peste bovine

CHAPITRE 2.1.15.
PESTE BOVINE
RÉSUMÉ
La peste bovine classique est une maladie virale des bovins, des buffles et des yaks caractérisée
par des taux de morbidité et de mortalité élevés. Les moutons, les chèvres, les porcs et les ongulés
sauvages peuvent être atteints. Du point de vue clinique, cette forme de la maladie se caractérise
par de l’hyperthermie, un développement progressif d’érosions superficielles sur les gencives, la
langue, les joues et le palais qui s’accompagnent de larmoiement et de jetage séreux ou
mucopurulents. Quand le tractus digestif est atteint, une diarrhée ou une dysenterie apparaît à
l’origine d’une déshydratation sévère et l’animal est abattu. La peste bovine qui répond à cette
description n’a pas été observée depuis 2001 (Pibor, sud du Soudan). Ces derniers temps, une
forme atténuée de la maladie avec possibilité de retour aux caractéristiques classiques survenait
fréquemment en Afrique de l’Est associée à des situations d’enzootie : elle n’a toutefois pas été
précisément diagnostiquée depuis 1997 (en Tanzanie) et pourrait avoir disparu ; dans ce cas, le
virus sauvage de la peste bovine pourrait ne plus exister. Grâce aux collections de virus
« historiques », 3 lignées génétiques distinctes ont été définies comme agents responsables de la
peste bovine en Afrique et en Asie. L’Organisation des Nations Unies pour l’alimentation et
l’agriculture (FAO) a lancé un Programme d’éradication global de la peste bovine (GREP pour Global
Rinderpest Eradication Programme) en 1992, visant à l’éradication du virus en 2010. Le succès de ce
programme devrait être évalué sur la confirmation de l’éradication définitive de deux des trois lignées
et qu’il pourrait bien en être de même avec la troisième.
Identification de l’agent pathogène : la confirmation clinique de la peste bovine classique est
basée sur la découverte d’animaux ou de petits groupes d’animaux présentant de la fièvre, sans
appétit, abattus, ayant des érosions superficielles des lèvres supérieure et inférieure et des
gencives, une érosion ou une abrasion des papilles des joues, des écoulements séreux ou
mucopurulents oculaires et/ou nasaux, de la diarrhée, étant couchés en décubitus, ou trouvés
morts. La confirmation du laboratoire est basée sur la mise en évidence du virus, de son ARN ou
d’antigène précipitant dans des échantillons provenant de la rate, des nœuds lymphatiques ou des
secrétions oculaires ou nasales d’animaux ayant une forme aiguë. Il est particulièrement important
d’isoler le virus si une extension géographique ou si une détérioration significative de l’état de la
santé animale apparaissaient. Si l’éradication au niveau mondial réussit, les pays indemnes de
peste bovine pourront alors confirmer la présence de la Peste des petits ruminants (PPR) chez les
moutons et les chèvres sur l’apparence clinique des animaux et sur la mise en évidence
d’antigènes précipitants, tant bien même ces deux manifestations s’expriment à l’identique pour ces
deux virus.
Lors de suspicion de peste bovine, il convient lors des examens post-mortem de faire
particulièrement attention à la caillette, qui peut être très distendue ou montrer des décolorations
grises ; aux plaques de Peyer, qui peuvent présenter une nécrose lymphoïde et au cæcum ; au
colon et au rectum qui développent des stries d’inflammation et dont les crêtes et les replis ont viré
au noir. Le diagnostic différentiel porte sur la PPR chez le mouton et la chèvre, la diarrhée virale
bovine, la maladie des muqueuses ou le coryza gangreneux chez les bovins ; la distinction entre
ces maladies requiert la mise en œuvre de méthodes de laboratoires appropriées.
Épreuves sérologiques : l’OIE a énoncé un ensemble de Principes généraux pour la surveillance
épidémiologique de la peste bovine (Procédure OIE) qui gouvernent l’action des Pays Membres
souhaitant démontrer qu’ils ont rempli les conditions pour être déclarés indemne d’infection. Pour cela
il existe une méthode immuno-enzymatique (ELISA) de compétition qui permet de mettre en évidence
Manuel terrestre de l’OIE 2008
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Chapitre 2.1.15. — Peste bovine
la présence d’anticorps anti-peste bovine chez des animaux qui ont été infectés avec des souches
sauvages ou qui ont été vaccinés avec la souche vaccinale. Un ELISA indirect a aussi été décrit.
Quelque soit le test retenu, il devra être sensible vis-à-vis de la lignée de virus ayant de fortes
probabilités de circuler dans le pays mais aussi très spécifique. La mise en évidence des anticorps
neutralisants peut également avoir le même but. Les Pays Membres peuvent souhaiter recevoir
conseil d’un expert d’un Laboratoire de référence de l’OIE ou du secrétariat du GREP pour le choix de
l’épreuve la plus appropriée.
Spécifications applicables aux vaccins et aux produits biologiques à usage diagnostique : il
existe une souche vaccinale du virus de la peste bovine obtenue par atténuation sur culture
cellulaire. Ces dernières années, son utilisation a été considérablement réduite car l’immunité de
longue durée qu’elle peut interférer avec le suivi vaccinal des campagnes nécessaire pour
l’obtention par un pays du statut de pays indemne. Compte tenu du fait que l’utilisation accidentelle
du vaccin a donné lieu à des résultats sérologiques confus lors de la surveillance de la maladie et
qu’il existe toujours des quantités considérables de vaccin, les Pays Membres devraient répertorier
et consigner tous les stocks restants pour garantir la capacité de mener à bien la sérosurveillance.
A. INTRODUCTION
Ces dernières années, le Programme d’éradication global de la Peste bovine (GREP pour Global Rinderpest
Eradication Programme) de l’Organisation des Nations Unies pour l’alimentation et l’agriculture (FAO) a contribué à
d’énormes avancées en organisant et en documentant le déclin de la peste bovine (13). Historiquement, le virus
était largement réparti en Europe, en Afrique et en Asie. Récemment, cependant, il n’a sévi qu’en Afrique et en Asie.
L’analyse de séquences génomiques a montré que toutes les souches de peste bovine appartiennent à l’une des
trois lignées phylogénétiques individualisées et que, ces dernières années, la répartition géographique des lignées
de virus a pu être dressée. Ainsi, la lignée appelée lignée asiatique (lignée 3) n’ai été signalée qu’en Afghanistan, en
Inde, en Irak, au Koweït, à Oman, au Pakistan, en Russie, en Arabie Saoudite, en Turquie, au Sri Lanka et au
Yémen. Le résultat des campagnes de vaccination concertées et coordonnées et de sérosurveillance a empêché
cette lignée de virus de refaire surface depuis septembre 2000 (Pakistan). Bien que les évaluations ne soient pas
tout à fait complètes, il est presque certain que ce virus a été éradiqué avec succès.
Les lignées 1 et 2 de peste bovine n’ont été signalées qu’en Afrique. La lignée 1 paraît être répartie de l’Egypte
au sud Soudan ainsi que vers l’est jusqu’en Ethiopie et dans l’extrême nord et ouest du Kenya. D’autre part, la
lignée 2 a été signalée en Afrique de l’Est et de l’Ouest et, à un certain moment, elle a envahi toute la ceinture
sub-saharienne de part et d’autre du continent (12). Cependant, de nos jours, après la poursuite des vaccinations
coordonnées et des programmes de surveillance (Pan African Rinderpest Campaign en particulier), les parties
ouest et centrale de l’Afrique n’ont pas déclaré la maladie depuis 1988 (Ghana/Burkina Faso). Jusqu’à une date
récente, les deux lignées étaient signalées en Afrique de l’est mais il est certain maintenant que la lignée 1 a été
éliminée du sud Soudan en 2001, grâce à une intense campagne de vaccinations.
Réapparue en 1994, en 1996 et en 2001 chez la faune sauvage, la lignée 2 a été transmise à l’intérieur de
l’écosystème pastoral somalien (9) où sa présence a constitué une préoccupation considérable (10). En 1994, ce
virus a réapparu dans le sud-est du Kenya avec des effets des plus sévères sur les buffles du Parc National de
Tsavo (7) illustrant ainsi la possibilité qu’il a eue de persister de façon inexplicable pendant au moins 30 ans,
temps pendant lequel il semble s’être transmis à bas niveau de virulence chez les bovins. Bien que ce virus
semble avoir évolué au point d’échapper à la vigilance des vétérinaires dans les endroits reculés, sa présence n’a
pas échappé aux pasteurs nomades dont il a infecté le bétail. Cependant, il semble évident que ce virus n’a pas
été observé dans ces régions depuis 2001 et, bien que le succès ne soit pas confirmé, il est probable que les
vaccinations sporadiques ont cassé la chaîne de transmission de la lignée 2.
L’agent causal de la peste bovine est un virus à ARN négatif appartenant au genre Morbillivirus dans la famille
Paramyxoviridae. Dans la description classique de la peste bovine, il est fait référence à une maladie
extrêmement mortelle pour le bétail, les buffles et les yaks. Le virus atteint également certaines races de porcs et
une très grande variété d’espèces de la faune sauvage dans l’ordre des Artiodactyles, sans toujours présenter
une forme clinique apparente : une récente synthèse bibliographique considère que les moutons et les chèvres
sont sensibles, mais qu’ils ne jouent pas un rôle épidémiologique important dans la peste bovine (14).
Bien que l’éradication de la peste bovine ait été dans sa phase finale, quelques souches du virus ont évolué pour
ne plus provoquer qu’une maladie infectieuse atténuée et non mortelle des bovins ; toutefois, ces souches
conservaient deux caractères de dangerosité. Le premier était la possibilité quasi certaine de modulations de sa
virulence. Le second était sa capacité à infecter le gibier et à générer chez le buffle, la girafe, le petit kudu et le
phacochère, une infection aiguë associée à de forts taux de mortalité.
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Chapitre 2.1.15. — Peste bovine
Dans la forme classique de la peste bovine, la période d’incubation est de 1 à 2 semaines et la maladie clinique
qui suit est caractérisée par une attaque fébrile au cours de laquelle on distingue une phase prodromale et une
phase érosive. La phase prodromale dure environ 3 jours pendant lesquels on observe de la fièvre (entre 40 °C et
41,5 °C), de l’anorexie, de la constipation, de la congestion des muqueuses, du larmoiement et du jetage séreux,
de l’abattement et un dessèchement de la muqueuse du mufle. Cependant ce n’est que lors de la phase érosive
avec le développement des lésions nécrotiques de la bouche qu’un diagnostic clinique de peste bovine peut être
envisagé. Au pic de température, de petites plaques épithéliales nécrosées apparaissent sur la gencive et la lèvre
inférieures, qui s’étendent rapidement à la gencive supérieure, aux côtés de la langue, à la face interne des joues
et aux papilles, ainsi qu’au palais. Du fait de l’accroissement des lésions existantes et de l’apparition de nouveaux
foyers, la nécrose de la cavité buccale s’étend de façon dramatique au cours des 2 à 3 jours suivants. La plus
grande partie des tissus nécrosés tombe pour laisser place à des érosions peu profondes et non-hémorragiques
de la muqueuse.
La diarrhée est un autre trait caractéristique de la peste bovine et se développe en 1 à 2 jours après l’apparition
des lésions buccales. La diarrhée est généralement importante, liquide mais peut contenir ultérieurement du
mucus, du sang et des lambeaux d’épithélium et peut s’accompagner, dans les cas sévères, de ténesme.
Pendant la phase érosive, une nécrose peut s’observer dans le nasopharynx, sur la vulve et le vagin et sur le
fourreau. L’anorexie s’accroît, le mufle se dessèche complètement, l’animal est déprimé, la respiration est fétide
et le larmoiement et le jetage mucopurulents se développent.
Il y a de la mortalité mais le taux est variable et peut augmenter si le virus atteint un grand nombre d’animaux
sensibles. Les taux initiaux de mortalité sont aux alentours de 10 à 20 % et aux stades terminaux de la maladie,
les animaux peuvent tomber en décubitus pendant 24 à 48 h avant de mourir. Certains d’entre eux meurent avec
des lésions sévères de nécrose, une forte fièvre et de la diarrhée, d’autres après une chute rapide de la
température, souvent en dessous de la normale. À l’opposé, au milieu de la phase érosive, la température peut
se calmer puis, 2 à 3 jours plus tard retourner complètement à la normale avec une cicatrisation rapide des
lésions buccales, un arrêt de la diarrhée et une convalescence sans complications.
De façon typique, la carcasse de l’animal mort est déshydratée, émaciée et souillée. Le mufle et les joues portent
les traces du larmoiement et du jetage mucopurulents, les yeux sont enfoncés dans les orbites et la conjonctive
est congestionnée. Dans la cavité buccale, l’épithélium nécrosé est souvent complètement desquamé et forme
une démarcation nette avec les parties saines de la muqueuse adjacente. Les lésions s’étendent fréquemment au
voile du palais et peuvent inclure le pharynx et la partie haute de l’œsophage. Le rumen, le bonnet et le feuillet
sont le plus souvent indemnes, bien que des plaques de nécroses soient trouvées de façon occasionnelle sur les
piliers du rumen. La caillette, et spécialement la région du pylore sont sévèrement atteintes et montrent une
congestion, une pétéchisation et un œdème de la sous-muqueuse. La nécrose épithéliale donne à la muqueuse
une couleur grise. L’intestin grêle n’est généralement pas impliqué excepté par l’altération notable des plaques de
Peyer dont la nécrose lymphoïde et la desquamation laisse l’architecture de base congestionnée et noirâtre.
Dans le gros intestin, les changements concernent la valvule iléo-caecale, les cils caecaux et les crêtes des plis
longitudinaux du coecum, la muqueuse du colon et le rectum. Les plis apparaissent très congestionnés dans le
cas de mort brutale ou avec une décoloration noirâtre dans les cas prolongés ; dans les deux situations, ces
lésions forment les « zébrures » typiques.
La forme clinique associée à la lignée 2 est un bon exemple de forme atténuée de peste bovine telle qu’elle est
rencontrée dans les zones d’enzootie : la période d’incubation est de 1 à 2 semaines et la maladie clinique qui
suit se résume en un pic de température ou à peine plus. La fièvre est fluctuante, transitoire (3 à 4 jours) et est
peu élevée (38 à 40 °C). Les animaux qui développent des formes frustes ne présentent pas la dépression
caractéristique des formes plus aiguës et comme ils ne perdent pas leur appétit, ils continueront de brouter, de
boire et de marcher comme les animaux sains. Ils n’ont généralement pas de diarrhée. En pratiquant un examen
plus poussé, on peut déceler une congestion des muqueuses et sur les gencives inférieures, de petites zones
d’érosion épithéliales surélevées et blanchâtres, parfois pas plus grandes qu’une tête d’épingle, et quelques
papilles érodées. Certains animaux peuvent ne pas développer de telles érosions, dont la manifestation est
brève. D’autres peuvent montrer de discrètes sécrétions séreuses oculaires ou nasales, mais, n’évoluant pas
vers la purulence contrairement à ce qui se passe dans formes plus sévères de la maladie.
Même si l’infection par le virus de lignée 2 peut passer inaperçue chez le bovin, il est hautement pathogène pour
les espèces de la faune sauvage et pour celles généralement considérées comme sensibles (buffle, girafe, éland
et petit koudou) il génère de la fièvre, du jetage, une stomatite nécrosante, une gastroentérite et la mort. En outre,
Kock (7) a observé que les buffles infectés par la lignée 2 présentaient des nœuds lymphatiques périphériques
hypertrophiés, des lésions de kératinisation en plaque de la peau et une kératoconjonctivite. Les petits koudous
étaient atteints à l’identique, mais alors que chez eux la cécité causée par une kératoconjonctivite sévère était
ordinaire, la diarrhée elle, n’était pas usuelle. Les élands montraient aussi une nécrose et une érosion de la
muqueuse buccale accompagnée d’une déshydratation et d’une émaciation. Aussi, dans de telles conditions, un
diagnostic de peste bovine chez une de ces espèces privilégie l’hypothèse d’une transmission concurrente du
virus aux bovins avoisinants, même à un niveau sub-clinique.
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Chapitre 2.1.15. — Peste bovine
B. TECHNIQUES DE DIAGNOSTIC
1.
Identification de l’agent pathogène
Au vu des grands espoirs soulevés par la Campagne globale d’éradication de la peste bovine (GREP), tout
nouveau foyer de peste bovine revêtira, au plan épidémiologique, une signification considérable, non seulement
en tant que menace pour une nouvelle panzootie, mais aussi en tant qu’indicateur des lacunes dans la
séro-surveillance mondiale. En conséquence, tant qu’un pays n’a pas atteint le statut de pays officiellement
indemne d’infection par le virus de la peste bovine (statut reconnu sur la base de la séro-surveillance), tous les
échantillons d’un foyer diagnostiqué comme de la peste bovine sur des bases cliniques ou pathologiques devront
être envoyés en routine pour confirmation par le laboratoire. Une variété d’épreuves de laboratoire adaptées est
disponible, mais dans le contexte décrit ci-dessus, il est d’une importance cruciale d’isoler le virus, d’identifier la
lignée et d’attester de sa virulence par une infection expérimentale de bovins (1). Le sang prélevé sur
anticoagulant est le prélèvement de choix dans la mesure du possible. En moyenne, la virémie précède de peu la
poussée de température et peut s’étendre sur 1 à 2 jours au-delà de la fièvre. Aussi, les animaux faisant de la
température sont probablement virémiques et donnent alors les meilleurs prélèvements sanguins pour l’isolement
viral. Cependant, comme des animaux fébriles peuvent parfois ne plus être virémiques, des échantillons de
plusieurs animaux fébriles doivent être prélevés. Il est important de s’assurer lors de la première soumission, que
le tissu provenant du foyer suspect est en quantité suffisante pour au moins deux tentatives d’isolement. Les
autres procédures décrites doivent seulement être entreprises s’il y a du tissu en trop.
a)
Isolement du virus
Le virus de la peste bovine peut être cultivé à partir de la fraction des leucocytes du sang total qui a été
collecté sur héparine à la concentration finale de 10 unités internationales (UI)/ml ou sur EDTA (acide
éthylène-diamine-tétra-acétique) à 0,5 mg/ml. Les échantillons doivent être parfaitement mélangés et
transférés au laboratoire sur glace, mais non congelés. Le virus peut être isolé à partir des échantillons de
rate, des ganglions mésentériques et préscapulaires des animaux morts ; ces échantillons doivent être
congelés pendant le transport.
Pour isoler le virus du sang, le sang non coagulé est centrifugé à 2 500 g pendant 15 min pour produire la
couche leucocyto-plaquettaire à la lisière du plasma et des érythrocytes. Il est prélevé aussi proprement que
possible, mélangé avec 20 ml de solution physiologique salée et centrifugé à nouveau dans un protocole
incluant des lavages pour éliminer les anticorps neutralisants présents dans le plasma. Le culot cellulaire
obtenu est resuspendu dans un milieu de culture d’entretien et des aliquots de 2 ml sont répartis sur des
cellules de rein de veau, des cellules B95a d’ouistiti ou des cellules de rein de singe (Vero) en culture dans
des tubes rond de Leighton. Le milieu de culture doit être remplacé tous les 2 à 3 jours et la culture
observée au microscope pour l’apparition éventuelle de l’effet cytopathogène (ECP). Celui-ci est caractérisé
par la réfringence, la rétraction et l’arrondissement des cellules et la formation de ponts inter-cytoplasmiques
et/ou de syncytiums. La vitesse avec laquelle l’ECP se développe varie en fonction de la cellule hôte et
certainement aussi selon le virus. Douze jours suffisent en culture cellulaire de première explantation, une
semaine en cellules Vero et 2 à 4 jours en cellules B95a. Des passages en aveugle doivent être entrepris si
l’échantillon est négatif, mais il faudrait de préférence inoculer la suspension cellulaire ou le restant de
l’échantillon original en intraveineuse à un bovin sensible à la peste bovine et essayer de ré-isoler le virus à
partir de son sang. Les virus isolés peuvent être partiellement identifiés par mise en évidence dans les
débris cellulaires infectés de précipitogènes spécifiques des morbillivirus ou totalement identifiés par
immunofluorescence à l’aide d’anticorps monoclonaux (AcMs).
De façon alternative, le même résultat peut être obtenu à partir de 20 % de la suspension (p/v) de nœud
lymphatique ou de la rate. Les tissus doivent macérer dans du milieu d’entretien sans sérum après broyage
et lacération par des techniques classiques et inoculés à des cellules comme précédemment. La libération
du virus à partir de tissu peut être obtenue de différentes manières. La plus facile est peut-être avec un pilon
et un mortier, mais cette technique requiert du sable stérile comme abrasif. Autrement, le tissu peut être
broyé sans abrasif avec des broyeurs en verre, par exemple le broyeur Ten Broeck. Des techniques de
broyage sont aussi possibles en utilisant des mixeurs tels que les appareils Silverson ou Waring. Les
suspensions contenant du virus sont centrifugées à basse vitesse. Le volume de l’inoculum n’est pas
important ; un volume de travail doit être de l’ordre de 1 à 2 ml. Les antibiotiques utilisés communément sont
la pénicilline et la streptomycine en mélange, chacun à une concentration de 100 UI/ml. Une couverture à un
aussi large spectre peut être obtenue avec de la néomycine à 50 μI/ml. La fungizone doit être ajoutée à
2,5 µg/ml.
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Manuel terrestre de l’OIE 2008
Chapitre 2.1.15. — Peste bovine
b)
Détection de l’antigène par immunodiffusion en gélose
L’épreuve d’immunodiffusion en gélose (IDG) doit être exécutée en boîte de Petri ou sur une lame de
microscope (5). Dans les deux cas, la surface doit être couverte avec de l’agarose sur une épaisseur
d’environ 4 mm avec une solution aqueuse à 1 % d’agarose de qualité supérieure. Les puits sont découpés
avec un emporte-pièce hexagonal à 6 puits périphériques autour d’un puits central. Sur lames, les puits
doivent avoir 3 mm de diamètre et être distantes de 2 mm. Pour la boîte de Petri, les puits peuvent atteindre
4 mm de diamètre et être distants de 3 mm. Plus les puits sont rapprochés, plus courte sera la réaction.
En utilisant une pipette de petit volume le sérum hyperimmun de lapin anti-peste bovine doit être placé dans
le puits central. De même, l’antigène témoin positif, préparé à partir de nœuds lymphatiques d’un lapin
infecté par la souche lapinisée Nakamura III de peste bovine, doit être placé tous les deux puits en
périphérie (première, troisième et cinquième). Le témoin antigène négatif est placé dans le puits quatre. Les
antigènes à tester sont les exsudats récupérés à la surface de la rate ou de nœud lymphatique après
section ; si aucun exsudat ne peut être obtenu, une petite partie de l’échantillon peut être broyé avec un peu
de solution physiologique salée. Les larmes oculaires peuvent être directement déposés en pressant les
écouvillons ou à l’aide d’un cône de pipette (le coton doit être découpé de l’écouvillon et placé par le grand
côté du cône de 50 à 250 µl ; la tige de l’écouvillon sert alors à comprimer le coton et à pousser l’exsudat
par la petite extrémité du cône). Les échantillons à tester sont placés dans les puits deux et six. L’épreuve
est réalisée de préférence à 4 °C ou à basse température ambiante. La zone de réaction doit être examinée
à partir de la deuxième heure pour voir apparaître les lignes de précipitation nettes et fines entre les puits et
former une ligne d’identité avec les témoins. L’épreuve doit être arrêtée et recommencée si aucun résultat
n’a été obtenu après 24 h. Le résultat n’est pas satisfaisant tant que les réactions de précipitation n’ont pas
donné de lignes d’identité avec la préparation des témoins positifs.
Bien que la réaction ne soit ni très sensible ni très spécifique, elle est fiable et s’adapte aux conditions de
terrain. Une réaction positive à partir d’un grand ruminant devrait être considérée comme de la peste bovine.
S’il s’agit d’un petit ruminant, un résultat positif devrait être considéré comme dérivant d’un cas de peste
bovine ou de peste des petits ruminants (PPR) ce qui demande alors un supplément de différentiation.
c)
Histopathologie et immunohistochimie
À l’examen post-mortem, pour l’histopathologie et l’immunochimie, les tissus doivent être prélevés et placés
dans du formol tamponné à 10 % ; les tissus à prélever sont : la base de la langue, les ganglions du
rétropharynx et la membrane nictitante. Des formations syncytiales et des cellules à inclusions virales
intranucléaires doivent être recherchées dans les sections colorées à l’hématoxyline et à l’éosine. L’antigène
peste bovine peut être mis en évidence dans des tissus fixés au formol par réaction à l’immunoperoxydase
après extinction de l’activité peroxydase endogène. Si un anti-sérum polyclonal est utilisé, cette épreuve ne
pourra différencier les virus de la peste bovine et de la PPR. Mais le problème sera contourné si on utilise
des anticorps monoclonaux spécifiques de la peste bovine et de la PPR dans des tests réalisés en double
(3).
d)
Identification de la lignée par transcription inverse couplée à une amplification en chaîne par
polymérase
La transcription inverse couplée à l’amplification en chaîne par polymérase (RT-PCR) (6) produit de l’ADN
utilisable pour l’analyse par séquençage. L’ARN viral peut être purifié à partir de la rate (pas idéale à cause
de sa haute teneur en sang), les nœuds lymphatiques et les amygdales (idéal), les lymphocytes du sang
périphérique (LSP), ou des écouvillonnages des yeux ou des lésions buccales (sous réserve). Les tissus
(0,5 à 1,0 g) sont broyés et homogénéisés avec 4,0 ml de solution de lyse, les écouvillons oculaires et
buccaux sont traités avec 1,0 ml et les LSP purifiés (à partir de 5 à 10 ml de sang total) sont traités avec
0,4 ml selon la procédure publiée. La solution D (solution de lyse) : on recommande la procédure suivante
pour minimiser les risques liés à la manipulation du thiocyanate de guanidium qui est toxique. Il doit être
manipulé dans une sorbonne. Les quantités suivantes valent pour un flacon de 250 g de thiocyanate, mais
d’autres volumes peuvent être ajustés à des quantités différentes. Ne pas essayer de peser le thiocyanate
de guanidium, mais le diluer dans le flacon d’origine avec 293 ml d’eau stérile, 17,6 ml de citrate de sodium
à 0,75 M, pH 7,0 et 26,4 ml de sarcosyl à 10 %, puis chauffer à 65 °C dans un bain-marie pour la
dissolution. La solution peut être gardée plusieurs mois dans le noir à température ambiante dans une
armoire chimique de sûreté. La solution finale D est obtenue par l’addition de 0,36 ml de 2-mercaptoéthanol
pour 50 ml de solution stock. Cette solution ne doit pas être conservée plus de 1 mois. Au cours des
dernières années, les colonnes « spin » se sont généralisées pour la purification d’ARN de haute qualité
(RNeasy kit, Qiagen). L’ARN obtenu est précipité avec 2,5 volumes d’éthanol, lavé dans de l’éthanol à 70 %,
dissout dans de l’eau stérile ou du tampon TE (Tris/EDTA, 10 mM, pH 7,5, 1 mM EDTA) et conservé à –
70 °C ou –20 °C jusqu’à utilisation. La synthèse de l’ADNc est obtenue avec des amorces aléatoires
hexanucléotidiques pour permettre l’usage des différents couples d’amorces spécifiques dans l’étape
d’amplification PCR. Des aliquots de l’ADNc obtenus sont amplifiés avec au moins 3 couples d’amorces
pouvant détecter et différentier les 2 morbillivirus. Les couples d’amorce incluent deux couples d’amorces
Manuel terrestre de l’OIE 2008
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Chapitre 2.1.15. — Peste bovine
« universelles » basées sur des régions conservées du gène de la phosphoprotéine et de la nucléoprotéine
et devraient détecter tous les morbillivirus et un couple d’amorces spécifiques du virus de la peste bovine
basées sur des séquences du gène de fusion du virus. Les produits de PCR sont analysés sur un gel
d’agarose à 1,5 % (p/v) en utilisant un marqueur de poids moléculaire approprié pour identifier le produit
ADN spécifique. Un témoin positif comme l’ARN du virus de la rougeole ou de la maladie de Carré et un
contrôle négatif avec de l’eau plutôt que de l’ARN doivent être inclus dans chaque RT-PCR. Les réactions
positives doivent être confirmées soit, par PCR nichée avec des amorces basées sur des séquences du
gène de la F, soit par séquençage du produit de PCR. Pour mettre en évidence des virus à ARN, il est
important d’utiliser plus d’un couple d’amorce dans l’étape de PCR car leur séquence nucléotidique peut
varier de façon notable et le changement d’une base à l’extrémité 3’ de la séquence de l’amorce peut
résulter en un défaut d’amplification de l’ADN. Le Laboratoire de Référence Mondial au Royaume-Uni, qui
est aussi un Laboratoire de référence de l’OIE pour la peste bovine et le Laboratoire de référence de l’OIE
en France (se reporter à la liste de la partie 3 de ce Manuel terrestre), peuvent donner conseil sur l’usage de
techniques applicables aux prélèvements de terrain.
Plus récemment, une RT-PCR simple Taqman en temps réel a été décrite pour le diagnostic de la peste
bovine. Cette RT-PCR en temps réel a été validée et s’est révélée très sensible avec des surnageants de
cultures cellulaires infectées et avec des échantillons cliniques obtenus à partir de bovins
expérimentalement infectés. L’épreuve s’est aussi révélée capable de détecter des isolats de toutes les
lignées phylogénétiques connues et de distinguer nettement le virus de la peste bovine du virus de la PPR
(et des virus des maladies qui lui ressemblent telles que fièvre aphteuse, diarrhée virale bovine,
herpèsvirose, stomatite vésiculeuse). La sensibilité analytique du système amorce-sonde L10 a atteint 1 à
100 DICT50 (Dose de virus infectant 50 % de la culture tissulaire)/ml, selon la souche de virus de la peste
bovine. Une étude comparative sur des échantillons provenant d’animaux expérimentalement infectés a
montré que les lymphocytes et les écouvillons conjonctivaux sont les échantillons de choix pour la
surveillance épidémiologique de la maladie, car ils permettent la détection de la maladie 2 à 4 jours avant
l’apparition des symptômes. Dans le cas d’un foyer de peste bovine, cette RT-PCR en temps réel avec un
seul tube et transportable est capable d’un diagnostic pré-clinique, ce qui facilite la prévention d’une
transmission ultérieure de la maladie.
e)
ELISA d’immunocapture différentiel
L’observation clinique ni même les épreuves d’IDG ne peuvent différentier la peste bovine de la PPR, en
conséquence, si l’une des deux maladies est suspectée chez le mouton ou la chèvre dans des pays où les
deux maladies se rencontrent, d’autres épreuves comme la RT-PCR en temps réel doivent être mis en jeu.
Une différentiation rapide peut être obtenue avec la méthode immuno-enzymatique (ELISA)
d’immunocapture différentielle (8). Ce test emploie des AcMs dirigés contre la protéine N des deux virus. Un
des AcMs ayant une réactivité contre les deux virus, est utilisé comme anticorps de capture, alors qu’un
second anticorps biotinylé, spécifique d’un site antigénique de la protéine N non partagé et dirigé soit contre
la peste bovine, soit contre la PPR, est utilisé pour déterminer quelle protéine N à été capturée.
Des plaques à haut pouvoir de fixation sont sensibilisées avec 100 µl/puits d’anticorps dilué à la dilution de
travail recommandé par le fournisseur avec 0,01 M de solution physiologique tamponnée au phosphate
(PBS, Phosphate Buffered Saline), pH 7,4. Après 3 lavages, les puits sont remplis avec 50 µl d’échantillon à
éprouver, 25 µl d’anticorps biotinylé spécifique et 25 µl de streptavidine peroxydase à la dilution
recommandée par le fournisseur du tampon de blocage (PBS 0,01 M, Tween 20 ; 0,1 % [v/v] et sérum
d’agneau 0,5 %). Les plaques sont alors placées sur un agitateur orbital pendant 1 h à 37 °C, après quoi
elles sont de nouveau lavées : après addition de 100 µl de mélange substrat/chromogène (1 part de H2O2 à
3 % pour 250 parts d’ortho-phénylènediamine (OPD), les plaques sont laissées à température ambiante
pendant 10 mn. La réaction est arrêtée par addition de 100 µl/puits d’acide sulfurique 1 N, les valeurs
d’absorption mesurées à 492 nm avec un lecteur ELISA automatisé, et exprimées en pourcentage de
positivité (PP) par rapport aux contrôles positifs peste bovine et PPR inclus dans le test.
f)
Test chromatographique sur bandelette
Bien qu’il ne donne pas un diagnostic définitif, ce test chromatographique sur bandelette (d’exécution rapide
réalisable au chevet de l’animal ; référence 4) s’est révélé utile pour aider les agents de terrain lors de foyers
suspects.
2.
Épreuves sérologiques
a)
Méthode immuno-enzymatique
internationaux)
de
compétition
(épreuve
prescrite
pour
les
échanges
Un test ELISA de compétition est disponible et permet la détection des anticorps anti-peste bovine dans le
sérum des animaux de n’importe quelle espèce qui pourraient avoir été exposés au virus (ou au vaccin).
370
Manuel terrestre de l’OIE 2008
Chapitre 2.1.15. — Peste bovine
L’épreuve est basée sur la capacité des sérums positifs à entrer en compétition avec un AcM anti-H de
peste bovine pour la reconnaissance de l’antigène. La présence de tels anticorps dans l’échantillon va
bloquer la fixation de l’AcM, produisant une réduction de la réaction colorée attendue lors de l’addition du
conjugué enzymatique anti-souris et la solution de substrat/chromogène. Comme cette épreuve est réalisée
en phase solide, des étapes de lavage sont nécessaires pour éliminer les réactifs non fixés.
L’antigène peste bovine est préparé à partir de cellules de rein de bovin Madin-Darby infectées par la
souche atténuée de peste bovine Kabete “O”. L’extraction de l’antigène viral est réalisée par des cycles
répétés de sonication et de centrifugation. L’AcM a été obtenu par fusion de splénocytes de souris
hyperimmunisées et de cellules de la lignée myèlomateuse NSO, puis caractérisé comme étant spécifique
de la protéine H de la peste bovine (2) ; cet AcM est maintenant dénommé C1. L’AcM C1 et l’antigène
normalisés sont directement disponibles au Laboratoire de référence de l’OIE pour la Peste bovine au RU
(se reporter à la liste de la partie 3 de ce Manuel terrestre). Des kits de diagnostic sont disponibles dans le
commerce.
•
Protocole
i)
Reconstituer l’antigène de peste bovine lyophilisé avec 1 ml d’eau stérile et le diluer à la dilution de
travail recommandé par le fournisseur avec 0,01 M de PBS, pH 7,4 ;
ii)
Répartir immédiatement l’antigène dilué à raison de 50 µl dans un nombre suffisant de puits d’une
plaque à fond plat à haut pouvoir de fixation de protéines et en utilisant deux puits pour chaque sérum
test. Taper la plaque sur la tranche pour bien répartir l’antigène sur le fond des puits et après avoir
recouvert la plaque, la mettre à incuber sur un agitateur orbital pendant 1 h à 37 °C. Laver les puits
3 fois avec du PBS à 0,002 M, pH 7,4 ;
iii)
Ajouter 40 µl de tampon de blocage (PBS 0,01 M, Tween 20 ; 0,1 % [v/v] et sérum normal de bovin
0,3 %) à chaque puits suivi de 10 µl pour chacun des sérums tests ;
iv)
Suivre les recommandations du fournisseur pour préparer la dilution de travail de l’AcM dans le tampon
de blocage et ajouter 50 µl de celui-ci dans chacune des puits. Recouvrir la plaque et incuber de
nouveau sur l’agitateur orbital pendant 1 h à 37 °C ;
v)
Suivre les recommandations du fournisseur pour préparer une dilution de travail du conjugué
immunoglobuline de lapin anti-souris/peroxydase de radis noir dans du tampon de blocage et distribuer
50 µl dans chaque puits. Couvrir les plaques et incuber à nouveau sur un agitateur rotatif pendant 1 h
à 37 °C ;
vi)
À la suite de cette étape les plaques sont lavées comme précédemment et immédiatement 50 µl de
mélange substrat/chromogène (1 part de H2O2 à 3 % pour 250 parts d’OPD) sont ajoutés et incubés à
température ambiante pendant 10 min sans agitation, puis 50 µl de la solution d’arrêt (acide sulfurique
à 1 M) ;
vii)
Dans la disposition de plaque de l’épreuve inclure des sérums peste bovine positifs et négatifs et
prévoir des puits contrôles pour l’AcM et le conjugué ;
viii) Mesurer les valeurs d’absorbance avec un lecteur ELISA réglé sur 492 nm et exprimer les résultats
des sérums tests en pourcentage d’inhibition par rapport à la valeur de l’AcM contrôle. Les valeurs
d’inhibition supérieures ou égales à 50 % sont considérées comme positives et celles en deçà, comme
négatives.
Abaisser le seuil positif/négatif à 40 % (ou moins) améliore la sensibilité du test, mais affecte inévitablement
la spécificité en augmentant le nombre de résultats faux positifs. Pratiquement le seuil de 50 % est
recommandé par le GREP : dans ce cas, la sensibilité est de 70 % et la spécificité dépasse 99 %. Il convient
de prendre en compte la sensibilité quand sont décidés les programmes d’échantillonnage pour la sérosurveillance.
Une méthode ELISA indirecte a été développée et pourrait être utile pour les programmes de surveillance
de la peste bovine, spécialement dans les régions où la lignée 2 peut être présente (17). Cependant, les
caractéristiques de performance de cette épreuve indiquent un défaut de sensibilité. Sa mise en œuvre
requiert donc des épreuves de confirmations.
b)
Test de séroneutralisation
Le test de séroneutralisation (SN), considéré comme « l’étalon-or » doit être réalisé en tubes roulants
ensemencés avec des cellules de rein de veau d’après la méthode de Plowright et Ferris (11) ; le test a été
validé sur des bovins expérimentalement infectés. Dans cette procédure, des sérums non inactivés sont
dilués de 10 en 10. Le sérum initial non dilué et ses différentes dilutions sont mélangés avec un volume égal
de virus contenant approximativement 103,0 DICT50/par ml de la souche vaccinale Kabete ‘O’. Les mélanges
sont gardés à 4 °C toute la nuit, puis des volumes de 0,2 ml sont inoculés dans chacun des 5 tubes de
Manuel terrestre de l’OIE 2008
371
Chapitre 2.1.15. — Peste bovine
Leighton qui reçoivent immédiatement 1 ml d’une suspension de cellules indicatrices en milieu de culture à
5
la concentration de 2 × 10 cellules/ml. Les tubes sont incubés à 37 °C, inclinés pendant les 3 premiers
jours, puis remis à niveau avec du milieu de culture et placés sur le portoir de tubes. Ils sont examinés
régulièrement en vue d’observer l’ECP et les tubes positifs sont répertoriés et enlevés ; l’examen final est
aux alentours de 10 jours.
Pour calculer les titres finaux, la dose virale est considérée comme satisfaisante si la dilution finale se situe
entre 101,8 à 102,8 DICT50/tube. Ce test est recommandé pour confirmer ou infirmer les sérums ELISA positifs
trouvés lors des programmes nationaux de surveillance entrepris en vue de démontrer qu’un pays est
indemne d’infection. Il peut aussi servir à trouver les animaux éligibles d’un essai vaccinal. Dans ce cas, la
présence d’anticorps à la dilution finale de 1/2 indique une infection antérieure avec la peste bovine. La SN
est l’épreuve de choix pour l’examen des sérums de la faune sauvage.
Une microméthode sur plaque peut être utilisée comme épreuve de dépistage. Dans cette procédure, la
dilution initiale du sérum est de 1/5 et est ensuite dilué de 2 en 2. Puis des volumes de 50 µl de sérum sont
incubés avec 50 µl de virus dilué entre 101,8 et 102,8 DICT50 (15). Après une période d’incubation de 45 min
5
ou une nuit, des cellules de rein de veau, de rein d’agneau ou des Vero ajustées entre 1 et 2 × 10 sont
ajoutées comme cellules indicatrices. Le test prend fin après 6 ou 7 jours. Il peut peuvent se révéler donner
une neutralisation non spécifique à haute concentration de sérum. Il semble que les sérums normaux aient
des facteurs (indépendamment d’une exposition à la peste bovine) qui empêcheraient le virus de pénétrer et
de se répliquer dans les cellules indicatrices. Dans les tubes, ces facteurs sont certainement éliminés avec
les changements de milieu ; avec la méthode en microplaques, ils persistent. A une dilution finale du sérum
de 1/10, l’effet disparaît.
C. SPÉCIFICATIONS APPLICABLES AUX VACCINS
ET AUX PRODUITS BIOLOGIQUES À USAGE DIAGNOSTIQUE
Beaucoup de pays ont utilisé le vaccin peste bovine pour descendre l’incidence de cette maladie proche du zéro
puis ont suivi la procédure OIE pour obtenir le statut de pays indemne reconnu internationalement. Pour obtenir
ce statut, les campagnes annuelles de vaccination ont été remplacées en grande partie par la surveillance
clinique et sérologique active et passive. La vaccination intensive focale avec un vaccin homologue
(immunostérilisation) a été retenue pour régler la gestion des campagnes d’urgence (16).
Le vaccin vivant atténué de la peste bovine produit sur culture tissulaire (VPCT) décrit dans les éditions
précédentes de ce Manuel terrestre a été développé par Plowright par passages successifs de la souche
virulente Kabete ‘O’ de peste bovine (RBOK) en culture cellulaire de première explantation de rein de veau. En
raison du succès du GREP, peu de producteurs continuent à fabriquer ce vaccin, bien que certains puissent
garder des stocks considérables. Cependant, la description publiée dans la précédente édition de ce Manuel
terrestre est reprise ci-dessous afin qu’elle reste disponible si les conditions venaient à changer.
1.
Gestion des semences virales
a)
Caractéristiques de la semence virale
Les lots de semence utilisés pour la production de VPCT doivent donner un vaccin sûr, conférer une
immunité chez le bovin d’une durée de 5 ans, retenir ses caractéristiques d’atténuation durant au moins
5 passages chez le bovin et sa capacité de passage par contact. Des souches dérivant de la souche RBOK
utilisée pour la production du VPCT doit être identifiable par des enregistrements historiques incluant des
informations sur l’origine de la souche et les manipulations consécutives.
b)
Méthode de culture
La souche vaccinale doit être maintenue dans un système lot de semence entre des passages compris
entre 90 et 120. Le virus du lot de semence doit être préservé lyophilisé à une température de –20 °C ou
moins. Le virus doit être cultivé sur cellules Vero ou sur des cellules de première explantation ou sur des
cellules cultivées en série de rein dérivées de fœtus normal de bovin ou d’un très jeune veau. Les cellules
cultivées en série ne doivent pas dépasser 10 passages retranchés des passages de culture de première
explantation.
c)
Validation de la semence candidate comme semence vaccinale
On doit pouvoir démontrer que les lots de semence sont :
i)
372
Pures : indemnes de contaminations virales, bactériennes, fongiques ni par des mycoplasmes.
Manuel terrestre de l’OIE 2008
Chapitre 2.1.15. — Peste bovine
2.
ii)
Sûrs : n’induisent pas de réactions cliniques anormales après inoculation chez des bovins sensible à la
peste bovine.
iii)
Efficaces : induisent une immunité contre la peste bovine chez les bovins sensibles à la peste bovine.
Méthode de fabrication
Les lots individuels de vaccin sont préparés par infection de cultures cellulaires et après une période d’incubation
suffisante, par récolte du surnageant dans lequel une grande quantité de virus vivant a été libéré. Pour faciliter le
stockage pour de longues durées et la distribution en chaîne du froid, ce liquide est lyophilisé en présence de
cryoprotecteur consistant en 5 % d’hydrolysat de lactalbumine et de 10 % de sucrose. Le virus peut être produit
en cellules de première explantation de rein à partir d’embryons de bovin ou à partir de veaux, et sur ces mêmes
cellules jusqu’au dixième passage par une méthode homogène. De plus, le vaccin peut être produit sur des
cellules de lignées agréées, dans la mesure où elles ne sont pas infectées par le virus de la diarrhée virale bovine
et sont maintenus par un système lots de semence. Les cellules Vero ont été utilisées dans cet objectif. Pour
constituer un lot, les cellules infectées doivent avoir été inoculées avec la même souche virale et incubées et
récoltées en même temps. Deux récoltes sont permises pour le même lot de cultures et peuvent être
rassemblées pour former une suspension poolée. Des enregistrements écrits doivent accompagner toutes les
étapes de la production de vaccin.
3.
Contrôles en cours de fabrication
Cellules : Les cellules de première explantation, les cellules de première explantation cultivées par passage ou
les cellules de lignées continues doivent avoir été obtenues d’animaux ou d’embryons d’aspect normal et doivent
garder une morphologie normale pendant la culture. On doit montrer qu’elles sont indemnes de contaminations
par des virus adventices, particulièrement le virus BVD. Quelles que soient les cellules en jeu pour produire le
vaccin, des cultures non infectées doivent être maintenues avec le même milieu de culture et conditions
d’incubation utilisées pour les cellules infectées par le vaccin. Elles doivent être souvent observées au
microscope. Après avoir récolté le vaccin, les cultures de contrôle doivent être lavées pour enlever le sérum de
bovin et ré-incubées pendant 10 jours dans du milieu contenant du substitut de sérum de bovin. Elles sont de
nouveau observées au microscope pour les changements cytopathogènes éventuels. Simultanément un
échantillon de la culture est contrôlé pour la présence éventuelle de virus BVD non cytopathogène par une
épreuve d’immunofluorescence ou d’immunoperoxydase ou par RT-PCR. Le sérum utilisé dans les cultures
cellulaires doit provenir d’animaux sensibles à la peste bovine.
Virus : Une titration du virus doit être entreprise sur le lot de semence en utilisant une dilution du virus au 1/10 soit
sur microplaque soit dans un système de tubes roulants et en effectuant 10 mesures par dilution. Une titration
similaire doit être entreprise sur le volume final. Le virus doit être obtenu de cultures maintenues dans des
bouteilles en rouleau et peut ne pas être récolté plus de 10 jours après infection des cultures. La récolte doit être
clarifiée par centrifugation lente avant d’être mélangée avec un cryoprotecteur. Avant d’être lyophilisé, le mélange
ainsi obtenu peut être maintenu à 4 °C, si la durée ne dépasse pas 5 jours, mais doit être congelé entre –20 et
-60 °C, si l’on souhaite le conserver en l’état beaucoup plus longtemps. Une contamination adventice pouvant
survenir du fait des manipulations du fabricant ou du fait de l’utilisation de milieux contaminés, le sérum de lapin
hyperimmun doit être utilisé pour neutraliser la suspension poolée de peste bovine, après quoi le mélange doit
être utilisé pour infecter les cellules de rein de veau ou Vero comme mentionné ci-dessus. La suspension finale
devra être contrôlée pour vérifier l’absence de bactéries, champignons et mycoplasmes.
4.
Contrôle des lots
a)
Identité
Le contenu du conteneur de chaque lot mis en route doit être mis en contact avec l’anticorps de lapin
anti-peste bovine en utilisant une méthode à virus variable/sérum constant et inoculé à des cellules de rein
de bovin. L’identité du produit est établie si aucun ECP spécifique de la peste bovine ne se développe.
b)
Stérilité
Le contrôle de la stérilité ou de l’absence de contamination des matériels biologiques peut être trouvé au
Chapitre 1.1.9., « Contrôle de la stérilité ou de l’absence de contamination des matériels biologiques ».
c)
Innocuité et efficacité
En utilisant des bovins sensibles, le contenu de 5 flacons sélectionnés par tirage aléatoire est poolé. Un
e
bovin est inoculé avec l’équivalent de 100 doses et un autre avec 1/10 de dose. Les animaux sont
maintenus en contact étroit avec un bovin n’ayant rien reçu pendant les 3 semaines suivantes. Pendant
cette période, les animaux sont soumis à des inspections cliniques. À la fin de la période, leur sérum est
Manuel terrestre de l’OIE 2008
373
Chapitre 2.1.15. — Peste bovine
éprouvé pour la présence d’anticorps neutralisant anti-peste bovine et les animaux sont éprouvés avec une
souche de peste bovine capable d’induire de la fièvre. Le vaccin est considéré comme sûr et efficace s’il ne
produit aucune réaction clinique anormale, si les deux animaux ayant reçu le vaccin sont protégés et s’il n’y
a pas d’évidence que la souche vaccinale se soit transmise à l’animal contact. Ce test n’évalue pas le
pouvoir du vaccin. Chaque vaccin doit être testé pour son innocuité chez des petits animaux.
d)
Activité
La relation étroite entre le pouvoir immunisant et l’infectivité permet à cette dernière caractéristique d’être
utilisée comme référence pour estimer le premier. Trois titrages de l’infectivité sont entrepris en utilisant des
cellules de lignées cellulaires normalisées ou des cellules de rein de 3 veaux ou fœtus différents. Pour le
premier titrage, le pool des flacons utilisé pour le test d’activité peut être employé. La seconde et la troisième
estimation sont réalisées avec des pools provenant de containers définitifs. La sensibilité des cellules
utilisées dans chaque session de travail doit être mesurée en utilisant une préparation de laboratoire
normalisée de virus de peste bovine. Le titre final est la moyenne géométrique des 3 estimations, chacune
étant effectuée avec des dilutions de 10 en 10 et 10 observations par dilutions.
e)
Durée de l’immunité
Il est nécessaire d’établir en routine la durée de l’immunité du VPCT. On a l’indication qu’une immunité à vie
peut être envisagée après une vaccination réussie chez des bovins indemnes de tout reliquat d’immunité
maternelle.
f)
Stabilité
Le VPCT est très stable quand il est correctement lyophilisé et peut résister sur de longues périodes à +4 °C
ou –20 °C à la condition que le produits soit gardé sous vide. Une preuve récente indique que la vitesse de
dégradation du VPCT lyophilisé peut être modifiée par le choix du stabilisant et par la modulation des cycles
de lyophilisation. Les résultats les plus avantageux sont obtenus grâce aux stabilisants comme le mélange
d’hydrolysat de lactalbumine à 5 % et de sucrose à 10 %, un cycle de lyophilisation sur 72 à 74 h en
dépression réduite (100 milliTorr), une lyophilisation initiale de 16 h à –30 °C et une température finale du
plateau à 35 °C. Avec des titres en sortie de production élevés, de tels vaccins peuvent être utilisés sur le
terrain pendant 30 jours sans nécessiter de réfrigération. Après reconstitution, soit en tampon physiologique,
soit en sulfate de magnésium 1 M, le virus devient bien plus thermolabile. Sur le terrain, le temps minimum
pour administrer le vaccin reconstitué ne doit pas dépasser sa demi-vie, mais comme ce paramètre dépend
de la température et varie de 8 à 24 h pour une amplitude de 4 °C à 37 °C, une limite de bon sens doit être
établie ; elle peut être déterminée par les Autorités Nationales de Contrôle, mais une période universelle de
4 h peut être recommandée.
g)
Agents de conservation
Le VPCT contient de l’hydrolysat de lactalbumine et du sucrose qui sont ajoutés comme cryoprotecteurs;
autrement, il ne contient pas de conservateur spécifique.
h)
Précautions d’emploi et mise en garde
Il n’y a pas de risques associés à la production ou l’utilisation sur le terrain du VPCT.
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*
* *
NB : Il existe plusieurs Laboratoires de référence de l’OIE pour la Peste bovine (se reporter à la liste de la partie
3 de ce Manuel terrestre ou consulter le site internet de l’OIE pour une liste actualisée : www.oie.int).
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