé selon l’équation suivante : IP = A témoin (-) - A extrait/ A témoin (-) × 100. Où A témoin (-) : Absorbance du témoin négatif ; ce dernier contient du DPPH et du méthanol sans extrait. A extrait : Absorbance en présence de l’extrait. Les résultats sont exprimés par la moyenne de trois mesures ± standard de déviation. 51 III. MATÉRIEL ET MÉTHODES Le pourcentage d’inhibition est finalement exprimé sous forme d’IC5O (concentration permettant d’obtenir 50 % d’inhibition). Celle-ci est calculée à partir d’une droite de régression établie à l’aide des pourcentages d’inhibition (IP) enregistrés en fonction de la concentration de l'extrait. 5.2. Détermination de l’activité antioxydante par test au ß-carotène : 5.2.1. Le principe de test au ß-carotène : Le béta-carotène ou provitamine A (Sigma, PM=563.89), est un précurseur de la vitamine A, ayant une propriété antioxydante (Pelli et Lyly, 2003). Le principe de ce test est basé sur l’inhibition de l’oxydation de bêta carotène (Pokorny et al., 2001). 5.2.2. Test au ß-Carotène par bioautographie : Les plaques CCM ont été préparées de la même manière que pour le test DPPH, ensuite on pulvérise la plaque de façon homogène par la solution de ß-Carotène dissout dans le chloroforme à 0.05 % (p/v), La plaque est ensuite laissée à la lumière de jour jusqu’à l’apparition des taches de décoloration. Les bandes ayant une activité apparaissent en jaune sur fond blanc (Domınguez et al., 2005). 6. Etudes phytochimiques : 6.1. Identification des phytoconstituants par la chromatographie analytique sur couche mince (CCM) : Principe : L’identification des phytoconstituants des extraits actifs est faite sur plaques de couche mince en phase normale où la phase stationnaire utilisée est le gel de silice non hydraté (Silicagel 60 F254, 0.25mm d’épaisseur) sur un support en aluminium (Merck), la phase mobile est constituée d’un mélange des solvants située au fond de la cuve. Les systèmes employés diffèrent d’une identification à l’autre (Tableau 4). Après le dépôt des extraits sur plaque CCM et séchage à l’aide d’un sèche cheveux, la plaque est trempée dans un système adéquat dans la cuve qui doit être préalablement saturée par les vapeurs de la phase mobile. Le développement se fait par l’effet de capillarité. A la fin de la séparation, les plaques sont séchées et on procède à la détection des produits, principalement par : la visualisation sous UV à254 nm et à 365nm avant révélation ; la pulvérisation d’un révélateur approprié (Tableau 5); 52 III. MATÉRIEL ET MÉTHODES L'Observation sous UV et/ou au visible, selon les réactifs. Tableau 4 : Phytoconstituants et systèmes de développement correspondants (Wagner et Bladt, 1996) Phytoconstituant Système d'élution Flavonoïdes Acides Phénoliques Terpènoides Glycosides cardiotoniques Sesquiterpènes lactones Alcaloïdes Saponines Coumarines AcOEt-HCOOH-AcOH-H2O (100 :11 :11 :26). Benzène- AcOH (9 :1). AcOEt-HCOOH-AcOH-H2O (100 :11 :11 :26). AcOEt – MeOH -H2O (100 :13.5 :10) AcOEt-HCOOH-AcOH-H2O (100 :11 :11 :26). CH2Cl2- MeOH – NH4OH (95 :5 :0.5) CHCl3- MeOH -H2O (64 :40 :8). -AcOEt-HCOOH-ACOH-H2O (100 :11 :11 :26) . -ACOH 10% (H2O). AcOEt-HCOOH-AcOH-H2O (100 :11 :11 :26). AcOEt-MeOH-H2O (100 :17 :13) CHCl3-MeOH-H2O (70 :30 :4) Dérivés anthracéniques Quinones Lignanes Tableau 5 : Phytoconstituants et leurs révélateurs spécifiques (Wagner et Bladt, 1996) Suite du tableau 5 Phytoconstituant Acides Phénoliques** Alcaloïdes Coumarines (gel de cellulose) Coumarines Dérivés anthracéniques Révélateur et mode de révélation Follin- Ciocalteu*1. Pulvériser et noter les spots après 2mn mettre la plaque dans une cuve remplie d’une solution d’ammoniaque jusqu’à ce que le fond jaune se décolore. -Dragendorff ; KOH *2. Pulvériser les plaques et les chauffer au pistolet thermique jusqu’à l’apparition des couleurs. KOH ; Pulvériser et chauffer par un pistolet thermique. Evaluation Avant révélation Après révélation -Sous UV à 254 nm : donne une extinction. -Sous UV à 365 nm: Fluorescence bleue, bleu verdâtre, -Au visible : donne une Couleur bleue noire. -Sous UV à 254nm : donne une extinction. -Sous UV à 365 nm: une fluorescence bleue, bleue verte, violette ou jaune. Au visible: une couleur brune ou orange brunâtre apparaît immédiatement après la révélation. - Toute une fluorescence sous UV à 365 nm -A254 nm: présente une extinction. -A365nm: présente une fluorescence bleue intense, (1), jaune, brune, bleue ou bleu-verdâtre (2). -A 254 nm: présente une extinction. -A 365 nm: présente une fluorescence jaune ou rouge brunâtre. A365nm: Intensification de la fluorescence -Au visible donne une couleur rouge. -A365nm : donne une fluorescence rouge. 53 III. MATÉRIEL ET MÉTHODES Phytoconstituant Révélateur et mode de révélation Flavonoïdes Neu *3; Pulvériser et chauffer la plaque à l’aide d’un sèche cheveux. Glycosides cardiotoniques Chlorure d’antimoine III (SbCl3)*4. Pulvériser et chauffer pendant 8-10mn à110°C au pistolet thermique. Lignanes -vanilline H2SO4 ; Quinones libres KOH Saponines Komarowsky ; Pulvériser et chauffer la plaque par un pistolet thermique. Sesquiterpènes lactones Zimmermann. Pulvériser la plaque avec la solution A puis B. Terpénoïdes Anisaldehyde Evaluation Avant révélation Après révélation -Sous UV à 254 nm : donne une extinction - Sous UV à 365 nm: fluorescence jaune à jaune verdâtre. -Sous UV à 254nm : une légère extinction. -Sous UV à 365 nm: pas de fluorescence. -Sous UV à 365 nm: fluorescence jaune orange à orange et jaune vert à jaune. -Sous UV254 : présente une extinction. -A 365 nm: présente une fluorescence Sous UV254 : présente une extinction. -A 365 nm: présente une fluorescence -Sous UV à 254nm: donne une extinction. -Sous UV à365 nm: pas de fluorescence -Sous UV à 254nm : donne une extinction. -Sous UVà365 nm: pas de fluorescence. -Sous UV à 254nm : donne une extinction -Au visible : donne une couleur verte, violette ou brune. -Sous UV365nm : la fluorescence est variable selon les composés : Au visible donne une couleur violette rougeâtre. A365nm : donne une fluorescence rouge -Au visible donne une couleur rouge -Au visible donne une couleur brune grisâtre. -Au visible : donne une couleur violette grisâtre. -A 365 nm donne une extinction. -Au visible : donne une Couleur violette. *1 : Réactif de Follin-Ciocalteu peut révéler aussi guanine et donne au visible une couleur bleu- verdâtre, *2 : les anthrones et les anthranols présentent une coloration jaune intense par KOH, les acides phénoliques apparaissent bleu ou bleu vert (ex : acide caféique et acide chlorogénique) et les coumarines donnent une couleur bleue intense, *3: Réactif de Neu révèle les flavonoïdes, les coumarines, les acides phénoliques et certains terpénoides, *4 : Réactif de Chlorure d’antimoineIII colore aussi les di et triterpènes en rouge à bleu, (1) : coumarines simples, (2) : furano et pyranocoumarines, ** : Fry, 1988. NB : les CCM se font sur gel de silice 60F254 sauf mention contraire. 54 III. MATÉRIEL ET MÉTHODES 6.2. Dosage des polyphénols : 6.2.1. Principe: La teneur en polyphénols totaux est estimée par la méthode de Folin–Ciocalteu (Singleton et Rossi, 1965) avec quelques modifications mineures. Cette méthode est basée sur la réaction d’oxydoréduction entre des phénols présents dans les extraits et le réactif de Folin– Ciocalteu (Merck). Ce dernier oxyde les phénols en ions phénolates et transformé en un complexe molybdotungstique. Cette coloration est dosée par spectrophotométrie à une longueur d’onde λ=765nm. L'absorbance est proportionnelle à la quantité de phénols presents (Ribéreau-Gayon, 1968). 6.2.2. Protocole : Le dosage est réalisé selon le protocole suivant : 100 µl d’extrait sont ajoutés à 500 µl de réactif de Folin-Ciocalteu dilué (1/10 dissout dans l'eau distillée). Le mélange est agité par vortex et laissé à l’obscurité pendant 5 mn et à température ambiante. Ensuite 1.5 ml de carbonate de sodium saturé (2 %, dissout dans l'eau distillée) sont additionnés avec agitation. Après incubation pendant une heure, la lecture de l’absorbance est effectuée au spectrophotomètre UV-Visible (8500 P Double-BEAM spectrophotometer) à 765nm. Les quantités de polyphénols totaux sont exprimées en mg d’équivalents d’acide gallique par gramme d’extrait lyophilisé (mg AG/g MS) à partir d’une courbe d’étalonnage linéaire (y = ax + b) préparée à l’aide d’acide gallique à différentes concentrations (4,769,52-14,2-19 et 23,8 µg /ml) dans les mêmes conditions que l'échantillon. 6.3. Dosages des flavonoïdes: Protocole : L‘essai spectrophotomètre pour la détermination quantitative des flavonoïdes des extraits a été effectuée selon la méthode colorimétrique décrite par (Kim et al., 2003) avec quelques modifications. Le dosage est réalisé selon les étapes suivantes: A 500 µl d’extrait, on ajoute 1500 µl d’eau distillée. À temps Zéro, 150 µl de NaNo2 5% (dissout dans l'eau distillée) sont ajoutés. 55 III. MATÉRIEL ET MÉTHODES Après 5 mn, 150 µl d'une solution d'AlCl3 à 10% (dissout dans le MeOH) sont additionnés. Après 11 mn, 500 µl de NaOH (1M, dissout dans l'eau distillée)) sont ajoutés. Le mélange est agité au Vortex, La lecture de l’absorbance est effectuée immédiatement à 510 nm. Une gamme d’étalon est réalisée avec la catéchine (Fluka) (5-10-15 et 25 µg/ml). Les résultats sont exprimées en mg d’équivalents de catéchine par gramme d’extrait lyophilisé (mg EC/ g d’extrait lyophilisé). 7. Etude statistique : L’analyse statistique a été réalisée par logiciel Microsoft Excel 2003. Toutes les expériences ont été faites en triples. Les résultats ont été représentés par la moyenne avec son standard de déviation calculée sur la moyenne de trois répétitions pour l'activité antioxydante et pour le dosage des polyphénols et des flavonoïdes. Les données expérimentales sont présentées sous forme d'histogramme pour l'activité et sous forme des courbes pour les étalons et l'activité antioxydante. Le coefficient de corrélation R2 entre les densités optiques et les concentrations pour les étalons est calculé à l'aide du logiciel Microsoft Excel 2003. 56 IV. RÉSULTATS 1. Détermination du potentiel antioxydant: 1.1. Détermination de l’activité antioxydante par bioautographie : Le test de l’activité antioxydante est effectué par deux méthodes : - Test de DPPH ; - Test de -carotène. Test de DPPH : Les chromatogrammes des différents extraits révélés par DPPH présentent des bandes jaunes sur un fond violet ce qui indique que ces substances sont capables de réduire le radical DPPH. Certains de ces produits apparaissent instantanément, par contre, les autres produits apparaissent après 30 mn (fig.15). Parmi les 80 extraits testés, 53 ont manifesté la capacité de réduire le radical DPPH. Les résultats obtenus avec les différents extraits sont regroupés dans le tableau 6. 58 IV. RÉSULTATS Figure 15: Screening de l’activité antioxydante par bioautographie des extraits végétaux en utilisant le DPPH comme révélateur: 1: A. raddiana (écorces), 2: A. raddiana (feuilles), 3: G. alypum (fleurs), 4: G. alypum (racines), 5 : A. halimus (racines), 6 : A. halimus (feuilles), 7 : P. lentiscus, 8: T. articulata, 9 :C. officinalis, 10 : P. tomentosa,11: R. pentaphylla (feuilles), 12: C. rangiformis, 13: C. colocynthis (graines), 14 : W. frutescens,15: S. sodomaeum, 16: A. leucotrichus (parties aériennes), 17: A.. baetica, 18: R. panizei, 19: O. quadripartita (feuilles), 20: C. aschrek, 21: R. pentaphylla (chaire de fruit), 22: R. pentaphylla (graines), 23: O. quadripartita (fruits immatures), 24: G. alypum (feuilles), 25: A. iva, 26: A. leucotrichus (racines), 27: B. vulgaris, 28: C. colocynthis (chaire de fruit), 29: C. cheirifolium, 30: R. chalepensis, 31: W. saharae, 32: P. harmala, 33: A.. gombo, 34: A. humilis (feuilles), 35: A. humilis (racines), 36: D. scoparia, 37: E. major,38: F. ingens, 39: F. salicifolia, 40: F. aretioides (feuilles), 41: F. aretioides (racines), 42: H. scoparium, 43: H. moritanica, 44: J. phoenicea, 45: M. nivellei, 46: O. lapperini, 47: P coronopifolia (feuilles), 48: P coronopifolia (fleurs), 49: R. tripartitum (feuilles-Béchar), 50: R. tripartitum (fruitsBéchar), 51: R. tripartitum (feuilles-Tamanrasset), 52: S. persica, 53: S. argel, 54: T. garganica (feuilles), 55: T garganica (parties centrals), 56: T. garganica (écorces), 57: T. microphylla, 58: Z. macroptera, 59: Z. lotus (chaire de fruit), 60: Z. lotus (graines), 61: C. citratus, 62: T. polium, 63: Z. lotus (feuilles). 59 IV. RÉSULTATS Test de ß carotène : Les résultats de la bioautographie utilisant le ß-carotène comme réactif présentent des bandes jaunes de différents Rf sur un fond blanc (Fig. 16), suggérant que ces substances possèdent une activité antioxydante. L’ensemble de ces résultats est récapitulé au tableau 6. Figure 16 : Screening de l’activité antioxydante par bioautographie (testée à l’aide du -carotène) des extraits bruts de différentes plantes et différentes parties. 1 : A. raddiana (écorces); 2: A. raddiana (feuilles); 3: G. alypum (fleurs); 4: G. alypum (racines) , 5 : A. halimus (racines), 6 : A. halimus (feuilles), 7 : P. lentiscus ; 8: T. articulata ; 9 :C. officinalis, 10 : P. tomentosa ;11: R. pentaphylla (feuilles) ;12: C. rangiformis ; 13: C. colocynthis ; 14 : W. frutescens ; 15: S. sodomaeum ; 16: A. leucotrichus, 17: A.. gombo, 18: A. humilis (feuilles), 19: A. humilis (racines), 20: D. scoparia, 21: E. major,22: F. ingens, 23: F. salicifolia, 24: F. aretioides (feuilles), 25: F. aretioides (racines), 26: H. scoparium, 27: H. moritanica, 28: J. phoenicea, 29: M. nivellei, 30: O. lapperini, 31: P coronopifolia (feuilles), 32: P coronopifolia (fleurs), 33: R. tripartitum (feuilles-Béchar), 34 : E. altissima, 35 : G. alypum, 36 : T. hirsuta. 60 IV. RÉSULTATS Tableau 6 : Screening du potentiel antioxydant de 80 extraits de 56 plantes par bioautographie (test antioxydant contre le DPPH et test de -carotène.). Tous les extraits ont été obtenus par extraction aqueuse puis lyophilisés, sauf mention contraire. Espèces Parties de la plante Nombre des spots actifs Rf des spots actifs Test DPPH Test ßcarotène Test DPPH Test ßcarotène Acacia raddiana Ecorces 2 2 0.86 ; 0.74 0.88 ; 0.76 Acacia raddiana Feuilles 1 1 0.00 0.00 Ajuga iva 1 1 0.48 0.49 Ammodaucus leucotrichus Astragalus gombo Parties aériennes Parties aériennes Feuilles 1 1 0.2 0.2 - 1 - 0.33 Atractylis humilis Racines 1 2 0.4 ; 0.18 Atriplex halimus Feuilles - - 0.44, 0.00 (ins) - Berberis vulgaris Ecorces 3 3 Cedrus atlantica Feuilles 1 - 0.63 ; 0.57 ; 0.32. 0.08 0.63, 0.57, 0.30. - Citrillus colocynthis Graines 1 - 0.00 - Citrillus colocynthis 1 - 0.1 - Cladonia rangiformis Chaire du fruit Thalle 1 1 0.93 ins 0.93 Cymbopogon citratus Feuilles - - - - Cynoglossum cheirifolium Cynomorium coccineum (EtOH) Feuilles 1 - 0.025 - Parties aériennes 3 2 0.15, 0.00. Cynomorium coccineum Ephedra altissima Parties aériennes Feuilles - - 0.95 ins ; 0.75 ins ; 0.36 - 1 1 0.00 ins 0.03 Ephedra major Feuilles 2 1 0.00 Euphorbia guyoniana Racines 1 1 0.12, 0.00 (ins) 0.47 Ficus ingens Feuilles 3 2 0.41 ; 0.08 Fredolia aretioides Racines 2 1 Globularia alypum Fleurs 2 2 Globularia alypum Racines 2 2 Globularia alypum Feuilles 5 2 Globularia alypum (MeOH) Feuilles 1 3 0.44, 0.12, 0.00 0.48, 0.00 (ins) 0.35, 0.00 (ins). 0.35, 0.00 (ins). 0.61 ; 0.26 ; 0.20; 0.1 ; ; 0.00 ins. 0.61 ins - - 0.4 0.42. 0.25 ; 0.23 0.26 ; 0.22 0.61, 0.00. 0.57 ; 0.4 ; 0.17. 61 IV. RÉSULTATS Suite du tableau 6 Espèces Parties de la plante Nombre des spots actifs Rf des spots actifs Test DPPH Test carotène Test DPPH Test carotène 0.5 0.43 0.31. 0.17 Haloxylon scoparium Parties aériennes 2 3 0.38, 0.37 (ins) Herniaria moritanica - 1 - Juniperus phoenicea Parties aériennes Feuilles 2 2 Myrtus nivellei Feuilles 4 3 Olea lapperini Feuilles 1 2 0.91. 0.00 (ins) 0.88, 0.52, 0.38, 0.00 (ins) 0.59 (ins) Osyris quadripartita Feuilles 5 2 Osyris quadripartita 1 1 Peganum harmala Fruits immatures Graines 2 1 Pergularia tomentosa Feuilles 2 2 Perralderia coronopifolia Pistacia atlantica (Mai) Fleurs 1 1 Feuilles 5 4 0.93 ; 0.69 ; 0.64 ; 0.41 ; 0.32 (ins) Pistacia lentiscus (Juin) Feuilles 5 5 Prasium majus Rhus pentaphylla Feuilles Feuilles 1 3 1 3 Rhus pentaphylla 1 - Rhus pentaphylla Rhus tripartitum* Chaire de fruit Graines Feuilles 0.82 ; 0.46 ; 0.37 ; 0.20 ; 0.14 (ins) 0.34 ins 0.38 ; 0.25 ; 0.00 (ins). 0.087 ins 1 2 1 2 Rhus tripartitum* Rhus tripartitum** Fruits Feuilles 1 1 1 0.85 ; 0.69 ; 0.59 ; 0.29 ; 0.01 (ins) 0.00 (ins). 0.58 ; 0.07 (ins). 0.82 ; 0.37 ins 0.8 (ins) 0.1 ins 0.43, 0.00 (ins) 0.00 (ins) 0.00 (ins) 0.88 0.00 0.55 0.4 0.03 (ins). 0.57 0.3 0.8 ; 0.36 0.00 0.53. 0.82 ; 0.37 0.83 0.85 0.56 0.35 0.28 0.84 ; 0.47 ; 0.39 ; 0.20 ; 0.15 0.33 0.39 ; 0.27 ; 0.00 0.96 0.41 0.00 0.4 0.00 62 IV. RÉSULTATS Suite du tableau 6: Espèces Parties de la plante Test DPPH Test -carotène Test DPPH Test -carotène Rosmarinus officinalis Feuilles 4 4 0.98 ins, 0.78 0.72 ins, 0.5 ins Ruta chalepensis Scorzonera undulata Solanum sodomaeum Tetraclinis articulata (Juin) Teucrium polium Thapsia garganica Thapsia garganica Thymelia hirsuta Feuilles 1 1 0.37 ins 0.87 0.62 0.45 0.4 (ins) 0.35 Racines 2 - Graines 1 1 0.21 ; 0.13 (ins) 0.3 ins Feuilles 2 2 0.84 ; 0.00 (ins). 0.85 ; 0.00 Feuilles 1 2 0.36 ins Feuilles 1 1 0.62 (ins) 0.25 0.00 (ins) 0.56 ins Racines (écorces) Parties aériennes 2 1 0.95 ins 3 1 Feuilles 1 1 0.83, 0.00 (ins). 0.52 ins 0.29 0.00 ins 0.44 ins Feuilles 1 - 0.00 ins - Ecorces de la racine Partie centrale de la racine Feuilles 1 1 0.064 ins 0.00 1 1 0.064 ins 0.00 1 2 0.38 ins 0.27 ins, 0.00. Warionia saharae Withania frutescens Zizyphus lotus Zizyphus lotus (MeOH) Zizyphus lotus Nombre des spots actifs Rf des spots actifs 0.51 0.03 ins 0.41. -: Résultats négatifs, ins : les spots apparaissent instantanément, (ins) : Instantanément pour tous les spots, *: Prélèvement réalisé à Béchar, **: Prélèvement réalisé à Tamanrasset. NB: Les extraits non mentionnés dans le tableau 6 n’ont pas donné des résultats avec le radical DPPH et même avec le test carotène. 63 IV. RÉSULTATS Les constituants à activité antioxydante de quatre fractions issues de partage liquideliquide de l'extrait aqueux des feuilles de Myrtus nivellei sont repérés par leur coloration jaune sur un fond violet. Ainsi, les fractions acétate d’éthyle et n-butanol présentent le plus grand nombre de bandes actives comme le montre la figure 17, tableau 7. Figure 17: Plaque de CCM révélée par DPPH présentant des spots à activité antiradicalaire chez les fractions issues du partage liquide-liquide de l’extrait aqueux des feuilles de Myrtus nivellei. a : fraction chloroformique ; b : fraction acétate d’éthyle ; c : fraction n-butanolique ; d : fraction aqueuse. Tableau 7 : Résultats du test antioxydant sur les fractions issues du partage liquide-liquide de l’extrait aqueux des feuilles de Myrtus nivellei. Fraction Nombre des spots actifs Test DPPH Test ß-carotène Chloroformique Acétate d’éthyle 1 6 1 4 n- butanolique 6 2 Aqueuse 1 - Rf des spots actifs Test DPPH Test ß-carotène 0.93 ins. 0.9 ; 0.72 ; 0.5 ; 0.37 ; 0.2 ; 0.08 (ins). 0.87 ; 0.6 ; 0.69 ; 0.56 ; 0.5;0.00 (ins) 0.08 ins. 0.87 ins. 0.83 ; 0.56 ; 0.45 ; 0.38 (ins). 0.38 ; 0.00 (ins). - 64 IV. RÉSULTATS 1.2. Réduction du radical libre 2,2-diphényl-1-picrylhydrazyl (DPPH) par dosage spectrophotométrique: Résultats du test antioxydant sur les extraits végétaux actifs testés par bioautographie: L’activité antioxydante mise en évidence par le test DPPH sur les extraits concernés exprimée par leur IC50, et qui est déterminée graphiquement à partir des droites représentant les pourcentages d’inhibition en fonction des concentrations croissantes représentant la moyenne de trois tests séparés. Les résultats sont regroupés dans le tableau 8. La valeur d’IC50 exprime la concentration de l’extrait nécessaire pour diminuer l’absorbance du DPPH de 50 % (inhibition de DPPH à 50 %). Les valeurs d’IC50 des extraits ont été comparées aux IC50 de substances de références qui sont : La quercétine, l’acide ascorbique et le BHA et qui ont montré Pourcentage d'inhibition (%) respectivement une IC50 de 1.667 ; 2.668 ; 4.158 µg/ml (fig. 18, 19 et 20). y = 6,7797x + 38,684 2 R = 0,8471 120,00 100,00 80,00 60,00 40,00 20,00 0,00 0 2 4 6 8 10 12 Concentration (µg/ml) Figure 18 : Courbe représentant le pourcentage d'inhibition du radical DPPH en fonction de la concentration en quercétine. 65 Pourcentage d'inhibition (%) IV. RÉSULTATS y = 7,8909x + 28,945 R2 = 0,9119 120,00 100,00 80,00 60,00 40,00 20,00 0,00 0 2 4 6 8 Concentration (µg/ml) 10 12 Figure 19 : Courbe représentant le pourcentage d'inhibition du radical DPPH en fonction de la Pourcentage d'inhibition (%) concentration en acide ascorbique. y = 5,0767x + 28,927 2 R = 0,8915 90,00 80,00 70,00 60,00 50,00 40,00 30,00 20,00 10,00 0,00 0 2 4 6 8 Concentration (µg/ml) 10 12 Figure 20 : Courbe représentant le pourcentage d'inhibition du radical DPPH en fonction de la concentration en BHA. Les IC 50 des extraits actifs sont représentés dans le tableau 8 66 IV. RÉSULTATS Tableau 8 : Valeurs d’IC50 et des teneurs en polyphénols et en flavonoïdes de 56 extraits actifs appartenant à 42 plantes. Espèces Partie utilisée IC50 Acacia raddiana Acacia raddiana Ajuga iva Ecorces Feuilles Parties aériennes Parties aériennes Racines Feuilles Ecorces Feuilles Graines Chaire du fruit Thalle Ammodaucus leucotrichus Atractylis humilis Atriplex halimus Berberis vulgaris Cedrus atlantica Citrillus colocynthis Citrillus colocynthis Cladonia rangiformis Cymbopogon citratus Cynoglossum cheirifolium Cynomorium coccineum Cynomorium coccineum (EtOH) Ephedra altissima Ephedra major Euphorbia guyoniana Ficus ingens Fredolia aretioides Globularia alypum Globularia alypum Globularia alypum Globularia alypum µg/ml Teneur en polyphénols (mg d’acide gallique/g de l’extrait lyophilisé) Teneur en flavonoïdes (mg de catéchine/g de l’extrait lyophilisé) 7,36 ± 0,19 17,11 ± 1,55 358,49 ± 10,21 266,82 ± 9,14 72,34 ± 6,26 61,38 ± 4,92 115,36 ± 11,28 21,52 ± 2,02 17,23 ± 0,87 45,73 ± 1,07 46,77 ± 5,84 15,48 ± 0,68 74,30 ± 0,46 30,12 ± 6,9 40,33 ± 0,20 24,83 ± 1,99 118,93 ± 25,61 349,49 ± 57,45 63,91 ± 5,00 16,50 ± 0,89 121,76 ± 8,82 97,09 ± 3,29 37,42 ± 2,22 32,24 ± 5,22 16,83 ± 3,66 16,41 ± 2,24 23,92 ± 0,63 27,60 ± 1,67 12,44 ± 0,06 11,37 ± 0,71 214,08 ± 83,05 36,76 ± 2,24 10,09 ± 0,20 Feuilles 136,78 ± 13,13 62,99 ± 3,93 34,49 ± 4,80 Feuilles 80,32 ± 1,57 48,38 ± 1,24 17,47 ± 0,90 Parties aériennes Parties aériennes Feuilles Feuilles Feuilles 13,47 ± 2,26 75,69 ± 3,65 39,19 ± 2,07 4,09 ± 0,61 406,38 ± 1,99 109,47 ± 33,79 12,01 ± 0,23 30,83 ± 0,48 44,00 ± 2,11 107,18 ± 1,39 130,15 ± 7,51 54,90 ± 3,46 41,27 ± 2,23 21,69 ± 1,09 21,49 ± 1,34 Feuilles Racines Fleurs Racines Feuilles Feuilles 46,79 ± 0,21 53,79 ± 0,63 25,50 ± 1,32 19,40 ± 0,12 24,43 ± 0,85 16,23 ± 0,24 115,06 ± 8,95 110,92 ± 6,34 103,75 ± 7,91 210,79 ± 9,22 112,01 ± 6,16 147,16 ± 3,40 37,29 ± 4,46 16,98 ± 3,14 40,87 ± 0,50 66,82 ± 6,56 42,31 ± 4,35 99,64 ± 12,60 Feuilles, tiges Feuilles Feuilles Feuilles Feuilles Fruits immatures 54,53 ± 0,90 163,16 ± 7,05 38,90 ± 7,42 21,98 ± 0,57 4,90 ± 0,52 28,85 ± 1,26 4,80 ± 0,53 39,20 ± 1,30 199,66 ± 7,32 242,68 ± 9,79 172,95 ± 7,26 438,99 ± 7,52 109,49 ± 11,07 48,54 ± 10,65 28,53 ± 4,51 72,94 ± 9,44 72,09 ± 1,60 16,95 ± 1,93 (MeOH) Haloxylon scoparium Juniperus phoenicea Myrtus nivellei Olea lapperini Osyris quadripartita Osyris quadripartita 67 IV. RÉSULTATS Suite du tableau 8: Espèces Partie utilisée IC50 µg/ml Teneur en polyphénols (mg d’acide gallique/g de l’extrait lyophilisé) Teneur en flavonoïdes (mg de catéchine/g de l’extrait lyophilisé) Peganum harmala Pergularia tomentosa Perralderia coronopifolia Pistacia atlantica Pistacia lentiscus (juin) Prasium majus Graines Feuilles Fleurs 111,33 ± 13,48 183,45 ± 85,71 56,65 ± 1,49 72,78 ± 2,51 42,46 ± 3,09 99,35 ± 5,85 15,24 ± 1,76 11,80 ± 0,48 29,80 ± 5,33 Feuilles Feuilles Feuilles 2,90 ± 0,07 4,47 ± 0,07 64,47 ± 4,32 391,93 ± 28,04 349,84 ± 21,79 71,39 ± 2,71 59,27 ± 0,78 54,24 ± 4,82 32,34 ± 6,75 Rhus pentaphylla Rhus pentaphylla Rhus pentaphylla Rhus tripartitum* Rhus tripartitum* Rhus tripartitum ** Rosmarinus officinalis Ruta chalepensis Scorzonera undulata Solanum sodomaeum Tetraclinis articulata (juin) Teucrium polium Thapsia garganica Thapsia garganica Thymelia hirsuta Warionia saharae Withania frutescens Zizyphus lotus Zizyphus lotus (MeOH) Zizyphus lotus Témoins positifs Quercétine Acide ascorbique BHA Feuilles Chaire du fruit Graines Feuilles Fruits Feuilles Feuilles Feuilles Feuilles Graines Feuilles 18,99 ± 4,14 99,38 ± 13,85 194,15 ± 12,26 38,61 ± 0,25 34,74 ± 0,64 47,95 ± 0,37 13,24 ± 0,70 61,41 ± 9,38 95,72 ± 4,46 83,85 ± 1,35 13,52 ± 1,23 94,22 ± 7,22 39,29 ± 3,06 47,33 ± 3,03 108,84 ± 4,19 145,55 ± 3,85 99,57 ± 3,08 168,19 ± 12,51 66,95 ± 6,84 57,54 ± 9,94 39,55 ± 0,69 163,69 ± 3,20 35,55 ± 0,72 11,52 ± 1,20 11,52 ± 0,24 11,86 ± 0,53 20,20 ± 0,06 14,31 ± 0,82 116,98 ± 17,00 16,69 ± 0,23 30,25 ± 0,094 17,11 ± 1,98 48,73 ± 1,71 Feuilles Feuilles Ecorce Feuilles Feuilles Feuilles Ecorce Partie centrale 26,47 ± 1,08 90,72 ± 0,98 78,52 ± 1,15 32,27 ± 1,65 51,03 ± 4,13 42,59 ± 3,94 9,14 ± 0,72 13,37 ± 0,46 81,22 ± 2,41 47,64 ± 1,43 95,88 ± 1,09 77,91 ± 1,85 56,34 ± 3,13 48,29 ± 3,55 192,09 ± 8,50 98,76 ± 9,46 79,64 ± 1,58 18,13 ± 0,47 23,98 ± 7,65 40,82 ± 4,51 19,31 ± 0,39 18,79 ± 0,62 68,64 ± 4,91 32,64 ± 2,01 Feuilles 12,29 ± 0,29 158,16 ± 5,32 54,75 ± 2,79 1,66 ± 0,21 2,66 ± 0,07 4,15 ± 0,25 Les résultats sont exprimés en moyenne ± standard de déviation, n=3 pour chaque concentration, *: Prélèvement réalisé à Béchar, **: Prélèvement réalisé à Tamanrasset. NB : Tous les extraits ont été obtenus par extraction aqueuse puis lyophilisés, sauf mention contraire. 68 IV. RÉSULTATS IC50 (µg/ml) 600 400 200 0 1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37 39 41 43 45 47 49 51 53 55 57 59 IC50 (µg/ml) Figure 21: Histogramme représentant les valeurs d'IC50 des extraits étudiés avec les standards (Quercétine, BHA et acide ascorbique). 1: Quercétine, 2: acide ascorbique, 3: P. atlantica, 4: C. coccineum (EtOH), 5: BHA, 6: P. lentiscus (juin), 7: O.quadripartita, 8: M. nivellei, 9: A. raddiana (écorces), 10: Z. lotus (écorces), 11: E. altissima, 12: Z. lotus (feuilles), 13: R. officinalis, 14: Z. lotus (partie centrale), 15: C. coccineum, 16: T. articulata (juin), 17: G. alypum (feuilles-MeoH), 18: A. raddiana (feuilles), 19: R. pentaphylla (feuilles), 20: G. alypum (racines), 21: J. phoenicea, 22: G. alypum (feuilles), 23: C. atlantica, 24: G. alypum (fleurs), 25: T. polium, 26: O. lapperini, 27: A. halimus (feuilles), 28: E. major, 29: T. hirsuta, 30: R. tripartitum (fruits-Béchar), 31: R. tripartitum (feuillesBéchar), 32: O.quadripartita (fruits immatures), 33: B. vulgaris, 34: W. frutescens, 35: E. guyoniana, 36: A. leucotrichus, 37: F. ingens, 38: R. tripartitum (feuilles- Tamanrasset), 39: W. saharae, 40: F. aretioides, 41: H. scoparium, 42: P. coronopifolia, 43: R. chalepensis, 44: P. majus, 45: A. humilis, 46: T. garganica (écorces), 47: C. cheirifolium, 48: S. sodomaeum, 49: T. garganica (feuilles), 50: S. undulata, 51:R. pentaphylla (chaire de fruits), 52: P. harmala, 53: C. colocynthis (graines), 54: C. citratus, 55: P. tomentosa, 56: R. pentaphylla (graines), 57: C. rangiformis, 58: C. colocynthis (chaire de fruits), 59 : A. iva. 2. Etude phytochimique par CCM : Les résultats du screening phytochimique par CCM des différents extraits (aqueux ; éthanoliques et méthanoliques) et les fractions de Myrtus nivellei, sont résumés dans les tableaux 9-20. La CCM a permis de donner des informations sur les constituants majoritaires de l’extrait par la fluorescence ; coloration après révélation ; le nombre de constituants de chaque extrait et leur facteur de rétention (Rf). L’absence de certains composés dans les extraits étudiés pourrait s’expliquer par leur présence en faible teneur. 2.1. Recherche des composées phénoliques: 2.1.1. Acides phénoliques : La révélation des chromatogrammes des différents extraits par le réactif de FolinCiocalteu montre la présence de l’acide cinnamique et l’acide férulique dans l’extrait 69 IV. RÉSULTATS aqueux de l’écorce d’Acacia raddiana et Thapsia garganica respectivement. Ce résultat n’exclut pas la présence d’acides phénoliques autres que ceux utilisés comme témoin dans notre expérience : acide caféique, acide cinnamique, acide férulique, acide sinapique. Tableau 9: Résultats de la séparation des acides phénoliques par CCM. Espèces Partie utilisée Acacia raddiana Ecorce des rameaux Thapsia garganica Ecorce de racines Témoins Acide cinnamique Acide férulique Rf Observations 0.97 Bleu noir 0.38 Bleu noir 0.97 0.38 Bleu noir Bleu noir 2.1.2. Flavonoïdes : Le chromatogramme des extraits testés révélé par le réactif du Neu présente des constituants de différentes fluorescences ce qui explique la présence de différents types des flavonoïdes. Les produits colorés en jaune sont probablement des flavonoïdes à base de rutine. Les constituants qui donnent une couleur jaune orange sont des flavonols et ceux présentant une fluorescence jaune verte, des flavonols à base de Kaemphérol. La fluorescence orange est due à des flavones à base de lutéoline et ses glycosides (Wagner et Bladt, 1996). L’intensité de coloration des produits séparés est proportionnelle à leur concentration. Les résultats de la séparation des flavonoïdes sont regroupés dans le tableau 10. 70 IV. RÉSULTATS Tableau 10: Résultats de la séparation par CCM des flavonoïdes des extraits actifs. Espèces Parties utilisée Rf Observations après révélation Acacia raddiana Ajuga iva Ammodaucus leucotrichus Atractylis humilis Atriplex halimus Berberis vulgaris Citrillus colocynthis Citrillus colocynthis Cladonia rangiformis Cynoglossum cheirifolium Cynomorium coccineum (EtOH) Osyris quadripartita Osyris quadripartita Euphorbia guyoniana Ecorces Parties aériennes Parties aériennes Racines Feuilles Ecorces Graines Chaire du fruit Thalle Feuilles Parties aériennes 0.86, 0.76, 0.2. 0.61, 0.52, 0.26 0.28. 0.70, 0.52, 0.23, 0.02. 0.02. 0.71, 0.58, 0.29, 0.26, 0.14. 0.35. 0.7. 0.89, 0.77. 0.52, 0.26 0.73. 3F, 3F, 3F 3Fo, 3Fo, 3Fo 3Fo. 3Fjv, 3Fo, 3Fo, 3Fji. 3Fjp 3Fj, 3Fj, 3F, 3Fv, 3Fv 3Fo 3Fo 3Fj, 3Fbv 3Fj, 3Fv 3Fjv Feuilles Fruits immatures Feuilles 0.15. 0.35. 0.62. 3Foi. 3Fo. 3Fjv. Feuilles 0.62. 3Fj. Globularia alypum Globularia alypum Globularia alypum Myrtus nivellei Olea lapperini Peganum harmala Pergularia tomentosa Pistacia atlantica Fleurs Racines Feuilles Feuilles Feuilles Graines Feuilles Feuilles 3Fo, 3Fo, 3Fo. 3Fo. 3Fo, 3Fo 3Fo, 3Fo. 3Fj, 3Fj, 3Fv, 3Fv. 3Fv 3Fj 3Fjv, 3Fjv, 3Fj, 3Fjv, 3Fj Pistacia lentiscus Prasium majus Feuilles Feuilles 0.52, 0.36, 0.3. 0.26. 0.73, 0.32. 0.66, 0.48. 0.68, 0.61, 0.42, 0.36. 0.14. 0.51. 0.81 ; 0.74 ; 0.67 ; 0.54 ; 0.42 0.84, 0.61, 0.5, 0.4, 0.00. 0.44 Rhus pentaphylla Feuilles Globularia alypum (MeOH) 3Fbv, 3FJ, 3Fo, 3Fo, 3Fo 3Fj 0.61, 0.52, 0.48, 0.41, 0.36, 3Fj, 3F, 3Fo, 3Fj, 3Fj, 0.31 3Fj. Rhus tripartitum* Feuilles 0.5. 3Fjv Rhus tripartitum ** Feuilles 0.5. 3Fjv Rosmarinus officinalis feuilles 0.35 3Fj Ruta chalepensis Feuilles 0.4. 3Fo Teucrium polium Feuilles 0.25, 0.11, 0.05. 3Fj, 3Fj, 3Fj Thapsia garganica Feuilles 0.73 ; 0.64. 3Fjv, 3Fjo Thymelia hirsuta Feuilles 0.89 3Fj Warionia saharae Feuilles 0.49 3Fo Zizyphus lotus Feuilles 0.38 ; 0.29 ; 0.12 ; 0.06 ; 3Fj, 3Fj, 3Fj, 3Fo, 3Fj. 0.03 L’observation des flavonoïdes est effectuée avant et après leur révélation sous UV à365 nm, *: Prélèvement réalisé à Béchar,**: Prélèvement réalisé à Tamanrasset, F : fluorescence, Fj : fluorescence jaune, Fjp : fluorescence jaune pale, Fji : fluorescence jaune intense, Fjv : fluorescence jaune verte, Fo : fluorescence orange, Foi : fluorescence orange intence, Fv : fluorescence verte, Fb : fluorescence bleu, Fbv : fluorescence bleu verte. 71 IV. RÉSULTATS NB : Tous les extraits ont été obtenus par extraction aqueuse puis lyophilisés, sauf mention contraire. On note que la plus forte concentration des flavonoïdes se trouve dans la fraction acétate d’éthyle (tableau 11). Tableau 11: Résultats de la séparation des flavonoïdes des fractions de Myrtus nivellei par CCM. Fraction Chloroformique Acétate d’éthyle Rf 0.94 0.62, 0.5, 0.42. Observations 3Fji 3Fo, 3Fo, 3Fjo. 2.1.3. Lignanes : Les lignanes sont présents uniquement chez G. alypum et O. quadripartita (tableau 12). Tableau 12: Résultats de la séparation des lignanes par CCM Espèces Partie utilisée Rf Observations Globularia alypum Racines 0.8 3Fr Osyris quadripartita Feuilles 0.82 3Fr 2.1.4. Coumarines : La recherche des coumarines est effectuée sur plaques de silice et plaques de cellulose. Les constituants des extraits qui donnent une fluorescence bleue à 365 nm après révélation par KOH sont des furano- et pyranocoumarines (tableau13). Toute fluorescence détectée à 365 nm sur plaque de cellulose révèle la présence d’hydroxycoumarines (tableau 14). Tableau 13: Résultats de la séparation des coumarines par CCM sur gel de silice. Espèces Partie utilisée Rf Observations Acacia raddiana Ecorces 0.73 ; 3Fb Berberis vulgaris Ecorces 0.32 3Fb Cladonia rangiformis Thalle 0.73 3Fb 72 IV. RÉSULTATS Tableau 14: Résultats de la séparation des coumarines par CCM sur plaque de cellulose. Espèces Acacia raddiana Parties utilisée Ecorces Ajuga iva Ammodaucus leucotrichus Atractylis humilis Berberis vulgaris Cedrus atlantica Cymbopogon citratus Parties aériennes Parties aériennes Racines Ecorces Feuilles Feuilles Cynoglossum cheirifolium Feuilles Cynomorium coccineum Cynomorium coccineum (EtOH) Ephedra altissima Ephedra major Euphorbia guyoniana Ficus ingens Fredolia aretioides Globularia alypum (MeOH) Parties aériennes Parties aériennes Feuilles Feuilles Feuilles Feuilles Racines Feuilles Globularia alypum Globularia alypum Haloxylon scoparium Myrtus nivellei Olea lapperini Osyris quadripartita Fleurs Racines Feuilles, tiges Feuilles Feuilles Feuilles Osyris quadripartita Peganum harmala Perralderia coronopifolia Fruits immatures Graines Fleurs Pistacia atlantica Feuilles Pistacia lentiscus Prasium majus Rhus pentaphylla Feuilles Feuilles Feuilles Rhus tripartitum* Rhus tripartitum ** Rosmarinus officinalis Feuilles Feuilles Feuilles Ruta chalepensis Feuilles Scorzonera undulata Feuilles Solanum sodomaeum Graines Rf Observations 0.57, 0.47, 0.38, 0.03, 0.02. 0.66, 0.26 0.06 0.77, 0.33, 0.1. 0.25, 0.21. 0.37, 0.27 0.56, 0.43, 0.27, 0.06. 0.72, 0.63, 0.42, 0.33 0.53, 0.43, 0.27. 0.38, 0.35. 0.72, 0.46. 0.77, 0.68, 0.48. 0.31 0.81, 0.7, 0.28. 0.64, 0.52, 0.45. 0.67, 0.17, 0.12. 3Fj, 3Fo, 3Fj, 3Fj, 3Fj. 3Fv, 3Fjo. 3Fj. 3Fvc, 3Fj, 3Fo. 3Fo, 3Fji. 3Fo, 3Fo. 3Fj, 3Fbl, 3Fv, 3Fbl. 0.62, 0.06 0.62, 0.41. 0.72, 0.65, 0.38. 0.3, 0.2. 0.7, 0.41, 0.08. 0.74, 0.59, 0.5, 0.37 0.4 0.38, 0.32. 0.8, 0.68, 0.62, 0.48, 0.35. 0.72, 0.53, 0.46, 0.37. 0.66, 0.42, 0.24. 0.66, 0.26, 0.2. 0.64, 0.29, 0.2, 0.13. 0.29, 0.18. 0.28, 0.18. 0.63, 0.58, 0.45, 0.33, 0.15. 0.48, 0.29, 0.21, 0.1. 0.68, 0.51, 0.38, 0.26, 0.21. 0.02. 3Fjv, 3Fjo. 3Fjv, 3Fbl. 3Fj, 3Fj, 3Fj. 3Fj, 3Fj. 3Fb, 3Fo, 3Fj. 3Fbl, 3Fv, 3Fo, 3Fo, 3Fj. 3Fj. 3Fb, 3Fvio. 3Fbl. 3Fbl, 3Fb, 3Fv, 3Fb. 3Fj, 3Fv, 3Fv. 3F, 3Fj. 3Fvio, 3Fbl. 3Fvio, 3Fvio, 3Fbl. 3Fj. 3Fv, 3Fv, 3Fjo. 3Fvio, 3Fb, 3Fbl. 3Fv, 3Fv, 3Fj. 3Fjo, 3Fjo, 3Fjo, 3Fjo. 3Fjo, 3Fo, 3Fj. 3Fv, 3Fj, 3Fj. 3Fbl, 3Fv, 3Fo, 3Fj. 3Fo, 3Fj. 3Fj, 3Fj. 3Fv, 3Fv, 3Fv, 3Fb, 3Fo. 3Fj, 3Fj, 3Fb, 3Fv. 3Fv, 3Fvio, 3Fv, 3Fb, 3Fv. 3Fbl. 73 IV. RÉSULTATS Suite du tableau 14: Espèces Parties utilisée Rf Observations Tetraclinis articulata Teucrium polium Thapsia garganica Thapsia garganica feuilles Feuilles Feuilles Ecorce de racines 0.37, 0.28. 0.77, 0.66, 0.39. Thymelia hirsuta Warionia saharae Withania frutescens Zizyphus lotus Feuilles Feuilles Feuilles Feuilles 3Fo, 3Fj. 3Fbl, 3Fbl, 3Fo. 3Fj, 3Fbl, 3Fbl. 3Fb, 3Fb, 3Fb, 3Fb, 3Fb, 3Fb. 3Fv, 3Fvio, 3Fv, 3Fvio. 3Fv, 3Fb, 3Fj. 3Fjp. 3Fj. 0.63, 0.53, 0.46, 0.36, 0.00. 0.62, 0.53, 0.25, 0.13. 0.37, 0.2, 0.13. 0.6. 0.41. *: Prélèvement réalisé à Béchar,**: Prélèvement réalisé à Tamanrasset, F : fluorescence, Fj : fluorescence jaune, Fjp : fluorescence jaune pale, Fji : fluorescence jaune intense, Fjv : fluorescence jaune verte, Fo : fluorescence orange, Foi : fluorescence orange intence, Fv : fluorescence verte, Fb : fluorescence bleu, Fbv : fluorescence bleu verte. Fvc : fluorescence verte claire, Fbl : fluorescence blanche, Fvio : fluorescence violette. Toutes les fractions de Myrtus nivellei contiennent des hydroxycoumarines, réparties comme suit (tableau 15) : Tableau 15: Résultats de la séparation des hydroxycoumarines des fractions de Myrtus nivellei par CCM sur plaque de cellulose. Fraction Rf Observations Chloroformique 0.00 3Fo. Acétate d’éthyle 0.6, 0.26, 0.2, 0.00. 3Fvio, 3Fj, 3Fj 3Fo. n-Butanol 0.27, 0.2. 3Fo, 3Fo. Aqueuse 0.81. 3Fv. 2.1.5. Dérivés anthracéniques : L’absence de la couleur rouge au visible après révélation par KOH signifie l’absence des anthraquinones. Par contre, on note la présence des anthrones et des anthranols qui donnent une fluorescence jaune (tableau 16). Tableau 16: Résultats de la séparation des anthrones et des anthranols par CCM. Espèces Partie utilisée Rf Observations Osyris quadripartita Feuilles 0.42 3Fj Rhus pentaphylla Feuilles 0.61 3Fj 74 IV. RÉSULTATS 2.1.6. Quinones libres : Les quinones semblent absentes de nos extraits. 2.2. Glycosides cardiotoniques : A 254 et à 365 nm, les produits des extraits donnent une extinction, après révélation avec le réactif Chlorure d’antimoine III, les mêmes bandes apparaissent colorées en jaune ou orange sous UV à 365 nm et donnent une coloration brunâtre au visible sauf la tache de Globularia alypum (racines) qui se colore en violet (tableau 17). Tableau 17: Résultats de la séparation des glycosides cardiotoniques par CCM. Espèces Partie utilisée Rf Observations Acacia raddiana Ecorces 0.87 3Fj Acacia raddiana Feuilles 0.24 3Fj Globularia alypum Racines 0.6 3Fj Myrtus nivellei Feuilles 0.02 3Fo Olea lapperini Feuilles 0.49 3Fo Rhus tripartitum* Fruits 0.91 3Fj Rosmarinus officinalis Feuilles 0.07 3Fo * Prélèvement réalisé à Béchar. F : fluorescence, Fj : fluorescence jaune, Fo : fluorescence orange 2.3. Terpénoïdes : À 254 et à 365 nm, les produits terpénoïdiques donnent une extinction, la révélation par le réactif anisaldéhyde a donné des taches brunes ou violettes. Les produits qui apparaissent violets appartiennent au groupe des triterpènes (Wagner et Bladt, 1996). La faible fluorescence pourrait s’expliquer par la faible quantité de ces substances chez Myrtus nivellei et Olea lapperini (tableau 18). Tableau18 : Résultats de la séparation des terpénoïdes par CCM Espèces Partie utilisée Rf Observations Myrtus nivellei Feuilles 0.51 Voilette faible. Olea lapperini Feuilles 0.51 Violette faible. Feuilles 0.63 Violette très intense. Rosmarinus officinalis 75 IV. RÉSULTATS 2.4. Sesquiterpènes lactones : La révélation par Zimmerman donne au visible une couleur brune grisâtre avec les extraits aqueux d’Acacia raddiana, Pistacia lentiscus et Osyris quadripartita (tableau 19). Tableau 19: Résultats de la séparation des sesquiterpènes lactones par CCM. Espèces Partie utilisée Rf Observations Acacia raddiana Ecorces 0.88 Pistacia lentiscus Feuilles 0.24 ; 0.32 ; 0.87. brune grisâtre Osyris quadripartita Feuilles 0.00 brune grisâtre brune grisâtre 2.5. Saponines : La révélation par le réactif de Komarowsky a montré l’existence des saponines dans les extraits suivants : feuilles, fleurs et racines de Globularia alypum ainsi que l’extrait aqueux de Cynomorium coccineum. La couleur violette indique la présence des triterpénoïdes à base d’oléananes (tableau 20). Tableau 20 : Résultats de la séparation des saponines par CCM. Espèces Partie utilisée Cynomorium coccineum Parties aériennes Rf Observation 0.11 brune grisâtre (ETOH) Globularia alypum Fleur 0.83 brune grisâtre Globularia alypum Racines 0.84 brune grisâtre Globularia alypum Feuilles 0.63 brune grisâtre Ecorce 0.02 violette faible (MeOH) Zizyphus lotus 2.6. Alcaloïdes : Les alcaloïdes sont mis en évidence par le réactif de Dragendorff qui donne une couleur brune ou orange brunâtre au visible immédiatement après pulvérisation. On note l’absence de cette coloration donc tous les extraits étudiés ne contiennent pas des alcaloïdes. 76 IV. RÉSULTATS 3. Dosage des polyphénols et des flavonoïdes: Les teneurs en polyphénols des extraits aqueux et de l’extrait éthanolique de Cynomorium coccineum, des extraits méthanoliques des racines de Zizyphus lotus et des feuilles de Globularia alypum ont été obtenues à partir d’une courbe d’étalonnage (y = 80,466x-0,0151, R2 = 0,99) établie avec des concentrations croissantes en acide gallique (Fig. 22). Elles sont exprimées en mg d’équivalents d’acide gallique par gramme de Absorbance à 765 nm, l’extrait lyophilisé. Courbe d'étalonnage de l'acide gallique y = 80,466x - 0,0151 R2 = 0,9987 2 1,5 1 0,5 0 0 0,005 0,01 0,015 0,02 0,025 Concentration du l'acide gallique en mg/ml Figure 22 : Courbe d’étalonnage des polyphénols totaux réalisée à l’aide de l’acide gallique. La teneur en flavonoïdes est obtenue à partir d’une courbe d’étalonnage (y = 0,067x0,1791, R2 = 0,97) établie avec des concentrations croissantes en catéchine (Fig. 23). Elle est exprimée en mg d’équivalents de catéchine par gramme d’extrait lyophilisé. Absorbance à 510 nm Courbe d'étalonnage de catéchine y = 0,067x - 0,1791 R2 = 0,9767 2 1,5 1 0,5 0 0 5 10 15 20 25 30 Concentration de catéchine en µg/ml Figure 23: Courbe d’étalonnage des flavonoïdes réalisée à l’aide de la catéchine. 77 IV. RÉSULTATS Osyris quadripartita présente la teneur la plus élevée en polyphénols (fig. 24), alors qu’en contenu flavonoïdiques, Rosmarinus officinalis et l’écorce d’Acacia raddiana ont les teneurs les plus importantes (fig. 25). Teneurs en polyphénols (mg /g) 500 400 300 200 100 0 1 3 5 7 9 11 13 15 17 19 21 23 25 27 29 31 33 35 37 39 41 43 45 47 49 51 53 55 Teneurs en polyphénols (mg /g) Figure 24: Histogramme représentant les teneurs en polyphénols totaux des extraits actifs, exprimées en mg/g de l'extrait lyophilisé. 1: O.quadripartita (feuilles), 2: C. coccineum (EtOH), 3: P. atlantica, 4: P. lentiscus, 5: A. raddiana (écorces),6 : M. nivellei, 7: G. alypum (racines), 8: J. phoenicea, 9: Z. lotus (écorces), 10: O. lapperini, 11: R. officinalis, 12: T. articulata (juin),13: H. scoparium, 14: Z. lotus (feuilles), 15: G. alypum (feuillesMeoH), 16: R. tripartitum (fruits-Béchar), 17: E. major, 18: B. vulgaris, 19:F. ingens, 20: G. alypum (feuilles), 21: F. aretioides, 22: O.quadripartita (fruits immatures), 23: R. tripartitum (feuilles- Béchar), 24: E. altissima, 25: G. alypum (fleurs), 26: R. tripartitum (feuilles- Tamanrasset), 27: P. coronopifolia, 28: Z. lotus (partie centrale), 29: C. atlantica, 30: T. garganica (écorces), 31: R. pentaphylla (feuilles), 32: T. polium, 33: T. hirsuta, 34: C. coccineum, 35: A. raddiana (feuilles), 36: P. harmala, 37: P. majus, 38: R. chalepensis, 39: A. humilis, 40: C. citratus, 41: Ajuga iva, 42: S. undulata, 43: W. saharae, 44: E. guyoniana, 45: C. cheirifolium, 46: A. leucotrichus, 47: W. frutescens, 48: T. garganica (feuilles), 49: R. pentaphylla (graines), 50: P. tomentosa, 51: S. sodomaeum, 52: R. pentaphylla (chaire de fruits), 53: C. colocynthis (graines), 54: C. rangiformis, 55: C. colocynthis (chaire de fruits), 56: A. halimus. 78 IV. RÉSULTATS T eneurs en flavonoides mg /g 200 150 100 50 0 1 4 7 10 13 16 19 22 25 28 31 34 37 40 43 46 49 52 55 T eneurs en flavonoides mg /g Figure 25: Histogramme représentant les teneurs en flavonoïdes des extraits actifs, exprimées en mg/g de l'extrait lyophilisé. 1: R. officinalis, 2: A. raddiana (écorces), 3: C. coccineum (EtOH), 4: G. alypum (feuilles-MeoH), 5: T. polium, 6: O. lapperini, 7: O.quadripartita (feuilles), 8: Z. lotus (écorces), 9: G. alypum (racines), 10: P. atlantica, 11: Z. lotus (feuilles), 12: P. lentiscus (juin), 13: T. articulata (juin), 14: J. phoenicea, 15: G. alypum (feuilles), 16: E. altissima, 17: G. alypum (fleurs), 18: T. hirsuta, 19: C. coccineum, 20: H. scoparium, 21: F. ingens, 22: R. pentaphylla (feuilles), 23: C. citratus, 24: Z. lotus (partie centrale), 25: P. majus, 26: S. undulata, 27: P. coronopifolia, 28: M. nivellei, 29: C. atlantica, 30: T. garganica (écorces), 31: B. vulgaris, 32: A. raddiana (feuilles), 33: E. major, 34: E. guyoniana, 35: R. tripartitum (fruits-Béchar), 36: W. saharae, 37: W. frutescens, 38: T. garganica (feuilles), 39: C. cheirifolium, 40: A. iva, 41: S. sodomaeum, 42:F. aretioides, 43: O.quadripartita (fruits immatures), 44: A. humilis, 45: R. chalepensis, 46: A. halimus, 47: A. leucotrichus, 48: P. harmala, 49: R. tripartitum (feuilles- Tamanrasset), 50: C. colocynthis (graines), 51: R. tripartitum (feuilles- Béchar), 52: P. tomentosa, 53: R. pentaphylla (chaire de fruits), 54: R. pentaphylla (graines), 55:C. colocynthis (chaire de fruits), 56: C. rangiformis. 4. Résultats du partage liquide – liquide : Les résultats du dosage de l’activité anti-radicalaire et des teneurs en polyphénols et en flavonoïdes à partir de l’extrait aqueux de Myrtus nivellei sont indiqués dans le tableau 21. Tableau 21: Valeurs d’IC50 et des teneurs en polyphénols et en flavonoïdes des fractions issues du partage-liquide de l’extrait aqueux de Myrtus nivellei. Fraction IC50 µg / ml Q-P-T mg d’acide gallique /g d’extrait lyophilisé Q -Fl mg de catéchine /g d’extrait lyophilisé Chloroformique Acétate d’éthyle n -butanolique aqueuse 53,50 ± 2,05 3,08 ± 0,40 4,40 ± 0,43 64,84 ± 5,09 81,700±2,445 521,220±6,167 393,410±15,679 35,441±0,830 25,122±1,368 74,159±2,735 66,022±1,804 13,641±0,233 Les résultats sont exprimés en moyenne ± SD, n=3 pour chaque concentration. 79 IV. RÉSULTATS Les résultats obtenus ont montré que l’activité antioxydante de même que les teneurs en polyphénols et en flavonoïdes de la fraction acétate d’éthyle sont les plus élevées, suivies de la fraction butanolique (fig. 26 ; 27). 600 521,22 500 IC50 et teneurs en polyphénols 393,41 400 300 200 100 3,08 81,7 53,50 4,40 64,84 35,44 0 Acétate d’éthyle n -butanolique Chloroformique aqueuse Myrtus nivellei IC50 (µg/ml) Q-P-T (mg EAG/g MS) Figure 26 : Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en polyphénols chez les fractions de l’extrait aqueux de Myrtus nivellei. 90 74,15 IC50 et teneurs en flavonoides 80 66,02 70 60 64,84 53,50 50 40 25,12 30 20 10 13,64 4,40 3,08 0 Acétate d’éthyle n -butanolique Chloroformique aqueuse nivellei IC50 (µg/ml)Myrtus Q -F (mg EC/g MS) Figure 27 : Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en flavonoïdes chez les fractions de l’extrait aqueux de Myrtus nivellei. 80 IV. RÉSULTATS 5. Variations saisonnières de l’activité antioxydante et teneurs en polyphénols et flavonoïdes chez Pistacia lentiscus L. et Tetraclinis articulata Masters.: Les variations saisonnières de l’activité antioxydante et de la teneur en constituants polyphénoliques et flavonoïdiques dans les extraits aqueux des feuilles de Pistacia lentiscus (fig. 28 ; 29) et de Tetraclinis articulata (fig. 30 ; 31) ont été évaluées. Les résultats obtenus sont rassemblés dans le tableau 22. Tableau 22 : Valeurs d’IC50 et teneurs en polyphénols et en flavonoïdes de Pistacia lentiscus et de Tetraclinis articulata. Plante Mois, année IC50 Teneur en polyphénols Teneur en (µg/ml) totaux (mg/g). flavonoïdes (mg/g). Pistacia Juin 2007 4,472±0,071 349,843±21,796 54,244±4,824 lentiscus Novembre 5,4±0,092 348,539±20,878 54,971±0,830 Janvier 2008 4,035±0,077 365,502±13,748 58,299±2,279 Avril 2008 5,626±0,142 344,624±12,852 58,414±2,353 Tetraclinis Juin 2007 13,527±1,233 163,691±3,208 48,736±1,714 articulata Novembre 12,796±1,045 155,166±3,637 56,501±7,831 Janvier 2008 29,860±1,455 111,103±6,248 27,392±4,133 Avril 2008 9,519±0,521 206,187±16,612 65,184±7,242 2007 2007 Les résultats sont exprimés en moyenne ± SD, n=3 pour chaque concentration. IC50 et teneurs en polyphénols 400 365,50 349,84 348,53 344,62 300 200 100 4,03 4,47 5,4 5,62 0 Janvier Juin Novembre Avril Pistacia lentiscus IC50 (µg/g) Q-P-T (mg/g) Figure 28 : Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en polyphénols dans l’extrait aqueux des feuilles de Pistacia lentiscus à différentes saisons. 81 IC50 et teneurs en flavonoides IV. RÉSULTATS 70 60 50 40 30 20 10 0 54,24 58,29 5,4 4,47 4,03 Janvier 58,41 54,97 5,62 Juin Novembre Pistacia lentiscus IC50 (µg/g) Avril Q-F (mg/g) Figure 29 : Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en flavonoïdes chez l’extrait aqueux des feuilles de Pistacia lentiscus à différentes saisons. IC50 et teneurs en polyphénols 250 206,18 163,69 155,16 200 111,10 150 100 50 12,79 9,51 13,52 29,86 0 Avril Novembre Juin janvier Tetraclinis articulata IC50 (µg/ml) Q-P-T (mg /g ) Figure 30 : Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en polyphénols chez IC50 et teneurs en flavonoides l’extrait aqueux des feuilles de Tetraclinis articulata à différentes saisons. 80 70 60 50 40 30 20 10 0 65,18 56,50 48,73 29,86 9,51 Avril 12,79 Novembre 27,39 13,52 Juin janvier Tetraclinis articulata IC50 (µg/ml) Q-F (mg /g ) Figure 31 : Histogramme montrant l’activité antioxydante et la teneur en flavonoïdes chez l’extrait aqueux des feuilles de Tetraclinis articulata à différentes saisons. 82 IV. RÉSULTATS 6. Corrélation entre l’activité antioxydante et la teneur en polyphénols : 6.1. Corrélation entre l’activité antioxydante évaluée par DPPH et la teneur en polyphénols totaux des différents extraits testés : Selon la figure 32, on constate qu’il y’a une corrélation entre l’activité antioxydante des extraits actifs et les teneurs en polyphénols totaux. 0,4 1/IC50 (1/µg/ml) 2 R = 0,7918 0,3 0,2 0,1 0 -0,1 0 100 200 300 400 500 Teneurs en polyphénols (mg EAG/gMS) Figure 32: Corrélation entre l’activité antioxydante des extraits actifs et la teneur en polyphénols totaux. 6.2.Corrélation entre l’activité antioxydante des fractions de Myrtus nivellei et les teneurs en polyphénols et en flavonoïdes: Les figure 33 et 34, indiquent qu’il existe une bonne corrélation entre l’activité antioxydante et les teneurs en polyphénols totaux et en flavonoïdes où R2 = 0.99 ; R2= 0.95 respectivement. 83 1/IC50 (1/µg/ml) IV. RÉSULTATS 2 R = 0,9935 a 0,350 0,300 0,250 0,200 0,150 0,100 0,050 0,000 b d 0 c 100 200 300 400 500 600 Teneurs des polyphénols totaux (mg/g) Figure 33: Corrélation entre l’activité antioxydante des fractions des M. nivellei et la teneur en polyphénols totaux. a : Fraction acétate d’éthyle, b : Fraction n-butanolique, c : Fraction chloroformique, d : Fraction aqueuse. 2 R = 0,9567 1/IC50 (1/µg/ml) 0,350 a 0,300 0,250 b 0,200 0,150 0,100 0,050 0,000 -0,050 0 c d 10 20 30 40 50 60 70 80 Teneurs des flavonoides (mg /g) Figure 34: Corrélation entre l’activité antioxydante des fractions des M. nivellei et la teneur en flavonoïdes. a : Fraction acétate d’éthyle, b : Fraction n-butanolique, c : Fraction chloroformique, d : fraction aqueuse. 84 IV. RÉSULTATS 6.3. Corrélation entre l’activité antioxydante chez Pistacia lentiscus et la teneur en polyphénols à différentes saisons: Selon la figure 35, on note qu’il y’a une corrélation entre l’activité antioxydante de l’extrait aqueux des feuilles de Pistacia lentiscus et les teneurs en polyphénols totaux à différentes saisons. Par contre, la corrélation entre l’activité antioxydante de cet extrait et les teneurs en flavonoïdes à différentes saisons est considérée comme nulle (fig. 36). 1/IC50 (1/µg/ml) 0,300 2 0,250 R = 0,7855 2 1 0,200 0,150 4 3 345 350 0,100 0,050 0,000 340 355 360 365 370 Teneurs en polyphénols totaux (mg /g) Figure 35 : Corrélation entre l’activité antioxydante chez Pistacia lentiscus et la teneur en polyphénols. 1 : Prélèvement en Janvier 2008, 2 : Prélèvement en Juin 2007, 3 : Prélèvement en Novembre 2007, 4 : Prélèvement en Avril 2008 1/IC50 (1/µg/ml) 0,300 R2 = 0,0039 2 0,250 1 0,200 3 0,150 4 0,100 0,050 0,000 54 55 56 57 58 59 Teneur en flavonoides (mg /g) Figure 36 : Corrélation entre l’activité antioxydante chez Pistacia lentiscus et la teneur en flavonoïdes. 1 : Prélèvement en Janvier 2008, 2 : Prélèvement en Juin 2007, 3 : Prélèvement en Novembre 2007, 4 : Prélèvement en Avril 2008. 85 IV. RÉSULTATS 6.4. Corrélation entre l’activité antioxydante chez Tetraclinis articulata et la teneur en polyphénols à différentes saisons: On remarque qu’il y’a une corrélation entre l’activité antioxydante de l’extrait aqueux des feuilles de Tetraclinis articulata et les teneurs en polyphénols totaux et en flavonoïdes à différentes saisons avec des R2 correspondant respectivement à 0.96 ; 0.97 (fig. 37 et 38). 1/IC50 (1/µg/ml) R2 = 0,9639 0,120 0,100 0,080 0,060 0,040 0,020 0,000 1 2 3 4 0 50 100 150 200 250 Teneur en polyphénols totaux (mg EAG/g MS) Figure 37 : Corrélation entre l’activité antioxydante chez Tetraclinis articulata et la teneur en polyphénols. 1 : Prélèvement en Avril 2008, 2 : Prélèvement en Novembre 2007, 3 : Prélèvement en Juin 2007, 4 : Prélèvement en Janvier 2008. 1/IC50 (1/µg/ml) R2 = 0,9712 0,120 0,100 0,080 0,060 0,040 0,020 0,000 1 2 3 4 0 10 20 30 40 50 60 70 Teneur en flavonoides (mg/g) Figure 38 : Corrélation entre l’activité antioxydante chez Tetraclinis articulata et la teneur en flavonoïdes. 1 : Prélèvement en Avril 2008, 2 : Prélèvement en Novembre 2007, 3 : Prélèvement en Juin 2007, 4 : Prélèvement en Janvier 2008. 86 IV. RÉSULTATS 87 V. DISCUSSION L’activité antioxydante des différents extraits a été étudiée dans le but d’évaluer leur potentiel pharmacologique, tandis que l’analyse phytochimique a été étudiée pour mieux connaître les constituants de ces extraits et, notamment, ceux responsables de l’activité biologique. Un screening a été réalisé par bioautographie et par dosage spectrophotométrique visant à détecter l’activité antioxydante présente chez quelques extraits végétaux. Le test antioxydant au DPPH réalisé par bioautographie a donné plusieurs taches montrant l’activité anti-radicalaire de certains extraits aqueux, extraits méthanoliques de Zizyphus lotus et Globularia alypum ; extrait éthanolique de Cynomorium coccineum et les fractions acétate d'éthyle, aqueuse, chloroformique et butanolique de Myrtus nivellei. Les extraits aqueux des feuilles de Pistacia lentiscus, Pistacia atlantica, Osyris quadripartita, Myrtus nivellei, Globularia alypum (feuilles et racines), Acacia raddiana (écorce), l’extrait éthanolique des parties aériennes de Cynomorium coccineum; la fraction acétate d’éthyle et la fraction butanolique des feuilles de Myrtus nivellei présentent le plus de bandes actives. L’activité antioxydante enregistrée est la résultante de la somme des activités des différents constituants de l’extrait. Dans ce même contexte, il a été démontré que la capacité antioxydante de l’huile essentielle de Rosmarinus officinalis résulte de la coopération de leurs composés (Wang et al., 2008). Ce test a montré aussi qu’une ou plusieurs taches parmi les plus actives apparaissent immédiatement après la révélation par DPPH ; tel est le cas de l’écorce et des feuilles de Zizyphus lotus qui présente une seule bande active et qui apparaît immédiatement. Le composé majeur peut aussi constituer une contribution significative du potentiel antioxydant de l’extrait (Djeridane et al., 2006 ; Wang et al., 2008). Lors de cette étude qui a porté sur 80 extraits de 56 plantes algériennes (76 extraits aqueux, extraits méthnoliques d’Ajuga iva, des feuilles de Globularia alypum et des racines de Zizyphus lotus, l’extrait éthanolique de Cynomorium coccineum) et dont beaucoup sont réputées de médicinales, 53 extraits de 40 plantes appartenant à 26 familles se sont révélés actifs par bioautographie. Cette activité peut être expliquée par la présence des polyphénols dont l’activité antioxydante est bien établie. En effet, plusieurs études ont rapporté que l’activité antioxydante des plantes qui ont des propriétés thérapeutiques est due à la présence de substances naturelles principalement des polyphénols (Rice-Evans et al., 1997; Pokorny et al., 2001 ; Virgili et Scaccini, 2001). 88 V. DISCUSSION Pour le test au ß carotène , le potentiel antioxydant est mis en évidence aussi par l’apparition de plusieurs spots actifs comme Pistacia lentiscus L. qui a montré le plus grand nombre de bandes (5 produits actifs) ce qui explique que cet extrait a un bon pouvoir antioxydant. Cette activité a été déjà étudiée par Ljubuncic et al. (2005); Chryssavgi et al. (2008); Atmani et al. (2009) avec les extraits aqueux, méthanolique et chloroformique. La réduction du DPPH par dosage spectrophotométrique a mis en évidence 56 extraits actifs issus de 42 plantes parmi lesquels l’extrait aqueux de P. atlantica; l’extrait éthanolique de C. coccineum; les feuilles de P. lentiscus L.; O. quadripartita; M. nivellei; les extraits aqueux des écorces d’A. raddiana et de Z. lotus qui présentent des valeurs d’IC50 les plus faibles, allant de 2,90 à 9,14 µg/ml., ce qui démontre que l’activité antioxydante est plus forte chez ces plantes. De tous ces extraits, c’est P. atlantica qui présente la plus grande capacité antiradicalaire due à sa richesse en composés polyphénoliques. Ce résultat concorde avec celui de Benhammou et al. (2008) qui montre que l’activité de piégeage de l’anion superoxyde de l’extrait éthanolique des deux espèces, P. atlantica et P. lentiscus est liée à la quantité et à la qualité des composés polyphénoliques. Ces auteurs montrent aussi que l’activité de l’extrait éthanolique de P. atlantica est plus élevée par rapport à celle de l’extrait de P. lentiscus. L’activité la plus faible a été observée chez A. iva. Ce dernier résultat est en accord avec celui de Saadaoui et al. (2006) avec l’extrait méthanolique. Notons que tous les extraits révélés actifs par bioautographie, sont aussi par dosage spectrophotométrique du DPPH. Ce dernier est encore plus sensible puisqu’il a permis de mettre en évidence l’activité antioxydante dans 56 extraits contre 53 et 47 révélés par bioautographie utilisant le DPPH et le - carotène, respectivement. Des études phytochimiques ont montré que les parties aériennes de P. lentiscus sont riches en flavonoïdes antioxydants comme myricétine et glycosides de quercétine (Romani et al., 2002. Barotto et al., 2003) et que les feuilles de cette même plante contiennent l’acide gallique. Par ailleurs, une étude réalisée par Ljubuncic et al. (2005) montre également que les feuilles de P. lentiscus présente l’activité antioxydante (évaluée par le test de TBARS) la plus forte (10µg/ml) lors d’un screening de plusieurs plantes. 89 V. DISCUSSION Le suivi des variations saisonnières de l’activité antioxydante chez P. lentiscus révèle que l’extrait aqueux de cette espèce (prélèvement de janvier) donne une IC50 inférieure à celle du BHA, antioxydant de synthèse largement utilisé dans les industries agro-alimentaires. Il en est de même de l’extrait aqueux de P. atlantica. Ce résultat est étayé par ceux trouvés avec l’extrait méthanolique d’une espèce voisine, P. terebinthus qui présente une activité antioxydante plus forte que celle de l’alpha-tocophérol (antioxydant naturel) et ceux des fractions aqueuses de P. lentiscus issues du partage liquide-liquide contre l’hexane et le chloroforme qui ont donné des IC50 inférieures à celles du BHA et de l’alpha-tocophérol (Topçu et al., 2007; Atmani et al., 2009). De même, l’extrait éthanolique de C. coccineum présente une activité très proche de celle du BHA (IC50 = 4,09 et 4,15 µg/ml, respectivement). Cette activité est aussi plus élevée que celle trouvée dans l’extrait aqueux. Ce résultat peut être expliqué par la faible teneur en polyphénols et flavonoïdes dans l’extrait aqueux qui serait due à la faible solubilisation de ces constituants dans l’eau (Tachakittirungro et al., 2007 ; Yen et al., 2008). L’extrait méthanolique des feuilles de G. alypum possède un effet antioxydant plus élevé que celui des extraits aqueux des autres parties. Pour une même plante, l’activité antioxydante est très variable d’un organe à un autre. Ainsi, chez les racines de G. alypum, l’activité est plus élevée par rapport à celle des feuilles et des fleurs. De même, l’activité des feuilles de R. penthaphyla est cinq fois plus forte que dans les fruits et neuf fois que dans les graines. Pour Z. lotus, les écorces présentent une activité plus élevée que dans les feuilles et les racines. Les activités antioxydantes de l’écorce d’A. raddiana et des feuilles d’O. quadripartita sont respectivement deux fois plus forte que dans les feuilles et neuf fois plus que dans les fruits. Cette activité antioxydante, différente selon les espèces et selon les organes d’une même espèce serait directement liée à leur composition différente en composés polyphénoliques comme le montrent les résultats de Wojdyło et al. (2007). La capacité antiradicalaire des extraits de fruits et de graines est faible et serait expliquée par la faiblesse en composés polyphénoliques de ces organes. Cette faiblesse est compensée par leur teneur élevée en substances glucidiques qui contribuent pour une part importante aux extraits (Maisuthisakul et al., 2007). Par contre, les écorces présentent une activité plus grande par rapport aux autres parties à cause de leur richesse en tanins et 90 V. DISCUSSION procyanidines. Des résultats similaires ont été trouvés par (Souza et al., 2008) avec différentes espèces. Par ailleurs, nos résultats montrent que les feuilles de R. tripartitum récoltée dans deux régions différentes, possèdent des valeurs d’IC50 différentes. On peut suggérer que le pouvoir antioxydant observé est du à la différence dans la constitution chimique de ces plantes, elle-même variable en fonction des conditions du biotope. En accord avec ce résultat, il a été trouvé que la capacité antioxydante de Retama raetam et de Rosmarinus officinalis de différentes régions sont variables (Saadaoui et al., 2006 ; Celiktas et al., 2007) et que la quantité des composés bioactifs de la même plante dépend de plusieurs facteurs parmi eux le facteur de la région géographique qui, associé aux conditions climatiques comme la température et l’altitude, influent sur la composition chimique des constituants actifs et sur la capacité antioxydante des plantes (Khadri et al., 2008 ; Kusznierewicz et al., 2008). Il faut noter que le potentiel antioxydant des extraits dépend non seulement de la concentration des polyphénols mais aussi de leur structure ; c’est le concept de la « relation structure-activité ». Ceci est illustré par la présence de mêmes quantités de polyphénols chez l’écorce d’A. raddiana riche en tannins condensés antioxydants (Downs et al., 2003) et P. harmala mais la valeur d’IC50 d’A. raddiana est 6.5 fois plus faible que celle des graines de P. harmala. Il a été démontré aussi que la capacité antioxydante de quelques espèces d'olive dépend de la qualité ainsi que de la quantité des composés phénoliques (Boskou et al., 2006). Le dosage spectrophotométrique du DPPH a montré que l’extrait aqueux et toutes les fractions de M. nivellei sont actifs et capables de réduire le radical DPPH. Classée par ordre décroissant, cette activité est comme suit : ACOEt > BuOH > CHCl3 > H2O. L’activité de l’extrait aqueux initial se situe entre celles du BuOH et du CHCl3. Ces derniers résultats sont comparables à ceux trouvés chez Cuscuta chinensis (Yen et al., 2008). La valeur d’IC50 d’ACOEt est inférieure à celle du BHA. Cette différence de l’activité dans ces extraits est expliquée par la différence dans les proportions des polyphénols et des flavonoïdes étant donné la polarité différente de cet extractant. 91 V. DISCUSSION L’ensemble de ces résultats donne une justification scientifique à l’utilisation traditionnelle des plantes médicinales étudiées dans le traitement de maladies telles que le diabète ; les maladies cardiovasculaires et le cancer. Parmi les plantes ayant une propriété antioxydante et qui sont reconnues plantes antidiabétiques : Ajuga iva, Citrillus colocynthis, Fredolia aretioides, Globularia alypum, Haloxylon scoparium, Juniperus phoenicea, Rosmarinus officinalis, Peganum harmala, Pistacia lentiscus, Teucrium polium, Tetraclinis articulata, Zizyphus lotus (Bnouham et al., 2002). R. officinalis est utilisé dans le traitement des maladies cardiovasculaires (Gonzalez-Tejero et al., 2008) et P. lentiscus, Euphorbia marginata Pursh ; G. alypum L., Osyris quadripartita Salzm. dans le traitement du cancer (Graham et al., 2000 ; Abdelwahed et al., 2007). Les résultats de la CCM nous informent sur la richesse de ces extraits en: flavonoïdes; acides phénoliques; lignanes; coumarines; glycosides cardiotoniques et sesquiterpènes. Les extraits ayant les activités les plus fortes ont donné plusieurs taches flavonoïdiques comme c’est le cas des extraits de Pistacia sp. Ces résultats sont en accord avec l’étude faite par Benhammou et al. (2008) qui a montré que l’extrait éthanolique de P. lentiscus contient des flavonols, des acides phénoliques, des flavones, des anthocyanes, l’acide gallique et l’acide para-coumarique. L’activité antioxydante observée est donc la résultante des activités de l’ensemble des constituants. Les composés phénoliques sont des constituants très importants de la plante à cause de leur capacité de piégeage des radicaux libres et de leur forte inhibition de la peroxydation lipidique (Pokorny et al., 2001). Les flavonoïdes sont le principal groupe de composés polyphénoliques qui possèdent une telle propriété (Yanishlieva-Maslarova, 2001). Les teneurs en polyphénols totaux des extraits étudiés se situent entre 438,99 ± 7,52 chez O. quadripartita et 16,50 ± 0,89 mg d’équivalent d’acide gallique par gramme de matière lyophilisée chez A. halimus . Les teneurs en flavonoïdes varient entre 116,98 ± 17,00chez les feuilles de Rosmarinus officinalis et 10,09 ± 0,20 mg d’équivalent de catéchine par gramme de matière lyophilisée chez le thalle de Cladonia rangiformis. Les quantités les plus élevées en polyphénols et en flavonoïdes ont été détectées chez les feuilles d'O. quadripartita; l’extrait éthanolique de C. coccineum; les feuilles de 92 V. DISCUSSION P. atlantica et de P. lentiscus; l’écorce d’Acacia raddiana; les feuilles de M. nivellei ; les racines de G. alypum ; l’écorce de Z. lotus; les feuilles de J. phoenicea; d’Olea lapperini, de R. officinalis; T. articulata; d’H. scoparium et de Z. lotus. Ces mêmes plantes ayant une forte activité antioxydante. La quantité la plus faible en polyphénols a été trouvée chez A. halimus; la chaire des fruits et les graines de C. colocynthis; le thalle de C. rangiformis; la chaire des fruits et les graines de R. pentaphylla; les graines de Solanum sodomaeum; les feuilles de Pergularia tomentosa; les fruits d’Ammodocus leucotrichus; les feuilles de Thapsia garganica, de Withania frutescens, de Cynoglossum cheirifolium; d’A. iva et de R. tripartitum ainsi que la phase aqueuse de M. nivellei. Ces plantes ont démontré une activité antioxydante plus faible par rapport aux autres plantes. En accord avec Boskou et al. (2006) ; Djeridane et al. (2006) ; Wojdyło et al. (2007) ; Biglari et al. (2008) et Yen et al. (2008), ces résultats suggèrent que la capacité antioxydante des plantes est liée à leur contenu en polyphénols et en flavonoïdes. On remarque aussi que la teneur des polyphénols est différente d’une partie de la plante à une autre. Tel est le cas de G. alypum ; R. pentaphylla et Z. lotus. La teneur en principes actifs d’une plante varie avec l’organe (Perrot et Paris, 1971). Chez P. lentiscus et P. atlantica, récoltés à Misserghin le mois de juin 2007 et à Ouarsenis le mois de Juin 2008, respectivement, l’IC50 est de 2,90 ± 0,07 et. 4,47 ± 0,07. Ces résultats montrent une légère différence dans l’activité et même dans la teneur en polyphénols. On remarque que les extraits qui possèdent les forts taux de polyphénols, contiennent aussi des hautes teneurs en flavonoïdes. Ces derniers seraient donc les principaux représentants du pool polyphénolique. A titre d’exemple, la quantité des polyphénols et des flavonoïdes chez R. officinalis est respectivement de 168,19 ± 12,51 et 116,98 ± 17,00 mg/g. Ces résultats sont assez comparables à ceux trouvés par Chen et al. (2007) avec le même type d’extrait (185.04 et 141.2 mg/g). Quelques composés polyphénoliques comme les flavonoïdes sont doués d’activités anti-carcinogénique et anti-mutagénique (Chung et al., 1998; Kaur et al., 1998). Ces activités pourraient être liées à l’activité antioxydante et peuvent jouer un rôle important dans la prévention et traitement du cancer (Chung et al. 1998). 93 V. DISCUSSION En ce qui concerne la variation saisonnière et d’après nos résultats, la plus forte accumulation des polyphénols a été trouvée durant l’hiver (Janvier) chez Pistacia lentiscus et le printemps (Avril) chez Tetraclinis articulata. Aux mêmes périodes, on observe les plus fortes activités antioxydantes. Les valeurs d’IC50 variant entre 4,03 ± 0,07 et 5,62 ± 0,14 µg/ml chez P. lentiscus, et de 9,51 ± 0,52 et 29,86 ± 1,45 µg/ml chez T. articulata. La capacité de piégeage du radical DPPH par l’extrait des feuilles de P. lentiscus et de T. articulata durant les différentes saisons est due à leur richesse en constituants actifs comme les polyphénols et les flavonoïdes. Ce résultat est en accord avec ceux de Chryssavgi et al. (2008) travaillant sur les extraits méthanoliques de P. lentiscus L. et de Myrtus communis L. et Tsai et al. (2008) sur l’extrait aqueux des feuilles de Pennisetum purpureum. Dans le même contexte, Ijaz Hussain et al. (2008) a démontré que la teneur de même que la composition chimique des huiles essentielles des parties aériennes d’Ocimum basilicum L. fluctuent selon les saisons. Il est bien établi que le profil phytochimique d’une plante est directement lié aux conditions de l’environnement tels que le climat, la localisation géographique, la température, la photopériode, le stade végétatif, etc. Ces facteurs influent sur les voies de synthèse des composés actifs de la plante (Tsai et al., 2008). De ces différences naissent des changements sur le potentiel antioxydant de la plante. En accord avec ce principe, nos résultats montrent qu’il existe une corrélation entre l’activité antioxydante et la teneur en polyphénols (R2 = 0.79). Cette corrélation explique que les extraits à hautes teneurs en polyphénols donnent une IC50 faible. Cette corrélation entre les teneurs en polyphénols avec le potentiel antiradicalaire a été par ailleurs démontrée par Cai et al. (2004); S´anchez et al. (2007) ; Wojdyło et al. (2007); Li et al. (2008); Soobrattee et al. (2008); Yen et al. (2008). L’activité antioxydante des fractions issues du partage liquide-liquide de l’extrait aqueux de M. nivellei montre également une bonne corrélation linéaire avec leurs teneurs en polyphénols totaux (R2 = 0,99). La corrélation également observée avec les flavonoïdes (R2 = 0,95) laisse suggérer que ces derniers sont des contributeurs majeurs dans l’activité antioxydante. Une bonne corrélation existe également entre les teneurs en polyphénols et les fluctuations saisonnières des activités antioxydantes chez les deux espèces étudiées, P. lentiscus et T. articulata : R2 = 0.78 et R2= 0.96, respectivement. Par contre, il n’existe 94 V. DISCUSSION aucune corrélation entre les teneurs en flavonoïdes et l’activité antioxydante chez P. lentiscus ce qui peut probablement s’expliquer par le fait que des composées polyphénoliques bioactifs autres que les flavonoïdes sont responsables de l’activité observée ; cette plante étant connue par sa richesse en acide gallique, entre autres (Dedoussis et al., 2004 ;Abdelwahed et al., 2007, Benhammou et al., 2008). A l’inverse, chez T. articulata, les flavonoïdes sont les agents antioxydants de premier ordre comme en témoigne la corrélation (R2 = 0.97) entre ces deux paramètres. 95 RÉFÉRENCES BIBLIOGRAPHIQUES Abdelwahed A., Bouhlel I., Skandrani I., Valenti K., Kadri M., Guiraud P., Steiman R., Mariotte A.M., Ghedira K., Laporte F., Dijoux-Franca M.G. et Chekir-Ghedira L., 2007. Study of antimutagenic and antioxidant activities of Gallic acid and 1,2,3,4,6pentagalloylglucose from Pistacia lentiscus Confirmation by microarray expression profiling. 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Dans un Ballon à fond rond de 1litre, placer 700ml d’eau déminéralisée. 100 g de tungstate de Sodium, 25 g d’acide phosphomolybdique, 100ml d’acide chlorhydrique et 50 ml d’acide orthophosphorique à 85%.Bouillir sous reflux pendant 10h, refroidir puis ajouter 150g de sulfate de lithium. Ajouter quelques gouttes de Brome liquide jusqu’à ce que le réactif soit jaune (non vert). Eliminer le Brome en excès par ébullition sous hotte (flacon ouvert). Ajuster le volume à1L de l’eau déminéralisée. Komarowsky Saponines Dragendorff Alcaloïdes Vanilline sulfurique Lignanes Anisaldéhyde Triterpènes Zimmermann Sesquiterpènes lactones KOH SbCl3 DPPH b- carotène Anthraquinones Coumarines Quinones Glycosides cardiotoniques antioxydants antioxydants Mélanger (5 :1, v/v) de ρ-hydroxybenzaldéhyde (2%p/v dans Méthanol) et H2SO4 50% dans éthanol. Préparation de solution d’acide d’iodobismuthate de potassium constitue de deux solutions : Solution A : contient de 10ml d’acide acétique glacial, 40ml d’eau et 0.85g de nitrate. (Chauffer et filtrer si nécessaire). Solution B : contient de 20ml d’eau distillée et 8g d’iodure de potassium. Mélanger 5ml de solution A et 5ml de solution B avec 20ml d’acide acétique glacial et 100ml d’eau distillée. Conserver à l’abri de la lumière. Mélanger un volume égal d’une solution éthanolique de vanilline à 1% et une solution aqueuse d’acide perchlorique à 3%. Vaporiser le mélange sur la plaque puis une solution éthanolique d’acide sulfurique à 10%. Préparer une solution de p anisaldéhyde à 0.5 % dans un mélange de CH3OH, AcOH, H2SO4 (85 : 10 : 5). A : 10g de nitrobenzène + 90 ml de toluène. B : 6g de NaOH + 25 ml H2O +45 ml méthanol. KOH 5-10 % dans l’éthanol. Préparer une solution de chlorure d’antimoine de 20% dans CHCl3 ou EtOH. 2, 2 diphényl 1 picrylhydrazyle en solution méthanolique à 0, 2 % (p / v). b- carotène en solution chloroformique à 0.05 % 120 ANNEXES Expression des résultats des polyphénols totaux : On prend comme un exemple d'Osyris quadripartita Salzm. (feuilles) (Présente la plus forte teneur en polyphénols) qui présente une DO de 1,667 D’après la courbe d’étalonnage on a l’équation suivante : y = 80,466x – 0,0151 x = (y + 0,0151)/80,466 avec y = DO x = (1,667+0,0151)/80,466 = 0,0209 mg/ml On divise cette valeur par 1/21 qui correspond au facteur de dilution de notre échantillon (δ = 100 µL (volume déposé de l’échantillon) / 2100 µL (volume réactionnel) = 1/21) Donc x’= x /1/21 = 0,0209 × 21 = 0,438 mg/ml La solution mère d'O. quadripartita Salzm. (feuilles) est à 2 mg/ml La valeur de l'absorbance obtenue à partir de cette solution est supérieur à 2 donc on a fait une dilution de 2 fois et on a obtenu une A=1,66. On a 0,438 mg/ml x’’ 10-3 g/ml 1g x’’= 0,438 1/ 10-3 = 438 mg/g Donc d'O. quadripartita Salzm. (feuilles) contient 438mg de polyphénols totaux par g de poudre lyophilisée. Expression des résultats des flavonoïdes: On prend l’exemple Globularia alypum (racines) qui présente une DO de 1,42 D’après la courbe d’étalonnage on a l’équation suivante : y = 0,067x – 0,1791 x = (y + 0,1791) / 0,067 avec y = DO= 1,42. x = (1,42 + 0,1791) / 0,067 = 23, 867 µg/ml On divise cette valeur par 5,6 qui correspond au facteur de dilution de notre échantillon (δ = 500 µL (volume déposé de l’échantillon) / 2800 µl (volume réactionnel) = 1/5,6) Donc x’= x × 5,6 = 23, 867 × 5,6 = 133,655µg/ml 121 ANNEXES La solution mère de Globularia alypum (racines) est à 2 mg/ml On a 133,655 10-6g/ml x’’ 2 10-3 g/ml 1g x’’= 133,655 10-3 / 2 g = 66,82 mg Donc l'extrait aqueux des racines de Globularia alypum contient 66,82 mg de flavonoïdes par g de poudre lyophilisée. 122