Maladies virales et bactériennes chez le rat de laboratoire et leur interférence avec la recherche Dr Chiara Zullian DVM, Ph.D (Université de Parme, Italie) Vétérinaire résidente en médecine des animaux de laboratoire (Université de Montréal) Maladies infectiouses et répercussions sur la recherche Maladies infectieuses: variable importante pouvant nuire au projet de recherche Ne pas interpréter l’absence de symptômes cliniques comme absence d’agent infectieux Maladie subclinique peut affecter: – – – – – – Poids corporel Comportement Paramètres physiologiques, hémato/biochimiques Immunomodulation Fertilité Effet sur le cancer (effet des oncogènes) Risque de zoonose Virus à ADN • Adénovirus : maladie absente chez le rat • Herpes virus: cytomégalovirus du rat. Infection non existante chez le rat de laboratoire • Polyoma : prévalence inconnue • Parvovirus: important • Pox: importance historique en Europe et ex-URSS Infection à parvovirus Rat virus (RV), H-1, RPV, RMV • 4 sérotypes (RV, H-1, RPV, RMV) • ADN, non enveloppé • Résistant à la dessiccation et désinfectants usuels Attention aux fomites (transmission) • Excrétion avec urine, fécès et sécrétions oro-nasales • Attention aux rats sauvages! (source d’infection) Parvovirus du rat Selon études sérologiques: RV, H-1, RPV commun chez le rat de laboratoire • H-1 (Toolan’s H-1): maladie expérimentale Intêret historique (rôle d’oncosuppresion) • Rat Minute Virus (RMV) • RPV commun parmi les rats de recherche: maladie expérimentale, pas de cas très peu en littérature d’infection naturelle, pas de signe clinique Effect en recherche: tropisme pour le tissu lymphoïde: possible rôle d’oncosuppresion. “Parvovirus nonstructural proteins induce an epigenetic modification through histone acetylation in host genes and revert tumor malignancy to benignancy” Iseki et al., 2005 Journal of Virology, Jul; 79 (14) 8886-93. • RV (rats sauvages séropositifs) Connu comme KRV, Kilham Rat Virus Seul type à provoquer maladie clinique RV (Rat Virus) • Infection à long terme (jeunes) et persistante (6 mois) • 10 semaines d’excrétion • Tropisme pour les cellules en régénération rapide (endothélium vaisseaux, cervelet, foie) • Signes cliniques: Hypoplasie cervelet nouveau-nés Infertilité, avortements Adultes (rare) Hémorragies scrotum Encéphalopathie hémorragique Diagnostic Sérologie : meilleur choix pour le screening • MFIA or ELISA PCR • • • • Ganglions mésentériques Fécès (pour détecter excrétion) Culture cellulaire et matériel biologique Échantillons environnementaux Infection à RV (Rat Virus) Encéphalophatie hémorragique (cerveau-cervelet) Hémorragie au scrotum et exsudation péritesticulaire fibrineuse Parvovirus du rat Interférence avec la recherche • Effet sur le système immunitaire (production de cytokines, nécrose hepato-cellulaire) • Effet sur les études de développement fœtal • H-1 et RPV: effets oncolytiques • RV: effet négatif sur le développement (système nerveux, lymphatique, gastro-intestinal, hémopoïétique) • RV selon des études: peut induire diabète sur le rat DR/BB/Wor Guberski et al, ”Induction of type I diabetes by Kilham’s rat virus in diabetes- resistant BB/Wor rats”. Science 1991 Nov. (15); 254 (5034): 1010-3 Parvovirus du rat Prevention • Sérologie régulière et test en quarantaine recommandés • PCR sur matériaux biologiques, lignés cellulaires, greffes tumorales (avant de les injecter dans l’animal) • Contrôle entrée des rats sauvages • Interdiction de garder les rats comme animaux domestiques Si l’on détecte le parvovirus du rat: • Désinfection agressive (détergents + désinfectants oxydatifs) • Chaleur (80 °C, 2 h) • Dépopulation de la colonie • Transfert d’embryon si animaux importants VIRUS À ARN • Coronavirus (Sialodacryoadénite) • Paramyxovirus (PVM, Sendai) • Hantavirus • Picornavirus • Rotavirus (IDIR) • Reovirus • Retrovirus Sialodacryoadénite(Coronavirus) • Pas commune dans les animaleries – Virus enveloppé • Pas de mortalité (guérison après 7-10 jours), sauf pour les animaux immunodéprimés • Morbidité très élevée: enflement partie cervicale • – – – – Lésions macroscopiques: Enflement oédemateux glandes salivaires Enflement ganglions cervicaux Rhinite et (possible) pneumonie interstitielle Lésions ophtalmologiques • keratoconjunctivite, opacité cornéenne,… Sialodacryoadénite (Coronavirus) œdème periglandulaire nécrose ductal et des cellules épithéliales Sialodacryoadénite(Coronavirus) Diagnostic • PCR (glandes salivaires): première période d’infection • Signes cliniques + Histopathologie: première semaine • Sérologie: 7-10 jours post infection Diagnostic différentiel • • • • • Sendai PVM Pseudomonas aeruginosa Niveau d’ammoniac Stress Sialodacryoadénite(Coronavirus) Interférence avec la recherche • • • • • • Anorexie, perte de poids, réduction performance en reproduction Lésions ophtalmologiques Occasionnellement, lésions système respiratoire Réduction de production d’ IL-1 des macrophages alvéolaires Prédisposition à l’infection à Mycoplasma pulmonis Possible mortalité sous anesthésie Prevention • Contrôle rigoureux mouvement personnel- matériel- animaux • Sérologie régulière sentinelles et animaux entrants Si infection est détectée (athymic nude) Depopulation Redérivation par adoption des nouveaux-nés ou transfert d’embryons Hantavirus • Pas associé à maladie clinique chez le rat de laboratoire • Animaux sauvages: inflammation pulmonaire et hépatite • Risque de zoonose!!! Virus de Sendai Étiologie: Parainfluenza virus type I (PI-1) Espèces hôtes: – Souris – Rat – Hamster – Cochon d’Inde: sérologiquement positif (réactions sérologiques non spécifiques avec d’autres virus parainfluenza) Prévalence – rare chez les rongeurs (0.003% souris, 0.024% rats) Virus de Sendai (Paramyxovirus) • Pas de symptôme • Importance chez la souris • À la nécropsie: quelques foyers rougeâtres (ne pas confondre avec euthanasie au CO2). Diagnostic • Sérologie (antigène pour SV) • Rappel!: utiliser sentinelles souris pour tester cochon d’Inde • PCR (sujets asymptomatiques) • Lésions Virus de Sendai (Paramyxovirus) Diagnostic différentiel • PVM • PNEUMOCYSTOSE • INFECTIONS À CORONAVIRUS Signification pour la recherche • Actions synergiques au niveau respiratoire sur les infections à M. pulmonis • Peut affecter réponse immunitaire • Peut affecter développement fœtal et mortalité néonatale • Danger de transmission aux autres espèces susceptibles (souris, cochon d’Inde, hamsters) PVM (pneumonia virus of mice) • Souris, rats, hamster et cochon d’Inde • Potentiel d’infections enzootiques • Pneumonie interstitielle Signification • Reconnu comme agent pathogène du système respiratoire du rat et agent co-pathogène (Mycoplasma) • Possibilité de transmission entre espèces Infectious diarrhea of infant rat (IDIR) Rotavirus • Après administration orale: diarrhée entre 24-36 h • Signes typiques: croissance retardée, saignement région périanale • Infection expérimentale: susceptibilité jusqu’à 12 jours (pour le développement des symptômes) • Résistance à la maladie clinique: après les 2 semaines • Niveau microscopique • Atténuation villosités intestinales, nécrose entérocytes, syncitia épithéliales pathognomoniques (important instrument diagnostique) Infectious diarrea of infant rats (IDIR) Signification: • Diarrhée chez les jeunes (DD avec infections bactériennes E.Coli) • Modification de l’absorption intestinale • Altération concentration enzymes intestinales • Rotavirus est résistant dans l’environnement: désinfection agressive (détergents et agents oxydatifs) • Éradication (transfert d’embryon) Infectionnes bacteriennes Gram – • Entériques (Campylobacter/Lawsonia; Tyzzer’s; Helicobacter, Salmonella) • Respiratoires (Bordetella bronchiseptica; CAR bacillus; Mycoplasma; Pasteurella pneumotropica ). Gram + • Corynebacterium kutscheri • Infections à Staphylococcus • Infections à Streptococcus Autres • Klebsiella pneumoniae, Pseudomonas aeruginosa, Streptobacillus moniliformis, Pyelonephrites bacteriennes Maladie de Tyzzer (Clostridium piliforme) Prévalence: pas fréquente, mais bactérie répandue Signes cliniques: jeunes animaux, immunodéprimés, mauvaise gestion sanitaire Morts aiguës (avec ou sans signes cliniques) Diarrhée (mucus et/or sang) Distension abdominale Anorexie, léthargie, émaciation Transmission Horizontale: ingestion de spores (fécès)/ litière contaminée (très resistante: 1 ans environnement) Lésions macroscopiques: complexe foie intestin-cœur Lésions microscopiques: nécrose hépatique multifocale, lésions au myocardium, nécrose ileum Maladie de Tyzzer “fat rat syndrome” Lésions hépatiques multifocales Whartin starry- coloration à l’argent Maladie de Tyzzer (Clostridium piliforme) Diagnostic • • • • Nécropsie Sérologie (IFA-MFI)-attention aux faux positifs Stress test (injection de cyclophosphamide) PCR selles ou caecum. Pas utile si immunocompétent Signification • • • • • Cause possible de mortalité importante: perte d’animaux Programme d’amélioration de la gestion sanitaire Possibilité de transmission entre différentes espèces (rongeurs et lapins) Possibilité d’infection subclinique 1 cas de zoonose (patient atteint de SIDA) Infections à Helicobacter spp. H. bilis, trogontum, muridarum, typhlonicus, rodentium • Importance différente que chez la souris • Maladie clinique juste chez le rat nu athymique (typhlite proliférative et ulcérative, colite, proctite) • H. Trogontum: isolé du grand intestin du rat Wistar et Holtzman • Selon études diagnostiques: incidence de 20% • Pas d’études qui démontrent maladie clinique chez les rats immunocompétents atteints d’Helicobacter. Infection à Salmonella spp • S. Enteritidis et Typhimurium • Signes cliniques non specifiques: dépression, poils hérissés, léthargie, diarrhée, porphyrie • Distension ileum et caecum avec liquide et ulcérations focales • Splenomegalie, hyperplasie gangliones mesenteriques • Infections subcliniques fréquentes Diagnostic Isolation et identification organisme de l’intestin et ganglions (culture) Signification • Potentiel de zoonose! • Attention aux fomites, transmission à partir d’autres espèces (humain, rongeurs sauvages) • Infection expérimentale avec S. Typhimurium: modèle pour l’étude de la fièvre typhoïde chez l’humain Infections à Bordetella bronchiseptica • Pathogène opportuniste pas commun chez le rat • Cochon d’Inde: pathogène important: pas d’espèces différentes hébergées ensemble si elles ne sont pas en cages ventilées: possibilité de transmission!! • Aérosol • Bronchopneumonie suppurative avec consolidation pulmonaire (antéroventral) Signification quand isolé chez rats avec lésions, possibilité de co-infections (mycoplasmes, coronavirus) Cilia-associated respiratory bacillus (CAR) Facteur important de contribution dans la pathogenèse des maladies respiratoires, comme pathogène principal ou secondaire Bronchiole de rat atteint de CAR bacillus Bronchite suppurative chronique Infiltration (cuffing) de lymphocytes Mycoplasmosis (M. pulmonis) • Principale pathogène associée au: CRD; récemment: MRM (murine respiratory mycoplasmosis) • Pas de paroi cellulaire • Tropisme: voies respiratoires, oreille moyenne, système génital • Condition environnementale: Ammoniac > 25 ppm • Transmission: aérosol • Détresse respiratoire (minimale – sévère) • Distribution cranioventrale des lésions • Matériel purulent: bulle tympanique, cornes utérus, ovaires et oviductes • Bronchite/bronchiolite chronique avec cuffing/infiltration peribronchiale Infection à Mycoplasma pulmonis Lésions importantes aux fins diagnostiques (Cobblestone appearance lungs) Consolidation cranioventrale, abcès multiples Bronchiectasie Infection à Mycoplasma pulmonis lésions genitales: periophoritis, endometritis Infection à Mycoplasma pulmonis Signification: • Maladie avec conséquences importantes sur les rats domestiques et animaleries (encore présente dans quelques colonies) • Peut affecter animaux utilisés dans études chroniques • Peut affecter performances respiratoires • Cause importante d’infertilité • Immunomodulation • contaminant potentiel du matériel biologique Prévention: • Entrées d’animaux (quarantaine + dépistage) • Attention aux rongeurs sauvages et du petshop (employés animalerie) • Dépopulation: T antibiotique préventif sur les donneurs d’animaux avant le transfert d’embryons (pour éviter la transmission verticale) Infections à Pasteurella pneumotropica • • • • • • • • Bactérie commensale Gram négatif très commune Pathogène opportuniste Transmission: par contact direct/contamination fécale Présente dans le nasopharynx, tractus respiratoire, utérus, intestin Rhinite, conjonctivite, bronchopneumonie suppurative, abcès subcutanés, mammite, pyométrite Potentiellement, bactérie secondaire dans les infections à Mycoplasma/Sendai Diagnostic: culture, PCR DD: Corynebacterium, Pseudomonas (pyogènes) Infections à Staphyloccocus spp.: dermatite ulcerative Staph. aureus peut coloniser: peau, oropharynx, tract intestinal, présent dans les abcès: pas de symptôme chez les animaux immunocompétents . Incidence: 1-2% à 20% Attention aux humains comme source d’infection Infections à Streptococcus spp. (diplococcus, pneumococcus) • Humain : porteur et source d’infection • S. pneumoniae: cause primaire d’infection associée à mortalité et autres infections respiratoires secondaires • Sécrétions nasales séro-sanglantes, rhinite, conjonctivite, sinusite, signes vestibulaires • Nécropsie: pleurésie fibrinopurulente, péricardite, otite moyenne Signification • infection subclinique peut devenir clinique et mortelle (dans certains cas prédisposant une infection systémique • Potentiel d’anthropozoonose Infection à Streptococcus pneumoniae Infections à Pseudomonas aeruginosa • Ubiquitaire dans l’environnement • Contaminant d’eau (acidification ou chlore) • Présent chez 5-20 % d’animaux sains • Localisation: oropharynx, tract respiratoire, système digestif • Oedème pulmonaire, splénomégalie, ecchymoses viscérales (animaux sévèrement immunodéprimés) • Interférence: faire attention aux animaux immunodéprimés Fièvre par morsure de rat • Streptobacillus monoliformis et Spirillum minus • Présent dans les voies respiratoires supérieures des rats asymptomatiques • Éliminer des colonies des fournisseurs d’animaux de laboratoire • Risque de zoonose Conclusions Maladies infectieuses: variable à contrôler Dépistage de routine Contrôle de l’entrée d’animaux Gestion sanitaire des animaleries Comprendre les projets de recherche Références • “Pathology of laboratory rodents and rabbits”, Percy DH, Barthold S.W. Third edition, Blackwell publishing. • “Maladie, parasites et agents infectioux des rongeurs”, Delphine Grezel, École nationale vétérinaire de Lyon. • “ Critical care management for laboratory mice and rats” ,F. Claire Hankenson CRC Press. • “Laboratory animal medicine”, Fox J.G., Anderson L.C., Loew F.M”, Quimbi F.W. Second edition, 2002, Elsevier Inc. • “A guide to modern strategies for infection surveillance of rodent population: beyond sentinels”, Clifford C.B., Henderson K. S., Chungu C., 2014. Charles River • “Clinical laboratory animal medicine”, Hrapkiewicz K., Colby L., Denison P. Wiley Blackwell, forth edition