ÉTUDE RÉTROSPECTIVE SUR 63 CAS DE CHATS FIV POSITIFS
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ÉCOLE NATIONALE VÉTÉRINAIRE D’ALFORT Année 2014 ÉTUDE RÉTROSPECTIVE SUR 63 CAS DE CHATS FIV POSITIFS VENUS EN CONSULTATION ET TESTÉS À L'ENVA ENTRE JANVIER 2002 ET JUIN 2013 : ANALYSES ÉPIDÉMIOLOGIQUE, BIOLOGIQUE, ET CLINIQUE THÈSE Pour le DOCTORAT VÉTÉRINAIRE Présentée et soutenue publiquement devant LA FACULTÉ DE MÉDECINE DE CRÉTEIL le…………… par Romain, Jean, Joseph GIRAUDI FUTIN Né le 29 octobre 1987 à Marseille (Bouches-du-Rhône) et Camille, Anne, Cécile REBOLI Née le 14 juillet 1987 à Paris (14ème) JURY Président : Pr. Professeur à la Faculté de Médecine de CRÉTEIL Membres Directeur : Mme Sophie LE PODER Maître de conférences en virologie à l’ENVA Assesseur : Mme Ghita BENCHEKROUN Maître de conférences en médecine à l’ENVA 2 ÉCOLE NATIONALE VÉTÉRINAIRE D’ALFORT Année 2014 ÉTUDE RÉTROSPECTIVE SUR 63 CAS DE CHATS FIV POSITIFS VENUS EN CONSULTATION ET TESTÉS À L'ENVA ENTRE JANVIER 2002 ET JUIN 2013 : ANALYSES ÉPIDÉMIOLOGIQUE, BIOLOGIQUE, ET CLINIQUE THÈSE Pour le DOCTORAT VÉTÉRINAIRE Présentée et soutenue publiquement devant LA FACULTÉ DE MÉDECINE DE CRÉTEIL le…………… par Romain, Jean, Joseph GIRAUDI FUTIN Né le 29 octobre 1987 à Marseille (Bouches-du-Rhône) et Camille, Anne, Cécile REBOLI Née le 14 juillet 1987 à Paris (14ème) JURY Président : Pr. Professeur à la Faculté de Médecine de CRÉTEIL Membres Directeur : Mme Sophie LE PODER Maître de conférences en virologie à l’ENVA Assesseur : Mme Ghita BENCHEKROUN Maître de conférences en médecine à l’ENVA 1 2 LISTE DES MEMBRES DU CORPS ENSEIGNANT Directeur : M. le Professeur GOGNY Marc Directeurs honoraires : MM. les Professeurs : COTARD Jean-Pierre, MIALOT Jean-Paul, MORAILLON Robert, PARODI André-Laurent, PILET Charles, TOMA Bernard. Professeurs honoraires : Mme et MM. : BENET Jean-Jacques, BRUGERE Henri, BRUGERE-PICOUX Jeanne, BUSSIERAS Jean, CERF Olivier, CLERC Bernard, CRESPEAU François, DEPUTTE Bertrand, MOUTHON Gilbert, MILHAUD Guy, POUCHELON Jean-Louis, ROZIER Jacques. DEPARTEMENT D’ELEVAGE ET DE PATHOLOGIE DES EQUIDES ET DES CARNIVORES (DEPEC) Chef du département par intérim : M. GRANDJEAN Dominique, Professeur - Adjoint : M. BLOT Stéphane, Professeur UNITE DE CARDIOLOGIE - Mme CHETBOUL Valérie, Professeur * - Mme GKOUNI Vassiliki, Praticien hospitalier - Mme SECHI-TREHIOU, Praticien hospitalier DISCIPLINE : NUTRITION-ALIMENTATION - M. PARAGON Bernard, Professeur DISCIPLINE : OPHTALMOLOGIE - Mme CHAHORY Sabine, Maître de conférences UNITE DE CLINIQUE EQUINE - M. AUDIGIE Fabrice, Professeur - M. DENOIX Jean-Marie, Professeur - Mme BERTONI Lélia, Maître de conférences contractuel - Mme GIRAUDET Aude, Praticien hospitalier * - M. LECHARTIER Antoine, Maître de conférences contractuel - Mme MESPOULHES-RIVIERE Céline, Praticien hospitalier - Mme TRACHSEL Dagmar, Maître de conférences contractuel UNITE DE PARASITOLOGIE ET MALADIES PARASITAIRES - M. BLAGA Radu Gheorghe, Maître de conférences (rattaché au DPASP) - M. CHERMETTE René, Professeur - Mme FAIVRE Noëlle, Praticien hospitalier - M. GUILLOT Jacques, Professeur * - Mme LAGRANGE Isabelle, Praticien hospitalier - Mme MARIGNAC Geneviève, Maître de conférences - M. POLACK Bruno, Maître de conférences UNITE D’IMAGERIE MEDICALE - Mme PEY Pascaline, Maître de conférences contractuel - Mme STAMBOULI Fouzia, Praticien hospitalier UNITE DE MEDECINE - Mme BENCHEKROUN Ghita, Maître de conférences contractuel - M. BLOT Stéphane, Professeur* - Mme FREICHE-LEGROS Valérie, Praticien hospitalier - Mme MAUREY-GUENEC Christelle, Maître de conférences UNITE DE PATHOLOGIE CHIRURGICALE - M. FAYOLLE Pascal, Professeur - M. MAILHAC Jean-Marie, Maître de conférences - M. MANASSERO Mathieu, Maître de conférences contractuel - M. MOISSONNIER Pierre, Professeur* - Mme RAVARY-PLUMIOEN Bérangère, Maître de conférences (rattachée au DPASP) - Mme VIATEAU-DUVAL Véronique, Professeur - M. ZILBERSTEIN Luca, Maître de conférences UNITE DE MEDECINE DE L’ELEVAGE ET DU SPORT - Mme CLERO Delphine, Maître de conférences contractuel - M. GRANDJEAN Dominique, Professeur * - Mme YAGUIYAN-COLLIARD Laurence, Maître de conférences contractuel DISCIPLINE : URGENCE SOINS INTENSIFS - Vacant DISCIPLINE : NOUVEAUX ANIMAUX DE COMPAGNIE - M. PIGNON Charly, Praticien hospitalier DEPARTEMENT DES PRODUCTIONS ANIMALES ET DE LA SANTE PUBLIQUE (DPASP) Chef du département : M. MILLEMANN Yves, Professeur - Adjoint : Mme DUFOUR Barbara, Professeur o o UNITE DE REPRODUCTION ANIMALE - Mme CONSTANT Fabienne, Maître de conférences - M. DESBOIS Christophe, Maître de conférences (rattaché au DEPEC) - M. FONTBONNE Alain, Maître de conférences (rattaché au DEPEC) - Mme MAENHOUDT Cindy, Praticien hospitalier - Mme MASSE-MOREL Gaëlle, Maître de conférences contractuel - M. MAUFFRE Vincent, Assistant d’enseignement et de recherche contractuel - M. NUDELMANN Nicolas, Maître de conférences (rattaché au DEPEC) - M. REMY Dominique, Maître de conférences* UNITE D’HYGIENE ET INDUSTRIE DES ALIMENTS D’ORIGINE ANIMALE - M. AUGUSTIN Jean-Christophe, Maître de conférences - M. BOLNOT François, Maître de conférences * - M. CARLIER Vincent, Professeur o o UNITE DES MALADIES CONTAGIEUSES - Mme DUFOUR Barbara, Professeur* - Mme HADDAD/HOANG-XUAN Nadia, Professeur - Mme PRAUD Anne, Maître de conférences - Mme RIVIERE Julie, Maître de conférences contractuel UNITE DE PATHOLOGIE MEDICALE DU BETAIL ET DES ANIMAUX DE BASSECOUR - M. ADJOU Karim, Maître de conférences * - M. BELBIS Guillaume, Assistant d’enseignement et de recherche contractuel - M. HESKIA Bernard, Professeur contractuel - M. MILLEMANN Yves, Professeur UNITE DE ZOOTECHNIE, ECONOMIE RURALE - M. ARNE Pascal, Maître de conférences* - M. BOSSE Philippe, Professeur - M. COURREAU Jean-François, Professeur - Mme GRIMARD-BALLIF Bénédicte, Professeur - Mme LEROY-BARASSIN Isabelle, Maître de conférences - M. PONTER Andrew, Professeur DEPARTEMENT DES SCIENCES BIOLOGIQUES ET PHARMACEUTIQUES (DSBP) Chef du département : Mme COMBRISSON Hélène, Professeur - Adjoint : Mme LE PODER Sophie, Maître de conférences UNITE D’ANATOMIE DES ANIMAUX DOMESTIQUES - M. CHATEAU Henry, Maître de conférences* - Mme CREVIER-DENOIX Nathalie, Professeur - M. DEGUEURCE Christophe, Professeur - Mme ROBERT Céline, Maître de conférences UNITE D’HISTOLOGIE, ANATOMIE PATHOLOGIQUE - Mme CORDONNIER-LEFORT Nathalie, Maître de conférences* - M. FONTAINE Jean-Jacques, Professeur - Mme LALOY Eve, Maître de conférences contractuel - M. REYES GOMEZ Edouard, Assistant d’enseignement et de recherche contractuel DISCIPLINE : ANGLAIS - Mme CONAN Muriel, Professeur certifié UNITE DE PATHOLOGIE GENERALE MICROBIOLOGIE, IMMUNOLOGIE - M. BOULOUIS Henri-Jean, Professeur - Mme LE ROUX Delphine, Maître de conférences - Mme QUINTIN-COLONNA Françoise, Professeur* UNITE DE BIOCHIMIE - M. BELLIER Sylvain, Maître de conférences* - M. MICHAUX Jean-Michel, Maître de conférences UNITE DE PHARMACIE ET TOXICOLOGIE - Mme ENRIQUEZ Brigitte, Professeur - M. PERROT Sébastien, Maître de conférences - M. TISSIER Renaud, Professeur* DISCIPLINE : BIOSTATISTIQUES - M. DESQUILBET Loïc, Maître de conférences DISCIPLINE : EDUCATION PHYSIQUE ET SPORTIVE - M. PHILIPS Pascal, Professeur certifié UNITE DE PHYSIOLOGIE ET THERAPEUTIQUE - Mme COMBRISSON Hélène, Professeur - Mme PILOT-STORCK Fanny, Maître de conférences - M. TIRET Laurent, Maître de conférences* DISCIPLINE : ETHOLOGIE - Mme GILBERT Caroline, Maître de conférences UNITE DE GENETIQUE MEDICALE ET MOLECULAIRE - Mme ABITBOL Marie, Maître de conférences - M. PANTHIER Jean-Jacques, Professeur* UNITE DE VIROLOGIE - M. ELOIT Marc, Professeur - Mme LE PODER Sophie, Maître de conférences * * responsable d’unité 3 4 REMERCIEMENTS Au Professeur de la Faculté de Médecine de Créteil, qui nous a fait l’honneur d’être le président du jury lors de la soutenance de notre thèse. Hommage respectueux. A Madame Sophie LE PODER, Maître de Conférences à l’Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort, pour nous avoir soutenus dans notre projet et avoir accepté d’encadrer ce travail. Sincères remerciements. A Madame Ghita BENCHEKROUN, Maître de Conférences à l’Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort, pour sa relecture attentive et ses conseils avisés. Sincères remerciements. A Madame Christelle MAUREY-GUENEC, Maître de Conférences à l’Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort, pour avoir accepté de faire partie du jury lors de la soutenance de notre thèse. Sincères remerciements. 5 6 REMERCIEMENTS CAMILLE REBOLI A mes parents, pour m’avoir toujours soutenue et encouragée. Grâce à vous, j’ai pu réaliser mon rêve d’enfant. A ma mère, qui a toujours été là dans les instants faciles et difficiles, qui a fait tout son possible pour que je puisse atteindre mon but. A mon père, qui m’a toujours poussée à suivre mon instinct pour y parvenir. A ma sœur Lucie qui a toujours su pimenter notre quotidien. Je n’imagine pas ma vie sans toi. A Oriane, car c’est une évidence dont je ne pourrai plus me passer. En espérant que tout soit toujours aussi facile à tes côtés. A Lise, ma bonne étoile, dont j’écoute trop peu les conseils, mais qui – après toutes ces années – est toujours là pour partager les bons comme les mauvais moments. J’t’amiloce. A Romain, mon co’ de toujours et pour tout, et à Thibault, mes 2 fistons. Vous m’avez autant énervée qu’amusée et c’est le propre de toute famille, y compris celle qu’on se choisit. Merci pour ces belles amitiés. A mes grands-parents maternels qui ont toujours cru en moi et qui auraient été heureux de partager ce jour avec nous. Vous me manquez. A mes tantes (Maïté, Françoise et Geneviève) qui n’ont jamais cessé d’être là pour moi et qui m’ont également permis d’arriver là où je suis. A Mickaël, toujours présent dans ma vie malgré la distance, et à Clara, qui a aussi su suivre son rêve. Vous voir est toujours un réconfort. A mon groupe de clinique, particulièrement Florence, Lucie, Clélia, Sara et Ludo, qui m’ont rendu supportables voire agréables ces longues heures de TD/TP. Sans vous, ces années alforiennes n’auraient pas eu la même saveur. En espérant que la vie ne nous éloigne pas trop. Donnons-nous rendez-vous autour de la future piscine de Lucie. A mes amies de prépa, particulièrement Ombeline, Clémence, Agathe et Cindy. Et à Anaïs que j’ai rencontrée sur l’école. Merci d’être toujours là. A Laetitia, pour m’avoir supportée – pour son plus grand plaisir – au cours de ces longs mois de « triloc’ ». A mes A4, Justine, Cécile, David et Juliette, à nos énervements communs et nos fous rires, vous m’avez presque donné l’impression que cette année de A5 au CHUVA passait trop vite ! Ce fut un vrai plaisir de travailler avec vous. Et à ma co-A5, Mathilde, que j’ai découverte grâce à cette année et qui m’a montré ainsi que les tirages au sort peuvent vraiment avoir du bon. « At last but not least », à Claire. Car je te devais une dédicace et que c’est grâce à toi aussi que je suis devenue la personne que je suis aujourd’hui. Tu seras toujours là d’une certaine façon. J’aurais aimé que tu puisses au moins lire cette page de remerciements. Je ne t’oublie pas. 7 REMERCIEMENTS ROMAIN GIRAUDI FUTIN A Maman qui a toujours cru en moi et qui m'a poussé dans cette voie. Au mauvais rôle qu'elle a assumé toutes ces années dans le seul but de me voir accéder à l'objectif que je m'étais fixé, et au résultat de ses nombreux sacrifices. Je ne pourrai jamais assez te remercier pour tout ce que tu as toujours fait pour moi. A mes grands-parents maternels Jean et Roseline FUTIN pour l'aide inestimable et le soutien inconditionnel qu'ils m'ont apporté depuis toujours, et que tu continues, Mamie, à m'apporter. J'aurais aimé que Papi soit là aussi pour partager ce moment avec moi. A mes deux sœurs Anne Cerise et Océane pour l'amour infini qui nous unit et les souvenirs inoubliables qui ont jalonné notre enfance. A nos quelques – sarcasme ? - querelles fraternelles qui ne sont que des preuves de notre complicité. A Michel MASSON, pour toute l'aide qu'il a pu m'apporter, et à nos repas de famille, et à Gilles et Nathalie pour leur hospitalité durant les oraux des concours. A Louis et Marie PELLISSIER, mes oncle et tante, pour la tendresse immense qu’ils m’ont toujours manifestée au cours de mon enfance. A la générosité dont ils ont toujours fait preuve pour ma mère, mes sœurs et moi. A mes acolytes de toujours. A Camille, ma co’ chérie, Manman. A nos meilleurs souvenirs et à nos pires différends qui doivent se valoir en nombre et en intensité. A ces derniers mois passés ensemble sur ce travail, entre fous rires et lassitudes, entre complicité et exaspération réciproque. Je ne citerai que tes derniers mots de cette ultime journée de travail : « bon allez finis là ». A Thibault, mon binôme, et à ces 5 ans passés ensemble, et au prolongement de cette collaboration par les gardes que nous faisons. Que ce boy’s band fasse une carrière longue et heureuse. A Mathieu, mon Fifi adoré. A nos souvenirs du foyer et d'ailleurs. Je n'oublierai jamais nos petites escapades... A nos profs de première année de prépa qui t'ont permis aujourd'hui de suivre une voie qui te passionne. A mon groupe de clinique, le groupe 1, et surtout à ceux que j'arrivais encore à supporter au bout de 3 ans. Ceux-là se reconnaîtront (peut-être). A mes A4, Katha, Nath, Sonia, et Sophie. Mention spéciale à la Team Patate, et à ma petite patate rien qu’à moi perso qui se reconnaîtra. A Pierre-Jean BRAVO, proviseur du Lycée Thiers de Marseille pour la seconde chance qu’il m’a donnée et grâce à laquelle je suis ici aujourd’hui. A Grégoire MOLINATTI, mon professeur de SVT de Terminale, pour sa vision de la science qu’il m’a transmise. 8 REMERCIEMENTS COMMUNS A notre famille d’accueil alforienne, particulièrement à notre Barbare Charlotte, qui a été une véritable maman alforienne, et à notre PLumasse Barbara, qui a su nous inspirer nos plus belles bêtises. A Charlène, notre toute première poulotte, en espérant faire encore de nombreuses soirées Lambrusco avec toi. A nos poulottes, Alix, Sophie, Alex et Kim, et à notre poulotte d’adoption, Andréa. Nous n’aurions pu espérer meilleures poulottes que vous et vos ANCIENS veilleront toujours sur vous, même de loin. Nous sommes fiers de vous avoir pour poulottes. A nos A5, particulièrement Elisabeth et Christina, qui ont su nous guider pour nos premiers pas au CHUVA et nous faire apprécier ces premiers mois de pratique. Au plaisir non dissimulé que nous avons eu à embêter notre A5, interne, et maintenant assistante de médecine préférée. A Anna, pour ta disponibilité quand on a eu et qu’on aura encore besoin de toi. Pour ta patience et ta bienveillance à notre égard. Aux années de faune sauvage passées à tes côtés. A Hermès, Horus et Mousse, pour les conseils avisés qu’ils nous ont prodigués. 9 10 TABLE DES MATIERES Listes des acronymes et abréviations p.7 Liste des figures p.11 Liste des tableaux p.15 INTRODUCTION p.17 PREMIÈRE PARTIE – VIRUS DE L'IMMUNODEFICIENCE FELINE : DONNEES BIBLIOGRAPHIQUES p.19 I) Caractéristiques biologiques, épidémiologiques et cliniques du virus de l'immunodéficience féline p.21 A) Biologie du FIV 1. Classification et nomenclature a) La famille des Retroviridae b) Le genre Lentivirus 1) Classification des Lentivirus 2) Organisation génomique des Lentivirus 3) Propriétés biologiques communes des Lentivirus c) Un Lentivirus particulier : le FIV 1) Répartition géographique de l'infection par le FIV 2) Hôtes naturels du FIV 3) Morphologie du FIV 4) Propriétés physico-chimiques du FIV 5) Organisation génomique du FIV 6) Protéines régulatrices et accessoires 7) Activité enzymatique virale 8) Tropisme cellulaire et effet cytopathogène du FIV 2. Cycle de réplication viral a) Fixation et transcription inverse b) Intégration c) Transcription des provirus d) Traduction e) Assemblage des virions : fin du cycle viral 3. Mutation des rétrovirus a) Degré de variabilité des souches du FIV b) Sous-types du FIV p.21 p.21 p.21 p.22 p.23 p.23 p.25 p.26 p.26 p.26 p.26 p.28 p.28 p.29 p.30 p.31 p.32 p.33 p.34 p.35 p.35 p.36 p.36 p.36 p.37 B) Modalités de transmission du FIV 1. Transmission horizontale du FIV a) La salive b) La semence c) Les modes de transmission inhabituels 2. Transmission verticale du FIV a) Transmission in utero ou lors de la mise bas p.39 p.39 p.39 p.39 p.40 p.40 p.41 1 b) Transmission verticale via le lait ou le colostrum des femelles infectées C) Epidémiologie du FIV et facteurs de risques 1. Prévalence du FIV dans la population féline générale 2. Comparaison de la prévalence de l'infection par le FIV selon le sexe, la race, et le mode de vie a) b) c) d) Influence du sexe Âge des chats infectés Mode de vie Influence de la race D) Les différents stades de l'infection virale par le FIV 1. La primo-infection ou phase aiguë 2. La phase asymptomatique 3. Lymphadénopathie généralisée persistante 4. ARC (« AIDS Related-Complex ») ou pré-SIDA 5. SIDA déclaré 6. Espérance de vie et médiane de survie des animaux infectés par le virus de l'immunodéficience féline E) Manifestations clinique de l'infection par le FIV 1. Atteintes des organes lymphoïdes a) Lymphadénopathies b) Lésions histologiques des nœuds lymphatiques c) Analyses cytologiques de ponctions de nœuds lymphatiques d) Atteintes d'autres organes lymphoïdes 2. Atteintes buccales : gingivites, stomatites 3. Atteintes du tractus digestif 4. Néphropaties 5. Syndrome de dépérissement 6. Atteintes oculaires 7. Atteintes du tractus respiratoire 8. Atteintes cutanées 9. Symptômes nerveux 10. Néoplasies a) Types tumoraux et pathogénie b) Epidémiologie et localisation des tumeurs 11. Endocrinopathies 12. Agents de co-infections avec le FIV a) FeLV : « Feline Leukemia Virus » (virus de la leucose féline) b) FeSV : « Feline Syncytium Forming Virus » Manifestations biochimiques et hématologiques de l'infection par le FIV p.42 p.42 p.42 p.43 p.43 p.43 p.43 p.43 p.44 p.45 p.45 p.46 p.46 p.47 p.47 p.50 p.51 p.51 p.52 p.53 p.53 p.54 p.55 p.55 p.56 p.56 p.57 p.58 p.58 p.59 p.59 p.60 p.61 p.61 p.61 p.62 II) 2 p.62 A) Évolution des paramètres biochimiques p.62 B) Paramètres immunologiques et cytokines p.64 C) Évolution de la formule sanguine 1) Lignée érythrocytaire 2) Lignée mégacaryocytaire 3) Lignée leucocytaire a) Neutrophiles b) Lymphocytes 1) LTCD4+ (auxiliaires) 2) LTCD8+ (cytotoxiques) 3) Ratio CD4/CD8 4) Lymphocytes T régulateurs 5) Lymphocytes T mémoire p.65 p.65 p.65 p.65 p.65 p.66 p.68 p.69 p.70 p.71 p.74 III) Méthodes diagnostiques de l'infection par le FIV p.75 A) Diagnostic épidémio-clinique p.75 B) Diagnostics virologiques 1. Diagnostics directs a) Isolement du virus b) RT-PCR 1) RT-PCR classique 2) RT-PCR quantitative 2. Diagnostics indirects a) Western-blot b) ELISA indirect (« Enzyme Link ImmunoSorbent Assay ») 1) ELISA indirect classique 2) KELA ou k-ELISA 3) ELISA de flux latéral c) Immunochromatographie (IFA) p.75 p.75 p.75 p.76 p.76 p.76 p.77 p.78 p.80 p.80 p.81 p.82 p.83 Méthodes de lutte contre l'infection par le FIV IV) A) Principes généraux p.84 p.84 B) Les solutions thérapeutiques utilisées chez le chat dans le cadre du FIV 1. p.85 p.86 Les antirétroviraux spécifiques 3 a) Les inhibiteurs de la transcriptase inverse 1) Inhibiteurs nucléosidiques et nucléotidiques • AZT •PMEA •PMPDAP •Stampidine •Lamivudine •Abacavir •fozivudine tidoxil 2) Inhibiteurs non-nucléosidiques b) Les inhibiteurs de l'intégrase c) Les inhibiteurs de la protéase 1) TL3 2) Autres inhibiteurs d) Les inhibiteurs du relargage des particules virales 1) Téthérine (BST-2) 2) Anticorps anti-CD9 e) Les inhibiteurs de la fusion membranaire 1) Les antagonistes du CXCR4 •Plerixafor ou AMD-3100 •T-140 et ses dérivés 2) Les antagonistes de la gp40 2. Les multithérapies a) b) c) d) 3. 4. La bithérapie AZT/3TC Autres bithérapies La trithérapie ZDV/3TC/ABC Autres trithérapies Les antirétroviraux non-spécifiques : les interférons Le cas particulier des gluco-corticoïdes DEUXIÈME PARTIE – ETUDE RETROSPECTIVE SUR LES CHATS TESTES POSITIFS POUR LE FIV ENTRE LE 1er JANVIER 2002 ET LE 30 JUIN 2013 A L'ENVA I) Matériel et méthodes p.86 p.86 p.86 p.88 p.88 p.89 p.90 p.91 p.92 p.93 p.93 p.94 p.95 p.96 p.96 p.96 p.97 p.97 p.97 p.97 p.100 p.102 p.104 p.104 p.106 p.107 p.107 p.108 p.110 p.115 p.117 A) Critères d’inclusion et d’exclusion des chats de cette étude p.117 1. Critères d’inclusion et critères d’exclusion des chats FIV positifs a) Liste de l’ensemble des chats FIV positifs étudiés b) Sélection des chats FIV positifs ayant eu des analyses biologiques 2. Critères d’inclusion et d’exclusion des chats FIV négatifs formant les groupes témoins p.117 p.117 p.119 p.120 B) Analyses utilisées 1. Analyses réalisées pour le dépistage du FIV 2. Tests réalisés 3. Examens biochimiques 4. Ionogramme 4 p.120 p.120 p.120 p.122 p.122 5. Hémogramme p.123 C) Méthodes d’analyses utilisées pour notre étude 1. Analyse statistique des paramètres épidémiologiques 2. Etude descriptive des signes cliniques 3. Analyse statistique des paramètres biochimiques et hématologiques 4. Suivi des cas (suivis téléphoniques et suivis via les dossiers Clovis) II) Résultats de l’étude menée A) Résultats de l’étude épidémiologique 1. Répartition des analyses FIV selon les services de l’école 2. Influence du sexe 3. Influence de l’âge 4. Accès à l’extérieur 5. Influence de la race Symptomatologie de l’infection par le FIV chez les 63 chats dépistés sur l’école p.123 p.123 p.124 p.124 p.124 p.125 p.125 p.125 p.126 p.130 p.131 p.132 B) 1. Atteinte des organes lymphoïdes a) Lymphadénopathie b) Analyses cytologiques de ponctions de nœuds lymphatiques c) Atteintes d'autres organes lymphoïdes 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. Atteintes buccales : gingivites, stomatites Atteintes du tractus digestif et des organes annexes Néphropathies Syndrome de dépérissement Atteintes oculaires Atteintes du tractus respiratoire Atteintes cutanées Symptômes nerveux Néoplasies a) Types tumoraux observés sur les 63 chats FIV positifs b) Epidémiologie et localisation des tumeurs 11. Endocrinopathies 12. Affections concomitantes C) Résultats de l’étude des paramètres biologiques 1. Analyses biochimiques 2. Etude des ionogrammes 3. Etude des numérations formules sanguines 4. Bilan de ces résultats 5 p.132 p.132 p.132 p.133 p.134 p.134 p.135 p.136 p.137 p.137 p.139 p.139 p.140 p.142 p.142 p.142 p.143 p.143 p.144 p.144 p.145 p.147 p.148 D) Comparaison des anomalies cliniques des chats FIV positifs avec les résultats de leurs analyses hématologiques et biochimiques 1. 2. 3. 4. 5. 6. 7. 8. 9. 10. 11. Lymphadénopathies et hyperplasie d’organes lymphoïdes Gingivite et stomatite Syndrome de dépérissement Néphropathies Symptômes nerveux Symptômes cutanés Symptômes oculaires Symptômes digestifs Symptômes respiratoires Néoplasies Endocrinopathies E) Suivi des cas 1. Traitement 2. Évolution clinique et décès 3. Attitude des propriétaires III) p.149 p.149 p.149 p.150 p.150 p.150 p.151 p.151 p.151 p.152 p.152 p.152 p.153 p.153 p.153 p.155 Interprétations et suivis de notre étude p.156 A) Analyse des différents résultats obtenus 1. Résultats épidémiologiques a) Influence du sexe des chats infectés b) Influence de l’âge c) Accès à l’extérieur d) Influence de la race 2. Analyse de la symptomatologie liée à l’infection par le FIV a) Manifestations cliniques b) Affections concomitantes 3. Analyse des résultats biologiques et hématologiques p.156 p.156 p.156 p.157 p.157 p.157 p.158 p.158 p159 p.160 B) Limites de cette étude 1. Limites liées au logiciel Clovis 2. Tests antérieurs des chats consultant à l’ENVA 3. Limites d’interprétation p.160 p.160 p.161 p.161 C) Perspectives p.161 CONCLUSION p.163 BIBLIOGRAPHIE p.165 RESUMES p.199 6 Liste des acronymes et abréviations 3TC : Lamivudine, un antirétroviral de la famille des inhibiteurs nucléosidiques de la transcriptase ABCD : European Advisory Board on Cat Diseases A/G : Rapport albumine/globuline ADN : Acide désoxyribonucléique ADNc : ADN complémentaire ALAT : Alanine amino-transférase plasmatique AMD-3100 : Plérixafor, anti-rétroviral antagoniste du CXCR4 AMM : Autorisation de Mise sur le Marché ARC : « AIDS Related Complex », 4ème phase du SIDA ARN : Acide ribonucléique ARNi : ARN interférent ARNm : « Messenger RNA », ARN messager AZT : Azidothymidine, antirétroviral de la famille des inhibiteurs nucléosidiques de la transcriptase inverse B7, B7.1, B7.2 : Co-récepteurs du TCR BFU-E : « Burst Forming Unit Erythroid » progéniteur de la lignée érythroïde BIV : «Bovine Immunodeficiency-like Virus », virus de l’immunodéficience bovine BST-2 : Téthérine, anti-rétroviral agissant sur le relargage des particules virales CA : La protéine de capside, p24 pour le FIV CAEV : « Caprine Arthritis Encephalitis Virus », virus de l’arthrite-encéphalite caprine CCATT : Promoteur présent dans les LTR de l’ADN pro-viral du FIV CPA : Cellule Présentatrice d'Antigènes CCR3 : Co-récepteur marginal du FIV CCR5 : Co-récepteur du FIV CD4+ : Lymphocyte T auxiliaire non cytotoxique (« T helper ») CD8+ : Lymphocyte T cytotoxique exprimant la glycoprotéine CD8 à leur surface CD4/CD8 : Ratio des lymphocytes T4/lymphocytes T8 CD9 : « Cluster of Differenciation 9 », marqueur cellulaire membranaire CD25 : « Cluster of Differenciation 25 », marqueur cellulaire membranaire CD27 : « Cluster of Differenciation 27 », marqueur cellulaire membranaire CD28 : « Cluster of Differenciation 28 », marqueur cellulaire membranaire CD45 : « Cluster of Differenciation 45 », marqueur cellulaire membranaire CD62 : « Cluster of Differenciation 45 », marqueur cellulaire membranaire CD127 : « Cluster of Differenciation 127 », marqueur cellulaire membranaire CD134 : Glycoprotéine de surface des lymphocytes, co-récepteur du FIV CFU-E :« Colony Forming Unit Erythroid » progéniteur de la lignée érythroïde Cl- : Chlorémie plasmatique CMH : Complexe Majeur d’Histocompatibilité Con A : Concavaline A, stimulant de la multiplication des LTCD4+ CrFK : « Crandell Feline Kidney cells », cellules très utilisées pour les tests in vitro du FIV CTLA4 : Co-récepteur du TCR CXCR4 : « Chemokine (C-X-C motif) Receptor 4 », un récepteur cellulaire commun au HIV1 et au FIV Da : Dalton, unité internationale de mesure de poids moléculaire DU : Désoxyuridine triphosphatase dUTPase : « Deoxyuridine triphosphate nucleotidohydrolase », enzyme du FIV EIAV : « Equine Infectious Anemia Virus », virus de l’anémie infectieuse équine 7 ELISA : « Enzyme-Linked Immunosorbent Assay », technique de dépistage sérologique Env : Gène codant pour les glycoprotéines d’enveloppe des Lentivirus Fc3Tg : Cellules de la langue du chat FeLV : « Feline Leukemia Virus », virus de la leucose féline, virus leucémogène félin FeSFV : « Feline Syncytium-Forming Virus », virus syncitial félin FeSV : « Feline Sarcoma Virus », virus du sarcome félin FIV: « Feline Immunodeficiency Virus », virus de l’immunodéficience féline FZD : Fozivudine, un anti-rétroviral Fox P3 : « Forkhead Transcription Factor 3 », facteur de transcription Gag : « Group associated gene », gène codant pour les protéines de structure de la nucléocapside des Lentivirus GB : Globules blancs GM-CSF : « Granulocyts and Macrophages Colony Stimulating Factor », facteur de stimulation et de différenciation des progéniteurs des granulocytes et des macrophages gp40 : Glycoprotéine transmembranaire de l’enveloppe virale, avec un poids moléculaire de 40 kDa, permettant la fusion du virus avec la membrane cellulaire : TM gp95 : Glycoprotéine de surface de l’enveloppe virale avec un poids moléculaire de 95 kDa : SU GR : Globules rouges HeLa : Lignée cellulaire humaine cancéreuse Hgb : Hémoglobinémie Ht : Hématocrite sanguin HTLV : « Human T-Lymphotropic Virus », virus T-lymphotropique humain IFA : « Immunofluorescent antibody assay », technique d’immunochromatographie IFN : Interféron, cytokines à activité antivirale Ig A : Immunoglobuline A, anticorps présent au niveau des muqueuses IL : Interleukine, une cytokine IN : Intégrase, protéine servant à inclure l’ADN viral dans l’ADN de la cellule-hôte K+: Kaliémie plasmatique LPG : Lymphadénopathie Persistante Généralisée LT : Lymphocyte T LTC : Lymphocyte T cytotoxique LTR : « Long Terminal Repeat », présente aux 2 extrémités de l’ADN pro-viral et encadrant les gènes de structure du FIV LTRég : Lymphocyte T Régulateur Lympho : Lymphocytes MA : La protéine de matrice, p17 pour le FIV M-CSF : « Macrophages Colony Stimulating Factor », facteur de stimulation et de différenciation des progéniteurs de macrophages. MIP-1α : « Macrophages Inflammatory Protein », chimiokine pro-inflammatoire. Mono : Monocytes Na+ : Natrémie plasmatique NC : Protéine de la Nucléocapside, p7 pour le FIV Nef : Pour « negative factor », gène accessoire présent uniquement chez les Lentivirus des primates ORF : « Open Reading Frame », cadre de lecture ouvert, séquence du génome sans codon stop Orf-A : Gène du FIV codant pour une protéine accessoire participant au relargage du virus dans la cellule hôte OvLV : « Ovine Lentivirus », Lentivirus des ovins 8 PAL : Phosphatases alcalines plasmatiques Pan-T+ : Ensemble des lymphocytes T PARR : « PCR for Antigen Receptor Rearrangement », PCR pour les réarrangements des récepteurs antigéniques PBMC : « Peripherical Blood Mononuclear Cells », cellules mononucléées du sang périphérique PCR : « Polymerase Chain Reaction », réaction de polymérisation en chaîne PLT : Plaquettes PMEA : 9-(2-phosphonométhoxyéthyl)adénine ; un anti-rétroviral PMPDAP : (R )-9-(2-phosphonylméthoxypropyl)-2,6-Diaminopurine ; un anti-rétroviral PNB : Polynucléaires basophiles PNE : Polynucléaires éosinophiles PNN : Polynucléaires neutrophiles Pol : Pour « polymerase », gène codant pour les protéines enzymatiques de réplication PR : Protéase, enzyme capable de cliver certaines protéines, pour leur maturation posttranscriptionnelle PT : Protéines totales plasmatiques. Rb : « Retinoblastoma Protein », protéine de rétinoblastome Région R : Région du LTR ; « Repeat » aux deux extrêmités de l’ARNm Région U3 : Région du LTR ; région « Unique » située en 3’ de l’ARNm Région U5 : Région du LTR ; région « Unique » située en 5’ de l’ARNm Région V : Région variable dans le génome du FIV RETIC : Réticulocytes Rev : «Regulation of expression of viral proteins », gène accessoire des Lentivirus RT : Reverse transcriptase, ou encore transcriptase inverse, enzyme caractéristique de la famille des rétrovirus RT-PCR : « Reverse Transcriptase Polymerase Chain Reaction », PCR appliquée aux ARNs d'abords rétro-transcrits sous forme d'ADN puis subissant une PCR classique. SCF : « Stem Cell Factor », facteur de maintien des caractéristiques des cellules souches SDS : « Sodium Dodecyl Sulfate », dénaturant électrique des protéine permettant lors de l'électrophorèse de faire migrer ces dernières uniquement en fonction de leur poids en s'affranchissant de leur charge électrique. SIDA: Syndrome d’Immunodéficience Acquise SIV: « Simian Immunodeficiency Virus », Virus de l’immunodéficience du singe SNC: Système Nerveux Central STLV : « Simian T-cell Leukemia Virus », virus leucémique du singe SU : Glycoprotéine de surface de l’enveloppe T140 : Anti-rétroviral antagoniste du CXCR4 TATA-box : Séquence régulatrice présente dans les LTR de l’ADN pro-viral Tat : Pour « Transactivator of transcription », un des gènes accessoires du FIV Th1 : Réponse immunitaire orientée vers la réponse cellulaire Th2 : Réponse immunitaire orientée vers la production d'anticorps TCID 50 : « T Cell Infecting Dose 50 », dose nécessaire pour infecter 50% des cellules en culture in vitro TCR : T Cell Receptor, Récepteur membranaire des lymphocytes T TL3 : Anti-rétroviral de la famille des inhibiteurs de protéase TM : Glycoprotéine transmembranaire de l’enveloppe. TNF-α : Tumor Necrosis Factor, une cytokine pro-inflammatoire UV : Rayons ultraviolets Vif: Pour «Virus infectivity factor», gène accessoire du FIV 9 VIH : « Human Immunodeficiency Virus », virus de l’immunodéficience humaine Vpr : « Viral protein r », un des six gènes accessoires du HIV-1 Vpu : « Viral protein u », un des six gènes accessoires du HIV-1 VISNA: « Visna-Maedi virus », virus du Visna-Maedi des ovins 10 Liste des figures : Figure 1 : Visualisation de virions de FIV en microscopie électronique, Pedersen et al., 1987 p.27 Figure 2 : Structure schématique du virion FIV, Bendinelli et al., 1995 p.28 Figure 3 : Organisation générale du génome proviral du FIV, Bendinelli et al., 1995 p.29 Figure 4 : Représentation schématique du cycle viral du FIV, Pommier et al., 2005 p.33 Figure 5 : Répartition mondiale des différents sous-types de FIV, Hosie et al., 2009 p.38 Figure 6 : Courbe de Kaplan-Meyer montrant les médianes de survie des animaux infectés par le FIV et/ou le FeLV, Hoffmann-Lehmann et al., 1997 p.48 Figure 7 : Courbe de Kaplan-Meyer montrant les probabilités de survie des animaux infectés et non infectés par le FIV, Addie 2000 et al., 2000 p.49 Figure 8 : Courbe de Kaplan-Meyer montrant les probabilités de surie des chats infectés et non-infectés, pour un agent donné (A) et pour une durée après le test (B), Liem et al., 2013 p.50 Figure 9 : Modification histopathologique des nœuds lymphatiques de chats infectés par le FIV (coloration hématoxyline et éosine ; grossissement ×25), Bendinelli et al., 1995 p.53 Figure 10 : Parodontite sévère chez un chat infecté par le FIV, Sparkes et al., 1993 p.55 Figure 11 : Cinétique lymphocytaire en réponse à une infection aiguë, Kaech et Wherry, 2007 p.68 Figure 12 : Régulation des populations lymphocytaires au cours de l’infection virale, Belkaïd et al., 2005 p.74 Figure 13 : Cinétique d’apparition des anticorps détectés par ELISA après exposition au virus, Crawford et al., 2005 p.77 Figure 14 : Proportion de chatons, nés de mères vaccinées contre le FIV, positifs en sérologie ELISA au cours du temps compté en semaines, McDonald et al., 2004 p.78 Figure 15: Gels de Western Blot de FIV, du laboratoire IDEXX p.79 Figure 16 : ELISA micropuits FIV, du laboratoire IDEXX p.81 Figure 17 : Exemple de Snap-test FIV/FeLV, du laboratoire IDEXX p.82 Figure 18 : Cycle viral du FIV avec les étapes clés, sites d’intervention des thérapies anti-virales, Mohammadi et Bienzle, 2012 p.85 11 Figure 19 : Comparaison des activités antivirales de l’AZT, du 3TC et de l’association AZT+3TC à des concentrations données, dans les lymphocytes T isolés de sang périphérique, Arai et al., 2002 p.91 Figure 20 : Effets antiviraux et cytotoxiques en fonction de la concentration d’abacavir, Bisset et al., 2002 p.92 Figure 21 : Structure chimique du Plerixafor ou AMD3100, Egberink et al., 1999 p.98 Figure 22 : Formation de syncitia par fusion de cellules infectées par le FIV (A) et inhibition de cette fusion par le Plerixaflor (B), Egberink et al., 1999 p.99 Figure 23 : Inhibition de la formation de syncitia par le FIV dans des cultures de cellules infectées, Mizukoshi et al., 2009 p.101 Figure 24: Mise en évidence de l’action anti-virale des composés TF14016 et TF14013 (a) et de l’effet dose-dépendant de cette action (b), Mizukoshi et al., 2009 p.102 Figure 25 : Inhibition de la formation de syncitia par l’infection par le FIV à des concentrations de T1569 décroissantes, Medinas et al., 2002 p.103 Figure 26 : Comparaison de l’activité de la transcriptase inverse après traitement par 3 protocoles anti-rétroviraux dans les cellules de sang périphérique à 9, 12 et 15 jours post-traitement, Arai et al., 2002 p.104 Figure 27 : Comparaison de la charge virale et du ratio CD4/CD8 avant traitement et après 1 an de traitement pour 4 protocoles antirétroviraux, Gomez et al., 2012 p.106 Figure 28 : Charge virale et toxicité du protocole de thérapie ZDV+3TC+ABC en fonction de sa concentration, Bisset et al., 2002 p.107 Figure 29 : Latence dans les ondes P4, P5 et P6 des potentiels évoqués auditifs des animaux infectés et non infectés, Barr et al., 2000 p.111 Figure 30 : Nombre de chats testés pour le FIV sur l’Ecole et de chats FIV+ parmi eux, du 1er janvier 2002 au 30 juin 2013 p.121 Figure 31 : Types d’analyse réalisés chaque année sur les 577 chats testés pour le FIV sur l’Ecole du 1er janvier 2002 au 30 juin 2013 p.121 Figure 32 : Nombre de chats testés FIV+, entre le 1er janvier 2002 et le 30 juin 2013, en fonction des services consultés p.126 Figure 33 : Représentation graphique du nombre de mâles et femelles testés pour le FIV et du nombre de chats FIV positifs au sein de ces deux catégories, du 1er janvier 2002 au 30 juin 2013 p.127 Figure 34 : Proportion de chats stérilisés et entiers chez les mâles et les femelles testés FIV positifs sur l’Ecole p.129 12 Figure 35 : Graphique représentant le nombre de chats dépistés pour le FIV en fonction de leur âge lors du test p.130 Figure 36 : Comparaison cytologique entre les nœuds lymphatiques de chats sains (normes) et celui du chat FIV positif dont la cytologie a été réalisée sur l’école p.133 Figure 37 : Graphique récapitulatif sur les atteintes buccales observées chez les chats FIV positifs venus en consultation sur l’école p.135 Figure 38 : Ensemble des atteintes oculaires observées sur les 63 chats testés FIV + sur l’Ecole p.138 Figure 39 : Types d’uvéites rencontrés p.138 13 14 Liste des tableaux : Tableau 1 : Classification des Rétrovirus, Lairmore, 2011 p.22 Tableau 2 : Gènes régulateurs et accessoires des Lentivirus, exemple du SIV (Simian Immunodeficiency Virus), Lairmore, 2011 p.24 Tableau 3 : Les différents stades de l’infection par le FIV, Moraillon, 1994 p.45 Tableau 4 : Les principaux agents opportunistes rencontrés en phase SIDA chez le chat infecté par le FIV, Egberink et al., 1991 ; Shelton et al., 1990 p.47 Tableau 5 : Symptômes les plus fréquemment observés chez des chats infectés par le FIV et leur incidence moyenne exprimée en pourcentage, Egberink et al., 1991 p.51 Tableau 6 : Comparaison des caractéristiques intrinsèques de 6 tests rapides utilisant la technique ELISA de Flux latéral, Hartmann et al., 2001 p.83 Tableau 7 : Tableau récapitulatif du nombre de chats testés FIV selon le sexe et la stérilisation (étude rétrospective) p.127 Tableau 8 : Tableau des données constatées en fonction du sexe de l’animal (étude rétrospective) p.128 Tableau 9 : Calcul du tableau attendu dans le cadre d’un test statistique Chi2 (étude rétrospective : influence du sexe sur le statut infecté/sain) p.128 Tableau 10 : Calcul du tableau des écarts dans le cadre d’un test statistique Chi2 (étude rétrospective : influence du sexe sur le statut infecté/sain) p.128 Tableau 11 : Tableau des données observées en fonction du statut (stérilisé/entier) de l’animal (étude rétrospective) p.129 Tableau 12 : Calcul du résultat attendu dans le cadre d’un test statistique Chi2 (étude rétrospective : influence du statut stérilisé/entier sur le statut infecté/sain) p.129 Tableau 13 : Calcul des écarts dans le cadre d’un test statistique Chi 2 (étude rétrospective : influence du statut stérilisé/entier sur le statut infecté/sain) p.129 Tableau 14 : Statut FIV en fonction de la race du chat (étude rétrospective) p.132 Tableau 15 : Ensemble des lésions cutanées observées sur les chats testé FIV+ sur l’Ecole p.140 Tableau 16 : Répartition entre les différentes pathologies observées sur les chats testé FIV-positifs sur l’Ecole p.143 Tableau 17 : Valeurs médianes et extrema des deux échantillons de l’étude avec valeurs biochimiques usuelles p.144 15 Tableau 18 : Proportion d’animaux en dehors des valeurs biochimiques usuelles dans chacun des groupes avec comparaison statistique des groupes FIV positif et FIV négatifs pour chaque anomalie possible p.145 Tableau 19 : Valeurs médianes et extrêmes des deux populations de chats étudiés avec valeurs usuelles du ionogramme p.146 Tableau 20 : Proportion d’animaux en dehors des valeurs usuelles du ionogramme dans chacun des groupes avec comparaison statistique des groupes de chats FIV positif et FIV négatifs pour chaque anomalie possible p.146 Tableau 21 : Valeurs médianes et extrêmes des deux populations de chats étudiées avec valeurs usuelles de la formule sanguine p.147 Tableau 22 : Proportion d’animaux en dehors des valeurs usuelles de la formule sanguine dans chacun des groupes de chats avec comparaison statistique des groupes FIV positif et FIV négatifs pour chaque anomalie possible. p.148 16 INTRODUCTION . Le virus de l’immunodéficience féline (FIV) est un rétrovirus, classé dans la sous-famille des Lentivirus. Ces virus sont responsables de maladies non néoplasiques d’évolution lente, caractérisées par un dérèglement progressif de la fonction immunitaire. Ils sont décrits chez les ongulés, les félins, les simiens et les humains. Le FIV induit une maladie d’importance majeure en médecine vétérinaire, tant par sa prévalence que par sa gravité. En effet, la réponse immunitaire de l’hôte ne permet pas d’éliminer le virus. Il induit un état d’immunodépression chez le chat. Dans une première partie, nous décrivons l’épidémiologie, les caractéristiques du virus responsable de cette affection, ainsi que les différents stades de l’infection et la symptomatologie du FIV et du syndrome d’immunodéficience acquise (SIDA) félin. Puis, nous nous intéresserons à la compréhension de la pathogénie, aux manifestations biochimiques et hématologiques décrites, à la mise en place de l’immunité chez les individus infectés, aux causes de l’échec de la réponse immunitaires et enfin aux différents tests de dépistages possibles et aux traitements envisageables. Dans une seconde partie, nous avons réalisé une étude rétrospective sur les cas diagnostiqués à l’Ecole Vétérinaire Nationale d’Alfort (ENVA) au cours des 10 années précédentes (de janvier 2002 à juin 2013). L’idée de cette étude nous vient du suivi d’un chat FIV positif en hospitalisation de médecine au cours du mois de novembre 2011, dont les examens complémentaires avaient mis en évidence une infection chronique par le FIV progressant vers un stade avancé de pré-SIDA, offrant un pronostic de survie inférieure à un an (et pouvant être plus sombre, en raison d’une neutropénie majeure le rendant sensible aux infections opportunistes) ; ce dernier a vécu 9 mois, sans dégradation de son état général, à l’exception des derniers jours où il a présenté un abattement brutal, une anorexie et une perte importante de l’état corporel, poussant les propriétaires à demander l’euthanasie. Nous avons donc établi un recueil de données épidémiologiques, cliniques, hématologiques et biochimiques sur les différents chats testés FIV positifs, que nous avons ainsi pu comparer avec la bibliographie existante. Nous avons également comparé les valeurs hématologiques et biochimiques avec celles d’un groupe témoin de chats testés FIV négatifs à l’ENVA, de façon à essayer d’en dégager des facteurs pronostiques de l’évolution de la maladie. Cette étude a également permis de s’intéresser aux signes d’appel entrainant le plus souvent un test de dépistage et aux répercussions que ce diagnostic pouvait avoir sur l’attitude des propriétaires. 17 18 PREMIÈRE PARTIE : Virus de l’Immunodéficience Féline : données bibliographiques 19 20 I) Caractéristiques biologiques, épidémiologiques et cliniques du virus de l’immunodéficience féline A) Biologie du FIV 1. Classification et nomenclature a) La famille des Retroviridae Les Retroviridae infectent une grande variété d’animaux et sont à l’origine de certains types de cancers, de maladies immunosuppressives ou à médiation immune. Ils ont été nommés ainsi au milieu des années 70, suite à la découverte de leur enzyme clé : la reverse transcriptase (RT). Il s’agit de virus enveloppés à acide ribonucléique (ARN) simple brin, de polarité positive. La reverse transcriptase leur permet d’effectuer des copies de l’ARN viral sous forme d’acide désoxyribonucléique (ADN), leur permettant ainsi de s’intégrer au génome d’une cellule hôte et de se multiplier [294]. Les virions sont enveloppés et formés à partir de la membrane de la cellule hôte. La famille des Retroviridae comprend deux sous-familles et 7 genres : Orthovirinae, comprenant 6 genres : Alpharetrovirus, Gammaretrovirus, Deltaretrovirus, Epsilonretrovirus et Lentivirus ; - Betaretrovirus, Spumaretrovirinae, comprenant le genre Spumavirus. Les Orthovirinae peuvent, selon les genres, déclencher des processus de cancérisation, comme la leucémie ou le lymphome pour le virus leucémogène félin (FeLV), ou une immunodéficience (genre Lentivirus) [145]. Les Spumavirinae en revanche n’ont pas de rôle pathogène connu : les infections observées dans différentes espèces sont asymptomatiques. Ils ont la propriété biologique de provoquer la formation de syncitia in vitro, tout comme les Orthivirinae [78 ; 231]. Les virions des Retroviridae sont de forme sphérique et ont un diamètre de 80 à 100 nm, ainsi qu’une structure à 3 couches unique. Ce sont des virus enveloppés dont l'enveloppe dérive de la membrane cellulaire de la cellule hôte. Le noyau interne constitue la nucléocapside virale ; le complexe génomique et nucléoprotéique est compris dans une capside d'environ 60 nm de diamètre [145]. Les virions sont relativement résistants aux rayons ultra-violets (U.V.) et aux rayons X, en partie parce que leur génome diploïde peut compenser les mutations induites par une irradiation au cours de la phase de transcription reverse. Mais, étant enveloppés, ils sont facilement inactivés par des solvants lipidiques, des détergents et par une température élevée [145]. Le tableau suivant présente les principaux virus appartenant à chaque genre. 21 Tableau 1 : Classification des Rétrovirus D’après Lairmore, 2011 [145] Sous-familles et Genres Principaux virus Sous-famille des Orthoretrovirinae Genre Alpharetrovirus Virus de la leucose aviaire Virus du sarcome aviaire Virus de la myéloblastose aviaire Betaretrovirus Virus de la tumeur mammaire de la souris Virus de l’adénocarcinome pulmonaire ovin Rétrovirus simiens de type D Virus endogènes et exogènes de rongeurs, carnivores, oiseaux et primates, incluant: FeLV Virus du sarcome félin Virus porcin de type C Virus de la leucémie et du sarcome murins Virus de type C du cochon d’inde Virus de la réticuloendothéliose aviaire. Virus de la leucose bovine Virus T-lymphotropique humain (HTLV) 1, 2, 3 et 4 Virus leucémique du singe (STLV) 1, 2 et 3 Virus des tumeurs du poisson : de l’hyperplasie épidermique (types 1 et 2) et du sarcome dermique. Virus de l’immunodéficience humain (VIH) 1 et 2 Virus de l’immunodéficience du singe (SIV) FIV Lentivirus Ovin (OvLV) Virus de l'arthrite-encéphalite caprine Virus de l'anémie infectieuse équine Virus de l’immunodéficience bovin (BIV) Sous-famille des Spumaretrovirinae Gammaretrovirus Deltaretrovirus Epsilonretrovirus Lentivirus Genre Spumavirus Virus syncitial félin (FeSFV) b) Le genre Lentivirus Comme il a été évoqué précédemment, les Lentivirus sont responsables de maladies à évolution lente avec un dérèglement progressif du système immunitaire. Ils ont été isolés chez de nombreux mammifères. Certains Lentivirus peuvent être non pathogènes chez leurs hôtes naturels, comme en témoignent les primates (non humains) d’Afrique porteurs de souches de SIV qui n’induisent pas de maladie de type SIDA (à quelques exceptions près comme le Mangabey [159]). Les infections par des Lentivirus ne se traduisent pas toujours par des symptômes cliniques 22 évidents et ces manifestations cliniques, lorsqu’elles apparaissent, ne le font qu’après de longues périodes d’incubation du virus [153]. 1) Classification des Lentivirus Les Lentivirus peuvent être séparés en 2 groupes selon leur tropisme pour différentes cellules hôtes : Le virus de l’anémie infectieuse équine (EIAV), les lentivirus ovins (OvLV, incluant les virus de la pneumonie ovine et le virus de maedi-visna) et les lentivirus caprins (CAEV) se répliquent essentiellement dans les macrophages ; Les Lentivirus simien (SIV), félin (FIV) et humains (HIV-1 et 2) se répliquent dans les lymphocytes et les macrophages. Cette différence de tropisme cellulaire permet d’expliquer les différences de pathogénies de ces deux groupes de virus [39]. 2) Organisation génomique des lentivirus La pathogénie unique des Lentivirus est attribuable à la fois à leur structure génétique complexe et aux mécanismes moléculaires contrôlant l’expression des gènes viraux. Ils ont en commun leur organisation génomique ; chaque nucléocapside comprend 2 brins d’ARN constitué notamment des 3 gènes communs à tous les Rétrovirus [79 ; 189 ; 294]: - gag (pour « group associated gene »), codant pour les protéines de structure de la nucléocapside : la protéine de matrice, la protéine de capside p24, la protéine de nucléocapside. Le gène est initialement traduit sous forme d’un précurseur protéique qui est ensuite clivé en ces trois protéines par la protéase ; - pol (pour polymérase), codant pour les protéines enzymatiques de la réplication (la transcriptase inverse, l’intégrase, la polymérase) et pour la protéase nécessaire à la maturation des produits du gène gag ; - env (pour enveloppe), codant pour des glycoprotéines d’enveloppe (glycoprotéines de surface et glycoprotéines transmembranaires), responsables de la fixation du virus au récepteur cellulaire et de la fusion des membranes. Mais les Lentivirus sont aussi, par ailleurs, des Rétrovirus complexes qui codent pour des protéines régulatrices et accessoires. Les gènes régulateurs transactivator of transcription (tat) et regulation of expression of viral proteins (rev) contrôlent la transcription virale, le transport d’ARN et la traduction. La transcription de l’ARN messager (ARNm) viral a lieu dans le noyau de la cellule infectée et les quantités d’ARNm présentes dans le cytoplasme de la cellule sont contrôlées par les protéines virales régulatrices Tat et Rev; les gènes virus infectivity factor (vif) et viral protein u (vpu) régulent la production de particules virales infectieuses et les gènes viral protein r (vpr) et negative factor (nef) sont impliqués dans la pathologie de l’infection. Ces gènes codant pour des protéines régulatrices partagent peu d’homologies d’un Lentivirus à un autre, 23 mais leurs fonctions sont conservées, identiques pour chaque Lentivirus [145]. Ces gènes sont décrits dans le tableau 2, qui prend pour modèle de Lentivirus le SIV. Tableau 2 : Gènes régulateurs et accessoires des Lentivirus, exemple du SIV (Simian Immunodeficiency Virus) D’après Lairmore, 2011 [145] Gènes régulateurs et accessoires Protéines issues de ces gènes Tat : transactivation du promoteur viral rev = reguator of transcription gene (régulateur Rev : favorise le passage dans de la transcription génomique) le cytoplasme des ARNm non épissés des protéines correspondant aux gènes de structures nef = “negative factor” Nef: dégradation des récepteurs CD4 / signalisation cellulaire / infection Gènes vif = facteur d’infection virale Vif: Pouvoir infectieux / accessoires Spécifique du type cellulaire vpu = facteur d’infection virale Vpu: dégradation des récepteurs CD4 / facteur d’infection vpx = facteur d’infection virale Vpx: facteur d’infection vpr = facteur d’infection virale Vpr: transport de l’ADN proviral / arrêt du cycle cellulaire en phase G2 / Libération des virions Gènes tat = transactivating gene régulateurs Alors que les protéines régulatrices sont essentielles à la réplication virale dans toutes les cellules, les protéines accessoires ne le sont pas pour toutes les cellules. Cependant, ces protéines accessoires jouent un rôle important dans la régulation du cycle viral à travers la modulation des fonctions des cellules hôtes. Ainsi, le virus de l’immunodéficience humaine de type 1 code entre autre pour la protéine accessoire Vpr qui stoppe le cycle de la cellule cible en phase G2, permettant probablement d’augmenter la production de virions VIH-1 en augmentant la synthèse d’ARN viral. Le FIV quant à lui code pour la protéine accessoire OrfA, dont il a été montré qu’elle provoque également un arrêt en phase G2 chez les cellules de singes ; en revanche, ses effets chez les félins demeurent pour le moment inconnus [172]. Les Lentivirus ont une organisation génomique plus complexe que les autres Rétrovirus, contenant de petits cadres de lecture ouverts (ORF : Open Reading Frame) qui correspondent à des séquences de plusieurs nucléotides sans codon stop, localisés entre les gènes pol et env, ainsi que des exons présents dans et à la terminaison 3’ du gène env [45 ; 46]. En culture cellulaire, la réplication des lentivirus peut être divisée en phases d’expression précoce et d’expression tardive. 24 La phase précoce de l’expression génomique virale est caractérisée par la présence d’ARNm viraux épissés et non épissés dans le noyau de la cellule mais seulement quelques ARNm viraux épissés dans le cytoplasme. Les seuls transcrits viraux présents dans le cytoplasme de la cellule infectée sont des ARNm qui codent pour les protéines régulatrices Tat, Rev et Nef, aboutissant ainsi à la production de ces protéines régulatrices [45]. Le rôle de la protéine Tat est donc d’augmenter l’expression de l’ARNm viral au cours de la phase précoce de l’expression génomique. Un niveau seuil de protéine Rev est nécessaire pour passer de la phase précoce de la réplication à la phase tardive d’expression des gènes viraux [39]. Cette phase tardive est caractérisée par le transport hors du noyau et la traduction des gènes de structure et enzymatiques à partir d’ARNm non épissés et partiellement épissés. La protéine Rev facilite l’export d’ARNm viraux non épissés hors du noyau ainsi que leur association avec des polyribosomes [4 ; 9]. Les protéines Rev des différents Lentivirus ont des fonctions similaires qui peuvent être attribuées à 2 domaines fonctionnels différents [198]. L’un agit comme un signal de localisation nucléolaire, l'autre permet l'export du complexe Rev-ARN viral [167 ; 269]. Cette protéine peut par ailleurs provoquer l’utilisation d’une voie alternative de maturation de l’ARN, qui contourne la « machinerie » cellulaire d’épissage et favorise l'export des ARN viraux dans le cytoplasme [39]. 3) Propriétés biologiques communes des Lentivirus Ils ont des propriétés biologiques distinctes de celles des autres Rétrovirus ; ils se répliquent notamment dans des cellules différenciées, ne se divisent pas et sont relativement spécifiques d’une espèce, ne se répliquant que dans des cellules cibles issues de leur hôte naturel ou éventuellement d’espèces étroitement apparentées (une exception ayant cependant été trouvée à cette spécificité d’espèce : des études ont mis en évidence des modèles de lapin et de souris transgénique pour le virus de l’immunodéficience bovine – [87 ;202]). Les principales cellules hôtes des Lentivirus sont les lignées de monocytes/macrophages et les lymphocytes CD4+. L’infection de ces cellules du système immunitaire est à l’origine de l’atteinte multi-organique caractéristique des infections par des Lentivirus. Bien qu’il y ait un long délai d'incubation, une importante réplication virale a lieu dans les premières semaines qui suivent l’infection et, au cours de cette phase aiguë, le Lentivirus se propage à travers l’hôte. Les premiers sites de réplication virale sont les nœuds lymphatiques, la rate et la moelle osseuse ; puis les monocytes et les lymphocytes infectés se propagent dans de multiples sites de l’hôte, incluant notamment le cerveau, les poumons et les articulations. Les monocytes se transforment en macrophage et les lymphocytes sont activés [80 ; 81 ; 251 ; 298]; le virus est ensuite produit dans ces tissus infectés [80 ; 81 ; 227 ; 248]. Le virus échappe à la réponse immune de l'hôte via deux mécanismes : une infection latente et la variabilité génétique de la glycoprotéine d'enveloppe due au taux élevé d'erreurs induites par la RT des Rétrovirus [38 ; 68 ; 69 ; 193]. Ainsi, les variations antigéniques de son enveloppe glycoprotéique permettent par exemple au virus Visna de persister et de continuer à se répliquer chez un hôte immunocompétent [38]. Les Lentivirus qui infectent essentiellement des macrophages induisent des lésions dans les mêmes organes que les lentivirus présentant un double tropisme cellulaire, mais ces lésions sont qualitativement différentes ; notamment avec une réponse inflammatoire moins importante [145]. 25 c) Un Lentivirus particulier : le FIV Le FIV est le Lentivirus provoquant une immunodéficience qui a été identifié le plus récemment. Il a été isolé pour la première fois en 1986 dans une chatterie en Californie où les chats avaient été testés FeLV négatifs mais présentaient par ailleurs une incidence élevée de syndrome d’immunodéficience [39]. 1) Répartition géographique de l'infection par le FIV [42] Les résultats de différentes études épidémiologiques montrent que des traces sérologiques de l’infection par le FIV ont été mises en évidence partout où sa présence a fait l'objet de recherches (donc sur les 5 continents) et les banques sérologiques contiennent des sérums infectés sur les 35 dernières années. En France, des traces sérologiques d’une infection par le FIV ont été trouvées à partir de 1974 [42]. 2) Hôtes naturels du FIV Le virus a été isolé chez des chats, des lions, des tigres, des lynx, des pumas, des léopards, des léopards des neiges, des jaguars, des guépards. L’absence d’infection par le FIV pour d’autres espèces peut par ailleurs être liée au faible nombre d’individus testés. Les séroprévalences sont également très différentes entre les continents ; ainsi, les lions testés en Asie, Afrique de l’ouest et Namibie ne semblent pas présenter d’infection, tandis qu’on trouve un fort taux de prévalence chez les lions d’Afrique de l’est (plus de 90%). L’existence de ces différents virus de l’immunodéficience féline peut suggérer l’existence d’un ancêtre du FIV, apparu avant la divergence des félidés en différentes espèces (soit il y a 3 à 6 millions d’années) [42]. 3) Morphologie du FIV Sa structure est très similaire à celle des autres lentivirus. Le virion a un diamètre de 105 à 125 nm, de forme sphérique à ellipsoïde et possède de courtes projections de son enveloppe, peu définies [214]. La capside a l’apparence d’un cône. Chaque virion contient deux brins d’ARN génomiques à polarité positive et plusieurs exemplaires de l’enzyme de rétrotranscription et de la deoxyuridine triphosphate nucleotidohydrolase (dUTPase) [21]. L’aspect du FIV semble être distinguable de celui des autres Lentivirus, à la microscopie électronique, en raison de la présence d’un halo polygonal d’électrons souvent visible entre le noyau et une couche granulaire, se trouvant juste à l’intérieur de l’enveloppe (figure 1) [21]. 26 Figure 1 : Visualisation de virions du FIV en microscopie électronique de Pedersen et al., 1987 [214] A B A : virion du FIV bourgeonnant à partir de la membrane d’une cellule infectée. B : particules matures du FIV dans le milieu extracellulaire Le génome viral, la protéine de nucléocapside et les enzymes virales sont enfermées dans la capside. Les spicules à la surface du virus sont au nombre de 80 environ ; chacune étant constituée de plusieurs glycoprotéines de surface (SU), sous forme de trimères ou de tétramères, liées de façon non-covalente à des oligomères de la protéine transmembranaire [294]. Les glycoprotéines d’enveloppe des virions ont une grande importance car (1) elles sont impliquées dans des interactions avec des récepteurs cellulaires, déterminant ainsi le tropisme cellulaire du virus via le récepteur cellulaire, (2) elles permettent la fusion des membranes du virion et de la cellule cible (permettant la pénétration du virus et la formation de syncytium), (3) elles sont les cibles principales des anticorps et autres effecteurs de la réponse immunitaire. Dans le cas du FIV, la protéine de surface (SU) est fortement glycosylée et a un poids moléculaire apparent de 95 kilo Dalton (gp95) alors que la protéine transmembranaire (TM) est moins glycosylée et a un poids moléculaire de 40 kilo Dalton (gp40) [21]. Les principaux composants internes du virions sont la protéine de Matrice (MA), d’environ 14,5kDa (dont il a été montré qu’elle était myristoylée), la protéine de Capside (CA) d’environ 24,5 kDa, et la protéine de Nucléocapside (NC) d’environ 7 kDa, qui, associée à l’ARN génomique, forme la ribonucléoprotéine [21]. Toutes sont désignées, respectivement, par les abréviations MA, CA et NC dans la figure 2 ci-dessous. 27 Figure 2: structure schématique du virion FIV D’après Bendinelli et al, 1995 [21] Les protéines structurales sont désignées par un nombre qui représente leur poids moléculaire en kilodaltons, précédé de la lettre p (pour protéine) ou des lettres gp (pour glycoprotéine) 4) Propriétés physico-chimiques Comme tous les Rétrovirus, le FIV conserve peu de temps sa virulence en dehors de l’organisme-hôte. Son enveloppe est sensible à la dessiccation et à la chaleur ; les détergents et les désinfectants usuels détruisent rapidement le pouvoir infectieux du virus [189]. 5) Organisation génomique du FIV L’organisation génomique du FIV est typique des Rétrovirus d’environ 9400 paires de bases. On retrouve les gènes majeurs de structure (env, gag et pol – dont les protéines sont indiquées dans la figure 2 ci-dessus), déjà évoqués et dont la fonction a été détaillée dans le paragraphe sur les Lentivirus [21]. En partant de l’extrémité 5’ du génome du FIV, on trouve, comme indiqué dans la figure 3 [78]: - La région non codante 5’ ; - Les gènes gag, pol et env ; - La région non codante 3’. Ces régions non codantes correspondent à des signaux de régulation de la transcription et de la traduction, à des séquences d’amorçage de la réplication et à des signaux pour l’intégration et l’encapsidation. 28 Elles sont comprises au sein de LTR (« Long Terminal Repeat ») qui sont donc divisées en 3 régions, en fonction de leur position par rapport à l’ARNm : U3 (U pour unique et 3 car elle est située en 3’ de l’ARN), R (signifiant « Répété » aux deux extrémités de l’ARN), U5 (région « Unique » située en 5’ de l’ARN). On les retrouve aux deux extrémités de l’ADN pro-viral. Les séquences régulatrices présentes dans ces séquences LTR du FIV comprennent une ou deux « TATA box », un signal polyadénylation, un promoteur CCATT et une variété de promoteur ou d’activateur de sites de liaison aux protéines (AP-1, AP-4, ATF-1, EBP20, NFkB, etc). De tels éléments de régulation n’ont cependant pas été trouvés dans toutes les séquences des isolats de FIV étudiés, ce qui pourrait expliquer les différences biologiques observées entre différents isolats de FIV [21]. La région 5’ contient une courte séquence R qui assure le transfert correct de la chaine d’acide nucléique lors de la rétrotranscription de l’ARN en ADN, une séquence U5 intervenant dans la terminaison de la synthèse d’ARN viral et une séquence leader L, constituée d’un site donneur d’épissage (permettant la formation de plusieurs ARNm à partir d’un seul transcrit primaire) et d’un signal d’encapsidation (permettant l’assemblage de l’ARN viral au sein des virions). La région 3’ contient également une séquence R, identique à celle évoquée pour la région 5’, ainsi qu’une séquence U3, à son extrémité, qui contient le promoteur et l’enhancer pour la transcription du génome, ainsi que le signal qui permet la polyadénylation en 3’ (-AAA) [21]. Figure 3: Organisation générale du génome proviral du FIV D’après Bendinelli et al., 1995 [21] 6) Protéines régulatrices et accessoires L’analyse des séquences du FIV indique la présence de 3 gènes accessoires: le gène vif, localisé à l’extrémité 3’ du gène pol, qui est essentiel pour l’infectiosité des particules virales, le gène rev qui participe à la régulation de l’expression virale et le gène orf-A [189]. 29 • Gène vif et protéine Vif La protéine de régulation Vif (viral infectivity factor), de 29 kDa pour le FIV, qui n’est pas commune à tous les Lentivirus, facilite donc l’infection des cellules par le virus ainsi que sa propagation, en particulier au sein de cultures de lymphocytes primaires et de macrophages [148 ; 190 ; 250], elle intervient plus précisément dans des événements précoces (synthèse d’ADN proviral) après l’infection virale [260 ; 283]: elle participe à l’assemblage correcte de la nucléoprotéine et pourrait ainsi affecter la fonctionnalité des virions après l’infection. • gène rev et protéine Rev Le gène rev – « regulation of expression of viral protein » - (ainsi que la protéine associée) ont déjà été abordés dans le paragraphe sur les lentivirus, nous en ferons ici qu’un bref descriptif. La protéine Rev du FIV a une masse moléculaire de 23kDa [21 ; 52]. Comme nous l’avons expliqué précédemment, le gène rev permet de déterminer si l’infection est latente ou productive, ainsi de fortes concentrations intracellulaires de Rev entrainent une forte production de virions tandis qu’une faible concentration maintien le virus en état de latence [222]. • Protéine accessoire Orf-A Dans le génome, le gène orf-A est localisé entre les gènes rev et vif. Tout comme Vpr et Vpx (protéines accessoires du HIV), Orf-A comprend 3 hélices alpha et présente une répartition en partie similaire aux deux autres protéines de ses motifs protéiques caractéristiques. Comme Vpr, elle participe au relargage de virus à partir de la cellule hôte et induit un arrêt en phase G2 des cellules simiennes, mais également pour les CRFK (cellules de chat) et HeLa (cellules humaines) [172]. L’étude d’Inoshima en 1996 montre que des virus du FIV déficients en Orf-A entrainent une réponse en anticorps réduite et la diminution du ratio CD4/CD8 est moins importante que pour les chats infectés par le virus sauvage. Par ailleurs, la quantité d’ADN proviral dans les cellules mononuclées du sang périphérique (PBMC) n’atteint pas le taux retrouvé chez les chats infectés par le virus non muté. Cette étude laisse supposer que l’absence de gène orf-A n’empêche pas l’infection par le virus du FIV et n’agit pas sur l’activité de transcription et de traduction in vivo, mais que la réplication virale de ces virus mutés n’est pas efficace dans les premiers stades de l’infection chez les chats [124]. Orf-A pourrait donc avoir plusieurs fonctions, facilitant la réplication du virus et la mise en place d’une infection [79]. 7) Activité enzymatique virale Il y a quatre enzymes virales d’importance chez le FIV : la transcriptase inverse, la protéase, l’UTPase et l’intégrase. La transcriptase inverse est en fait un dimère constitué de deux sous-unités différentes (p66 et p51) lui conférant diverses activités virales : la synthèse d’un ADN complémentaire (ADNc) à partir de l’ARN viral, la lyse de cet ARN par l’activité ribonucléase H, la synthèse du deuxième brin d’ADN à partir du premier. L’enzyme est ensuite associée aux deux copies de l’ARN viral dans la capside du virion [78]. 30 Les protéases des Rétrovirus ont été identifiées comme une nouvelle classe de la famille des protéases aspartiques en raison de leurs séquences d’acides aminés. Elles en ont les caractéristiques classiques comme l’inhibition par la pepstatine et l’inactivation par mutation des aspartates du site actif putatif. En revanche, les protéases rétrovirales sont de taille plus petite que les autres protéases de cette famille, ce sont des dimères symétriques avec un seul site actif [291]. Elles effectuent le clivage des précurseurs des protéines de la capside et des enzymes du virion [78]. Le génome du FIV contient un segment génétique localisé dans le gène pol, entre la transcriptase et l’intégrase – ce segment se retrouve chez tous les lentivirus dont l’espèce cible n’est pas un primate ; chez le FIV, il code pour une fonction UTPase [64]. Cette enzyme dUTPase est un trimère de 14,3 kDa. La fonction de ce segment génomique reste cependant peu définie à ce jour, mais pourrait permettre aux Lentivirus de se répliquer dans des cellules ne se divisant pas [59 ; 175]. Wagaman et son équipe ont ainsi montré que les virus FIV déficients en UTPase sont incapables de se propager dans les cellules qui ne sont pas en division, comme les macrophages primaires, contrairement aux souches sauvages de FIV [284]. L’intégrase, protéine de 31 kDa, catalyse deux réactions [78]: - Le retrait en 3’ de deux désoxynucléotides de l’ADN viral ; - La réaction de transfert de chaîne, dans laquelle l’extrémité 3’ modifiée de l’ADN viral est liée de façon covalente à l’ADN de l’hôte permettant ainsi l’intégration du génome viral. 8) Tropisme cellulaire et effet cytopathogène du FIV Le FIV peut se répliquer dans des cellules simplement activées [189]. Au cours de l’infection expérimentale in vivo, le FIV infecte essentiellement les cellules CD4+ [189], mais présente un tropisme élargi à l’ensemble des cellules mononuclées du sang périphérique : il infecte également les macrophages, les lymphocytes CD8+, les lymphocytes et les astrocytes [65; 189]; In vivo, il a aussi été montré une association de l’ARN du FIV avec les cellules folliculaires dendritiques [65]. Parmi les cellules mononuclées du sang périphérique, les lymphocytes CD4+ présentent la charge virale la plus importante dans la phase aiguë de l’infection ; en revanche, chez les chats chroniquement infectés (plus de 1 an), ce sont les lymphocytes B qui contiennent le plus d’ADN viral [189]. In vitro, le FIV peut aussi infecter les fibroblastes, ce qui inclut les lignées « Crandell Feline Kidney cells » (CrFK), présentes dans les reins des chats, et les cellules Fc3Tg (lignées de cellules de la langue du chat) [221]. Bien que le FIV infecte les lymphocytes CD4+, la molécule CD4 féline ne lui sert pas de récepteur. C’est la molécule CXCR4 féline (« Chemokine (C-X-C motif) Receptor 4 ») qui a été identifiée comme un récepteur utilisé par les isolats du FIV [189]. Cette molécule appartient à une superfamille de protéines à sept domaines transmembranaires et fait partie des récepteurs des chimiokines, molécules impliquées dans les phénomènes inflammatoires [189]. Puis il y a fusion des membranes virale et cellulaire et libération de la capside dans le cytoplasme cellulaire [52 ; 130]. Le FIV cible préférentiellement les CD4+ activés en raison d’une glycoprotéine à la surface de ces lymphocytes : CD134, qui sert de co-récepteur en se liant à la glycoprotéine de surface 31 (SU) de l’enveloppe du FIV [51 ; 256]. Le fait que ce CD134 soit en plus grand nombre sur les lymphocytes CD4+ activés permet d’expliquer que le FIV cible cette population de cellule in vivo. De plus, CD134 soluble peut interagir avec le FIV pour modifier la conformation de SU et promouvoir la haute affinité de liaison à CXCR4 [256]. Certaines cellules peuvent être infectées par le FIV uniquement en présence de CXCR4 si son niveau d’expression est suffisant [52 ; 130]. L’infection des lymphocytes T par le FIV entraine une dégénérescence de ces derniers, la formation de syncitia (coïncidant avec un pic de production du virus [21]) et une lyse cellulaire [214]. Les astrocytes sont des cellules très sensibles à l’infection par le FIV ; elles forment des syncitia et meurent. En revanche, les cellules de la microglie répliquent activement le virus sans effet cytopathogène et les cellules endothéliales produisent peu de virus, sans effet cytopathogène [58]. 2. Cycle de réplication viral Les virus ne peuvent pas se reproduire dans des milieux inertes et ont besoin de cellules hôtes pour cela ; ils sont ainsi dépendants du système enzymatique et des organites des cellules infectées pour leur réplication au cours de leur cycle viral représenté par la figure 4. 32 Figure 4 : Représentation schématique du cycle viral du FIV D’après Pommier et al., 2005 [228] Le cycle viral des rétrovirus peut se diviser en une phase précoce et une phase tardive. Au cours de la phase précoce que nous présentons en premier, le virus pénètre dans la cellule cible et le génome viral est intégré à l’ADN de cette cellule hôte. a) Fixation et transcription inverse L’enveloppe virale du virion provient de la membrane cellulaire. Les protéines de l’enveloppe des lentivirus sont constituées de glycoprotéines de surface (gp120 à gp135) et 33 transmembranaires (gp40 à gp50). La glycoprotéine transmembranaire a deux domaines hydrophobes, l’un situé à l’extrémité N-terminale (terminaison amine) qui est responsable de l’induction de la fusion du virus avec la cellule cible et qui n’est fonctionnel qu’après avoir été scindé du précurseur protéique ; le second domaine hydrophobe traverse la membrane cellulaire et ancre les glycoprotéines dans la membrane. Ces protéines glycosylées dérivent du gène env : elles déterminent le tropisme du virus, autorisent la fusion des membranes et sont les cibles primaires des anticorps et autres effecteurs de la fonction immunitaire [21]. La première étape dans le cycle viral est donc l’interaction du virion avec la cellule cible ; la glycoprotéine d’enveloppe du virus interagit avec des récepteurs spécifiques sur la surface cellulaire et des corécepteurs cellulaires. Cette interaction provoquerait un changement de conformation des glycoprotéines d’enveloppe transmembranaires, exposant ainsi le domaine hydrophobe à l’extrémité protéique N-terminale. L’entrée du virus est médiée par la fusion de l’enveloppe virale avec la membrane cellulaire [164 ; 263]. Après l’entrée du virus dans la cellule, l’ARN viral est copié par la transcriptase inverse associée au virion et libérée dans le cytoplasme, générant ainsi une copie d’ADN double brin de l’ARN génomique viral, via la formation d’ADNc. Au cours de la création des copies d’ADN, la portion de la ribonucléase H (RNase H) de la transcriptase inverse dégrade sélectivement le brin d’ARN pour créer un court brin simple d’ADN. Lors de la formation du deuxième brin d’ADN, la ribonucléase H dégrade la fraction ARN des hybrides ARN-ADN. Enfin, la digestion de tout l’ARN viral se produit, à l’exception de courtes régions utilisées comme secondes amorces de brins d’ADN. La synthèse du second brin d’ADN se produit par élongation pour créer finalement une copie linéaire de l’ARN génomique viral [145]. Pendant le processus de transcription inverse, 300 à 1300 paires de bases sont ajoutées à la fin de chaque molécule d’ARN génomique ; ce sont les « Longues Répétitions Terminales » (LTR), importantes dans la stratégie de réplication de tous les Rétrovirus. Les extrémités composées de LTR du génome de l’ADN viral sont impliquées dans l’intégration de l’ADN viral dans le chromosome de l’hôte : les ARN de transfert dérivés des cellules hôtes – et uniques à chaque génération de Rétrovirus – se lient aux séquences virales 5’-LTR et agissent pour amorcer la transcriptase inverse [145]. b) Intégration La copie linéaire de l’ARN génomique viral est ensuite transportée au noyau avant l’intégration dans l’ADN chromosomique de l’hôte en utilisant l’enzyme intégrase, codée par le virus ; cette dernière modifie cette molécule linéaire en clivant les extrémités 3’ pour laisser des groupes hydroxyles libres [78]. L’intégration du génome rétroviral, via l’action de l’intégrase, ne cible pas de séquences particulières des cellules hôtes. Des structures locales de chromatine, comme des sites de liaison à l’ADN ou ce qu’on appelle des structures « ouvertes » de chromatine sont des sites privilégiés d’intégration. Après fixation à l’ADN, le complexe intégrase-provirus détruit les liaisons phosphodiester grâce aux groupements hydroxyles. Une réaction de transestérification a alors lieu, liant le provirus à l’ADN cellulaire. Les extrémités 5’ virales sont 34 alors modifiées et liées à leur tour à l’ADN, sans que l’action de l’intégrase sur ces mécanismes ne soit démontrée [39]. Une fois l’ADN viral intégré dans le génome cellulaire, la cellule peut rester infectée de façon latente, avec peu ou pas d’expression du virus, ou être infectée de façon productive pour le virus. Cette étape peut être contrôlée par l’activation cellulaire ; des données récentes suggèrent qu’un seuil critique fonctionnel du gène rev est nécessaire pour passer d’une lignée cellulaire monocytaire infectée de manière latente à une infection productive : la phase tardive, marquée par la formation de nouvelles particules virales [39]. c) Transcription des provirus Les LTR contiennent des signaux pour l’activation de la transcription (contrôlant le taux de transcription en fonction des facteurs viraux et cellulaires), la synthèse d’ARN, le recouvrement et la polyadénylation. Des séquences qui interagissent avec des facteurs cellulaires de la transcription sont présentes dans la région U3 des LTR [145]. Ainsi, le LTR pourrait déterminer la progression de la maladie en contrôlant la réplication des Rétrovirus dans des cellules spécifiques. Comme le LTR est répété dans les formes provirales des Rétrovirus, ils doivent supprimer l’extrémité 3’-LTR pour l’initiation de la transcription [145]. La transcription par l’ARN polymerase cellulaire, débutant à la région R de l’extrémité 5’LTR et se terminant en fin de région R de l’extrémité 3’-LTR (signal de polyadénylation), génère de nouveaux virions d’ARN [78]. Le LTR viral favorise et initie la transcription de différentes espèces d’ARN – ces ARN contiennent de nombreuses sites «donneurs d’épissage» et sites «d’acceptation d’épissage», qui permettent de produire différents ARNm par épissage. Au début du cycle viral, il n’y a que des ARN totalement épissés dans le cytoplasme. Quand la protéine Rev atteint un niveau seuil, il y a une nette augmentation de la production des ARNm épissés une ou plusieurs fois; leur transport est médié par cette protéine Rev. Ainsi, deux types d'ARN sont présents: l’un correspondant à la séquence complète de l’ARN génomique (ils représentent le génome des futures particules virales) et l’autre qui comprend l’ARNm codant pour différentes combinaisons des gènes gag, env et pol, dont la traduction au niveau des ribosomes cytoplasmique donne des protéines de structure et des enzymes (gag et pol) et des protéines d’enveloppe (env) [78 ; 145 ; 222]. d) Traduction Dans les cellules infectées, la synthèse des protéines rétrovirales a lieu dans le cytoplasme et est régulée de la même manière que la machinerie cellulaire de la cellule hôte. Des ARNm épissés sont utilisés pour la traduction de protéines d’enveloppe et différentes protéines accessoires. La traduction se fait par balayage ribosomal de l’ARNm. Le précurseur protéique transcrit depuis l’ARNm 35S inclut des protéines de structure et des protéines enzymatiques et est associé avec des polyribosomes libres, tandis que l’ARNm 22-24S code pour les protéines de l’enveloppe et est associé aux ribosomes liés à la membrane [145]. 35 Les protéines Env sont glycosylées dans le réticulum endoplasmique et l’appareil de Golgi. Après protéolyse par les enzymes de la cellule-hôte, elles sont transportées à la membrane cellulaire. Le précurseur de la protéine Env est clivé par une protéase cellulaire en SU et TM [78 ; 145]. Le même ARNm va permettre l’expression des protéines Gag et Pol. La majorité des traductions de cet ARNm conduit à la synthèse de la protéine Gag qui est clivée en protéines majeures dans les particules virales: MA (p17 pour le FIV), CA (p24 pour le FIV) et NC (p7 pour le FIV). Le ribosome se décalant d’un nucléotide au niveau d’un site spécifique à la fin de la séquence codante de gag, il va alors continuer la traduction de pol. Il en résulte une protéine Gag-Pol fusionnée, qui sera clivée lors de la maturation du virion [78]. Avec l’ARN viral, les précurseurs Gag et Gag-Pol commencent à assembler les nucléocapsides sur la face interne de la membrane cellulaire, débutant ainsi l’assemblage des particules virales. L’élaboration se poursuit avec la liaison des nucleocapsides aux protéines Env, déjà fixés dans la membrane plasmatique comme prolongements de cette dernière [78 ; 145]. e) Assemblage des virions: fin du cycle viral L’assemblage de la particule virale est initié par l’interaction du domaine NC du précurseur protéique Gag – via son motif en doigts de zinc – avec un signal d’assemblage (séquence d’encapsidation) dans l’ARN génomique. Le bourgeonnement a alors lieu, ce qui achève le cycle viral. La protéolyse des précurseurs protéiques est initiée durant l’élaboration des particules virales et poursuivie dans les particules nouvellement libérées via la protéase virale, mettant ainsi en place les conditions adéquates pour la transcription inverse, quand les virions seront pleinement infectants [39 ; 78]. 3. Mutation des rétrovirus a) Degré de variabilité des souches du FIV La réplication des Rétrovirus conduit à de nombreuses mutations nucléotidiques qui sont principalement liées à l’absence d’un mécanisme de relecture de l’exonucléase 3’ à 5’ par la transcriptase inverse. Ce taux d’erreur, commun à toutes les reverse transcriptase, joue un rôle d’autant plus important dans la diversité virale du FIV que celui-ci a un taux de réplication élevé. Alors que de nombreux loci peuvent supporter une mutation, d’autres, constituant les gènes codant des enzymes ou des protéines de structure, peuvent ne pas tolérer un haut degré de mutation si cela entraîne un blocage de la réplication ou de l’assemblage du virus. Ainsi, les gènes gag et pol sont typiquement plus conservés, comme certaines portions importantes de env, alors que d’autre régions du gène env, particulièrement celles codant pour les sites de liaisons aux anticorps, sont hautement variables; certaines protéines Env vont donc présenter des séquences d’acides aminés très variables – avec un maximum de 20% de différence entre les isolats [205]. La plus grande variabilité se situe au niveau des glycoprotéines d’enveloppe, l’analyse des séquences en acides aminés ayant montré des divergences de 9 à 14% entre les isolats européens et américains, et de 19% avec un isolat japonais. La variabilité est 36 concentrée dans certaines régions, séparées par des régions conservées. Dans les régions variables, la divergence peut atteindre 30% par rapport à une séquence consensus [189]. On parle de région variable ou région V des protéines Env pour des régions ayant une divergence de la séquence d’acides aminés de plus de 10% entre chaque protéine [205]. Huit à possiblement neuf régions V ont été identifiées dans les protéines Env du FIV [161]. Pancino s’était intéressé avec son équipe aux caractéristiques du gène env d’un FIV isolé en France. Les données de cette étude ont permis de construire un modèle schématique des glycoprotéines d’enveloppe du FIV. Neuf régions V ont ainsi été définies. Les deux premières régions V sont localisées dans le premier exon du gène rev et ne sont pas présentes dans la protéine Env mature, en raison d’un processus protéolytique. En revanche, les régions V3 à V6 sont dans la protéine de surface SU et V7 à V9 sont dans la protéine transmembranaire TM [205]. Cette possibilité de variation pour certaines régions du gène env favorise l’apparition de nouvelles souches, pouvant échapper au contrôle immun humoral ou cytotoxique; cette variabilité génétique peut aussi engendrer des variations de phénotype concernant le tropisme ou la cinétique de réplication virale [145]. Il y a aussi un pourcentage important de recombinaisons et de réarrangements génomiques entre des génomes de rétrovirus dans des cellules infectées par plus d’un virus. Délétions, duplications et inversions sont relativement courantes, mais la plupart sont probablement létales pour le virus. Ces variations sont supposées se produire durant la transcription inverse [145]. b) Sous-types du FIV Sodora et son équipe ont comparé les régions variables V3, V4 et V5 du gène env du FIV; il a montré que le FIV pouvait être séparé en 3 sous-types différents en fonction des séquences de glycoprotéines d’enveloppe. La divergence de 2 séquences à l’intérieur d’un de ces sous-types de FIV est de 2,5 à 15,0%, alors qu’entre 2 séquences de sous-types différents elle est de 17,8 à 26,2%. Cette étude, basée uniquement sur l’analyse phylogénétique des régions V3 à V5 du gène env, a permis de rapporter l’existence de 3 sous-types du FIV: A (Californie et Europe); B (Japon et Etats-Unis sans la Californie) et C (Colombie britannique) [259]. Bien que seulement quelques virus du sous-type B aient pu être étudiés, la diversité entre les sous-types A et B a été jugée nettement distincte. Les séquences du sous-type B ont proportionnellement moins de mutations modifiant les acides aminés, comparativement aux mutations silencieuses, ce qui suggère une adaptation à l’hôte plus poussée. La diversité des génomes du FIV au sein de chats infectés, individuellement, présente un taux de 3,7% [259]. Par la suite, différentes études ont permis d’ajuster le nombre de ces sous-types de FIV. Ainsi l’équipe du Dr Kakinuma a mis en évidence 7 isolats du FIV chez des chats domestiques séropositifs au Japon (Shizuoka, Yokohama, Sendai-1, Sendai-2, Fukuoka, Aomori-1, Aomori-2); les séquences nucléotides de leurs gènes gag et env ont été séquencées et comparées avec celles de FIV précédemment isolés en Europe et aux Etats-Unis, ainsi qu’une autre au Japon «TM2». Les analyses phylogénétiques des séquences du gène env ont montré que les isolats du monde entier pouvaient être classés en 3 sous-types: TM2 Japonais, Shizuoka japonais et les sous-types non japonais; avec 20% d’acides aminés différents entre 37 chaque. Cependant, les correspondances avec les sous-types précédemment établis (A, B et C) n’étant pas parfaites, cette étude a conclu à l'existence d'un quatrième sous-type (D) [133]. Puis, une étude de 1996, qui s’intéressait à 4 souches de FIV isolées en Argentine, a montré qu’un des isolats pouvait être regroupé avec le sous-type B, tandis que les autres formaient un autre groupe de FIV qui pourrait représenter un prototype de séquence pour un sous-groupe E [213]. L’ensemble de ces données permet de conclure à l’existence actuelle de 5 sous-types distincts du FIV, avec des localisations mondiales différentes, représentées sur la figure 5 [170 ; 265]: • FIV-A: Etats-Unis, Canada, Europe, Australie, Nouvelle-Zélande ; • FIV-B: Centre et Est des Etats-Unis, Canada, Europe, Japon ; • FIV-C: Etats-Unis, Canada, Europe, Nouvelle-Zélande, Taïwan, Vietnam ; • FIV-D: Japon, Vietnam ; • FIV-E: Argentine. Les sous-types A et B demeurent les plus rencontré de par le monde. Une découverte plus récente (réalisée par Reggeti et Bienzle en 2004), au Canada, a par ailleurs montré que des sous-types intermédiaires pouvaient se former par recombinaison de plusieurs sous-types présents dans une même région, créant ainsi possiblement de nouveaux virus avec des propriétés et une pathogénie différentes [235]. Figure 5: Répartition mondiale des différents sous-types de FIV D’après Hosie et al., 2009 [114] 38 B) Modalités de transmission du FIV 1. Transmission horizontale du FIV a) La salive La morsure est le mode de transmission naturelle le plus courant du FIV entre les chats [209 ; 285]. Yamamoto et son équipe ont isolé le FIV de la salive de 2 chats sur 5 chats infectés sains et de 5 chats sur 5 chats infectés malades et ont constaté qu’une simple morsure d’un chat infecté sur un chat FIV négatif était suffisante pour transmettre l’infection [285]. Il convient donc de s’intéresser plus particulièrement à la salive de ces chats infectés, ce que réalise Matteucci, dans une étude de 1993 [174]. Il compare les fréquences auxquelles le FIV peut être isolé de la salive, du plasma et des PBMC chez des chats infectés à différents stades de l’infection. Ainsi, le FIV a été isolé de la salive de 5 chats sur les 28 examinés, du plasma de 5 chats sur 29 et des PBMC de 26 chats sur 32 chats naturellement infectés [174]. Une semaine post-infection, les glandes salivaires étaient les seuls tissus non lymphoïdes à partir desquels le FIV a été isolé (il était présent dans tous les tissus lymphoïdes). Suite à des analyses PCR, il a été mis en évidence que le plasma filtré n’était positif que pour la présence d’ARN viral, alors que la salive et les PBMC contiennent à la fois de l’ARN viral et de l’ADN viral. L’isolement du virus dans les glandes salivaires a pu être réalisé dès la première semaine post-infection, suggérant qu’elles pourraient représenter un site important et précoce de migration et/ou de réplication du FIV. Et bien que des anticorps anti-FIV soient présents dans la salive des chats infectés, rien a permis de mettre en évidence que la salive des chats inhibait l’infectiosité du FIV [174]. Cependant le faible taux d’isolement du virus dans la salive indique que la quantité de virus infectant dans la salive est faible, ce qui pourrait expliquer le peu d'efficacité de la transmission du FIV dans la nature. Néanmoins, la salive contenant aussi bien de l’ADN que de l’ARN viral, cela suggère la présence de cellules infectées, de débris cellulaires et de virions libres. Il est possible de suspecter – comme pour le VIH-1 – une migration depuis les vaisseaux sanguins de lymphocytes et de macrophages infectés vers la cavité buccale [174]. Par ailleurs, la transmission du virus par toilettage ou par léchage des plaies ne peut être exclue, dans la mesure où la transmission expérimentale du virus par ingestion de sang infecté est possible [78]. Enfin, une étude d’Addie a mis en évidence la transmission du virus entre chats adultes sans qu’il y ait eu de traces de bagarre. On peut supposer qu’il s’agit d’une transmission horizontale via la salive au sein d’un groupe de chats partageant leurs gamelles ou se toilettant les uns les autres (au cours du faible temps de survie du virus à l’extérieur). Aucune autre explication n’a pour l’instant été trouvée [3]. b) La semence En 1995, sur 7 chats mâles infectés expérimentalement par le FIV (2 par voie orale, 5 après infection intraveineuse de leur mère en post-partum), la semence de 6 d'entre eux était FIV positive [129]. La source de FIV dans le plasma séminal est indéterminée. Les résultats de 39 cette étude ont montré que la fraction cellulaire du sperme des mâles infectés peut héberger le provirus du FIV. Cependant, ils suggèrent aussi que le nombre de copies du provirus est plus faible dans le sperme que dans le sang. Par ailleurs, la quantité du virus présente dans le fluide séminal et dans les cellules séminales n’est pas nécessairement concordante, cela pouvant être lié à des différences de sensibilité entre les tests utilisés (co-culture ou PCR) ou alors le virus présent dans le fluide séminal peut provenir de sources autres que les cellules séminales infectées, telles que l’épididyme, le canal déférent, la prostate, la glande bulbaire ou d’autres tissus tapissant le tractus génital. Les chats de cette étude venaient juste d’atteindre la maturité sexuelle (11-12 mois chez les chats domestiques) lorsque les prélèvements de sperme ont été réalisés et il est possible que la variation de l’expression virale y soit influencée par le stade de développement sexuel. Une nouvelle collecte a donc été effectuée à 24 mois (fluide séminal et cellules séminales), mettant en évidence que la semence de chats mâles matures sexuellement contient de l’ADN viral et le virus FIV. Un des 7 chats, qui ne présentait pas de provirus dans les cellules séminales 12 mois post-infection, est devenu positif 1 an après [129]. Néanmoins, la transmission par voie vénérienne naturelle n’a jamais été clairement démontrée et semble, somme toute, peu courante, malgré la présence de virus infectieux dans le sperme de chats infectés [21]. c) Les modes de transmission inhabituels Les transmissions expérimentales par voies vaginale, rectale et oro-nasale permettent le développement de l’infection par administration de lymphocytes T infectés ou avec des charges virales importantes; la transmission est cependant moins efficace par voie oro-nasale [185]. Enfin, la transmission expérimentale du FIV chez le chat est facile par voie parentérale, que ce soit avec des particules virales seules ou des cellules infectées [21]. Il a par ailleurs été montré que les cinétiques d’infection par le FIV diffèrent selon la voie d’exposition et selon la souche virale utilisée [32]. 2. Transmission verticale du FIV La transmission verticale du FIV peut se faire au cours de la gestation, lors de la mise bas ou en post-partum via l’ingestion de colostrum ou de lait infecté. Mais cette transmission chez les chats naturellement infectés est beaucoup moins fréquente qu’avec des chats infectés expérimentalement. Ainsi de nombreuses études – comme celle citée précédemment – n’ont pas réussi à mettre en évidence des signes sérologiques de transmission verticale du FIV et les enquêtes immunologiques menées dans les populations naturelles suggèrent aussi que cette transmission du virus est relativement rare. Cependant, dans un contexte expérimental, la transmission verticale du FIV se produit fréquemment, allant de 47 à 95%, selon la souche virale, la quantité inoculée et la conception de l’étude. La transmission verticale est plus efficace lorsque les femelles sont en phase aiguë d'infection lors de la gestation. L’infection chronique est souvent la norme lors de gestations dans le cas d’une infection naturelle par le 40 FIV et – en raison des faibles niveaux de virémie – les taux d’infection sont généralement faibles dans ces cas-là [140]. a) Transmission in utero ou lors de la mise bas La transmission in utero au cours du premier ou du deuxième trimestre est considérée comme rare dans les cas d’infections par le FIV ; les tissus (thymus inclus) et le sang fœtal testés en début de gestation sont habituellement négatifs. Une étude sur la transmission verticale du FIV a démontré que le taux d’infection augmente avec l’avancement de la gestation; en effet à 3 semaines de gestation, aucun fœtus ne présente d’infection, alors que 60% d’entre eux sont infectés lors du dernier trimestre [242]. Par ailleurs, des approches basées uniquement sur les paramètres sérologiques du fœtus ne sont pas efficaces lors d’infection latente. Ainsi, une mauvaise identification de ces chatons infectés peut conduire à une sous-estimation de la fréquence de transmission in utero du FIV [140]. Dans une étude de 1996 de O’Neil et al. portant sur des femelles gestantes infectées par le FIV, 25% des chatons nés par voie vaginale, de femelles chroniquement infectées, et n’ayant pas reçu de colostrum et de lait maternel, étaient FIV positifs à la naissance. Certains chatons, testés FIV négatifs à la naissance, sont devenus positifs à l’âge de 6 mois, aboutissant ainsi à un taux global d’infection de 50%. Le FIV a été isolé dans 40% des sécrétions des femelles infectées au moment du part; ce qui explique la possibilité de transmission par contact muqueux chez des chatons nés par voie naturelle [203]. Bien que les femelles de cette étude fussent infectées de façon chronique, la majorité d’entre elles a développé des signes cliniques liés à l’infection par le FIV au cours de la gestation. Il y avait alors une corrélation entre la faible quantité de LT CD4+ chez les mères (notamment lorsqu’il y a moins de 200 cellules par microlitre), l’ancienneté de l’infection maternelle et l’augmentation du taux de transmission verticale [203]. En conclusion, il est peu probable que ce mode de transmission joue un rôle important dans la dissémination du virus, l’infection naturelle in utero étant relativement rare, dépendante du stade d’infection de la mère. Les chats infectés in utero ou à la naissance ont tendance à présenter une évolution accélérée de la maladie et une diminution de la viabilité post-natale. L’arrêt du développement fœtal, avortement, mortinatalité, poids réduit à la naissance sont relativement fréquents chez ces animaux, comparativement aux chatons non infectés. De plus, le taux de mortinatalité est plus élevé au cours des 48h suivant la mise bas chez les femelles gestantes présentant des charges virales élevées. Lorsque l’infection survient tôt lors de la gestation, le nombre de chatons non viables est plus élevé (53%) que lors d’infection chronique (30%). Les données concernant la viabilité fœtale varient cependant beaucoup, non seulement d’une étude à l’autre, mais aussi selon la souche de FIV concernée [140]. Il est également rapporté que certains chatons FIV positifs (et PCR-positifs), nés de femelles infectées, développent une infection apparemment transitoire, avec diminution progressive – souvent à des niveaux indétectables – d’anticorps antiviraux, virus et provirus dans le sang périphérique. Cependant, le FIV reste détectable dans des tissus plus d’un an après l’infection. Ainsi, de petites quantités de virus peuvent demeurer dans ces tissus, mais être insuffisantes pour induire la production d’anticorps [5]. 41 b) Transmission verticale via le lait ou le colostrum de femelles infectées Le FIV a été isolé dans 77,8% des échantillons de colostrum et dans 36% des échantillons de lait des femelles infectées [249], confirmant la possibilité de la transmission de la maladie par l’ingestion de lait d’une mère infectée, via le déclenchement d’une infection par la muqueuse buccale. Une étude menée en 1994 par Sellon et son équipe [249] a permis de mettre en évidence que l’infection du FIV pouvait être transmise aux nouveau-nés via ingestion orale de lait contaminé. Quatre femelles atteintes d’une infection aiguë par le FIV ont allaité 16 nouveaunés en post-partum immédiat; parmi les 16 chatons, 10 ont développé une infection FIV. Par ailleurs, 5 nouveau-nés sur 11 auxquels on a administré des surnageants de culture du FIV ont également développé l’infection. Le FIV peut donc être expérimentalement transmis via le lait de femelle présentant une infection aiguë et l’administration par voie orale de FIV à des nouveau-nés provoque une infection. Par ailleurs, ces chatons qui ont développé l’infection avaient une plus grande quantité de LT CD4+ et Pan-T+ à la naissance que ceux qui sont restés sains – les analyses ayant été réalisées avant que les chatons ne soient exposés au FIV –, en revanche, il n’y avait aucune différence statistiquement significative en ce qui concerne la proportion de LT CD8+ et pas de différence du ratio CD4+/CD8+. On peut donc supposer que des différences dans le système immunitaire peuvent influer sur la sensibilité à l’infection par le FIV [249]. Il faut néanmoins souligner qu’on ne peut exclure une transmission de la mère au petit via le toilettage au cours des premiers jours de vie, par contact avec la salive infectée de la mère. Des études épidémiologiques, réalisées aux États-Unis et au Japon, suggèrent que ce mode de transmission est très efficace [293]. C) Epidémiologie du FIV et facteurs de risques [42] 1. Prévalence du FIV dans la population féline générale Le FIV a été observé à travers le monde chez des chats domestiques, des chats errants et des félidés sauvages. Sa séroprévalence dans les études aléatoires menées est faible chez les chats domestiques asymptomatiques (environ 1%), mais passe à 30% chez les chats domestiques malades (présentant notamment des gingivo-stomatites, des atteintes rénales, oculaires ou encore digestives) [145]. Dans une étude synthétique de Courchamp et Pontier, reprenant 59 études épidémiologiques (menées aux Etats-Unis, Canada, au Japon, à Taïwan, en Australie, en Nouvelle-Zélande, au Royaume-Uni, France, Italie, Pays-Bas, Finlande, Norvège, au Danemark, en Suisse, Allemagne, Hongrie, en Grèce et en Autriche, entre 1988 et 1994) et portant en tout sur 85529 chats domestiques présentés dans des cliniques vétérinaires, le taux d’infection globale chez ces chats est de 11,04%: si on estime à 4400 millions la population mondiale de chats, cela signifie qu’environ 44 millions de chats sont actuellement infectés (et plus encore si on considère que 10 à 15% des chats infectés sont séronégatifs) – il existe cependant un biais lié au fait que l’ensemble de ces données proviennent de cliniques vétérinaires: une très faible proportion de chats sont présentés chez des vétérinaires [42]. 42 2. Comparaison de la prévalence de l’infection par le FIV selon le sexe, la race et le mode de vie 1. Influence du sexe L’analyse des données de cette étude montre que les mâles sont plus souvent infectés que les femelles (2 à 3 fois plus de mâles infectés, selon Moraillon [189]). Les femelles sont cependant très infectées comparativement au faible nombre de bagarres qu’elles ont (notamment par rapport aux mâles), on peut supposer que la prévalence de l’infection chez les femelles serait liée au fait que les mâles les mordent dans le cou au moment de la reproduction, entraînant ainsi la transmission du virus, d’autant plus que les femelles peuvent se reproduire avec plusieurs mâles au cours d‘un seul œstrus [42]. La plus forte prévalence observée chez les individus stérilisés (mâles comme femelles) semble plutôt être due à des effets indirects. Sur l’ensemble des chats de ces 59 études réalisées dans différents pays, 45507 sur 85529 chats étaient stérilisés et étaient plus fréquemment infectés que les animaux entiers. Les mâles castrés ne participent plus aux parades, principales sources de bagarres et donc de morsures, mais ils conservent leur comportement de défense territoriale. Par ailleurs, beaucoup de chats castrés ont pu être infectés avant leur stérilisation. Il a également été montré que l’âge moyen et la médiane d’âges lors du décès étaient plus élevés chez les chats stérilisés que chez les chats entiers. La forte prévalence observée chez les chats stérilisés pourrait donc être lié à leur durée de vie plus longue [42]. 2. Âge des chats infectés En ce qui concerne l’âge des chats infectés, on observe d’abord une augmentation progressive du pourcentage d’infection avec l’âge puis une diminution de ce pourcentage; le point d’inflexion étant situé entre 6 et 10 ans. Les adultes sont plus souvent infectés que les chatons, probablement en raison de bagarres et de morsures plus nombreuses. Par ailleurs, la longue période de séropositivité entraîne naturellement une augmentation du nombre d’animaux infectés avec l’âge [42]. 3. Mode de vie Les chats vivant à l’intérieur sont moins fréquemment infectés que les chats vivant en extérieur, car ils se battent moins que ces derniers et sont plus rarement mis en contact avec des chats au statut inconnu. Ainsi, une étude menée aux Etats-Unis par Pedersen révèle que les taux d’infection semblent plus faibles en grande ville – où les chats sortent souvent moins – qu’en banlieue ou dans de plus petites villes [215]. 4. Influence de la race La race ou la répartition des chats dans les différents pays ne semblent pas avoir d’effet direct sur l’infection par le FIV. Il y a en effet des différences de prévalence importante du FIV entre les pays et même entre les continents, mais il est impossible de dire si ces différences sont liées à des différences dans les souches de virus, aux comportements des chats, à d’autres 43 facteurs ou à des échantillons non représentatifs. En ce qui concerne la race, les études montrent que les chats européens ont une prévalence pratiquement deux fois plus importante que celle des chats de race – à l’exception des siamois qui présentent une prévalence aussi importante que celle des chats européens; il faut cependant souligner que les chats de races sont plus souvent des chats d’intérieur comparativement aux chats européens. Les siamois quant à eux représentent une proportion importante de la population de chats domestiques (32% dans certaines régions de France). Aucune prédisposition génétique à l'infection n’a été mise en évidence [42]. De grandes différences de prévalence ont pu être observées entre des groupes d'animaux de différentes tailles; les plus faibles prévalences correspondant à des groupes de 2 à 5 individus (souvent des groupes de chats habitués les uns aux autres, donc pacifiques; le FIV étant peu contagieux, la transmission est alors faible). La structure du groupe est probablement un paramètre plus important que la taille du groupe en lui-même (âge, sexe, parenté étant des paramètres pouvant agir sur les interactions) [42]. Il faut cependant rappeler que pour ces études, il n’y avait aucun échantillon témoin et que tous ces chats provenaient de cliniques vétérinaires (biais de sélection). D) Les différents stades de l’infection virale par le FIV Ishida et Tomodo, sur la base des signes cliniques et de leur sévérité, ont proposé une classification, présentée dans le tableau 3, en 5 stades du déroulement de l'infection par le FIV [123 ; 189 ; 203]: 44 Tableau 3: Les différents stades de l’infection par le FIV D’après Moraillon et al., 1994 [189] Stade Dénomination Durée estimée I Primo-infection 2 mois II Portage asymptomatique 5 à 10 ans et plus III LPG (Lymphadénopathie Persistante Généralisée) Pré-SIDA ou AIDSrelated complex (ARC) SIDA Quelques mois ou années IV V Quelques mois ou années 1 à 6 mois Evénement Remarques signant le début du stade Syndrome Symptômes bien mononucléosique caractérisés dans les (nombreux formes expérimentales, lymphocytes mais rarement identifiés sanguins entrainant dans les formes une adénopathie, naturelles fièvre discrète, neutropénie transitoire) Retour à l’état Séropositif et asymptomatique potentiellement contagieux Apparition de la Stade rarement identifié LPG par le clinicien Infections Stades IV et V assez bactériennes et difficiles à distinguer en signes généraux pratique Aggravation Infections opportunistes et progressive du tableau clinique signes généraux graves 1. La primo-infection ou phase aiguë Dans certains cas, l’infection primaire est cliniquement silencieuse, mais plus généralement elle se manifeste par une atteinte passagère (1 à 4 semaines), et apparaît dans les premiers 3 mois suivant l’exposition [140]. Elle se manifeste par une lymphadénopathie généralisée, une fièvre discrète, une dépression, de l’anorexie et une neutropénie qui – chez quelques chats – peut permettre le développement d’infections bactériennes, mettant la vie de l’animal en danger. Une diarrhée aiguë, des conjonctivites, des dermatites, des gingivites et de faibles atteintes des voies respiratoires supérieures peuvent également être présents chez certains animaux. Quelques décès ont été rapportés, mais le lien direct avec le FIV n’a jamais été clairement établi. Comme ces manifestations précoces répondent souvent à un traitement symptomatique et antibiotique, leur étiologie virale échappe fréquemment au clinicien [11 ; 18 ; 33 ; 82 ; 173 ; 274 ; 292]. 2. La phase asymptomatique Après la disparition des signes cliniques associés à l’infection primaire par le FIV, l'infection demeure généralement inapparente pour une période prolongée. Chez des chats expérimentalement infectés, les altérations immunologiques et hématologiques permanentes 45 ne sont en général pas détectables avant 1,5 à 2 ans post-infection; et les manifestations cliniques de l’immunodéficience apparaissent plus tardivement encore [2 ; 11 ; 174 ; 274]. Une absence de signe clinique n’implique en revanche pas une latence virologique. En effet, le FIV peut être isolé des PBMC, du plasma et de la salive [174]. Bien que le taux de progression de la phase asymptomatique à la phase symptomatique – et finalement au SIDA félin – soit encore inconnu, il est clair que l’évolution de l’infection est lente, même si quelques rares chats ne connaissent pas de phase asymptomatique [21]. 3. Lymphadénopathie généralisée persistante Ce stade est caractérisé par une augmentation généralisée et durable des nœuds lymphatiques. De vagues signes de maladie, incluant des fièvres récurrentes, de l’anorexie, une perte de poids, ou des changements non spécifiques de comportements sont également presque toujours présents. En revanche, des surinfections bactériennes sont le plus souvent absentes [122 ; 216 ; 293]. 4. ARC (« AIDS-Related Complex ») ou pré-SIDA A ce stade, les chats présentent généralement des infections chroniques secondaires essentiellement de la cavité buccale et des voies respiratoires supérieures [21]. Les agents causant ces infections sont: des virus, dont le FeLV [293], le FeSFV [10], le calicivirus félin, le virus de la péritonite infectieuse féline [122], l’herpesvirus félin, le papillomavirus félin et le poxvirus ; des bactéries, incluant Staphylococcus sp., Pseudomonas sp. [122], Streptococcus canis [209], Yersinia pseudotuberculosis, Mycoplasma haemofelis, des mycobactéries non tuberculeuses [122] et d’autres bactéries aérobies et anaérobies [21 ; 122] ; des champignons, comprenant Candida albicans [122 ; 168], Cryptococcus neoformans [122 ; 164] et Microsporum canis [122 ; 168] ; des protozoaires, dont Cryptosporidiium sp. [122] ; des parasites, dont Toxoplasma gondii, Dirofilaria immitis, Demodex canis, Notoedre cati et Otodectes cynotis [21]. Une perte de poids sans émaciation marquée, une lymphadénopathie généralisée, de l'hyperthermie et des anomalies hématologiques (telles que lymphopénie, leucopénie, neutropénie) sont courantes. D’autres symptômes rapportés inclus des alopécies et du prurit. Des atteintes neurologiques, rénales et néoplasiques peuvent également être présentes chez une plus petite proportion de chats. La plupart des cas diagnostiqués comme ARC évolue au stade SIDA après quelques semaines [21 ; 123 ; 216]. 46 5. SIDA déclaré Ce stade a été observé chez 5 à 10% des chats infectés par le FIV, cliniquement malades et présentés chez un vétérinaire. Ils souffrent d’infections secondaires graves (listées précédemment) et, dans une moindre mesure, d’atteintes néoplasiques et neurologiques. Les tumeurs décrites chez les chats FIV positifs incluent les lymphosarcomes de différents grades [21], des fibrosarcomes [21 ; 122], des atteintes myeloprolifératives [21 ; 122], des tumeurs des mastocytes, des carcinomes spino-cellulaires, des adénomes et carcinomes divers, des oligodendrogliomes et des méningiomes [21]. Les anomalies neurologiques rencontrées chez les chats FIV positifs comprennent une altération du comportement, des convulsions, du nystagmus, de l’ataxie, des stéréotypies, des tremblements intentionnels, de la démence, une paralysie, des conductions nerveuses (moteur et sensitif) anormalement lentes, des altérations électroencéphalographiques, des anomalies à l’IRM, des anomalies du fluide cérébro-spinal et des anomalies histopathologiques [21]. Les infections, dont les principaux agents sont détaillés dans le tableau 4, sont souvent multiples et résistantes aux traitements. La plupart des chats présentent une perte de poids corporel marquée, une anémie sévère et une leucopénie. L'état général s’aggrave rapidement et, une fois le diagnostic est établi, le temps moyen de survie est en général inférieur à 1 an, en dépit des thérapies de support pouvant être instaurées [123 ; 216]. Tableau 4: Les principaux agents opportunistes rencontrés en phase SIDA chez le chat infecté par le FIV D’après Egberink et al., 1991 [62] - Shelton et al., 1990 [252] Cowpox virus Calicivirus félin Herpèsvirus félin FeLV Péritonite Infectieuse Féline (PIF) Pseudomonas BACTERIES Streptococcus canis Mycoplasma haemofelis Mycobactéries atypiques Toxoplasma gondii PARASITES Cryptococcus neoformans Demodex cati Notoedres cati Isospora felis Otodectes cynotis CHAMPIGNONS Candida albicans Trichophyton / Microsporum spp. VIRUS Tropisme cutané Tropisme buccal/respiratoire Tropisme respiratoire/oculaire Atteinte systémique Atteinte systémique Tropisme cutané (abcès) Tropisme cutané/auriculaire Atteinte systémique Tropisme cutané (abcès) Tropisme digestif /nerveux Tropisme nerveux Tropisme cutané/auriculaire Tropisme cutané/auriculaire Tropisme digestif Tropisme cutané/auriculaire Tropisme buccal/digestif Tropisme cutané 6. Espérance de vie et médiane de survie des animaux infectés par le virus de l'immunodéficience féline Hoffmann-Lehmann et son équipe ont infecté 15 chats sains expérimentalement par la souche virale FIV-Zurich2 à l'âge de 17 semaines. Par ailleurs, parmi ces chats, 5 sont infectés en 47 plus par le FeLV, sous-type A, 10 mois plus tard [110]. Au terme de l’étude, on aboutit à la courbe de la figure 6 : Figure 6: Courbe de Kaplan-Meier montrant les médianes de survie des animaux infectés par le FIV et/ou le FeLV D’après Hoffmann-Lehmann et al., 1997 [110] A la fin des 80 mois de suivi, tous les chats infectés par le FIV sont encore en vie contre 9/10 pour le groupe séronégatif. Par ailleurs, on note que pour les chats infectés par les deux Rétrovirus, la médiane de survie n'excède pas 40 mois post-infection, et au bout des 80 mois, 4 des 5 animaux de ce groupe ont dû être euthanasiés compte-tenu de leur état [110]. On retient de cette étude que la médiane de survie post-infection des animaux seulement infectés par le FIV ne diffère significativement pas de celle des animaux témoins, et que l'espérance de vie médiane de ces animaux est supérieure à 80 mois post-infection. En revanche, une double infection par le FIV et le FeLV diminue de manière significative la médiane de survie qui passe alors sous les 40 mois post-infection par le FIV et 30 mois postinfection par le FeLV [110]. On peut seulement regretter que les échantillons soient aussi restreints et que l'infection soit expérimentale. En effet, la souche expérimentale peut avoir, par culture cellulaire, perdu de sa virulence d'origine ce qui ferait surestimer les médianes de survie. Addie et son équipe ont publié, en 2000, le suivi sur 10 ans d'une population de 26 chats parmi lesquels circulaient le FIV, le FeLV, et le Coronavirus félin. Dans cette population, la médiane de survie des chats FIV positifs/FeLV négatifs est d'environ 51 mois après le diagnostic, avec une différence non significative avec le groupe des témoins (figure 7). Il faut par ailleurs noter que 5 des 12 chats FIV positifs/FeLV négatifs ont survécu au-delà des 10ans de l'étude. Cette médiane de survie passe à 17,5mois pour les FIV positifs/FeLV positifs. L'âge des chats à leur mort a par ailleurs été estimé ; l'âge médian des chats FIV positifs à leur mort était de 150 mois contre 103 mois pour les FIV négatifs (différence non-significative) et 86,5mois pour les FIV positifs/FeLV positifs (p<0,05) [3]. 48 Figure 7: Courbe de Kaplan-Meier montrant les probabilités de survie des animaux infectés et non infectés par le FIV D’après Addie et al., 2000 [3] Cette étude montre que la différence entre les médianes de survies des animaux séropositifs et séronégatifs pour le FIV ne devient significative que lors de co-infections par le FeLV. On note que cette médiane de survie est ici de 51 mois post-diagnostique avec une espérance de vie de 150 mois pour les chats FIV positifs/FeLV négatifs [3]. Elle tient par ailleurs compte d'un nombre d'animaux relativement important et couvre une période relativement longue de dix ans. Par ailleurs, les animaux sont infectés naturellement ce qui les rends représentatifs des animaux qui pourraient être amenés en consultation chez leur vétérinaire traitant [3]. En revanche, les animaux étaient en environnement clos et trois pathogènes différents (FIV, FeLV et péritonite infectieuse féline – PIF) circulaient dans les chatteries. On peut donc avoir du mal à attribuer certaines observations à l'un ou à l'autre des trois pathogènes. Enfin, une dernière étude a été publiée en 2013 par l'équipe australienne de Liern [154]. Cette étude est rétrospective et se base sur les animaux testés entre janvier 2005 et octobre 2009 au centre pour chats de l'université de Sydney. Les animaux inclus dans l'étude sont soit les animaux séropositifs non vaccinés qui sont considérés comme infectés, soit les séronégatifs ou les séropositifs vaccinés contre le FIV avec un résultat négatif en PCR qui sont considérés comme non-infectés. L'étude regroupe 75 animaux infectés et 231 animaux non-infectés. Les résultats sont rapportés ci-après dans la figure 8 [154]. 49 Figure 8: Courbe de Kaplan-Meier montrant les probabilités de survie des chats infectés et non-infectés pour un âge donné (A) et pour une durée après le test (B) D’après Liem et al., 2013 [154] A B De la même manière que les deux études précédentes, il n'y a pas de différence significative entre les deux groupes pour l'âge médian au moment de la mort (p=0,8) ou pour la médiane de survie après le test (p=0,4). On obtient pour cette étude un âge médian à la mort de l'ordre de 15 ans pour les deux groupes, et une médiane de survie après le test de l'ordre de 3 ans ½ [154]. Au bilan, toutes études confondues, il semble que l'infection par le FIV n'a pas d'influence significative sur l'espérance de vie ou sur les médianes de survie des animaux. E) Manifestations cliniques de l’infection par le FIV Nous allons aborder ici les symptômes qui peuvent être fréquemment observés par les cliniciens chez des chats infectés par le FIV, avec néanmoins des incidences variables selon les affections considérées, tel que le montre le tableau 5. 50 Tableau 5: Symptômes les plus fréquemment observés chez des chats infectés par le FIV et leur incidence moyenne exprimée en pourcentage D’après Egberink et al., 1991 [62] Symptômes Stomatite chronique/gingivite Perte de poids Lymphadénopathie Leucopénie/anémie Affection du tractus respiratoire supérieur Emaciation Affections cutanées Diarrhée chronique pourcentage 50 40 30 30 25 20 15 10 1. Atteinte des organes lymphoïdes a) Lymphadénopathie La lymphadénopathie associée à l’infection par le FIV est fréquemment observée durant la phase aiguë virémique. Elle apparaît en 3 à 5 semaines après inoculation expérimentale et peut persister des semaines voire jusqu’à 9 mois [292]. Aucune donnée n'est disponible sur l'apparition et la persistance de cette lymphadénopathie lors d'infections naturelles. Puis, on retrouve ces lymphadénopathies aux stades plus avancés de l’infection, notamment au stade de la lymphadénopathie persistante généralisée vue précédemment, puis pour les deux autres stades ultérieurs [21]. Les chatons nouveau-nés infectés in utero développent également une lymphadénopathie persistante plus importante [82]. Une étude de Del Fierro a montré que sur 9 chats infectés expérimentalement (21 à 22 semaines auparavant) par le FIV, tous présentaient une lymphadénomégalie dans la région des membres postérieurs et/ou antérieurs, 7 d'entre eux présentaient une augmentation des nœuds lymphatiques dans la région de la tête et, sur 3 de ces chats, une augmentation des nœuds lymphatiques du tractus digestif a été observée. Par ailleurs, le poids combiné des nœuds lymphatiques poplités gauche et droit était augmenté pour chacun de ces chats, comparativement à celui de 6 chats non infectés inclus également dans cette étude [49]. Brown et son équipe, en revanche, ont décrit une hypertrophie des nœuds lymphatiques uniquement sur 6 des 17 chats autopsiés naturellement infectés par le FIV, avec une atrophie des ganglions lymphatiques chez trois de ces chats et aucune anomalie pour les 8 autres cas (les ganglions lymphatiques examinés étant les sous-maxillaires, rétropharyngiens, préscapulaires, mésentériques et poplitées). Les anomalies observées à l'examen histologique correspondaient à une hyperplasie ou une involution [29]. 51 b) Lésions histologiques des nœuds lymphatiques Les nœuds lymphatiques considérés comme normaux présentent des follicules primaires de taille petite à moyenne et occasionnellement de petits follicules secondaires. Les régions paracorticales ne présentent pas de zones élargies de façon évidentes et sont parfois discontinues. Les veinules paracorticales sont doublées par un endothélium relativement fin et ont quelques lymphocytes en position intra-murale [238]. Lors d'atteintes par le FIV, on peut d'abord observer une lymphadénite avec hyperplasie folliculaire majeure, un pléomorphisme folliculaire, suivi aux stades plus tardifs d’une involution et une atrophie folliculaire progressives [209 ; 210]. Néanmoins, ces modifications ne sont pas spécifiques de l'infection par le FIV et peuvent être observées sur des chats sains [238]. Les différences entre des nœuds lymphatiques de chats sains et ceux de chats infectés sont notamment présentées par la figure 9. Selon certains auteurs, le degré de plasmocytose est une autre différence – voire la seule – entre les nœuds lymphatiques de chats sains et de chats atteints de FIV [209 ; 238]. La plupart des chats atteints ont un degré de plasmocytose modéré à sévère tandis que celui des chats sains est minime à faible. Cette différence peut être le fruit d'une infection durable, que ce soit par la présence d’infections intercurrentes ou la persistance de stimulation antigénique chez les chats infectés. Cela pourrait aussi résulter d'une anomalie dans la régulation de la prolifération ou de la différenciation des lymphocytes B. Rideout a par ailleurs établi un lien entre le stade clinique de l’infection par le FIV et les lésions histologiques des nœuds lymphatiques, ainsi leurs modifications peuvent avoir une valeur pronostique. En effet, les chats au stade ARC (« AIDS-Related Complex ») peuvent tout aussi bien présenter une hyperplasie qu’une involution de leurs nœuds lymphatiques, alors que ceux des chats au stade terminal présentent une involution voire une atrophie. Au stade de primo-infection, on observe essentiellement une hyperplasie des nœuds lymphatiques [238]. 52 Figure 9: Modifications histopathologiques des nœuds lymphatiques de chats infectés par le FIV (coloration hématoxyline et éosine ; grossissement ×25) D’après Bendinelli et al., 1995 [21] A : hyperplasie folliculaire exubérante avec une expansion folliculaire importante et irrégulière, observée dans la phase précoce de l’infection ; B : involution folliculaire avec une faible densité des centres cellulaires germinaux et une zone du manteau mal définie, observée dans les stades tardifs de l’infection . c) Analyse cytologique de ponction de nœuds lymphatiques lors d’infections par le FIV Les échantillons cytologiques de nœuds lymphatiques sains contiennent généralement beaucoup de cellules, dont 85 à 90% de petits lymphocytes, 5 à 10% de lymphocytes de taille intermédiaire et moins de 5% de lymphocytes de grande taille. Des érythrocytes peuvent également être observés, de même qu'un faible nombre de cellules plasmatiques, macrophages, éosinophiles, neutrophiles, mastocytes et mélanocytes [163]. La lymphadénopathie associée au FIV, sur un prélèvement cytologique de nœuds lymphatiques, est généralement caractérisée par une population hétérogène de lymphocytes, et une augmentation du pourcentage de plasmocytes et des lymphoblastes, aussi bien lors de primoinfection que sur des stades plus avancés. Dans les cas ambigus où les lymphoblastes prédominent, une biopsie excisionnelle de nœud lymphatique et un envoi en histopathologie sont conseillés, afin de ne pas confondre le FIV avec un lymphome [31]. d) Atteinte d’autres organes lymphoïdes Des modifications similaires peuvent se rencontrer dans d’autres organes lymphoïdes aux deux derniers stades de l’infection. Une hyperplasie folliculaire marquée de la rate peut être présente, avec un aspect pavimenteux, que l’on peut confondre avec une maladie 53 lymphoproliférative [31]. On peut aussi observer une hyperplasie au niveau des follicules lymphoïdes de l’intestin, mais aussi au niveau du foie et de la moelle osseuse, ou encore du thymus, des glandes thyroïdes, des reins et des yeux [33 ; 185]. J.A. Beatty et son équipe ont par ailleurs montré que les lymphocytes sanguins des chats infectés par le FIV avaient une moins grande capacité à proliférer en réponse à la présence d'agents mitogènes [16]. 2. Atteintes buccales: gingivites, stomatites Ces symptômes, illustrés notamment par la figure 10, très fréquents lors d’infection par le FIV, peuvent à eux seuls amener à envisager une suspicion et à effectuer un examen complémentaire de confirmation. Les gingivites peuvent survenir comme unique symptôme d’une infection au FIV [216 ; 293]. L'inflammation de la cavité buccale est associée à la fois à des stades précoces et tardifs d’infection par le FIV [216 ; 293]. Les gingivites des stades initiaux ont tendance à évoluer en périodontite, en cheilite et en stomatite, avec des lésions érosives, ulcéroprolifératives qui peuvent avoir une apparence hyperplasique pour devenir, au stade 4 (ARC), des infections progressives et chroniques de l’ensemble de la cavité buccale, incluant les gencives, le tissu parodontal, les joues ou la langue et parfois même les yeux (ces infections touchant au moins la moitié des chats au stade ARC). Cette stomatites débutent en général dans la région pharyngée et se propagent rostralement, surtout le long des dents maxillaires [216]. De nombreuses dents peuvent tomber naturellement ou nécessiter une extraction chirurgicale, en raison de la gêne occasionnée – anorexie liée à la douleur par exemple [216]. Les cas graves de stomatite entraînent donc une anorexie menant à une perte de poids importante, voire à de la cachexie [112]. A l’histologie, la muqueuse buccale est envahie par les plasmocytes et les lymphocytes, accompagnés par des degrés variables de cellules inflammatoires éosinophiliques et neutrophiliques. Ces données suggèrent que ce syndrome pourrait être dû à la dérégulation du système immunitaire suite à une stimulation antigénique chronique [150]. Ce type de stomatite n’est généralement pas retrouvé lors d’infection expérimentale du FIV sur des chats exempts d’organismes pathogènes spécifiques, ce qui suggère que l‘exposition à d’autres agents infectieux joue également un rôle [150]. Les lésions buccales observées dans les stades avancés sont souvent la conséquence des infections secondaires ou opportunistes [216 ; 293] et peuvent, de ce fait, répondre – au moins en partie –, à un traitement antibiotique et/ou anti-inflammatoire. Des enquêtes menées sur des chats atteints de stomatite chronique ont par ailleurs montré que l'infection par le FIV potentialise les signes cliniques d'une infection persistante par un calicivirus [138 ; 237]. 54 Figure 10: Parodontite sévère chez un chat infecté par le FIV D’après Sparkes et al., 1993 [262] 3. Atteintes du tractus digestifs Des entérites et des diarrhées associées au FIV ont été décrites chez près de 18% [293] à 25 % des chats infectés [207 ; 262], aussi bien lors de la phase aiguë de l’infection (diarrhées aiguës) qu’aux stades pré-SIDA et SIDA, mais leur mécanisme pathogénique n’est pas élucidée. Ces lésions accompagnent souvent une inflammation de la cavité buccale évoquée précédemment [94]. Les atteintes du tractus digestifs vont comprendre des entérites chroniques, des gastrites et, plus rarement, des atteintes hépatiques ou pancréatique [112 ; 207 ; 293]. Les analyses histologiques montrent des signes caractéristiques d'inflammation chronique des intestins ainsi qu'une atrophie sévère et diffuse des villosités intestinales, particulièrement marquée dans la partie inférieure de l’intestin grêle. De plus, les tissus lymphoïdes de la paroi intestinale sont souvent hyperplasiques [29]. 4. Néphropathies Des néphropathies ont été mises en évidences chez des chats atteints de FIV [31]. Cette atteinte rénale est fréquente; des signes cliniques de cette atteinte ont notamment pu être observés sur 9,3% de 700 chats infectés par le FIV dans une étude menée au Japon [122]. La pathogénie n’est pas encore élucidée. Les signes biologiques sont une protéinurie, de l’azotémie et une diminution de la densité urinaire. Poli et son équipe ont montré que sur 15 chats infectés naturellement par le FIV, 12 présentaient des altérations rénales à l’examen nécropsique, dont six consistaient en des lésions glomérulaires et tubulo-interstitielles, corrélées à une protéinurie (présente pour 10 des 14 chats, et qui était, pour 7 d'entre eux, supérieure à 1g/L) et à une insuffisance rénale [226]. De même, une étude réalisée par Hofmann-Lehmann, sur chats infectés expérimentalement par le FIV, a mis en évidence des taux élevés d’urée et de phosphore chez des chats FIV 55 positifs qui peuvent être associés à une dysfonction rénale accompagnée d’un taux de filtration glomérulaire diminué. Un examen plus attentif de la créatinine chez ces chats a également révélé un taux discrètement supérieur à la norme chez les FIV positifs à 43 mois post-infection [110]. De plus, une légère élévation de la lipase est rapportée, dès 9 mois après l’infection ; ces taux de lipase un peu plus élevés pourraient être le signe d’un début de dysfonctionnement rénal [110]. Une étude plus récente (2012) de Baxter et son équipe a également mis en évidence une protéinurie plus importante chez les chats domestiques infectés par le FIV comparativement aux FIV négatifs ; en revanche, il n’y avait aucune différence significative concernant la prévalence d’azotémie [15]. Les modifications cliniques de la fonction rénale s'accompagnent d'altérations histologiques dans les reins [53]. Ainsi, Poli et son équipe ont mis en évidence une hypertrophie des cellules mésangiales, pouvant parfois s'accompagner d’une hyperplasie de ces cellules et d’une glomérulosclérose ou d’une glomérulonéphrite [226]. La coloration au rouge Congo a montré la présence de dépôts amyloïdes périvasculaires et péritubulaires chez 5 des 14 chats infectés. Une corrélation entre la présence de dépôts amyloïdes, la protéinurie et l’altération de la fonction rénale montre que l’amyloïdoise rénale représente un facteur pronostic négatif [226]. Par ailleurs, les complexes immuns qui se déposent dans les glomérules rénaux chez les chats infectés par le FIV peuvent contribuer à la diminution du taux de filtration glomérulaire [110]. Poli et ses collègues ont tenté de mettre en évidence la présence du virus FIV dans les cellules rénales par détection de séquences d’ADN et d’ARN de la région gag du FIV (par PCR), et par détection de l’antigène p24 (par méthode immunohistochimique). L'étude suggère, en raison des importantes charges virales mises en évidence et de la présence de l’antigène p24 dans les cellules, que le virus se réplique dans les cellules rénales et peut avoir un rôle dans les lésions rénales observées chez les animaux infectés par le FIV [226]. Par ailleurs, dans la partie inférieure du tractus urinaire, des cystites d’origine bactérienne ou non peuvent également se développer et aggraver les symptômes rénaux [112]. 5. Syndrome de dépérissement Le dépérissement est un signe commun des stades terminaux chez les chats en phase de SIDA chronique, dont les mécanismes ne sont pas connus. Ce syndrome consiste en une perte de poids majeure et rapide, conduisant généralement ces chats à un état cachectique. Par ailleurs, les chatons (ou les petits infectés très précocement par le FIV) présentent un retard de croissance ou une chute dans la courbe de Gain Moyen Quotidien. Ces signes sont plus difficiles à mettre en évidence chez les animaux adultes, et nécessitent de comparer les individus à des témoins du même âge [31 ; 203]. 6. Atteintes oculaires Des uvéites [33 ; 160], des rétinites, des conjonctivites [94 ; 223 ; 293] ont été décrites chez des chats infectés naturellement et expérimentalement par le FIV. 56 L’uvéite est très majoritairement antérieure; la pathogénie n’est pas clairement démontrée mais une association entre ces uvéites et l'infection par le FIV a pu être mise en évidence. En revanche, il n'a pas pu être déterminé si la cause de ces atteintes oculaires était une action directe de l’agent viral ou des mécanismes indirects, tels que les infections secondaires, ou des désordres immunitaires, comme par exemple le dépôt d’immuns-complexes [160]. Une étude d’English a mis en évidence la présence d’uvéites antérieures chez 5 chats FIV positifs parmi neuf chats infectés et étudiés, uvéites qui étaient en général chroniques et contrôlées par l’administration de corticostéroïdes. Pour un des chats, il s’agissait d’une uvéite antérieure lymphocytaire plasmatique [66]. La choriorétinite est également beaucoup plus fréquente chez les chats infectés par le FIV que chez les chats sains [94]. Les glaucomes, avec ou sans uvéite concomitante, sont également associés à l’infection par le FIV [66]. Hormis ces observations, l’infection par le FIV peut aussi prendre la forme de rétinites et de conjonctivites. Aux stades tardifs, quelques lésions oculaires, peuvent être causées par d’autres agents lors d’infections opportunistes, en particulier par T. gondii [146]. Malgré le faible effectif de chats au sein de son étude, English recommande d’évaluer le statut par rapport au FIV de tout chat présentant des signes de maladie intra-oculaire et estime, par ailleurs, que, sur tout chat testé FIV positif, un examen oculaire approfondi devrait être réalisé [66]. 7. Atteintes du tractus respiratoire Des rhinites chroniques et, de façon générale, des infections du tractus respiratoire supérieur touchent fréquemment les chats atteints de FIV [285]. Des lavages bronchoalvéolaires ont permis de mettre en évidence une augmentation de la population des neutrophiles à l’examen cytologique chez les chats infectés, d’autant plus grave que l’infection est chronique [29]. Une réaction d’hypersensibilité au virus, des dépôts d’immuns complexes pourraient expliquer cette neutrophilie [98]. Cette neutrophilie est absente lors des 4 premiers mois d’une infection par le FIV et est plus prononcée lors d’infection de plus de 4 ans [98]. Le virus a été trouvé en faibles quantités dans les macrophages pulmonaires félins [158]. En revanche, les changements histologiques dans les tissus pulmonaires de chats infectés par le FIV ne sont pas majeurs. Une étude portant sur ces changements histopathologiques chez 16 chats infectés expérimentalement par le FIV a montré la présence d’une pneumopathie interstitielle chez 11 de ces chats [18]. Les lésions de 8 de ces 11 chats ont été considérées comme relativement discrètes. Une autre étude menée sur 17 chats a mis en évidence des anomalies histologiques variables et majeures chez seulement 4 de ces chats; chez 2 d’entre eux les lésions étaient dues à un traumatisme ou de parasitisme [29]. Il peut être intéressant de préciser que, chez les chats porteurs du FIV et infectés par Chlamydia psittaci, l'isolement de ce parasite est possible pendant une période plus importante que sur des chats non porteurs du FIV; de même, les signes cliniques persistent plus longtemps chez les chats FIV positifs [192]. En outre, des infections fongiques 57 pulmonaires sont fréquentes chez les chats infectés par le FIV, particulièrement à partir de la phase pré-SIDA, avec notamment une augmentation de l'incidence de Cryptococcus, Candida et Microsporum [71 ; 164 ; 225]. 8. Atteintes cutanées Les atteintes cutanées sont généralement de nature chronique lors d’infection par le FIV. Des abcès, de l’alopécie et des dermatites (notamment due à des Staphylocoques) sont fréquemment rapportés chez les chats infectés [72 ; 216], bien qu’en plus faible proportion que les atteintes précédemment évoquées. De plus, elles sont généralement accompagnées de l’atteinte d’autres organes. Les dermatites apparaissent dès la primo-infection ; des alopécies, du prurit et des surinfections peuvent être présents aux derniers stades (pré-SIDA et SIDA). On observe également que des infections suppurées du conduit externe de l’oreille sont plus fréquentes chez les animaux infectés que chez les sains. Par ailleurs, les atteintes auriculaires, chez ces chats FIV positifs, sont le plus souvent chroniques et peuvent être associées à des othématomes et des déformations de l’oreille [215]. 9. Symptômes nerveux Ils ne sont rencontrés que dans un faible pourcentage d’animaux atteints, et sont souvent typiques du stade final SIDA de l’infection. Néanmoins, ils ont été décrits parfois lors d’infections aiguës [57]. Ces troubles neurologiques semblent être dépendants de la souche infectante du FIV [230]; alors que les protéines d’enveloppe de certaines souches de FIV peuvent promouvoir la mort neuronale, celles de d’autres souches ont une toxicité négligeable [27]. Le FIV est néanmoins un lentivirus neurotrope et peut être associé à des pathologies nerveuses que ce soit lors d'infections naturelles ou expérimentales [57]; le virus pénètre dans le cerveau relativement tôt suite à l'infection: le virus et le provirus y ont été mis en évidence dans les premières semaines suivant une infection intraveineuse expérimentale [243]. Des lésions cérébrales peuvent survenir en l’absence d’infection massive ; des études réalisées chez des chats infectés par le FIV avec une fonction neurologique anormale ont révélé souvent des signes histologiques d’inflammation légère à modérée. Les analyses montrent la présence d’infiltrats périvasculaires de cellules mononucléées, des nodules gliaux, et une pâleur de la substance blanche. Ces lésions sont généralement localisées dans le noyau caudé, le mésencéphale et le tronc cérébral rostral [14]. Des altérations au sein des fibres nerveuses, de la démyélinisation, ainsi que des pertes neuronales ont été rapportées [1]. Une réplication active à la fois dans la substance grise et la substance blanche a été associée à des encéphalites liées au FIV [31 ; 91]. Le FIV peut infecter les astrocytes et les cellules de la microglie [57], mais n’infecte pas les neurones – bien que la mort neuronale puisse être associée à une infection par le FIV [230]. Le virus ainsi que les anticorps peuvent être détectés dans le liquide céphalo-rachidien [57]. Des études in vitro montrent que l’infection par le FIV peut altérer le métabolisme normal des cellules du système nerveux central, en particulier les astrocytes [14]. Une des fonctions les 58 plus importantes des astrocytes est de réguler le taux de glutamate extracellulaire (un neurotransmetteur excitateur majeur, qui s’accumule suite à l’activité neuronale). Or une quantité excessive de glutamate extracellulaire se traduit souvent par une toxicité et une mort neuronale. L’infection des astrocytes par le FIV peut inhiber de façon significative leur faculté à réguler le taux de glutamate, ce qui pourrait ainsi entrainer des dommages dans les cellules neuronales [250]. Par ailleurs, les taux de calcium intracellulaires semblent jouer un rôle essentiel et tout changement de ces taux de calcium peut conduire à un dysfonctionnement neuronal [177]; or, il a été montré que les macrophages des plexus choroïdes prolifèrent et libèrent des facteurs toxiques en réponse à l’infection par le FIV et que ces facteurs peuvent déstabiliser l’homéostasie calcique neuronale [28]. Les cellules de la microglie infectées par le FIV favorisent la migration des monocytes à travers les couches de cellules endothéliales [117]. Les modifications du liquide cérébro-spinal (LCR) rapportées chez des chats infectés par le FIV et présentant des signes d’atteinte neurologique comprennent une pléocytose et augmentation des concentrations d’IgG [57]. Des ARN viraux peuvent être détectés dans le LCR de certains de ces chats et suggèrent une infection du parenchyme [243]. Une proportion significative des chats infectés par le FIV présente des lésions du SNC, mais seuls 5 % de ces chats ont des symptômes cliniques [57]. Des manifestations neurologiques à la fois centrales et périphériques sont observées. Ces signes cliniques sont de la démence, des tremblements de la face [293], des comportements anormaux tel que le léchage de babines et la marche automatique, des convulsions, des paralysies, notamment du train arrière, perte du contrôle des sphincters urinaires et anaux, et un nystagmus [57], mais aussi un retard des réflexes photomoteurs (vitesse de conduction spinale et périphérique diminuée), une anisocorie, une altération des potentiels auditifs et visuels évoqués et des troubles du sommeil, à savoir la diminution de sa durée [223]. Si les symptômes peuvent donc provenir d'un effet direct du virus sur le système nerveux central, moins fréquemment, ils peuvent être la manifestation d'infections opportunistes comme la toxoplasmose [105]. 10. Néoplasies L’infection par le FIV s’accompagne fréquemment du développement de tumeurs, dont les causes sont diverses, mais mal connues. L’incidence de ces tumeurs est relativement faible : moins de 10% des chats infectés dans la plupart des études [216 ; 293], ce qui est un facteur limitant pour la recherche vis-à-vis de la pathogénie de ces tumeurs. Néanmoins, il a été estimé que les chats infectés par le FIV étaient cinq fois plus susceptibles de développer un lymphome ou une leucémie que les chats non infectés [34 ; 225]. a) Types tumoraux et pathogénie Une corrélation positive existe entre l’infection par le FIV et le développement de certaines tumeurs, dont les lymphomes - particulièrement les lymphomes de type B de haut grade –, 59 ainsi que les tumeurs myéloïdes, les sarcomes et certains carcinomes comme le carcinome épidermoïde [119 ; 216]. Callanan et ses collègues ont démontré en 1996 l’absence d’ADN proviral dans ces tumeurs, ce qui suggère un rôle indirect du virus sur la pathogénie tumorale [34]. Ainsi le FIV pourrait augmenter l’incidence de cancer en diminuant les mécanismes d’immuno-surveillance des tumeurs ; il pourrait favoriser le développement de la tumeur par des effets immunostimulants ; il pourrait nuire au contrôle immunitaire de l’infection par le FeLV; ou encore, il peut permettre à d’autres agents cancérigènes d’être activés [94]. J.A. Beatty et son équipe ont mis en évidence un aspect du dysfonctionnement immunitaire qui peut potentiellement avoir un rôle sur le développement d'un lymphome chez ces chats infectés: l'hyperactivité des cellules B; ils ont ainsi trouvé des concentrations plasmatiques augmentées d'IgG et d'IgA chez les 2 chats FIV positifs de leur étude, ayant – suite à l'infection – développé un lymphome [17]. Il est possible que le FIV induise une activation des tissus lymphoïdes engendrant une hyperplasie folliculaire [238], une hypergammaglobulinémie et une augmentation des concentrations sériques en cytokines [33], et ainsi faciliter une transformation des lymphocytes B en cellules malignes, ce qui expliquerait la forte incidence de lymphomes, majoritairement de type B [34]. Le FIV ne jouerait pas de rôle direct dans le développement de lymphomes chez les chats infectés [67]. Cependant, une étude a montré que la prévalence de chats infectés par le FIV dans une cohorte de chats ayant développé un lymphome était de 50% [77], ce qui est beaucoup plus élevé que la prévalence du FIV dans une population de chats sans lymphome, et l’ADN proviral du virus FIV inoculé expérimentalement sur un chat a été retrouvé dans un lymphome développé 6 ans après, indiquant la possibilité d’un rôle oncogénique direct et occasionnel du FIV chez certains animaux [17 ; 53]. Une analyse supplémentaire a indiqué que le site d’intégration du FIV était situé sur un gène conservé du chromosome félin B3 et a abouti à l’insertion d’un promoteur et à la troncature de ce gène. Ainsi, la localisation de l’insertion du FIV pourrait entraîner une dérégulation des mécanismes oncogéniques [53]. b) Epidémiologie et localisation des tumeurs Selon Hutson et son équipe, les tumeurs des chats infectés par le FIV apparaissent plus fréquemment sur des chats de plus de 6 ans, avec une légère prédisposition sexuelle des mâles. Par ailleurs, l’âge de l’animal est en correspondance avec le type de néoplasie. On retrouve ci-dessous les localisations préférentielles de ces tumeurs, et l’âge d’atteinte des animaux, tirés de cette étude [119]: - Les tumeurs de la moelle osseuse touchent les chats de 4 ans d’âge moyen, qui sont plus fréquemment co-infectés par le FeLV ; - La localisation des lymphomes sont les nœuds lymphatiques mandibulaires et mésentériques, le foie, les reins et la région péri-orbitaire. Ils touchent les chats âgés en moyenne de 8 ans. Ceci peut s’avérer intéressant pour différencier les lymphomes induits par 60 le FeLV qui touchent majoritairement les chats de moins de 5 ans, et sans prédisposition sexuelle des mâles ; - Les carcinomes épidermoïdes sont situés sur la face, notamment sous la langue et au niveau des mandibules, et touchent les chats de 12 ans en moyenne. 11. Endocrinopathies Dans une enquête menée sur 826 chats naturellement infectés par le FIV et examinés dans hôpitaux vétérinaires d’enseignement en Amérique du Nord, des endocrinopathies ont été décrites comme des symptômes relativement fréquents associés au FIV, telles que l’hyperthyroïdie et le diabète sucré [154]. 12. Agents de co-infection avec le FIV Les cellules félines peuvent être co-infectées in vitro par tous types de rétrovirus félins connus : FeLV (Oncornaretrovirinae), FeSV (Spumaretrovirinae). En culture, ces cellules coinfectées vont exprimer quelques-uns ou tous ces rétrovirus simultanément ; il n’est donc pas surprenant que des chats puissent également être co-infectés dans la nature ou expérimentalement avec n’importe lequel de ces agents [144 ; 122]. L’infection par le FeLV a tendance à se produire plus précocement dans la vie des chats que celle par le FIV, avec plus de la moitié des chats infectés avant l’âge de 5 ans [113] ; alors que comparativement l’infection par le FIV a tendance à se produire chez des chats de plus de 5 ans. L’infection par le FeSV augmente progressivement à partir de l’âge de 6 mois et continue d’être de plus en plus importante avec l’âge, de façon relativement similaire au FIV. a) FeLV : « Feline Leukemia Virus » (virus de la leucose féline) Environ 1/6è à 1/3è des chats infectés par le FIV en Amérique du Nord, au Japon, en France et aux Royaume-Unis sont co-infectés par le FeLV. La plupart des études indiquent que les infections par le FIV et le FeLV sont acquises indépendamment l’une de l’autre [122 ; 293]. L’atteinte clinique est plus sévère. Les chats co-infectés avec le FeLV sont diagnostiqués plus jeunes que ceux infectés par le FIV uniquement, ont des signes cliniques plus graves et meurent plus précocement [122]. Moraillon a découvert que seulement 0,63% des chats cliniquement sains étaient co-infecté, contre 19,9% des chats malades [189]. Pedersen et son équipe ont mis en évidence que des chats infectés par le FeLV auxquels on inocule expérimentalement le FIV développent un premier stade d’infection par le FIV bien plus sévère que les chats FeLV négatifs et environ la moitié d’entre eux sont morts en 10 semaines. Suite à la récupération, après le premier stade de l’infection par le FIV, ils ont montré que les chats co-infectés présentaient une inversion du ratio CD4+/CD8+ plus importante et étaient significativement plus leucopéniques que les chats infectés uniquement par le FIV ou par le FeLV. Ces chats avaient par ailleurs des niveaux considérablement plus 61 importants d’ADN et d’ARN du FIV dans leurs tissus, comparativement aux chats infectés par le FIV seul. A l’inverse, l’expression du FeLV n’était pas régulée à la hausse par la coinfection avec le FIV [216]. Le FeLV et le FIV peuvent aussi agir en synergie et engendrer ces types tumoraux : selon une étude de Hutson et ses collègues, 33 % des chats qui présentent un de ces types tumoraux ont une co-infection FIV/FeLV [119]. b) FeSFV : « Feline Syncytium-Forming Virus » (virus syncitial félin) Yamamoto et son équipe ont mis en évidence qu’il y avait un lien prononcé entre les infections par le FIV et celles par le FeSFV : 74% des chats infectés par le FeSFV dans le groupe à haut risque l’était aussi par le FIV, comparativement à un taux de 38% d’infection par le FIV chez les chats non infectés par le FeSFV (lien plus important qu’avec l’infection par le FeLV) [293]. Cependant, contrairement à ce qui a pu être observé avec le FeLV, il ne semble pas qu’il y ait de synergie de co-infection entre les deux virus ; la prévalence importante des deux virus étant vraisemblablement plus liée à un mode contamination commun (morsure) [296]. II) Manifestations biologiques de l’infection par le FIV A) Evolution des paramètres biochimiques Une étude rétrospective allemande de 2009 s'est attachée à chercher des modifications biochimiques chez les chats infectés par le FIV. Cette étude a consisté, dans un premier temps, à rechercher tous les chats présentés à l'Hôpital Universitaire Vétérinaire Louis Maximillien de Munich entre 1997 et 2002 et pour lesquels un test FIV et/ou le FeLV avait été réalisé. Cela représentait 3780 animaux. Le test était réalisé au moyen d'un kit commercial ELISA soit le SNAP Combo Plus d'IDEXX, soit le Petchek Plus Anti-FIV. Les animaux n'étaient considérés comme séropositifs que lorsque deux tests consécutifs identiques s'avéraient positifs ; ceux pour lesquels seul le premier était positif sont considérés comme séronégatifs [85]. Parmi les paramètres testés, certains se sont révélés significativement moins élevés chez les chats séropositifs. C'est le cas des Aspartate Amino Transférases, des Glutamate DésHydrogénases et la glycémie. Pour la glycémie, l'équipe de Gleich et Hartmann propose une double explication : d'une part, par la construction de l'étude, les animaux du groupe témoin regroupe des animaux consultant pour toute sorte de pathologie, incluant un nombre non-négligeable de chats diabétiques susceptibles de biaiser le résultat. En outre, une autre explication peut être faite en envisageant une réponse inadéquate au stress chez les chats séropositifs. Au cours d'un stress, comme une hospitalisation ou une prise de sang, un chat sain relargue du cortisol et de la noradrénaline qui vont déclencher une hyperglycémie associée à une lymphopénie [85]. A l'opposé, les chats séropositifs pour le FIV présentaient des concentrations plasmatiques de protéines totales significativement plus élevées (médiane de 82g/L contre 76,2g/L pour le 62 groupe témoin avec p<0,001) associées à des gammaglobulines en concentrations plus importantes (médiane de 19,5g/L contre 13,8g/L pour le groupe témoin avec p<0,001) [85]. D'autres études réalisées sur des animaux sains montrent la même hyperprotéinémie par hypergammaglobulinémie [2]. Cette dernière ne peut donc pas s'expliquer uniquement par la stimulation immunitaire de pathogènes autres que le FIV. De même que pour le HIV, les protéines du FIV agissent comme des super-antigènes qui stimulent l'activation spécifique et non spécifique des lymphocytes B. Il a même été montré chez l'homme une corrélation entre la durée de l'infection et la concentration plasmatique en gammaglobulines chez les patients en phase précoce de l'infection [2]. Une étude similaire menée sur 520 chats testés dont 75 séropositifs pour le FIV montrait une différence significative entre les chats infectés et les séronégatifs pour l'albumine avec une médiane à 29,7g/L pour les premiers et 32,5g/L pour les seconds (p=0,022). Cette diminution de l'albumine associée à une hyperprotéinémie (40% des animaux infectés) donnait des rapports A/G diminués. De plus, on observe une natrémie significativement plus élevée chez les infectés avec une médiane de 155,8mmol/L contre 148,7mmol/L chez les animaux contrôle avec p<0,001. Cette hypernatrémie relative peut s'expliquer par des pertes de fluides au cours de diarrhées, de vomissements, de défaut d'absorption d'eau, ou d'épisodes fébriles. Il faut noter que la différence entre les deux lots peut aussi venir de ce que les animaux témoins étaient souvent en hyponatrémie (62,1% contre 28,6% pour les infectés avec p>0,001) [154]. Une autre étude plus ancienne se proposait, sur des animaux expérimentalement infectés par le FIV, d'étudier l'évolution des paramètres biochimiques sur une durée de 80 mois. 10 chats séronégatifs pour le FIV ont été infectés à l'âge de 17 semaines, par voie intra-péritonéale, par un virus FIV de souche ZURICH 2 [110]. Leur statut vis-à-vis du FIV est déterminé par la recherche d'anticorps spécifiques par ELISA et par Western Blot, ainsi que par l'isolement du virus à partir de lymphocytes sanguins. Un groupe de 10 chats séropositifs est alors confronté à 10 chats séronégatifs. L'étude de l'évolution des paramètres biochimiques montre quelques différences significatives entre les deux groupes d'animaux. Tout d'abord, contrairement à l'autre étude, la glycémie est plus élevée chez les chats séropositifs que chez les autres avec une significativité de ce phénomène maximale à 56 mois post-infection (médiane de 6,3mmol/L pour les séropositifs contre 5,3mmol/L pour les témoins avec p=0,0052). Pour la protéinémie, les résultats concordent avec l'étude précédente puisque les séropositifs en ont une concentration plasmatique significativement supérieure à 19, 56, 73, et 79 mois associée à une gammaglobulinémie significativement supérieure aux témoins aux mois 19, 30, 43, et 56 post-infection. De la même manière, le phosphore, l'urée, la créatinine, les triglycérides, et le sodium sont plus élevés chez les chats infectés par le FIV. En revanche, le cholestérol est significativement en plus grande concentration dans le groupe témoin avec à 56 mois une médiane de 9,4mmol/L contre 8,1mmol/L chez les séropositifs et un p=0,0453 [110]. Cette fois, l'augmentation de la glycémie chez les séropositifs est interprétée comme pouvant être la conséquence d'un hypermétabolisme associé à une hypercortisolémie basale que l'on peut retrouver lors d'infection par le VIH. Pour l'augmentation de la gammaglobulinémie, les auteurs s'accordent à dire qu'elle est due à l'activation polyclonale des lymphocytes B de la réponse immunitaire à médiation humorale. De plus, il est à noter que cette différence perd sa significativité après 56 mois post-infection du fait de l'augmentation de l'écart-type entre les animaux du groupe des séropositifs ; ce phénomène peut être interprété comme le commencement de la baisse d'activation des lymphocytes B et la progression de quelques animaux vers la phase suivante matérialisée par la suppression immune. Notons également qu'Ackley en 1990, a démontré que, entre 24 et 28 63 mois, si les gammaglobulines sont significativement augmentées chez les animaux infectés par rapport aux animaux sains, les concentrations sériques d'IgA et d'IGM ne sont pas significativement affectées par l'infection par le FIV [2]. Concernant les paramètres cholestérol/triglycéride, les résultats obtenus dans cette expérience sont concordants avec les observations faites chez les patients humains infectés par le VIH ; en effet, on observe chez eux une altération du métabolisme lipidique, déjà lors de la phase asymptomatique de l'infection. Ces altérations du métabolisme lipidique seraient liées à l'environnement de cytokines particulières comme le TNF-α, l'IL-1, et les Interférons [89 ; 90 ; 110]. Enfin, les résultats montrent une élévation du phosphore sanguin qui peut être due à un changement dans les quantités de phosphore ingérées puisqu'elle survient quelque peu après le changement d'aliment. Elle peut également venir des conditions de manipulation comme l'hémolyse des échantillons mais le protocole expérimental permet d'éliminer ces causes. De plus, on remarque que l'urée et la créatinine augmentent également significativement à partir de 43 mois post-infection. Ces changements, bien que sub-cliniques, montrent une altération fonctionnelle du rein, ce qui concorde avec des observations précédentes sur des chats infectés naturellement présentant des gloméruloscléroses diffuses ou autres glomérulonéphrites. Ces phénomènes peuvent d'ailleurs être corrélés avec des dépôts glomérulaires d'immuns complexes qui altèrent in fine son fonctionnement [110]. Tous ces résultats sont à prendre avec précaution compte-tenu de la taille limitée des différents groupes. En effet, même en présence de résultats significatifs, cette limite de l'étude décrite ci-dessus et le manque de puissance statistique qui en découle, nécessiterait de confirmer ces conclusions par une étude sur des cohortes plus importantes. B) Paramètres immunologiques et cytokines Linenberg et son équipe ont étudié l'influence de l'infection par le FIV sur les sécrétions de 19 cytokines, en cherchant à quantifier les ARNm de ces molécules par RT-PCR quantitative [158]. En effet, des études de Lawrence et Kraus avaient montré que les animaux infectés par le FIV avaient une augmentation diminuée d'IL-2 dans les stades tardifs de SIDA déclaré et, à l'inverse, une augmentation de leur production d'IL-1, d'IL-6 (cytokine pro-oncogénique), et TNF-α [142 ; 147]. Dans cette étude, Linenberger et son équipe montrent qu'il y a une spécificité de souches virales : pour certaines souches, on observe une augmentation d'IL12p40, de 2 à 4 fois du M-CSF (facteur de stimulation des colonies de macrophages), de 4 à 64 fois du GM-CSF (Facteur de stimulation des granulocytes et macrophages), et de 16 à 500 fois du SCF (Stem Cell Factor). Pour la souche FIV-5122 seulement, on observe une augmentation des niveaux de TNF-α, et de MIP-1α qui sont des inhibiteurs de l'hématopoïèse [158]. Ces études définissent les modifications de l'environnement en cytokines des progéniteurs hématopoïétiques tant de la lignée érythrocytaire que des différentes lignées leucocytaires. Ces modifications vont être à l'origine d'une partie des modifications fondamentales de la formule sanguine qui seront observées au cours d'une infection par le FIV. 64 C) Evolution de la formule sanguine 1. Lignée érythrocytaire La proportion de chats considérés comme anémiés, parmi les chats infectés par le FIV, varie selon les études de 5,9% [154], à 16% [85] et même 31% [252] avec une incidence augmentant au fur et à mesure de l'évolution (étude sur 53 chats). Ceci correspond à ce qu'on connaît chez l'homme, avec 15% des séropositifs pour le VIH présentant un hématocrite inférieur à 40% [187]. Dans une étude de Lombardi, l'anémie est associée à une hyperplasie du tissu érythroïde de la moelle osseuse chez 2 des 10 animaux, dont l'une est liée à une hémolyse, et l'autre à une érythropoïèse inefficace. Malgré ces observations, il n'a pas été prouvé que le FIV infecte les progéniteurs érythroïdes (CFU-E et BFU-E), et ni leur nombre, ni leur dynamique ne sont affectés, renforçant l'hypothèse d'une action des cytokines sur ces progéniteurs [157]. Ainsi, l'infection par le FIV de certaines souches est responsable de l'augmentation de la synthèse et de la sécrétion de TNF- α et de MIP-1α qui sont des inhibiteurs de l'hématopoïèse. 2. Lignée mégacaryocytaire S'il n'y a pas de différence significative sur la lignée plaquettaire entre les animaux infectés par le FIV et les autres, 11% tout de même des infectés présentent une thrombocytopénie dans l'étude de Gleich et Hartmann décrite plus haut [85]. On peut noter que déjà dans une étude plus ancienne réalisée sur 12 chats infectés expérimentalement à l'âge de 8 à 12 semaines, 41,6% des chats infectés ont développé une thrombocytopénie transitoire dans les 10 premières semaines post-infection [70]. 3. Lignée leucocytaire Les principales anomalies hématologiques recensées chez les chats infectés par le FIV sont une leucopénie par neutropénie, et une lymphocytose ou une lymphopénie selon le stade d'avancement [11 ; 66 ; 85 ; 110 ; 154 ; 155 ; 252]. a) Neutrophiles Déjà observée dans les premières études sur le FIV, la neutropénie associée à une fièvre et/ou une lymphadénopathie modérées intervient [2 ; 252]. Dans une première étude, une neutropénie est observée chez 26% des chats infectés par le FIV contre 9% chez les non-infectés (p<0,0001), et ce chiffre atteint 38,5% dans une seconde étude, sans différence significative avec le lot témoin constitué d'animaux consultant pour d'autres raisons [85]. Cette neutropénie, selon les études, apparaît entre 4 et 10 semaines post-infection et persiste de 1 à 18 semaines. Barlough et son équipe ont observé une leucopénie par neutropénie sur 15 chats infectés expérimentalement par un virus de souche Petaluma [11]. 65 Au cours d'une infection chronique, une étude de Mandell relève, chez la moitié des six chats inoculés par voie intrapéritonéale par la souche Petaluma, une neutropénie significative en phase aiguë de la semaine 4 à la semaine 15 post-inoculation ; cette neutropénie précoce est associée à une hyperplasie médullaire modérée et semble plus sévère chez les chatons infectés précocement [165]. Cette étude met également en évidence une éosinopénie précoce presque superposable à la neutropénie précoce. Cette éosinopénie est retrouvée dans certaines études sur le HIV. Elle serait due au fait que les éosinophiles possèdent le récepteur du rétrovirus. Une neutropénie intermittente survient également à partir de la semaine 50 post-infection avec des variations individuelles, puis en fin d'évolution suite à l'apparition de maladies opportunistes [169]. En résumé, on observe une leucopénie par neutropénie précoce, puis un retour à des valeurs physiologiques pendant la phase asymptomatique, avant une nouvelle chute des neutrophiles en phase tardive de Pré-SIDA et de SIDA. b) Lymphocytes Shelton, dans une étude publiée en 1990 sur 53 chats infectés naturellement par le FIV, rapporte que 53% de ces chats présentaient une lymphopénie, dont 58% chez des chats en phase d'ARC (AIDS Related Complex, ou Pré-SIDA) et 70% en phase de SIDA déclaré. Cette étude est à relativiser en raison du peu de chat inclus dans l'étude, de l’absence de comparaison avec un groupe témoin, et des agents de co-infection puisque 18 des 53 chats de l'étude présentaient également une infection par le FeLV [252]. Dans l'étude de Gleich et Hartmann en 2009, il y a une différence significative du nombre brut de lymphocytes entre les chats infectés et les chats non infectés (p=0,01<0,05). Ils observent de plus une lymphocytose chez les chats infectés. Ainsi, 21% des séropositifs pour le FIV sont en lymphocytose contre 10% chez les séronégatifs (p=0,0053). Le point fort de cette étude est la taille des échantillons. En revanche, il n'est fait aucune différence entre les stades de progression de l'infection. De plus, les animaux contrôle sont pris parmi des animaux consultant dans un hôpital vétérinaire : on peut se demander si leur immunité est représentative des animaux non infectés par le FIV [85]. Pour faire la part des choses entre les différents stades de l'infection, l'équipe de Barlough a infecté 15 chats avec la souche de FIV Petaluma et a comparé leurs paramètres sanguins sur 42 mois avec ceux de 15 chats témoins sains de toute pathologie, en distinguant une période précoce (moins de 10 mois post-inoculation) et une période tardive (à plus de 25 mois postinoculation) [11]. A moins de 10 mois post-inoculation, ils observent une leucopénie par neutropénie comme détaillé plus haut, mais pas de différence significative dans le pool lymphocytaire avec le lot témoin. Après 25 mois post-inoculation, ils ne trouvent plus de différence significative de la formule leucocytaire chez les animaux infectés. En revanche, si on ne peut plus définir de différence significative dans le nombre de cellules lymphocytaires après 25 mois post-inoculation, cette même étude note que la stimulation par la Concavaline A (un mitogène des lymphocytes) ou par des peptides immunogènes déclenche une réponse significativement très diminuée chez les animaux infectés par le FIV par rapport aux animaux sains. Il est à noter que cette étude considère une phase tardive en termes de temps postinoculation, mais aucun des animaux n'a montré de signe clinique de phase Pré-SIDA ou SIDA déclaré. On peut donc dire que, si les observations faites à moins de 10 mois postinoculation peuvent être associée à la phase précoce de l'infection, les observations faites à plus de 25 mois sont à relier à la phase asymptomatique [11]. 66 Par ailleurs, pour essayer de couvrir les stades tardifs de l'infection par le FIV, Mandell et son équipe ont infecté expérimentalement 6 animaux, par la même souche de virus que l'étude précédente, et les ont suivis sur une période de 100 semaines. Ils ont observé une lymphocytose précoce significative autour de la semaine 20 pos-infection, sans pour autant couvrir les stades tardifs d'évolution de la maladie [169]. En résumé, les études s'accordent à dire que l'infection par le FIV se traduit par une phase de lymphopénie tardive au stade de Pré-SIDA puis de SIDA, mais il ne semble pas y avoir de modification du pool global de lymphocytes pendant la phase asymptomatique, si ce n'est une lymphocytose pendant la phase aiguë précoce de l'infection. En revanche, si une chute tardive des lymphocytes totaux est observée de manière concomitante à la dégradation de l'état clinique, elle semble précédée d'une perte de fonction plus précoce des lymphocytes, déjà au cours de la phase asymptomatique (figure 11). Pour expliquer les variations de la formule lymphocytaire, il faut revenir aux mécanismes qui suivent l'infection virale ; on ne mentionnera que les étapes se référant à la réponse immunitaire à médiation cellulaire, puisque c'est elle qui est explorée par la formule sanguine. Le virus a un tropisme pour certaines cellules immunitaires [29 ; 113 ; 185 ; 287 ; 288 ; 289]. Parmi elles, les LTCD4+ et les LTCD8+, les lymphocytes B, les macrophages, les astrocytes, les cellules de la microglie et certains fibroblastes. Ces cellules présentent à leur surface des récepteurs membranaires au FIV. Chez le chat, le récepteur viral est le vpg15 ou CD134 qui est un homologue du CD9 humain, ce qui explique que des cellules CD4- soient sensibles au virus. De plus, pour pénétrer dans la cellule, le virus a besoin de co-récepteur. Chez le chat, les co-récepteurs sont le CXCR4, le CCR5 et, de façon plus marginale, le CCR3. De façon anecdotique, certaines souches sont capables de se passer du CD134 en utilisant uniquement le CXCR4. Après infection, de l'ARN double brin se retrouve dans le cytoplasme de la cellule, et l’ARN double brin va stimuler la sécrétion de cytokines qui orientent la réponse immunitaire vers une réponse à médiation cellulaire Th1. La présentation des antigènes aux lymphocytes, via le CMH de classe II et la co-stimulation du TCR [290], déclenche une prolifération des LTCD4+ spécifiques du FIV qui acquièrent leur fonction effectrice. La réponse immune peut se découper en trois étapes [4 ; 290] : - Une phase d'extension suite à laquelle il y a résolution de l'infection. On observe une augmentation de la population clonale de LTCD4+ suite à la reconnaissance des antigènes viraux par les CPA, et une acquisition concomitante de leur fonctionnalité ; - Une phase de contraction par apoptose qui voit le pool de LTCD4+ circulants se réduire fortement après la quasi-disparition de stimulation par les antigènes résiduels. Cette étape est réalisée par des lymphocytes T régulateurs ; - Le développement d'une réponse lymphocytaire mémoire stable à long terme. 67 Figure 11: Cinétique lymphocytaire en réponse à une infection aiguë D’après Kaech et Wherry, 2007 [132] Une fois ces LTCD4+ activés, ils peuvent à leur tour activer la réponse immunitaire cytotoxique à médiation cellulaire ou réponse Th1 médiée par les lymphocytes T cytotoxiques ou CD8+. Comme pour les LTCD4+, ils subissent une multiplication et une activation. Cette activation se fait par les cytokines produites dans l'environnement par le LTCD4+ Th1. Une fois activés, les LTCD8+ vont subir une expansion clonale et reconnaître les cellules infectées par les antigènes viraux qu'elles arborent sur leur CMH de classe I. Après une chute de la virémie, il y a une contraction clonale similaire à celle des CD4+ avec apparition d'une mémoire stable dans les organes lymphoïdes secondaires et les tissus, caractérisée par le CD25+ [132]. Nous allons donc détailler l'évolution des différentes sous-populations lymphocytaires en prenant un à un les différents sous-types de lymphocytes T. 1) LTCD4+ (auxiliaires) Dans une étude de 1991, l'équipe de Torten observe chez les FIV positifs un pool circulant de LTCD4+ significativement moins important que chez les animaux sains. Cette différence est significative dans les 12 premières semaines et le redevient à partir de la semaine 22. Par ailleurs, elle s'accompagne d'une moindre réponse de multiplication clonale lors de stimulation par la Concavaline A (Con A). Ceci montre bien l'étroite association entre progression de l'infection et proportion de LTCD4+ dans le sang des animaux infectés [274]. Ces résultats sont confirmés par Barlough : sur des animaux infectés depuis plus de 25 mois, il observe une diminution à la fois de la quantité et de la proportion des LTCD4+ et de leur réponse à une stimulation par la Concavaline A ou par des peptides immunogènes [11]. En 1997, Hofmann-Lehmann et son équipe ont voulu caractériser l'évolution de la quantité de LTCD4+ circulants au cours de la phase asymptomatique de l'infection [110]. Pour cela, ils ont infecté expérimentalement 10 chats de 17 semaines avec la souche virale Zurich 2 et ont suivi la population de LTCD4+ sur 80 mois pendant lesquels les animaux étaient restés asymptomatiques, soit une phase asymptomatique en condition expérimentale de plus de 6 ans. En revanche, à partir du mois 61, la différence devient significative entre les populations de LTCD4+ des infectés et des non infectés : lentement, il y a une diminution de la population circulante de LTCD4+ chez les chats FIV positifs au cours de la phase asymptomatique tardive. Les auteurs rapportent que la souche virale utilisée a été isolée d'un mâle de 7 ans qui était déjà en phase de Pré-SIDA et qu'elle avait été cultivée sur culture cellulaire pendant plusieurs semaines. Ceci pourrait être à l'origine d'une perte de virulence expliquant la longueur de la phase asymptomatique et la chute très progressive des LTCD4+ observée [110]. 68 En résumé, dans le cadre d'une infection par le FIV, la cinétique lymphocytaire des LTCD4+ peut être décrite de la façon suivante [11 ; 110 ; 266] : - Les LTCD4+ augmentent proportionnellement à la stimulation virale lors de l'infection primaire par le virus ; - Ensuite, au moment du pic de virémie, la population de LTCD4+ est amputée d'un tiers par la réplication virale. De façon concomitante, la proportion des LTCD4+ diminue dans la population lymphocytaire totale, mais les cellules restent fonctionnelles et réactives à la stimulation antigénique ; - Au cours de la phase asymptomatique, la chute des LTCD4+ est très lente et précédée d'une perte de fonctionnalité se manifestant par une moindre réponse de multiplication lymphocytaire à la stimulation antigénique ; - L'entrée en phase terminale ou SIDA déclaré enclenche un effondrement du nombre de LTCD4+ ainsi que de la proportion des LTCD4+ dans la formule lymphocytaire. La diminution des lymphocytes CD4+ au cours de l'infection ne peut pas entièrement s'expliquer par l'effet cytolytique direct du virus. En effet, le nombre de cellules infectées par le virus est très inférieur au nombre de cellules qui disparaissent. Si seulement 0,1 à 1% des cellules mononucléées du sang périphériques sont porteuses de virus, 32 à 38% de ces cellules s'engagent sur la voie de l'apoptose en 48 heures lorsqu'elles sont stimulées. Cette apoptose est probablement due aux cytokines de l'environnement cellulaire [24]. L'étude de Barlough établit que si la proportion de LTCD4+ est effectivement plus faible chez les animaux infectés que chez les animaux sains (31,4% contre 42,1% avec p=0,0020), le nombre de cellules n'est pas significativement affecté par l'infection par le FIV (p=0,2484) dans les 4 à 10 mois post-inoculation. Cette observation montre, qu'au-delà de la population de LTCD4+, l'évolution de l'infection fait intervenir un autre sous-type de lymphocytes que les LTCD4+ [11]. 2) LTCD8+ (cytotoxiques) Ce sont les effecteurs de la réponse antivirale. Leur nombre et leur fonctionnalité sont donc au centre du contrôle de l'infection par le système immunitaire. Jeng et son équipe ont utilisé l'activité de la transcriptase inverse pour qualifier et quantifier l'activité antivirale des LTCD8+ sur les cellules infectées par le FIV. Il met en évidence que cette activité antivirale est maximale pendant les stades précoces et diminue au fur et à mesure que l'animal passe en Pré-SIDA ou en SIDA déclaré [127]. De plus, Ackley et son équipe montrent que sur 33 chats, à partir de 24 mois post-inoculation, le nombre de LTCD8+ des animaux infectés est significativement supérieur à celui des 14 animaux non-infectés de l’étude. Il y a donc bien une variation spécifique du nombre de LTCD8+ au cours de l'infection, plutôt tardivement mais débutant pendant la phase asymptomatique puisque les animaux ne présentaient pas de signe de Pré-SIDA ou de SIDA déclaré [2]. D'autres études ont prouvé qu'il y avait une lymphocytose précoce à LTCD8+ avec une augmentation à partir de la troisième semaine post-inoculation et qui atteignait son maximum de LTCD8+ à 78 jours [22 ; 26 ; 141 ; 149 ; 287]. Willet a de plus montré que cette 69 augmentation de la population totale des LTCD8+ était en fait la conséquence de la multiplication d'une sous population, les LTCD8βlow, qui subissait une augmentation de 500% par rapport à la valeur de base. Cette sous-population de lymphocytes exprime de façon plus importante que les autres LTCD8+ le CMH de classe II [279]. L'augmentation de cette population de LTCD8+α+βlow est responsable de la baisse de la virémie précoce. Dans le cadre du FIV, l'infection chronique amène les effecteurs, les LTCD8+α+βlow, à persister plusieurs années [30]. Miller et son équipe ont publié, en 2012, une étude portant sur les populations clonales de LTCD8+ lors d'infections prolongées par le FIV [182]. Ils ont infecté expérimentalement des chats âgés de 7 mois et ont caractérisé une infection chronique par un portage de 1 à 3 ans du virus. Pour séparer les clones, ils ont utilisé le TCR et sa diversité : le réarrangement clonal du TCR tient compte d'un processus complexe qui génère ainsi le répertoire effecteur des lymphocytes T cytotoxiques de la réponse immune. Ces réarrangements concernent les gènes TCR-α, -β, -δ, et -γ au niveau du thymus pour générer les TCR-αβ ou -δγ. La plupart du temps, le gène TCR-γ est réarrangé avant les TCR-α et -β, et possède donc la séquence génétique la plus conservée. C'est donc une cible intéressante pour l'amplification par PCR. Des séquences spécifiques au sein du TCR-γ permettent de distinguer des clones spécifiques. Cette technique est connue sous le nom de PARR (PCR for Antigène Receptor Rearrangement) [185]. Les résultats de l'étude montrent que 37% des chats à infection chronique par le FIV arborent une population clonale des LTCD8+ contre 0% chez les FIV négatifs. Cela signe la sélection de clones par l'infection virale [185]. Par ailleurs, ils ont comparé la proportion de LTCD8+ avec activité antivirale, et n'ont pas trouvé de différence significative entre les PARR+ et les PARR-. En revanche, la production de cytokines par les LTCD8+ PARR+ semble altérée. En effet, les PARR+ synthétisent moins d'IL-2 et d'IFN-γ lors de stimulation antigénique [185]. Cela signifie que ces LTCD8+ tendent vers une anergie (ou tolérance adaptative) [73 ; 157]. L'infection chronique par le FIV modifie donc aussi la fonctionnalité des LTCD8+ cytotoxiques. L’équipe d’Hoffmann-Fezer montre également une relation significative entre le stade clinique et la proportion des LTCD8+. Cette observation nous amène à nous interroger, non plus sur le nombre des différents sous-types de lymphocytes, mais sur la proportion relative du rapport entre les LTCD4+ et les LTCD8+, autrement écrit ratio CD4/CD8 [109]. 3) Ratio CD4/CD8 De nombreuses études ont montré que les chats infectés par le FIV avaient un ratio CD4/CD8 significativement diminué par rapport aux animaux sains [2 ; 11 ; 70 ; 109 ; 110 ; 111 ; 169 ; 234 ; 254]. Dans l'étude d'Hoffmann-Lehmann et son équipe, sur des chats infectés expérimentalement par une souche virale Zurich-2, le ratio CD4/CD8 devient significativement diminué par rapport aux animaux sains à partir de 43 mois post-infection, soit pendant la phase asymptomatique tardive [110]. D'autres études évoquent les phases précoces de l'infection en attribuant la diminution significative du ratio CD4/CD8 à la multiplication clonale des LTCD8+α+βlow [254]. 70 De plus, Kohmoto rapporte que, chez les animaux infectés expérimentalement par la souche virale Petaluma, le ratio CD4/CD8 diminue graduellement au cours des 8 ans d'observation. Par ailleurs, s'il existe une grande variabilité dans ce ratio entre les animaux, un des animaux ayant un ratio de 0,075 au bout de 8 ans contre 1,3 pour un de ses congénères, la cinétique semble très reproductible [139]. Par ailleurs, Phadke et son équipe montrent qu'une souche de FIV appelée Texas (FIV-TX), de la sous-classe B du FIV, inoculée expérimentalement à des animaux sains, déclenche une cinétique du ratio CD4/CD8 dose-dépendant : 1/3 des animaux infectés par 500 TCID50 (1 TCID50 est la quantité de virus suffisante pour infecter 50% des cellules d'une culture cellulaire in vitro) mettent 7 semaines à passer sous la barre des 1 et les 2/3 restants inversent leur ratio au bout de 11 semaines. Pour les animaux infectés par 2000 TCID, le ratio s'inverse entre 7 et 9 semaines post-infection et, enfin, pour les animaux infectés par 8000 TCID, le ratio s'inverse entre 4 et 7 semaines post-infection. Bien qu'intéressants, ces résultats demanderaient à être confirmés sur des cohortes plus importantes puisque chaque groupe de l'étude ne comporte que 3 animaux [220]. En résumé, la cinétique du ratio CD4/CD8 peut se découper comme suit [109 ; 111 ; 112 ; 140 ; 170 ; 217 ; 252] : - Pendant la phase aiguë, le ratio CD4/CD8 diminue voire s'inverse du fait de la réponse clonale CD8+ et de la diminution clonale CD4+ ; - Pendant la phase asymptomatique précoce, ce ratio remonte du fait de la contraction clonale des deux populations de lymphocytes T ; - A partir de la phase asymptomatique tardive, le ratio diminue à nouveau du fait de la diminution, lente en phase asymptomatique, puis brutale des LTCD4+ associée à une légère augmentation des LTCD8+ en réponse à une augmentation de la charge virale principalement due à l'échappement du virus par tolérance adaptative des LTCD8+ effecteurs. 4) Lymphocytes T régulateurs Ce sont les lymphocytes responsables d'une partie de la contraction clonale et de la tolérance adaptative qui se produisent à la fin de l'infection primaire. Ils servent à éliminer les lymphocytes T spécifiques de l'infection pour ne laisser que des lymphocytes T mémoire. En effet, lors d'infection persistante, les lymphocytes T spécifiques deviennent de moins en moins fonctionnels ce qui altère l'efficacité de la réponse immunitaire. Cette perte fonctionnelle touche d'abord la population de cellules capables de sécréter de l'IL-2 suite à une stimulation antigénique, puis celles capables de sécréter du TNF-α, et enfin celles capables de sécréter de l'IFN-γ. A terme, cette perte de fonctionnalité mènerait à la perte de stimulation des précurseurs des cellules effectrices, d'où la nécessité de remplacer ces cellules inefficaces [75 ; 76 ; 290]. Les lymphocytes T régulateurs sont caractérisés par le CD25 qui est un marqueur de la chaîne α du récepteur de l'IL-2. Ce CD25 n'est pas spécifique mais il est présent sur toutes les cellules régulatrices ; il est en outre présent sur de nombreuses autres cellules comme certains fibroblastes, les lymphocytes B, les cellules NK [290]. Fontenot et son équipe ont précisé la caractérisation de cette lignée cellulaire en la définissant comme CD4+CD25loFoxp3gfp+. Le 71 Foxp3, ou Forkhead Transcription Factor, est un facteur de transcription dont le locus est sur le chromosome X et qui ne semble pas être surexprimé chez les cellules CD4+CD25récemment activées [76]. Son expression ectopique confère une activité suppressive aux cellules et les lignées de souris délétées pour ce facteur de transcription meurent en 3 à 4 semaines d'un syndrome auto-immun [76 ; 178]. Les co-récepteurs cellulaires responsables de l'anergie et de l'apoptose des lymphocytes CD4+ et CD8+ sont les B7.1, B7.2, et le CTLA4. Tompkins montre d'ailleurs en 2002 que les lymphocytes TCD4+ et TCD8+ des animaux infectés par le FIV arboraient significativement plus souvent le co-récepteur B7. De plus, cette différence augmente au fil du temps à la fois chez les CD8+ et chez les CD4+. Si la différence est significative à la fois pour B7.1 et B7.2 dans le cas des CD8+, elle semble limitée au B7.2 dans le cas des CD4+. Par ailleurs, l'équipe rapporte également que les FIV positifs ont significativement plus le CTLA4 sur leurs LTCD4+ et leurs LTCD8+, que ce soit dans le sang ou dans les nœuds lymphatiques que les FIV- [265]. Le pool de LTCD4+CD25+ a été estimé à 5-10% de la population totale des LTCD4+ dans le sang de l'Homme et des rongeurs. Vahlenkamp a de son côté mis en évidence que les LTCD4+CD25+ des FIV positifs, isolés de leurs nœuds lymphatiques, supprimaient la réponse proliférative et la production d'IL-2 par les LTCD4+CD25-, aussi bien in vitro qu'in vivo. En 2004, cette même équipe a montré que si, chez le chat, on retrouvait bien la proportion de 5 à 10% de LTCD4+CD25+ parmi les LTCD4+, ce pourcentage est significativement plus élevé dans les nœuds lymphatiques avec 20 à 30% (p<0,0001). Cette proportion n'est pas affectée par l'infection chronique par le FIV [273 ; 282]. Vahlenkamp a investigué l'activation des CD4+CD25+, des CD4+CD25-, et des CD4- par le LPS. Après 4 jours d'incubation avec du LPS, les CD4+CD25+ voient l'expression de leurs co-récepteurs membranaires B7.1, B7.2 et CTLA4 augmenter. La différence entre les FIV négatifs et les FIV positifs réside dans le fait que les FIV positifs voient à la fois l'expression des B7.1 et des B7.2 augmenter par la stimulation du LPS sur les CD4+CD25+ alors que les FIV négatifs ne voient que l'expression du B7.1 augmenter, de façon significativement moindre que les FIV positifs. Pour le CTLA4, chez les FIV+, ils sont significativement plus exprimés sur les CD25+ des nœuds lymphatiques que sur les CD25-, ce qui n'est pas le cas chez les FIV négatifs. De plus, il montre que le LPS induit une prolifération des seuls CD4+CD25+ [282]. Rochelle Smithberg et son équipe ont cherché à dépléter les CD4+CD25+ pour voir si les chats FIV positifs ainsi déplétés conservaient une réponse immunitaire fonctionnelle. Ils ont vacciné des chats déplétés avec un vaccin contre le FIV et ont suivi la réponse immunitaire à médiation humorale. Cette réponse n'est significativement pas différente des animaux contrôle et ils en concluent que la déplétion de la population des LT Reg n'annihile pas le fonctionnement d'une réponse immunitaire à médiation humorale spécifique efficace [239]. La même équipe a cherché en 2011 à dépléter la population de LT Reg fonctionnels CD4+CD25hiFoxP3+ pour étudier son pouvoir immunosuppresseur durant la phase aiguë. Le pouvoir immunosuppresseur de ces cellules régulatrices est dommageable à la réponse immunitaire dans le cadre des rétroviroses comme le FIV. L'étude montre que, durant la phase aiguë de l'infection, la déplétion de ces LT Reg n'aboutit pas à une meilleure activité antivirale. La charge virale a même tendance à augmenter chez les animaux déplétés. Ceci peut être le résultat d'une plus grande réplication virale due à l'activation des cellules immunitaires : d'une part lors d'une infection par le FIV, les cytokines de l'environnement rendent les LT effecteurs résistants à l'action suppressive des LT Reg et, d'autre part, la réponse suppressive des LT Reg serait inversement proportionnelle à la charge virale 72 stimulant l'immunité [232]. Les auteurs rapportent également que la sous-population CD4+CD25+FoxP3 augmente à partir du jour 14 post-infection et ne décroit qu'à partir du jour 54 post-infection. Cette augmentation se fait suite à l'activation au jour 7 post-infection de l'expression de FoxP3 dans les cellules CD4+CD25-. La conclusion de cette étude est que ce ne sont pas les cellules régulatrices présentes avant l'infection qui sont la cause des modulations de la réponse antivirales, mais celles produites après l'inoculation et qui sont activées par le virus. Ce sont ces dernières qui sont à l'origine de la tolérance adaptative et de la perte d'efficacité antivirale du système immunitaire [240]. L’équipe de Fogle a cherché à comprendre comment les CD4+CD25+ régulent les CD4+CD25- et les CD8+. Les processus cellulaires faisant suite à l'interaction entre le Treg et sa cible font intervenir les cyclines, les kinases cyclines-dépendantes, et les inhibiteurs des kinases cyclines-dépendantes. Ce processus aboutit à l'arrêt du cycle cellulaire [73]. La stimulation du TCR fait progresser le cycle cellulaire du lymphocyte T vers la phase G1. Les cyclines D s'expriment alors de la fin de la phase G0 à la phase G1 précoce [253]. A peu près en même temps, on observe une augmentation des niveaux d'inhibiteurs des kinases cyclinesdépendantes p21Cip1 et p27Kip1. Ces molécules inhibent l'apparition des cyclines E jusqu'à ce que la machinerie cellulaire soit prête à passer de la phase G1 à la phase S. Puis les cyclines E s'expriment en phase G1 tardive. L'ensemble des cyclines et des kinases cyclinesdépendantes phosphorylent la protéine Rb (Retinoblastoma protein). L'hyperphosphosrylation de Rb ainsi que la sécrétion de facteur de transcription E2F engage la cellule de façon irréversible vers la phase S de son cycle [19 ; 20 ; 253]. Il y a plusieurs populations de cellules régulatrice [19 ; 20] : le premier, ou inné, est constitué de cellules originaires du thymus et se trouvant dans les nœuds lymphatiques, il permet d'éviter les réactions d'auto-immunité ; le second, ou adaptatif, permet de moduler la réponse immunitaire dirigée contre les pathogènes exogènes [6 ; 124]. Il a été décrit une troisième population, les CD8+FoxP3 similaires aux CD4+Foxp3, et qui pourraient également être distingués en population innée et en population adaptative [19 ; 125]. Le Foxp3 est nécessaire au développement et à l'acquisition de la fonctionnalité de la population de cellules régulatrices, mais il a été montré qu'une expression intermittente supprime la fonction suppressive des cellules [37 ; 125 ; 219]. Le but de l'étude est donc de savoir si l'interaction des Treg de chats FIV positifs avec leur cible perturbe la machinerie cellulaire que l'on vient de décrire (présentée sur la figure 12) et si ces modifications éventuelles peuvent expliquer l'anergie des cellules effectrices. Les résultats de cette étude sont en faveur d'un blocage du cycle cellulaire des CD8+ après interaction avec les CD4+CD25+ chez les chats infectés par le FIV. Ce blocage semble s'opérer en phase G1 tardive, ce qui est révélé par l'augmentation significative de la cycline E spécifique de la phase G1 tardive, sans qu'il y ait d'augmentation de la phosphorylation de Rb. De façon concomitante, on observe une augmentation significative des inhibiteurs de kinases comme p21Cip1 chez CD8+ des chats FIV+ en co-culture avec des CD4+CD25+. Cela se traduit par un arrêt de la production d'IL-2 et d'INF-γ par les LTCD8+ [73]. 73 Figure 12: Régulation des populations lymphocytaires au cours de l’infection virale D’après Belkaid et al., 2007 [20] 5) Lymphocytes T mémoire Cette population permet, au cours de la phase asymptomatique, de conserver une mémoire stable des antigènes viraux et de pouvoir recruter plus rapidement les effecteurs de la réponse immunitaire lors de résurgence du virus sous la forme d'une augmentation de la charge virale. Le répertoire se constitue après la contraction clonale, et elle peut aboutir à la perte de 95% des effecteurs sous 10 jours. Les cellules épargnées par cette contraction semblent exprimer le récepteur de l'IL-7, autrement appelé CD127, mais cette seule expression n'est pas suffisante [132]. L'expression du CD127 est ensuite diminuée et ne caractérise plus les cellules mémoire [7 ; 132]. Chez l'Homme, dans le cadre du VIH, il a été montré que ces cellules mémoires pouvaient servir de réservoir au virus, particulièrement celles de la mémoire centrale. Par ailleurs, Killian rapporte que les cellules CD8+ qui montrent la plus forte réduction de la réplication virale sont celles présentant les antigènes CD45RA-CD27+CD28-CCR7-, caractéristique des cellules mémoires [7 ; 136]. De la même façon, il a été montré que les cellules mémoire de la lignée CD4+ portaient l'antigène CD62L+. Ces cellules permettent une réponse précoce à la stimulation par l'antigène dont elles sont spécifiques. Il a été démontré que lors d'infection par les lentivirus comme le HIV-1, on observait une déplétion spécifique de ces cellules CD4+CD62L+ [107]. 74 III) Méthodes diagnostiques de l'infection par le FIV A) Diagnostic épidémio-clinique Le diagnostic clinique précoce de l'infection par le FIV est rendu extrêmement compliqué par l'absence de spécificité des symptômes qui lui sont associés. Ainsi, les signes cliniques les plus fréquemment observés, comme un état fébrile chronique, une lymphadénopathie généralisée, une uvéite antérieure, ou encore une gingivostomatite, peuvent avoir une multitude de causes chez le chat. Les signes d'appels qui seront alors à prendre en compte pour envisager une infection par le FIV seront la récurrence des abcès ou la récurrence des infections et leur résistance aux traitements mis en place. Cette suspicion est à confronter avec l'épidémiologie qui peut aider à la conforter, notamment s'il s'agit d'un mâle qui sort et se bat [2]. Cette difficulté à discriminer cliniquement des animaux porteurs du virus de façon précoce peut avoir de lourdes conséquences. En effet, chez des animaux infectés qui ont des contacts répétés avec des congénères (tant que le diagnostic n’est pas posé) permet au virus de d'infecter de nouveaux individus. Ainsi, le virus peut se propager dans une population de chats rapidement en l'absence de mesures préventives [2]. B) Diagnostics virologiques 1. Diagnostics directs Cette méthode de diagnostic consiste à rechercher directement le virus ou une partie de ses antigènes. Un résultat positif signifie donc que le virus est présent dans l'échantillon testé. Ces tests ont donc une bonne valeur prédictive positive. Compte tenu de la faible charge virale plasmatique au cours d'infection chronique, la sensibilité intrinsèque des tests de diagnostic direct sera moyenne et ils pourront favoriser de faux négatifs [188 ; 224 ; 226 ; 285]. a) Isolement du virus C'est la technique de référence. Elle consiste à isoler le virus d'une colonie de cellules mononuclées du sang périphérique. Elle se fait à partir d'échantillon de sang total sur tube hépariné. Elle nécessite la culture de ces cellules afin de récupérer le surnageant pour y rechercher les protéines virales [188 ; 224 ; 226 ; 285]. La culture est coûteuse et dure de deux à trois semaines avant de fournir un résultat. Ces caractéristiques limitent son utilisation en clinique malgré la fiabilité du résultat ainsi obtenu. La culture met en évidence le virus sous forme infectante. Si sa sensibilité est faible, sa spécificité théorique est de 100% [188 ; 224 ; 226 ; 285]. 75 b) RT-PCR La RT-PCR, ou Reverse Transcriptase Polymerase Chain Reaction, consiste en la recherche d'ARN viral. Dans un premier temps, après avoir extrait l'ARN viral, on transforme l'ARN en ADNc ou complémentaire par action d'une enzyme, la transcriptase inverse. Une fois le génome sous forme d'ADNc, on dégrade l'ARN puis on réalise la PCR proprement dite, ou une PCR quantitative qui permet, en plus, de connaître la charge virale. Le procédé d'une transcription inverse suivie d'une PCR quantitative, nécessaire pour la recherche des virus à ARN, est appelée RT-PCR [83]. La PCR se déroule comme une suite de trois étapes : La séparation des brins, l'hybridation des amorces, et l'élongation par la Taq polymerase. L'enchaînement de ces trois étapes est appelée cycle ; la PCR nécessitera de réaliser plusieurs cycles successifs et la quantité d'ADN sera doublée à chaque cycle. Pour expliquer cette nécessité de multiplier les cycles, on introduit la motion de cycle seuil. En effet, la PCR quantitative quantifie le nombre de copie d'ADN amplifié par colorimétrie. En dessous d'un certain nombre de copie, il n'y aura pas de détection possible ce qui oblige à faire suffisamment de cycles de manière à passer au-dessus de ce seuil. On réalise en général une trentaine de cycles successifs [83]. 1) RT-PCR classique Pour une RT-PCR simple, la présence ou l'absence d'amplification est révélée par transfert sur gel d'électrophorèse et révélation par la fluorescence de l'ADN pour des longueurs d'ondes correspondant aux UV [224 ; 285]. 2) RT-PCR quantitative Si la culture virale permet de mettre en évidence le virus uniquement sous sa forme infectante, la PCR amplifie la séquence génétique présente dans l'échantillon. La sensibilité intrinsèque du test dépendra pour une part de la technique elle-même - plus il y aura d'amplification, jusqu'à une certaine limite, plus le test sera sensible – et pour beaucoup de la spécificité de l'amorce pour la souche recherchée. En effet, si la séquence de la souche présente dans l'échantillon à tester est trop différente de celle complémentaire de l'amorce utilisée, la PCR n'amplifiera pas la séquence et le résultat sera considéré à tort comme négatif. Sous réserve d'utiliser la bonne amorce, cette technique est capable de détecter une séquence dès la présence de 1 à 10 copies dans l'échantillon [285]. Les caractéristiques intrinsèques données dans la littérature pour cette technique selon les différentes amorces utilisées par les laboratoires sont, pour toutes souches virales confondues [190] : - Pour une amorce sur le gène pol : Se=85-89% et Sp=94-95% ; - Pour une amorce utilisant 1 séquence du gène gag : Se=77-82% et Sp=94% (la spécificité monte même à 100% dans une étude pour laquelle on utilise des amorces dans la séquence gag des souches A, B, C, D, et TX) [43] ; - Pour une amorce utilisant 2 séquences du gène gag : Se=86-89% et Sp=96% ; - Pour une amorce utilisant 2 séquences des gènes env et gag : Se=93% et Sp=81%. 76 Compte tenu de la stabilité relative des séquences virale, les amorces utilisant les séquences pol sont susceptibles d'avoir une meilleure sensibilité croisée aux différentes souches que celles utilisant une séquence de gag [83]. Il a été mis au point des amorces basées sur la séquence de gag qui permettent de discriminer les différentes souches, et qui permet, dans les pays où le vaccin est disponible, de distinguer les individus vaccinés des autres (Dual-Emission Fluorescence Resonance Energy Transfer (FRET)). En effet, la méthode n'amplifie que les séquences incorporées à l'ADN cellulaire, ce qui n'est pas le cas lors de vaccination [285]. 2. Diagnostics indirects Cette méthode de diagnostic consiste à rechercher non pas les antigènes viraux ou le virus luimême mais les anticorps produits par la réponse immunitaire et dirigés contre les antigènes viraux. Cette technique a plusieurs avantages. En effet, l'infection par le FIV est chronique et la stimulation longue (même lorsque la charge virale est faible) entretient la production d'anticorps spécifiques du virus tout au long de la vie du chat porteur. De plus, les anticorps circulent dans le plasma à une concentration toujours suffisante pour être détectés dans un simple échantillon de sang. En revanche, leur apparition est décalée par rapport à la survenue de l'infection [14 ; 43]. Ainsi, la plupart des animaux présenteront des anticorps contre le FIV dans les 60 jours après leur exposition au virus, mais ce délai peut être, dans certains cas, considérablement allongé, et des études plus récentes montrent que, par ELISA, les anticorps peuvent n'être détectables qu'après 4 à 14 semaines post-inoculation (figure 13) [14 ; 43]. Figure 13: Cinétique d’apparition des anticorps détectés par ELISA après exposition du virus D’après Crawford et al., 2005 [43] 77 En outre, chez les chatons issus de mère infectée par le FIV, les anticorps maternels peuvent perdurer jusqu'à 12 à 13 semaines donnant un résultat positif en sérologie, voire même 6 mois, comme le montre la figure 14 [181]. Figure 14: Proportion de chatons nés de mères vaccinées contre le FIV, positifs en sérologie ELISA au cours du temps compté en semaines D’après McDonald et al., 2004 [181] Enfin, il est important de garder à l'esprit que lors de la phase d'immunodépression marquée, les résultats peuvent être négatifs en sérologie malgré une infection par le virus objectivable par diagnostic direct. Cela correspondrait à 15% des chats en phase de SIDA en utilisant des tests ELISA [112]. Les anticorps peuvent être recherchés par plusieurs techniques : le Western-Blot, qui est la technique historique de référence en sérologie des rétrovirus, l'Enzyme-Linked Immunosorbent Assay (ELISA), et ses dérivés, actuellement à la base des tests rapides à réaliser au chevet du patient en clinique, et l'IFA, ou Immunofluorescent antibody Assay, encore appelée immunochromatographie. a) Western Blot Introduit avec le HIV au milieu des années 1980, il est utilisé dans cette indication pour confirmer un résultat positif en ELISA. La technique consiste à séparer une solution de virus purifié en ses constituants protéiques par électrophorèse. Elle est relativement longue et présente un coup important [44] : - Les protéines virales sont incubées dans du SDS (Sodium Dodecyl Sulfate), qui permet à l'électrophorèse de discriminer uniquement les protéines par leur taille. Puis on applique un courant électrique pour faire migrer les molécules chargées négativement du puit de dépôt vers l'électrode positive ; - Une fois la migration terminée, et après les avoir transférés sur des membranes de nitrocellulose, on met les calques des gels en incubation avec le témoins (positif et 78 négatif), et l'échantillon à tester, avant de rincer pour éliminer tous les constituants sériques non fixés. Ainsi, si le sérum contenait des anticorps spécifiquement dirigés contre le FIV, ceux-ci seront fixés aux protéines virales sur les membranes ; - La dernière étape consiste à révéler les anticorps fixés sur leur cible virale à la surface des membranes de nitrocellulose. Cette révélation se fait par colorimétrie, en faisant réagir une enzyme clivant un colorant soluble, le 4-chloro-1-naphtol, le rendant insoluble et créant ainsi un précipité coloré. Un échantillon positif doit montrer des bandes de précipité sur au moins deux des bandes correspondant aux protéines virales (figure 15). Ces bandes correspondent aux protéines p10, p15, p17, p24, p27, p42, p43, p50, p55, p120, et p160 (les nombres indiqués après le -p donnent la masse moléculaire des protéines en kDa ou kiloDalton) ; les principales bandes sont celles correspondant à p15 et p24 [44]. Figure 15: Gels de Western Blot de FIV Du laboratoire IDEXX A : contrôle négatif. B : échantillon négatif. C, D et E : témoins positifs à des dilutions décroissantes. Selon l'étude de 2004 de Levy et Crawford sur 42 chats infectés et 26 chats sains, sa sensibilité est de 98% avec un intervalle de confiance à 95% de 87% à 100%. Sa spécificité est également de 98% avec un intervalle de confiance à 95% de 87% à 100% [44]. 79 Si ce test était considéré comme la technique sérologique de référence, c'est parce qu'il était capable de tester le sérum pour la plupart des anticorps anti-FIV contrairement aux autres techniques qui ne recherchent le plus souvent qu'un anticorps [181]. b) ELISA indirect (“Enzyme Linked ImmunoSorbent Assay”) 1) ELISA indirect classique Le principe général de la technique est le suivant [43] : - On met à incuber une solution d'antigène purifié spécifique de l'anticorps que l'on cherche à détecter dans les puits. Les antigènes sont fixés au support plastique par décharge électrostatique ; - On rince ensuite les puits pour éliminer tous les antigènes non-fixés au support plastique ; - On dépose ensuite les échantillons sériques à tester dans les puits avec les témoins positifs et négatifs. Dans les échantillons où il y a l'anticorps spécifique de l'antigène fixé, l'anticorps se fixera à l'antigène pour former un complexe immun qui restera solidaire du support plastique ; - On rince une deuxième fois pour éliminer les anticorps et autres molécules non fixées ; - On dépose ensuite une solution contenant un anticorps secondaire anti-anticorps primaire qui se fixera sur les complexes immuns s'ils sont formés au fond du puit. Cet anticorps secondaire est couplé à une enzyme ; - On ajoute enfin le substrat spécifique à l'enzyme de révélation avant de rincer une dernière fois les puits ; - La présence d'anticorps contre l'antigène viral testé permet la fixation de l'anticorps secondaire et de l'enzyme qui lui est attachée. Cette dernière clive son substrat qui fait apparaître une coloration. Les puits incolores n'ont pas fixé l'anticorps primaire recherché et sont donc considérés comme négatifs. La concentration en anticorps est alors dosée dans les puits positifs par la densité optique (figure16). 80 Figure 16: ELISA micropuits FIV Du laboratoire IDEXX Des protéines immobilisées p24gag et p15 sont déposées au fond des puits avant la mise en présence de l’échantillon à tester. Après rinçage, un réactif spécifique du complexe immun, couplé à une peroxydase, est ajouté en même temps qu’un substrat de l’enzyme qui colore le puit en bleu lorsque l’échantillon est positif. Une étude réalisée par Levy et Crawford rapporte que les anticorps deviennent détectables par cette technique avec le test PetCheck FIV d'IDEXX, qui recherche p15 et p24, à partir de 3 semaines post-inoculation pour les premiers, mais peuvent n'apparaître qu'à partir de 14 semaines. Il faudra en tenir compte en cas de résultat négatif afin de proposer de renouveler le test au moins 14 semaines après. Cette même étude rapporte une Sensibilité de 100% (avec un intervalle de confiance 95% de 91% à 100%) et une Spécificité de 100% (avec un intervalle de confiance à 95% de 92% à 100%). Ces caractéristiques intrinsèques doivent être relativisées par le faible nombre de chats dans l'étude [43]. 2) KELA ou k-ELISA On peut citer en outre une variante à cette méthode appelée KELA ou k-ELISA pour ELISA cinétique. Cette technique a été développée en 1980 par l'équipe de Tsang pour déterminer la concentration d'anticorps anti-Shistosoma mansoni chez l'Homme. Pour le FIV, elle est proposée aux Etats-Unis au centre de diagnostic de l'Université de Cornell. Le principe est de répéter les mesures de densité optique au cours du temps, afin de distinguer les positif et les négatifs d'une part des douteux d'autre part. Les résultats douteux sont dus à une trop faible concentration en anticorps ou à la présence d'anticorps non-spécifiques. La cinétique retardée d'augmentation de la densité optique de ces puits « douteux » permet de les discriminer. Les caractéristiques intrinsèques du test ne sont pas affectées ni dans un sens ni dans l'autre par cette technique [257]. 81 3) ELISA de flux latéral C'est une variante de la technique ELISA utilisée dans les tests rapides disponibles en clinique [95 ; 181]. - L'échantillon à tester est déposé, avec un réactif contenant un solvant et l'ensemble de l'anticorps secondaire attaché à une enzyme et le substrat de cette enzyme, dans le puit de dépôt [85 ; 181] ; - Il est alors entraîné par capillarité dans la direction de la fenêtre de lecture. Dans cette fenêtre, il y a une pastille d'antigène spécifique qui est fixée. Les antigènes sont souvent p15 et/ou p24. La détection des anticorps anti-env est plus sensible pour dépister les chats infectés par le FIV ; ainsi, certains tests rapides utilisent l'antigène gp40 [181]. La lecture du Snap-test, tel qu’on l’observe sur la figure 17, se fait au bout de 10 à 15 minutes [85 ; 181]. Figure 17: Exemple de Snap-test FIV/FeLV Du laboratoire IDEXX La sensibilité intrinsèque de ces tests a été évaluée dans plusieurs études : - IDEXX a évalué sur 237 animaux la Sensibilité de son Snap-test Combo à 93,5% (IC95% de 81,7% à 98,3%) et une Spécificité de 100% (IC95% de 97,6% à 100%) dans la notice de son produit ; - Celle de Levy et Crawford donne une Sensibilité du Snap-test Combo de IDEXX de 100% (IC95% de 91% à 100%) et une Spécificité de 100% (IC95% de 92% à 100%). Le point faible de cette étude est son manque de puissance statistique puisqu'elle ne traite que de 26 animaux sains et 42 animaux infectés par le FIV [44] ; - Une étude de Hartmann a comparé 6 tests rapides dans une population de 800 chats avec une prévalence de l'infection de 9,1% : le snap-test d'IDEXX qui doit être stocké à 4°C et utilise l'antigène p24, et 5 autres tests qui utilisent un antigène gp40 recombinant (DUO Speed de chez BIO VETO TEST, FASTest de chez MegaCor, Witness de chez Synbiotics, OnSite de chez Biotech et ONE-Step de chez EVL) [92]. Les résultats de cette étude sont donnés dans le tableau 6 suivant ; 82 Tableau 6: Comparaison des caractéristiques intrinsèques de 6 tests rapides utilisant la technique ELISA de Flux latéral D’après Hartmann et al., 2001 [95] - Enfin, une dernière étude, réalisée sur une population de 300 chats avec une incidence de 3% de l'infection par le FIV, confirme les valeurs obtenues pour le Snap-test Combo d'IDEXX de 88,9% (IC95% 56,5% à 98%) de Sensibilité et de 100% (IC95% de 98,7% à 100%) de Spécificité. Il donne également les caractéristiques d'un nouveau test rapide coréen, l'Anigen Rapid FIVAb/FeLVAg Test kit de chez Animal Genetics Inc. Sa Sensibilité est de 88,9% (IC95% de 56,5% à 98%) et sa Spécificité est de 99,7% (IC95%=98,1% à 99,9%) [95]. c) Immunochromatographie (IFA) La technique est utilisée moins souvent que le Western-blot, en raison de la subjectivité de l'interprétation des résultats qui s'avère opérateur-dépendant. Le principe est très similaire à l'ELISA [257]: - On fixe l'antigène purifié spécifique d'un anticorps que l'on recherche à un support ; - On rince pour éliminer les antigènes non fixés au support ; - On met en présence le sérum à tester ; - On rince à nouveau ; - On dépose dans le puit une solution contenant des anticorps dirigés contre l'anticorps recherché. Ces anticorps secondaires sont marqués par un fluorochrome ; - On rince une dernière fois pour éliminer les anticorps secondaires non fixés ; - On révèle le résultat en éclairant le puit avec une certaine longueur d'onde à laquelle le fluorochrome répond, s'il y en a dans le puit, en émettant une fluorescence spécifique ; Un résultat positif est donné par la présence d'une fluorescence du puit. La sensibilité de ce test de chez IDEXX (le FIV IFA reagent pack) 100% (IC95% de 91% à 100%) et sa spécificité de 90% (IC95% de 77% à 97%) [147]. 83 Conduite diagnostique à tenir selon les recommandations de l’ABCD (European Advisory Board on Cats Diseases) 2009 : Suite à un résultat positif en sérologie : - Pour les populations de faible prévalence de l’infection par le FIV, la spécificité imparfaite des tests rapides utilisant la technique ELISA de flux latéral fait apparaître une forte proportion de faux positifs. Par exemple, pour une population de 100 chats ayant une prévalence de l’infection par le FIV de 1% et pour un test de spécificité égale à 99%, on obtient 1 faux positif pour 1 vrai positif soit une valeur prédictive positive de seulement 50%. Dans ce cas, il est recommandé de confirmer ce résultat par un second test, de préférence par un Western Blot qui reste le test de référence ; - Pour les populations de forte prévalence de l’infection par le FIV, la fréquence des faux négatifs est plus importante que celle des faux positifs et on peut se contenter de ce résultat. Suite à un résultat négatif en sérologie : Dans les populations de faible prévalence de l’infection par le FIV, un résultat négatif en sérologie est beaucoup plus fiable. Il faudra se méfier des situations suivantes : - Phase précoce de l’infection avant séroconversion ; - Phase terminale lors d’immunodépression marquée ; - Lors de charge virale très élevée avec séquestration des anticorps sous forme d’immuns-complexes. Lorsqu’une de ces situations est suspectée, il est recommandée de faire une recherche directe de virus par PCR, en gardant à l’esprit que ce test est spécifique de souche virale. Suite à un test sérologique positif chez un chaton : Les chatons nés de chatte infectés peuvent avoir des anticorps maternels anti-FIV détectables pendant 16 semaines en sérologies, voire jusqu’à plus de 6 mois. En conséquence, il est recommandé lors d’un résultat sérologique positif à 16 semaines de le doubler d’un second test de confirmation 2 mois plus tard. Si un résultat plus précoce est nécessaire, il devra passer par une confirmation par PCR à la fois sur la mère et sur le chaton pour s’assurer que la PCR reconnait bien la souche infectante. IV) Méthodes de lutte contre l’infection par le FIV A) Principes généraux Pour lutter contre l'infection virale, il faut interrompre le cycle de réplication du virus. Chaque type d'anti-rétroviral va cibler une étape spécifique du cycle de réplication comme le montre le schéma général suivant (figure 18). 84 Figure 18: Cycle viral du FIV avec les étapes clés, sites d’intervention des thérapies antivirales D’après Mohammadi et Bienzle, 2012 [186] 1 : reconnaissance des récepteurs cellulaires spécifiques ; 2 : fusion de l’enveloppe virale avec la membrane cellulaire ; 3 : transcription inverse ; 4 : intégration du génome viral au génome de la cellule hôte ; 5 : transcription du génome viral et exportation hors du noyau ; 6 : traduction et modifications post-traductionnelles ; 7 : assemblage des particules virales ; 8 : relargage de particules virales infectantes. Le développement des thérapies anti-rétrovirales est lié à l'avancée de la recherche de traitements contre le VIH. Nous parlerons uniquement des pistes thérapeutiques en cours d'exploration dans le cadre du FIV. B) Les solutions thérapeutiques utilisées chez le chat dans le cadre du FIV On considère que la fin de la phase asymptomatique est marquée par la diminution ratio CD4/CD8 en dessous de 0,9, et il convient de commencer le traitement. En effet, l'efficacité est maximale du fait que le système immunitaire est pleinement fonctionnel et répond de façon optimale au traitement, retardant le plus longtemps possible l'augmentation de la charge virale, l'effondrement de population des LTCD4+, et l'apparition des symptômes de Pré-SIDA et de SIDA déclaré [8 ; 25 ; 74 ; 102 ; 104 ; 217 ; 281]. Chez le chat, de nombreuses thérapies antirétrovirales ont été testées parallèlement à ce qui était étudié chez l'Homme pour le HIV. 85 1. Les anti-rétroviraux spécifiques a) Les inhibiteurs de la transcriptase inverse 1) Inhibiteurs nucléosidiques et nucléotidiques C'est la première famille utilisée dans le traitement du SIDA humain. En 1987, la première molécule utilisée est l'azidothymidine (AZT, encore appelée ZDV ou Zidovudine). Son action anti-rétrovirale est due à une inhibition de l'enzyme intervenant dans la transcription inverse, la reverse transcriptase (RT). C'est un hétérodimère formé de deux sousunités : la p66 de 560 acides aminés qui possède un site polymérase et un site ARNase H, et la p51 de 44 acides aminés ayant un rôle purement structural. L'AZT est un analogue du nucléoside thymidine. Il subit une phosphorylation par la thymidine kinase qui le transforme en nucléotide triphosphate en compétition avec le dTTP pour l'élongation du génome ADN par la transcriptase inverse. Contrairement au dTTP, l'AZT triphosphate ne possède pas de groupement sur son site 3'-OH ce qui rend impossible l'élongation du brin d'ADN. Le virus n'est donc pas détruit, il est juste prisonnier des cellules déjà infectées. S'il peut aussi être utilisé par les ADN polymérases cellulaires, il est 100 à 300 fois plus affin pour la transcriptase inverse virale [90 ; 195]. • AZT : L'AZT est le chef de file de la famille des inhibiteurs nucléosidiques de la transcriptase inverse. Les autres molécules de cette famille sont : lamivudine, emtricitabine, didanosine, stavudine, abacavir, zalcitabine, tenofovir, racivir, amdoxovir, apricitabine, fosavuldine. La transcriptase inverse du FIV est, au même titre que celle du VIH-1, sensible à cette famille d'anti-rétroviraux. Elle a donc une sensibilité comparable à celle du VIH-1 pour plusieurs molécules de cette famille comme l'AZT [195]. En 1992, l'équipe d'Hartmann étudie l'efficacité du protocole suivant : 5mg/kg/12h d'AZT sont administrés pendant 3 semaines par voie sous-cutanée à 11 chats infectés naturellement par le FIV. Ce traitement permet d'améliorer cliniquement les animaux traités (p=0,007). De plus, le ratio CD4+/CD8+ gagne en moyenne 0,2 points (p=0,031) grâce au traitement, là où il était diminué de 0,2 points chez les non-traités. En revanche, l'équipe met aussi en évidence une baisse significative de l'hémoglobine sur 20 jours de traitement de 30g/L (p=0,007), et de l'hématocrite de 9% (p=0,044) contre 6,7% pour les non-traités. Cet effet anémiant de l'AZT, déjà retrouvé chez l'Homme, est considéré comme un effet secondaire non-négligeable du traitement [93]. Hayes et son équipe, dans 2 études distinctes, ont infecté expérimentalement 6 chats de 8 semaines par voie intraveineuse à hauteur de 1000 TCID50. Le traitement prodigué est de 30mg/kg/j d’AZT, commencé 48h avant l'inoculation, et dure 28 jours sans ajustement du dosage selon l'évolution du poids des animaux. La comparaison se fait avec 6 animaux inoculés mais pas traités et avec 5 animaux témoins. Le suivi se fait sur 15 semaines puis sur 52 semaines selon l'une ou l'autre des publications [102 ; 103]. Le groupe traité a significativement plus de LTCD4+ que le groupe des non-traités durant les 16 premières semaines, puis les quantités présentes chez des deux groupes se rejoignent. En revanche, aucun des deux groupes ne voit sa population de LTCD4+ augmenter. Mais le 86 nombre total des LTCD8+ est significativement augmenté par le traitement, et celui-ci se maintient dans la même gamme de valeurs que le groupe des animaux non-infectés contrairement au groupe des non-traités. Ces variations se traduisent par un ratio CD4+/CD8+ plus bas chez les animaux traités, dû à la cinétique des LTCD8+, et qui peut – par moment – devenir significative. De plus, à 6 semaines post-inoculation, la moitié seulement des animaux traités sont positifs en PCR contre 5/6 pour les non-traités [102 ; 103]. Cette étude montre qu'in vivo, l'AZT ne prévient pas, aux doses utilisées, l'infection par le FIV. En revanche, elle montre également que l'AZT minimise l'effet de l'infection sur les LTCD8+ cytotoxiques et retarde probablement le cours de l'infection en diminuant la charge virale plasmatique. Hayes a également étudié l'effet protecteur de l'AZT sur l'involution thymique observée chez les jeunes chats infectés par le FIV. 12 chatons de 8 semaines sont infectés expérimentalement par 1000 TCID50 de souche Maryland. Un groupe de 6 chatons reçoit un traitement à base d'AZT (15 mg/kg/j répartis entre 2 injections sous-cutanées quotidiennes et débuté 48h avant inoculation) tandis que l'autre groupe reçoit un traitement Placébo à base de PBS. Les animaux sont ensuite suivis 12 semaines [104]. La charge virale des lymphocytes périphériques est significativement plus faible à 8 et 12 semaines dans le groupe des animaux traités. De même, à 2 semaines post-infection, lors du pic de virémie plasmatique, la différence entre animaux traités et non-traités est significative en ELISA (1940 pg/mL chez les non-traités contre 90 pg/mL chez les traités). Pour confirmer cet effet sur la virémie plasmatique, une PCR est réalisée à 10 semaines post-infection ; chez les chats traités par l'AZT, on compte moins de 6000 copies/mL de plasma, le seuil de détection, contre une moyenne de 78000 copies virales par millilitre de plasma chez les chats non-traités. Ces résultats correspondent à une différence de 75 à 85% de la charge virale associée aux lymphocytes entre les deux groupes, et de 96% de la charge virale plasmatique au pic de virémie (semaine 2 post-infection). À 12 semaines, la charge virale est quantifiée dans le thymus : elle est significativement plus basse (p=0,02) dans le groupe traité par l'AZT, avec une réduction de l'ordre de 74% pour la charge virale ADN [104]. En revanche, malgré les observations rapportées ci-dessus, les auteurs n'observent aucune différence significative entre ces deux groupes : l'architecture tissulaire du thymus est modifiée ; on peut observer une perte de distinction corticomédullaire, une hyperplasie folliculaire, une infiltration interlobulaire lymphocytaire et une atrophie corticale modérée. Ces observations semblent liées à une hyperplasie des follicules de lymphocytes B au cours de l'infection par le FIV [104]. Ils en concluent que la baisse de la charge virale dans le compartiment thymique, plus faible que celle observée dans le compartiment sanguin, est insuffisante pour prémunir les chatons contre les dégâts tissulaires induits par le virus [104]. Enfin, l’équipe de Gomez a testé l'efficacité du traitement à l'AZT au cours d'un an de thérapie. Le protocole consistait en l'administration Per Os de 5 mg/kg/12h d’AZT de façon ininterrompue pendant 1 an sur un groupe de 8 chats. Au bout d'un an de traitement, le rapport CD4+/CD8+ augmente significativement (p=0,02). De plus, cette étude confirme les résultats de la précédente au sujet de la charge virale : celle-ci est significativement réduite (p<0,01) par le protocole employé [86]. En ce qui concerne les effets secondaires associés au traitement, un seul chat a eu des vomissements, et le protocole a pu être poursuivi [86]. 87 Si l'efficacité de l'AZT a été démontrée, son utilisation à des doses inhibitrices pour la réplication virale est, expérimentalement, à l'origine d'une baisse significative de la sensibilité de la souche virale à l'AZT, et ce déjà au bout de 5 semaines de culture. Ceci est la preuve de l'apparition de résistance des souches sous l'effet de la pression thérapeutique. Ces résistances in vivo pourraient mettre moins de 6 mois à apparaître [171 ; 286]. Compte tenu de l'anémie observée sous traitement par l'AZT, notamment aux doses les plus élevées de la gamme thérapeutique, il est recommandé de monitorer les fonctions hématopoïétiques toutes les semaines en début de traitement puis tous les mois lorsque l'état clinique est stable. La dose utilisée actuellement pour l'AZT dans cette indication est de 5 à 10 mg/kg/12h par voie orale ou sous-cutanée [86]. • PMEA (9-(2-phosphonomethoxyethyl)adenine): C'est un analogue dérivé acyclique de l'adénosine, également inhibiteur nucléosidique de la transcriptase inverse. Il est intéressant de mentionner que ce composé est également actif in vivo contre l'herpèsvirus félin et les calicivirus félins [61]. Son efficacité a été étudiée par l'équipe d’Egberink. In vitro, la dose efficace nécessaire pour réduire l'activité de la transcriptase inverse de 50% est environ 12 fois plus élevée que celle de l'AZT. On observe un effet dose-dépendant sur les infections opportunistes à partir de la dose de 5 mg/kg/j de PMEA et au bout de 3 semaines. Les symptômes réapparaissent dans les 8 mois après arrêt du traitement. Une anémie apparaît à partir de la dose de 20 mg/kg/jour, et cette dernière disparaît si le traitement est interrompu [61]. Utilisé à 2,5 mg/kg/12h sur 9 chats infectés naturellement par le FIV, le score clinique est significativement amélioré, de 67% de plus qu'avec l'AZT. L'augmentation du ratio CD4/CD8, s'il est significativement augmenté par rapport au témoin, n'est pas significativement différent entre le traitement à l'AZT et celui au PMEA. Concernant l'anémie, au bout de 20 jours de traitement, on observe une baisse de 11% de l'hématocrite associée à une baisse de 40 g/L d'hémoglobine [61]. La posologie recommandée est de 2,5 à 10 mg/kg/12h. • PMPDAP ((R)-9-(2-phosphonylmethoxypropyl)-2,6-Diaminopurine): C'est aussi un analogue acyclique de l'adénosine. Plusieurs études récentes ont évalué son efficacité chez le chat. La plus récente, de 2011, consiste en le suivi sur 42 jours de 20 chats répartis en double aveugle en 2 groupes : le premier recevant du PBS comme Placebo, le second recevant 25mg/kg de PMPDAP 2 fois par semaine pendant 6 semaines. A part une amélioration discrète de l'état clinique des animaux, aucune différence significative sur le plan hématologique ou immunologique n'est observée avec le groupe Placébo [98]. Justa et son équipe ont publié les résultats d'une étude randomisée menée de juillet 2009 à juillet 2011. Cette étude visait à prolonger les conclusions de la précédente. Les animaux sont 88 tous exempt de FeLV, infectés naturellement par le FIV et répartis en 3 groupes de 15 comme suit : 15 traités quotidiennement, 15 traités trois fois par semaine, et 15 recevant un Placébo quotidiennement. Les animaux sont suivis pendant 42 jours. La dose de PMPDAP utilisée est de 25mg/kg administrés en sous-cutané [131]. Cette étude confirme une absence de différence significative des paramètres étudiés entre les 3 groupes. Les auteurs font l'hypothèse que les animaux sont encore en phase asymptomatique et que les signes observés sont indépendant de leur infection par le FIV [131]. La diminution significative de la charge virale, observée expérimentalement par Vahlenkamp, n'est pas observée ici. Cela pourrait être lié au fait que la charge virale des animaux asymptomatiques naturellement infectés est très basse, rendant toute diminution au cours du traitement difficile à objectiver. De plus, à partir du jour 14 du traitement, l'hématocrite et la quantité d'hémoglobine sont significativement plus faibles dans les deux groupes recevant le PMPDAP [281]. En conclusion, le PMPDAP n'a montré aucune action anti-rétrovirale significative in vivo pour les deux protocoles étudiés. Il n'est donc pas recommandé. • Stampidine ou STV-5-(p-bromophenyl methoxyalaninyl phosphate) : C'est un dérivé de la Stavudine, un analogue des pyrimidines, inhibiteur nucléosidique de la transcriptase inverse. Une équipe de l'université du Minnesota a tenté d'étudier dans une étude publiée en 2003 le potentiel de la Stampidine comme anti-rétroviral dans le cadre de l'infection chronique expérimentale par le FIV [279]. In vitro, la Stampidine inhibe plus de 90% de l'activité de la transcriptase inverse au-delà d'une concentration de 1μM. Les souches de FIV étudiées semblent moins sensibles à la Stampidine que ce que l'on connaît chez le VIH. Ces concentrations inhibitrices peuvent malgré tout être atteintes par une administration orale d'un bolus de 50 à 100mg/kg [279]. Le bolus unique de Stampidine est suivi d'une baisse de la charge virale plasmatique la semaine 1 (p<0,005), et d'une augmentation des LTCD4+, ainsi qu'une augmentation du ratio CD4/CD8 la semaine 2 post-bolus. Ils ont ensuite évalué l'efficacité d'un traitement de 4 semaines à base de Stampidine, chez des chats infectés de façon chronique par le FIV, par inoculation intra-péritonéale plus de 6 mois avant l'expérience. Ils ont évalué les doses de 50 à 200mg/kg/j répartis en 2 prises quotidiennes. 1 animal sur les 3 traités par 50mg/kg/j a répondu au traitement, de même que tous ceux ayant reçu 100 et 200mg/kg/j. Cette réponse correspond à une réduction de plus de 1 log dans les cellules mononuclées du sang périphérique dans les deux semaines [279]. Des études réalisées par la même équipe ont montré que la Stampidine était 100 fois plus puissante que la Stavudine et 2 fois plus efficace que l'AZT. De plus, les souches résistantes à l'AZT sont souvent sensibles à la Stampidine [279]. Les études de tolérance ont été réalisées sur 3 chats infectés de façon chronique par le FIV recevant 50mg/kg de Stampidine et 3 chats recevant 100mg/kg de Stampidine Per Os à jeun. Aucun effet secondaire immédiat n'est noté. La même étude est réalisée sur 4 semaines avec une dose cumulative de 1,4g/kg (n=3), soit 25mg/kg/12h, et 2,8g/kg (n=3), soit 50mg/kg/12h. 89 Les effets secondaires observés sont de la nausée dans les 5 premiers jours (tous les animaux traités et deux animaux témoins), une baisse d'appétit entre les jours 10 et 14 (3 des animaux traités), et une perte de poids de 8,3% chez un des animaux traités. En poussant la dose cumulative jusqu'à 8,4g/kg sur 28 jours, on peut observer nausées et vomissements au cours de la première semaine de traitement, une baisse de l'appétit pendant au moins trois semaines, une perte de poids et une augmentation des ALAT 1,8 fois au-dessus de la limite supérieure et persistant de 1 à 3 semaines. La tolérance des animaux traités pour la Stampidine est donc assez bonne [279]. La fenêtre thérapeutique de Stampidine recommandée dans cette indication est de 25 à 100mg/kg/12h per os. • Lamivudine ou 3TC : C'est également un inhibiteur nucléosidique de la transcriptase inverse. Comme les autres molécules de cette famille, il est capable de sélectionner rapidement des souches virales mutées qui ont perdu tout ou partie de de leur sensibilité à la molécule. En revanche, il a été montré in vitro que ces souches perdaient leur résistance à l'AZT, acquise par d'autres mutations. La Lamivudine est donc capable de restaurer son efficacité à l'AZT. Cette caractéristique rend la Lamivudine intéressante dans le cadre du traitement des chats porteurs de souches qui échappent au traitement par l'AZT [8 ; 25]. Dans l'optique d'en valider l'emploi chez le chat, Arai et son équipe l'ont évalué in vitro et in vivo [8]. Ils ont mesuré l'efficacité in vitro de la Lamivudine pendant 3 semaines contre trois souches virales : Petalum (sous-type A), Bangston (sous-type B), et Shizuoka (sous-type D). La Lamivudine a un effet inhibiteur sur la réplication virale comme le montrent les graphiques ci-dessous (figure 19), effet qui est dose-dépendant [8]. L’activité anti-virale des 2 composés indépendamment (AZT et 3TC) ou de l’association des 2 est concentration dépendante puisque plus cette dernière augmente, plus le pourcentage d’inhibition de la transcriptase inverse augmente. Comme le montre le graphique correspondant la concentration de 0,05 uM, l’association des 2 inhibiteurs nucléotidiques de la transcriptase inverse a un effet synergique car l’activité anti-virale des 2 composés réunis est significativement supérieure à l’activité anti-rétrovirale propre à chacun des 2 composés pris séparément. 90 Figure 19: Comparaison des activités antivirales de l’AZT, du 3TC et de l’association AZT+3TC à 4 concentrations données dans les lymphocytes T isolés de sang périphériques D’après Arai et al., 2002 [8] L’axe des ordonnées représente le pourcentage d’inhibition. Les différences significatives sont marquées d’un astérisque Ces résultats ont été confirmés in vitro la même année par l’équipe de Bisset [25]. • Abacavir ou ABC : C'est aussi est un composé de la famille des inhibiteurs nucléosidiques de la transcriptase inverse [25]. Bisset et son équipe ont publié une évaluation de cette molécule chez le chat in vitro. Ils ont montré, sur 50 jours, qu'elle était efficace pour diminuer la charge virale et ont également observé qu'elle inhibait de façon significativement plus importante que le ZDV et le 3TC la croissance cellulaire, témoin de sa toxicité tissulaire. Ces résultats sont donnés sur la figure suivante (figure 20) [25]. 91 Figure 20: Evolution des effets antiviraux (carrés pleins) et cytotoxiques (carrés vides) en fonction de la concentration d’abacavir D’après Bisset et al., 2002 [25] L’axe des ordonnées de gauche représente l’activité anti-virale, celui de droite représente la toxicité tissulaire. L’axe des abscisses représente les concentrations d’abacavir. • Fozivudine tidoxil ou FZD-tidoxil : C'est un conjugué thioéther lipide-AZT. A l'intérieur de la cellule, le FZD subit un clivage en AZT monophosphate puis se transforme en la forme active de l'AZT par phosphorylation. Théoriquement, la toxicité du composé se trouve diminuée à cause du métabolisme de la molécule plus important dans les lymphocytes et les monocytes que dans les globules rouges ou les cellules souches de la moelle osseuse [74]. Son potentiel dans le cadre du FIV a été étudié par Fogle et son équipe. La dose utilisée est de 100mg/kg/j en deux prises quotidiennes per os pendant 28 jours [74]. À la semaine 2, on observe une baisse significative de la virémie plasmatique par rapport au témoin chez 1 seul animal sur les 6 du groupe soit 17% positif en PCR. En comparaison, les animaux non-traités étaient tous positifs. De même, aucun animal traité n'est positif à 2 semaines pour la virémie associée aux cellules périphériques contre 83% pour les non-traités. De plus, alors que 2 semaines post-infection, on note dans le groupe témoin une baisse significative du nombre de lymphocytes totaux, celui du groupe d'animaux traités au FZD est significativement plus élevé et ne montre pas de baisse relative par rapport à ce qu'il était avant l'infection. En revanche, le ratio CD4/CD8 ne subit pas de variation significativement différente entre le groupe témoin et le groupe traité au FZD. Enfin, l'hématocrite n'est pas affecté de façon significative par le traitement au FZD [74]. Les effets secondaires attendus de la conversion métabolique du FZD en AZT n'ont pas été observés, notamment l'anémie, principal effet secondaire de l'AZT. 92 Ayant déjà montré l'activité antivirale au cours de la phase aiguë, les auteurs se sont proposés d'investiguer la phase tardive de l'infection par le FIV afin de savoir si le traitement par un seul agent pendant la seule phase aiguë de l'infection avait un impact sur l'évolution de la maladie. Pour cela, ils ont utilisé le même protocole que décrit précédemment, et ont suivi les animaux pendant 3 ans [74]. Aucune différence significative n'est mise en évidence, ni sur la virémie plasmatique, ni sur la virémie associée aux cellules, ni sur les populations lymphocytaires, ni sur l'hématocrite, ni sur le ratio CD4/CD8 entre le groupe traité au FZD et le groupe témoin. Les auteurs concluent des résultats de cette étude que le traitement par le FZD durant la phase aiguë et interrompu ensuite n'affecte pas la virémie plasmatique, la virémie associée aux cellules, ou le ratio CD4/CD8 au cours de la phase chronique de l'infection [74]. La posologie usuelle de la Fozivudine dans cette indication est de 45 mg/kg/12h. 2) Inhibiteurs non-nucléosidiques Contrairement à la famille précédente, ils n'entrent pas en compétition avec les nucléosides au site actif de la transcriptase inverse, mais se fixent sur l'enzyme à proximité du site catalytique modifiant sa conformation spatiale tridimentionnelle. Cette modification empêche la bonne congruence entre l'enzyme et son substrat. Ils sont spécifiques de la transcriptase inverse du VIH-1 et n'ont pas d'action sur la transcriptase inverse du VIH-2, du SIV, du FIV, ni sur les polymérases cellulaires [47]. Les molécules de cette famille sont : Névirapine, Etravirine, Délavirdine, Rilîvirine. Ils sont spécifiques du VIH-1 et sont donc sans effet dur la transcriptase inverse des autres virus, que ce soit celle du VIH-2, du SIV ou encore ici du FIV [47 ; 48]. b) Les inhibiteurs de l'intégrase Leur intérêt repose à la fois sur le caractère indispensable de l'intégrase au cycle de réplication du virus et sur l'absence d'enzymes cellulaires équivalentes avec lesquelles les inhibiteurs pourraient interférer [12 ; 166 ; 178 ; 206 ; 228 ; 229 ; 246]. Pour être efficaces, les inhibiteurs de l'intégrase doivent répondre à 4 critères [12 ; 166 ; 178 ; 206 ; 228 ; 229 ; 246] : – Il doit y avoir correspondance temporelle entre l'action du composé et la phase d'intégration qui se déroule entre 4 et 16 heures après l'infection, entre la transcription inverse et la maturation ; – Les cellules infectées sous traitement doivent montrer à la fois une accumulation de deux LTR (« Long Terminal Repeat ») cycliquex et une baisse de l'intégration dans les chromosomes cellulaires. Les LTR sont le résultat de l'accumulation d'ADNc viral et de sa circularisation ; – Les souches virales résistantes au traitement doivent présenter une mutation de la séquence codant pour l'intégrase ; 93 – Les composés doivent être inactifs, ou moins actifs, sur les intégrases recombinantes issues de souches présentant des mutations connues pour les rendre résistantes. Les molécules qui satisfont à ces 4 critères utilisées en thérapeutique sont le Raltegravir, l'Elvitegravir, et le Dolutegravir, et le MK-2048. La séquence de l'intégrase est très conservée entre le VIH-1 et le FIV, en particulier pour les 5 acides aminés T66, E92, F121, Q148, et N155. Une mutation d'un de ces cinq acides aminés a montré, pour le FIV, l'apparition de résistance croisée aux inhibiteurs de l'intégrase [12 ; 166 ; 178 ; 206 ; 228 ; 229 ; 246]. En 2007, une équipe de l'université de Messine a publié un article sur l'étude in vitro de l'activité antivirale de composés inhibiteurs de l'intégrase, parmi lesquels CHI1019 et L870,810, destinés tous les deux à participer aux thérapies anti-VIH-1 [246]. Ces deux composés inhibent in vitro la réplication, du FIV de façon dose-dépendante (respectivement p=0,0142 et p=0,0005) [246]. De plus, les auteurs rapportent un index thérapeutique très élevé qui font de ces composés de bons candidats pour le traitement du FIV dans l'avenir [246]. c) Les inhibiteurs de la protéase La protéase génère les particules virales infectieuses par clivage des précurseurs protéiques Gag et Gag-Pol [36 ; 194 ; 286 ; 291]. C'est un homodimère. Chaque sous-unité fait 99 acides aminés, séparés par un espace destiné à accueillir le substrat, dont 35 forment le site actif autour des groupes aspartates Asp 25 et Asp 125. La protéase rétrovirale est une enzyme de la famille des protéases aspartiques qui possèdent un acide aspartique en position 25 sur le site actif. L'enzyme reconnaît davantage la structure tridimentionelle du peptide que la séquence d'amino-acides [36 ; 194 ; 286 ; 291]. Alors qu'in-vitro, les propriétés anti-rétrovirales des inhibiteurs de la protéase virale sont découverte dès 1987, les molécules de cette famille, développées au milieu des années 1990, ont historiquement été fabriquées grâce à la représentation tridimentionnelle de la protéase virale par cristallographie, puis synthèse de molécules dont la conformation spatiale s'adapte au site actif de l'enzyme ou empêche les deux sous-unités de l'enzyme de s'apparier convenablement. On distingue deux catégories de molécules : les peptidomimétiques et les non-peptidomimétiques [36 ; 194 ; 286 ; 291]. Les inhibiteurs spécifiques de la protéase rétrovirale ont été conçus pour occuper spécifiquement le site de fixation de l'enzyme à son substrat avec une grande affinité, en prenant plus d'espace que le substrat naturel. En 2010, 9 de ces inhibiteurs spécifiques étaient approuvés pour les thérapies anti-rétrovirales : le saquinavir, le ritonavir, l'indinavir, le nelfinavir, l'amprenavir, le lopinavir, l'atazanavir, le tripranavir, et le darunavir [36 ; 194 ; 286 ; 291]. La plupart d'entre eux sont associés à une dose faible de ritonavir comme agent adjuvant. Tous à l'exception du tripranavir sont des inhibiteurs peptidomimétiques compétitif du substrat naturel de la protéase rétrovirale. Ils contiennent un cœur d'hydroxyéthylène qui 94 empêche leur clivage par la protéase virale. Le tripranavir, lui, contient un anneau de dihydropyrone au centre de sa structure [36 ; 194 ; 286 ; 291]. Si les protéases du VIH-1 et du FIV ne partagent que 23% d'homologie dans leur séquence d'acides aminés, le site actif des protéases rétrovirales du FIV et du VIH sont superposables alors que la plupart des acides aminés qui les composent diffèrent. Si chaque monomère constitutif de l'homodimère de la protéase du VIH-1 possède 99 acides aminés, Lin et son équipe démontrent que chaque monomère de la protéase du FIV possède 116 acides aminés ; les deux protéases partageant seulement 27 acides aminés par monomère. De plus, au moins six mutations responsables de la résistance de la protéase du VIH ont été retrouvées dans les séquences des protéases du FIV. En revanche, l'efficacité des inhibiteurs de protéase utilisés couramment chez l'Homme est 100 fois moindre lorsqu'ils sont utilisés dans le cadre du FIV. Cette proximité fonctionnelle a poussé les chercheurs à investiguer le potentiel de ces composés pour les adapter au traitement des chats infectés par le FIV [36 ; 194 ; 286 ; 291]. 1) TL3 Une étude réalisée in vivo chez le chat en 2010 a eu pour but de savoir si le TL-3 pouvait améliorer les signes cliniques neurologiques liés à l'infection du système nerveux central par le FIV. Pour cela, 4 groupes de 5 chats de 15 semaines ont été constitués : le groupe 1 n'était ni infecté ni traité, le groupe 2 recevait le TL-3 mais n'était pas infecté, le groupe 3 était infecté mais pas traité, et le groupe 4 était infecté par la souche FIV-PPR et recevait le TL-3 à partir de 72h avant l'inoculation. Le traitement était distribué deux fois par jour, et chaque animal recevait 2x20mg/j per os (pour environ 2kg de moyenne par animal en début d'expérience et 3kg en fin d'expérience) pendant 96 jours de traitement continu. Puis le traitement était arrêté pour les groupes 2 et 4 et instauré pour le groupe 3 pour une durée de 70 jours [286]. La biodisponibilité a été déterminée sur 2 chats. Le pic de concentration plasmatique intervient dans les 4 à 6 heures post administration ce qui valide l'efficacité d'un traitement per os. De plus, sur une durée d'étude de 2 semaines, aucun effet secondaire consécutif au traitement n'a été noté [286]. Les données de significativité des différences de la charge virale ne sont pas fournies. En revanche, les potentiels évoqués auditifs cérébraux montrent une latence significative des ondes P3 et P4 qui commence 15 à 30 jours post infection chez les infectés non-traités (p<0,001). A l'inverse, chez le groupe traité par le TL-3, aucune anomalie des potentiels évoqués auditifs cérébraux n'est mise en évidence. De plus, lorsque le groupe 3 reçoit le traitement durant la seconde phase de 70 jours, les ondes P3 et P4 retrouvent des niveaux non significativement différents des autres groupes. Tandis que l'arrêt du traitement pour le groupe 4, traité en début d'expérience, n'induit pas de changement significatif du potentiel évoqué auditif cérébral des animaux après l'arrêt du traitement, pour le groupe 3, une latence des ondes P3 et P4 ré-apparaît à 22 jours post-arrêt (p<0,001) [286]. Ces observations amènent les auteurs à conclure que le TL-3, utilisé précocement, a eu un effet protecteur vis à vis de l'infection chez les chats du groupe 4 puisqu'ils n'ont pas développé d'altération neurologique au cours de l'étude. De plus, l'utilisation post-altération du TL-3 montre également une amélioration, mais cette dernière disparaît 22 jours après l'arrêt du traitement. Les auteurs postulent que, chez des chatons de cet âge, l'évolution de la perméabilité de la barrière hématoméningée aurait pu jouer un rôle ; le groupe 4, protégé de 95 l'infection jusqu'à ce que la barrière hémato-méningée soit totalement hermétique, ne présenterait pas de charge virale dans le compartiment central du système nerveux, tandis que le groupe 3 présente une charge virale dans le système nerveux central qui resurgirait après l'arrêt du traitement. Une fois le virus dans le système nerveux central, le traitement par le TL3 doit donc être continu, alors qu'il semble protecteur lorsqu'il est utilisé avant l'apparition du virus dans le système nerveux central jusqu'à la fermeture hermétique de la barrière hématoencéphalique [286]. 2) Autres inhibiteurs Une étude de Norelli a montré que la réplication du FIV pouvait être inhibée par les inhibiteurs de protéases in vitro. Parmi les molécules, la seconde équipe a utilisé des inhibiteurs de protéases de seconde génération comme le lopinavir, l'atazanavir, le darunavir, le tipranavir, et tipranavir « potentialisé » par le ritonavir. Le tipranavir est le seul inhibiteur de protéase dont la structure ne soit pas protéique. Si les 4 composés sont susceptibles d'inhiber la réplication du FIV de façon dose-dépendante, seul le tipranavir et sa version « boostée » sont aussi efficace dans le cas du VIH-1 et du FIV. Les auteurs en concluent que cette différence d'efficacité entre les composés peptidiques et non-peptidiques est liée à l'observation précédente que la structure du site actif de la protéase du FIV était comparable aux formes résistantes de la protéase du VIH-1 vis-à-vis de certains composés de cette famille [166]. d) Les inhibiteurs du relargage des particules virales 1) Téthérine (BST-2) C'est une protéine à un seul domaine transmembranaire inductible par les interférons α, ω, et γ, qui inhibe le relargage des particules virales enveloppées à partir des cellules infectées. Cette inhibition passe par la dimérisation des domaines extra-membranaires des protéines adjacentes présentes à la fois sur la membrane de la cellule infectée et sur l'enveloppe des particules virales se développant à la surface de cette même cellule. Les virions ainsi séquestrés à la surface des cellules, la téthérine prévient la dissémination [55]. Une étude de Dietrich, réalisée in vitro, montre que les téthérine humaine et féline réduisent significativement le titre viral de FIV, ainsi que le relargage d'antigène viral p24 dans le surnageant. De plus, contrairement à ce que l'on peut observer dans le cas du SIV et du VIH1, le FIV ne semble pas avoir de mécanisme d'échappement à cette stratégie thérapeutique. En revanche, la téthérine n'inhibe que les souches de FIV dépendant de la liaison au CD134 [55]. Par ailleurs, la pression de sélection engendrée sur le virus par la téthérine favorise la sélection de souches CD134 indépendantes. Ces souches forment des syncitia qui permettent la contamination directe de cellule à cellule par fusion membranaire, facilitée par l'abondance des co-récepteurs CXCR4 [55]. 96 2) Anticorps anti-CD9 Hosie a mis en évidence que l'activation des lymphocytes T félins par de la concavaline (ConA) et de l'interleukine 2 (IL-2), augmentait sa sensibilité au FIV et que, de manière concomitante, il y avait expression d'une protéine membranaire de 24kDa, appelée vpg15, qui est un homologue du CD9 humain. L'expression du vpg15 augmente de 3% au jour 0 de l'infection, et de 52% au jour 7. Cette cinétique semble supposer que le vpg15 joue un rôle important dans l'infection virale [113]. L'auteur note également que le traitement in vitro par des anticorps monoclonaux de souris anti-vpg15 bloque spécifiquement la réplication virale du FIV sans pour autant reconnaître le virus lui-même. De plus, ce blocage n'est pas attribuable à une neutralisation directe de l'entrée du virus [113 ; 289]. De plus, l'expression ectopique du récepteur CD9 accélère l'infection virale par le FIV dans des lignées cellulaires n'exprimant pas le récepteur [113 ; 289]. L'incubation de virus avec des anticorps spécifiques anti-CD9 permet de retarder l'infection virale. Il n’y a, par ailleurs, pas de corrélation du blocage du FIV par neutralisation direct du virus par les anticorps anti-CD9, ou par diminution de la prolifération cellulaire [113 ; 289]. De plus, cette action antivirale est dose-dépendante (seuil établi à 0,1μg/mL) [113 ; 289]. Le traitement semble également légèrement plus efficace lorsqu'il est dispensé après infection comparé à un traitement pré-infection [113 ; 289]. Cependant, ce blocage est limité dans le temps. En effet, l'activité de la transcriptase inverse augmente dans le groupe traité par l'anticorps anti-CD9 à partir de 18j. En outre, le blocage est spécifique du FIV puisque les anticorps anti-CD9 sont sans effet sur le titre viral de LCMV, un autre virus [113 ; 289]. L'inhibition du cycle viral par les anticorps anti-CD9 se fait par inhibition du relargage des particules virales [113]. e) Les inhibiteurs de la fusion membranaire 1) Les antagonistes du CXCR4 • Plerixafor ou AMD3100: Le plerixafor, dont la structure chimique est présentée dans la figure 21, est un composé de la famille des bicyclames. Les molécules de cette famille sont des antagonistes sélectifs du CXCR4, et principal co-récepteur de l'entrée du FIV dans les cellules cibles. De plus, le CXCR4 de l'homme et du chat partagent un grand nombre d'homologies, ce qui rendrait intéressante l'utilisation de molécules anti-CXCR4 utilisées dans le cadre du VIH. L'AMD3100 bloque l'entrée du virus en masquant le co-récepteur cellulaire CXCR4 [63]. 97 Figure 21: Structure chimique du Plerixafor ou AMD3100 D’après Egberink et al., 1999 [63] L'AMD3100 inhibe in vitro de 50% la formation de syncytia induite par l'infection des cellules par le FIV. Les images mettant en évidence cette protection des cellules par le Plerixafor sont présentées ci-dessous dans la figure 22. Cette inhibition est dose dépendante [63]. 98 Figure 22: Formation de syncytia par fusion de cellules infectées par le FIV (A) et inhibition de cette fusion par le Plerixafor (B) D’après Egberink et al., 1999 [63] Ces résultats ont été repris dans une étude in vivo publiée par Hartmann. 20 chats naturellement infectés par le FIV et exempts de FeLV ont été répartis en deux groupes, le premier recevant un placébo et le second recevant un protocole à base d'AMD3100. Le protocole utilisé est le suivant : 0,5mg/kg/12h injectés en sous-cutané tous les jours durant l'étude [99]. Le traitement n'a pas permis d'améliorer significativement la clinique des animaux par rapport aux témoins, ni le ratio CD4/CD8. En revanche, la charge virale est significativement diminuée par le traitement AMD3100 (p<0,05) [99]. La seule variation hématologique significative observée avec le traitement au Plerixafor est une baisse du magnésium sanguin (p<0,05) ; les auteurs expliquent cette baisse subclinique par une entrée du magnésium dans le compartiment intracellulaire en même temps que le calcium lors de la transduction du signal par le CXCR4, où, le cas échéant, par la liaison entre le CXCR4 et l'AMD3100 qui joue alors le rôle d'agoniste partiel [99]. 99 Par ailleurs, après 42 jours de traitement, il n'y a aucune baisse de sensibilité in vitro des souches de FIV au Plerixafor. Cette résistance a pourtant été objectivée chez l'homme après seulement 20 à 60 passages expérimentaux sur culture cellulaire [99]. Dans un symposium sur les rétrovirus félins en 2004, Troth a présenté une étude sur des chats infectés expérimentalement, ne permettant pas de montrer une baisse significative de la charge virale [277]. Hartmann fait l'hypothèse que la souche choisie n'utiliserait pas le corécepteur CXCR4, ce qui a été prouvé sur certaines souches expliquant la différence de tropisme cellulaire, et échapperait ainsi au contrôle par le Plerixafor [99]. La dose thérapeutique est évaluée à 0,5 mg/kg/12h par voie sous-cutanée [99]. • T140 et ses derivés: Le T140 est un dérivé du T22, qui est un peptide de 18 acides aminés issu du sang de limule se liant spécifiquement au CXCR4. Le T140 est instable in vivo du fait du clivage de l'acide aminé Arginine de son extrémité C-terminale dans le sang et le foie. Pour remédier à cette limite pharmacologique, deux composés présentant une meilleure stabilité au niveau de leur extrémité C-terminale ont été synthétisés : il s'agit du T14013, et le T14016. Ces composés sont dotés d'une activité antivirale intéressante, d'une faible toxicité, et d'une meilleure stabilité in vivo comme l'a démontré Tamamura en 2001 dans le cas du HIV [184]. Mizukoshi et son équipe rapportent que l'inhibition de la formation de syncytia est respectivement de 98,1% et de 96,2% pour le T14016 et le T14013 à la concentration de 4μM chacun. Les images correspondant à cette inhibition sont rapportées dans la figure 23 [184]. 100 Figure 23: Inhibition de la formation de syncytia par le FIV dans des cultures de cellules infectées D’après Mizukoshi et al., 2009 [184]. a : cellules infectées en présence d’antagonistes de CXCR4 ; b : cellules infectées en absence d’antagoniste de CXCR4 ; c : culture cellulaire pré-traitée avec du TF14016 ; d : culture cellulaire pré-traitée avec du TF14013. Ils ont ensuite évalué l'activité protectrice des dérivés du T140 vis-à-vis de la souche Sendaï-1 – une souche du sous-type A du FIV. L'activité antivirale est mesurée par l'activité de la transcriptase inverse. On note que 6 jours après inoculation du virus, la réplication virale est significativement inhibée (figure 24a). De plus cette inhibition est dose-dépendante (figure 24b) [184]. 101 Figure 24: Mise en évidence de l’action anti-virale des composés TF14016 et TF14013 (a) et de l’effet dose-dépendant de cette action (b), D’après Mizukoshi et al., 2009 [184]. Sur l’axe des ordonnées l’incorporation de P32 est le témoin de l’activité transcriptase inverse induite par le virus. Les différences significatives entre chaque groupe et le groupe contrôle sont notées d’un astérisque. 2) Les antagonistes de la gp40 La gp40 est une protéine de l'enveloppe virale et est indispensable à la fusion du virus avec la membrane cellulaire. Cette protéine est composée de plusieurs domaines actifs dont le HR1 et le HR2, situés respectivement aux extrémités N-terminale et C-terminale, et qui sont capables d'interagir en se liant l'une à l'autre de façon anti-parallèle ; cette interaction serait même nécessaire pour qu'il y ait fusion. Pour empêcher cette fusion, une autre classe de composés antiviraux a été mise au point spécifiquement contre le FIV : des composés qui présentent la même structure que le domaine C-terminal de la gp40. Parmi ces composés, on trouve les peptides FIV-C35 et FIV-N36 dérivés respectivement du domaine HR2 de l'extrémité Cterminale et du domaine HR1 de l'extrémité N-terminale de la gp40. Des dérivés du FIV-C35 ont ensuite été créés par l'établissement de ponts dans l'hélice α constituant la structure secondaire du peptide ; cette modification augmente à la fois la stabilité et la solubilité du composé. Ces dérivés sont connus sous le nom de FIV-C35EK1, FIV-C35EK2, et FIVC35EK3 [176 ; 184]. Mizukoshi et son équipe se sont proposé d'évaluer le potentiel antiviral de ces composés. Pour cela, comme pour les antagonistes du CXCR4, ils ont évalué la capacité des composés à inhiber le virus en objectivant la capacité à empêcher la formation de syncytia, in vitro, après l'infection des cellules par la souche de FIV Petaluma. Parmi les composés évalués, seuls deux montrent une inhibition significative de la formation des syncytia par les cellules infectées : le FIV-C35, et le FIV-C35EK1 [184]. Pour compléter ces observations, les auteurs ont quantifié l'activité de la transcriptase inverse dans les cultures de cellules en présence du virus et des composés antagonistes de la gp40. Les antagonistes de la gp40 ont été ajoutés 3h avant l'inoculation du virus, l'activité transcriptase inverse est quantifiée 6 jours après inoculation. Cette manipulation, que ce soit 102 avec la souche virale Sendaï du sous-type A ou avec la souche Shizuoka du sous-type D, confirme les observations précédentes : seuls les deux composés FIV-C35 et FIV-C35EK1 montrent une inhibition significative de l'activité transcriptase inverse dans le surnageant, donc une inhibition de la réplication virale par inhibition de la fusion du virus avec la membrane de sa cellule cible. L'auteur ajoute que le FIV-C35 partage 85,7% d'homologies avec la gp40de la souche Sendaï-1 et 71,4% avec celle de la souche Shizuoka. Ensuite, Mizukoshi et son équipe ont démontré que cette activité des antagonistes de la gp40 était dose-dépendante pour les deux composés, et que l'inhibition apparaissait pour des doses plus faible de FIV-C35EK1 que de FIV-C35 [184]. Medinas et son équipe avait déjà testé des composés de cette famille. Ils sont partis des composés utilisés contre le VIH-1, le T20 dérivé analogue de la région HR1 de la gp41, et le T21, dérivé analogue de la région HR2 de la gp41, pour synthétiser 15 peptides de 35 acides aminés, analogue de la région HR2 de la gp40 du FIV, et ont évalué leur efficacité antivirale. Leur activité est objectivée par leur capacité à inhiber la formation de syncytia par les cellules infectées par les FIV [176]. De plus, cet effet est dose-dépendant comme le montrent la figure ci-dessous (figure 25), montrant la formation de syncytia sous différentes concentrations d'inhibiteurs de gp40. Figure 25: Inhibition de la formation de syncitia par l’infection par le FIV à des concentrations de T1569 décroissantes De Medinas et al., 2002 [176]. Les résultats de cette étude montrent, in vitro, que les composés analogues de la structure HR2 de la gp40 virale sont efficaces pour inhiber la fusion du virus avec la membrane de la cellule cible. Parmi ces composés, deux sont particulièrement efficaces à de faibles concentrations : le T1971 et le T1972. En revanche, ils mettent en évidence une spécificité d'inhibition puisque le T20 ou le T649 sont plus actifs contre le VIH-1 que contre le FIV, et à l'inverse, les composés utilisés pour le FIV comme le T1577 ou le T1967, sont moins actifs sur le VI-1. Cela prouve que même si la conformation tridimentionnelle des HR2 des lentivirus est conservée, la séquence primaire des acides aminés conditionne l'activité antivirale spécifique des peptides analogues [176]. 103 2. Les multithérapies Une autre approche thérapeutique est adaptée : celle des multi-thérapies. Cette approche est inspirée des multithérapies développées chez l’Homme. Ces traitements combinent plusieurs molécules de la même famille ou de familles différentes et ils permettent ainsi de combiner les avantage de plusieurs molécules, de diminuer les doses et donc la toxicité des traitements et, bien plus intéressant encore, de limiter l'apparition et la sélection de souches résistantes [25 ; 86]. a) La bithérapie AZT/3TC ou Azidothymidine/Lamivudine L'équipe d’Arai montre, in vitro, que l'association des 2 molécules laisse apparaître une synergie et que l'inhibition de la réplication, chez des chats infectés, de façon chronique est plus importante qu'elle ne le serait avec chacune des molécules prise séparément comme le montre la figure 26 [8]. Figure 26: Comparaison de l’activité de la transcriptase inverse après traitement par 3 protocoles anti-rétroviraux dans les cellules de sang périphériques à 9, 12 et 15 jours après le début du traitement D’après Arai et al., 2002 [8] Les différences significatives avec le groupe contrôle sont notées p Dans un second temps, ils ont essayé de mettre en évidence un effet prophylactique du traitement en le commençant à des moments différents (avant, au moment, ou après l'inoculation). Les posologies utilisées étaient de 100 ou 150mg/kg/j/molécule selon les groupes. Tous les groupes ont présenté des désordres hématologiques 3 à 4 semaines après le début du traitement, avec des anémies sévères, un taux anormalement élevé de réticulocytes, des globules rouges de morphologie anormale et la présence de corps de Howell-Joly. 13% des animaux ont présenté une neutropénie (<2000neutrophiles/mm3) [8]. Par ailleurs, 26% des animaux ont développé anorexie et dépression. Ces symptômes ont nécessité une réduction des doses et un animal, dont l'anémie était trop sévère à 5 semaines de 104 traitement, a dû arrêter le protocole. Après correction, les paramètres hématologiques sont revenus dans les valeurs usuelles. Sur les 6 chats ayant reçu le traitement de 150mg/kg/j de chaque molécules 3 jours avant l'inoculation, cinq sont restés négatifs tout au long des 24 semaines d'étude par PCR et immunoblot, dont le chat pour lequel le traitement avait été interrompu. Un seul chat a développé une infection à partir de la sixième semaine avec une apparition des anticorps à la semaine 11 et la charge virale est restée basse jusqu'à l'arrêt du traitement. Tous les chats placébo se sont révélé positifs 4 semaines post-inoculation, et ont présenté des anticorps entre 4 et 6 semaines post-infection. Par ailleurs, le traitement 3 jours avant l'inoculation permettait de maintenir un ratio CD4+/CD8+ significativement supérieur à 17 semaines post-inoculation. La proportion des chats protégés chute à 33% dans les groupes dont le traitement est synchrone avec l'inoculation quelle que soit la dose utilisée [8]. Enfin, ils ont testé un protocole de traitement de chats infectés de façon chronique à la posologie de 40 mg/kg/j/molécule. Ces doses sont plus faible que les précédentes, car les infectés chroniques sont moins tolérants aux doses élevées et aux traitements de longue durée et les doses administrées en clientèle sont de l'ordre de 5 à 10 mg/kg/j pour l'AZT, ce qui permet en plus de limiter les coûts [90]. A la dose de 40 mg/kg/j/molécule, tous les animaux traités ont développé une anémie discrète à modérée dans les 3 à 4 semaines après le début du traitement. Par ailleurs, deux chats (33%) ont eu une fièvre intense (>41,1°C) à 4 semaines de traitement et, même après diminution de moitié de la dose, un des deux présentait encore une fièvre récurrente qui s'est estompée 10 jours après l'arrêt du traitement la semaine suivante ; un traitement à 10 mg/kg/j/molécule a alors été ré-instauré pour cet animal ; il a redéclenché une fièvre intense qui s'est estompée dans les 3 jours. L'autre chat a manifesté une anorexie et de l'abattement qui ont disparu avec la fièvre une semaine après arrêt du traitement. Malheureusement, aucune différence significative avec le lot témoin recevant le placébo n'a pu être mise en évidence chez des chats infectés chroniques, ni sur la charge virale, ni sur le titre en anticorps, ni sur le ratio CD4/CD8 [8]. Cette étude se base sur des animaux de 7 mois infectés expérimentalement par une seule souche (FIV-UK8) et présentant déjà pour la moitié d'entre eux des ratio CD4/CD8 inversés [8]. Ces résultats peuvent donc ne pas être représentatifs de l'efficacité du traitement sur une population de chats naturellement infectés. Une étude de Gomez, en 2012, contredit cependant les résultats de l'étude précédente. Elle se base sur des chats infectés naturellement. Cette équipe utilise des chats infectés de façon chroniques avec ou sans symptômes. Ils ne commencent le traitement qu'en phase asymptomatique tardive. Pour cela, ils calculent le ratio CD4/CD8 tous les 4 mois, et le traitement est instauré dès que ce dernier descend en dessous de 0,9. Les animaux sont alors suivis pendant une année à la fin de laquelle l'efficacité du traitement est évaluée par rapport aux valeurs mesurées avant sa mise en place [86]. Le protocole thérapeutique mis en place est de 5 mg/kg/12h d'AZT per os avec 25 mg/kg/12h de 3TC tout au long de l'année pour les 8 chats du groupe traités ainsi. Concernant les effets secondaires, seulement 1 animal a eu des vomissements, 1 chat est devenu anorexique et 1 chat a été anémié. Les symptômes ont été pris en charge et se sont résolus sans arrêt du protocole antiviral [86]. Dans cette expérience, après un an de traitement, les auteurs rapportent une diminution significative de la charge virale (p<0,001), présentée dans la figure 27, avec un effondrement de celle-ci par rapport aux valeurs enregistrées avant traitement. De même, le ratio CD4/CD8 est significativement remonté avec une médiane à 1,4 soit une remontée de 0,5 points 105 (p=0,013). En revanche, les signes nerveux objectivés par les potentiels évoqués visuels et auditifs ne montrent ni amélioration ni détérioration significative [86]. Figure 27: Comparaison de la charge virale et du ratio CD4/CD8 avant et après 1 an de traitement pour 4 protocoles antirétroviraux D’après Gomez et al., 2012 [86]. La figure de gauche représente la charge virale en ordonnée ; l’axe des ordonnées de la figure de droite représente le ratio CD4/CD8. Les différences significatives avec le groupe contrôle sont notées p. En conclusion, sur une population de chat naturellement infectés, l'association AZT/3TC pendant un an réduit significativement la charge virale et permet d'augmenter le ratio CD4/CD8 lorsque le traitement est instauré en phase asymptomatique tardive (ratio CD4/CD8=0,9). Par ailleurs, aux doses recommandées par l'étude argentine, les effets secondaires semblent limités et gérables sans arrêt du protocole. Cette association a été beaucoup étudiée chez l'Homme dans le cadre de la grossesse pour minimiser la transmission verticale. Elle pourrait également être utilisée dans ce contexte chez le chat puisque cette association présente le double intérêt de diminuer significativement la charge virale de la mère et de posséder un effet prophylactique lorsqu'il est commencé avant l'infection, ce qui est le cas de l'embryon [8 ; 86]. Le protocole recommandé pour cette association est de 5 mg/kg/12h d'AZT per os et 25 mg/kg/12h de 3TC Per Os. b) Autres bithérapies L'équipe argentine a testé avec le même protocole deux autres bithérapies [86]: – La première avec ZDV et le Valp (acide valproïc) à respectivement 5mg/kg/12h per os et 15mg/kg/j ; 106 – La seconde avec ZDV et le recombinant humain d'interféron α à respectivement 5mg/kg/12h per os et 1mUI/kg/j en sous-cutané 3 fois par semaine à 1mois d'intervalle. Comme le montrent la figure 27 ci-dessus, aucun de ces deux protocole n'a été significativement efficace sur la charge virale ou le rapport CD4/CD8. c) La trithérapie ZDV/3TC/ABC Elle associe Zidovudine(ZDV)/Lamivudine (3TC)/Abacavir(ABC). Cette association a été proposée par Bisset et son équipe. L'étude est réalisée in vitro et contre la souche Pétaluma après 6 jours d'incubation sur culture cellulaire. L'association des 3 molécules est bien efficace pour l'inhibition de la réplication virale, avec une synergie des molécules qui augmente avec le dosage comme le montre la figure 28. En revanche, la toxicité cellulaire de cette association est supérieure aux toxicités des trois molécules [25]. Figure 28: Charge virale et toxicité du protocole de trithérapie ZDV+3TC+ABC en fonction de sa concentration D’après Bisset et al., 2002 [25] Les carrés vides se rapportent à la toxicité tissulaire ; les carrés pleins se rapportent à la charge virale. d) Autres trithérapies L'équipe précédente a testé in vitro l'effet de la trithérapie associant ZDV/3TC/hydroxyurée. Cette trithérapie inhibe in vitro la réplication virale, mais il est susceptible d'exister un antagonisme entre l'hydroxyurée et les deux inhibiteurs nucléosidiques de la transcriptase inverse, sans oublier la toxicité cellulaire importante de l'association se traduisant par un indice thérapeutique (soit le rapport entre la dose toxique 50% et la dose efficace 50%) très faible. 107 3. Les anti-rétroviraux non-spécifiques : les interférons Les Interférons ont de nombreux effets biologiques. Leur effet antiviral relève à la fois d'une action directe et d’une action indirecte par activation du système immunitaire. C'est à ce seul effet antiviral des interférons que nous nous limiterons ici. En revanche, les interférons peuvent également avoir des effets indésirables sur l'hôte. Ils sont synthétisés par les cellules dendritiques plasmatiques lors de stimulation par une infection virale ; la production d'interféron est directement liée à la détection d'ARN double-brin étranger dans la cellule infectée. Ensuite, sous l'action de cytokines, les cellules dendritiques plasmatiques se redistribuent aux organes lymphoïdes. Dans le cadre du virus VIH, la production in vitro d'interféron est altérée au cours de l'infection primaire, et plus tardivement au cours des infections opportunistes, parallèlement à la disparition des cellules dendritiques circulantes [50 ; 56 ; 116 ; 218]. Les Interférons sont classés entre type I et type II selon leur homologie et leur spécificité de récepteur. Certaines molécules ressemblent aux interférons et ont certaines propriétés similaires ; on les appelle IFN-like, ou interféron de type III, et elles regroupent IL-28A, l'IL28B, l'IFN-λ1, l'IFN-λ2, l'IFN-λ3, l'IL29, ou encore la limitine (chez la souris). Seuls les interférons de type I seront détaillés puisque ce sont les seuls utilisés chez le chat [50 ; 56 ; 116 ; 218 ; 276]. Ils ont été décrits pour la première fois il y a plus de 50 ans. Les Interférons de type I partagent une partie de structure, et se lient à un récepteur hétérodimérique (IFNAR pour récepteur de l'Interféron Alpha) composé de deux chaînes IFNAR1 et IFNAR2 au départ de la transduction du signal qui met en jeu deux kinases, Jack1 et Tyk2. Ces interférons sont synthétisés à faible concentration par presque tous les types cellulaires, même si les cellules hématopoïétiques sont les principales sécrétrices d'Interféron α et ω, alors que les Interférons β sont davantage synthétisés par les fibroblastes [50 ; 56 ; 116 ; 218 ; 276]. Des interférons de type I peuvent être sécrétés par presque toutes les cellules en réponse à la stimulation par un grand nombre de récepteurs membranaires et cytosoliques. La voie principale d'activation des interférons de type I passe par la reconnaissance, par des récepteurs cytosoliques, d'acides nucléiques xénogénique [276]. Plusieurs études se sont portées sur le potentiel antiviral, chez le chat, des interférons de type I. Si le seul interféron utilisable auparavant était un recombinant humain de l'IFN-α, récemment, Virbac a commercialisé sous le nom de VIRBAGEN® un interféron ω recombinant félin produit par génie génétique en infectant des larves de Bombyx mori par un vecteur baculovirus [50 ; 56]. En 2005, l'équipe de Pedretti a étudié l'effet thérapeutique d'une monothérapie à base de faibles doses de recombinant humain d'IFN-α. 27 chats infectés naturellement ont été référés par leurs vétérinaires traitants. Ces animaux sont tous en phase de pré-SIDA ou de SIDA déclaré. 22 ont été traités par le protocole développé ci-après, et 5 ont reçu le PLACEBO. L'interféron injecté est synthétisé par des lymphocytes de donneurs sains stimulés par le virus Sendai. Il comprend en réalité un mélange d'au moins 9 sous-types d'IFN-α, notamment l'IFNα1, 2, 8, et 21. Le mélange est ensuite conditionné à la concentration de 50UI/mL dans une solution de PBS complémenté en sérum albumine bovine à 2mg/mL. La conservation se fait à 4°C tout au long de l'étude. La stabilité a été démontrée pendant au moins 12 mois. Le protocole consiste en trois phases [218] : 108 – une phase de traitement de 6 mois (mois 1 à 6 du protocole), durant laquelle s'alternent : – 7 jours de traitement ; – 7 jours sans traitement ; – une phase de 2 mois sans traitements (mois 6 à 8 du protocole) ; – une seconde phase de traitement de 6 mois (mois 8 à 14 du protocole), durant laquelle s'alternent : – 7 jours de traitement ; – 7 jours sans traitement. Aucun effet secondaire majeur n'a été observé au cours de l'étude. Au cours des 2 premiers mois, les animaux traités voient leur score clinique très nettement amélioré et rester stable jusqu'à la fin du premier cycle de traitement. A titre d'exemple, les auteurs rapportent une disparition de la fièvre et de la lymphadénopathie en moyenne après 10 jours. En parallèle, le poids des animaux traité augmente significativement au cours de l'étude, de 800g en moyenne [218]. En revanche, si le score clinique est nettement et significativement amélioré par le protocole, aucune variation significative de la charge virale n'est observée au sein de l'échantillon, même si quelques animaux semblent voir leur propre charge virale décroître de façon spectaculaire. A l'arrêt du premier cycle de traitement, on note également une chute des LTCD4+ en nombre (p=0,017) alors qu'ils avaient été maintenus au-dessus de 1000 cellules par mm3 au cours des 6 premiers mois de traitement. De plus, le ratio CD4+/CD8+ semble décroître moins vite chez les individus traités [218]. Enfin, on peut noter que la médiane de survie des animaux du groupe PLACEBO est de l'ordre de 5 mois après le commencement de l'étude, tandis que tous les animaux sauf 1 du groupe traité sont encore en vie 20 mois après le début du protocole. Cette étude souffre néanmoins de limites majeures. En effet, les échantillons sont de taille modeste, avec seulement 5 animaux dans le groupe témoin. De plus, les animaux ne vivent pas dans les mêmes conditions, et certains d'entre eux sont infectés de façon concomitante par le FeLV. Enfin, il manque à plusieurs endroits les informations sur la significativité statistique des résultats exposés [218]. En résumé, cette étude tend à montrer que si le traitement par l'Interféron-α recombinant humain ne modifie pas la charge virale plasmatique, il améliore considérablement le score clinique et l'espérance de vie, et permet de maintenir le pool de LTCD4+ et le ratio CD4+/CD8+ plus longtemps que sans traitement [218]. Une équipe de l'université de Madrid s'est intéressée au recombinant félin de l'IFN-ω. 7 chats infectés par le FIV ont été traités par le VIRBAGEN® de chez Virbac selon le protocole proposé par De Mari et son équipe de chez Virbac en 2004. Le protocole est le suivant [56] : – 1MUI/kg/j en une seule injection sous cutanée pendant 5 jours de J0 à J4 ; – 1MUI/kg/j en une seule injection sous cutanée pendant 5 jours de J14 à J18 ; 109 – 1MUI/kg/j en une seule injection sous cutanée pendant 5 jours de J60 à J64. Cette fois encore, une amélioration importante et significative (p<0,05) a été observée sur le score clinique des animaux traités. En tenant compte des limites conférées par la taille des échantillons, le traitement proposé ici semble réduire l'hyper-gammaglobulinémie, mais semble ne pas significativement faire varier le ratio CD4+/CD8+ ou la charge virale plasmatique [56]. Les résultats de ces deux études semblent montrer que les interférons utilisés dans le cadre du FIV n'ont pas, in vivo, un réel effet anti-rétroviral, mais améliorent l'état clinique des animaux en modulant la réponse immunitaire [56 ; 218]. 4. Le cas particulier des gluco-corticoïdes Pour lutter contre les symptômes liés à l'infection par le FIV, il est d'usage d'utiliser les glucocorticoïdes chez les chats FIV positifs [13]. Partant de l'observation que la dexaméthasone et le cortisol modifiaient l'expression de certains gènes rétroviraux du VIH-1, et qu'ils augmentaient la neurotoxicité de la gp120, Barr et son équipe ont investigué l'intérêt potentiel de la méthylprednisolone durant la phase précoce de l'infection par le FIV. Pour cela, ils ont inoculé à des groupes de 4 chatons de 6 mois la souche FIV-PPR. Ils ont injecté préalablement à un des groupes 3 à 4mg/kg de glucocorticoïdes retard sous forme de méthylprednisolone acétate en intra-musculaire. Ils ont ensuite observé les chatons pendant 24 semaines [13]. Le titre en anticorps anti-FIV n'a pas été affecté par le traitement. En revanche, les chats traités ont tous eu une neutrophilie (faisant augmenter la population de leucocytes de 70 à 110%) et une lymphopénie (chute de 40 à 50% des lymphocytes circulants) dans les 24h après le traitement. De même, ces animaux voient leur population LTCD4+ augmenter à la semaine 4 avec une légère baisse des LTCD8+ ce qui aboutit à une augmentation significative du ratio CD4/CD8 à la semaine 4 [13]. De plus, la réplication virale, objectivée par l'activité de la transcriptase inverse, est significativement augmentée (p<0,01) à 4 semaines post-infection dans le groupe traité par des corticoïdes retards, par rapport au groupe infecté témoin, et reste plus élevée pendant toute la durée de l'expérience. Associé à cela, la charge virale détectée à la semaine 4 par RTPCR quantitative est significativement (p<0,005) plus élevée chez les chats traités que chez les chats non traités, et les semaines suivantes, trois fois plus de chats ont une virémie détectable dans ce groupe que dans celui des témoins [13]. En revanche, lorsqu'on étudie les potentiels évoqués au niveau central, les chats FIV positifs accusent un retard ou une latence significatifs des ondes P4, P5, et P6 qui se manifestent de 2 à 6 mois selon l'onde considérée. Le traitement par la méthyl-prednisolone permet d'annuler cette latence sur des animaux déjà infectés depuis 9 mois et ce au bout de 2 mois après l'injection intra-musculaire de corticoïdes retard, comme le montrent la figure 29 [13]. 110 Figure 29: Latence dans les ondes P4, P5 et P6 des potentiels évoqués auditifs des animaux infectés et non infectés D’après Barr et al., 2000 [13] La courbe en pointillés représente les animaux infectés traités aux corticoïdes ; la courbe en trait plein représente des animaux non infectés. La flèche située à 9,5 mois marque la fin du traitement à la méthylprédnisolone. Les différences significatives sont marquées par un astérisque. Si les corticoïdes semblent favoriser la réplication virale du FIV contrairement à ce qui est décrit chez l'Homme pour le VIH, ils sont aussi associés à la régression des atteintes neurologiques centrales objectivées par les potentiels auditifs centraux [13]. De plus, il a été montré que les corticoïdes exogènes sont capables d'induire l'augmentation de l'expression des récepteurs de surface membranaires des cytokines CXCR4, co-récepteur du FIV, et il se pourrait que la méthylprednisolone favorise par ce mécanisme l'entrée du virus dans les cellules [13]. 111 Avec l’engouement thérapeutique suscité par les Rétrovirus, de nombreuses molécules ont donc été testées avec des efficacités diverses et des effets secondaires non négligeables. Ces molécules n’ont pas de but curatif mais visent à améliorer le plus longtemps possible les manifestations cliniques et à soutenir les fonctions biologiques chez les animaux infectés. Suite aux nombreuses études à ce sujet, des recommandations thérapeutiques ont été émises par l’European Advisory Board on Cat Diseases [114]: - AZT à la dose de 5 à 10mg/kg q12h per os ou sous-cutané. Les études montrent qu’un traitement de 2 ans est bien toléré. Des doses plus élevées doivent néanmoins être envisagées avec précaution à cause de l’apparition d’effets secondaires. L’effet secondaire le plus fréquent est une anémie modérée lors des trois premières semaines du traitement. En conséquence, durant le premier mois de traitement, une numération sanguine doit être réalisée toutes les semaines à la recherche d’anémie arégénérative le plus souvent auto-résolutive et dose-dépendante. Si l’hématocrite chute en dessous de 20%, le traitement doit être arrêté et l’anémie se normalise le plus souvent d’ellemême. Si les résultats sont stables, un suivi mensuel est suffisant. Il est recommandé de ne pas traiter les animaux souffrant de myélophtysie. On observe une amélioration des fonctions immunes et des signes cliniques, ainsi qu’une baisse de la charge virale plasmatique ; - AMD 3100 à la dose de 0,5mg/kg q12h par voie sous-cutanée pendant 6 semaines. Les effets secondaires sont cependant peu connus. On observe une amélioration des signes cliniques et une diminution de la charge plasmatique en provirus ; - Interféron-ω félin. Bien qu’il soit actif in vitro sur le FIV, le peu d’études in vivo à son sujet ne montrent pas d’effet significatif sur l’espérance de vie ; - Interféron-α humain. Il est associé à une augmentation de la médiane de survie des chats infectés. Le protocole utilisé est le suivant : o Pendant 6 mois : 50UI 1 fois par jour per os pendant 7 jours ; Pas de traitement pendant 7 jours ; o 2 mois plus tard et pendant 6 mois : 50UI 1 fois par jour per os pendant 7 jours ; Pas de traitement pendant 7 jours. 112 Le virus de l’immunodéficience féline est un rétrovirus, de la famille des Lentivirus, spécifique du chat et des grands félins se manifestant par un tableau clinique protéiforme dominé par un syndrome d’immunodéficience acquise qui peut se décrire comme l’enchaînement dans le temps de 5 stades. Epidémiologiquement, les mâles castrés sont les plus touchés. Les facteurs de risque d’infection par le FIV sont le fait de vivre à l’extérieur dans une communauté de chat, l’âge supérieur ou égal à huit ans, l’appartenance à la race européenne. Du point de vue du mode d’infection de l’organisme par le virus, il est typique de la famille des Rétrovirus : le génome viral du FIV s’insère dans le génome de la cellule hôte grâce à l’activité enzymatique de la transcriptase inverse qui effectue une copie de l’ARN génomique en ADNc. La cellule infectée devient un réservoir du virus échappant à la surveillance du système immunitaire qui est alors incapable d’éliminer l’agent pathogène de l’organisme. L’infection par le FIV peut être diagnostiquée par de nombreuses techniques d’identification, tant directes (culture ou RT-PCR notamment), qu’indirectes (ELISA de flux latéral, WesternBlot, ou Immunofluorescence). En clinique, des kits ELISA de diagnostic rapide sont disponibles et disposent d’un bon couple sensibilité/spécificité. Les résultats à ces tests doivent être discutés en fonction des caractéristiques épidémiologiques de l’animal testé. Ainsi, un animal de moins de 6 mois, ou dont le risque épidémiologique d’avoir contracté l’infection est faible devra subir un test de confirmation par une autre technique. Biologiquement, l’infection par le FIV est à l’origine de modifications. Ces modifications touchent majoritairement les sous-populations de leucocytes et sont dépendantes des stades cliniques de l’infection. Les principales sont une neutropénie précoce lors de la phase aiguë et une lymphopénie à partir de la fin de la phase asymptomatique. Concernant l’arsenal thérapeutique anti-rétroviral, il est, comme chez l’Homme, à visée uniquement palliative. De nombreuses molécules issues pour la plupart des recherches sur le VIH ont été testées chez le chat, et les recommandations actuelles proposent des protocoles adaptés au chat. 113 114 DEUXIÈME PARTIE : Etude rétrospective sur les chats testés positifs au FIV entre le 1er janvier 2002 et le 30 juin 2013 à l’Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort. 115 116 Ces dernières années, plusieurs études se sont attachées à comparer des groupes de chats FIV positifs avec des groupes témoins de chats FIV négatifs tant sur le plan épidémiologique, que sur les manifestations cliniques et/ou sur les analyses biologiques. Cependant, en France, les seules études disponibles à ce sujet sont réalisées sur des échantillons de taille modeste (moins d’une quinzaine d’individus FIV positifs) et sans comparaison avec des groupes témoins. Comme nous l’avons vu dans la première partie de notre travail, les données épidémiologiques se recoupent dans l’ensemble des études réalisées à ce sujet en faveur d’une infection préférentielle des mâles ayant accès à l’extérieur d’environ 8 ans, quel que soit le pays dans lequel l’étude était menée ; nous avons cherché à déterminer si ce profil type de l’animal porteur de l’infection par le FIV s’appliquait également aux animaux de notre étude. De la même façon la bibliographie présente un vaste panel de manifestations cliniques liées à l’infection par le FIV ; nous avons ici cherché à déterminer la fréquence relative de ces différentes manifestations afin de dégager un profil clinique type d’une maladie aussi protéiforme que l’infection par le FIV. De plus, la plupart des études à notre disposition font état d’une hyperprotéinémie par hypergammaglobulinémie à l’examen biochimique des chats FIV positifs ce que nous avons également cherché à mettre en évidence dans notre étude. Étant données les connaissances actuelles sur les virus de la famille du FIV, nous nous attendons à trouver des variations hématologiques entre le groupe de chats FIV positifs et le groupe de chats témoins FIV négatifs, en particulier sur la numération leucocytaire et plus particulièrement lymphocytaire. L’objectif de notre travail est donc d’étudier les paramètres épidémiologiques et biologiques d’une population de chats FIV positifs, présentés en consultation à l’ENVA, et de décrire les manifestations cliniques et biologiques de cette infection, afin d’en extraire des critères de suspicion de l’infection par le FIV facilement utilisables en clinique. I) Matériel et méthodes Critères d’inclusion et d’exclusion des chats de cette étude A) Critères d’inclusion et critères d’exclusion des chats FIV positifs 1. a) Liste de l’ensemble des chats FIV positifs étudiés Nous avons donc voulu réaliser une étude rétrospective sur 10 ans sur les chats qui avaient été dépistés FIV positifs sur l’Ecole Vétérinaire d’Alfort (ENVA) ; nous nous sommes intéressés à leur environnement, leur symptomatologie, les tests employés pour chacun, les suivis hématologiques réalisés. Nous avons également réalisé une étude épidémiologique sur ces cas. Pour cela nous avons dans un premier temps utilisé le logiciel de l’ENVA (Clovis), permettant de gérer l’ensemble de l’aspect clinique avec enregistrement des dossiers, comptes rendus pour chaque consultation, analyse et chirurgie réalisées, assurant ainsi un suivi efficace de chaque animal présenté sur l’Ecole. Il offre la possibilité de faire des recherches en fonction de mots clés, qui sont rentrés par le rédacteur d’un compte rendu ou automatiquement enregistré dès lors qu’une analyse ou une facturation est faite. 117 Une fois le logiciel ouvert, l’onglet « Recherche… » permet de choisir entre différents types de recherches (consultation, animal, propriétaire, service, facturation, etc.). Nous sélectionnons « Consultation » et avons alors la possibilité de restreindre la recherche des consultations voulues en fonction de l’animal (espèce, race, âge, sexe, etc.), du service, de la date de la consultation elle-même, de la pathologie et des analyses. Nous avons donc restreint la recherche à toutes les analyses réalisées après le 1er janvier 2002. A partir de là, deux sousgroupes sont important à étudier : « Analyses » (qui offre 8 types de recherche différents se référant au FIV), qui correspond aux mots-clés de la facturation, et « Sous-analyse » (offrant 3 types de recherche différents pour le FIV : PCR, SNAP, sero). Lorsqu’on lance la recherche pour chacun des termes séparément, on obtient : • « Analyses » : - « FIV » : 65 chats testés pour le FIV ; « FIV (PCR) 1er analyse (ext) » : 1 chat ; « FIV (PCR) 2nd analyse (ext) » : 1 chat ; « FIV 1er analyse (PCR) IDEXX » : 1 chat ; « FIV 2nd analyse (PCR) IDEXX » : 1 chat (le même que celui présent pour « FIV 1er analyse (PCR) IDEXX ») ; « FIV et FeLV (ext) sero » : 112 chats ; « FIV et FeLV (VIRO) » : 171 chats ; « FIV sero (ext) » : 15 chats. • « Sous-Analyse » : - « FIV (PCR) » : 4 chats ; « FIV (sero) » : 284 chats ; « FIV SNAP » : 212 chats. Nous avons donc ensuite associé chaque type de recherche (par exemple : « date> 01/01/2002 » avec « Analyse : FIV et FeLV (ext) sero » et « Sous-Analyse : « FIV (sero) ») afin de trouver les cas se recoupant. Chaque mot-clé de l’onglet « Analyses » a donc été combiné à tour de rôle avec chacun des mots-clés de l’onglet « Sous-Analyses ». Il en ressort : - - - «Sous-Analyse : FIV(PCR) » comprend tous les cas présents dans « Analyses : FIV (PCR) 1er analyse (ext) », «Analyses : FIV (PCR) 2nd analyse (ext) », «Analyses : FIV 1er analyse (PCR) IDEXX » (ce dernier étant donc identique à « Analyses : FIV 2nd analyse (PCR) IDEXX »), ainsi qu’un quatrième chat qu’on ne retrouve pas avec les autres mots-clés de l’onglet « Analyses » ; « Sous-Analyse : FIV (sero) » comprend tous les cas présents dans « Analyses : FIV et FeLV (ext) sero » (112 chats) et dans « Analyses : FIV sero (ext) » (15 chats), ainsi que 159 des chats présents dans les 171 chats de « Analyses : FIV et FeLV (VIRO) » ; soit un total de 286 chats, donc 2 de plus que ce que nous indique le logiciel pour cet onglet, mais une comparaison des listes a permis de déterminer que certains dossiers étaient présents à la fois dans « Analyses : FIV et FeLV (ext) sero » et dans « Analyses : FIV sero (ext) ». Les 12 chats de l’onglet « Analyses : FIV et FeLV (VIRO) », non présents dans « Sous-Analyse : FIV (sero) », ne sont pas retrouvés dans les onglets « Sous-Analyses : FIV (PCR) » et « Sous-Analyses : FIV SNAP » ; L’ensemble des chats compris dans « Sous-Analyse : FIV SNAP » n’ont pas été retrouvé dans l’onglet Analyses ; 118 - L’ensemble des chats issus de la liste « Analyses : FIV » n’ont pas été retrouvés dans l’onglet « Sous-Analyses ». Il a ensuite fallu comparer toutes les listes entre elles de façon, d’une part, à trouver les 12 chats de la liste « Analyses : FIV et FeLV (VIRO) » qui ne sont pas compris dans la liste de chats de « Sous-Analyse : FIV (sero) » et, d’autre part, de comparer les différentes listes obtenues à partir des trois mots-clés de l’onglet « Sous-Analyses », de façon à s’assurer qu’un même chat n’apparaît pas plusieurs fois. Il en a résulté une liste de 577 chats testés pour le FIV sur l’Ecole entre le 1er janvier 2002 et le 30 juin 2013 (à noter que nous avons effectué cette recherche en deux fois : une première fois en s’arrêtant au 1er janvier 2013, puis nous avons réalisé la même chose – début juillet 2013 – entre le 1er janvier 2013 et le 30 juin 2013). Dans le but d’augmenter la population de chats atteints, nous avons contacté 2 centres géographiquement éloignés de l’ENVA : - - L’Ecole Vétérinaire de Lyon (ENVL), afin d’avoir accès à leur banque de données ; il nous a été demandé par téléphone d’envoyer un mail et d’attendre la réponse, en nous spécifiant que cela suivait la marche administrative et pouvait nécessiter un peu de temps. N’ayant pas reçu de réponse au bout d’un mois, nous les avons relancés via courriers électroniques et téléphone, sans succès ; Le laboratoire Scannelis ; les courriers électroniques que nous leur avons adressés sont restés sans réponse et il nous a été spécifié par téléphone qu’ils ne pouvaient pas nous fournir plus de renseignements que ce qui figurait sur leur site internet. Nous avons ensuite regardé les dossiers de ces 577 chats afin, notamment, de connaître leur statut FIV. Il en a résulté 67 chats testés FIV positifs, dont 4 ne présentaient aucune consultation et appartenaient au laboratoire de neurologie. Nous avons donc étudié les dossiers de 63 chats, échantillon sur lequel nous avons réalisé notre étude épidémiologique et une étude descriptive des symptômes. b) Sélection des chats FIV positifs ayant eu des analyses biologiques Parmi ces 63 animaux, afin de réaliser l’étude biochimique et hématologique, nous avons ensuite formé un nouvel échantillon construit comme suit. Seuls les animaux ayant eu des analyses sanguines à l'ENVA, parmi les suivantes, ont été retenus : examen biochimique sanguin (urée, créatinine, phosphatases alcalines, alanine amino-transférase, glycémie, protéines totales plasmatiques, albumine), ionogramme (sodium, chlore, potassium, magnésium ionisé, calcium total, calcium ionisé, phosphore total), et hémogramme. Nous avons de plus retiré de l'étude les analyses réalisées au service des urgences sur l'automate VETEST qui analyse les échantillons en chimie sèche grâce à des plaquettes. Parmi ces chats, certains ont eu plusieurs analyses durant la période de l'étude. Nous avons fait le choix de ne garder que les analyses effectuées à l'admission, immédiatement ou quelques semaines après le résultat du test. La population ainsi formée se compose de 49 animaux dont 46 ont eu des analyses biochimiques, 16 des ionogrammes, et 33 des bilans hématologiques. 119 2. Critères d’inclusion et d’exclusion des chats FIV négatifs formant les groupes témoins Dans le cadre de l’étude épidémiologique (race, âge, sexe), le groupe témoin est constitué de l’ensemble des 514 chats présentés au CHUVA durant la même période et dont le résultat du test de dépistage du FIV était négatif. Pour l’étude des paramètres biochimiques et hématologiques, nous avons constitué un groupe témoin parmi ces 514 chats FIV négatifs. Nous avons procédé à un tirage au sort sous le logiciel Microsoft Excel parmi ces chats de façon à obtenir 49 animaux pour lesquels la répartition des services ayant réalisé le test était la même que pour le groupe des chats FIV positifs. Pour ce faire, nous avons commencé par inclure tous les chats tirés au sort jusqu'à ce que la proportion de chaque service soit atteinte. Lorsque cette proportion était atteinte pour un service, si un animal dépisté par ce service était tiré, nous retirions au sort sans l'inclure au groupe d'animaux témoins. Les analyses de ces 63 animaux du groupe témoin incluses dans l'étude répondent au même critère que pour les chats FIV positifs. Nous avons ainsi pris uniquement les analyses réalisées à l'admission des animaux en hospitalisation, lors du test négatif de dépistage du FIV. Nous avons de ce fait regroupé 42 analyses biochimiques, 17 ionogrammes, et 33 numérations sanguines. B) Analyses utilisées 1. Analyses réalisées pour le dépistage du FIV Le diagnostic de l’infection par le FIV a été établi pour tous les chats sur la base d’un seul résultat positif à l’un des deux tests suivant : - Une RT-PCR réalisée par le laboratoire IDEXX ; Un kit de test rapide IDEXX Snap test Combo utilisant la technique d’ELISA par flux latéral. 2. Tests réalisés Nous avons réalisé une étude sur 10 ans, correspondant au laps de temps depuis lequel le logiciel Clovis est utilisé. Les dossiers antérieurs à la création du logiciel y figurent également mais souvent de façon résumé, avec moins de détails. Les 2 figures suivantes (30 et 31) présentent respectivement l’évolution du nombre de chats testés par année sur ces 10 années et le type d’analyse (sero ou PCR) réalisé chaque année. 120 Figure 30: Nombre de chats testés pour le FIV sur l’Ecole et de chats FIV+ parmi eux, du 1er janvier 2002 au 30 juin 2013 200 180 160 140 120 nombre de chats FIV+ 100 nombre de chats testés pour le FIV 80 60 40 20 0 2002 2003 2004 2005 2006 2007 2008 2009 2010 2011 2012 2013 Figure 31: Types d’analyse réalisés chaque année sur les 577 chats testés pour le FIV sur l’Ecole du 1er janvier 2002 au 30 juin 2013 180 160 140 120 100 Sero 80 PCR 60 40 20 0 2002 2003 2004 2005 2006 2007 2008 2009 2010 2011 2012 2013 121 On constate une augmentation parallèle et logique entre le nombre de chats testés pour le FIV (577 au total) et le nombre de chats FIV positifs (63 au total). Avec une nette augmentation du nombre d’analyses pratiquées pour dépister le FIV à partir de 2010. On peut suspecter que toutes les analyses n’aient pas été bien enregistrés sur Clovis au cours des années précédentes, néanmoins, toute facturation y figure – dont les analyses -, ce qui pousse à penser que ce graphique est bien représentatif du nombre d’analyses menées chaque année. Par ailleurs, on observe une faible proportion d’analyses PCR comparativement aux analyses sérologiques (parmi lesquelles figurent notamment les SNAP tests). Les PCR n’apparaissent qu’au cours des 2 dernières années prises en compte dans l’étude et on en dénombre uniquement 4 au total. Il convient néanmoins de préciser que seuls les 6 premiers mois de l’année 2013 sont pris en compte, avec un nombre d’analyses déjà relativement élevé, dont 2 analyses PCR, ce qui peut laisser envisager un nombre total d’analyses FIV plus important au terme de cette année que pour chacune des précédentes avec des PCR en augmentation. A noter également que les analyses PCR concernent essentiellement des chatons de moins de 6 mois (3 des 4 PCR réalisées). Aucune analyse Western Blot n’a en revanche été rapportée dans les dossiers. 3. Examens biochimiques Les analyses biochimiques sont réalisées en chimie liquide, avec les mêmes réactifs tout au long de la durée de l'étude. Les échantillons de sang sont placés dans des tubes secs gélosés de 5mL, puis centrifugés 10 minutes à 3000 tr/minute pour séparer les éléments figurés du sérum après avoir été conservés à 4°C moins de 2h. Le sérum est ensuite transféré dans des cupules en plastique, puis analysés par l'automate SELECTRA XL qui est étalonnée tous les matins manuellement. Le traitement de tous les échantillons de l'étude est réalisé par 2 manipulatrices. 4. Ionogramme Pour le ionogramme, selon l'analyse demandée, celle-ci n'est pas réalisée avec les mêmes automates. Quel que soit l'automate, le prélèvement est placé dans un tube sec gélosé conservé à 4°C avant d'être centrifugés pour séparer le sérum des éléments figurés. Le sodium, le potassium, le chlore, le magnésium ionisé, et le calcium ionisé sont analysés par l'automate ELECTROLYTE 8+ Analyser de NOVA Biomedical, après que l'échantillon ait été centrifugé à 5000 tr/minute pendant 5 minutes. Le calcium total et le phosphore total sont dosés par l'automate SELECTRA XL après que l'échantillon ait été traité comme décrit plus haut pour les paramètres biochimiques. 122 5. Hémogramme Les hémogrammes sont réalisés par le Dr Isabelle LAGRANGE du service d'hématologie de l'Ecole Nationale Vétérinaire d'Alfort depuis 2010. Ils étaient auparavant envoyés à VEBIOTEL. L'analyse est réalisée comme suit : Les prélèvements sont placés dans des tubes EDTA avant d'être conservés à 4°C moins de 2h, et présentés à l'analyseur automatique SYSMEX XT-2000i qui donne la numération ainsi que la formule sanguine par méthode ionique, doublée, en cas de doute, par une méthode optique réputée plus fiable. Les numérations plaquettaire et érythrocytaire, quant à elles, sont faites par méthode optique chez le chat. La formule sanguine est ensuite vérifiée au microscope par frottis coloré manuellement, et par un seul opérateur : le Dr Isabelle LAGRANGE. L'échantillon est tout d'abord étalé sur une lame de verre, puis coloré par coloration standard de May Grünwald et Giemsa. La zone de lecture se situe en arrière de la queue de frottis. - - Le frottis est d'abord observé au petit grossissement (x10) à la recherche de parasites sanguins et d'amas plaquettaires ou leucocytaires. En cas d'amas, le plus souvent plaquettaires chez le chat, la numération est considérée non représentative de l'échantillon et la valeur ne sera pas incluse dans l'étude ; On passe ensuite au fort grossissement (x100 à l'immersion) pour réaliser la formule leucocytaire et vérifier ainsi celle de l'automate. La formule est effectuée par comptage de cent leucocytes et leur reconnaissance parmi les catégories de leucocytes suivantes : polynucléaires neutrophiles non-segmentés (ou band cell), polynucléaires neutrophiles segmentés, polynucléaires éosinophiles, polynucléaires basophiles, lymphocytes, et monocytes. Le comptage des cellules est réalisé par balayage transversal du frottis en remontant progressivement vers le site de dépôt du prélèvement jusqu'à obtention du centième leucocyte. Les valeurs de référence pour l'automate utilisé ont été définies chez le chat de plus de six mois par l'Unité de Biologie Médicale Animale et Comparée de l'Ecole Nationale Vétérinaire de Toulouse, dans une étude non publiée présentée en poster au congrès ECVCP de Dublin en 2011. Les analyses réalisées au service des urgences sont analysées par l'automate Lasercyte à partir d'échantillons conservés sur EDTA à température ambiante. Méthodes d’analyse utilisées pour notre étude C) 1. Analyse statistique des paramètres épidémiologiques Nous avons systématiquement comparé les observations réalisées sur les 63 chats FIV positifs (âge, sexe, stérilisation, race) avec celles des 514 chats testés FIV négatifs au cours de la même période. Afin de connaître la corrélation entre chacun de ces paramètres et le statut FIV des chats, nous avons réalisé des tests statistiques du Chi2. 123 2. Etude descriptive des signes cliniques Parmi les 63 chats testés FIV positifs, 58 présentaient des signes cliniques de l’infections. Nous nous sommes contentés de décrire les manifestations cliniques des chats atteints par le FIV et avons réalisé les pourcentages de chaque manifestation uniquement au sein des la population FIV positive. 3. Analyse statistique des paramètres biochimiques et hématologiques Pour chacun des paramètres sanguins étudiés, nous avons calculé la valeur médiane ainsi que les valeurs extrêmes dans chacun des deux groupes constitués. Nous avons ensuite calculé la fréquence des différentes anomalies hématologiques pour chacun des deux groupes, et avons comparé statistiquement ces fréquences entre le groupe des chats FIV positifs et celui des FIV négatifs. Pour ce faire, nous avons calculé les chi-2 de chacune des anomalies possibles pour les deux groupes, ainsi que leur Odds Ratio respectif accompagné de son intervalle de confiance 95%. De même, nous avons calculé la fréquence des différentes anomalies sus-citées au sein du groupe des animaux FIV positifs en fonction des symptômes observés. Nous avons ensuite cherché à comparer statistiquement ces fréquences à celles observées au sein de l'ensemble du groupe des FIV positifs, tous symptômes confondus. Nous avons, de même que précédemment, utilisé le chi-2 pour comparer ces fréquences dans les deux groupes, et avons déterminé les OR avec leurs intervalle de confiance 95%. Pour l'ensemble de l'étude, nous avons pris un risque α=5% comme seuil de significativité statistique. Enfin, pour chacun des signes cliniques, nous avons répertorié les valeurs biologiques des chats inclus dans l’étude, puis nous avons calculé les proportions d’animaux présentant des anomalies par rapports aux valeurs usuelles (VU). Nous avons ensuite comparé la fréquence de ces anomalies au sein de la population globale des 63 chats FIV positifs avec celle des chats FIV positifs de chaque catégorie de symptômes. 4. Suivis des cas (suivis téléphoniques et suivis via les dossiers Clovis) Nous nous sommes intéressés au devenir de ces 63 chats suite au dépistage du FIV, soit via les dossiers et comptes rendus enregistrés sur Clovis si ces derniers revenaient en consultations quelques temps après la cause première qui avait amené leur propriétaires à consulter (et les suivis qui avaient pu avoir lieu pour s’assurer que les traitements étaient efficaces et que l’état s’améliorait) – soit seulement 6 des 63 chats –, et/ou en appelant les propriétaires entre avril et fin juin 2013. Pour chaque dossier étudié, il a été tenté de joindre les propriétaires. Lorsque le numéro n’était plus attribué (13 cas), nous avons essayé de faire des recherches dans les pages 124 blanches. Par ailleurs, chaque propriétaire a été appelé à plusieurs reprises si nous ne parvenions pas à le joindre lors de la première tentative, à savoir par ordre chronologique : - 2 fois en semaine avant 18h ; 1 fois en semaine après 18h, puis après 19h ; 2 fois le samedi dans l’après-midi (entre 14 et 17h) ; 1 fois le samedi après 18h. 23 propriétaires ont répondu (dont un suivi via le logiciel Clovis était déjà possible pour 2 d’entre eux). Certains ont été peu précis, par manque de connaissance de l’animal (chat du conjoint, rupture, etc.). Il a néanmoins été possible de connaître ainsi le devenir de ces animaux vus en consultation, de détailler un peu plus l’anamnèse que nous possédions (parfois un peu restreinte pour certain dossier), de connaître les choix faits par les propriétaires qui ne sont pas revenus en suivi (même lorsque cela été recommandé), ainsi que l’impact du FIV sur la prise en charge du chat (vaccination ou non, sortie, attitude lorsque plusieurs chats sous le même toit). II) A) Résultats de l’étude menée Résultats de l’étude épidémiologique Dans cette étude, nous avons inclus 63 chats FIV positifs et 514 chats FIV négatifs. 1. Répartition des analyses FIV selon les services de l’Ecole Chaque chat a pu être vu dans plusieurs services (ce qui est le cas pour beaucoup des 63 chats concernés), seuls sont désignés dans le graphique ci-dessous (figure 32) les services qui ont pris la décision de la réalisation du test en fonction des signes cliniques ou des résultats négatifs d’analyses précédentes. Cette décision a pu être prise également en raison des observations des autres services. 125 Figure 32: Nombre de chats testés FIV+, entre le 1er janvier 2002 et le 30 juin 2013, en fonction des services consultés Chirurgie 5% Neurologie 1% Dermatologie 6% Médecine préventive (vaccinations) 2% Médecine générale 40% Ophtalmologie 16% Urgences/SI 30% Il est intéressant de souligner que sur ces 63 diagnostics d’infection par le FIV, 5 ont été réalisés non pas en raison des signes cliniques observés, mais à la demande des propriétaires (3 consultations en médecine générale, 1 en médecine préventive et 1 aux urgences) ; une pour un second avis sur un SNAP test FIV positif réalisé chez le vétérinaire traitant, 2 d’entre elles parce qu’il s’agissait de femelles ayant mis bas et dont les chatons avaient été testés positifs au FIV par la suite et les deux dernière pour connaître le statut FIV/FeLV sur des chats trouvés et les 2 dernières parce qu’il s’agissait de chats trouvés. En dehors de ces 5 chats, 43 de ces tests ont été faits en première intention, dès la première consultation motivée par l’apparition des signes cliniques. Les 15 autres tests n’ont été faits qu’en seconde intention, après élimination d’autres hypothèses, en raison d’une dégradation de l’état général ou d’une absence d’amélioration des symptômes sous traitement ou encore en raison de l’apparition d’une anémie persistante. 2. Influence du sexe Deux aspects nous intéressent ici, l’influence du sexe sur les chats infectés par le FIV et celle du statut (stérilisé ou non). Nous avons dans un premiers temps répertorié, dans le tableau 7, le nombre de mâles et femelles, stérilisés et non stérilisés, ayant été testé pour le FIV au cours de ces 10 années. 126 Tableau 7 : Tableau récapitulatif du nombre de chats testés FIV selon le sexe et la stérilisation Mâles Résultats FIV Stérilisés Non stérilisés + 30 23 Femelles 149 130 + 5 5 134 101 De nombreuses études montrent que le sexe a une influence sur la prévalence du FIV [42 ; 199], nous avons donc regardé comparativement quelles étaient les quantités de mâles et de femelles infectés dans notre étude, ainsi que le nombre de mâles et de femelles testés initialement, ce que représente la figure 33, de façon à s’assurer que cette observation ne soit pas biaisée. Figure 33 : Représentation graphique du nombre de mâles et femelles testés pour le FIV et du nombre de chats FIV positifs au sein de ces deux catégories, du 1er janvier 2002 au 30 juin 2013 350 300 250 200 nombre de chats testés pour le FIV 150 nombre de chats FIV+ 100 50 0 mâles femelles 15,9% des mâles testés sont FIV positifs au cours de ces 10 années, pour seulement 4,1% des femelles testées. Nous cherchons à savoir si le sexe du chat est corrélé avec l’infection par le FIV ; pour cela nous avons réalisé un test statistique appelé Chi 2 à l’aide des tableaux 8, 9 et 10, nous permettant d’analyser l’indépendance ou la dépendance entre ces deux « caractères ». 127 Tableau 8 : Tableau des données constatées en fonction du sexe de l’animal Testés FIV + Testés FIV total mâles 53 279 334 femelles 10 235 245 total 63 514 577 Tableau 9 : Calcul du tableau attendu dans le cadre d’un test statistique Chi2 Chats Testés FIV + Testés FIV Total mâles femelles (334/577)×63 = 36 (245/577)×63 = 27 (334/577)×514 = (245/577)×514 = 296 218 334 245 Total 63 514 577 334/577 représente la proportion de chats mâles testés pour le FIV et 245/577 la proportion de chats femelles testés. Tableau 10 : Calcul du tableau des écarts Chats Testés FIV + Testés FIV - mâles 36 – 53 = -17 296 – 279 = 17 femelles 27 – 10 = 17 218 – 235 = 17 Selon l’application de la formule mathématique du Chi 2, chaque écart calculé est élevé au carré (valeur positive), puis divisé par la valeur attendue (pour tenir compte de la valeur relative de l’écart), on obtient les nombres suivants (arrondis à 1 chiffre après la virgule): 8 ; 10,7 ; 1 et 1,3 La somme de ces 4 termes donne 21. On a donc un résultat très significatif pour un degré de liberté égal à 1. Les écarts observés entre mâles et femelles ne sont donc pas liés au hasard. Comme nous sommes dans le cas d’une enquête rétrospective cas/témoins, nous n’effectuons pas de mesure de l’incidence, mais calculons des cotes d’exposition, soit l’Odds Ratio qui quantifie l’association entre l’infection par le FIV et le sexe du chat infecté : OR= (53×235)/(10×279) = 4,46, avec pour intervalle de confiance [3,12 ; 6,36]. OR est supérieur à 1, ce qui confirme que le sexe du chat est un facteur de risque par rapport à l’infection par le FIV : un chat mâle est donc 4 fois plus susceptible d’être infecté par le FIV qu’une femelle d’après ce résultat. De la même manière, nous avons aussi testé la corrélation entre la stérilisation ou non et l’infection par le FIV des chats testés sur l’Ecole, comme l’illustrent la figure 34 et le tableau 12. 128 Figure 34 : Proportion de chats stérilisés et entiers chez les mâles et les femelles testés FIV positifs sur l’Ecole 60 50 40 chats stérilisés 30 chats entiers 20 10 0 mâles femelles Tableau 11 : Tableau des données observées en fonction du statut de l’animal Testés FIV+ Testés FIVTotal stérilisés 35 283 318 entiers 28 231 259 Total 63 514 577 On analyse donc la corrélation entre l’infection par le FIV et le statut (entier/stérilisé) des chats infectés via un test du Chi-2 (comme précédemment) et le calcul d’un Odds Ratio, à partir des tableaux suivant. Tableau 12 : Calcul du résultat attendu dans le cadre d’un test statistique Chi2 Chats Testés FIV + Testés FIV Total stérilisés entiers (318/577)×63 = 35 (259/577)×63 = 28 (318/577)×514 = (249/577)×514 = 283 231 318 259 Les résultats étant arrondis à l’unité Total 63 514 577 318/577 représente la proportion de chats stérilisés testés pour le FIV et 259/577 la proportion de chats entiers testés. Tableau 13 : Calcul des écarts Chats Testés FIV + Testés FIV - mâles 35 – 35 = 0 283 – 283 = 0 129 femelles 28 – 28 = 0 231 – 231 = 0 L’application de la formule mathématique du Chi-2 dans ces conditions (i.e., avec l’obtention de ces valeurs) donne 0. On a donc un résultat non significatif pour un degré de liberté égal à 1 (et une probabilité inférieure à 0,05). Il n’existe pas d’association statistique entre le statut des chats (entiers/stérilisés) et leur probabilité d’être infectés par le FIV. Le calcul de l’Odds Ratio : (35/28)/(283/231) = (35×231)/(28×283) = 1,02 et avec pour intervalle de confiance : [0,78 ; 1,33], soit un Odds Ratio pratiquement égal à 1 et un intervalle de confiance comprenant 1, indique aussi une absence d’influence du facteur stérilisation sur l’infection par le FIV. 3. Influence de l’âge Nous avons étudié l’âge de dépistage pour les 63 chats FIV positifs, comme présenté dans la figure 35. Figure 35 : Graphique représentant le nombre de chats dépistés pour le FIV en fonction de leur âge lors du test 8 7 6 5 4 3 nombre de chats testés FIV + 2 1 moins de 6 mois 1 an 2ans 3 ans 4 ans 5 ans 6 ans 7 ans 8 ans 9 ans 10 ans 11 ans 12 ans 13 ans 14 ans 15 ans 16 ans 0 A noter que l’âge précis de 7 des chats étudiés était inconnu mais systématiquement évalué à plus de 1 an d’après des critères physiques (notamment la présence ou non de tartre sur les dents) ou bien parce que les propriétaires les possédaient depuis plus d’un an, dont 2 chats évalués à plus de 10 ans de façon certaine (lapse de temps minimal passé chez les propriétaires). L’âge moyen de dépistage du FIV qui ressort de notre étude est 8 ans. 130 4. Accès à l’extérieur Les observations sur cet aspect de l’étude sont plus compliquées dans la mesure où certains dossiers Clovis ne donnaient aucun renseignement dessus et, parmi ceux-ci, 22 propriétaires n’ont pas pu être joints pour compléter ces informations, soit 22 chats dont nous ignorons avec certitude s’ils avaient accès à l’extérieur ou non, des contacts avec congénères ou non. L’étude de ce paramètre n’a donc concerné que 41 chats. Par ailleurs, il s’agit du seul paramètre d’épidémiologie pour lequel nous n’avons pas établi de comparaison avec le groupe témoins en raison du nombre important de dossier dans lesquels ne figurait aucune information à ce sujet et de la difficulté à joindre un grand nombre de ces propriétaires. Parmi les animaux restant, en comptant les chats trouvés dans la rue parmi ceux ayant accès à l’extérieur, on dénombre ainsi 36 animaux qui sortent régulièrement ou qui vivaient à l’extérieur à une époque. S’ajoute à cela le cas d’un chat d’exposition, venu consulter pour une blessure suite à une morsure par un autre chat lors d’un concours, confirmant ainsi qu’il a des contacts avec des congénères. Cinq propriétaires seulement, sur les 41 concernés, ont affirmé que leur chat n’avait pas accès à l’extérieur. Ces chiffres laissent à penser que l’accès à l’extérieur semble prédisposant pour l’infection par le FIV, de par les contacts que cela entraine avec d’autres congénères (et les possibles bagarres). Néanmoins, il aurait fallu dans l’idéal réaliser une étude comparative avec des chats testés FIV négatifs, ce qui s’avérait délicat compte tenu de la difficulté d’avoir cette information pour un nombre important de chats. Par ailleurs, il est intéressant de souligner que seuls 8 de ces chats vivaient avec d’autres chats (1 à 5 selon les foyers), dont la grande majorité n’avaient pas été testés pour le FIV – seule une propriétaire a affirmé que ses 5 autres chats étaient FIV négatifs. 5. Influence de la race La très grande majorité des chats testés FIV positifs n’étaient pas des chats de race, on dénombre ainsi : 57 européens, dont 2 croisés chartreux, 1 croisé angora et 1 croisé sacré de Birmanie. Seuls 6 chats de race apparaissent dans le panel : 1 siamois, 2 persans, 3 chartreux. L’infection pourrait donc sembler plus importante chez les chats européens que chez les chats de race, mais sur l’ensemble des chats testés pour le FIV entre le 1 er janvier 2002 et le 30 juin 2013, on dénombre 502 chats européens (dont quelques croisés avec des chats de race), pour seulement 75 chats de races (les siamois, persans et chartreux faisant partie des 5 chats de races les plus fréquemment dépistés avec – respectivement – 15, 13 et 7 chats testés pour le FIV). Ce qui témoigne du nombre bien plus important de chats européens (testés) par rapport aux chats de races. Cela ne permet en rien de conclure quant au facteur race, mais nuance un peu les observations brutes. Le tableau 14 présente la répartition des différents chats testés au cours de cette période au CHUVA, en fonction de leur race et de leur statut FIV. 131 Tableau 14 : Statut FIV en fonction de la race du chat Races Européens Total FIV + 6 57 63 FIV 69 445 514 Total 75 502 577 L’étude statistique de ces données – menées comme précédemment pour le sexe – nous montre que le caractère « race » et l’infection par le FIV sont indépendants l’un de l’autre, sans influence l’un par rapport à l’autre (Chi-2 < 1 ; OR= 0,68 et intervalle e confiance de l’OR ne comprenant pas 1 : [0,23 ; 1,13]). B) Symptomatologie de l’infection par le FIV chez les 63 chats dépistés sur l’Ecole Comme nous l’avons déjà évoqué précédemment, il ne s’agit que d’une étude descriptive des manifestations cliniques observées chez les chats en phase symptomatique du FIV, soit 58 des 63 chats positifs au FIV. 1. Atteinte des organes lymphoïdes a) Lymphadénopathie Sur ces 58 cas recensés à l'ENVA et dont les données étaient suffisantes pour les intégrer à cette études, 11 présentaient une adénomégalie perceptible à l'examen clinique (soit 19% des chats en phase symptomatique); pour 2 d'entre eux cette adénomégalie a été observée lors de suivis à 5 mois et, pour l’un d’entre eux, à 2 mois après le test F.I.V. positif. L'adénomégalie mandibulaire est la plus observée (pour 8 des 11 cas), suivie de l'adénomégalie des poplités (6 des 11 cas) ; les autres nœuds lymphatiques ne sont que rarement évoqués dans les comptes rendus, pour quelques cas il est uniquement indiqué « adénomégalie généralisée ». Parmi les cas chez lesquels cette adénomégalie était perceptible à l’examen clinique, 6 présentaient une polyadénomégalie, à savoir une adénomégalie perceptible à différentes localisations (mandibulaires, scapulaires, poplités, etc.). Pour 2 des 63 chats, cette lymphopathie a été observée lors de la réalisation d’échographies abdominales, montrant une augmentation de taille des nœuds lymphatiques mésentériques et coliques pour l’un des deux – ce chat présentant par ailleurs une typhlite – et une adénomégalie des nœuds lymphatiques mésentériques, coliques et iliaux pour le second, celuici présentant également un rate de taille augmentée et d’aspect anormale. Il est intéressant de souligner que l'ensemble des chats présentant une adénomégalie avait au moins une affection concomitante, qu'il s'agisse d'atteinte du tractus respiratoire, d'atteintes cutanées, de gingivites, etc., pouvant éventuellement être rattachée à la ou les adénomégalie(s) observée(s). Ainsi, par exemple, la moitié des chats présentant une adénomégalie des nœuds lymphatiques mandibulaires, ont également une gingivite et/ou des 132 ulcères buccaux ; parmi ces 4 chats, pour 2 d’entre eux, cette adénomégalie ne touchait d’ailleurs que les nœuds lymphatiques mandibulaires. Il est intéressant de relever que, parmi les 63 chats étudiés, 4 ont été estimés cliniquement en phase terminal du FIV sans qu'aucun d'eux ne présente d'adénomégalie perceptible à l'examen clinique (alors que des atteintes neurologiques, ophtalmiques, buccale, respiratoires, etc. pouvaient être observées sur un même chat). b) Analyse cytologique de ponction de nœuds lymphatiques Une cytoponction de nœuds lymphatiques n'a été réalisée que sur un seul des 58 chats; il s'agissait d'un chat mâle castré de 2 ans, présenté pour réaliser un test FIV, et dont l'examen clinique révélait des lésions érythémateuses et une polyadénomégalie. La cytoponction a été effectuée sur les nœuds lymphatiques préscapulaires, inguinaux et poplités gauches. Les étalements se sont révélés riches en cellules lymphoïdes, présentant une population lymphoïde pléomorphe: 50-60% de petits lymphoïdes matures (norme : 80-85% [159]), 20-30% de lymphoïdes de moyenne à grande taille (norme : 10-15% pour les lymphoïdes de taille intermédiaire et moins de 5% pour les lymphocytes de grande taille, soit au maximum 20% de lymphoïdes de moyenne à grande taille [159]), 10-15% d'immunoblastes et 5% de plasmocytes (normes : tous deux en faible nombre [159]) ; ces différences entre la cytologie de nœuds lymphatiques d’un chat FIV positif et celle d’un chat sain sont représentés dans la figure 36. On observe donc une population hétérogène de lymphocytes avec une modification du pourcentage de chaque type de lymphocyte, ainsi qu’une augmentation importante des lymphoblastes. Cet examen cytologique, ne présentant pas ailleurs aucun agent pathogène ou cellule tumorale sur les lames, était en faveur d'une hyperplasie réactionnelle non spécifique des nœuds lymphatiques, permettant d’écarter l’hypothèse de lymphome et correspondait à un examen cytologique classique de nœuds lymphatiques d’un chat au stade primo-infection du FIV et présentant une adénomégalie généralisée [31]. Figure 36 : Comparaison cytologique entre les nœuds lymphatiques de chats sains (normes) et celui du chat FIV positif dont la cytologie a été réalisée sur l’école 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0 norme chat FIV + petits lymphoïdes lymphoïdes taille immunoblastes moyenne à grande Aucune analyse histologique n’a été effectuée par ailleurs. 133 c) Atteinte d’autres organes lymphoïdes Ces observations ont été faites via la réalisation d’échographies abdominales sur chacun des 11 animaux évoqués. Un cas a présenté une splénomégalie réactionnelle anormale, observée lors d'une échographie abdominale et associée à un nœud lymphatique gastrique visible (0,57 cm de diamètre); une cytoponction avait alors été pratiquée ne révélant rien d'anormale. Un autre chat présentait à l’échographie une rate de taille augmentée et de forme atypique, formant une structure « en escargot », avec un parenchyme normoéchogène, hétérogène et des contours réguliers. Ces modifications de la rate étaient accompagnées d’une polyadénomégalie des nœuds lymphatiques mésentériques, coliques et iliaques médiaux et de discrètes modifications du cortex rénal. L’ensemble de ces atteintes a fait suspecter un processus inflammatoire en premier lieu aux cliniciens, sans qu’une infiltration tumorale ne soit exclue ; mais aucun examen complémentaire n’a pu être mené. Aucune autre hyperplasie d'organes lymphoïdes n'a été observée sur l'ensemble des autres cas. 2. Atteintes buccales: gingivites, stomatites Sur ces 58 chats FIV positifs, 21 présentaient une inflammation buccale avec, à minima, une gingivite (36,2% des chats symptomatiques), le détail de ces atteintes figurant dans la figure 37 ci-dessous. Il faut par ailleurs à nouveau préciser que tous les services ne réalisent pas un examen clinique général ; de tels symptômes peuvent donc ne pas être observés par les cliniciens et/ou rapportés au dossier Clovis. Pour 13 d’entre eux, on n’observe qu’une gingivite, pouvant être discrète à importante. Chez 8 de ces chats, en revanche, des ulcères buccaux sont également rapportés, entraînant souvent des stomato-gingivites. Quatorze de ces chats présentaient également des épisodes de dysorexie, voire une anorexie. Néanmoins, la grande majorité de ces chats avaient d’autres affections associées, il est donc difficile d’établir la cause exacte de ces baisses d’appétit, certaines atteintes importantes, comme des IRA ou un syndrome vestibulaire, semblant généralement plus compromettantes pour la prise alimentaire que des gingivites et/ou stomatites. Néanmoins, pour 5 des chats FIV positifs, les épisodes de dysorexie ou d’anorexie, associés à un amaigrissement parfois marqué – jusqu’à 1,5 kg en 1 an pour un de ces chats –, semblent préférentiellement liés à l’atteinte buccale, en raison d’une absence d’autres affections. Il ne faut cependant pas exclure une possibilité de changement de comportement (et d’abattement) liée à la progression du FIV (le stade étant en général inconnu) ; un de ces 5 chats, par exemple, sort moins, dort plus, ce changement d’attitude pouvant s’accompagner d’une baisse d’appétit. Pour ces 5 chats, les symptômes observés consistent en: - une gingivite importante – sans ulcère rapporté – avec déshydratation (6-7%), anorexie et abattement depuis 5 jours ; - une stomato-gingivite avec des ulcères palato-pharyngés, accompagnée de dysorexie 134 - et ptyalisme depuis plusieurs semaines ; une stomatite plasmocytaire chronique féline avec ulcération et hyperplasie/dysplasie de l’épithélium, ainsi qu’une adénomégalie mandibulaire, accompagnée d’une dysorexie chronique et d’un amaigrissement depuis 5 mois. Les suivis de ces chats ne rapportent pas d'amélioration des gingivites, en revanche, les ulcères buccaux peuvent parfois régresser (difficilement dans certain cas : aucune évolution – amélioration ou dégradation – n’a été observées 1,5 mois après la mise en place du traitement chez le chat présentant une stomatite plasmocytaire chronique). Pour un de ces 5 chats, présentant des ulcères palato-pharyngés, le propriétaire n’a pas appliqué le traitement prescrit (antibiothérapie – spiramycine et métronidazole (stomorgyl ®) – et traitement anti-inflammatoire avec des comprimés de cortisone): un an plus tard, ce chat présentait un ptyalisme abondant, une salive purulente, un abattement marqué, une dysorexie, une perte de poids et une fonte musculaire importante, sans qu’aucune autre anomalie ne soit observée (analyses biochimiques et reste de l’examen clinique dans les normes). Figure 37 : Graphique récapitulatif sur les atteintes buccales observées chez les chats FIV positifs venus en consultation sur l’école 25 Nombre de chats 20 15 10 5 0 avec une atteinte buccale gingivite uniquement gingivite et ulcères atteinte buccale unique cause du test FIV 3. Atteintes du tractus digestif et des organes annexes Sur l'ensemble des cas vus à l'Ecole, des diarrhées ont été rapportées pour 6 d'entre eux (soit 10,3% des cas symptomatiques). Sur seulement 1 de ces 6 chats une échographie abdominale a été réalisée, mettant en évidence une hypomotilité gastrique et un contenu colique liquidien anormal, en faveur de lésions inflammatoires digestives. En revanche, une échographie abdominale a été réalisée sur un chat non compris dans ce lot, qui présentait une dysorexie, et a mis en évidence des signes d’entérite ainsi qu’une typhlite ; 135 les signes d’inflammation étant décrit dans la littérature [207 ; 285]. De même, une endoscopie digestive a été réalisée sur un chat FIV positif anorexique, montrant un hyperpéristaltisme œsophagien pathologique, une œsophagite et de possibles ulcérations duodénales. Bien que ne présentant pas de diarrhée, ces deux cas peuvent être associés à l’ensemble des chats présentant des signes digestifs liés au FIV, élevant ainsi leur pourcentage à 13,8% Aucune atteinte pancréatique ou hépatique n’a été rapportée. Il faut néanmoins souligner que des tumeurs touchant le foie ou les intestins ont par ailleurs été rapportées et seront abordées plus loin. 4. Néphropathies Sur les 58 chats FIV positifs et symptomatiques, 10 (soit 17,2% des cas symptomatiques de l’infection par le FIV) présentaient une insuffisance rénale avérée et franche (IRA et/ou IRC) avec des valeurs d’urémie et de créatinémie supérieures à la norme supérieure (valeurs supérieures pour les tests réalisés sur l’Ecole : urémie=0,71 g/L ; créatinémie=20 mg/L), des manifestations cliniques classiques d’insuffisance rénale (polyurie, polydypsie ; amaigrissement ; dysorexie ; nausées ; abattement) et, souvent, une analyse urinaire et/ou une échographie abdominale venant renforcer et étayer ce diagnostic. S’ajoutent à ces cas, deux chats sur lesquels une insuffisance rénale débutante a été suspectée, en raison de valeurs d’urémie et créatinémie discrètement élevées (urémie= 0,72 g/L ; créatinémie= 23 g/L) et de signes cliniques favorables à cette affection (PUPD, amaigrissement) – élevant ainsi le pourcentage de chats FIV positifs présentant une insuffisance rénale à 20,7%. Parmi ces 12 chats, une analyse urinaire n’a été réalisée que pour 8 d’entre eux. Ces analyses urinaires mettent en évidence des densités urinaires basses pour 7 d’entre eux: densité comprise entre 1,010 et 1,020 pour la plus élevée. Seule exception, un chat avec une densité urinaire de 1,040, toutes ces analyses ayant été menées sur des chats qui n’étaient alors pas sous perfusion. Une protéinurie est également observée pour l’ensemble des chats sur lesquelles l’analyse urinaire a été effectuée. Il s’agit très majoritairement (6 chats sur les 8) d’une protéinurie correspondant à une croix sur la bandelette urinaire (soit 0,3 g/L), seuls 2 cas ont présenté une protéinurie supérieure de 3 croix (soit 3 g/L), dont le chat qui présentait une densité urinaire de 1,040. Les analyses menée sur un de ces chats ont par ailleurs révélé une glycosurie sans hyperglycémie associée, évocatrices d’une tubulopathie ou d’une glycosurie de stress. Des échographies abdominales ont été réalisées sur 5 de ces chats, mettant en évidence des modifications en faveur d’un processus chronique et inflammatoire pour 2 des chats. Les 3 autres chats présentaient une néphromégalie bilatérale asymétrique, laissant suspecter à chaque fois un lymphome rénal, confirmé par cytoponction et analyse cytologique pour l’un d’eux ; pour les deux autres, le doute subsiste entre lymphome rénal et amyloïdose rénal pour l’un et entre lymphome et néphrite ou pyelonéphrite pour le second (l’hypothèse néphrite/pyelonéphrite étant la plus forte). Ces données sont en partie ré-abordées dans le paragraphe détaillant les tumeurs découvertes chez ces chats infectés par le FIV. Enfin, des chats FIV positifs ont présenté des signes d’atteintes rénales sans avoir pour autant développé d’insuffisance rénale. Deux chats ont présenté des reins de taille augmentée à la 136 palpation abdominale, avec des valeurs d’urémie et de créatinémie usuelles, ces modifications n’ont pas été explorées par ailleurs via une échographie abdominale. Une échographie a en revanche été réalisée sur un autre chat présentant les mêmes signes (reins de taille augmentée à la palpation ; pas de modification de l’urémie et la créatinémie), confirmant ce qui avait été observé à la palpation abdominale. Une cytoponction a alors été réalisée, ne révélant qu’une stéatose corticale rénale sans signe de processus inflammatoire ou tumoral associé. 5. Syndrome de dépérissement Ce syndrome est difficile à établir dans la mesure où un amaigrissement et un abattement sont fréquemment observés chez ces chats infectés par le FIV mais sont souvent rattachés à d’autres affections liées au FIV et non à l’infection elle-même. Ainsi, sur les chats testés FIV positifs à l'ENVA, 17 propriétaires rapportaient un amaigrissement important et un état de maigreur (voire une cachexie) – la plus importante étant une perte de 1 kg en une semaine. Cependant, pour au moins 11 d’entre eux, cet amaigrissement pouvait être relié à d’autres atteintes, ainsi ces chats avaient une gingivite ou stomato-gingivite et/ou une insuffisance rénale, entrainant une dysorexie, voire une anorexie, expliquant la perte de poids et l’abattement fréquemment associé ; l’un de ces chats est un hyperthyroïdien, continuant à perdre du poids malgré l’atteinte d’une euthyroïdie lors du traitement, ce qui laisse supposer que l’amaigrissement soit une conséquence de l’infection par le FIV. Pour les 6 autres chats présentant un amaigrissement important, seuls des coryza chroniques, du jetage ou de la toux ont pu être observés sur 3 chats, tandis que, pour les 3 autres, aucune affection annexe ne justifiait cette perte de poids, associée systématiquement à un abattement et souvent un changement de comportement (refus de sortir, temps de sommeil plus important). 6. Atteintes oculaires Nous avons pris en compte ici aussi bien les observations faites lors de la ou des consultation(s) ayant entrainé le test pour le FIV que les antécédents ophtalmiques rapportés par les propriétaires lors de ces consultations. 19 chats, testés FIV positifs sur l’Ecole, présentaient des signes oculaires (soit 32,7% des chats symptomatiques). Pour 3 d’entre eux, la cause précise de l’atteinte oculaire a pu être déterminée : l’un présentait des anomalies du fond d’œil compatible avec une hypertension, un autre présentait des écoulements purulents liés à un abcès entrainant un gonflement et une induration de la paupière inférieure, et le troisième – présentant également un écoulement oculaire mucopurulent – a été testé positif à la calicivirose et la chlamydiose. Par ailleurs, sur un chat avec des épanchements et des infiltrations tissulaires du canthus médial de l’œil droit, ainsi qu’une uvéite antérieure, un lymphome oculaire a été suspecté (sans possibilité de confirmation, par refus des propriétaires). On dénombre parmi les 19 chats : - 9 uvéites, dont 6 chats avec des uvéites antérieures (3 unilatérales et 3 bilatérales), 2 avec une uvéite antérieure, moyenne et postérieure (panuvéite) et un dernier avec une 137 uvéite antérieure et moyenne – comme le montre la figure 38 ; - 1 chorio-rétinite a également été rapportée ; - 4 chats présentant des luxations du cristallin (dont 3 étaient des luxations antérieures) ; - 5 conjonctivites ; - 5 chats présentaient des ulcères – souvent accompagnés de blépharospasme – ou des cicatrices d’ulcères ; - Seuls une anisocorie et un œdème cornéen diffus sont observés sur l’ensemble de ces 19 chats. A noter que plusieurs de ces atteintes peuvent être observées sur un même chat. Il est intéressant de rappeler que la consultation motivant le test FIV fut une consultation d'ophtalmologie pour 10 des 63 chats. Figure 38 : Ensemble des atteintes oculaires observés sur les 63 chats testés FIV positifs sur l’Ecole 9 7 6 5 4 3 2 1 0 uvéites conjonctivites ulcères luxation du cristallin chorio-rétinite anisocorie Figure 39 : Types d’uvéites rencontrés 6 Nombre de chats Nombre de chats 8 5 4 3 2 1 0 uvéite antérieure uvéite antérieure et moyenne 138 panuvéite Œdème cornéen 7. Atteintes du tractus respiratoire Dix-huit chats FIV positifs présentaient des atteintes du tractus respiratoire (soit 31% des 58 chats symptomatiques). Parmi ces 18 chats, pour 12 d’entre eux, une atteinte du tractus respiratoire supérieur a été diagnostiquée (20,7% des chats en phase symptomatique du FIV) ; 3 de ces 12 chats présentaient de façon concomitante une atteinte pulmonaires et 5 autres chats ne présentaient qu’une atteinte pulmonaire. Un dernier chat FIV positif avait été reçu aux urgences, un mois après le SNAP test, entre autre pour des crises aiguës de difficultés respiratoires dont l’origine n’a pas été déterminée, mais que nous prenons néanmoins en compte dans le décompte de ces 18 chats. Parmi les divers symptômes respiratoires observés, on trouve : - 4 chats avec de la toux, dont une toux grasse ; - 10 chats avec un jetage muqueux à mucopurulent, pouvant être uni- ou bilatéral, et dont 1 chat avec une épistaxis par ailleurs ; - 6 chats présentant des éternuements ; - 6 chats avec une auscultation pulmonaire anormale : bruits respiratoires augmentés (inspiration essentiellement) et/ou crépitements ; - 3 chats présentant une atteinte trachéale, dont un avec un antécédent de trachéite. Pour 2 de ces chats, un asthme félin est suspecté. Une hypothèse de coryza, parfois chronique, a été émise en premier lieu et souvent retenue pour expliquer l’atteinte respiratoire chez 6 de ces chats, même lorsqu’aucune analyse ne venait la confirmer. Des PCR ont été réalisées pour un seul des chats et se sont avérées positives pour le Calicivirus, Chlamydia et négatives pour l’Herpesvirus; ces résultats confortant l'hypothèse émise. Aucun examen complémentaire n'a en revanche été réalisé. 8. Atteintes cutanées 25 chats FIV positifs sur les 58 ont présenté des atteintes cutanées, que ce soit lors de leur première consultation ou observé lors des suivis ; ces atteintes désignant aussi bien des abcès et des retards de cicatrisation que de l’alopécie ou des dermatites. Soit près de 43% des chats en phase symptomatique du FIV observés sur l'Ecole. Toutes ces atteintes sont détaillées dans le tableau 15 ci-dessous. En revanche, 18 de ces chats (soit pratiquement 70% des chats avec une ou des atteinte(s) cutanée(s)) présentaient également une ou plusieurs atteinte(s) d'autre(s) organe(s) – pouvant consister aussi bien en des tumeurs, des insuffisances rénales, des atteintes du tractus respiratoire, digestif ou, uniquement, des gingivites. 139 Tableau 15 : Ensemble des lésions cutanées observées sur les chats testé FIV positifs sur l’Ecole Lésions/atteintes cutanées alopécie Nombre de chats touchés 7 (5 sur la face et le cou ; 2 en région dorso-lombaire) 3 5 3 2 2 2 2 2 1 1 1 1 1 prurit abcès DHPP/pulicose nodules cutanés dermatite miliaire pyodermite plaques éosinophiliques retard de cicatrisation prurit cervico-facial otacariose teigne pododermatite plasmocytaire plaque granuleuse Chaque chat pouvant avoir une ou plusieurs de ces manifestations. Certains propriétaires ont également rapporté des antécédents d’abcès (un des chats présentent systématiquement des abcès à chaque bagarre, ce qui nécessite la prise d’antibiotique 3 à 4 fois par an), de gale et de teigne. Un cas particulier a été observé également : un chat dont deux plaies sont apparues de façon aiguë à la base du cou et en région cervico-thoracique (lésions ulcéreuses superficielles circulaire, érythémateuses alopéciantes et suintantes), sans que le propriétaire ne rapporte de quelconque incident ou de bagarre. L’ensemble de ces observations permet de constater d’une part l’importance des affections cutanées chez ces chats FIV positifs, qu’elles soient la raison de leur consultation initiale ou non (il est intéressant de souligner que seuls 4 tests sur les 63 ont été réalisés par le service de dermatologie – tout en précisant néanmoins que tous ces chats ne sont pas passés systématiquement par ce service), d’autres part la diversité de ces affections. 9. Symptômes nerveux Six des chats testés à l'Ecole présentaient une atteinte nerveuse (10,3% des chats symptomatiques), avec des signes cliniques relativement différents. Pour 2 d'entre eux, l'atteinte était relativement discrète avec, pour l'un, un état de vigilance altéré et, pour le second, une mydriase persistante et des réflexes pupillaires diminués. Parmi les 4 autres, l'un des chats présentait des crises convulsives depuis 1 mois, à raison de une à deux crise par semaine et une crise un jour sur deux, les 3 jours précédant la première consultation à l'Ecole. Lors de ces crises, l'animal était en décubitus avec une perte de conscience et présente un pédalage. Hors de ces crises, l'examen clinique a révélé des réflexes 140 photomoteurs diminués. Une IRM de l’encéphale n'a révélé aucune anomalie, en revanche le LCR (tout comme le sang) a été testé positif au FIV, permettant de conclure à une encéphalite due au FIV (toute autre hypothèse ayant été écartée). Le deuxième cas avait déjà eu plusieurs consultations chez son vétérinaire traitant avant de venir à l'Ecole en raison d'un déficit postural d'abord unilatéral (membres gauches). Une myelographie avait alors révélé une masse extra-médullaire dorso-latérale gauche en C4-C5, extraite par laminectomie, avec un foyer inflammatoire granulomateux à pyogranulomateux. Le chat a été présenté à l'école pour un second avis, mais l'animal était asymptomatique ce jour-là (aucun déficit postural observé), ce qui a laissé suspecté en premier lieu une masse inflammatoire non infectieuse possiblement d'origine dysimmunitaire; l'IRM ne révélant par ailleurs aucune anomalie. Le chat ayant été placé sous corticoïdes par le précédent vétérinaire, une diminution progressive puis un arrêt de la corticothérapie a été mis en place. Les symptômes ont réapparu: une tétraparésie ambulatoire notamment. Une IRM a, à nouveau, localisé une masse en C4-C5, qui s’est reformée et qui s'est avérée être un pyogranulome avec la présence intralésionnelle de levures extracellulaires compatibles avec Cryptococcus neoformans. L'analyse du LCS n'a en revanche présenté aucune anomalie. Le mois suivant l'exérèse de la masse, le chat présentait encore une ataxie des 4 membres, des proprioceptions consciente et inconsciente déficitaires sur les membres pelviens, mais des réflexes médullaires normaux; le test FIV a été réalisé au cours de cette consultation. Lors des suivis suivants (2 mois plus tard), le chat ne présentait aucune anomalie aux examens cliniques et neurologiques. Pour le troisième chat concerné, les signes neurologiques s’exprimaient par un syndrome vestibulaire avec une tête penchée à droite et un chat tournant mécaniquement en rond vers la gauche, ainsi qu’un déficit proprioceptif plus marqué à gauche qu’à droite, associé à une paralysie de la face à droite, un syndrome de Claude Bernard Horner et une ataxie. L’ensemble de ces signes cliniques est évocateur d’une atteinte multifocale : syndrome vestibulaire paradoxale avec atteinte du tronc cérébral ou cérébelleuse vestibulaire à gauche et atteinte périphérique droite. Une sérologie FIV était revenue positive. L’hypothèse d’un lymphome ayant entrainé un envahissement de la moelle osseuse avait été écarté en raison d’une NFS complètement comprise dans les valeurs usuelles. L’hypothèse la plus forte – qui n’a pas été explorée jusqu’au bout en raison de la décision de l’euthanasie face à la dégradation de l’état général – était celle d’une stimulation antigénique chronique (virale, parasitaire, etc.), renforcée par le statut FIV positif. Enfin, le dernier chat présentait des signes neurologiques avec une cécité, une mydriase aréflective (dont l’origine n’était pas oculaire) et une absence de réponse de clignement à la menace, une ataxie des postérieurs, un syndrome MNC des 4 membres. L’ensemble de ces symptômes est évocateur de lésions du prosencéphale (d’où la cécité) et du tronc commun cérébral : atteinte diffuse/multifocale de l’encéphale. Un lymphome digestif et rénal ayant par ailleurs été mis en évidence (via cytoponction), l’hypothèse la plus vraisemblable dans ce cas est celle d’un envahissement tumoral par des métastases encéphaliques. Par ailleurs, un autre cas peut être intéressant à souligner, celui d'un chat mâle castré de 10 ans, présenté aux urgences pour abattement, amaigrissement, dysorexie depuis 2 semaines et anorexie depuis 4 jours; au cours de son hospitalisation, en raison d'une anémie marquée et persistante, arégénérative, une biopsie de la moelle osseuse a été effectuée (pour différencier myelodysplasie et myelofibrose); une PCR FIV sur la moelle s'est avéré positive, évocateur d'un FIV stade terminal. On avait donc présence de FIV au niveau de la moelle, mais aucun 141 signe neurologique associé. 10. Néoplasies a) Types tumoraux observés sur les 63 chats FIV positifs Parmi les chats dépistés FIV positifs sur l'école, une tumeur a été suspectée (sans pouvoir être confirmée ou exclue) ou établie sur 8 des chats infectés par le FIV (13,8%) ; la présence d’une tumeur étant certaine pour 4 d’entre eux (soit 6,9% des chats). La majorité des tumeurs avérées ou suspectées sont des lymphomes (6 des 8 chats concernés). Par refus des propriétaires de pousser plus loin les examens, seuls deux de ces suspicions ont pu être confirmées. Si l’un de ces 2 chats a été euthanasié en raison de l’étendu de la tumeur et de la difficulté de la mise en place d’une chimiothérapie sur un chat infecté par le FIV, le second a été traité par chirurgie et chimiothérapie. Les 2 autres cancers avérés sont un carcinome épidermoïde pour l’un des chats, diagnostiqué chez un chat présenté pour une stomatite plasmocytaire chronique avec ulcération et hyperplasie de l’épithélium ; la cytoponction du nœud lymphatique mandibulaire était en faveur d’un carcinome épidermoïde, ce qu’a confirmé l’histologie. Le second chat avait présenté en 2002, lors de sa première consultation, des images hépatiques en faveur d'un cystadénome, des kystes hépatiques ou un cystadénocarcinome. En 2005, les images échographiques ont définitivement mis en évidence une volumineuse tumeur hépatique (envahissant probablement d'autres organes caudalement au foie), le cystadénocarcinome fut l'hypothèse principale, bien qu'aucune analyse supplémentaire n'ait été effectuée. Aucun traitement ne fut mis en place. Ce même chat développa en 2006 une tumeur dont l'origine était probablement intra-oculaire et dont la nature demeure inconnue. Le pronostic était sombre; les risques de récidives étant considérés comme très élevés en cas d'exérèse chirurgicale. Un seul de ces chats, suspects de lymphome rénal, était co-infecté par le FeLV. b) Epidémiologie et localisation des tumeurs Les différents lymphomes diagnostiqués ou fortement suspectés étaient localisés : - Sur les reins uniquement pour 3 d’entre eux ; - Sur l’appareil digestif (valvule iléo-caecale) pour un ; - Sur les reins et la paroi iléo-colique pour un (avec probables métastases encéphaliques) ; - Sur les reins, la rate et les nœuds lymphatiques mandibulaires pour le dernier. Les chats touchés par ces lymphomes sont âgés de 9 ans pour deux d’entre eux, 6 ans, 8 ans, 13 ans et 16 ans pour les autres. Le carcinome épidermoïde décrit est situé sur la face, au niveau des mandibules sur un chat de 13 ans. Le dernier chat présentait tout d'abord une tumeur hépatique, diagnostiquée à l'âge de 17 ans, mais dont les premiers signes avaient été perçus à l'âge de 14 ans. La seconde tumeur, oculaire 142 cette fois, fut diagnostiquée à l'âge de 18 ans, bien qu'on puisse suspectée une origine antérieure. Aucune de ces tumeurs n’ont été décrites en association au FIV. 11. Endocrinopathies Seuls 2 chats ont une endocrinopathie avérée : l’un est atteint d’hyperthyroïdie et l’autre de diabète sucré. On peut néanmoins relever que deux autres chats ont présenté des nodules thyroïdiens palpables à l’examen clinique, avec quelques signes cliniques pouvant être évocateur d’hyperthyroïdie (notamment l’amaigrissement), sans que cela ne soit exploré. Tableau 16 : Répartition entre les différentes pathologies observées sur les chats testés FIV positifs sur l’Ecole Type de pathologie atteintes cutanées atteintes buccales atteintes oculaires atteintes voies respiratoire amaigrissement néphropathie lymphadénopathie atteintes tractus digestif atteintes neurologiques néoplasies Pourcentage de chats affectés 43,1% 36,2% 32,7% 31% 29,3% 20,7% 19% 13,8% 10,3% 10,3% Il est intéressant de constater qu’alors que les atteintes cutanées sont les plus fréquentes parmi les 63 chats dépistés sur l’Ecole alors que le service de dermatologie n’est pas celui qui demande le plus fréquemment de dépistage FIV. 12. Affections concomitantes Seuls 3 des 63 chats FIV positifs sont co-infectés par le FeLV (à noter que 3 d’entre eux n’ont par ailleurs pas été testés pour cette maladie). Les trois cas se présentaient de façon assez différente : - Un premier cas concernait un chat mâle castré de 6 ans ayant développé une IRA avec hydronéphrose droite marquée et remaniements rénaux échographiquement visibles (avec pour signes cliniques : abattement, dysorexie, amaigrissement : perte de 850 g en 15 jours, PUPD). Un lymphome rénal (comme complication du FeLV) ou une amyloïdose rénale (complication du FIV) étaient les lésions rénales les plus suspectées. Une anémie arégénérative avait aussi été observée. Le chat avait été euthanasié quelques jours après la découverte du statut FIV+ et FeLV+ en raison d’une évolution défavorable (de plus en plus abattu) et d’un pronostic sombre ; - Un deuxième cas présentait également une atteinte sévère ; il s’agissait d’une femelle non stérilisée de 8 ans, ne sortant pas aux dire du propriétaire, présentée pour 143 abattement sévère, amaigrissement et anorexie depuis la veille ; également hypotherme, déshydratée, avec des muqueuses très pâles et une adénomégalie généralisée. Elle est décédée la nuit même du dépistage FIV-FeLV ; - Le troisième cas concernait une femelle de 6 mois, trouvée dans la rue, testée FIV positif et FeLV positif en novembre 2010 (après avoir été recueillie par une association), qui présentait des atteintes de coryza, gale et dermatophytose, mais était en bon état général par ailleurs. Aux dire de l’association – qui est en contact avec les propriétaires – elle était toujours vivante en juin 2013 et en bon état général. On note pour ces trois cas un âge de dépistage et d’apparition de signes cliniques relativement précoce comparativement à la moyenne d’âge observée pour l’ensemble des chats testés FIV positifs. Aucune co-infection avec le FeSFV n’a été détectée. C) Résultats de l’étude des paramètres biologiques Seuls 49 des 63 chats FIV positifs ont eu des analyses biochimiques et/ou hématologiques. Il s’agit donc du nombre de chats infectés par le FIV inclus dans cette partie de l’étude. 1. Analyses biochimiques Pour chacun des 7 paramètres biochimiques (PAL, ALAT, urée, créatinine, albumine, protéines totales, glycémie), nous donnerons la fréquence des anomalies dans la population des chats positifs pour le FIV étudiée, ainsi que la valeur médiane de chaque paramètre (tableaux 17 et 18). Tableau 17 : Valeurs médianes et extrêmes des deux populations de chats étudiés avec valeurs biochimiques usuelles Médiane FIV+ Min Max Médiane FIVMin Max Valeurs usuelles Basse Haute Urée (en g/L) 0,52 0,19 2,6 0,52 0,16 3,76 0,21 0,71 Créatinine (en mg/L) 13 2 93 13 6 159 0 20 PAL (en UI/L) 33 16 258 49 16 101 50 105 ALAT (en UI/L) 45 9 686 52 10 129 0 175 Glycémie (en g/L) 1,3 0,8 2,1 1,12 0,67 1,96 0,74 1,1 PT (en g/L) 76 54 89 78,5 58 96 57 71 Albumine (en g/L) 27 20 30 26 19 37 25 56 144 Tableau 18 : Proportion d’animaux en dehors des valeurs biochimiques usuelles dans chacun des groupes avec comparaison statistique des groupes de chats FIV positifs et FIV négatifs pour chaque anomalie possible FIV vs contrôle Paramètre Urée (en g/L) Créatinine (en mg/L) PAL (en UI/L) ALAT (en UI/L) Glycémie (en g/L) PT (en g/L) Albumine (en g/L) <VU >VU <VU >VU <VU >VU <VU >VU <VU >VU <VU >VU <VU >VU Contrôle % Médiane 2,4% 0,52 26,8% 0,0% 13 16,7% 72,0% 33 0,0% 0,0% 45 0,0% 5,3% 1,3 63,2% 0,0% 76 79,3% 14,8% 27 0,0% FIV+ % Médiane 0,0% 0,52 20,5% 0,0% 13 31,1% 55,6% 49 22,2% 0,0% 52 7,1% 0,0% 1,12 57,9% 3,6% 78,5 71,4% 27,8% 26 0,0% p OR (IC95%) 0,222 0,454 * 0,074 0,152 0,007 * 0,116 0,236 * 0,223 0,454 0,213 * 0,5 (0,01-14) 0,7 (0,3-1,9) 0,93 (0,02-48,1) 2,3 (0,8-6,3) 0,5 (0,2-1,5) 14,3 (0,8-271) 0,9 (0,02-46,7) 3,8 (0,2-90) 0,5 (0,01-15) 0,8 (0,2-3) 2,1 (0,07-66,7) 0,7 (0,2-2,2) 2,2 (0,5-9,7) 1,5 (0,03-79,1) * : p>0,5 Les valeurs en italique de l’OR sont celles ayant nécessité une correction en ajoutant 0,5 animaux au contingent concerné pour le rendre strictement positif. 2. Etudes des ionogrammes Pour chacun des ions (Na+, K+, Cl-), nous donnerons la fréquence des anomalies dans la population des chats positifs pour le FIV étudiée, ainsi que la valeur médiane de chaque paramètre (tableaux 19 et 20). 145 Tableau 19 : Valeurs médianes et extrêmes des deux populations de chats étudiées avec valeurs usuelles du ionogramme Médiane FIV+ Min Max Médiane FIVMin Max Valeurs usuelles Basse Haute Na+ (en mmol/L) 158,5 150 171 159 147 176 140 155 K+ (en mmol/L) 4,2 3 4,6 3,7 3 9,7 3,6 5,4 Cl- (en mmol/L) 121 116 122 119 117 125 115 128 Tableau 20 : Proportion d’animaux en dehors des valeurs usuelles du ionogramme dans chacun des groupes avec comparaison statistique des groupes de chats FIV positif et FIV négatifs pour chaque anomalie possible Paramètre Na+ (en mmol/L) K+ (en mmol/L) Cl- (en mmol/L) <VU >VU <VU >VU <VU >VU Contrôle % Médiane 0,0% 158,5 56,3% 5,9% 4,2 11,8% 0,0% 121 0,0% FIV vs contrôle FIV+ p OR (IC95%) % Médiane 0,0% * 1,2 (0,02-66,4) 159 76,9% 0,174 2,6 (0,5-13,2) 30,8% 0,043 7,1 (0,7-73,7) 3,7 0,0% 0,137 0,3 (0,01-6,9) 0,0% * 0,2 (0,004-12,5) 119 0,0% * 0,2 (0,004-12,5) * : p>0,5 Les valeurs en italique de l’OR sont celles ayant nécessité une correction en ajoutant 0,5 animaux au contingent concerné pour le rendre strictement positif. 146 3. Etude des numérations formules sanguines Pour chacun des paramètres de la numération formule sanguine, nous donnerons la fréquence des anomalies dans la population des chats positifs pour le FIV étudiée, ainsi que la valeur médiane de chaque paramètre (tableaux 21 et 22). Là encore, la population de chats FIV positifs est comparée à un groupe témoin dont la sélection a été décrite précédemment. Tableau 21 : Valeurs médianes et extrêmes des deux populations de chats étudiés avec valeurs usuelles de la formule sanguine Médiane FIV+ Min Max Médiane FIVMin Max Valeurs usuelles Basse Haute GR (en millions/mL) 7,34 3,63 11,14 6,94 1,25 10,75 6,58 10,95 Hgb (en g/dL) 10,6 4,9 15,1 10,4 2,6 16 9,8 16,9 Ht (en %) 33 15,9 51,5 30 9,2 53,1 29 48 GB (en cellules/mL) 11410 2400 36320 8900 2230 36100 3700 18600 PNN (en cellules/mL) 7720 320 30770 5490 1080 29500 1450 9620 PNE (en cellules/mL) 400 0 2080 285 40 5590 160 1810 PNB (en cellules/mL) 10 0 140 5 0 202 0 100 Lympho (en cellules/mL) 1710 345 9954 1595 220 6340 1180 10360 Mono (en cellules/mL) 510 100 3200 550 114 2090 90 820 Rétic (en cellules/mL) 47000 6000 147200 39150 6000 387900 14100 104500 PLT (en cellules/mL) 200000 23800 518000 197000 39000 430000 72000 450000 147 Tableau 22 : Proportion d’animaux en dehors des valeurs usuelles de la formule sanguine dans chacun des groupes de chats avec comparaison statistique des groupes FIV positif et FIV négatifs pour chaque anomalie possible FIV vs contrôle Paramètre GR (en millions/mL) Hgb (en g/dL) Ht (en %) GB (en cellules/mL) PNN (en cellules/mL) PNE (en cellules/mL) PNB (en cellules/mL) Lympho (en cellules/mL) Mono (en cellules/mL) Rétic (en cellules/mL) PLT (en cellules/mL) <VU >VU <VU >VU <VU >VU <VU >VU <VU >VU <VU >VU <VU % 36,4% 0,0% 36,4% 0,0% 30,3% 3,0% 6,1% 18,2% 3,0% 39,4% 9,1% 6,1% 0,0% >VU <VU >VU <VU >VU <VU >VU <VU 21,2% 30,3% 0,0% 0,0% 42,4% 18,2% 0,0% 6,2% >VU 25,0% Contrôle Médiane % 45,5% 3,0% 42,4% 0,0% 36,4% 3,0% 0,00% 9,10% 6,30% 31,30% 15,60% 6,30% 0,00% 7,34 10,6 33 11410 7720 400 10 6,30% 37,50% 0,00% 0,00% 25,80% 12,10% 9,10% 12,50% 1710 510 47000 200000 9,40% FIV+ Médiane 6,94 10,4 30 8900 5490 285 5 1595 550 39150 197000 P OR (IC95%) 0,401 0,238 * * * * 0,099 0,208 * 0,459 0,361 * * 1,46 (0,54-3,9) 2,06 (0,07-63,6) 1,29 (0,5-3,5) 1 (0,02-51,9) 1,31 (0,5-3,7) 1 (0,06-16,7) 2,3 (0,01-5,4) 0,45 (0,10-1,98) 2,1 (0,2-24,8) 0,69 (0,3-1,9) 1,85 (0,4-8,5) 1,03 (0,1-7,8) 1,03 (0,02-53,6) 0,0497 * * * 0,107 0,322 0,061 0,459 0,25 (0,05-1,3) 1,38 (0,5-3,9) 1,03 (0,02-56,3) 1,06 (0,02-55,3) 0,47 (0,2-1,4) 2,14 (0,4-12,6) 0,31 (0,07-1,3) 0,62 (0,2-2,4) 0,047 7,7 (0,38-155,3) * : p>0,5 Les valeurs en italique de l’OR sont celles ayant nécessité une correction en ajoutant 0,5 animaux au contingent concerné pour le rendre strictement positif. 4. Bilan de ces résultats À partir des tableaux 17 à 22 tableaux, nous pouvons donner les anomalies sanguines les plus fréquemment observées chez les animaux FIV positifs. Par ordre décroissant, on trouve pour la biochimie une hyperprotidémie (71 ,4% des animaux), une hyperglycémie (57,9% des animaux), des phosphatases alcalines diminuées (55,6% des animaux), une créatinémie augmentée (31,1% des animaux), une albuminémie diminuée (27,8%), des phosphatases alcalines augmentées (22,2% des animaux), et une urémie augmentée (20,5% des animaux). Pour le ionogramme on retrouve fréquemment une hypernatrémie (76,9% des animaux), et une hypokaliémie (30,8%). 148 Enfin, pour la numération formule sanguine, on retrouve le plus souvent une anémie (45,5% des animaux avec un nombre diminué de globules rouges, 42,4% diminués en hémoglobine, et 36,4% en hématocrite), une lymphopénie (37,5% des animaux), une neutrophilie (31,3% des animaux) et une monocytose (25,8% des animaux). En prenant pour différences significatives entre les chats FIV positifs et FIV négatifs seulement les résultats dont le p est inférieur à 0,05, nous concluons de notre étude que les animaux FIV positifs ont significativement plus souvent des phosphatases alcalines au-dessus des valeurs usuelles que les animaux FIV négatifs(avec p=0,007), ils sont significativement plus souvent en hypokaliémie (p=0,043), et on retrouve également significativement moins souvent des plaquettes augmentées (p=0,047) ou une basophilie (p=0,0497). En revanche, sur les numérations lymphocytaires et neutrophiliques, les anomalies observées chez le groupe témoin et chez les FIV positifs ne sont, dans notre étude, pas significativement différentes. Mais tous les intervalles de confiance 95% de nos Odds ratio comprennent la valeur 1, et on ne peut donc pas conclure quantitativement sur les différences significatives observées. D) Comparaison des anomalies cliniques des chats FIV positifs avec les résultats de leurs analyses hématologiques et biochimiques 1. Lymphadénopathie et hyperplasie d’organes lymphoïdes Parmi les animaux présentant ces anomalies, 9 ont eu un examen biochimique. Les anomalies les plus fréquemment rencontrées sont, par ordre décroissant : une hyperprotéinémie (83,3%), des PAL en-dessous des VU (66,7%), une créatinémie au-delà des VU (33,3%), une hypoalbuminémie et une hyperglycémie (25%), des PAL au-dessus des VU (16,7%) et une urémie au-delà des VU (11,1%). Quatre ionogrammes ont été réalisés : 50% des chats sont hypernatrémiques. Six de ces animaux ont eu une NFS : 83,3% sont anémiés, 50% ont une neutrophilie, 33% présentent une lymphopénie ou une monocytose, 16,7% présentent une neutropénie, une éosinopénie et/ou une basophilie. Lorsqu’on compare la fréquence de ces différentes anomalies au sein de ce groupe de chats avec celle de l’ensemble des chats FIV positifs, aucune différence significative ne peut être mise en évidence pour les paramètres étudiés. 2. Gingivite et stomatite Parmi les animaux présentant ces anomalies, 16 ont eu un examen biochimique. Les anomalies les plus fréquemment rencontrées sont, par ordre décroissant : une hyperprotéinémie (77,8%), des PAL en-dessous des VU (72,7%), une hyperglycémie (71,4%), une hypoalbuminémie (42,9%), une créatinémie au-dessus des VU (37,5%), des PAL audessus des VU (27,3%), une urémie au-delà des VU (18,8%), une hypoprotéinémie (11,1%) et des ALAT au-dessus des VU (9,1%). 149 Un ionogramme a été réalisé sur 6 de ces chats, on relève : hypernatrémie (83,3%) et hypokaliémie (33,3%). Onze de ces animaux ont eu une NFS : 36,4% sont anémiés et autant (36,4%) présentent une lymphopénie et/ou une neutrophilie, 9,1% sont en leucocytose, en neutropénie, éosinopénie, basophilie et/ou monocytose. De la même façon, aucune différence significative n’est mise en évidence avec l’ensemble des paramètres observés sur les 63 chats FIV positifs. 3. Syndrome de dépérissement Treize de ces chats ont eu un examen biochimique : 100% d’hyperglycémie, 85,7% d’hyperprotéinémie, 57,1% de PAL en dessous des VU, 50% d’hypoalbuminémie, 38,5% de créatinémie augmentée, 30,8% d’urémie augmentée et 14,3% de PAL au-dessus des VU. Huit ont une NFS : 62,5% sont anémiés, 50% présentent une lymphopénie, 37,5% présentent une neutrophilie, 12,5% une leucocytose, une éosinophilie, une basophilie et/ou une monocytose. Aucune différence significative n’est observée avec les valeurs obtenues pour l’ensemble des chats FIV positifs. 4. Néphropathie Treize chats ont eu un examen biochimique : 100% présentent une hyperglycémie, 76, 9%% ont une créatinémie au-dessus des VU, 66,7% une hyperprotéinémie, 53,8% une urémie audessus des valeurs usuelles, 40% des PAL au-dessus des VU, 20 des ALAT au-dessus des VU. Cinq de ces chats ont eu un ionogramme : 100% présentent une hypernatrémie, 60 une hypokaliémie. Neuf de ces chats ont eu une NFS : 55,6% présentent une lymphopénie, 44,4% une anémie, 22,2% une neutrophilie, 11% une leucocytose, une éosinopénie, une éosinophilie et/ou une basophilie. Trois différences avec les valeurs de la population totale de chats FIV positifs s’avèrent significatives : l’urémie augmentée (p=0,0186) avec un Odds Ratio de 4,86 (IC95% : [1,33 ; 17,83]), la créatinémie augmentée (p=0,0031) avec un Odds Ratio de 7,75 (IC95% : [1,85 ; 32,38]) et les PAL diminuées (p=0,0222) avec un Odds Ratio de 0,08 (IC95% : [0,004 ; 1,61]). 5. Symptômes nerveux Sur 4 de ces chats, un examen biochimique a été réalisé : 100% d’hyperglycémie, d’hyperprotéinémie, 50% d’hypercréatinémie. 150 Un seul a eu un ionogramme, il présentait une hypernatrémie et une hypokaliémie. Quatre chats ont également eu une NFS : 75% de chats anémiés, 50% de lymphopénie, 25% de leucocytose et de neutrophilie. Aucune différence significative n’a été observée avec l’ensemble des valeurs des 63 chats FIV positifs. 6. Symptômes cutanés Dix-sept chats ont eu un examen biochimique : 87,5% d’hyperprotéinémie, 60% d’hyperglycémie, 44,4% de PAL en-dessous des VU, 35,3 de créatinémie au-dessus des VU, 33,3% d’hypoalbuminémie, 23,6% d’urémie au-dessus des VU et 11,1% de Pal au-dessus des VU. Un ionogramme a été réalisé sur 7 de ces chats : 100% d’hypernatrémie et 14,3% d’hypokaliémie. Une NFS a été réalisée sur 11 de ces chats : 36,4% présentent une neutrophilie, 27,3% d’anémiés, 18,2% présentent une neutropénie, une éosinophilie, une éosinopénie et/ou une lymphopénie, 9,1% une basophilie et/ou une monocytose. Aucune différence significative n’a été observée avec l’ensemble des valeurs des 63 chats FIV positifs. 7. Symptômes oculaires Treize chats ont eu un examen biochimique : 90% d’hyperprotéinémie, 50% de PAL audessus des VU, 46,2% d’hypercréatinémie, 42,9% d’hyperglycémie, 37,5% de PAL endessous des VU, 23,1% d’urémie au-dessus des VU, 12,5% d’hypoalbuminémie et 11,1% d’ALAT au-dessus des VU. Seuls 2 chats ont des ionogrammes : 100% d’hypernatrémie, 50% d’hypokaliémie. Neufs de ces chats ont eu une NFS : 33,3% de lymphopénie, 22% de neutrophilie et/ou d’éosinopénie, 11% d’anémie, de leucocytose, de neutropénie, de basophilie et de monocytose. Aucune différence significative n’a été observée avec l’ensemble des valeurs des 63 chats FIV positifs. 8. Symptômes digestifs Un examen biochimique a été réalisé sur 6 de ces chats : 60% d’hyperprotéinémie, 50% de PAL en-dessous des VU et d’hyperglycémie, 25% de PAL au-dessus des VU, 20% d’hypoprotéinémie et 16,7% de créatinémie au-dessus des VU. Un seul ionogramme a été réalisé, tous les paramètres étaient dans les normes. 151 Une NFS a été réalisée sur 7 de ces chats : 57,1% de monocytose et/ou d’anémie, 42,9% de neutrophilie, 28,6% de lymphopénie, 14,3% de neutropénie, d’éosinophilie et/ou d’éosinopénie. Aucune différence significative n’a été observée avec l’ensemble des valeurs des 63 chats FIV positifs. 9. Symptômes respiratoires Douze de ces chats ont eu un examen biochimique : 80% d’hyperprotéinémie, 60% de PAL en-dessous des VU et/ou d’hyperglycémie, 33% d’hypoalbuminémie, 20% de PAL au-dessus des VU, 16,7% de créatinémie et/ou d’urémie au-dessus des VU, 10% d’hypoprotéinémie, 9,1% des ALAT au-dessus des VU. Un seul ionogramme a été réalisé, présentant pour seule anomalie une hypernatrémie. Une NFS a été réalisée sur 9 de ces chats : 44,4% d’anémie, 33,3% de monocytose, 22,2% de neutrophilie et d’éosinopénie, 11,1% de leucocytose, d’éosinophilie et de lymphopénie. Aucune différence significative n’a été observée avec l’ensemble des valeurs des 63 chats FIV positifs. 10. Néoplasies Six de ces chats ont eu un examen biochimique : 80% de PAL en-dessous des VU, 66,7% d’hyperprotéinémie, 33,3% de créatinémie au-dessus des VU, 25% d’hyperglycémie et 20% de PAL au-dessus des VU. Trois chats ont eu un ionogramme : 100% d’hypernatrémie et 33,3% d’hypokaliémie Quatre NFS ont été réalisées : 75% d’anémie et de neutrophilie, 50% de lymphopénie, 25% de leucocytose, d’éosinopénie, de basophilie et de monocytose. Aucune différence significative n’a été observée avec l’ensemble des valeurs des 63 chats FIV positifs. 11. Endocrinopathie Deux chats ont eu un examen biochimique : 100% d’hyperglycémie, d’hypercréatinémie, 50% d’urémie au-dessus des VU, de PAL au-dessus des VU et d’hyperprotéinémie. Aucun ionogramme n’a été réalisé. Les 2 chats concernés ont eu une NFS : les 2 étaient anémiés, 50% de neutrophilie et de lymphopénie. Aucune différence significative n’a été observée avec l’ensemble des valeurs des 63 chats FIV positifs. 152 E) Suivi des cas 1. Traitement Seul 1 des chats étudiés a bénéficié d’un traitement à l’AZT, sans qu’aucun suivi ne soit présent sur le logiciel Clovis et sans que nous parvenions à contacter les propriétaires au cours de nos recherches. L’efficacité du traitement sur ce chat nous est donc inconnue. Tous les autres chats en phase symptomatique du FIV ont reçu des traitements correspondant aux pathologies présentes. Dans quelques dossiers, il est dit que le traitement à l’AZT a été évoqué avec les propriétaires mais refusé en raison des coûts élevés. Pour les autres cas, il est impossible de dire si le traitement a été proposé mais refusé par les propriétaires ou si les cliniciens ne l’ont pas proposé. 2. Evolution clinique et décès Dix des 31 chats dont il a été possible d’obtenir un suivi (via Clovis ou téléphone) était en bon état général en mai-juin 2013. Ils avaient été dépistés à différentes dates : 1 en 2004 (âge actuel : 16 ans), 2 en 2007 (âge actuel : 5 ans et 16 ans), 2 en 2010 (âge actuel : 3 ans et 10 ans), 3 en 2012 (âge actuel : un de 3 ans et deux de 10 ans), 2 entre janvier et mai 2013 (un d’âge inconnu et le second de 13 ans). Les pathologies apparues ou qui se sont développées sont : - - - Atteintes buccales : un des chats testé FIV positifs en 2010 a développé des saignements gingivaux, entrainant une dysorexie et une perte de poids de 4,2 à 2,8 kg entre décembre 2012 et avril 2013, alors qu’aucune atteinte buccale n’a été relevée lors des consultations sur l’Ecole. 2 autres chats, testés FIV positifs en 2010 également (dont un en bon état général par ailleurs), ont aussi développé une gingivite. Enfin, un dernier chat, qui présentait uniquement de petits ulcères buccaux lors de son test FIV positif en 2007, a développé une stomato-gingivite chronique depuis février 2012, entrainant un amaigrissement en raison d’une dysorexie associée ; Néphropathie : une insuffisance rénale est apparue sur un chat dépisté en 2010 ; Néoplasie : le développement d’une tumeur oculaire a été dépisté sur un chat en 2012 ; Atteintes dermatologiques : un chat, dépisté en juin 2012, a développé un prurit cervico-facial apparaissant en été et en hiver pratiquement 1 an après le dépistage FIV positif; un autre, testé en octobre 2012, a développé des lésions cutanées de la face 6 mois après son test FIV positif (symptôme venant s’ajouter à un abattement, un polyadénomégalie et une suspicion de lymphome) ; Endocrinopathie : un chat dépisté en 2010 a développé un diabète peu de temps après ; Syndrome de dépérissement : les propriétaires rapportent en premier lieu une faiblesse importante et un amaigrissement notable pour 7 des chats suivis. 153 La plupart des pathologies citées reposent sur les données des propriétaires au téléphone ; à noter que tous les chats ne sont pas automatiquement suivis par un vétérinaire régulièrement. On constate néanmoins que pratiquement toutes les pathologies citées précédemment sont à nouveau présente. La décision d’euthanasie fait suite le plus souvent à l’affaiblissement important de certains chats, parfois accompagné de dysorexie et d’amaigrissement. Un seul propriétaire par exemple nous a bien précisé que son chat continuait de manger correctement par ailleurs lorsque la décision d’euthanasie a été prise. On constate par ailleurs que, après les premiers stades de la maladie ou lorsque certaines pathologies associées sont stabilisées, les chats peuvent vivre un certain temps de façon correcte voire en très bon état général. On dénombre 15 décès parmi les 63 chats testés FIV positifs au CHUVA entre le 1er janvier 2002 et le 30 juin 2013. Il est fort probable qu’il y en ait plus que ça au sein des animaux dont nous ne sommes pas parvenus à joindre les propriétaires (d’autant plus que certains de ces chats semblaient être à un stade avancé de la maladie ou le sont aujourd’hui compte tenu de l’année où ils ont été dépistés). Parmi ces décès, 8 ont eu lieu sur l’Ecole suite à la consultation ayant conduit à la réalisation du test (urgences ou hospitalisation) ou dans le mois qui a suivi le test (pour deux d’entre eux) ; six d’entre eux ont été euthanasiés en raison d’une détérioration de l’état général ou d’un pronostic très sombre (IRA sur fond d’IRC, anorexie persistante et abattement de plus en plus important, lymphome multiple) ; deux sont mort naturellement suite à la dégradation de leur état (un chat de rue de plus de 10 ans et un chaton de 2 mois, présentant par ailleurs un prolapsus rectal et un coryza). 14,3% des chats sont donc morts la même année que la réalisation de leur test, avec une moyenne d’âge de 10,7 ans si on ne prend pas en compte le chaton de 2 mois et le chat d’âge inconnu (9,5 ans si on les prend en compte en considérant que le chat trouvé est au moins âgé de 10 ans tel que cela a été indiqué dans son dossier). Sept autres chats ont vécu quelques temps après le test de dépistage : 1 an pour 4 d’entre eux, 3 ans et 4 ans pour 2 autres des chats et plus de 8 ans pour le dernier. Six d’entre eux ont présenté un abattement et une faiblesse importants, s’aggravant rapidement sur les derniers mois/dernières semaines et menant à leur euthanasie. Le dernier a été euthanasié des suites d’une péritonite infectieuse féline (PIF). L’âge moyen des décès est donc de plus de 11 ans pour ces animaux (avec trois chats décédés d’âge inconnu non pris en compte). Sur l’ensemble de ces 15 animaux, on trouve 6 chats stérilisés (avec une moyenne d’âge au décès de 11,6 ans) et 9 chats entiers - dont le chaton de 2 mois – (avec une moyenne d’âge au décès de 10,5 ans, sachant que 3 des chats étaient d’âge inconnu). On a donc 17% des stérilisés et 35% des chats entiers qui sont décédés de façon certaine. On peut – de même qu’il a été fait dans des études épidémiologiques [42] – se demander si le statut du chat (entier/stérilisé) a une influence sur sa longévité suite à l’infection par le FIV. Si cela n’a pas d’influence sur l’infection en elle-même, on peut néanmoins suspecter que les chats entiers sont plus susceptibles que les autres de développer des infections annexes du fait de bagarres souvent plus nombreuses. 154 3. Attitude des propriétaires Il est intéressant de constater l’impact que peut avoir ou non la découverte de l’infection par le FIV chez les propriétaires et les changements qui peuvent en découler. Ainsi, parmi les animaux entiers testés FIV positifs, seuls 3 ont été stérilisés par la suite (10,7% des entiers) au sein des animaux dont nous avons pu avoir un suivi : une femelles de 4 mois, stérilisées dès l’âge de 6 mois, un mâle de 8 ans castré peu de temps après le test et du fait de son statut et un mâle de 7 ans (lors du test) qui n’a été stérilisé que 8 ans plus tard en raison de son tempérament bagarreur persistant (nécessitant par ailleurs une énucléation suite à une perforation oculaire lors d’une bagarre). De même, parmi les propriétaires que nous avons pu joindre et dont les animaux avaient accès à l’extérieur lors du test, seuls deux ont restreint les sorties de leur chat, l’un en l’habituant à sortir moins et en s’assurant qu’il sortait essentiellement dans le jardin ; l’autre en stoppant complètement les sorties mais seulement plusieurs années après toujours en raison du tempérament bagarreur ne s’atténuant pas. L’un des aspects les plus révélateurs concerne les propriétaires possédant plusieurs chats. Nous avons pu recontacter 9 propriétaires possédant plusieurs chats (deux chats en tout pour 8 d’entre eux, 6 chats en tout pour la cinquième). A l’exception du foyer possédant 6 chats, les chats de tous les autres foyers ont accès à l’extérieur. Trois des chats FIV positifs stérilisés initialement partageaient leur foyer avec des chats également stérilisés (seul un des trois rapporte des bagarres fréquentes). Deux chats entiers FIV positifs partagent leur foyer respectif avec un autre chat stérilisé. Tous les autres chats FIV positifs (3 entiers et 1 castré) partagent les lieux d’habitation avec un chat entier. Soit au total 3 foyer avec deux chats entiers dont un FIV positif et 3 foyers avec un chat entier et un chat stérilisé dont un FIV positif sur les 9 foyers recontactés avec plus d’un chat. Aucune modification n’a été apportée suite à l’annonce du statut FIV positif de l’un des chats. Seuls deux propriétaires rapportent des bagarres entre le chat FIV positifs et le chat hypothétiquement sain du foyer : un foyer avec les deux chats stérilisés et l’autre avec un des chats stérilisé et l’autre entier. Rien n’a été entrepris pour limiter les interactions dans un cas comme dans l’autre. Un propriétaire a séparé les gamelles de ses deux chats suite à l’annonce du statut FIV positif de l’un des deux. Il l’a également fait tester (résultat FIV négatif). Seul une autre propriétaire a fait également tester son deuxième chat (résultat FIV négatif). Tous les autres propriétaires n’ont jamais fait dépister leur second chat, y compris pour les propriétaires rapportant des bagarres fréquentes. Une des propriétaires continue à faire manger ses deux chats dans la même gamelle, malgré l‘incertitude d’une possible transmission ainsi et envisage de garder prochainement des chatons sans que des mesures de sécurité ne soient prises (le second chat ayant un statut FIV inconnu par ailleurs). Nous avons pu obtenir un suivi du statut vaccinal et des traitements antipuce et vermifugation pour 17 des chats. Pour la très grande majorité des propriétaires, le test FIV positif n’a rien changé à leurs habitudes. 12 d’entre eux traitaient leur chat avec de l’antipuce et continuent à le faire. Aucun des propriétaires qui ne traitaient par leur chat auparavant ne mettent de 155 l’antipuce depuis le résultat FIV positif. De la même façon, 12 d’entre eux vermifugeaient régulièrement leur chat et le font toujours ; aucun a commencé à vermifuger son chat après le test FIV positif. 6 propriétaires faisaient et font toujours vacciner leur chat régulièrement ; deux propriétaires ne font pas vacciner leurs chats car ils ne sortent pas ; deux autres propriétaires avaient arrêté la vaccination 1 à 3 ans avant le test de dépistage du FIV et n’ont pas repris depuis. Seuls deux propriétaires ont modifié leurs habitudes : l’un a arrêté de vacciner contre la rage (mais poursuivi les autres vaccinations), la seconde a arrêté toute vaccination sur son chat FIV positif symptomatique lors du test de dépistage en 2012. Le plus étonnant est l’absence de dépistage des autres chats du foyer suite à l’annonce du résultat FIV positif d’un des chats (ou à l’introduction de ce chat). Une partie des propriétaires ne surveillent pas les interactions, voire n’ont pas conscience du risque pris par les autres chats. Très peu de mesures sont par ailleurs prises pour limiter les interaction avec les chats extérieurs (à l’exception de certains propriétaires ayant fait stériliser leur chat, pour qu’il ne prenne pas par aux parades d’accouplement et aux bagarres, ou de ceux restreignant les sorties). Enfin, aucun propriétaire ne donnant pas de vermifuge ou d’antipuce ne s’est mis à le faire suite au test, sur des chats continuant pourtant à sortir. III) Interprétations et limites de notre étude A) Analyses des différents résultats obtenus 1. Résultats épidémiologiques a) Influence du sexe des chats infectés Les données bibliographiques indiquent que les mâles sont plus susceptibles d’être infectés par le FIV [42 ; 189], ce que confirme notre étude. En revanche, pour les cas étudiés à l’ENVA, cette probabilité est pratiquement 2 fois plus élevée que ce qui est décrit dans la littérature (2 à 3 fois plus de mâles infectés [189]). Par ailleurs, notre étude ne révèle pas d’influence du facteur stérilisation sur le statut FIV des chats étudiés, comme cela était déjà indiqué dans les données bibliographiques, où on dénombre même plus de chats stérilisés FIV positifs que de chats entiers positifs (contrairement à notre étude) [42]. Il convient néanmoins de nuancer cette conclusion. D’une part, il reste probable que le statut de quelques chats n’ait pas été bien enregistré dans les dossiers Clovis ni écrit dans les comptes rendus ; d’autre part nous ignorons quand a eu lieu la stérilisation par rapport à la contamination par le FIV. Il y a par exemple un chat adopté à la SPA parmi les cas étudiés, il est probable que ce chat est vécu un temps dehors avant d’être recueilli par la SPA et stérilisé par cette structure. Enfin, certains chats infectés de naissance ou peu de temps après la naissance n’étaient pas en âge d’être stérilisés (on a notamment relevé le cas de 3 chatons – entre 2 et 6 mois et confirmés par PCR – parmi les 63 chats positifs au FIV). 156 b) Influence de l’âge Notre étude indiquait un âge moyen de 8 ans pour le dépistage du FIV, ce qui correspond au point d’inflexion – situé entre 6 et 10 ans – observé dans les différentes études épidémiologiques menées et auquel l’infection par le FIV semble plus importante chez les chats [42]. Néanmoins cela semble assez peu révélateur de l’âge auquel s’infectent les chats, dans la mesure où tous les propriétaires ne présentent pas l’animal au même stade d’infection ; certains viennent pour demander un test de dépistage sans signe clinique associé, pour d’autre ce test est réalisé à l’occasion d’une infection opportuniste ou de la formation d’un abcès suite à une morsure, tandis que certains propriétaires attendent un stade avancé avec un chat en très mauvais état général. On peut par ailleurs relever que l’âge moyen de la réalisation du test chez les animaux stérilisés est de 9,4 ans, alors qu’il est de 7 ans chez les chats entiers lorsqu’on ne tient pas compte des animaux de moins de 6 mois. Il convient néanmoins de préciser que nous n’avons pas l’âge de tous les animaux entiers, dont certains (au moins 2) étaient estimés à plus de 10 ans. c) Accès à l’extérieur Parmi les 63 chats de l’étude dont on sait s’ils ont l’accès à l’extérieur ou non, il y a un plus grand nombre de chats infectés par le FIV qui accèdent à l’extérieur que de chats infectés ne sortant pas du tout. Cette observation semble conforter les données bibliographiques à ce sujet [42]. Néanmoins, ce renseignement était indisponible pour 1/3 des chats de notre étude et aucun groupe témoin n’a été composé, ne permettant pas d’établir un lien de causalité. d) Influence de la race Notre étude montre que le facteur « race » n’a pas d’influence sur l’infection par le FIV. Les différences entre les chats de races et les européens (et même entre les chats de races différentes) semblent plutôt liées à une différence de fréquence entre ces races de chats. En effet, les européens sont les chats les plus fréquents [42]. Ce sont également les chats le plus souvent récupérés dans la rue ou à la SPA (tous ceux de notre étude adoptés en SPA ou trouvés à l’extérieur étaient des européens). On peut penser que certains propriétaires sont plus précautionneux avec des chats de races – dans cette étude, un chat de race a été probablement contaminés via des contacts lors de concours et/ou salons d’exposition, un autre est une femelle mise à la reproduction avec un mâle au statut douteux ; ces chats ne semblent pas être contaminés par le FIV via un accès libre à l’extérieur. 157 Analyse de la symptomatologie liée à l’infection par le FIV 2. a) Manifestations cliniques Le pourcentage de chats infectés par le FIV présentant une lymphadénopathie est un peu plus faible dans notre étude que dans les données bibliographiques. En revanche, les 4 chats de notre étude, en phase terminal du FIV et ne présentant pas d’adénomégalie perceptible à l’examen clinique, confortent ce qui a été observé par Rideout [230], à savoir que les chats au stade terminal du FIV présentent en général une involution voire une atrophie de leurs nœuds lymphatiques. Les examens cytologique sont également conformes à ce qu’avaient décrit Buckhard et Hoover [31]. En revanche, très peu d’hyperplasies d’autres organes lymphoïdes ont pu être observées sur les chats inclus dans notre étude. Néanmoins, des examens complémentaires permettant de mettre en évidence de telles hyperplasie – tels que l’échographie – n’ont été réalisés que sur un petit panel de chats infectés. Les atteintes buccales décrites au sein des 58 chats présentant des manifestations cliniques sont conformes aux données bibliographiques. Concernant les atteintes du tractus digestif, on observe dans notre étude un pourcentage (13,8%) en deçà de ce qui est décrit dans la littérature (18% [285] à 25% [200 ; 254]). De plus, aucune atteinte d’organes annexes tels que le foie ou le pancréas n’a été décrites (à l’exception de certaines tumeurs), mais celles-ci sont présentées comme relativement rares dans les données bibliographiques [112 ; 207 ; 293]. De plus, un aspect restreint quelque peu les données que nous avons : le peu d’examens complémentaires réalisés, tels que des échographies abdominales ou des prélèvements histologiques. On peut par ailleurs s’interroger sur la probabilité de trouver des signes d’inflammation digestive si des biopsies digestives étaient réalisées sur l’ensemble des chats FIV positifs, y compris ceux présentant peu ou pas de signes digestifs. Le pourcentage de chats présentant des néphropathies (20,7%) est plus élevé que ce qui a pu être décrit dans la littérature [122]. En revanche, les analyses urinaires et notamment la mise en évidence d’une densité urinaire basse pour un certain nombre de chat confirment ce qui avait été observé par Ishida [118]. De même, les différentes protéinuries observées concordent avec les données bibliographiques [218]. Les atteintes oculaires décrites dans cette études sont conformes à ce qui est décrit dans les données bibliographiques [33 ; 156 ; 215 ; 285]. Les observations de notre étude relatives aux atteintes du tractus respiratoire confortent en partie les données apportées par la littérature [285], en raison du pourcentage relativement important de chats FIV positifs présentant une atteinte du tractus respiratoire supérieur, mais soulignent également que les atteintes des voies respiratoires inférieures ne doivent pas être négligées. Les atteintes cutanées, semblables à ce qui est décrit dans les données bibliographiques [72 ; 216], touchent en revanche dans cette étude un pourcentage non négligeable de chats infectés par le FIV contrairement à ce que rapportent d’autres études à ce sujet [72 ; 209]. Conformément aux données bibliographiques, les atteintes nerveuses sont peu fréquentes au sein de cette étude [57]. Par ailleurs, l’ensemble des cas de notre étude témoigne d’une part de 158 la diversité des signes cliniques neurologiques pouvant affecter un chat infecté par le FIV, avec un degré de gravité très variable, et permet de mettre, d’autre part, en évidence les types d’action du virus à l’origine de ces signes neurologiques : une action directe, telle que lors d’encéphalites au FIV – comme dans le premier cas abordé –, pour lesquelles on peut mettre en évidence la présence du virus dans le LCR par exemple ; et une action plus indirecte, lorsque l’infection par le FIV favorise la formation de tumeurs par exemple (abordée ci-après) ou encore le développement de pyogranulome comme c’est le cas pour le deuxième cas abordé, entrainant par la suite un envahissement de la moelle et/ou de l’encéphale. Enfin, les cas de néoplasies observés sur l’école illustrent ce qui a été rapporté dans la littérature : le lymphome est la principale tumeur retrouvée lors d’infections par le FIV, mais d’autres types tumoraux peuvent également se développer [77]. On peut par ailleurs constater qu'il s'agit systématiquement de chats âgés de plus de 6 ans et de chats mâles, conformément à ce qui a pu être décrit dans une étude précédente [115]. Les reins et les nœuds lymphatiques mandibulaires correspondent aux quelques sites de prédilection de ces lymphome tels que décrit dans la littérature [115] ; l’appareil digestif en revanche est moins fréquemment décrit dans les données bibliographiques, alors qu’il est la cible de 2 des lymphomes (avérés qui plus est) parmi les cas observés sur l’Ecole. Les âges des chats touchés par ces lymphomes sont relativement proches, pour la plupart d’entre eux, de celui établi dans l’étude d’Hutson (8 ans) [115]. Le carcinome épidermoïde est conforme à ce que décrit l’étude d’Hutson [115] : situé sur la face, au niveau des mandibules sur un chat de 13 ans (âge moyen rapporté : 12 ans). Il n’est pas possible de tirer de conclusion en ce qui concerne le syndrome de dépérissement en raison de la difficulté à l’évaluer concrètement, ni sur les endocrinopathies en raison du faible nombre de chats concernés dans notre étude (2 chats) et du peu de données bibliographiques à ce sujet. On constate qu’il est donc difficile de dégager un profil type de chat infecté par le FIV. Non seulement parce que les manifestations cliniques varient selon le stade de l’infection par le FIV, mais également parce que les animaux infectés, à un même stade, peuvent présenter des manifestations cliniques très différentes. Certaines, très fréquentes lors de l’infection, comme les affections buccales type gingivite et stomatite, pourront orienter le diagnostic ou inciter à réaliser un test de dépistage, mais c’est souvent l’apparition de plusieurs de ces pathologies chez un même animal, leur chronicité et l’absence de réponse efficace au long terme d’un traitement qui incitent à réaliser un dépistage. b) Infections concomitantes Nous avons observé que seuls 3 des 63 chats FIV positifs sont co-infectés par le FeLV, ce qui représente 1/21 des chats FIV positifs de notre étude, bien loin des 1/6 à 1/3 de co-infections décrites dans la littérature [122 ; 293]. 159 3. Analyse des résultats biochimiques et hématologiques Cette observation de l’augmentation significative des PAL chez les chats FIV positifs n’est retrouvée dans aucune des études précédentes. De même pour l’hypokaliémie et la basophilie rapportées dans notre étude. En revanche, les études précédemment réalisées mentionnent une tendance à la thrombocytopénie des chats FIV positifs, même si elles n’établissent pas de différence significative avec un groupe d’animaux témoins FIV négatifs [70 ; 85]. Dans les données bibliographiques, une hyperprotéinémie par hyperglobulinémie associée le plus souvent à une hypoalbuminémie est rapportée de façon significative [2 ; 85 ; 110 ; 154]. Ces observations se retrouvent également dans nos résultats, sans pour autant qu’on puisse distinguer significativement le groupe de chats FIV positifs du groupe témoin FIV négatifs. B) Limites de cette étude 1. Limites liées au logiciel Clovis Les dossiers des animaux présents sur le logiciel Clovis présentent l’avantage d’assurer en grande partie la véracité des informations qui y figurent, les animaux ayant été vus et examinés par un ou des étudiants, puis un clinicien (corroborant ou non les observations de ces derniers), voire plusieurs cliniciens. De plus, ces dossiers, rédigés majoritairement par les étudiants, sont en grande partie relus et validés par les cliniciens responsables. Cela permet également un suivi efficace des animaux au sein d’un même service – consultations de suivi ou chenil – et entre les services. En revanche, plusieurs inconvénients sont à souligner : les comptes rendus rédigés sont personne-dépendants, il est donc possible de lire des compte-rendus très succincts, voire incomplets (notamment pour les compte-rendus antérieurs à la création et l’ouverture du CHUVA en 2010), particulièrement s’ils n’ont pas été relus par les cliniciens. De plus, la dissociation des services multiplie les intervenants et les comptes rendus de chaque service ne sont pas systématiquement intégrés à une conclusion générale cohérente. Par ailleurs, les données sont dépendantes des services consultés. Ainsi, un examen clinique est rapporté pour les animaux vus en médecine général, en chirurgie, en neurologie, aux urgences ; cet examen est rapporté de façon plus succincte pour ceux vus en dermatologie (mais avec une anamnèse souvent plus importante que dans les autre services) et ceux vus en ophtalmologie. Il est donc possible de ne pas avoir connaissance de certains signes cliniques car ces derniers n’ont pas été observés ou inscrits au dossier. On peut également noter que l’onglet stérilisation, par exemple, n’est pas toujours correctement rempli (cela peut être ajouté au compte tendu lui-même), ce que nous a prouvé la différence de résultats obtenus lorsque qu’on recherchait les animaux stérilisés et testés pour le FIV via le mode recherche du logiciel Clovis et lorsque nous les avons dénombrés nous-même à partir de la liste de l‘ensemble des chats testés pour le FIV (84 chats stérilisés en plus lorsqu’on les dénombre manuellement), ce qui souligne les limites du mode « Recherche » du logiciel de l’Ecole. Il n‘est par exemple pas fiable d’associer des recherches telles que « test FIV » et « X pathologie » et il est possible de manquer certaines de ces données si elles ne sont pas signaler dans le dossier. 160 2. Tests antérieurs des chats consultant à l’ENVA Certains chats ont pu être vus sur l’Ecole pour la prise en charge de pathologies liées au FIV et avoir été testé pour le FIV au cours de cette période (janvier 2002 à juin 2013) par leur vétérinaire traitant, mais s’ils n’ont pas été à nouveau testés sur l’Ecole, ces cas n’ont pas pu être pris en compte dans cette étude, en raison du peu de fiabilité des mots-clés associés aux compte-rendus. 3. Limites d’interprétation Nous nous sommes par ailleurs heurtés à plusieurs limites d'interprétation. La première d'entre elles réside dans le fait que tous les animaux inclus dans l'étude sont des chats présentés aux consultations de l'ENVA. On peut donc supposer que les animaux du groupe témoin, s'ils sont effectivement non-infectés par le FIV, ne sont pas sains pour autant, et plusieurs souffrent de pathologies ou d'infection chroniques telles que diabète, insuffisance rénale, syndrome coryza, ou dysimmunités variées. Les valeurs des paramètres hématologiques observées dans le groupe témoin peuvent donc être la conséquence d'une pathologie sous-jacente indépendante du FIV. A ce titre, nous devons prendre avec précaution les résultats obtenus. La seconde concerne la taille de nos échantillons. En effet, nos échantillons de taille modeste sont à l'origine d'un manque de puissance statistique qui élargit les intervalles de confiance et peut masquer la significativité de certaines différences observées, notamment au niveau des intervalles de confiance 95% des Odds Ratio qui, même lorsque la différence entre les deux groupes est significative (p<0,05), contiennent la valeur 1 empêchant d’aller plus loin dans notre analyse. Ensuite, nous avons regroupé dans notre population de chats FIV positifs des chats qui étaient testés pour le FIV mais sans tenir compte du stade d’évolution de la maladie. Ce regroupement peut être à l’origine, compte-tenu de la succession de phénomènes hématologiques au cours de cette évolution, d’interférences au sein de notre échantillon. On pourrait alors masquer des différences significatives avec le groupe témoin si celles-ci dépendaient du stade d’avancée de la maladie. Enfin, si depuis 2011 nous avons des valeurs usuelles fiables dans l’espèce féline pour la numération sanguine réalisée sur l’automate utilisé, les valeurs usuelles des autres examens sont en train de faire l’objet d’études spécifiques à l’espèce féline pour les automates utilisés à l’ENVA. Cette absence de valeurs usuelles fiables peut également jouer sur les résultats de cette étude. C) Perspectives Dans cette étude, nous avons considéré comme positif tout chat qui avait un test FIV positif, que ce soit par PCR ou par ELISA. Compte tenu des caractéristiques intrinsèques de ces tests, 161 il est fort probable que nous ayons considéré des animaux FIV négatifs comme positifs et vice versa. Etant donné la taille de notre échantillon, ce biais peut être relativement handicapant et nous aurions pu refaire l’expérience avec une confirmation par Western Blot de tous les résultats positifs. Nous nous sommes concentrés ici sur les anomalies biologiques c’est-à-dire sur les résultats en dehors des valeurs usuelles admises. Chez le chat, avec le matériel à disposition, ces valeurs sont récentes et incomplètes, ce qui a pu – comme nous le disions précédemment – intervenir sur nos résultats. Il faudrait donc reprendre cette étude après détermination précise des valeurs usuelles spécifiques au chat. De plus, nous avons fait le choix de travailler et de comparer non pas des valeurs médianes mais des proportions d’anomalies. Ce choix nous a paru plus judicieux puisqu’il est, en pratique, très difficile de considérer comme suspect un résultat inclus dans les valeurs usuelles. Par ce choix, nous pouvons avoir omis des différences significatives entre les résultats médians de nos deux populations. Ces différences pourraient être facilement étudiées en comparant les médianes des deux groupes de chats pour les paramètres étudiés dans notre étude. Ensuite, il serait intéressant de pouvoir suivre dans le temps les chats diagnostiqués FIV positifs pour à la fois étudier l’évolution clinique de l’infection par le FIV et enregistrer les variations biologiques associées à celle-ci, notamment au cours de la fin de la période asymptomatique et des phases de pré-SIDA et de SIDA. Nous aurions également trouvé intéressant de comparer au cours du suivi la charge virale et les données immunocytochimiques comme le ratio CD4/CD8. En outre, nous sommes obligés de prendre en compte que tous les animaux FIV positifs de notre étude n’ont peut-être pas contracté la même souche. Les variations décrites dans la littérature sur les différents récepteurs cellulaires ciblés par le virus entre les différentes souches et la pathogénicité différente de ces dernières nous pousseraient à chercher à typer les différents virus des chats étudiés de façon à former des populations souche par souche et à comparer des échantillons plus homogènes du point de vue phylogénétique. Enfin, il serait intéressant de mener la même étude en suivant non pas des animaux présentés en consultation mais en prenant deux populations de chats sains. La première serait maintenue dans un environnement garantissant les animaux contre la pression infectieuse des pathogènes du chat, tandis que la seconde serait infectée par une souche virale de FIV par les modes de transmission courant par un chat porteur puis maintenus dans le même type d’environnement que le groupe témoin. Le suivi de ces animaux permettrait de pouvoir associer de façon plus certaine les observations ainsi faites à l’infection par le virus du FIV. 162 CONCLUSION L’objectif de ce travail était de comparer les caractéristiques épidémiologiques, cliniques et hématologiques d’une population de chats infectés par le FIV et d’une population de chats non infectés reçus en consultation au CHUVA entre le 1er janvier 2003 et le 30 juin 2013. Ce travail a montré que la prévalence de l’infection chez les chats ayant consulté au CHUVA durant cette période était de 10,9%, ce qui se rapproche des valeurs précédemment données dans la littérature. Par ailleurs, la proportion de mâles castrés dans cette population était significativement plus élevée. Pour les paramètres hématologiques étudiés, les deux groupes diffèrent significativement pour les phosphatases alcalines plus souvent augmentées chez les chats FIV positifs, et la kaliémie plus souvent en-dessous des valeurs usuelles. En revanche, les numérations leucocytaires ne semblent pas affectés par l’infection virale, contrairement à ce que l’on aurait pu attendre a priori. En examinant les dossiers des animaux infectés, nous nous sommes rendu compte que la démarche diagnostique s’achevait bien souvent avec la positivité des animaux en sérologie ou en PCR. De fait, le stade de l’infection n’était généralement pas établi, et le suivi des animaux n’était pas effectué, rendant un suivi objectif de l’évolution individuelle de la maladie impossible. De la même façon, nous avons pu constater que les mesures préventives de la propagation de l’infection étaient rarement mises en place, et les protocoles vaccinaux interrompus après le diagnostic. Enfin, les traitements décrits dans la littérature sont, dans la population, instaurés de façon rarissime. En conclusion, la prise en charge du patient infecté par le FIV pourrait être individualisée. De cette façon, un pronostic plus précis pourrait être donné aux propriétaires, et des pistes thérapeutiques et/ou préventives pourraient être explorées, en même temps qu’une adaptation raisonnée des protocoles vaccinaux en cours. 163 164 BIBLIOGRAPHIE [1] ABRAMO F., BO S., CANESE M.G., POLI A. (1995): Regional distribution of lesions in the central nervous system of cats infected with feline immunodeficiency virus. AIDS Res. Hum. Retrovir., 11(10):1247-1253. 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Il vise à la fois à faire un point sur les connaissances bibliographiques actuelles sur l'infection des chats par le FIV, à savoir ses caractéristiques épidémiologiques, cliniques, biologiques, ainsi que ses solutions thérapeutiques, mais aussi à confronter ces données issues de nombreuses études avec celles recueillies sur une population de chats présentés en consultations à l'ENVA sur une période de 10 ans de janvier 2002 à juin 2013. Pour ce faire, nous avons constitué deux populations, l'une formée des chats FIV négatifs et l'autre des chats FIV positifs parmi les chats testés à l'ENVA au cours de cette période. Nous avons alors recueilli et analysé les données épidémiologiques et biologiques de ces deux populations pour pouvoir les comparer entre elles. Etant données les caractéristiques intrinsèques du virus et sa pathogénie, nous émettons l'hypothèse que les animaux infectés présentés en consultation sont en phase symptomatique de l'infection. Nous nous attendons alors à trouver des animaux en neutropénie associée à une lymphopénie ou une lymphocytose, selon le stade de l'infection, et une anémie. Il ressort de cette étude que le profil type du chat infecté par le FIV est un chat mâle européen de 8 ans ayant accès à l'extérieur sans influence significative de la stérilisation. Ce profil type est cohérent avec celui décrit dans la littérature. Par ailleurs, les anomalies biologiques les plus souvent observées chez les chats FIV positifs sont par ordre de fréquence décroissante: une hypernatrémie (76,9%), une hyperprotéinémie (71,4%), une hyperglycémie (57,9%), des phosphatases alcalines diminuées (55,6%), une anémie (respectivement 45,5%, 42,4%, 36,4% pour le nombre de globules rouges, la concentration d'hémoglobine, et l'hématocrite sanguin), une lymphopénie (37,5%), une neutrophilie (31,3%), une créatinémie augmentée (31,1%), une hypokaliémie (30,8%), les autres anomalies étant constatées sur moins de 30% des animaux. En confrontant ces anomalies à celles observées chez le groupe d'animaux FIV négatifs, on constate que celles dont la proportion est significativement différente entre les deux groupes sont une augmentation des phosphatases alcalines et une hypokaliémie plus fréquentes chez les animaux infectés, ainsi qu'une basophilie et une thrombocytose moins fréquentes chez ces animaux que chez les témoins FIV négatifs. Ces anomalies et la fréquence qui leur est associée sont également cohérentes avec les données antérieures. Ce qui est plus surprenant, c'est que la plupart de ces anomalies ne sont pas significativement différentes de celles observées dans une population de chats FIV négatifs. On peut incriminer entre autres la taille réduite de l'échantillon étudié qui conduit à un manque de puissance statistique ainsi que le biais de sélection des animaux testés, présentant pratiquement tous une pathologie. MOTS-CLES : FIV / VIRUS DE L'IMMUNODEFICIENCE FELINE / RETROVIRUS / INFECTION / PCR / SEROLOGIE / ELISA / ETUDE RETROSPECTIVE / CLINIQUE / BIOLOGIE / EPIDEMIOLOGIE / SUIVI / CARNIVORE / CHAT / CHUVA. JURY : Président : M. Directeur : Mme Sophie LE PODER Assesseur : Mme Ghita BENCHEKROUN 199 RETROSPECTIVE STUDY OF 63 CASES OF FIV POSITIVES CATS TESTED AT ENVA BETWEEN JANUARY 2002 AND JUNE 2013 : EPIDEMIOLOGICAL, BIOLOGICAL, AND CLINICAL ANALYSIS GIRAUDI FUTIN Romain et REBOLI Camille SUMMARY : This thesis has two goals. The first one is to gather the bibliographic data (epidemiological, clinical and biological caracteristics, and therapeutics solution) acquired on FIV in cats. The second one consists in the comparison of these data with those collected in a population of cats brought to the ENVA's hospital on a 10 years period (between january 2002 and june 2013). To do this, we built up two populations of cats. On one hand we grouped together the FIV negatives cats, and on the other hand we gathered together cats tested FIV positives at the ENVA's hospital during this period. Given the caracterisitics and the pathogenesis of the FIV virus, hypotesize that the cats brouth to the hospital are in the symptomatic phase. The hematological signs expected are a neutropenia assocdiated with an anemia and a lymphopenia or a lymphocytosis depending on the stage of the infection. This study shows that the profile of the FIV positive cat is an 8-year old male european cat which has access outside, without any significant influence of the sterilization. This is compatible with the profile found in litterature. Moreover, the most encountered biological abnormalities in FIV positive cats are, in order of decreasing frequency: hypernatremia (76,9%), hyperproteinemia (71,4%), hyperglycemia (57,9%), decreased alkalin phosphatase (55,6%), anemia (45,5% for red blood corpuscle, 42,4% for hemoglobin concentration, and 36,4% hematocrit), lymphopenia (37,5%), neutrophilia (31,3%), increased creatinemia (31,1%), hypokaliemia (30,8%). Other abnormalities are observed on less than 30% of the cats. Comparing these abnormalities to thoses observed in the FIV negatives group, we see that the proportion is significantly different for the following abnormalities: higher frequence of increased alkalin phosphatase and hypokaliemia in infected cats, and a lower frequence of basophilia and thrombocytosis in infected cats. These abnormalities and their variations are also consistent with anterior data. Howerver, what is surprising is that most of the abnormalities are not significantly different in the infected and not infected cats. We could incriminate among other things the reduced size of the sample which lead to a lake of statistical power, as a selection bias of the tested cats, which were almost all with another condition. KEY-WORDS : FIV / FELINE IMMUNODEFICIENCY VIRUS / RETROVIRUS / INFECTION / PCR / SEROLOGY / ELISA / RETROSPECTIVE STUDY / SYMPTOMS / BIOLOGY / EPIDEMIOLOGY / FOLLOW UP / CARNIVORE / CAT / CHUVA. JURY : Président : M. Director : Mme Sophie LE PODER Assessor : Mme Ghita BENCHEKROUN 200
