Radioprotection bioloqique : du concept à la validation clinique

Radioprotection bioloqique : du concept à la validation clinique
Introduction
Depuis la première description des rayonnements ionisants par Roentgen à la fin du XIXème
siècle (1), la radiothérapie est devenue un traitement incontournable en oncologie et on
estime qu’avec près de 170000 patients traités en France en 2009 (2), c’est 60% des
malades qui en bénéficieront dont 50% au moment de la phase initiale de leur pathologie (3).
L’efficacité du traitement est directement liée à la dose de rayonnement reçue par la tumeur
et est bien souvent limitée par la toxicité sur les tissus sains avoisinants (4). L’utilisation de
modèles mathématiques a permis de tenir compte de la relation dose-volume-effet et
d’affiner le ratio thérapeutique, finalité des voies de développement de la radiothérapie (5).
Les progrès en matière d’ingénierie biomédicale tels que la radiothérapie conformationnelle
avec modulation d’intensité et l’utilisation de scanner en temps réel (6) ont permis de limiter
au maximum le volume irradié, prévenant ainsi l’apparition d’effets secondaires tout en
laissant entrevoir des stratégies d’escalade de dose (7). Cette différenciation anatomique
accrue et les progrès de la balistique ont contribué à l’amélioration de la radiothérapie.
Basées sur des différences fondamentales de physiologie entre cellules saines et
néoplasique, des stratégies ont été envisagées pour moduler l’effet des radiations sur les
différents tissus. Des mesures physiques telles que l’hyperthermie ont également été
étudiées dans le cadre du contrôle de l’effet des radiations sans grand succès jusqu’à
présent (8). La biomodulation de l’effet des rayonnements ionisant apparaît aujourd’hui
comme un élément incontournable de la recherche clinique. L’intérêt de ces molécules
repose sur leur efficacité en terme de radiomodulation et de spécificité en ce qui concerne le
tissu cible. Les radio-sensibilisants agissent sur les tissus tumoraux pour majorer leur
sensibilité aux rayonnements ionisants, que cela soit par ciblage direct de leurs voies de
signalisation intracellulaire ou plus récemment par modification de leur environnement
microcellulaire (angiogenèse tumorale) (9). Agents de chimiothérapie conventionnels ou
thérapies ciblées, ces molécules ont fait l’objet de revues exhaustives et de nombreuses
évaluations précliniques et cliniques, et se sont imposées dans la pratique clinique.
A l’inverse, le ciblage pharmacologique à visée radioprotectrice des tissus sains est resté
plus longtemps confidentiel et peu de validations cliniques ont permis leur incorporation en
routine. Pourtant, l’utilisation des radioprotecteurs pourrait augmenter l’efficacité de la
radiothérapie de façon indirecte. Cette stratégie vise à limiter les effets indésirables sur les
tissus sains, ceci permettant d’augmenter la dose reçue par la tumeur sans changer
l’équilibre bénéfice/risque. La radioprotection pharmacologique présente également l’intérêt
d’être utilisable comme contre-mesure en cas de guerre nucléaire ou de radio terrorisme. Il
est imaginable que les recherches effectuées en clinique soient transposables à la protection
civile et militaire. Afin de ne pas modifier le ratio thérapeutique, l’agent doit cibler la
protection des tissus sains sans en faire bénéficier les tissus néoplasiques, il doit être
facilement délivré avec le minimum de toxicité et montrer un réel bénéfice dans l’apparition
des effets indésirables précoces et tardifs (10). La classification des radioprotecteurs repose
sur leur action au niveau du mécanisme lésionnel des rayonnements ionisants. Cette revue
de la littérature a pour objectif d’établir un état des lieux des stratégies de radioprotection
biologique et des perspectives qu’elles soulèvent à leur validation clinique.
M écanismes de radiotoxicité et cibles potentielles pour les radiomodulateurs
Les effets des rayonnements ionisants sur un tissu biologique sont multiples. Les effets
mutagènes et carcinogènes représentent l’essentiel des effets stochastiques pour lesquels la
probabilité d’apparition augmente avec la dose mais sans notion de seuil (11). Il est très
difficile d’objectiver avec certitude le risque de deuxième cancer induit par la radiothérapie
mais ceci pourrait concerner 50000 personnes sur les 320000 cancers incidents en France
en 2010 (12). Par opposition, les effets déterministes sont caractérisés par l’existence d’un
seuil de dose en dessous duquel rien ne se passe et au dessus duquel la sévérité de l’effet
est fonction de la dose. Ils constituent l’action thérapeutique et provoquent des effets
secondaires précoces et tardifs. Les rayonnements ionisants entrainent la destruction de la
cellule par mort mitotique ou bien par apoptose.
L’apparition des effets indésirables dépend de l’organisation de l’organe ainsi que de la
nature de ses tissus. La sévérité de l’atteinte d’un organe organisé en parallèle (foie,
poumon…) est proportionnelle au volume irradié et la fonction est préservée tant que le
volume détruit ne devient pas critique. Pour les organes agencés en série (moelle épinière,
intestin…), l’irradiation d’un très petit volume sera susceptible d’entrainer des lésions très
graves aboutissant à une perte de fonction de l’organe. La nature et la vitesse du
renouvellement cellulaire conditionnent également la tolérance d’un tissu aux radiations.
Un tissu compartimental (épiderme, moelle osseuse…) est constitué d’un compartiment
germinatif contenant des cellules souches, un éventuel compartiment de maturation ainsi
qu’un compartiment de cellules différenciées responsable de la fonction de l’organe. En
considérant un modèle simplifié basé sur la mort mitotique, seules les cellules ayant des
capacités de division des compartiments germinatifs et de maturation seront sensible à
l’action des rayonnement ionisants. Dans le cadre d’une destruction totale de l’ensemble du
compartiment germinatif, l’organe disparaîtrait au terme d’un délai dépendant de la durée de
vie des cellules différenciées.
Dans les tissus non compartimentaux (rein, foie…) , il n’existe pas de cellules souches
individualisées et chaque cellule peut jouer ce rôle en remplaçant les cellules manquante de
son voisinage. Dans les suites d’une irradiation, la destruction cellulaire n’a lieu que lors de
son entrée en mitose et on assiste à une destruction progressive des cellules nobles de
l’organe. Ces lacunes sont souvent très bien tolérées par l’organisme jusqu’à que le nombre
de cellules fonctionnelles devienne critique. Un message est alors envoyé enjoignant
l’ensemble des cellules à se diviser, ce qui a pour effet au niveau des tissus lésés de
provoquer une mort mitotique et une destruction brutale de l’organe (13).
En excluant les brûlures liées au pouvoir calorique des radiations à très fortes doses, ces
différences structurelles permettent de séparer les effets précoces survenant dans les six
premiers mois dans les tissus compartimentaux à renouvellement rapide (radiomucite,
radioépidermite…) des effets tardifs aux mécanismes plus complexes. Ils surviennent dans
les tissus compartimentaux à renouvellement lent et dans les tissus non-compartimentaux
dans lesquels le phénomène d’avalanche peut se produire plusieurs années après
l’exposition. Mais des lésions tardives directement corrélées à des réactions de nécrose
précoces décrites sous le nom d’effets consécutifs entrent également en jeu (14). On décrit
également l’apparition tardive d’une fibrose radio-induite, constituée d’un tissu paucicellulaire
capable de s’autoentretenir, provoquant une baisse de l’élasticité tissulaire (organes pleins)
et des sténoses (organes creux) et résultant d’une véritable cascade de cytokines (15).
Pour comprendre l’action des divers radiomodulateurs, il faut étudier les effets spécifiques
des rayonnements ionisants au niveau moléculaire, cellulaire et tissulaire et la cinétique de
leurs dommages. L’énergie est quasi instantanément absorbée par le milieu et provoque une
excitation des molécules en particulier de l’eau qui est la principale constituante des êtres
vivants. Ce changement d’état aboutit à la formation de radicaux libres qui vont à leur tour
ioniser les molécules au contact ou à distance après une diffusion dans la cellule (16). Au
niveau de l’ADN, ces lésions vont être principalement constituées par des lésions doubles
brins, d’emblée létale et par des dommages d’intensité moindre (cassure simple brin,
oxydation de base ou destruction de site) qui pourront être réparés par des phénomènes
d’exision-réparation. Lorsque ces dégâts sont trop nombreux ou trop rapprochés
(phénomène lié à l’intensité de l’irradiation), leur correction est impossible et mène à des
lésions double brin qui sont responsables de la mort cellulaire (17).
Mais l’ADN n’est pas la seule cible de ces radicaux libres, ils peuvent également altérer les
protéines, les lipides à longue chaine, et les molécules complexes. Ainsi en plus de la mort
mitotique, la radiothérapie inflige une série de lésions tissulaires minimes qui conduisent à
une accumulation des phénomènes inflammatoires. Le premier d’entre eux est l’activation du
système de coagulation. Cette réaction est commune à tous les traumatismes mais elle
s’effectue dans ce cas précis dans des vaisseaux intacts. La mort mitotique des cellules
endothéliales est responsable d’une ambiance pro-coagulation de surface et des thrombus
microvasculaires participent à l’initiation du processus inflammatoire. C’est ainsi qu’on
assiste à une vasodilatation et à une augmentation de la perméabilité capillaire. Les
radiations déciment les populations de leucocytes circulant ainsi que les cellules de la
membrane basale des zones concernées. C’est ainsi que malgré des phénomènes de
repopulation cellulaire, un déséquilibre subsiste entre les phases « réactive » et
« réparative » de l’inflammation. Les effets non-léthaux sur les fibroblastes et les cellules
épithéliales qui peuvent persister des années participent à la spécificité de la fibrose radioinduite. Ces manifestations fibrotiques incontrôlées sont amplifiées par une sclérose
vasculaire et l’apparition de télangiectasies (18).
Au sein de ces évènements complexes encore peu connus, il convient d’isoler trois temps
principaux qui permettront de séparer les radiomodulateurs en trois catégories. Tout d’abord,
la phase d’attaque pendant laquelle agiront les radioprotecteurs. Ils devront être présents au
moment de l’irradiation et serviront de cible aux radicaux libres qui épargneront l’ADN par
inhibition compétitive, limitant ainsi le stress oxydatif sur les cellules d’intérêt. Les mitigeurs
réduisent les dégâts causés aux tissus après l’irradiation. Ils limitent la mort cellulaire et
interrompent les cascades inflammatoires responsables des dommages tissulaires. Ils
peuvent être administrés avant ou immédiatement après l’exposition, ce qui fait d’eux une
thérapeutique d’avenir concernant le risque radiologique. Les antifibrotiques préviennent le
risque de fibrose et les dommages structurels sur les organes, notamment ceux
responsables de colonisations bactériennes ou fongiques (19). De nombreuses molécules
on été testées in vitro et in vivo lors d’essais précliniques avec parfois de résultats très
prometteurs. Néanmoins, peu d’entre elles ont démontré un réel bénéfice lors d’essais
cliniquement validés. Cet article ayant pour but de renseigner le clinicien sur les applications
futures de radiomodulateurs biologiques, seules celles en voie d’être introduites dans la
pratique courante seront décrites ici.
Les radioprotecteurs, une théarapeutique d’avenir ?
Les radioprotecteurs réduisent le stress oxydatif en entrant en compétition avec les
composants des cellules pour être la cible des radicaux libres. Ces sont généralement des
molécules de bas poids moléculaire capables de donner un atome d’hydrogène. Mais tous
les antioxydants ne peuvent être utilisés comme radioprotecteur car les molécules
provoquant le stress oxydatif radio-induit sont très spécifiques (20). On soupçonne
notamment l’action de radicaux secondaires plus complexes (comme l’ADN) qui seraient
insensibles aux antioxydants classiques.
L’Amifostine (WR-2721, Ethyol, Medimmune Inc, Gaithersburg, MD) est le chef de fil des
radioprotecteurs et est depuis longtemps connu comme protégeant contre la mort mitotique
les cellules soumises à un rayonnement ionisant (21). Après un bolus en intra veineux,
l’élimination urinaire de l’Amifostine et de ses métabolites actifs est rapide. On parvient
pourtant à en retrouver des traces dans les tissus à partir de 5 à 15 minutes (22). Dès
l’arrivée dans le plasma, la prodrogue est rapidement déphosphorilée par une phosphatase
alkaline présente au niveau de l’endothélium sain. L’environnement tumoral hypovasculaire
et acide ainsi que la diminution de l’expression de la phosphatase alkaline contribuent à la
une cytoprotection sélective (23). L’entrée dans la cellule se fait sous la forme de son
métabolite actif, le WR-1065 qui va capter les radicaux libres, protéger et accélérer la
réparation de l’ADN et induire une hypoxie cellulaire. C’est de cette concentration
intracellulaire que va dépendre l’efficacité de la radioprotection (24). La biodisponibilité
semble être meilleure par voie sous cutanée par rapport à la voie intra veineuse (25). De
plus, des études préliminaires semblaient suggérer une plus grande facilité d’utilisation de la
voie sous cutanée (26) mais les dernières études ne retrouvent aucune différence en terme
d’efficacité et d’observance. Il semblerait au contraire que la forme intra veineuse soit mieux
tolérée sur le plan des effets secondaires (27). Parmi eux, on retrouve principalement la
douleur au point d’injection (30%), les nausées/vomissements (15%) et l’asthénie (10%) (28).
L’utilisation topique au niveau rectal de l’amifostine a montré de réels bénéfices chez le rat
(29) mais les essais cliniques n’ont pas permis trancher radicalement en faveur de ce mode
d’administration (30). De nombreux essais ont été conduits et tendent à prouver que
l’amifostine pourrait agir comme protecteur des effets secondaires des traitements par
radiothérapie ou radiochimiothérapie dans le cadre de cancers ORL. L’adjonction de cette
molécule augmente la production de salive (31) (32), diminue la durée de la mucite (33) (34)
ou son intensité (33) (35) (36) (37). On retrouve également des bénéfices sur le plan des
œsophagites (38), des pneumopathies (39), des colites (35) (40), des cystites (41) (42), des
dermatites et de la toxicité hématologique (36). Ce faisceau d’arguments a conduit
l’« American Society of Clinical Oncology » (ASCO) a recommander l’utilisation de
l’Amifostine en prévention uniquement de la xérostomie dans le cadre d’une radiothérapie
fractionnée pour des cancer ORL (44). L’AMM en France reprend exactement les mêmes
indications (45). Bien que de nombreuses études aient exclues la radioprotection de la
tumeur, des doutes subsistent et le débat reste ouvert quant à la systématisation de la
molécule (46).
(1) Cancer Res. 2009 Jan 15;69(2):383-92.
Advances in radiotherapy and implications for the next century: a historical perspective.
Connell PP, Hellman S.
Department of Radiation and Cellular Oncology, University of Chicago, Chicago, Illinois, USA.
[email protected]
(2) La situation du cancer en France en 2010
Institut national du cancer
(3)Société française de radiothérapie oncologique. Guide des procédures de radiothérapie externe 2007. Cancer
Radiother 2008 ; 12 :143-313
(4) Cancer Radiother. 2010 Jul;14(4-5):246-9. Epub 2010 Jul 7.
[Side effects evaluation of ionizing radiation].
Pointreau Y, Kreps S, Hennequin C.
Service Corad, Pôle Henry-S-Kaplan, CHU Bretonneau, 2 Boulevard Tonnellé, 37044 Tours, France.
(5)Int J Radiat Oncol Biol Phys. 1991 May 15;21(1):109-22.
Tolerance of normal tissue to therapeutic irradiation.
Emami B, Lyman J, Brown A, Coia L, Goitein M, Munzenrider JE, Shank B, Solin LJ, Wesson M.
Mallinckrodt Institute of Radiology, Washington University School of Medicine, St. Louis, MO 63110.
(6) J R Coll Physicians Edinb. 2010 Jun;40(2):136-43; quiz 143-4.
Radiation oncology: overview and recent advances.
Dahele M, Senan S.
Department of Radiation Oncology, VU University Medical Center, De Boelelaan 1117, 1081HV Amsterdam,
The Netherlands. [email protected]
(7) Int J Radiat Oncol Biol Phys. 2010 Mar 1;76(3 Suppl):S155-60.
The lessons of QUANTEC: recommendations for reporting and gathering data on dose-volume dependencies of
treatment outcome.
Jackson A, Marks LB, Bentzen SM, Eisbruch A, Yorke ED, Ten Haken RK, Constine LS, Deasy JO.
Department of Medical Physics, Memorial Sloan Kettering Cancer Center, New York, NY 10021, USA.
[email protected]
(8) Int J Radiat Oncol Biol Phys. 2005 Jan 1;61(1):145-53.
Regional hyperthermia combined with radiotherapy for uterine cervical cancers: a multi-institutional prospective
randomized trial of the international atomic energy agency.
Vasanthan A, Mitsumori M, Park JH, Zhi-Fan Z, Yu-Bin Z, Oliynychenko P, Tatsuzaki H, Tanaka Y, Hiraoka
M.
Department of Radiation Oncology, Cancer Institute, Chennai, India.
(9) Radiat Oncol. 2011 Jan 19;6:7.
Enhancement of radiosensitivity in human glioblastoma cells by the DNA N-mustard alkylating agent BO-1051
through augmented and sustained DNA damage response.
Chu PM, Chiou SH, Su TL, Lee YJ, Chen LH, Chen YW, Yen SH, Chen MT, Chen MH, Shih YH, Tu PH, Ma
HI.
Graduate Institutes of Life Sciences, National Defense Medical Center & Department of Neurological Surgery,
Tri-Service General Hospital, Taipei, Taiwan. [email protected].
(10) Radioprotectors and mitigators of radiation-induced normal tissue injury.
Citrin D, Cotrim AP, Hyodo F, Baum BJ, Krishna MC, Mitchell JB.
Oncologist. 2010;15(4):360-71. Review.
(11) Cancer Radiother. 2009 Jul;13(4):238-58. Epub 2009 Jun 17.
[Prevention of cancer and the dose-effect relationship: the carcinogenic effects of ionizing radiations].
Tubiana M.
(12) Cancer Radiother. 2010 Jul;14(4-5):255-62. Epub 2010 Jul 2.
[Second primitive malignant neoplasm after radiotherapy].
Doyen J, Courdi A, Gérard JP.
(13) Cancer Radiother. 2010 Jul;14(4-5):228-31. Epub 2010 Jul 2.
[Side effects of ionizing radiation on healthy tissues and organs at risk].
Cosset JM.
(14) Radiother Oncol. 2001 Dec;61(3):223-31.
Consequential late effects in normal tissues.
Dörr W, Hendry JH.
(15) Radiother Oncol. 2010 Oct;97(1):149-61. Epub 2010 Sep 29.
Pathogenetic mechanisms in radiation fibrosis.
Yarnold J, Brotons MC.
(16) Int J Radiat Biol. 1994 Nov;66(5):453-7.
Modelling of radiation-induced DNA damage: the early physical and chemical event.
Nikjoo H, O'Neill P, Terrissol M, Goodhead DT.
(17) Nucleic Acids Res. 2005 Jan 12;33(1):260-71. Print 2005.
Processing of a complex multiply damaged DNA site by human cell extracts and purified repair proteins.
Eot-Houllier G, Eon-Marchais S, Gasparutto D, Sage E.
(18) Radiother Oncol. 2002 May;63(2):129-45.
The radiotherapeutic injury--a complex 'wound'.
Denham JW, Hauer-Jensen M.
(19) J Clin Oncol. 2007 Sep 10;25(26):4084-9.
Pharmacologic approaches to radiation protection.
Brizel DM.
(20) Biochim Biophys Acta. 2002 Nov 14;1573(2):109-20.
Differential protection by nitroxides and hydroxylamines to radiation-induced and metal ion-catalyzed oxidative
damage.
Xavier S, Yamada K, Samuni AM, Samuni A, DeGraff W, Krishna MC, Mitchell JB.
(21) Int J Radiat Oncol Biol Phys. 1978 May-Jun;4(5-6):437-40.
Radioprotection of immunologically reactive T lymphocytes by WR-2721.
Harris JW, Meneses JJ.
(22) Int J Radiat Oncol Biol Phys. 1986 Aug;12(8):1501-4.
Human pharmacokinetics of WR-2721.
Shaw LM, Turrisi AT, Glover DJ, Bonner HS, Norfleet AL, Weiler C, Kligerman MM.
(23) Oncologist. 2007 Jun;12(6):738-47.
Amifostine: the first selective-target and broad-spectrum radioprotector.
Kouvaris JR, Kouloulias VE, Vlahos LJ.
(24) Cancer Res. 1988 Jul 1;48(13):3641-7.
Radioprotection of cells in culture by WR-2721 and derivatives: form of the drug responsible for protection.
Smoluk GD, Fahey RC, Calabro-Jones PM, Aguilera JA, Ward JF.
(25) J Clin Pharmacol. 2002 Feb;42(2):166-74.
New dosing regimens for amifostine: a pilot study to compare the relative bioavailability of oral and
subcutaneous administration with intravenous infusion.
Bonner HS, Shaw LM.
(26) Semin Oncol. 2002 Dec;29(6 Suppl 19):57-60.
Preliminary data of the GORTEC 2000-02 phase III trial comparing intravenous and subcutaneous
administration of amifostine for head and neck tumors treated by external radiotherapy.
Bardet E, Martin L, Calais G, Tuchais C, Bourhis J, Rhein B, Feham N, Alphonsi M.
(27) J Clin Oncol. 2011 Jan 10;29(2):127-33. Epub 2010 Nov 29.
Subcutaneous compared with intravenous administration of amifostine in patients with head and neck cancer
receiving radiotherapy: final results of the GORTEC2000-02 phase III randomized trial.
Bardet E, Martin L, Calais G, Alfonsi M, Feham NE, Tuchais C, Boisselier P, Dessard-Diana B, Seng SH,
Garaud P, Aupérin A, Bourhis J.
(28) J Clin Oncol. 2000 Jun;18(11):2226-33.
Subcutaneous administration of amifostine during fractionated radiotherapy: a randomized phase II study.
Koukourakis MI, Kyrias G, Kakolyris S, Kouroussis C, Frangiadaki C, Giatromanolaki A, Retalis G,
Georgoulias V.
(29) Radiat Res. 1995 Jul;143(1):107-10.
Topical application of WR-2721 achieves high concentrations in the rectal wall.
Ben-Josef E, Mesina J, Shaw LM, Bonner HS, Shamsa F, Porter AT.
(30) Int J Radiat Oncol Biol Phys. 2005 Jun 1;62(2):486-93.
Phase II multicenter randomized study of amifostine for prevention of acute radiation rectal toxicity: topical
intrarectal versus subcutaneous application.
Kouloulias VE, Kouvaris JR, Pissakas G, Mallas E, Antypas C, Kokakis JD, Matsopoulos G, Michopoulos S,
Mystakidou K, Vlahos LJ.
(31) Int J Radiat Oncol Biol Phys. 1994 Jul 1;29(4):747-54.
Preliminary results of a pilot study using WR-2721 before fractionated irradiation of the head and neck to reduce
salivary gland dysfunction.
McDonald S, Meyerowitz C, Smudzin T, Rubin P.
(32) J Clin Oncol. 2000 Oct 1;18(19):3339-45.
Phase III randomized trial of amifostine as a radioprotector in head and neck cancer.
Brizel DM, Wasserman TH, Henke M, Strnad V, Rudat V, Monnier A, Eschwege F, Zhang J, Russell L, Oster
W, Sauer R.
(33) Oncol Rep. 1998 Sep-Oct;5(5):1255-7.
Amifostine: a radioprotector in locally advanced head and neck tumors.
Wagner W, Prott FJ, Schonekas KG.
(34) Int J Radiat Oncol Biol Phys. 2000 Mar 15;46(5):1105-8.
A randomized study of very accelerated radiotherapy with and without amifostine in head and neck squamous
cell carcinoma.
Bourhis J, De Crevoisier R, Abdulkarim B, Deutsch E, Lusinchi A, Luboinski B, Wibault P, Eschwege F.
(35) J Clin Oncol. 2000 Jun;18(11):2226-33.
Subcutaneous administration of amifostine during fractionated radiotherapy: a randomized phase II study.
Koukourakis MI, Kyrias G, Kakolyris S, Kouroussis C, Frangiadaki C, Giatromanolaki A, Retalis G,
Georgoulias V.
(36) Selective cytoprotection with amifostine in concurrent radiochemotherapy for head and neck cancer.
Büntzel J, Küttner K, Fröhlich D, Glatzel M.
Ann Oncol. 1998 May;9(5):505-9.
(37) Int J Radiat Oncol Biol Phys. 2002 Mar 1;52(3):739-47.
Prophylactic use of amifostine to prevent radiochemotherapy-induced mucositis and xerostomia in head-andneck cancer.
Antonadou D, Pepelassi M, Synodinou M, Puglisi M, Throuvalas N.
(38) Semin Radiat Oncol. 2002 Jan;12(1 Suppl 1):46-9.
Randomized phase III study of chemoradiation with or without amifostine for patients with favorable
performance status inoperable stage II-III non-small cell lung cancer: preliminary results.
Komaki R, Lee JS, Kaplan B, Allen P, Kelly JF, Liao Z, Stevens CW, Fossella FV, Zinner R,
Papadimitrakopoulou V, Khuri F, Glisson B, Pisters K, Kurie J, Herbst R, Milas L, Ro J, Thames HD, Hong
WK, Cox JD.
(39) Int J Radiat Oncol Biol Phys. 2001 Nov 15;51(4):915-22.
Randomized phase III trial of radiation treatment +/- amifostine in patients with advanced-stage lung cancer.
Antonadou D, Coliarakis N, Synodinou M, Athanassiou H, Kouveli A, Verigos C, Georgakopoulos G,
Panoussaki K, Karageorgis P, Throuvalas N; Clinical Radiation Oncololgy Hellenic Group.
(40) Strahlenther Onkol. 2003 Mar;179(3):167-74.
Amifostine as radioprotective agent for the rectal mucosa during irradiation of pelvic tumors. A phase II
randomized study using various toxicity scales and rectosigmoidoscopy.
Kouvaris J, Kouloulias V, Malas E, Antypas C, Kokakis J, Michopoulos S, Matsopoulos G, Vlahos L.
(41) Cancer. 1992 Jun 1;69(11):2820-5.
Use of radiation with or without WR-2721 in advanced rectal cancer.
Liu T, Liu Y, He S, Zhang Z, Kligerman MM.
(42) Int J Radiat Oncol Biol Phys. 2003 Jul 15;56(4):1154-60.
Protective effect of amifostine during fractionated radiotherapy in patients with pelvic carcinomas: results
of a randomized trial.
Athanassiou H, Antonadou D, Coliarakis N, Kouveli A, Synodinou M, Paraskevaidis M, Sarris G,
Georgakopoulos GR, Panousaki K, Karageorgis P, Throuvalas N; Oncology Hellenic Group.
(43) Eur J Dermatol. 2002 Sep-Oct;12(5):458-62.
The cytoprotective effect of amifostine in acute radiation dermatitis: a retrospective analysis.
Kouvaris J, Kouloulias V, Kokakis J, Matsopoulos G, Myrsini B, Vlahos L.
(44) J Clin Oncol. 2009 Jan 1;27(1):127-45. Epub 2008 Nov 17.
American Society of Clinical Oncology 2008 clinical practice guideline update: use of chemotherapy and
radiation therapy protectants.
Hensley ML, Hagerty KL, Kewalramani T, Green DM, Meropol NJ, Wasserman TH, Cohen GI, Emami B,
Gradishar WJ, Mitchell RB, Thigpen JT, Trotti A 3rd, von Hoff D, Schuchter LM.
(45) AFSAPS
(46) Lancet Oncol. 2003 Jun;4(6):378-81.
Does amifostine have a role in chemoradiation treatment?
Brizel DM, Overgaard J.