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Transmission des Nepovirus
par les nématodes Longidoridae
G. Demangeat
UMR1131, Santé de la vigne
et qualité du vin, Inra,
Université Louis Pasteur de Strasbourg.
Laboratoire de Virologie et Vection,
28 rue de Herrlisheim,
68021 Colmar
<[e-mail]>
Résumé.La propagation des virus de plante à plante est souvent assurée par des
organismes tiers appelés vecteurs. Une classe d’invertébrés souterrains, les
nématodes, peut jouer ce rôle. Des nématodes ectoparasites de la famille des
Longidoridae sont responsables de la transmission naturelle de virus appartenant
au genre Nepovirus selon un mode semi-persistant non circulant et non multi-
pliant. Cette transmission passive des particules virales se déroule au moment
des prises alimentaires des nématodes au niveau des racines. Seul un nombre
limité de Longidoridae est capable d’acquérir et de transmettre 12 des 32 Nepo-
virus décrits. Cette particularité reflète une interaction hautement spécifique et
solide qui lie le virus et son vecteur au niveau de l’appareil alimentaire du
nématode, probablement par l’intermédiaire d’un récepteur. L’étude du modèle
grapevine fanleaf virus/xiphinema index a montré que cette spécificité d’inter-
action est déterminée uniquement par la protéine de capside du virus.
Mots clés :Longidoridae, Nepovirus, transmission, spécificité virus-vecteur
Abstract.Transmission of plant viruses in nature often involves vectors which
are usually plant pests. A class of soil borne invertebrates acts in this way.
Ectoparasitic nematodes belonging to the Longidoridae family are responsible
for the transmission of viruses from the Nepovirus genus using a semipersistant,
non circulative mechanism. This passive transmission occurs during the feeding
process of the nematodes on actively growing roots. However, only a few
longidorid nematodes are able to acquire and subsequently transmit 12 of the 32
known Nepovirus. This singularity reflects a highly specific and strong associa-
tion between the virus and the vector likely via a putative receptor on the
cuticular lining of the oesophageal tract. Using a reverse genetics approach,
investigations on the Grapevine fanleaf virus/Xiphinema index virus-vector
association showed that the transmission specificity is solely determined by the
coat protein.
Key words:Longidoridae, Nepovirus, transmission, virus-vector specificity
Les virus de plantes ont en commun, avec tous les parasites,
l’obligation de se propager d’hôtes en hôtes pour pouvoir se
multiplier. Pour la majorité des virus de plante, cette étape
implique l’assistance d’un vecteur mobile qui est souvent
un ravageur ou un parasite des plantes. Pour une grande
partie des virus de plante, ce vecteur est un arthropode et
quelques fois un champignon (pour revue sur la transmis-
sion de virus de plante, voir Plumb [1]). Mais pour deux
genres de virus, les Tobravirus et les Nepovirus, ce vecteur
peut être un nématode ectoparasite souterrain.
Les virus du genre Nepovirus font partie de la famille des
Comoviridae. Ils possèdent un génome bipartite constitué
d’ARN simple brin de polarité positive protégé à l’intérieur
de particules icosaédriques. Seulement un tiers des népovi-
rus est transmis par les nématodes ectoparasites. Bien qu’il
existe pour plusieurs autres népovirus des évidences de
transmission via le sol impliquant des nématodes, le mode
de transmission naturel des autres népovirus est encore mal
Tirés à part : G. Demangeat
Virologie 2007, 11 (4) : 309-21
doi: 10.1684/vir.2007.0102
Virologie, Vol. 11, n° 4, juillet-août 2007 309

connu. Cependant, leur dissémination peut être assurée
pour certains par le pollen ou la graine.
Trois genres très proches de nématodes Longidorous,Para-
longidorus et Xiphinema appartenant à la famille des
Longidoridae sont responsables de la transmission natu-
relle de plante à plante des népovirus. Ils sont transmis
selon un mode semi-persistant non circulant et non multi-
pliant. Une principale caractéristique de la transmission des
népovirus par nématodes est la spécificité élevée entre
l’espèce de nématode vectrice et son virus associé. Cette
spécificité est déterminée par la capacité du nématode à
retenir le virus au niveau de sites spécifiques (probablement
via un récepteur) dans l’appareil alimentaire du nématode.
Cette rétention spécifique s’étend sur des périodes très
longues.
Au cours des dernières années, les contributions scientifi-
ques concernant la biologie des népovirus, et en particulier
celle du grapevine fanleaf virus (GFLV), ont été importan-
tes [2-5]. Le développement des techniques moléculaires et
la connaissance de la biologie des népovirus ont permis de
donner un nouvel élan à l’étude des interactions entre les
népovirus et leurs vecteurs naturels, les nématodes.
Cet article présente les associations vecteurs-népovirus
connues à ce jour et fait le point sur les données récentes
acquises en ce qui concerne la biologie de la transmission et
les déterminants viraux impliqués dans la transmission des
népovirus par les nématodes avec une attention particulière
pour le GFLV et son vecteur naturel Xiphinema index.
Les nématodes, vecteurs de népovirus
1958, Hewit et al. [6] ouvraient une nouvelle voie de
recherche, celle de la transmission de virus de plante par
des nématodes ectoparasites. Ils ont montré que le GFLV,
principal agent responsable de la virose la plus grave
de la vigne, la maladie du court-noué, était transmis de
vigne à vigne par un nématode ectoparasite, X. index
(figures 1 et 2). Peu après, Jha et Posnette [7] ainsi
qu’Harrison et Cadman [8] mettaient également définitive-
ment en évidence le rôle de X. diversicaudatum dans la
vection de l’Arabis mosaic virus (ArMV), un autre népo-
virus très proche du GFLV également responsable de la
maladie du court-noué de la vigne. Depuis cette découverte
initiale, plus de 40 associations virus-vecteur ont été décri-
tes. Cependant, de nombreuses associations ont été révo-
quées parce que les informations qui les décrivaient ne
AB
Figure 1. A) Aspect général de Xiphinema index , le vecteur naturel du Grapevine fanleaf virus. La barre représente 1 mm. B) Larve de
Xiphinema en train de muer. La flèche rouge indique la larve néonate et la flèche noire indique la cuticule de mue à laquelle l’odontostyle
est resté accroché. La barre représente 0,1 mm.
100 nm
Figure 2. Cliché de microscopie électronique montrant des parti-
cules virales de GFLV après purification. La barre représente
100 nm.
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remplissaient pas les conditions nécessaires permettant
d’établir sans ambiguïté une interaction stricte entre le
vecteur et le virus [9].
Les trois genres Longidorus,Paralongidorus et Xiphinema
vecteurs des népovirus appartiennent à l’ordre des
Dorylaimida, sous-ordre des Dorylaimana, et à la famille
des Longidoridae [9-11]. Ils regroupent plus de 400 espè-
ces différentes mais un faible nombre parmi ces espèces a
été identifié comme vecteur de virus [9]. À ce jour, huit
espèces de Longidorus, une espèce de Paralongidorus et
neuf espèces de Xiphinema ont été démontrées comme
étant les vecteurs naturels de 12 des 32 népovirus connus
(tableau 1). Les nématodes de la famille des Longidoridae
sont vermiformes à tous les stades de développement. Il
n’existe pas de différence morphologique majeure entre les
adultes et chacun des stades de développement si ce n’est la
taille et quelques détails anatomiques peu apparents. Ce
sont des nématodes ectoparasites qui s’alimentent au ni-
veau des racines en croissance. Ils possèdent une gamme
d’hôtes très large qui s’étend des plantes annuelles au
plantes pérennes. Pour 15 des 18 espèces vectrices de
népovirus, la reproduction est parthénogénétique et, dans
ce cas, les mâles sont rares [11]. Les Longidoridae évoluent
du stade œuf vers le stade adulte en passant par 3 ou 4 stades
larvaires. En conditions naturelles, la majorité des espèces
ont un cycle de vie très long (plus d’un an) alors que, en
serre, en conditions contrôlées, ce cycle de vie peut être
réduit à quelques semaines [11]. Une caractéristique de la
biologie des nématodes est leur capacité de survie très
importante qui peut être supérieure à 5 ans. En effet, si les
conditions extérieures sont défavorables, les nématodes
entrent dans un cycle de quiescence pendant lequel leurs
Tableau 1.Associations spécifiques entre virus et vecteurs Longidorus,Paralongidorus et Xiphinema
Genres Espèces Népovirus Acronyme
Longidorus apulus Artichoke italian latent virus (isolat italien) AILV
arthensis Cherry rosette virus CRV
attenuatus Tomato black ring virus (isolat allemand/anglais) TBRV
diadecturus Peach rosette mosaic virus PRMV
elongatus Raspberry ringspot virus (isolat écossais) RpRSV
Tomato black ring virus (isolat écossais) TBRV
fasciatus Artichoke italian latent virus (isolat grecque) AILV
macrosoma Raspberry ringspot virus (isolat anglais) RpRSV
martini Mulberry ringspot virus MLRV
Paralongidorus maximus Raspberry ringspot virus (isolat vigne allemand) RpRSV
Xiphinema americanum sensu lato Cherry rasp leaf virus CRLV
Peach rosette mosaic virus PRMV
Tobacco ringspot virus TRSV
Tomato ringspot virus ToRSV
americanum sensu stricto Cherry rasp leaf virus CRLV
Tobacco ringspot virus TRSV
Tomato ringspot virus ToRSV
bricolensis Tomato ringspot virus ToRSV
californicum Cherry rasp leaf virus CRLV
Tobacco ringspot virus TRSV
Tomato ringspot virus ToRSV
diversicaudatum Arabis mosaic virus ArMV
Strawberry latent ringspot virus * SLRV
index Grapevine fanleaf virus GFLV
intermedium Tobacco ringspot virus TRSV
Tomato ringspot virus ToRSV
rivesi Cherry rasp leaf virus CRLV
Tobacco ringspot virus TRSV
Tomato ringspot virus ToRSV
tarjanense Tobacco ringspot virus TRSV
Tomato ringspot virus ToRSV
* Le SLRV est maintenant assigné au genre Sadwavirus.
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fonctions biologiques sont arrêtées. Dès que des conditions
favorables sont restaurées, ils terminent alors leur cycle
biologique [10-12].
La présence de nématodes dans le sol est corrélée essentiel-
lement à deux paramètres qui sont la porosité et l’hygromè-
trie du sol [13]. Les Longidorus et les Xiphinema s’accom-
modent en général d’une assez grande variété de sols. La
distribution verticale des nématodes dans le sol dépend
avant tout de la disponibilité en racines. Les études les plus
complètes concernant la distribution verticale des némato-
des vecteurs de virus ont été réalisées dans les vignobles.
Les nématodes sont très rarement retrouvés dans la couche
superficielle du sol (0 à 30 cm), couche trop perturbée par
les travaux agricoles et les variations climatiques. La majo-
rité de la population de nématodes vecteurs de virus se
concentre entre 30 et 80 cm de profondeur correspondant
aux horizons les plus fortement colonisés par les racines
[14]. Cependant, il est tout à fait possible de retrouver les
nématodes jusqu’à 1,5 m de profondeur (vignoble de Côte-
d’Or) et même jusqu’à 3,6 m dans un vignoble californien
[11, 15].
Les Longidoridae vecteurs de virus sont essentiellement
endémiques en Europe et sur le continent nord-américain, à
l’exception de Longidorus martini, vecteur du Mulberry
ringspot virus, association localisée au Japon (figure 3)
[11, 16, 17]. Il est fortement probable que les nématodes et
leurs virus associés ont été dispersés depuis l’Europe et le
continent nord-américain vers l’Amérique du Sud,
l’Afrique du Sud, la Chine, l’Asie, l’Australie et la
Nouvelle-Zélande [17]. Certaines associations virus–
nématodes ont une distribution géographique très large. Par
exemple X.index et le GFLV sont présents dans la quasi
totalité des vignobles du monde [4]. Pour X. index,ilest
communément admis que l’aire d’origine pourrait être le
Moyen-Orient, région à partir de laquelle il aurait été dis-
séminé en même temps que la vigne dans l’ensemble du
bassin méditerranéen par les Phéniciens, les Grecs et enfin
les Romains. X. diversicaudatum, vecteur de l’ArMV, est
présent en Europe, en Asie, en Inde, au Canada et dans les
pays de l’ex-Union soviétique [11, 17, 18]. Les népovirus
nord-américains et leurs nématodes associés sont dissémi-
nés sur la totalité du continent nord-américain uniquement
Afrique
Xiphinema index
Amérique du Nord
Longidorus diadecturus
bricolensis
intermedium
rivesi
tarjanense
index
Xiphinema
americanum sensu
lato
americanum sensu
stricto
californicum
Amérique du Sud
Xiphinema
californicum
Ex-Union soviétique + Moyen Orient
Longidorus attenuatus
elongatus
macrosoma
Asie
Xiphinema index
Longidorus martini
diversicaudatum
Europe
Longidorus apulus
arthensis
attenuatus
elongatus
fasciatus
macrosoma
Paralongidorus maximus
index
Xiphinema index
diversicaudatum
Xiphinema
diversicaudatum
index
Figure 3. Distribution mondiale des nématodes Longidoridae, vecteurs de virus. Xiphinema index, vecteur du grapevine fanleaf virus, est
indiqué en rouge pour souligner sa répartition mondiale. D’après Brown et MacFarlane [17].
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[17]. En revanche, pour une grande partie des associations
virus-vecteur présentes en Europe, cette distribution géo-
graphique est plutôt restreinte à un pays, voire une région.
Ainsi L. apulus et L. faciatus, tous deux vecteurs de deux
sérotypes d’Artichoke italian latent virus (AILV), ont été
recensés en Italie et en Grèce respectivement [19, 20]. De
même L. arthensis et son virus associé, le Cherry rosette
virus (CRV), ont été mis en évidence localement dans la
région de la Arth, en Suisse [21].
X. italiae a également été proposé comme étant un vecteur
du GFLV [22]. Cependant, cette association n’a jamais été
confirmée par d’autres travaux [11, 16]. Il est donc fort peu
probable qu’il puisse être un vecteur spécifique du GFLV ;
par conséquent, X. index est considéré comme étant le seul
vecteur naturel du GFLV [11, 16].
Les Nepovirus transmis par nématodes
Les virus appartenant au genre Nepovirus appartiennent à
la famille des Comoviridae qui comprend également les
genres Comovirus et Fabavirus [23]. Les népovirus ont une
gamme d’hôtes naturels très large. Cette gamme d’hôtes
s’étend des plantes sauvages aux plantes cultivées annuel-
les ou pérennes. Elle est étroitement liée à celle de leurs
vecteurs associés. En effet, le seul hôte naturel connu du
GFLV est la vigne qui est également le seul hôte naturel de
X. index. En revanche, l’ArMV, transmis spécifiquement
par X. diversicaudatum, a une gamme d’hôtes beaucoup
plus large (arbres fruitiers, plantes à petits fruits, arbres et
arbustes ornementaux, cultures légumières, adventices)
parce que le nématode vecteur est beaucoup plus polyphage
que X. index. Les népovirus sont également inoculables
mécaniquement à de nombreuses plantes herbacées [2, 23].
Les symptômes induits par les népovirus sont très variés.
La multiplication du virus se manifeste par l’apparition au
niveau des feuilles d’anneaux chlorotiques, de panachures
réticulées, de jaunissements des nervures ou du limbe, de
mosaïques, de panachures. On peut également observer un
rabougrissement de la plante, une déformation des limbes,
une réduction de la vigueur [24]. Dans les cas extrêmes, la
multiplication du virus conduit à la mort des plantes infec-
tées (figure 4). La quantité et la qualité des récoltes sont
également affectées. Les pertes économiques engendrées
par ces virus peuvent être importantes et atteindre 80 %
pour la vigne. [4]. Cette grande variabilité des réponses à
l’infection dépend de la nature du virus ou de l’isolat viral,
de l’hôte, de l’âge de la plante et des conditions pédo-
climatiques de la culture. Au champ, les plantes naturelle-
ment infectées par les népovirus sont souvent réparties sous
forme de foyers. L’extension d’un foyer se fait en général
très lentement parce que la mobilité naturelle des némato-
des n’est que de quelques centimètres par an [9, 10].
Les particules virales sont non enveloppées, d’un diamètre
variant de 28 à 30 nm et de forme icosaédrique (figure 2).
La capside des népovirus est typiquement composée de
60 sous-unités d’un seul polypeptide variant de 52 à 60 kDa
[23]. Une structure cristallographique a été obtenue pour le
membre type des népovirus, le tobacco ringspot virus
(TRSV) [25]. La résolution du cristal de TRSV suggère que
la sous-unité de la capside des népovirus est repliée en trois
domaines identiques adoptant un repliement communé-
ment appelé jelly-roll. Les 60 sous-unités sont associées
entre elles pour former une capside selon une organisation
pseudo T = 3 [25]. Les particules virales protègent le gé-
nome viral qui est constitué de deux ARN, ARN1 et 2,
simple brin de polarité positive. L’extrémité 5’ de chaque
ARN est liée de manière covalente à une protéine virale, la
Vpg, et l’extrémité 3’ est polyadenylée. Certains isolats de
népovirus possèdent un ARN supplémentaire que l’on ap-
pelle ARN satellite [26], qui est encapsidé dans les mêmes
particules virales que les ARN génomiques. Les deux ARN
génomiques sont nécessaires pour déclencher une infection
mais l’ARN1 seul est capable de se répliquer dans les
protoplastes de plantes [5].
Chaque ARN est traduit en une polyprotéine qui est clivée
en protéines fonctionnelles grâce à une protéase codée par
l’ARN1. Ce processus de maturation des polyprotéines a
été étudié entre autres pour l’ArMV, le tomato black ring
virus (TBRV), le GFLV et le tomato ringspot virus
(ToRSV), principalement in vitro [2, 4, 5]. En plus de la
sous-unité de la capside, identifiée dans les plantes pour la
plupart des népovirus, certains des produits de maturation
ont été mis en évidence in vivo [2, 4, 5, 27]. Le GFLV, avec
le ToRSV, est l’un des népovirus pour lequel les connais-
sances sur la structure et l’expression du génome sont les
Figure 4. Parcelle de Chardonnay montrant des symptômes ca-
ractéristiques de la maladie du court-noué. La multiplication du
virus induit une dégénérescence progressive des ceps de vigne
qui conduit, dans certains cas, à la mort des pieds de vigne,
comme illustré sur cette photo par les ceps de vigne manquants au
sein d’un foyer de court-noué. Les chutes de rendement peuvent
atteindre 80 %.
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