Maladies viarales et bacteriennes chez le rat et leur impact en

Maladies virales et bactériennes chez le rat
de laboratoire et leur interférence avec la
recherche
Dr Chiara Zullian
DVM, Ph.D (Université de Parme, Italie)
Vétérinaire résidente en médecine des animaux de laboratoire
(Université de Montréal)
Maladies infectiouses et répercussions sur la
recherche
 Maladies infectieuses: variable importante pouvant nuire au projet de
recherche
 Ne pas interpréter l’absence de symptômes cliniques comme absence
d’agent infectieux
 Maladie subclinique peut affecter:
–
–
–
–
–
–
Poids corporel
Comportement
Paramètres physiologiques, hémato/biochimiques
Immunomodulation
Fertilité
Effet sur le cancer (effet des oncogènes)
 Risque de zoonose
Virus à ADN
• Adénovirus : maladie absente chez le rat
• Herpes virus: cytomégalovirus du rat. Infection non
existante chez le rat de laboratoire
• Polyoma : prévalence inconnue
• Parvovirus: important
• Pox: importance historique en Europe et ex-URSS
Infection à parvovirus
Rat virus (RV), H-1, RPV, RMV
• 4 sérotypes (RV, H-1, RPV, RMV)
• ADN, non enveloppé
• Résistant à la dessiccation et désinfectants usuels
Attention aux fomites (transmission)
• Excrétion avec urine, fécès et sécrétions oro-nasales
• Attention aux rats sauvages! (source d’infection)
Parvovirus du rat
Selon études sérologiques: RV, H-1, RPV commun chez le
rat de laboratoire
•
H-1 (Toolan’s H-1): maladie expérimentale
Intêret historique (rôle d’oncosuppresion)
•
Rat Minute Virus (RMV)
•
RPV commun parmi les rats de recherche: maladie expérimentale, pas de cas
très peu en littérature
d’infection naturelle, pas de signe clinique
Effect en recherche: tropisme pour le tissu lymphoïde: possible rôle d’oncosuppresion.
“Parvovirus nonstructural proteins induce an epigenetic modification through histone
acetylation in host genes and revert tumor malignancy to benignancy” Iseki et al., 2005
Journal of Virology, Jul; 79 (14) 8886-93.
•
RV (rats sauvages séropositifs)
Connu comme KRV, Kilham Rat Virus
Seul type à provoquer maladie clinique
RV (Rat Virus)
• Infection à long terme (jeunes) et
persistante (6 mois)
• 10 semaines d’excrétion
• Tropisme pour les cellules en
régénération rapide (endothélium
vaisseaux, cervelet, foie)
• Signes cliniques:
Hypoplasie cervelet nouveau-nés
Infertilité, avortements
Adultes (rare)
Hémorragies scrotum
Encéphalopathie hémorragique
Diagnostic
Sérologie : meilleur choix pour le screening
•
MFIA or ELISA
PCR
•
•
•
•
Ganglions mésentériques
Fécès (pour détecter excrétion)
Culture cellulaire et matériel
biologique
Échantillons environnementaux
Infection à RV (Rat Virus)
Encéphalophatie hémorragique
(cerveau-cervelet)
Hémorragie au scrotum et
exsudation péritesticulaire
fibrineuse
Parvovirus du rat
Interférence avec la recherche
• Effet sur le système immunitaire (production de cytokines, nécrose
hepato-cellulaire)
• Effet sur les études de développement fœtal
• H-1 et RPV: effets oncolytiques
• RV: effet négatif sur le développement (système nerveux,
lymphatique, gastro-intestinal, hémopoïétique)
• RV selon des études: peut induire diabète sur le rat DR/BB/Wor
Guberski et al, ”Induction of type I diabetes by Kilham’s rat virus in diabetes- resistant
BB/Wor rats”. Science 1991 Nov. (15); 254 (5034): 1010-3
Parvovirus du rat
Prevention
• Sérologie régulière et test en quarantaine recommandés
• PCR sur matériaux biologiques, lignés cellulaires, greffes tumorales
(avant de les injecter dans l’animal)
• Contrôle entrée des rats sauvages
• Interdiction de garder les rats comme animaux domestiques
Si l’on détecte le parvovirus du rat:
• Désinfection agressive (détergents + désinfectants oxydatifs)
• Chaleur (80 °C, 2 h)
• Dépopulation de la colonie
• Transfert d’embryon si animaux importants
VIRUS À ARN
• Coronavirus (Sialodacryoadénite)
• Paramyxovirus (PVM, Sendai)
• Hantavirus
• Picornavirus
• Rotavirus (IDIR)
• Reovirus
• Retrovirus
Sialodacryoadénite(Coronavirus)
• Pas commune dans les animaleries
– Virus enveloppé
• Pas de mortalité (guérison après 7-10 jours), sauf pour les animaux
immunodéprimés
• Morbidité très élevée: enflement partie cervicale
•
–
–
–
–
Lésions macroscopiques:
Enflement oédemateux glandes salivaires
Enflement ganglions cervicaux
Rhinite et (possible) pneumonie interstitielle
Lésions ophtalmologiques
•
keratoconjunctivite, opacité cornéenne,…
Sialodacryoadénite (Coronavirus)
œdème periglandulaire
nécrose ductal et des cellules
épithéliales
Sialodacryoadénite(Coronavirus)
Diagnostic
• PCR (glandes salivaires): première période d’infection
• Signes cliniques + Histopathologie: première semaine
• Sérologie: 7-10 jours post infection
Diagnostic différentiel
•
•
•
•
•
Sendai
PVM
Pseudomonas aeruginosa
Niveau d’ammoniac
Stress
Sialodacryoadénite(Coronavirus)
Interférence avec la recherche
•
•
•
•
•
•
Anorexie, perte de poids, réduction performance en reproduction
Lésions ophtalmologiques
Occasionnellement, lésions système respiratoire
Réduction de production d’ IL-1 des macrophages alvéolaires
Prédisposition à l’infection à Mycoplasma pulmonis
Possible mortalité sous anesthésie
Prevention
• Contrôle rigoureux mouvement personnel- matériel- animaux
• Sérologie régulière sentinelles et animaux entrants
Si infection est détectée (athymic nude)
 Depopulation
 Redérivation par adoption des nouveaux-nés ou transfert d’embryons
Hantavirus
• Pas associé à maladie clinique
chez le rat de laboratoire
• Animaux sauvages: inflammation pulmonaire et hépatite
• Risque de zoonose!!!
Virus de Sendai
Étiologie: Parainfluenza virus type I (PI-1)
Espèces hôtes:
– Souris
– Rat
– Hamster
– Cochon d’Inde: sérologiquement positif (réactions sérologiques
non spécifiques avec d’autres virus parainfluenza)
Prévalence – rare chez les rongeurs (0.003% souris, 0.024% rats)
Virus de Sendai (Paramyxovirus)
• Pas de symptôme
• Importance chez la souris
• À la nécropsie: quelques foyers rougeâtres (ne pas
confondre avec euthanasie au CO2).
Diagnostic
• Sérologie (antigène pour SV)
• Rappel!: utiliser sentinelles souris pour tester cochon
d’Inde
• PCR (sujets asymptomatiques)
• Lésions
Virus de Sendai (Paramyxovirus)
Diagnostic différentiel
• PVM
• PNEUMOCYSTOSE
• INFECTIONS À CORONAVIRUS
Signification pour la recherche
• Actions synergiques au niveau respiratoire sur les infections à M. pulmonis
• Peut affecter réponse immunitaire
• Peut affecter développement fœtal et mortalité néonatale
• Danger de transmission aux autres espèces susceptibles
(souris, cochon d’Inde, hamsters)
PVM (pneumonia virus of mice)
• Souris, rats, hamster et cochon d’Inde
• Potentiel d’infections enzootiques
• Pneumonie interstitielle
Signification
• Reconnu comme agent pathogène du système respiratoire du rat et
agent co-pathogène (Mycoplasma)
• Possibilité de transmission entre espèces
Infectious diarrhea of infant rat (IDIR)
Rotavirus
• Après administration orale: diarrhée entre 24-36 h
• Signes typiques: croissance retardée, saignement région
périanale
• Infection expérimentale: susceptibilité jusqu’à 12 jours
(pour le développement des symptômes)
• Résistance à la maladie clinique: après les 2 semaines
• Niveau microscopique
• Atténuation villosités intestinales, nécrose entérocytes,
syncitia épithéliales pathognomoniques (important
instrument diagnostique)
Infectious diarrea of
infant rats (IDIR)
Signification:
• Diarrhée chez les jeunes (DD avec infections bactériennes E.Coli)
• Modification de l’absorption intestinale
• Altération concentration enzymes intestinales
• Rotavirus est résistant dans l’environnement: désinfection agressive
(détergents et agents oxydatifs)
• Éradication (transfert d’embryon)
Infectionnes bacteriennes
 Gram –
• Entériques (Campylobacter/Lawsonia; Tyzzer’s; Helicobacter, Salmonella)
• Respiratoires (Bordetella bronchiseptica; CAR bacillus; Mycoplasma; Pasteurella
pneumotropica ).
 Gram +
• Corynebacterium kutscheri
• Infections à Staphylococcus
• Infections à Streptococcus
 Autres
• Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa, Streptobacillus moniliformis,
Pyelonephrites bacteriennes
Maladie de Tyzzer
(Clostridium piliforme)
Prévalence: pas fréquente, mais bactérie répandue
Signes cliniques: jeunes animaux, immunodéprimés, mauvaise gestion sanitaire
Morts aiguës (avec ou sans signes cliniques)
Diarrhée (mucus et/or sang)
Distension abdominale
Anorexie, léthargie, émaciation
Transmission
Horizontale: ingestion de spores (fécès)/ litière contaminée (très resistante: 1 ans
environnement)
Lésions macroscopiques: complexe foie intestin-cœur
Lésions microscopiques: nécrose hépatique multifocale, lésions au
myocardium, nécrose ileum
Maladie de
Tyzzer
“fat rat syndrome”
Lésions hépatiques multifocales
Whartin starry- coloration à l’argent
Maladie de Tyzzer
(Clostridium piliforme)
Diagnostic
•
•
•
•
Nécropsie
Sérologie (IFA-MFI)-attention aux faux positifs
Stress test (injection de cyclophosphamide)
PCR selles ou caecum. Pas utile si immunocompétent
Signification
•
•
•
•
•
Cause possible de mortalité importante: perte d’animaux
Programme d’amélioration de la gestion sanitaire
Possibilité de transmission entre différentes espèces (rongeurs et lapins)
Possibilité d’infection subclinique
1 cas de zoonose (patient atteint de SIDA)
Infections à Helicobacter spp.
H. bilis, trogontum, muridarum, typhlonicus, rodentium
• Importance différente que chez la souris
• Maladie clinique juste chez le rat nu athymique (typhlite proliférative et
ulcérative, colite, proctite)
• H. Trogontum: isolé du grand intestin du rat Wistar et Holtzman
• Selon études diagnostiques: incidence de 20%
• Pas d’études qui démontrent maladie clinique chez les rats
immunocompétents atteints d’Helicobacter.
Infection à Salmonella spp
• S. Enteritidis et Typhimurium
• Signes cliniques non specifiques: dépression, poils hérissés, léthargie, diarrhée,
porphyrie
• Distension ileum et caecum avec liquide et ulcérations focales
• Splenomegalie, hyperplasie gangliones mesenteriques
• Infections subcliniques fréquentes
Diagnostic
Isolation et identification organisme de l’intestin et ganglions (culture)
Signification
• Potentiel de zoonose!
• Attention aux fomites, transmission à partir d’autres espèces (humain, rongeurs
sauvages)
• Infection expérimentale avec S. Typhimurium: modèle pour l’étude de la fièvre
typhoïde chez l’humain
Infections à
Bordetella bronchiseptica
• Pathogène opportuniste pas commun chez le rat
• Cochon d’Inde: pathogène important: pas d’espèces différentes
hébergées ensemble si elles ne sont pas en cages ventilées: possibilité de
transmission!!
• Aérosol
• Bronchopneumonie suppurative avec consolidation pulmonaire (antéroventral)
Signification
quand isolé chez rats avec lésions, possibilité de co-infections (mycoplasmes,
coronavirus)
Cilia-associated respiratory bacillus
(CAR)
Facteur important de contribution dans la pathogenèse des maladies respiratoires,
comme pathogène principal ou secondaire
Bronchiole de rat
atteint de CAR bacillus
Bronchite suppurative chronique
Infiltration (cuffing) de lymphocytes
Mycoplasmosis (M. pulmonis)
•
Principale pathogène associée au: CRD; récemment: MRM (murine
respiratory mycoplasmosis)
•
Pas de paroi cellulaire
•
Tropisme: voies respiratoires, oreille moyenne, système génital
•
Condition environnementale: Ammoniac > 25 ppm
•
Transmission: aérosol
•
Détresse respiratoire (minimale – sévère)
•
Distribution cranioventrale des lésions
•
Matériel purulent: bulle tympanique, cornes utérus, ovaires et oviductes
•
Bronchite/bronchiolite chronique avec cuffing/infiltration peribronchiale
Infection à Mycoplasma pulmonis
Lésions importantes aux fins diagnostiques
(Cobblestone appearance lungs)
Consolidation cranioventrale, abcès multiples
Bronchiectasie
Infection à Mycoplasma pulmonis
lésions
genitales:
periophoritis, endometritis
Infection
à
Mycoplasma
pulmonis
Signification:
• Maladie avec conséquences importantes sur les rats domestiques et
animaleries (encore présente dans quelques colonies)
• Peut affecter animaux utilisés dans études chroniques
• Peut affecter performances respiratoires
• Cause importante d’infertilité
• Immunomodulation
• contaminant potentiel du matériel biologique
Prévention:
• Entrées d’animaux (quarantaine + dépistage)
• Attention aux rongeurs sauvages et du petshop (employés animalerie)
• Dépopulation: T antibiotique préventif sur les donneurs d’animaux
avant le transfert d’embryons (pour éviter la transmission verticale)
Infections à Pasteurella
pneumotropica
•
•
•
•
•
•
•
•
Bactérie commensale Gram négatif très commune
Pathogène opportuniste
Transmission: par contact direct/contamination fécale
Présente dans le nasopharynx, tractus respiratoire, utérus,
intestin
Rhinite, conjonctivite, bronchopneumonie suppurative, abcès
subcutanés, mammite, pyométrite
Potentiellement, bactérie secondaire dans les infections à
Mycoplasma/Sendai
Diagnostic: culture, PCR
DD: Corynebacterium, Pseudomonas (pyogènes)
Infections à Staphyloccocus spp.:
dermatite ulcerative
Staph. aureus peut coloniser: peau, oropharynx, tract intestinal, présent dans
les abcès: pas de symptôme chez les animaux immunocompétents .
Incidence: 1-2% à 20%
Attention aux humains comme source d’infection
Infections à Streptococcus spp.
(diplococcus, pneumococcus)
• Humain : porteur et source d’infection
• S. pneumoniae: cause primaire d’infection associée à mortalité et autres
infections respiratoires secondaires
• Sécrétions nasales séro-sanglantes, rhinite, conjonctivite, sinusite, signes
vestibulaires
• Nécropsie: pleurésie fibrinopurulente, péricardite, otite moyenne
Signification
• infection subclinique peut devenir clinique et mortelle (dans certains cas
prédisposant une infection systémique
•
Potentiel d’anthropozoonose
Infection à Streptococcus pneumoniae
Infections à Pseudomonas
aeruginosa
• Ubiquitaire dans l’environnement
• Contaminant d’eau (acidification ou chlore)
• Présent chez 5-20 % d’animaux sains
• Localisation: oropharynx, tract respiratoire, système digestif
• Oedème pulmonaire, splénomégalie, ecchymoses viscérales
(animaux sévèrement immunodéprimés)
• Interférence: faire attention aux animaux immunodéprimés
Fièvre par morsure de rat
• Streptobacillus monoliformis et Spirillum minus
• Présent dans les voies respiratoires supérieures des rats
asymptomatiques
• Éliminer des colonies des fournisseurs d’animaux de
laboratoire
• Risque de zoonose
Conclusions
 Maladies infectieuses: variable à contrôler
 Dépistage de routine
 Contrôle de l’entrée d’animaux
 Gestion sanitaire des animaleries
 Comprendre les projets de recherche
Références
•
“Pathology of laboratory rodents and rabbits”, Percy DH, Barthold S.W.
Third edition, Blackwell publishing.
•
“Maladie, parasites et agents infectioux des rongeurs”, Delphine Grezel,
École nationale vétérinaire de Lyon.
•
“ Critical care management for laboratory mice and rats” ,F. Claire Hankenson
CRC Press.
•
“Laboratory animal medicine”, Fox J.G., Anderson L.C., Loew F.M”, Quimbi F.W.
Second edition, 2002, Elsevier Inc.
•
“A guide to modern strategies for infection surveillance of rodent population:
beyond sentinels”, Clifford C.B., Henderson K. S., Chungu C., 2014. Charles River
•
“Clinical laboratory animal medicine”, Hrapkiewicz K., Colby L., Denison P.
Wiley Blackwell, forth edition