Ch. B10. Le développement d`un organisme

Biologie – Chapitre B10. Le développement d'un organisme animal
Ch. B10. Le développement d'un organisme animal
Partie du programme traitée : II-D-2. Développement d'un organisme animal
I. Développement embryonnaire et acquisition du plan d'organisation
chez les amphibiens
1.
La fécondation forme un embryon à symétrie bilatérale
a) L'ovocyte est polarisé
b) Fécondation et réaction corticale
c) La rotation corticale
d) Rotation corticale et axe dorso-ventral
2.
La segmentation conduit à une blastula
a) La segmentation est dissymétrique
b) De la morula à la blastula
c) Les feuillets existent, mais n'ont pas leur place définitive
3.
La gastrulation met en place les feuillets
a) Les mouvements gastruléens
i. Suivi des mouvements
ii. Internalisation de l'endoderme et du mésoderme
b) Mécanismes cellulaires impliqués dans la gastrulation
i. Cellules en bouteille
ii. Epibolie de l'ectoderme
iii. Convergence et extension du mésoderme et de l'endoderme
iv. Migration du mésoderme sur le toit du blastocœle
c) La gastrulation est une étape critique du développement
4.
La neurulation met en place le tube neural
a) Formation et invagination de la plaque neurale
b) Mécanismes cellulaires impliqués dans la neurulation
5.
L'organogenèse achève le développement embryonnaire
II. Contrôle du développement embryonnaire
1.
Les inductions déterminent l'axe dorso-ventral
a) L'induction du mésoderme
i. Territoires présomptifs et déterminés diffèrent (Nieuwkoop)
ii. Les blastomères végétatifs induisent un mésoderme régionalisé (Dale et Slack)
iii. Le centre de Nieuwkoop induit le mésoderme dorsal (Gimlich et Gerhart)
b) Principe de l'induction
i. Un inducteur exerce son action sur une cellule compétente
ii. Un facteur inducteur est une molécule diffusible
c) Inductions, mouvements cellulaires et tissulaires, et expression génétique
i. Signalisation intercellulaire et transduction intracellulaire
ii. Rotation corticale et répartition des déterminants cytoplasmiques
iii. Induction et expression génétique
iv. Mouvements cellulaires et induction
2.
La polarité antéro-postérieure est sous le contrôle des gène Hox
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a) Les complexes Hox
b) Les gènes Hox ont une expression spatio-temporelle antéro-postérieure
c) Les gènes Hox contrôlent l'identité antéro-postérieure de l'embryon
3.
La différenciation cellulaire
a) Cellule différenciée et indifférenciée
b) Du myoblaste à la cellule musculaire
c) Des cascades d'induction permettent la différentiation de la CMSS
Document 1: Structure générale (haut) du gamète femelle du xénope. Détail du
pole animal (en bas à gauche) et du pôle végétatif (en bas à droite). D'après
Introd. à la biol. du dev., Darribère, 2002.
Document 2: Vue de dessus
d'ovocytes de xénope non
fécondés (haut) et fécondés
(bas). D'après Univ. Paris VI.
Document 3: Rotation corticale
microtubules-dépendante et
point d'entrée du spermatozoïde.
D'après Introd. à la biol. du dev.,
Darribère, 2002.
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Document 4: Importance du croissant
gris dans la dorsalisation de l'embryon.
La première mitose est toujours selon
l'axe PA-PV, mais peut selon les cas
couper le croissant gris en deux ou
non. Seuls les embryons possédant une
portion de croissant gris ont une
symétrie dorso-ventrale. D'après
Introd. à la biol. du dev., Darribère,
Document 5: Cycle de développement d'une grenouille (anoure). D'après
2002.
Introd. à la biol. du dev., Darribère, 2002.
Document 6: Les étapes de la segmentation, d'après Biol. du
dév., Le Moigne et Foucrier, 2009.
Document 7: Expérience de Nieuwkoop
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Document 8:
Vues au MEB de
gastrulas en
coupe (en haut)
ou de l'extérieur
(en bas). De
gauche à droite :
stade encoche du
blastopore (début
de gastrulation) ;
stade du fer à
cheval ; stade du
bouchon vitellin ;
stade de la fente
blastoporale.
D'après Introd. à
la biol. du dev.,
Darribère, 2002.
Document 9: Différentes représentations des mouvements
morphogénétiques de la gastrulation. A : mouvements
d'épibolie. B : fermeture de l'archentéron. C et D : deux vues
internes de la gastrulation, l'ectoderme ayant été retiré
virtuellement (stade bouchon vitellin). D'après Biol. du dév.,
Le Moigne et Foucrier, 2009.
Document 10: Vue dorsale (haut) et coupe sagittale
(bas) de différentes phases de la gastrulation (de A à
F). Les traces noires (en haut comme en bas)
représentent les marques colorées qui ont été
Document 11: Intercalation radiale et latérale dans deux
placées par Vogt afin de suivre les mouvements.
zones de la gastrula. D'après Introd. à la biol. du dev.,
D'après Biol. du dév., Le Moigne et Foucrier, 2009. Darribère, 2002.
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Document 12: Mise en évidence de l'importance des
interactions entre la MEC du toit du blastocœle et les
cellules du mésoderme. Haut : sur une gastrula
jeune, on découpe une portion de la calotte animale,
et on la retourne. La gastrulation s'arrête. L'analyse
au MEB montre que les cellules du mésoderme
évitent la région dépourvue de MEC. Bas : chez une
gastrula jeune, on injecte dans le blastocœle un
anticorps anti-fibronectine. La gastrulation s'arrête
et forme une exogastrula (pas d'invagination, alors
que l'épibolie est tout à fait normale. D'après Introd.
à la biol. du dev., Darribère, 2002.
Document 13: Structure
des cellules du mésoderme
en interaction avec la MEC
du toit du blastocœle.
Haut : vues au MEB ; bas :
interprétation en terme de
mouvements cellulaires et
d'interactions cellule-MEC.
D'après Introd. à la biol.
du dev., Darribère, 2002.
Document 14: Importance des microtubules et des
filaments d'actine dans la morphologie des
cellules en bouteille. D'après Introd. à la biol. du
dev., Darribère, 2002.
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Document 15: Vues au MEB de
neurulas à des stades différents.
Gauche : formation du bourrelet
neural ; milieu : formation de la
gouttière neurale (flèche) ; droite :
formation du sillon neural
(flèche).
Document 17: Expérience de Townes et
Holtfreter (1955). Les cellules du
neurectoderme d'une neurula pigmentée et de
l'épiderme d'une neurula non pigmentées sont
séparées et mélangées, puis incubées à un pH
physiologique permettant l'établissement de
Document 16: Les différentes étapes de la neurulation. D'après Introd. jonctions cellulaires. D'après Introd. à la biol.
à la biol. du dev., Darribère, 2002.
du dev., Darribère, 2002.
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Document 18: Migration des crêtes neurales dans l'embryon.
D'après Biologie moléculaire de la cellule, Alberts et al, 2003
Document 19: Transition entre neurulation (a) et organogenèse (b). D'après Introd. à la biol. du dev., Darribère, 2002.
Document 20: Importance des microtubules, de
l'actine (non légendée) et des jonctione
adhérentes dans l'invagination du tube neural.
D'après Biol. du dév., Le Moigne et Foucrier,
2009.
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Document 21: Structure de l'embryon au stade organogenèse. D'après
Introd. à la biol. du dev., Darribère, 2002.
Document 22: Fonctionnement du centre de
Nieuwkoop et du centre de Spemann. D'après Introd.
à la biol. du dev., Darribère, 2002.
Document 23: Territoires
présomptifs et spécifiés,
déduits des expériences de
Nieuwkoop notamment.
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Document 24: Expérience de Dale et Slack. Chez une
morula, on met en contact un micromère (pôle animal)
avec un macromère ventro-végétatif (D1), dorsovégétatif (D4) ou seul (témoin). On analyse ensuite la
nature des tissus produits par les cellules du pôle
animal. D'après Introd. à la biol. du dev., Darribère,
2002.
Document 25: Expérience de Gimlich et Gerhart. a. Un embryon irradié au moment de
la fécondation (perte de la rotation corticale) est ventralisé. La greffe d'un blastomère
dorso-végétatif restaure l'axe dorso-ventral. b. La greffe d'un blastomère dorsovégétatif en position ventrale sur un embryon normal crée un dos surnuméraire.
D'après Introd. à la biol. du dev., Darribère, 2002.
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Document 26: Expérience de Spemann et Mangold (1924). Un embryon surnuméraire peut être induit par une greffe de
la lèvre dorsale de blastopore en position ventrale d'une gastrula jeune. D'après Introd. à la biol. du dev., Darribère,
2002.
Document 27: Expérience de Holtfreter (1955).
On peut empêcher la gastrulation en traitant
une jeune gastrula par un milieu hypertonique.
L'analyse histologique de montre un ectoderme
dépourvues de structures neurales. D'après
Introd. à la biol. du dev., Darribère, 2002.
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Document 28: Des
cellules de la calotte
animales sont mise en
présence de différentes
concentrations de
molécules
portentiellement
inductrices. On analyse
la nature des tissus
après culture. D'après
Fukui et Asashima, Int.
J. Biol. Dev., 1994.
Document 29:
Expérience de
Lewis (1904). La
vasicule optique
(structure
ectodermique)est
greffée en position
antérieure
médiane ou en
position
postérieure. Elle
ne permet la
formation de
cristallin que dans
la partie
antérieure :
l'induction est
régionalisée.
Document 30:
Induction et
compétence.
L'induction
nécessite
obligatoirement
la présence d'un
signal, mais
également un
récepteur, une
transduction
cellulaire, et une
activation de la
transcription.
D'après Introd.
à la biol. du
dev., Darribère,
2002.
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Document 31: Les principales cascades
d'inductions de la fécondation à la
spécification du mésoderme. A : la rotation
corticale de l'œuf redistribue Dsh vers la
région dorsale, alors que les ARNm VegT et
Vg1 restent concentrés vers le pôle végétatif.
B : un gradient dorso-ventral de Dsh s'établit
dans l'embryon avant la segmentation. C :
dans la région dorsale ([Dsh] haut), la Gsk3
est inhibée, et la β-caténine s'accumule. D :
dans la région ventro-végétative, VegT et Vg1
induisent une faible [nodal] ; dans la région
dorso-végétative, VegT et Vg1 induisent,
grâce à la forte concentration en β-caténine,
une forte [nodal]. E : faible [nodal] : induit le
mésoderme ventral ; forte [nodal] : induit le
mésoderme dorsal. D'après Biol. du dév., Le
Moigne et Foucrier, 2009.
Document 32: Modèle simple de l'induction de l'épiderme et du
neurectoderme par les mésodermes dorsal et ventro-latéral.
D'après Biol. du dév., Le Moigne et Foucrier, 2009.
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Document 33: La voie de
signalisation TGFβ. L'exemple
retenu ici est celui de Xnr
(homologue de Nodal chez le
Xénope). Production personnelle.
Document 34: Le complexe Hox de la
drosophile (un seul groupe, chromosome 3) et
les 4 complexes Hox paralogues chez la souris.
Notez l'alignement identique sur chacun des
complexes, aligment correspondant à l'ordre
d'expression antéro-postérieur. D'après Biol. du
dév., Le Moigne et Foucrier, 2009.
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Document 36: Structure d'un
homéodomaine (à gauche), constitué
d'une domaine bHLH (basic helix-loopDocument 35: Expression des gènes Hox le long de l'axe antéro-postérieur du helix). Notez le domaine d'interaction
mésoderme de la souris. La limite antérieure d'expression, très nette, est
avec l'ADN, propriété indispensable
donnée par la partie gauche de chaque barre.
d'une facteur de transcription.
Document 37: Développement des somites dans l'axe
antéro-postérieur. D'après Biologie BCPST 1ère année,
Segarra et al, 2014.
Document 38: Limites
d'expression de trois
gènes Hox du complexe
B chez la souris
(hybridation in situ)
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Document 39:
Analyse schématique
du phénotype des
mutants Hox
paralogues présentés
dans le document 41.
D'après Mcintyre et
al, Development,
2007.
Document 40: Squelettes de mutants homéotiques paralogues : mutant pour Hox5 (A), Hox6 (B) ou Hox9 (D). Les
chiffres désignent les vertèbres portant des côtes (vertèbres thoraciques). La flèche désigne les vertèbres cervicales
soudées. D'après Mcintyre et al, Development, 2007.
Document 41: Les
principaux événements
de la différenciation
des myoblastes en
cellules musculaires
striées squelettiques.
D'après Biologie
BCPST 1ère année,
Segarra et al., 2014.
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