FIÈVRE DE LA VALLÉE DU RIFT

208 Manuel terrestre de l’OIE 2005
CHAPITRE 2.1.8.
FIÈVRE DE LA VALLÉE DU RIFT
RÉSUMÉ
La fièvre de la Vallée du Rift (FVR) est une zoonose aiguë ou suraiguë, affectant les ruminants
domestiques d'Afrique. Elle est due à un virus appartenant à la famille des Bunyaviridés du
genre Phlebovirus. Ce virus ne possède qu'un seul sérotype, il est transmis par les moustiques.
La maladie se manifeste lorsque les conditions favorisent la multiplication des moustiques
vecteurs du virus, elle se caractérise par des lésions hépatiques. Cette maladie affecte plus
sévèrement les ovins, les caprins et les bovins, chez lesquels elle entraîne des avortements et
un taux élevé de mortalité des nouveau-nés. Les animaux plus âgés et les femelles non-
gravides sont également sensibles, mais il sont plus résistants à la maladie. Il existe une
variation considérable de sensibilité vis-à-vis de la FVR selon le génotype de l'animal. Les races
ou les souches qui ne sont pas d'origine africaine, ou qui proviennent de régions où la FVR
n’est pas enzootique, ont tendance à être plus sensibles. Les chameaux souffrent d’une
infection inapparente, mais les taux d’avortement peuvent être aussi élevés que chez les
bovins.
L'homme est sensible au virus et peut être infecté soit par contact avec du matériel contaminé,
soit par des piqûres de moustiques. Cette transmission à l'homme est un trait caractéristique
des pays où la population des animaux hôtes est réduite. Dans ces régions, c'est d'abord chez
l'homme que la FVR peut être reconnue. De nombreuses personnes travaillant dans des
laboratoires ont déjà été infectées par ce virus, il est donc impératif de manipuler tout matériel
infecté avec la plus haute précaution (13, 15). Il est recommandé de vacciner le personnel de
laboratoire.
Identification de l'agent pathogène : il n’existe qu’un seul sérotype du virus de la FVR ; c'est
un bunyavirus du genre Phlebovirus, ses caractéristiques morphologiques et physicochimiques
sont celles des bunyavirus. Il se caractérise par un génome à ARN mono-brin, de sens négatif,
divisé en 3 segments : L (large), M (medium) et S (small), chacun d’eux est logé dans une
nucléocapside à l'intérieur du virus. L'ARN du segment S est à double sens : son codage
s'effectue dans les deux directions (9).
Le virus peut être isolé à partir de sang, prélevé de préférence sur un anti-coagulant, pendant la
phase d'hyperthermie, ou à partir de prélèvements de foie, de rate, ou d'encéphale d'un animal
mort, ou des organes d'un foetus avorté. Les isolements primaires de virus s'effectuent
habituellement sur différents types de cultures de cellules : cellules rénales de singe vervet
d'Afrique (VERO), cellules rénales de hamster nouveau-né, cellules de reticulum d’embryon de
poulet (CER: cellules développées par Tsunemasa Motohashi à l'Institut japonais pour les
sciences naturelles, Tokyo, Japon), ou cellules primaires d'origine ovine ou bovine. Une autre
solution consiste à utiliser des hamsters, des souris adultes ou nouveau-nées, des œufs de
poule embryonnés ou des agneaux âgés de 2 jours.
Un diagnostic rapide peut être effectué à l'aide des méthodes et des prélèvements suivants :
surnageant de prélèvements homogénéisés utilisé en tant qu'antigène dans des épreuves de
séroneutralisation virale (SN), coloration par immunofluorescence de décalques de foie, de rate,
de cerveau ou de cultures de cellules infectées, mise en évidence de la présence du virus dans
du sérum prélevé pendant la phase d'hyperthermie par méthode immuno-enzymatique ou par
épreuve d'immunodiffusion.
La présence de lésions histopathologiques hépatiques caractéristiques renforce le diagnostic.

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Manuel terrestre de l’OIE 2005 209
Épreuves sérologiques : les animaux infectés produisent des anticorps spécifiques qui
peuvent être mis en évidence par la méthode de SN 3 jours seulement après l'infection, et dans
un délai de 6 à 7 jours par dosage immunoenzymatique, ou par inhibition de l'hémagglutination.
Certaines épreuves sérologiques sont moins utilisées, il s'agit des épreuves
d'immunofluorescence, de fixation du complément et d'immunodiffusion.
Spécifications applicables aux vaccins et aux produits biologiques à usage
diagnostique : les vaccins à virus vivant et les antigènes utilisés dans les pays où la FVR est
enzootique ou lors d'une épizootie, devront être préparés à partir de virus de la FVR
non-pathogènes pour la souris ou atténués par mutagénèse, multipliés en cultures cellulaires.
L'usage de la souche mutagène atténuée de la FVR ne peut être encore recommandé.
Dans les pays indemnes de FVR, les vaccins et les épreuves de diagnostic ne doivent utiliser
que des virus inactivés. Les souches appropriées de virus peuvent être obtenues auprès du
Laboratoire de référence de l'OIE pour la FVR (se reporter à la liste de la partie 3 de ce Manuel
terrestre).
A. INTRODUCTION
La fièvre de la Vallée du Rift (FVR) est une zoonose aiguë ou suraiguë, transmise par les moustiques, due à
un virus de la famille des Bunyaviridae du genre Phlebovirus. Elle est habituellement présente dans un pays
sous la forme épizootique sur de grands espaces après de fortes pluies ou des inondations. Elle se
caractérise par une hyperthermie, par des taux élevés d'avortement et de mortalité néonatale, elle affecte
principalement les ovins, les caprins, et les bovins. Il existe des variations considérables de la sensibilité à la
FVR selon la race de l'animal. L'infection chez certaines espèces animales d'origine africaine peut rester non-
apparente, alors qu'elle peut se manifester par des signes cliniques sévères, comme la mort ou l'avortement,
chez d'autres espèces, notamment les espèces qui ne sont pas d'origine africaine. Les animaux plus âgés non
gestants et certaines autres espèces, bien qu'ils soient également sensibles, développent rarement des
signes de la maladie. Les chameaux ont été régulièrement impliqués dans les épizooties de FVR en Afrique
de l’Est et en Egypte. Les signes cliniques de la maladie ne sont pas visibles chez les chameaux adultes, mais
l’avortement survient et quelques morts précoces en post-natal ont été observées.
Les signes de la maladie ont tendance à ne pas être pathognomoniques, ce qui rend les cas individuels
difficiles à identifier (5-8, 16, 28). Lors d'une épizootie, la maladie se caractérise néanmoins par de nombreux
avortements, de nombreux morts chez les jeunes animaux, associés à des cas d'infection humaine. La FVR a
une période d'incubation courte de 12 à 36 h par exemple chez l'agneau. Une hyperthermie biphasique
pouvant atteindre 41°C peut apparaître. La température reste élevée peu de temps avant la mort. Les
animaux affectés sont apathiques et peu enclins à bouger et à manger. Les noeuds lymphatiques peuvent être
tuméfiés et on observe des douleurs abdominales. Les agneaux survivent rarement plus de 36 h après
l'apparition des signes de la maladie. Les animaux âgés de plus de 2 semaines peuvent mourir d'une infection
suraiguë ou aiguë, ou développer une infection non-apparente. Certains animaux peuvent régurgiter leur
nourriture, avoir une diarrhée nauséabonde hémorragique ou noirâtre, ainsi que du jetage mucopurulent ou
hémorragique. Un ictère est possible, surtout chez les bovins. Chez les bovins adultes, la maladie peut se
manifester par d'autres signes : larmoiements, hypersalivation, diminution de la sécrétion lactée. Chez les
brebis gravides, selon les foyers et les troupeaux, les taux de mortalité et d'avortement varient de 5 % à
presque 100 %. Le taux de mortalité chez les bovins reste la plupart du temps inférieur à 10 %.
Les lésions hépatiques dues à la FVR varient très peu d'une espèce à l'autre, et surtout en fonction de l'âge
de l'animal infecté (6). La lésion la plus sévère affectant les foetus avortés et les agneaux nouveau-nés se
caractérise par une augmentation du volume du foie qui est friable et mou. Une congestion hépatique en
plaques irrégulières est aussi présente, associée à une modification de la couleur de l'organe qui devient brun-
jaunâtre ou brun-rougeâtre. De nombreux foyers nécrotiques grisâtres sont toujours présents dans le
parenchyme, mais peuvent être difficiles à distinguer. Chez les moutons adultes, les lésions sont moins
sévères et des foyers nécrotiques ponctuels rougeâtres ou grisâtres sont répartis sur l'ensemble du
parenchyme. Une hémorragie et un oedème de la paroi de la vésicule biliaire sont courants. Chez les
agneaux, les lésions hépatiques s'accompagnent presque toujours de nombreux petits foyers hémorragiques
au niveau de la muqueuse de la caillette. Le contenu de l'intestin grêle et de la caillette ont une couleur foncée
brun-chocolat, due à la présence de sang partiellement digéré. Chez tous les animaux, les noeuds
lymphatiques périphériques sont tuméfiés, oedémateux, et présentent des pétéchies.
Microscopiquement, la nécrose hépatique est la lésion la plus évidente de la FVR à la fois chez les animaux et
chez l’homme. Chez les foetus et les nouveaux-nés des bovins et des moutons, des foyers de nécrose sont
constitués d’aggrégats denses de débris cellulaires et nucléaires, d’un peu de fibrine et de quelques cellules

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inflammatoires. Il y a une sévère nécrose lytique de la plupart des hépatocytes et l’architecture normale du
foie est perdue. Dans environ 50 % des foies affectés, on retrouve des corps d’inclusion intra-nucléaires,
éosinophiliques et de formeovale ou de batônnet. Une minéralisation des hépatocytes nécrosés est également
observée. Chez les animaux adultes, la nécrose hépatique est moins diffuse et chez les moutons, l’ictère est
plus commun que chez les agneaux (26).
Chez les êtres humains, les infections par le virus de la FVR sont généralement non-apparentes ou sont
associées à des symptômes grippaux modérés ou sévères, non-mortels (15). Les lésions oculaires, les
encéphalites, ou les hépatites hémorragiques généralement mortelles, se manifesteront seulement chez un
petit nombre d'individus. De nombreuses personnes travaillant dans des laboratoires ont déjà été infectées
gravement par ce virus. Aussi, le personnel doit, soit être vacciné et travailler dans des conditions de
biosécurité de niveau 3, soit travailler dans des conditions de biosécurité de niveau 4, soit porter des masques
de protection respiratoire. La manipulation d'animaux infectés et les autopsies doivent être effectuées avec
des précautions particulières (se reporter au Chapitre I.1.6. « La biosécurité au laboratoire de microbiologie
vétérinaire »).
Aucune différence antigénique significative n'a été décelée entre les isolats de virus de la FVR et les souches
obtenues par passages en laboratoire dans différents pays. En revanche, des différences de pouvoir
pathogène ont été mis en évidence (27).
L'infection d'êtres humains par des moustiques vecteurs est un trait caractéristique dans les pays tels que
l'Egypte, qui comptent une population d'animaux hôtes réduite mais une population importante de moustiques.
La FVR survient habituellement sous forme d’épizooties en Afrique. Celles-ci peuvent impliquer en même
temps plusieurs pays d’une région. Elles suivent les cycles de fortes pluies exceptionnelles, qui surviennent
très rarement dans les zones semi-arides (cycle de 25-35 ans), et plus fréquemment (cycle de 5-15 ans) dans
les prairies de la savane lors de la saison des fortes précipitations. Des taux faibles et indétectables d’activité
du virus de la FVR peuvent survenir lors de périodes inter-épizootiques. Il convient de suspecter la FVR
lorsque des avortements surviennent après des pluies abondantes et inhabituelles, et qu'ils s'accompagnent
de cas mortels marqués par des nécroses et des hémorragies du foie affectant surtout les agneaux, les
chevreaux et les veaux nouveau-nés, mais également de l'apparition de symptômes grippaux chez les
ouvriers agricoles et les personnes ayant manipulé de la viande crue contaminée.
Des mesures préventives destinées à protéger le personnel contre une infection doivent être instaurées
lorsqu'il doit manipuler des prélèvements de viande et de tissu suspects de FVR.
B. TECHNIQUES DE DIAGNOSTIC
1. Identification de l'agent pathogène
Le virus de la FVR peut être isolé à partir du serum ou du sang prélevé sur anti-coagulant au cours de la
phase d'hyperthermie, du foie, de la rate, et de l'encéphale des animaux morts, ou des foetus avortés.
L'isolement primaire est généralement effectué sur des hamsters, des souriceaux nouveau-nés ou adultes, ou
sur des cultures cellulaires de différents types.
a) Culture
L'isolement du virus doit être effectué à partir d'un volume d'environ 5 ml de sang prélevé au cours de la
phase d'hyperthermie ou à partir d'environ 5 g de foie, de rate, ou de l'encéphale prélevés après la mort
de l'animal. Le transport des prélèvements se fera à des températures comprises entre 0 et 4°C. Si le
transport au laboratoire doit prendre plus de 24 h, les échantillons doivent être congelés et envoyés sous
glace carbonique.
Environ 1 g de tissu homogénéisé est placé en suspension au 1/10e dans du milieu de culture cellulaire
ou dans une solution tamponnée, de pH 7,5, contenant de la péniciline sodique (1 000 Unités
Internationales [UI]/ml), du sulfate de streptomycine (1 mg/ml), de la mycostatine (100 UI/ml), ou de la
fongizone (2,5 µg/ml). La suspension est centrifugée à 1 000 g pendant 10 min, et le surnageant est
injecté par voie intracérébrale à des souris âgées de 1 à 5 jours, ou par voie intrapéritonéale à des
hamsters ou à des souris adultes. Les souriceaux nouveau-nés mourront ou seront gravement malades
2 jours après l'infection. Les souris adultes seront affectées 1 à 3 jours plus tard. Bien que les souris et
les hamsters soient les animaux de laboratoire idéaux, il est également possible d'employer des agneaux
ou des œufs de poule embryonnés.

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Différentes monocouches cellulaires, comprenant les cellules rénales de singe vervet d'Afrique (VERO),
les cellules de reticulum d’embryon de poulet (CER : cellules développées par Tsunemasa Motohashi à
l'Institut japonais pour les sciences naturelles, Tokyo, Japon ; recaractérisés comme une lignée
d’hamster) (3) et les cellules primaires de rein ou de testicule de veau et d'agneau, peuvent être
ensemencées avec 1 ml de surnageant décanté du prélèvement. Elles sont ensuite incubées à 37°C
pendant 1 h. Il est recommandé d’inoculer également quelques cultures avec une dilution au 1/100e de
l’inoculum. Ceci permet d’éviter la production de particules défectives, que l’on retrouve avec l’utilisation
d’inoculum à fort titre viral. Il convient également de préparer des tubes de Leighton contenant des
lamelles porte-objet. Les cultures sont lavées avec du PBS à température ambiante, puis recouvertes
avec un milieu contenant 2 % de sérum sans anticorps de la FVR. Les cultures sont examinées
quotidiennement au microscope, pendant 5 à 6 jours. Le virus de la FVR entraîne un effet cytopathogène
(ECP) qui se caractérise par un léger arrondissement des cellules suivi par une destruction totale du
tapis cellulaire dans un délai de 12 à 24 h. Une identification spécifique d'antigènes du virus de la FVR
peut être effectuée dans un délai de 18 à 24 h après infection des préparations sur lamelles porte-objet
grâce à la méthode de coloration par immunofluorescence.
La présence de virus peut également être mise en évidence par une épreuve d'immunofluorescence
effectuée sur des frottis de foie, de rate et d’encéphale. Un diagnostic rapide est quelques fois possible,
par la mise en évidence de l'antigène viral dans des tissus ou dans du sérum d'animaux en hyperthermie
grâce au test de fixation du complément ou d'immunodiffusion en gélose (IDG). Un diagnostic rapide
peut être effectué par détection de l’ARN viral en utilisant une réaction de transcription inverse couplée à
une amplification en chaîne par polymérase (RT-PCR).
b) Immunodiffusion en gélose
L’IDG est utile pour les laboratoires qui ne sont pas équipés pour la culture cellulaire. Approximativement
1 g de tissu, préférentiellement du foie, est homogénéisé et préparé dans une suspension de 10 à 20 %
de tampon borate salin, pH 9,0. Cette suspension est centrifugée à 1 000 g et le surnageant est utlisé
dans l’épreuve. Des micro-IDG sont réaliséés sur des lames standards pour microscopie, couvertes avec
3 ml d’agarose à 1 % en tampon borate salin. Les empreintes de 6 puits périphériques et d’un puits
central sont préparées et remplies avec des réactifs de la manière suivante : un positif, de préférence un
sérum hyper-immun dans le puits central, un antigène utilisé comme témoin positif dans les puits 1 et 4,
les tissus à tester dans les puits 2 et 5 et des tissus négatifs dans les puits 3 et 6. Une ligne de
précipitation continue doit se former entre l’antigène témoin et le sérum positif. Elle s’étend pour inclure
une ligne entre les tissus à testés et le sérum dans les cas positifs.
c) Réaction d’amplification en chaîne par polymérase
Un diagnostic rapide peut être effectué par détection de l’ARN viral (23) en utilisant une RT-PCR. La
PCR a été utlisée, parmi d’autres techniques, pour la détection d’antigène dans 2 épizooties récentes de
FVR en Afrique – l’une au Kenya en 1998 et l’autre plus limitée en Afrique du Sud en 1999. La RT-PCR,
suivie du séquençage de la région codant pour la protéine NS (S) a été utilisée dans le cadre d’une
analyse phylogénétique pour caractériser 2 lignées distinctes de virus de la FVR – l’une égyptienne et
l’autre sub-saharienne. Ceci fait de cette technique un outil puissant en épidémiologie moléculaire (22).
d) Histopathologie
L'examen histopathologique du foie d'animaux infectés révélera une cytopathologie caractéristique.
L’immunomarquage permettra une identification spécifique d’antigène viral de la FVR dans les cellules
infectées. Cette technique est un outil important du diagnostic car le foie ou les autres tissus peuvent
être conservés dans du formol pour une utilisation en diagnostic. Cela facilite la manipulation et le
transport dans des régions éloignées du laboratoire.
2. Épreuves sérologiques
Les épreuves de séroneutralisation virale (SN), c'est à dire le test de microneutralisation, le test de
neutralisation par réduction des plages (NRP) et le test de séroneutralisation sur souris, ont été utilisées pour
déceler la présence d'anticorps vis-à-vis du virus de la FVR dans le sérum de beaucoup d’espèces. Les tests
de séroneutralisation sont hautement spécifiques et fournissent les résultats les plus rapides, mais ils ne
peuvent être mis en œuvre qu'avec un virus vivant. Il est donc déconseillé de les utiliser en dehors des
régions d’enzootie ou dans des laboratoires sans installation de biosécurité appropriée et sans un personnel
vacciné.
D'autres épreuves peuvent être réalisées : la méthode immuno-enzymatique (ELISA), l'inhibition de
l'hémagglutination (IH), l’IDG, l'immunofluorescence, le dosage radio-immunologique et le test de fixation du
complément. Cependant, des réactions croisées entre le virus de la FVR et d'autres phlébovirus peuvent

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apparaître avec ces épreuves. Ils présentent l'avantage toutefois de pouvoir être effectués avec de l'antigène
inactivé, et donc de pouvoir être utilisés dans les pays indemnes de FVR.
L’ELISA est une épreuve fiable et sensible qui peut être employée chez plusieurs espèces pour déceler la
présence d'anticorps anti-FVR (15). Un ELISA de capture des IgM permet le diagnostic d’une infection récente
et peut être effectué à partir d’un échantillon de sérum unique.
L’épreuve d’IH peut être employée en toute confiance dans les régions non-enzootiques. Toutefois, les
sérums provenant d'animaux ayant déjà été infectés par un phlébovirus autre que le virus de la FVR, peuvent
réagir avec l'antigène de la FVR pour des titres allant jusqu’à 40, voire rarement jusqu’à 320 (27). On peut
solliciter l'aide du Laboratoire de référence de l'OIE pour la FVR (se reporter à la liste de la partie 3 de ce
Manuel terrestre) qui effectuera, pour des cas suspects, les épreuves de séroneutralisation spécifiques. Le
titre d'anticorps IH après vaccination peut atteindre 640, voire 1 280. Les titres après infection naturelle seront
eux, beaucoup plus élevés.
a) Séroneutralisation virale
L’épreuve de SN peut être utilisée pour déterminer la présence d’anticorps chez des animaux naturellement
infectés et chez des animaux vaccinés avec le vaccin de la FVR. L’épreuve est hautement spécifique et peut
être utilisée pour tester des sérums de n’importe quelle espèce. Elle est généralement utilisée pour évaluer
l’efficacité d’un vaccin. Des facteurs autres que les anticorps neutralisants peuvent jouer un rôle dans la
résistance à la FVR. La souche Smithburn, souche hautement atténuée du virus de la FVR (25), à
neurotropisme cérébral chez la souris, également identifiée comme virus vivant modifié et adapté à la culture
cellulaire, est utilisée comme antigène. L’antigène est conservé à 4°C sous forme lyophilisée. Le stock est titré
pour déterminer la dilution donnant 100 DICT50 (Dose infectant 50 % de la culture tissulaire) dans 25 µl et
dans les conditions de l’épreuve.
• Protocole
i) Inactiver les sérums à analyser pendant 30 min dans un bain-marie à 56°C ;
ii) Ajouter dans chacun des puits d'une microplaque à 96 puits, 25 µl de milieu de culture cellulaire,
5 % de sérum sans anticorps du virus de FVR et des antibiotiques ;
iii) Ajouter 25 µl de sérum à analyser dans le premier puits de chaque rangée puis réaliser des
dilutions de raison 2. Titrer chaque sérum en double, de 1/10 à 1/80, afin de les trier, ou en
quadruplet, et à des dilutions plus élevées, afin de déterminer le titre final. Inclure des sérums
témoins positifs et négatifs connus ;
iv) Ajouter 25 µl d'antigène viral FVR (dilué en milieu de culture cellulaire et destiné à fournir
100 DICT50 par puits) dans chaque puits contenant du sérum à tester dilué ainsi que dans les puits
des rangées contenant les sérums témoins positif et négatif. Réaliser également des dilutions
d'antigène de raison 2 dans au moins 2 rangées contenant uniquement du milieu de culture
cellulaire ;
v) Incuber pendant 30 min à 37°C ;
vi) Ajouter 50 µl de suspension de cellules VERO, CER ou de toutes autres cellules ad hoc à
3 x 105 cellules/ml, ou à une dilution connue, capable de produire une monocouche uniforme dans
un délai de 12 h ;
vii) Incuber les microplaques dans une atmosphère contenant 3 à 5 % de CO2, pendant 3 à 5 jours ;
viii) Examiner quotidiennement les monocouches à l'aide d'un microscope inversé, à la recherche d'un
ECP. Les rangées contenant le sérum témoin positif ne doivent présenter aucun ECP. En
revanche, l'ECP sera évident dans les rangées contenant le sérum témoin négatif et indiquera la
présence de virus. Les résultats sont calculés par la méthode de Spearman-Kärber.
b) Méthode immuno-enzymatique
Un ELISA indirect qui utilise un antigène inactivé, produit sur culture cellulaire, et un conjugué protéine
G-peroxydase a été développé et largement testé (21). L’antigène viral pour le test ELISA est préparé à
partir de cultures cellulaires Mardin-Darby, et l’antigène utilisé comme témoin négatif provient de
monocouches cellulaires non inoculées. Les culots cellulaires sont extraits avec une méthode au
sucrose-acétone (4) et inactivés avec de la béta-propiolactone (24).