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ÉCOLE NATIONALE VÉTÉRINAIRE D’ALFORT Année 2011 IMAGERIE ET ENDOSCOPIE CHEZ LES REPTILES THÈSE Pour le DOCTORAT VÉTÉRINAIRE Présentée et soutenue publiquement devant LA FACULTÉ DE MÉDECINE DE CRÉTEIL le…………………. par Karine, Sophie MABILLE-BENTOT Née le 19 Février 1967 à Harfleur (Seine-Maritime) JURY Président : M……………………… Professeur à la Faculté de Médecine de CRÉTEIL Membres Directeur : Pascal ARNE Maître de conférences à l’Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort Co-directeur: Lionel SCHILLIGER Docteur vétérinaire de la Clinique du village d’Auteuil, 75 Paris Assesseur : Valérie CHETBOUL Professeur à l’Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort Invitée : Fouzia STAMBOULI Praticien hospitalier à l’Ecole Nationale Vétérinaire d’Alfort .. LISTE DU CORPS ENSEIGNANT REMERCIEMENTS AVEC TOUS MES REMERCIEMENTS, Au Professeur………………………..…… Professeur à la faculté de médecine de Créteil Qui m’a fait l’honneur d’accepter la présidence de ce jury de thèse Au Maître de conférences Pascal ARNE, Pour son aide précieuse dans la réalisation de ce travail ainsi que pour sa grande disponibilité et son impressionnante promptitude ( !) à corriger mes ébauches successives, .. Au Professeur Valérie CHETBOUL, Pour son soutien, du début à la fin, dans ce cursus vétérinaire, jusque dans mes épreuves orales si anxiogènes pour mes vieux neurones ( !) Au Docteur Lionel SCHILLIGER, Pour m’avoir toujours aidée et si bien conseillée dans ma reconversion, Et pour m’avoir proposé ce sujet de thèse …servi sur un plateau ( !)… APRES CES 5 ANNEES DE CURSUS VETERINAIRE, EPROUVANTES ET LABORIEUSES, JE TIENS SINCEREMENT A REMERCIER …… Tous ceux qui m’ont aidée à préparer le concours, - A tous les vétérinaires, canins, ruraux ou équins,… de la région parisienne et de Normandie, qui m’ont accueillie dans leur structure avant le concours, pour me permettre de me familiariser avec le métier et ainsi, valider mon projet professionnel, - A Françoise DRIEL et Francine VERGES, pour m’avoir épaulée dans la concrétisation de cette reconversion, - A Françoise et Yvan pour m’avoir hébergée et trouvé ce stage en Basse-Normandie, Tous les enseignants d’Alfort, Pour m’avoir formée à ce nouveau métier si passionnant Et, pour un bon nombre d’entre vous, pour m’avoir conseillée et soutenue dans les moments de doute et d’épuisement, Un grand merci à tous !!!... …..Et plus particulièrement à Ludovic FREYBURGER, Sébastien PERROT, Sylvie CHASTANT, Dominique GRANDJEAN, Philippe BOSSE, Yves MILLEMANN Ainsi, qu’à …… Catherine COLMIN, Marie ABITBOL, Jean-Jacques BENET, Hélène COMBRISSON, Jean-François COURREAU, Florence BERNEX, Nathalie CORDONNIER, Muriel CONAN Mesdames de la scolarité d’Alfort Pour ces démarches administratives « atypiques » …. Mesdames de la bibliothèque d’Alfort Pour ces prêts de livres « longue durée »,… …..Et plus particulièrement à : Elisabeth GRISON, pour ces petits cafés discrètement déposés sur le coin de la table lorsque je m’assoupissais en période de révisions !.... Tous mes maîtres de stages, Pour m’avoir intégrée dans leur équipe et transmis leur savoir Ma promo préférée et mes amis Alforiens Pour m’avoir acceptée parmi vous, en amphi comme, … à quelques soirées ( !), malgré le « petit nombre » d’années qui nous séparent,… ….Et plus particulièrement à - L’équipe des « Landseeriennes » : Aurélie, Julie R., Aurélia, - Au groupe de clinique 10 : Anne - Juliette, Julie B., Matthieu, Perrine, Camille, Coralie, …et les autres, …pour toutes ces fiches de résumés de cours,… - Aux « WOOWOO girls » : Bérengère, Delphine, et ….les autres, pour nos délires dans l’étable ! - Au groupe de clinique 2, « Le groupe des DIEUX ! » : Cindy, Céline, Hérald, JeanCharles, .. et les autres, - A Fleur et nos révisions d’uro-nephro de septembre, - A Clémentine, pour son soutien moral et tous ces cours particuliers si patiemment prodigués... Et surtout à « LA BANDE » : Audrey, Arnaud, Damien, Aurélien, Elodie…… pour…….nos futures collaborations vétérinaires et ………toutes ces « fiestas » qu’il nous reste encore à faire !!!.... Tous mes supers copains Qu’ils soient de « l’aubépine », d’Antony, de Wissous, de Manosque ou de Martinique,…. ….pour être encore là, à mes côtés, en dépit de toutes ces invitations refusées pour cause de partiels !... ….Et plus particulièrement à - Sylvie et Françoise pour cette petite assiette de foie gras apportée délicatement sur mon bureau, pendant que vous fêtiez tous la fin de l’année,… là bas ....en face !!!... - Pascale et Marie-Cécile, mes confidentes de « A » à « Z » , dans ce projet de reconversion !!!.... (promis les filles, je ne vous saoule plus !) - Victor et Evelyne, pour m’avoir permis de réaliser ce séjour dans la Sarthe…stage et hébergement compris !!.. Tintin et Mimi, mes beaux-parents, Pour leur disponibilité et leur soutien « logistique » et pour avoir « squatté » à la maison lors de mes nombreux stages Marion, ma sœur, Pour son soutien moral et…. « caféiné » tout droit venu d’outre-manche !.... Nelly et Marc, mes parents Pour m’avoir toujours soutenue dans ce périple, Pour m’avoir inculqué cet esprit « bûcheur »… et m’avoir appris à « se remettre en question »… à tout âge…. Eh ! oui ! Maman !..….. « les chiens ne font pas des chats » !!... En espérant être à la hauteur du « Bon Dr MABILLE » ! …. Sylvain, mon mari, Pour m’avoir permis de réaliser mon rêve, malgré toutes ces répercussions familiales.… Pour le meilleur et pour le pire…. (Certes, on ne s’attendait pas à autant de concessions!....) ...savourons maintenant le meilleur !.... « Mon » Thomas et « Ma » Manon, Pardon pour toutes ces absences, En espérant que vous comprendrez mon investissement En souhaitant que plus tard, vous aussi, vous exerciez un métier qui vous passionne, Même si c’est « trop dur »…... je vous y aiderai… . Ne baissez jamais les bras !... A vous TOUS……. Je ne l’aurais pas fait sans vous !… MERCI !!... Maman Karine LISTE DES MATIERES LISTE DES MATIERES ............................................................................................... 1 LISTE DES PHOTOS................................................................................................... 7 LISTE DES TABLEAUX .............................................................................................12 LISTE DES FIGURES.................................................................................................14 INTRODUCTION.........................................................................................................16 PREMIERE PARTIE. Caractéristiques générales des reptiles...............................20 1. Les reptiles en clinique vétérinaire........................................................................20 1.1. Les reptiles, qui sont ils ? ...............................................................................20 1.2. Les reptiles : législation et identification .........................................................20 1.2.1.1. Une triple législation .............................................................................20 1.2.1.2. L’identification : une obligation légale ...................................................22 1.2.1.3. L’identification en pratique ....................................................................23 1.3. Les reptiles rencontrés en clientèle vétérinaire ..............................................24 1.3.1. Les ophidiens ..........................................................................................25 1.3.1.1. Les boïdés ............................................................................................25 1.3.1.2. Les colubridés ......................................................................................29 1.3.2. Les sauriens ............................................................................................30 1.3.2.1. Les iguanidés .......................................................................................30 1.3.2.2. Les caméléons .....................................................................................32 1.3.2.3. Les agames ..........................................................................................34 1.3.2.4. Les geckos ...........................................................................................35 1.3.2.5. Les varanidés .......................................................................................37 1.3.2.6. Les scinques.........................................................................................39 1.3.3. Les chéloniens.........................................................................................40 1.3.3.1. La tortue de Floride ..............................................................................40 1.3.3.2. Les tortues terrestres méditerranéennes ..............................................41 1.3.3.3. Les tortues exotiques............................................................................45 1.3.4. Les crocodiliens.......................................................................................50 2. Rappels de physiologie: particularités des reptiles ...............................................52 2.1. Hétérothermie des reptiles .............................................................................52 2.2. La respiration des reptiles ..............................................................................54 3. Spécificités anatomiques des reptiles..................................................................55 3.1. Le tégument ...................................................................................................55 1 3.2. Le squelette....................................................................................................58 3.3. Particularités musculaires ..............................................................................59 3.4. Le appareil sensoriel des reptiles...................................................................60 3.4.1. L’audition .................................................................................................60 3.4.2. L’olfaction ................................................................................................60 3.4.3. La vision ..................................................................................................61 3.4.4. La détection des infrarouges ...................................................................62 3.4.5. Le toucher................................................................................................62 3.4.6. Le goût.....................................................................................................62 3.5. L’appareil digestif ...........................................................................................63 3.5.1. La cavité buccale .....................................................................................63 3.5.2. L’œsophage.............................................................................................64 3.5.3. L’estomac ................................................................................................64 3.5.4. L’intestin grêle et le côlon ........................................................................65 3.5.5. Le cloaque ...............................................................................................65 3.5.6. Le foie......................................................................................................66 3.6. Le appareil respiratoire ..................................................................................72 3.6.1. Le appareil respiratoire supérieur ............................................................72 3.6.2. Le appareil respiratoire profond...............................................................72 3.7. Cœur et circulation sanguine .........................................................................75 3.7.1. Le cœur des crocodiliens.........................................................................75 3.7.2. Le cœur des reptiles « non-crocodiliens » ...............................................76 3.7.2.1. Le modèle « ophidiens ».......................................................................76 3.7.2.2. Les autres reptiles « non-crocodiliens » ...............................................80 3.8. Le tractus urinaire ..........................................................................................82 3.8.1. Appareil urinaire ......................................................................................82 3.8.2. Le système porte rénal ............................................................................83 3.8.3. Hydratation et déshydratation chez les reptiles. ......................................86 3.9. L’appareil reproducteur ..................................................................................87 3.9.1. le mode de reproduction ..........................................................................87 3.9.2. Le tractus génital .....................................................................................87 3.9.3. Le déterminisme sexuel chez les reptiles ................................................88 3.9.4. Le détermination du sexe (ou sexage) chez les reptiles ..........................89 3.9.4.1. Chez les ophidiens ...............................................................................90 3.9.4.2. Chez les sauriens .................................................................................92 3.9.4.3. Chez les chéloniens .............................................................................93 2 DEUXIEME PARTIE. L’examen radiographique des reptiles .................................96 1. Indications ............................................................................................................96 2. Matériel radiographique ........................................................................................97 2.1. Matériel classique ..........................................................................................97 2.2. L’intérêt d’un appareil radiographique numérique ..........................................99 2.3. Transit baryté ...............................................................................................100 3. L’examen radiographique des ophidiens ............................................................101 3.1. Contraintes et positionnement chez le serpent ............................................101 3.2. Interprétation des clichés chez le serpent ....................................................102 3.2.1. Appareil musculo-squelettique...............................................................102 3.2.2. Appareil digestif .....................................................................................103 3.2.3. Appareil cardio-respiratoire....................................................................104 3.2.4. Appareil uro-génital ...............................................................................105 3.2.5. Autres indications chez les serpents .....................................................106 4. L’examen radiographique des sauriens ..............................................................107 4.1. Contraintes et positionnement chez le lézard...............................................107 4.2. Interprétation des clichés chez le lézard ......................................................108 4.2.1. Appareil musculo-squelettique...............................................................108 4.2.2. Appareil digestif .....................................................................................110 4.2.3. Appareil cardio-respiratoire....................................................................111 4.2.4. Appareil uro-génital ...............................................................................111 4.2.5. Autres organes ......................................................................................112 5. L’examen radiographique des chéloniens ..........................................................113 5.1. Contraintes et positionnement chez la tortue ...............................................113 5.2. Interprétation des clichés chez la tortue.......................................................114 5.2.1. Appareil musculo-squelettique...............................................................114 5.2.2. Appareil digestif .....................................................................................115 5.2.3. Appareil cardio-respiratoire....................................................................116 5.2.4. Appareil uro-génital ...............................................................................118 6. L’examen radiographique des crocodiliens.........................................................120 TROISIEME PARTIE. L’échographie chez les reptiles .........................................122 1. Indications ..........................................................................................................122 2. Matériel...............................................................................................................123 3. Contraintes particulières des reptiles.................................................................125 4. Fenêtres acoustiques et principaux abords échographiques chez les reptiles ...127 4.1. Chez les ophidiens.......................................................................................128 3 4.2. Chez les sauriens.........................................................................................131 4.3. Chez les chéloniens .....................................................................................133 4.4. Chez les crocodiliens ...................................................................................136 5. Exploration échographique spécifique des différents organes............................137 5.1. Le cœur........................................................................................................137 5.1.1. Les abords spécifiques de l’échocardiographie .....................................137 5.1.2. Interprétation de l’examen échocardiographique...................................140 5.2. La cavité cœlomique ....................................................................................142 5.2.1. Le foie....................................................................................................142 5.2.2. Le tube digestif ......................................................................................145 5.2.3. La rate ...................................................................................................145 5.2.4. Le pancréas...........................................................................................145 5.3. l’appareil reproducteur .................................................................................146 5.3.1. Indications .............................................................................................146 5.3.2. Les ovaires ............................................................................................146 5.3.3. Les testicules.........................................................................................150 5.4. L’appareil urinaire.........................................................................................150 5.4.1. Les reins ................................................................................................150 5.4.2. La vessie ...............................................................................................151 QUATRIEME PARTIE. L’examen endoscopique chez les reptiles ......................152 1. Indications ..........................................................................................................152 2. Le matériel d’endoscopie....................................................................................153 2.1. Description de l’équipement endoscopique..................................................153 2.2. Quel endoscope pour quelles explorations? ................................................155 3. Intérêts et limites de l’endoscopie.......................................................................156 3.1. Intérêts de l’endoscopie ...............................................................................156 3.2. Limites de l’endoscopie ................................................................................157 4. Méthodes de réalisation des endoscopies..........................................................157 4.1. Préparation du patient..................................................................................157 4.2. L’endoscopie NON invasive (ou fibroscopie)................................................158 4.2.1. Endoscopie digestive.............................................................................159 4.2.1.1. Positionnement de l’animal lors d’endoscopie digestive .....................159 4.2.1.2. Exploration endoscopique des voies digestives .................................160 4.2.2. Endoscopie respiratoire : .......................................................................163 4.2.3. Cloacoscopie et cystoscopie .................................................................163 4.2.4. Le vidéo-otoscope .................................................................................164 4 4.3. L’endoscopie invasive (ou laparoscopie) .....................................................165 4.3.1. Cœlioscopie...........................................................................................165 4.3.1.1. Intérêt et Contraintes de la cœlioscopie .............................................165 4.3.1.2. Appliquée aux sauriens ......................................................................165 4.3.1.3. Appliquée aux chéloniens...................................................................169 4.3.1.4. Appliquée aux ophidiens.....................................................................173 4.3.2. Pneumoscopie per-cutanée...................................................................174 4.3.2.1. Appliquée aux ophidiens.....................................................................174 4.3.2.2. Appliquée aux chéloniens...................................................................177 CINQUIEME PARTIE. Scanner et IRM : techniques actuelles et d’avenir...........178 1. Intérêt et limites du Scanner et de l’IRM .............................................................178 2. La tomodensitométrie (ou scanographie) ...........................................................179 2.1. Matériel ........................................................................................................179 2.2. Indication......................................................................................................180 2.3. Quelques exemples de clichés de tomodensitométrie .................................183 3. L’IRM ..................................................................................................................187 3.1. Matériel ........................................................................................................187 3.2. Indication......................................................................................................188 3.3. Exemple de clichés obtenus par IRM...........................................................190 CONCLUSION ..........................................................................................................194 BIBLIOGRAPHIE......................................................................................................196 LISTE DES ANNEXES .............................................................................................202 5 6 LISTE DES PHOTOS Photo 1 : exemple de transpondeur et d’implanteur _______________________________________________________________24 Photo 2 : contention d’un serpent non venimeux de plus de 1 m (Python molurus bivittatus) ___________________27 Photo 3: Boa constrictor. ____________________________________________________________________________________________27 Photo 4 : Python molurus ____________________________________________________________________________________________27 Photo 5 : anaconda (eunectes murinus) ____________________________________________________________________________27 Photo 6 : python royal (Python regius) _____________________________________________________________________________28 Photo 7 : Morelia viridis _____________________________________________________________________________________________28 Photo 8 : serpent roi de Californie___________________________________________________________________________________30 Photo 9 : serpent faux­corail ________________________________________________________________________________________30 Photo 10: tête d’un iguane vert (Iguana iguana)___________________________________________________________________31 Photo 11 : basilic vert (Basiliscus plumifrons ) _____________________________________________________________________32 Photo 12: caméléon « casqué » du Yemen (Chamaeleo calyptratus),______________________________________________33 Photo 13: caméléon de Jackson (Chamaeleo jacksonii willegensis) _______________________________________________34 Photo 14: caméléon Panthère (Furcifer pardalis ) (Madagascar)_________________________________________________34 Photo 15: agame barbu d’Australie (Pogona vitticeps) ____________________________________________________________35 Photo 16: dragon d'eau asiatique (Physignatus cocincinus)_______________________________________________________35 Photo 17: fouette­queue (Uromastyx acanthinurus) _______________________________________________________________36 Photo 18 : gecko tokay (Gecko gecko) ______________________________________________________________________________37 Photo 19 : gecko de Madagascar ____________________________________________________________________________________37 Photo 20 : gecko léopard (Eublepharis macularius) _______________________________________________________________38 Photo 21: varan des savanes (Varanus exanthematicus),__________________________________________________________39 Photo 22: varans de Malaisie ________________________________________________________________________________________39 Photo 23: partie antérieure d’un varan du Nil (Varanus niloticus) _______________________________________________39 Photo 24: tête de scinque « pomme de pin » (Tiliqua rugosa)._____________________________________________________40 Photo 25 : scinque (géant) à langue bleue (Tiliqua gigas gigas) __________________________________________________40 Photo 26 : tête d’une tortue de Floride (Trachemys scripta elegans). _____________________________________________41 Photo 27: tortue d'Hermann (Testudo hermanni), _________________________________________________________________42 Photo 29 : critères de différenciation entre tortue d'Hermann (Testudo hermanni), et tortue Grecque (Testudo graeca) _______________________________________________________________________________________________________________42 Photo 28: tortue grecque (Testudo graeca) ________________________________________________________________________43 Photo 30: tortue marginée (Testudo marginata) __________________________________________________________________45 Photo 31 : extériorisation de la tête d’une tortue lors de l’examen clinique ______________________________________45 Photo 32 : tortue à long cou (Chelodina longicollis) _______________________________________________________________48 Photo 33 : tortue Boite_______________________________________________________________________________________________48 Photo 34 : tortue à grosse tête (Platysternon megacephalum) ____________________________________________________48 Photo 35 : tête de tortue alligator (Macroclemys temminckii) ____________________________________________________48 Photo 36 : tortue sillonnée de 45 cm de long _______________________________________________________________________50 Photo 37 : tortue Léopard ___________________________________________________________________________________________50 Photo 38 : tortue élégante ___________________________________________________________________________________________50 7 Photo 39 : vues anatomiques de la partie proximale du tube digestif chez le serpent ____________________________64 Photo 40 : vue anatomique d’un ophidien sur toute sa longueur __________________________________________________67 Photo 41 : vue anatomique de la cavité cœlomique d’une tortue terrestre _______________________________________68 Photo 42 : vue anatomique de la cavité cœlomique d’une tortue, tractus digestif et reproducteur extériorisés 69 Photo 43 coupe sagittale de tortue _________________________________________________________________________________69 Photo 44 : vue anatomique de la cavité coelomique d'un caméléon : noter la coloration noirâtre des intestins et la position très crâniale du cœur._________________________________________________________________________________70 Photo 45 : vue anatomique de la cavité coelomique d'un iguane : noter l'importance du foie et des corps adipeux._______________________________________________________________________________________________________________71 Photo 46 . anatomie rénale et vasculaire de reptile, A : chez la tortue, B : chez le lézard ________________________83 Photo 47 . anatomie rénale et vasculaire de reptile, A : chez le serpent, B : chez l’aligator ______________________84 Photo 48: glomérule de reptiles peu développé. ____________________________________________________________________85 Photo 49 : technique d’éversion des hémipénis chez les ophidiens ________________________________________________90 Photo 50 : technique de sexage par sondage des poches hémipéniennes chez un Python ________________________91 Photo 51 : caractères sexuelles secondaires chez un mâle iguane vert (Iguana iguana)_________________________92 Photo 52 : hémipénis et pores fémoraux chez un mâle iguane vert (Iguana iguana) ____________________________93 Photo 53 : concavité du plastron chez une tortue terrestre­mâle _________________________________________________94 Photo 54 : position du cloaque par rapport à l’écaille supra­caudale de la dossière chez les tortues mâles ____94 Photo 55 : transit baryté chez un iguane vert (Iguana iguana) atteint de coprostase caecale ________________ 100 Photo 56 : positionnement d’un serpent venimeux pour la réalisation d’un cliché radiographqiue ___________ 102 Photo 57 : deux cichés radiographiques du crâne de boïdé (Python molurus bivittatus) ______________________ 103 Photo 58 : trois clichés radiographiques d’un serpent (par tronçons rectilignes successifs) et localisation des principaux organes ________________________________________________________________________________________________ 104 Photo 59 : cliché radiographique thoracique d’un serpent, la silhouette cardiaque (flèches oranges) est masquée par un épanchement cœlomique _______________________________________________________________________ 105 Photo 60 : positionnement d’un iguane vert (Iguana iguana) (incidence dorso­ventrale) pour un examen radiographique ____________________________________________________________________________________________________ 108 Photo 61 : radiographie d’un saurien (incidence dorso­ventrale) et localisation des principaux organes ____ 109 Photo 62 : examen radiographique de l’extrémité distale du membre antérieur d’un agame aquatique (Physignatus cocincinus) présentant un abcès par corps étranger (plomb) ____________________________________ 110 Photo 63 : technique de radiographie d’une tortue en position verticale._______________________________________ 113 Photo 64 : radiographie d’un chélonien (incidence ventro­dorsale) et localisation des principaux organes _ 115 Photo 65 : radiographie ventro­dorsale d'une tortue terrestre révélant des corps étrangers dans le duodénum ______________________________________________________________________________________________________________________ 117 Photo 66 : radiographie ventro­dorsale d'une tortue terrestre montrant l'existence d'un fécalome. _________ 117 Photo 67 : examen radiographique des champs pulmonaire d’une tortue sous incidence latéro­latérale_____ 117 Photo 68 : examen radiographique des champs pulmonaires d’une tortue sous incidence crânio caudale.___ 118 Photo 69 : contention de la mâchoire d’un alligator du Mississippi _____________________________________________ 120 Photo 70 : vue dorso­palmaire de l’extrémité distale du membre antérieur gauche d’un alligator du Mississippi, atteint d’une lésion nodulaire tégumentaire et articulaire _____________________________________________________ 122 Photo 71: vue radiographique plus détaillée du doigt I __________________________________________________________ 122 Photo 72 : appareil d’échographie et ses 2 sondes acoustiques. _________________________________________________ 124 8 Photo 73 : technique de contension d’un iguane vert (Iguana iguana) associant reflexe vago­vagal et mise en place d’œillères le privant de toute stimulation visuelle _________________________________________________________ 125 Photo 74: application d’une couche épaisse de gel acoustique. Cas d’une tortue (Testudo graeca)___________ 126 Photo 75 : application d’une couche épaisse de gel acoustique, Cas d’un saurien (Varanus exanthematicus) 126 Photo 76 : échographie d’une tortue à carapace peu ossifiée (Trionys sp.) _____________________________________ 127 Photo 77 : examen échographique d’un saurien (Varanus exanthematicus) ___________________________________ 127 Photo 79 : examen échographique d’un ophidien par abord ventral ____________________________________________ 128 Photo 78: échographie par voie d’abord latéral chez un python.________________________________________________ 129 Photo 80 : boite de contention spécialement conçue pour l’exploration échographique des ophidiens _______ 129 Photo 81: échographie par abord ventral chez un varan (Varanus exanthematicus) __________________________ 132 Photo 82 : échographie par abord ventral chez un iguane ______________________________________________________ 132 Photo 83: échographie par la fenêtre cervico­brachiale chez une tortue terrestre. ____________________________ 134 Photo 84: échographie par la fenêtre inguino fémorale chez une tortue terrestre à l’aide d’un gant en latex rempli de gel _______________________________________________________________________________________________________ 135 Photo 85: échographie par la fenêtre axillaire chez une tortue terrestre. ______________________________________ 135 Photo 86 : examen échographique d’un crocodilien : caïman à lunettes (Caiman crocodilus), par l’abord ventral ______________________________________________________________________________________________________________ 136 Photo 87 : examen échographique par abord ventral d’une coupe « petit axe » trans­artérlelle d’un cœur de python royal (Python regius). _____________________________________________________________________________________ 140 Photo 88 : examen échographique bidimentionnel du ventricule d’un ophidien. _______________________________ 141 Photo 89 : examen échographique par abord ventral d’une coupe « petit axe » apexienne d’un cœur de tortue à carpace molle (Cyclanorbis senegalensis).________________________________________________________________________ 141 Photo 90 : examen échographique du foie d’un python royal (Python regius). _________________________________ 142 Photo 91 : examen échographique du foie d’un boa (Boa constrictor constrictor).____________________________ 142 Photo 92 : examen échographique de la cavité cœlomique d’un dragon barbu (Pogona vitticeptis) __________ 143 Photo 93 : examen échographique du foie d’un iguane vert (Iguana igana)____________________________________ 143 Photo 94 : examen échographique de la cavité cœlomique par abord ventral d’un iguane vert (Iguana igauna). ______________________________________________________________________________________________________________________ 144 Photo 95 : examen échographique de la cavité cœlomique par abord ventral d’un iguane vert (Iguana igauna). ______________________________________________________________________________________________________________________ 144 Photo 96 : examen échographique d’œufs de agame barbu (Pogona vitticeps). ________________________________ 147 Photo 97 : examen échographique d’une dragon barbu (Pogona vitticeps). ____________________________________ 147 Photo 98 : examen échographique d’une femelle boa constrictor (Boa constrictor constrictor). _____________ 148 Photo 99 : examen échographique d’un caméléon (Chamaeleo calyptratus) présentant une stase folliculaire. ______________________________________________________________________________________________________________________ 149 Photo 100 : examen échographique des ovaires d’une tortue grecque (Testudo graeca) : stase folliculaire __ 149 Photo 101: deux exemples d’images échographiques montrant des stases folliculaires chez un tortue grecque (Testudo graeca)___________________________________________________________________________________________________ 150 Photo 102: exemple de tour d’endoscopie_________________________________________________________________________ 155 Photo 103 : exemple d’arthroscope, (Optomed®, diamètre 2,7 mm – 35 mm) _________________________________ 159 Photo 105 : repérage de la position de la tête de l’endoscope par transillumination___________________________ 160 9 Photo 104: examen endoscopique chez un serpent : l'endoscope (souple) est protégé par un corps de seringue maintenant la gueule de l'animal ouverte. _______________________________________________________________________ 161 Photo 106 (A et B) : gastroscopie d’un python royal (Python regius), __________________________________________ 162 Photo 107 (A et B) : oesophagoscopie d’un python royal (Python regius), ______________________________________ 162 Photo 108 (A,B,C,D) : le corps étranger s’est révélé être une alèse imprégnée d’urine de rat__________________ 162 Photo 109: positionnement en décubitus latéral droit d’un iguane vert (Iguana iguana) pour la réalisation d’une coelioscopie __________________________________________________________________________________________________ 166 Photo 110: incision du flanc d’un iguane vert (Iguana iguana) en vue de la réalisation d’une coelioscopie __ 167 Photo 111: introduction de l’endoscope rigide chez un iguane vert (Iguana iguana) pour la réalisation d’une coelioscopie ________________________________________________________________________________________________________ 167 Photo 112 : visualisation du pôle crânial du rein gauche (intrapelvien), de la vessie et des corps gras _______ 168 Photo 113 : visualisation du péricarde, du poumon gauche et du foie __________________________________________ 168 Photo 114 : visualisation du foie, (cirrhotique), et du poumon gauche _________________________________________ 168 Photo 115 : contention d’une tortue en décubitus latéral droit. _________________________________________________ 170 Photo 116 : coelioscopie chez une tortue terrestre : introduction de l'endoscope (rigide) par la fosse pré­ fémorale ____________________________________________________________________________________________________________ 171 Photo 117 : visualisation du testicule gauche et de la tête de l’épididyme ______________________________________ 172 Photo 118 : visualisation de la face ventrale du poumon ________________________________________________________ 172 Photo 119 : incision cutanée d’un ophidien, pour exploration coelioscopique (Python molurus bivittatus en décubitus latéral gauche) _________________________________________________________________________________________ 173 Photo 120 : examen pneumoscopique, suture du sac pulmonaire._______________________________________________ 175 Photo 121: pneumoscopie chez un python molure (Python molure bivittatus). ________________________________ 176 Photo 122 : pneumoscopie chez un python molure (Python molure bivittatus) ________________________________ 176 Photo 123 : positionnement d’une tortue grecque pour la réalisation d’un scanner 3D. _______________________ 180 Photo 124 : examen scanner sur un python molure albinos (Python molurus bivittatus)______________________ 180 Photo 125 : quatre vues scanner d’une tortue grecque (Testudo graeca)_______________________________________ 182 Photo 126 : vue scanner en coupe sagittale d’une tortue grecque (Testudo graeca) : noter la position de la côlonne vertébrale sous la dossière._______________________________________________________________________________ 183 Photo 127 : vue scanner de la tête d’un python molure (Python molurus bivittatus) (incidence crânio­caudale). ______________________________________________________________________________________________________________________ 184 Photo 128 : vue scanner des choanes d’un python molure (Python molurus bivittatus) _______________________ 184 Photo 129 : vue scanner du corps d’un python molure (Python molurus bivittatus) en région pulmonaire. __ 185 Photo 130 : quatre vues scanner des ovaires d’une tortue grecque (Testudo graeca)__________________________ 185 Photo 131 : vue scanner de la mandibule inférieure d’un python molure (Python molurus bivittatus) (incidence dorso­ventrale)_____________________________________________________________________________________________________ 186 Photo 132 : vue scanner du crâne d’un python molure (Python molurus bivittatus) ___________________________ 186 Photo 133 : exemple d‘appareil d’IRM à usage vétérinaire.______________________________________________________ 187 Photo 134 : IRM d’une tortue montrant la symétrie des poumons et la séparation totale entre les 2 lobes ___ 189 Photo 135 : positionnement de la tortue anesthésiée dans l’appareil d’IRM (vue crâniale)____________________ 190 Photo 136 : positionnement de la tortue anesthésiée dans l’appareil d’IRM (vue caudale) ____________________ 190 Photo 137 : trois clichés successifs d’IRM d’une tortue grecque (Testudo graeca) _____________________________ 191 10 Photo 138 : cliché d’IRM (en coupe sagittale) d’une tortue grecque (Testudo graeca) incidence latéro­latérale. ______________________________________________________________________________________________________________________ 192 11 12 LISTE DES TABLEAUX Tableau 1 : prix de vente de quelques reptiles....................................................................................................................................19 Tableau 2 : annexes de la législation européenne ............................................................................................................................21 Tableau 3: critères de différenciation entre tortue d'Hermann (Testudo hermanni), et tortue Grecque (Testudo graeca) .................................................................................................................................................................................................................43 Tableau 4 : différentes espèces de tortues exotiques aquatiques ..............................................................................................46 Tableau 5 : différentes espèces de tortues exotiques terrestres .................................................................................................48 Tableau 6 : fréquence cardiaque des crocodiliens selon la température ambiante..........................................................76 Tableau 7 : critères de dimorphisme sexuel exploitables en consultation en fonction des les grands groupes d’espèces de reptiles .......................................................................................................................................................................................89 Tableau 8 : organes visisbles (+) ou non (­) radiologiquement selon l’espèce (hormis gaz, corps étranger ou pathologie) .........................................................................................................................................................................................................97 Tableau 9 : exemples de constantes radiographiques selon les espèces et la taille du reptile .....................................98 Tableau 10 : topographie radiographique normale des organes internes des ophidiens ........................................... 106 Tableau 11 : localisation radiographique des organes internes des sauriens.................................................................. 112 Tableau 12 : localisation radiographique des organes internes des chéloniens ............................................................. 119 Tableau 13 : incidences radiographiques recommandées en fonction des groupes d’espèces et des organes à explorer............................................................................................................................................................................................................. 121 Tableau 14: choix de la sonde échographique à utiliser selon les reptiles ........................................................................ 124 Tableau 15 : principales affections digestives des reptiles ........................................................................................................ 152 Tableau 16 : exemple de durée de diète à réaliser selon l’espèce de reptiles .................................................................... 158 Tableau 17 : principales lésions observées par cœlioscopie chez la tortue........................................................................ 171 Tableau 18 : différentes appellations de la tomodensitométrie (rencontrées dans différents textes) .................. 180 13 14 LISTE DES FIGURES Figure 1: contention et manipulation d’un jeune iguane (a) et d’un iguane adulte (b)..................................................32 Figure 2: forme du crâne des 3 lignées de crocodiles......................................................................................................................50 Figure 3 : écailles nuchales de différentes espèces de crocodiliens...........................................................................................51 Figure 4 : activité métabolique des reptiles (en %) en fonction de la température ambiante.....................................53 Figure 5 : nomenclature des écailles du plastron et de la dossière...........................................................................................57 Figure 6 : représentation simplifiée de l'anatomie du tractus pulmonaire de trois ophidiens typiques ................74 Figure 7 : schématisation du cœur d’un ophidien.............................................................................................................................78 Figure 8 : flux sanguins intracardiaques selon la phase du cycle cardiaque........................................................................79 Figure 9 : diagramme des flux sanguin dans un cœur de reptile non­crocodilien.............................................................81 Figure 10 : illustration schématique du déterminisme du sexe chez les espèces de reptiles “TSD” (“Temperature­dependant Sex Determination”)..............................................................................................................................89 Figure 11: exploration échographique de la cavité cœlomique chez les ophidiens : illustration schématique de la topographie des organes internes ................................................................................................................................................... 130 Figure 12: exploration échographique de la cavité cœlomique chez les sauriens : illustration schématique de la topographie des organes internes, vue ventrale............................................................................................................................. 132 Figure 13: exploration échographique de la cavité cœlomique chez les chéloniens : illustration schématique de la topographie des organes internes, vue ventrale ....................................................................................................................... 135 Figure 14 : les trois voies d’abord échographique du cœur d’un reptile. ............................................................................ 138 Figure 15 : les 4 coupes « petit axe » par abord ventral de l’arrière vers l’avant : ­ trans­apexienne, ­ trans­ ventriculaire, ­ trans artérielle, et – trans­atriale droite ........................................................................................................... 139 Figure 16 : les 4 coupes « grand axe » par abord ventral de l’arrière vers l’avant : ­ trans­artérielle, ­ atrio­ ventriculaire gauche (G) puis droite (D) et – trans­cave............................................................................................................ 139 Figure 17 : agencement de la salle d’opération et positionnement de la tortue lors d’une coelioscopie.............. 170 Figure 18 : trois vues latérales obtenues par tomodensitométrie, d’un dragon barbu (Pogona vitticeps)......... 181 15 16 INTRODUCTION - « Reptiles ! ..», …. Dites « Reptiles !!!... » Et vous verrez votre interlocuteur, dans un mouvement d’effroi, changer de facies, froncer les sourcils, faire les yeux ronds et afficher une grimace. Voilà tout ce qu’inspirent les reptiles. Ils sont souvent considérés par le profane, comme dangereux, maléfiques et repoussants. ….Dites « Tortue !.... ». Et c’est un léger plissement d’yeux, une esquisse de sourire, et une moue d’apitoiement qui s’afficheront sur le visage de votre interlocuteur. L’évocation de cette « mignonne petite bête » à carapace, nonchalante et bienveillante, n’inspire pas du tout la même réaction. Et pourtant, les tortues appartiennent, elles aussi, à ce monde fascinant des reptiles. Qu’ils soient serpents, crocodiles, tortues ou lézards, les reptiles représentent plus de 8 000 espèces différentes (Jacobson, 2007). Les tortues ont toujours été populaires auprès du grand public, avec un engouement à son apogée dans les années 70. Ce qui leur a valu, à cette époque, d’être largement importées en tant qu’animaux de compagnie. Elles se sont ainsi, parfois, retrouvées dans des conditions de captivités bien mal adaptées à leurs besoins, les amenant vers une issue fatale; ou encore devenues encombrantes, elles ont été rejetées, de façon irresponsable, dans la nature, s’acclimatant et se multipliant au détriment des tortues autochtones, et créant ainsi un déséquilibre écologique. Actuellement, avec le développement des « NAC » (Nouveaux Animaux de Compagnie), les animaux « atypiques » détenus en captivité sont en augmentation. Cela ne s’arrête pas aux simples furets, lapins ou cochons d’inde !…. Dans les animaleries, on peut maintenant, à coté des chéloniens* (tortues), rencontrer des ophidiens* (serpents), des sauriens* (lézards), voire des amphibiens (grenouilles) et des arthropodes (mygales). Ainsi, déjà implantée depuis une quarantaine d’années, initialement en Allemagne, puis aux Etats-Unis d’Amérique, la terrariophilie* est une passion qui a le « vent en poupe »! en Europe et en France. L’enthousiasme des particuliers pour les reptiles ne fait que s’accroître. Des salons et expositions spécialisées ne cessent de voir le jour. Le « Herping* » est devenu un loisir courant pour les passionnés qui partent ainsi dans la nature, à la recherche d’animaux « rampants » à observer ou à photographier. 17 Il ne suffit pas d’être « marginal », « punk » ou « gothique » pour être féru de reptiles ! Loin de là ! car il n’y a pas de propriétaire « type ». La caste des acquéreurs de reptiles est très éclectique, jeunes ou vieux, hommes ou femmes, célibataires ou mère de famille. Toutes les catégories sociales confondues sont touchées par ce « virus » de la terrariophilie. Actuellement, on estime qu’environ un million de foyers français possède des serpents. L’investissement de base, pour le débutant qui souhaite se lancer dans l’herpétologie *, est relativement abordable. Il faut compter environ 300 euros pour acquérir l’animal (80 à 150 €) et les accessoires de base (terrarium, lampe UltraVioletB, gamelle d’eau : 200€) (Cf. Tableau 1). Certains propriétaires sont prêts à investir des sommes importantes jusqu’à 4 ou 5 000 euros (!) pour des espèces plus rares (ex : Gecko nautilus de Nouvelle Zélande). La rareté étant liée aux faibles nombres d’individus présents à l’état naturel, aux difficultés de reproduction en terrarium, ou à l’obtention en captivité de mutants aux robes atypiques. Depuis une vingtaine d’années, quelques animaleries spécialisées dans la commercialisation de reptiles sont apparues. Elles proposent un large choix d’espèces parmi les caméléons, les serpents ou les lézards, voire les crocodiles. Ces structures sont maintenant les premières à proposer également des formations aux particuliers comme aux pompiers, qui ont vu leurs interventions pour la capture de reptiles « fugueurs » s’accroître ces dernières années ! Le développement de ces populations animales dans les foyers, a logiquement fait augmenter leur nombre parmi les patients des cabinets vétérinaires. L’enseignement vétérinaire étant essentiellement tourné vers la médecine des carnivores domestiques (chiens, chats,..) ou des animaux de rente (vaches, porcs, moutons, volailles,..), pour faire face à cette expansion, les écoles vétérinaires intègrent peu à peu des formations « reptiles » dans leur cursus (il en est ainsi de l’ouverture d’une option NAC en septembre 2010 à l’ENVA) Les vétérinaires actuellement spécialisés dans ce domaine se sont formés outre-Atlantique, où cette passion n’est pas récente. Mais actuellement, il y a encore peu de vétérinaires compétents qui prennent en charge cette classe d’animaux. Il est donc indispensable au vétérinaire praticien de s’initier à la pathologie des reptiles. En France, des associations vétérinaires pour la sauvegarde de la faune sauvage, proposent de plus en plus de formations pratiques (exemple : avril 2011, Workshop « Yaboumba » sur la « Médecine et chirurgie des serpents »). La médicalisation de ces animaux se démocratise donc, progressivement. Mais, les reptiles ont la particularité, encore plus que les carnivores domestiques de 18 très peu exprimer leur « souffrance ». Ce sont des créatures particulièrement « stoïques », qui souffrent en silence, et manifestent très peu de signes cliniques. De plus, les possibilités d’investigations cliniques sont limitées (ex : présence d’une carapace protectrice) d’ou l’obligation pour le praticien d’avoir recours à des examens complémentaires pour confirmer, ou non, une suspicion clinique. Parmi eux, les examens d’imagerie et d’endoscopie occupent une place de plus en plus importante. Le but de cette étude est donc de rappeler, d’un point de vue pratique, les éléments essentiels à la réalisation de ces techniques. Certains de ces examens complémentaires, telle qu’un cliché radiographique, pourront être réalisés, directement par le vétérinaire traitant. D’autres examens, demandant une excellente connaissance de la topographie anatomique des reptiles (échographie) ou nécessitant un matériel particulier (Imagerie par Résonance Magnétique : IRM), devront être réalisés par un confrère spécialisé. Dans ce cas, ce travail permet de connaître leurs indications et leurs conditions de réalisation, afin de pouvoir présenter au propriétaire l’intérêt de les utiliser. Elle aborde également l’interprétation des images, afin de mieux communiquer avec le praticien spécialiste et échanger les éléments clefs du cas référé avec le confrère spécialiste. La classe des reptiles présente, selon les espèces, des caractéristiques particulières, tant d’un point de vue légal, qu’anatomique ou physiologique, c’est ce qui sera abordé dans la première partie de cette thèse. Puis, elle détaillera les différents aspects pratiques de l’examen radiographique, échographique et enfin de endoscopique appliqués aux reptiles. Pour chaque technique, seront présentés l’indication, le matériel utilisé, la méthode de réalisation et l’analyse des résultats. Enfin, une présentation de techniques actuelles plus pointues, que sont l’IRM et le scanner, clôturera ce sujet. Tous les termes suivis d’un astérisque * sont répertoriés dans le glossaire ( cf. Annexe 1: glossaire) 19 Tableau 1 : prix de vente de quelques reptiles (source : la ferme tropicale. Prix Mars 2011) Espèce Prix (€ TTC) Serpents 1 250 € Boa constrictor imperator Elaphe (Pantherophis) guttata 69 € Python regius, femelle adulte 195 € Python regius, mâle adulte 125 € Morelia viridis, Aru 655 € 2 550 € Python reticulatus, albinos Lézards Anolis carolinensis, mâle 12 € Basiliscus plumifrons 59 € Caméléon, Furcifer pardalis 280 € Gecko léopard, Eublepharis macularius jungle 59 € Varanus tristis tristis 445 € 3 500 € Iguana iguana, albinos Tortues Chersina angulata (femelle sub-adulte) 1 450 € Macroclemys temmincki (tortue alligator) 280 € Testudo hermanni, femelle (tortue de jardin) 459 € Pour de plus amples informations sur le domaine de l’herpétologie, voir l’Annexe 7 : listes de sites internet d’intêret 20 PREMIERE PARTIE. Caractéristiques générales des reptiles 1. Les reptiles en clinique vétérinaire 1.1. Les reptiles, qui sont ils ? (Jacobson, 2007) Les reptiles appartiennent à la classe des SAUROPSIDES. Ils constituent un groupe zoologique très diversifié, constitué d’environ 8000 espèces différentes. Elles appartiennent à 4 ordres : - les squamates* composés des ophidiens et sauriens, (c’est à dire respectivement serpents et lézards), - les crocodiliens (crocodiles, caïmans, alligators, gavials), - les chéloniens (tortues aquatiques, terrestres et semiaquatiques) et enfin, - les rhynchocéphales* composés d’une seule espèce : le sphénodon de Nouvelle-Zélande (cf. Annexe 8: la classe des reptiles). 1.2. Les reptiles : législation et identification 1.2.1.1. Une triple législation (Schilliger, 2004 a) (Schilliger, 2005 b) (Schilliger, 2007 a) (Schilliger, 2005 c) Les reptiles regroupant des espèces dites « non domestiques » (n’ayant pas subi de sélection de la part de l’homme) répondent à une réglementation stricte. Ainsi, une triple législation nationale, européenne, et internationale, réglemente en France la commercialisation, l’élevage et la détention de reptiles (Schilliger, 2004 a). En France métropolitaine, toutes les espèces de reptiles autochtones sont protégées depuis la loi du 10 juillet 1976. L’herpétofaune * de Guyane française est, elle, protégée depuis l’ « arrêté Guyane » du 15 mai 1986, et quant aux reptiles des Antilles françaises, ils sont protégés depuis le 17 février 1989. En plus de cette législation française, une réglementation internationale appelée, Convention de Washington (ou CITES : Convention of International Trade un Endangered Species of World fauna and flora) encadre le commerce des espèces. Elle assure une protection aux espèces en voie de disparition en régissant les échanges entre pays. Elle regroupe trois catégories d’animaux (dites « annexes ») classées selon leur degré de menace d’extinction. 21 L’annexe I regroupe « Toutes les espèces menacées d’extinction (…. )». L’annexe II regroupe « toutes les espèces qui, bien que n’étant pas menacées (…..), pourraient le devenir (….) », et l’annexe III regroupe « les espèces qu’un état signataire déclare soumises à réglementation (…. )». Cette convention est en vigueur dans plus de 140 pays à travers le monde (cf. Annexe 11: rappel de législation concernant les principaux reptiles rencontrés en pratique vétérinaire courante) Les pays de l’Union Européenne se sont également penchés sur la question des mouvements de reptiles à travers la Union Européenne. Ainsi, sont entrés en vigueur, les règlements n°1970/92, n° (CE) 338/97 et (CE) 939/97, qui durcissent, en règle générale, les normes dictées par la C.I.T.E.S en ce qui concerne les échanges d’animaux. La CEE a établi 4 Annexes qui reprennent en partie, celles de la Convention de Washington (cf.Tableau 2). Tableau 2 : annexes de la législation européenne ANNEXE (Europe) A Reptiles concernés Importation Circulation Intra-communautaire Annexe I (CITES) + autres espèces non protégées par CITES autorisés que dans des conditions exceptionnelles + permis d’exportation (délivré par pays d’origine) + permis d’importation (délivré par pays destinataire) - sur délivrance par le Ministère de l’Environnement d’un certificat communautaire. (Testudo sp., Astrochelys sp.) B Annexe II (CITES) et non classées dans A + autres espèces pouvant constituer une menace écologique en cas d’introduction permis d’exportation (délivré par pays d’origine) + permis d’importation (délivré par pays destinataire) C Annexe III (CITES) permis d’exportation ou Certificat d’origine D espèces non protégées par CITES, dont volume d’importation en Europe justifie une surveillance Simple notification d’importation à remplir au bureau des douanes 22 LIBRE si : - pas de but commercial, - détenteur est capable de prouver l’origine licite de son animal, - il se rend chez son vétérinaire pour des soins à caractères urgent LIBRE si : détenteur est capable de prouver l’origine licite de son animal (=N° de permis CITES ou attestation de naissance en captivité) A ce corpus réglementaire international et européen, vient s’ajouter une réglementation plus récente, émanant du Ministère de l’écologie et du développement durable (parution au Journal Officiel de deux arrêtés du 10 août 2004), qui régit de manière plus stricte, en France, les conditions d’autorisation de vente et de détention en captivité d’un grand nombre d’espèces de reptiles (mais aussi d’amphibiens, d’oiseaux et de mammifères), en fonction de leur degré de vulnérabilité, de la taille des effectifs détenus et des activités (lucratives ou non) pratiquées (cf. Annexe 9 et Annexe 10). Important La détention d’animaux de l’Annexe A (ou I) ou d’animaux « dangereux » nécessite l’obtention d’un certificat de capacité pour leur propriétaire (renseignements auprès de la Direction Départementale de la Protection des Populations (DDPP)). 1.2.1.2. L’identification : une obligation légale (Schilliger, 2005 b) (Schilliger, 2007 a) L’identification « au moyen d’un transpondeur* à micropuce électronique inaltérable (conforme à la norme ISO 11784) portant un numéro spécifique (….) ou par tout autre moyen approprié » est obligatoire pour : - l’obtention du permis d’importation de spécimens appartenant à l’annexe A dans le cadre d’une opération de reproduction en captivité. - tous les reptiles de l’annexe I ou A (depuis le 30 août 2001, l’article 34.1 du règlement européen (CE) n°1808/2001), - toutes les tortues des genres Testudo (classés en annexe A du règlement communautaire CE338/97) et Astrochelys maintenues en captivité dans les élevages d’agrément, - tous les reptiles de l’annexe 2 hébergés actuellement par les capacitaires dans les établissements de vente, d’élevage et de présentation au public (arrêté du 30 août 2004), 23 - tous les reptiles listés en annexe 2 ne faisant pas partie des espèces dites « dangereuses » ou des espèces classées en Annexe A du règlement CE 338/97 (trachémydes à tempes rouges dites « tortues de Floride », « fouette-queues » d’Afrique du Nord) présents, dans la limite de 6 spécimens, dans un élevage ayant effectué une demande de dérogation Lorsque le marquage par transpondeur électronique ne peut être pratiqué pour des raisons de taille (tortues juvéniles), l’éleveur devra garantir la traçabilité de ses animaux par un autre procédé (ex : photographies du plastron *). 1.2.1.3. L’identification en pratique (Schilliger, 2006 a) (Schilliger, 2005 b) L’identification des reptiles s’effectue par implantation du transpondeur (puce électronique) sous la peau ou dans le muscle de l’animal. Ce procédé, en plus de répondre aux obligations légales, garantit l’unicité de chaque reptile pucé. • Chez les tortues de petite taille, l’implant du transpondeur se pratique par voie sous-cutanée, en regard de la cuisse gauche ou, chez les animaux dont la peau est trop fine, en intramusculaire dans le muscle quadriceps fémoral de la cuisse gauche, ou, le cas échéant, par voie intracoelomique, chez les très petites espèces. Chez les tortues de moyenne et de grande taille, il s’effectue par voie intramusculaire ou en sous-cutané selon la taille, au niveau du muscle quadriceps fémoral de la cuisse gauche ou face latérale gauche de la queue. • Chez les serpents, le marquage, par voie sous-cutanée ou intra-musculaire, est recommandé dans le dernier tiers du corps, sur le côté gauche. • Chez les lézards, l’identification a lieu en sous-cutané, au niveau de la face latérale de l’encolure ou dans la région du muscle quadriceps fémoral, sur le Photo 1 : exemple de transpondeur et d’implanteur (Photo Schilliger) côté gauche. Pour les lézards de petite taille, l’implantation peut se pratiquer en intra-coelomique, sur le côté gauche de la face ventrale de l’animal, à une certaine distance du plan médian afin d’éviter de ponctionner la veine abdominale ventrale. 24 • Chez les crocodiliens, le marquage s’effectue par voie sous-cutanée, sur la face latérale gauche de la queue. Les trois premiers chiffres du code détermine le pays d’origine (ex : 250 pour la France), les deux suivants indiquent le code de l’espèce (ex : 26 pour les carnivores domestiques : chiens, chats, furets, et 19 à 22 pour les animaux non domestiques), les deux chiffres suivants correspondent au code fabricant (96 pour Virbac, 98 pour Mérial). Les huit derniers chiffres son le code unique de l’animal. Ce système permet ainsi plus de 275 milliards de combinaisons. Les textes complets concernant la réglementation sont disponibles sur simple demande auprès de la Direction Départementale de la Protection des Populations (DDPP). 1.3. Les reptiles rencontrés en clientèle vétérinaire (Schilliger, 2004 a) (Braun, 2004) En raison de la très grande diversité de la classe des reptiles, seules les espèces les plus fréquemment rencontrées lors de consultations vétérinaires seront ici, décrites. On exclura donc de cette étude les serpents venimeux tels que : - les cobras du genre Naja : Naja nigricollis, Naja naja …) - les vipères (viperinés constituées de quatre sous-famillesl les vipéridés, les azémiopinés, les causinés et les crotalinés (ou crotales)). La contention des serpents venimeux exige une vigilance extrême. De plus, l’usage de l’anesthésie fixe est déconseillée, car l’évaluation du degré de sédation n’est appréciable qu’en touchant le corps de l’animal qui, même tranquillisé, peut attaquer. De plus, les certificats de capacité obligatoires pour détenir de telles espèces dangereuses, ne sont que très rarement délivrés à des particuliers. Quant aux crocodiles (également dangereux), ils seront décrits que très brièvement, car leur captivité se déroule essentiellement dans des parcs zoologiques ou des centres de reproduction (pour la sauvegarde des espèces protégées ou pour l’usage commercial des peaux). La médecine des crocodiliens appartient donc à la médecine de zoo ou à la médecine d'élevage dans le cas de fermes d'élevage de crocodiles. 25 Dans le cas d’espèces « dangereuses », le vétérinaire réfèrera son patient à un confère spécialisé. Concernant les reptiles non dangereux, il est important dans un premier temps pour le vétérinaire de pouvoir reconnaître l’espèce à laquelle il a affaire. Ainsi, lors de la consultation, le risque et les précautions à prendre qui en découlent seront différents, et le vétérinaire devra adapter son examen clinique (à distance et rapproché) à l’espèce présentée. La prise en charge initiale de tout reptile passe par la diagnose précise de l’espèce. Cela permet d’orienter les questions à poser au propriétaire concernant les conditions de maintenance environnementales, l’alimentation de l’animal et l’anamnèse* du cas. En effet, les conditions de captivité et paramètres d’ambiance (terrarium, éclairage, nourriture, etc…) sont d’une extrême importance sur la santé des reptiles en captivité. Bien souvent, en effet, ceux-ci, présentent des affections qu’ils ne déclareraient probavlement pas dans leur biotope naturel. 1.3.1. Les ophidiens 1.3.1.1. Les boïdés (Rival, 1999 a) (Gérard et al., 2001) (Funk, 2006) Les boïdés sont des serpents non venimeux et constricteurs : ils étouffent leur proie en s'enroulant autour. Cette famille est connue surtout par l’existence de certains spécimens « géants », qui peuvent atteindre des tailles très importantes (Boa constrictor : 3 à 5 mètres, Python molurus : jusqu’à 8 mètres) (cf.Photo 3 ; Photo 4). Ce sont des animaux terrestres, arboricoles, aquatiques ou fouisseurs. Leur gueule est grande mais surtout leur mâchoire, qui n’est pas reliée par des os, mais par un ligament élastique. Il peut s'étirer très largement et ainsi permettre le passage de proies volumineuses. Les écailles ventrales sont très larges. On distingue 3 sous-familles : les boïdés (vrais boas) parmi lesquels figurent le boa constricteur (Boa constrictor), l'anaconda (Eunectes sp.) (cf. Photo 5); les pythoninés au nombre desquels figure le python royal (Python regius) (cf. Photo 6), l'un des serpents les plus fréquents en terrariophilie. Cette sous-famille comporte huit genres dont Morelia sp. (cf. Photo 7) Calabaria sp. et Aspidites sp. les érycinés (boas des sables), qui comportent quatre genres qui sont : Eryx sp., 26 Gongylophis sp., Charina sp. et Lichanura sp. Les pythons sont ovipares, et possèdent tous une fossette thermosensible (pour la vision infrarouge) à la différence des boas qui sont ovovivipares et chez qui la fossette peut être absente (Gérard et al., 2001). Le python royal est le plus fréquemment rencontré en clientèle. Son caractère docile et sa petite taille (1,20 m à 1,50 m) en font un reptile très recherché des terrariophiles. Le boa constrictor peut être parfois être agressif. Sa morsure est douloureuse. Quant au python molure, c’est un serpent dangereux par sa taille et son agressivité. Il frappe violemment avec sa tête et ses morsures sont graves. Important Lors de la contention d’un serpent, il est indispensable de soutenir le corps pour éviter des lésions cervicales. De plus, pour les grands spécimens, il conviendra de toujours répartir une personne par « mètre de reptile ». La présence de plusieurs aides est indispensable surtout face à des animaux dangereux (cf. Photo 2). Photo 2 : contention d’un serpent non venimeux de plus de 1 m (Python molurus bivittatus) (photo Schilliger, 2004 a) 27 Ophidiens : les boïdés (en images) Photo 3: Boa constrictor. (photo site La ferme tropicale ) Photo 4 : Python molurus ( source : Braun, 2004) Photo 5 : anaconda (eunectes murinus) (photo site La ferme tropicale) 28 Photo 6 : python royal (Python regius) (source : Braun, 2004) Photo 7 : Morelia viridis (source: Braun, 2004) 29 1.3.1.2. Les colubridés (Gattolin, 1999) (Funk, 2006) Tous les serpents de la famille des colubridés, nord-américains ou asiatiques, sont des serpents aglyphes *. Ils ne sont donc pas venimeux. Leur morsure est donc inoffensive même si le risque septique est à prendre en compte. Les Colubridés nord-américains tiennent une place importante en terrariophilie. Tout d’abord, de par leur longueur assez modeste, qui est en moyenne de 1,5 mètres, ils sont donc, « faciles » à loger ! Ensuite leur caractère docile (pour les plus courants en tout cas) et leur aptitude à se reproduire en captivité sont des atouts supplémentaires. Enfin, nombres d’espèces sélectionnées par les éleveurs ont vu apparaître des mutations qui leur donnent des couleurs attrayantes. Cette famille comprend plusieurs genres (Elaphe, Lampropeltis, Pituophis, Thamnophis, Nerodia et Dinodon). Les espèces les plus rencontrées en terrariophilie sont les serpents des blés ou couleuvre à gouttelettes (Elaphe guttata), les serpents rois de Californie et de Floride (Lampropeltis getulus californiae et floridana) (cf. Photo 8), et les nombreuses espèces de serpents faux-corail (Lampropeltis triangulum ssp.) (cf.Photo 9). Les couleuvres asiatiques (Dinodon rufozonatum, Elaphe taeniura et Elaphe oxycephala) sont plus rares. En effet, leur reproduction en captivité est plus difficile, s’ajoute à cela, le fait qu’elles ont un caractère beaucoup plus « ombrageux » que les précédents. Ophidiens : les colubridés (en images) Photo 9 : serpent faux-corail (Lampropeltis triangulum sinaloa)) (photo site La ferme tropicale) Photo 8 : serpent roi de Californie (Lampropeltis getulus californiae) (photo site La ferme tropicale) 30 1.3.2. Les sauriens (Vienet, 1999) (Braun, 2004) Les lézards appartiennent à sous-ordre très diversifié, de par leur apparence et leurs besoins. Ils comptent plus de 3500 espèces, le plus souvent insectivores, mais certaines pourront être carnivores ou herbivores. Ils sont regroupés en fonction de leurs caractéristiques morphologiques. 1.3.2.1. Les iguanidés (Vienet, 1999) (Millefanti, 2003) (Braun, 2004) (Barten, 2006) Les Iguanidés ne sont présents que dans le Nouveau Monde et à Madagascar. Ils Photo 10: tête d’un iguane vert (Iguana iguana) (Source : Braun, 2004) comptent 650 espèces réparties en 55 genres. Les caractéristiques morphologiques externes sont variables. L'iguane vert (Iguana iguana) (cf.Photo 10) a longtemps été considéré et conseillé comme un reptile de compagnie plutôt « facile ». Cependant cet animal peut atteindre 10 kg et mesurer jusqu'à 1,80 m. Les 2/3 de sa longueur peuvent correspondre à sa queue, caractéristique des lézards arboricoles, dont l’alimentation est exclusivement végétarienne. Sous la mâchoire inférieure, l’iguane est pourvu d’un fanon très développé chez les mâles (généralement après l’âge de 3 ans). Ces derniers présentent une crête proéminente, qui s’étend sur toute la longueur du dos, de la nuque à la queue. La puissance potentielle d’un spécimen adulte constitue un réel danger en raison de ses dents, de ses griffes et plus particulièrement de sa queue, qu’il actionne comme un véritable fouet, d’ou une contention adaptée (cf. Figure 1). Ces animaux sont d’autant plus réactifs qu’ils se sentent acculés. Lors de la saison de reproduction, ils sont très vigoureux pour chasser tout intrus de leur territoire. 31 Figure 1: contention et manipulation d’un jeune iguane (a) et d’un iguane adulte (b) (Source : Vienet, 1999) Les basilics, appartiennent au genre Basiliscus. Ils deviennent de plus en plus fréquents en terrariophilie car ils sont faciles à reproduire en captivité. Le plus populaire est le basilic vert, Basiliscus plumifrons (cf. Photo 11). Photo 11 : basilic vert (Basiliscus plumifrons ) (source : Braun 2004) 32 1.3.2.2. Les caméléons (Schilliger, 1999 a) (Alderton, 2002) (Barten, 2006) Le caméléon est un animal fascinant de par ses colorations changeantes, ses yeux ronds (paupières soudées) et son agilité à la chasse. Il existe plus de 80 espèces de caméléons qui sont réparties en trois groupes : les caméléons « vrais ». (genre Chamaeleo) (cf.Photo 12), - les caméléons nains, (genre Bradypodion), - et les caméléons terrestres (genres Brookesia et Rampholeon). Les caméléons sont insectivores (repas de criquets (Locusta migratoria ou Schistocerca gregaria), de grillons (Achetae domestiqua) ou de sauterelles (Anacridium aegptium), ..) et phytophages pour certains (plantes de type Phyllodendron, Ficus,..). Les caméléons ont la tête et le corps comprimés latéro-latéralement. Le cou n'est pas dessiné, ce qui lui donne l’air d’avoir « la tête dans les épaules » (cf. Photo 12, Photo 14). La tête est souvent pourvue de cornes (caméléon de Jackson : Chamaeleo jacksonii willegensis) (cf. Photo 13), d’épines ou de crêtes ayant un effet dissuasif visà vis des prédateurs. Le caméléon le plus fréquent en terrariophilie est le caméléon du Yémen (Chamaeleo calyptratus) (cf. Photo 12), en raison de sa relative robustesse et de sa facilité de reproduction en captivité. Il est pourvu d’un casque aux multiples fonctions. Ainsi, en plus de servir de réserve de graisse, il joue un rôle de « gouttière » pour collecter l’eau de pluie et la faire ruisseler jusqu’aux lèvres… Photo 12: caméléon « casqué » du Yemen (Chamaeleo calyptratus), (Arabie saoudite) (source: Braun, 2004) (d’ou l’importance des pulvérisations hebdomadaires en captivité, d’autant plus utiles pour cet animal qui « rechigne » à boire dans une écuelle !..) La langue préhensible du caméléon, est son principal outil de chasse. Elle peut mesurer jusqu’à 2,5 fois la longueur du corps. Elle est projetée en avant lors de la chasse et est enduite d’un mucus adhésif (Schilliger, 1999 a). 33 Les membres sont souvent longs et grêles, et forment à leurs extrémités des pinces munies de petites griffes, adaptées à la locomotion sur les branches d’arbres. Les membres antérieurs et postérieurs de ces sauriens sont généralement dotés de cinq doigts, mais ils peuvent se prolonger par des pinces, issues de la fusion de deux et trois doigts. Les phalanges sont jointes en deux groupes et opposées (soit : sur les membres antérieurs : 3 doigts devant, 2 doigts derrière et sur les membres postérieurs : 2 doigts devant, 3 doigts derrière). Ces animaux sont ainsi appelés « zygodactyles* ». La queue enroulée, fine et préhensile chez la plupart des espèces, leurs permet de s’agripper aux branches (Alderton, 2002). Photo 13: caméléon de Jackson (Chamaeleo jacksonii willegensis) (Kenya) (source: Braun, 2004) Photo 14: caméléon Panthère (Furcifer pardalis) (Madagascar) (photo site La ferme tropicale) 34 1.3.2.3. Les agames (Schilliger, 1999 b) (Braun, 2004) (Barten, 2006) Les agamidés (ou dragons) comprennent 300 espèces réparties en 53 genres (dont le genre Photo 15: agame barbu d’Australie (Pogona vitticeps) (source: Braun, 2004) pogona). Les pogonas, de par leur tempérament docile et leur taille réduite (50 à 80 cm maximum), sont d’excellents animaux de terrarium. Ainsi, leur contention est aisée, et ne nécessite aucune précaution particulière, à la différence des agames aquatiques dont la contention est similaire à celle de l’iguane vert (risque de griffures, morsures, coup de queue). Morphologiquement, les agames présentent une grosse tête, un corps cylindrique comprimé latéralement ou verticalement. La queue est longue et peu fragile. Chez de nombreuses espèces, on observe un dimorphisme sexuel permettant de différencier mâles et femelles : - l'ornementation de la tête, - et le dichromatisme, - la présence de pores fémoraux. La majorité d’entre eux a un mode de vie diurne, et une alimentation insectivore ou herbivore. Ils peuvent vivre environ une dizaine d’années. Les agamidés sont souvent rencontrés en clientèle du fait de leur docilité et de la facilité des contacts entre l'animal et le propriétaire. Les plus communs sont : l’agame barbu d'Australie (Pogona vitticeps) (cf. Photo 15) et le fouette queue (Uromastyx acanthinurus) (cf. Photo 17), le dragon d'eau asiatique (Physignatus cocincinus) (cf.Photo 16) et le dragon australien (Physignatus lesueri). 35 Photo 16: dragon d'eau asiatique (Physignatus cocincinus) (source: Braun, 2004) Photo 17: fouette-queue (Uromastyx acanthinurus) (photo site La ferme tropicale) 1.3.2.4. Les geckos (Firmin, 1999 a) (Barten, 2006) La famille des geckonidés comprend plus de 80 genres et plus de 800 espèces. Certaines espèces de geckos originaires d’Afrique de Nord ou d’Asie, sont les seuls lézards à posséder des cordes vocales. Ils sont donc, capables de vocalises dissuasives lors d’agression et utiles lors la parade amoureuse pour séduire le femelle. Les sons qu’ils émettent, sont composés de 2 syllabes, et ressemblent beaucoup à des aboiements : « Ge-Ko », ou encore « To-Kay »,.. d’ou leur nom (gecko tokay d’Asie, Gecko gecko) (cf. Photo 18). Ces animaux ont des membres très développés qui présentent sous leurs 5 doigts, une multitude de lamelle adhésives (improprement appelées « organes à ventouses »), constituées de poils agglomérés et de petites griffes. Dans cette famille, on retrouve les « tarentules », geckos du sud de la France ou des pays méditerranéens. Leur tête est relativement grande, aplatie et triangulaire. Leurs yeux sont gros et le plus souvent recouverts d'une paupière transparente fixe. La gueule est grande, la dentition pleurodonte*. La langue est charnue, légèrement échancrée vers l'avant. Leur régime est insectivore et parfois carnivore. Leur mode de vie est crépusculaire ou nocturne pour la grande majorité, bien qu’ils apprécient la proximité des sources de lumière pour la pléthore d’insectes qui y foisonne !... 36 La queue de forme variable (plate ou ronde, allongée ou courte) est fragile et rarement préhensile. L'autotomie* de la queue est fréquente par réflexe ou suite à un traumatisme. Du fait de cette fragilité, il faudra donc, limiter leur manipulation, d’autant qu’ils sont inoffensifs, mais mordent facilement. Photo 18 : gecko tokay (Gecko gecko) (photo site La ferme tropicale) Les espèces les plus communes sont : - le gecko tokay (Gecko gecko), - le gecko diurne commun de Madagascar (Phelsuma madagascarensis) (cf. Photo 19), le gecko léopard (Eublepharis macularius) (cf. Photo 20). Photo 19 : gecko de Madagascar (Phelsuma madagascarensis) (photo site La ferme tropicale) 37 Photo 20 : gecko léopard (Eublepharis macularius) (source : Braun, 2004) 1.3.2.5. Les varanidés (Firmin, 1999 b) (Barten, 2006) Il existe une trentaine d'espèces de varanidés, regroupées en un seul genre. La morphologie de leur corps est très caractéristique, avec une tête longue et étroite, un cou long et très mobile (Firmin, 1999 b). Ils partagent beaucoup de similitudes avec les serpents, ainsi, leur gueule peut se dilater de façon importante pour laisser passer de grosses proies. Le régime des varans est carnivore. Leurs dents très coupantes et inclinées vers l’arrière n’ont aucun rôle de mastication, puisqu’ils ne mâchent pas, mais avalent leurs proies comme les serpents ( !)… Plus il est gros, plus le varan s’attaque à de grandes proies. Certaines espèces, comme le dragon de Komodo, (Varanus komodoensis) peuvent ingurgiter, tel un crocodile (!) des antilopes ou des porcs. D’autres comme le varan malais (Varanus salvator) (cf.Photo 22), sont capables de plonger pour attraper des poissons, batraciens ou tortues. Comme les serpents, leur langue est bifide, et ils possèdent un organe de Jacobson. Tout comme le serpent, le varan mâle possède des hémipénis. Le dimorphisme sexuel n’est pas important, seule l’introduction d’une sonde de sexage en arrière du cloaque, ou une radiographie permettent de déterminer le sexe. Les varans ont des tailles très variables -, allant d’une vingtaine de centimes à 3,5 mètres (pour la varan de Komodo). On peut rencontrer en clientèle des varans du Nil (Varanus niloticus) (cf. Photo 23), des varans de Malaisie (Varanus salvator) des varans crocodiles (Varanus salvadorii), mais l’espèce la plus communément détenue en terrarium, pour sa petite taille et son caractère relativement docile, est le varan des savanes (Varanus exanthematicus) (cf.Photo 21). 38 Sauriens : les varans (en images) Photo 21: varan des savanes (Varanus exanthematicus), (photo site La ferme tropicale) Photo 22: varans de Malaisie (Varanus salvator) (photo site La ferme tropicale) Photo 23: partie antérieure d’un varan du Nil (Varanus niloticus) (source : Braun, 2004) 39 1.3.2.6. Les scinques (Mattison, 1987) (Braun, 2004) (Barten, 2006) La famille des Scincidés comprend plus de 1200 espèces regroupées en 85 genres. Cette famille se caractérise par son extrême petite taille : une trentaine de centimètres en moyenne, le maximum pouvant être atteint par le scinque à langue bleue (appelé scinque géant), avec une longueur de 60 cm. Le corps est de forme variable, en général allongée et légèrement aplatie, et de couleur brune pour la plupart. La tête est petite, plate et pointue. Les pattes sont courtes et parfois absentes (apodes *). Les écailles évasées sont lisses et luisantes. Certains ont des écailles rugueuses comme le scinque « pomme de pin » (Tiliqua rugosa) (cf. Photo 24). La langue est large, courte, plate et charnue. Elle peut être squameuse ou cannelée, à l'extrémité légèrement échancrée. Ces espèces sont ovipares, et présentent peu de dimorphisme sexuel (mâle plus trapu) (Mattison, 1987). Ils sont faciles à maintenir en captivité. L'espèce la plus fréquente est le scinque à langue bleue (Tiliqua gigas gigas) (cf. Photo 25). Photo 24: tête de scinque « pomme de pin » (Tiliqua rugosa). (source: Braun, 2004) Photo 25 : scinque (géant) à langue bleue (Tiliqua gigas gigas) (photo site La ferme tropicale) 40 1.3.3. Les chéloniens 1.3.3.1. La tortue de Floride (Cavignaux, 1999) (Boyer and Boyer, 2006) La tortue de Floride appelée trachémydes à tempes rouges (Trachemys scripta elegans) (cf. Photo 26) est une tortue aquatique. Elle possède une carapace verte à marron. Le plastron est jaune, maculé de tâches ou d'ocelles* sur chaque écaille. L'épiderme est vert strié de lignes jaunes. Il existe de nombreuses sous-espèces aux colorations différentes (Cavignaux, 1999). Elle se reconnaît à ses tempes rouges, ce qui lui vaut son autre nom de tortue à « tempes rouges ». Les adultes sont omnivores, charognards ou végétariens. Ils peuvent atteindre une taille de 30 centimètres et peser jusqu’à 4 kilogrammes. Les mâles sont plus petits que les femelles ce qui est plutôt inhabituel chez les reptiles. Ils possèdent de longues griffes antérieures qu’ils font vibrer sur la face de la femelle lors du rituel de reproduction. Ces Trachemys se développent très bien en captivité. Dans les années 70 et 80, elles étaient d’ailleurs très « à la Photo 26 : tête d’une tortue de Floride (Trachemys scripta elegans). Noter les tempes rouges. (source : Braun, 2004) mode », et ont été largement importées d’Amérique pour être commercialisées par de nombreuses animaleries d’Europe. Beaucoup de propriétaires « craquaient » sur cette petite bête juvénile de quelques centimètres et quelques grammes, aux couleurs attrayantes…. mais c’était sans penser à l’animal devenir, encombrant pouvant qu’elle allait atteindre pour certaines 30 cm et jusqu’à 4 kilogrammes, et sans compter sur leur longévité de plus de 40 ans. Elles ont ainsi été largement relâchées dans l'environnement. Paradoxalement, ces tortues de Floride, s’acclimatent très bien aux hivers européens, et se multiplient au détriment des tortues autochtones : cistudes (Emys orbiculari) et émydes (Emys), beaucoup moins agressives. Tout ceci a entraîné, en 1997, l’interdiction de leur importation en Europe. 41 En août 2006, le jardin zoologique du Parc de la Tête d’Or à Lyon a ouvert un centre de récupération de tortue de Floride. Les propriétaires sont invités à déposer leurs animaux, dans le but de réduire les nuisances écologiques créées par leur abandon. 1.3.3.2. Les tortues terrestres méditerranéennes (Schilliger, 2007 a) (Braun, 2004) (Schilliger, 2004 b) (Boyer and Boyer, 2006) (Rival, 1999 c) Elles appartiennent au genre Testudo et comptent 260 espèces. Trois espèces sont relativement fréquentes en consultation : - la tortue d'Hermann (Testudo hermanni), - la tortue grecque (Testudo graeca) et - la tortue bordée (Testudo marginata). Ces tortues ont été largement importées dans les années 70, et commercialisées comme animal de compagnie Photo 27: tortue d'Hermann (Testudo hermanni), (source: Braun, 2004) sous l’appellation populaire de « tortue de jardin ». Elles sont maintenant protégées par la législation française. la tortue d'Hermann (Testudo hermanni), La tortue d’Hermann (Testudo hermanni), (cf. Photo 27) vit à l’état sauvage dans le maquis du sud de la France métropolitaine et en Corse. Elle appartient ainsi, à l’herpétofaune française, et à ce titre est donc protégée par la loi française du 10 juillet 1976. Sa détention est donc autorisée depuis le 14 septembre 2006 dans certaines conditions (en captivité, de deuxième génération dans une ferme d’élevage agréée par la CITES). Elle est herbivore, mais se nourrit parfois de limaces, escargots ou vers de terre. Elles mesure 15 à 30 cm et possède une dossière * bombée, ocre à marques noires (Rival, 1999 c). Elle présente : - un éperon corné (sorte de griffe) au bout de la queue, - une écaille supra-caudale divisée en deux, et elle n’a pas d’ergots derrière les cuisses. Ces trois caractéristiques permettent d’ailleurs de la différencier de la tortue Grecque (cf. Tableau 3) 42 Les tortues d’Hermann ne sont pas très exigeantes. Elles ont besoin d’un jardin ensoleillé, d’une cachette (buisson) pour se mettre à l’ombre, et d’un petit bassin pour se baigner et s’abreuver. la tortue grecque (Testudo graeca) Cette espèce compte 4 sous-espèces : - Testudo graeca graeca (Espagne, Afrique du Nord), - Testudo graeca ibera (Grèce, Moyen-Orient), - Testudo graeca terrestris (Moyen-Orient, Liban, Egypte), - Testudo graeca zarudnyi (Moyen-Orient, Afghanistan). La tortue grecque (Testudo graeca) (cf. Photo 28) vit dans les territoires secs et chauds du pourtour Photo 28: tortue grecque (Testudo graeca) (photo site La ferme tropicale) méditerranéen (Afrique du Nord), en région moins humides que ce que supporte la tortue d’Hermann) d’apparence Etant pour similaire le profane, aux tortues d’Hermann, le législateur les a aussi inscrites comme espèce « française » protégée. Son alimentation et son mode de vie sont sidentiques à ceux de la tortue d’Hermann. Elle se différencie de cette dernière par la présence d’un tubercule corné sur la cuisse, et l’absence d’éperon à l’extrémité de sa queue (cf.Tableau 3 et Photo 29). Photo 29 : critères de différenciation entre tortue d'Hermann (Testudo hermanni), et tortue Grecque (Testudo graeca) (Photo Schilliger, 2007 a) 43 Tableau 3: critères de différenciation entre tortue d'Hermann (Testudo hermanni), et tortue Grecque (Testudo graeca) (extrait d’après Schilliger, 2007 a). TORTUE D’HERMANN TORTUES « GRECQUES » Divisée en 2 1 seule pièce Absents Présents Présente Absente Dossière Aplatie Bombée (en forme de dôme) Lobe postérieur du Rigide, Articulé, Légèrement mobile chez Bien mobile chez mâles et femelles adultes femelles Etroites, Larges Ecaille supra caudale Ergots face postérieure des cuisses Griffe kératinisée à l’extrémité de la queue plastron Ecailles vertébrales aussi longues que larges Ces tortues terrestres méditerranéennes, sont les seules susceptibles d’hiberner naturellement, d’octobre à mars, dans nos jardins en France. L’hibernation* est un état de « sommeil profond » au cours duquel l’animal abaisse sa température corporelle. Il y a un ralentissement du métabolisme, ce qui lui permet de lutter contre les conditions environnementales hostiles. En s’enterrant dans le sol pendant les mois les plus froids, l’animal résiste au gel qui lui serait fatal. Ne pas confondre HIVERNER * et HIBERNER * !!.. Un animal qui hiBerne a sa température corporelle qui diminue (cas des chéloniens, des sciuridés tels que les marmottes, ou des chiroptères,…). Un animal qui hiVerne ne voit pas sa température corporelle diminuer (cas des ursidés, ou sciuridés tels que les écureuils, …). 44 la tortue marginée (Testudo marginata) Elle se distingue de la tortue grecque par sa robe spécifique à triangles noirs. Elle se caractérise des autres espèces par sa carapace (cf. Photo 30). En effet, la dossière * forme une jupe allongée à l’arrière et resserrée latéralement. Ce Photo 30: tortue marginée (Testudo marginata) (photo site La ferme tropicale) « volant » autour d’elle, rend en général, les accouplements très acrobatiques. Le mâle se voit obligé de se dresser verticalement à l’arrière de la femelle. La contention de ces espèces ne présente pas de difficultés particulières. La carapace est saisie latéralement à 2 mains. Au cours de l’examen clinique, la tête est isolée et immobilisée entre index et majeur (cf. Photo 31). Pour les tortues plus « timides », la tête est extériorisée en inclinant l’animal vers le bas, en poussant sur les membres postérieurs. Photo 31 : extériorisation de la tête d’une tortue lors de l’examen clinique (photo Schilliger, 2004 a) 45 1.3.3.3. Les tortues exotiques (Rival, 1999 d) (Boyer and Boyer, 2006) La popularisation des tortues terrestres méditerranéennes (précédemment décrites) a conduit au développement de nombreuses espèces exotiques comme animal de compagnie : aquatiques ou terrestres (cf..Tableau 4 et Tableau 5). Les terrestres sont phytophages et les aquatiques sont carnivores (têtards, grenouilles, poissons..) ou charognardes, plus rarement herbivores (algues). La contention des espèces terrestres ne pose pas de problème particulier. Important Attention, toutefois de ne pas laisser le doigt entre le plastron et la dossière des espèces « boites » (cf. Photo 33). En ce qui concerne les espèces aquatiques, leur rapidité et leur bec crochu les rendent plus difficiles à manipuler. Les tortues à carapace molle seront tenues par l’arrière, à l’aide d’un linge pour leur éviter de les blesser. Important Attention aux tortues hargneuses ou tortues alligator, plus dangereuses, qui seront maintenues avec des gants par la base de la queue ou l’arrière de la dossière (toujours avec un linge) 46 Tableau 4 : différentes espèces de tortues exotiques aquatiques Nom commun Nom scientifique particularités Tortue boîte à bords Cuora flavomarginata petite taille = 17 cm, jaunes (cf. Photo 33). plastron articulé, omnivore à dominance frugivore) Tortue à long cou Chelodina longicollis (cf.Photo 32). pleurodie (repli son cou dans le plan horizontal), 25 cm, iris blanc, carnivore Tortue alligator Macroclemys temminckii (cf.Photo 35). grande taille (< 100 kg), agressive, bec crochu, carnivore, piscivore Tortue épineuse Heosemys spinosa # 30 cm, dossière a bords épineux, omnivore à dominance herbivore Tortue à grosse tête Platysternon megacephalum (cf.Photo 34). petite taille (18 cm), queue longue, grosse tête, carnivore 47 Quelques tortues exotiques aquatiques (en images) Photo 32 : tortue à long cou (Chelodina longicollis) (photo Rival, 1999 d) Photo 33 : tortue Boite (Cuora flavomarginata) (photo site La ferme tropicale) Photo 34 : tortue à grosse tête (Platysternon megacephalum) (photo Rival, 1999 d) Photo 35 : tête de tortue alligator (Macroclemys temminckii) (photo site La ferme tropicale) 48 Tableau 5 : différentes espèces de tortues exotiques terrestres Nom commun Nom scientifique particularités Tortue léopard Geochelone grande taille, (<50 kg), (cf.Photo 37). pardalis végétarienne Tortue élégante Geochelone taille moyenne, (cf.Photo 38). elegans carapace à graphisme radié jaune et noir, herbivore Tortue à dos articulé Kinixys belliana des savanes 23 cm, articulation sur la dossière, omnivore Tortue sillonnée Geochelone sulcata (cf.Photo 36). grande taille (<100 kg), ergots cornés aux pattes, végétarienne Tortue rayonnée de Astrochelys radiata Madagascar taille moyenne (14 kg), dossière très bombée, graphisme dossière radié, végétarienne Tortue boîte Terrapene carolina américaine 20 cm, plastron articulé, amphibie, omnivore 49 Quelques tortues exotiques terrestres (en images) Photo 36 : tortue sillonnée de 45 cm de long (Geochelone sulcata) (photo site La ferme tropicale) Photo 37 : tortue Léopard (Geochelone pardalis) (photo site La ferme tropicale) Photo 38 : tortue élégante (Geochelone elegans) (photo site La ferme tropicale) 50 1.3.4. Les crocodiliens (Daniel, 1992) (Lane, 2006) L’ordre des crocodiliens comporte les plus grands reptiles vivants. C’est un groupe d’apparence très homogène qui ne varie que par des caractéristiques morphologiques mineures. Les différences se situent au niveau des os du crâne (mâchoire essentiellement) (Figure 2), et au niveau de la plaque nuchale (disposition des écailles cornées) (Figure 3) Figure 2: forme du crâne des 3 lignées de crocodiles (source : Saunier, 1989) Ce sont des animaux essentiellement aquatiques pourvus de doigts palmés, d’une queue puissante et aplatie latéralement servant ainsi de gouvernail et de propulseur. Leurs membres sont peu développés, mais malgré cette morphologie « massive », les crocodiles et les alligators sont tout à fait capables de se déplacer avec une rapidité surprenante sur la terre ferme. 51 Ces espèces sont ovipares. Les narines, les oreilles et les yeux sont localisés en partie supérieure de la tête, pour pouvoir les laisser affleurer lors des immersions prolongées. Figure 3 : écailles nuchales de différentes espèces de crocodiliens (Source : Collin, 1990) 52 2. Rappels de physiologie: particularités des reptiles 2.1. Hétérothermie des reptiles (Huynh, 2008) (Jacobson, 2007) (O’Malley, 2005) (Mac Arthur et al., 2004) (Schilliger, 2004 a) (Stein ,1996) Les reptiles, à la différence des mammifères (endothermes * et homéothermes), sont incapables de maintenir leur température interne constante. Ces animaux dits « à sang froid » sont poïkilothermes* et ectothermes*. Il serait plus précis de les appeler animaux à « température variable ». Ces hétérothermes* ne possèdent pas de moyens de thermorégulation interne. Les reptiles gardent une certaine température corporelle par le biais de leur comportement. D’où l’importance pour eux de s’exposer à une source de chaleur environnementale de manière à augmenter leur métabolisme : - cela stimule leur dynamisme et leur appétit, ravive les teintes de leur livrée, accélère leur digestion et leur circulation sanguine, active leurs défenses immunitaires (cellulaire et humorale) et favorise les processus de cicatrisation. Bref, une source de chaleur constitue un véritable "carburant", une source d'énergie vitale, pour les reptiles. Ainsi, ces animaux héliothermes*, peuvent chercher à augmenter leur température corporelle, par des expositions au soleil, lorsqu’il sont affaiblis (blessés, malades), ou gravides, ou en phase de digestion. Chaque espèce de reptile possède ses propres exigences thermiques diurne et nocturne, selon son origine géographique et son biotope (cf. Annexe 13 et Annexe 14: zones de températures Optimales pour quelques espèces de reptiles). Son organisme fonctionne ainsi de manière optimale, s'il est placé dans un intervalle de températures données. La gamme de températures optimales permettant à l’organisme de fonctionner convenablement est appelée : Température Moyenne Préférentielle (T.M.P) ou Zone de Températures Optimales d’activité Physiologique (Z.T.O.P) ou encore Zone de Neutralité Thermique (Z.N.T) (cf. Figure 4). Si la température descend en deçà de la TMP, l’animal sera incapable de digérer ou de se défendre contre des maladies. Ainsi, en raison de leur ecthothermie, les reptiles sont incapables de présenter d’hyperthermie en cas d’inflammation. Certains, lors d’infections bactériennes ont 53 tendance à rechercher des sources de chaleur dans le but de stimuler leurs défenses immunitaires. A l’inverse, une température trop basse, pourra plonger l’animal dans un état de léthargie, empêchant tout mouvement. Il s’agit là d’une sorte de torpeur végétative que l’on retrouve lors de l’hibernation. Cette température basse à l’origine de cette « narcose froide » est appelé Température Minimale Critique (TMC). Figure 4 : activité métabolique des reptiles (en %) en fonction de la température ambiante (extrait de Schilliger, 2004 a) Malgré l’absence de thermorégulation métabolique interne, quelques mécanismes anatomo-physiologiques sont présents chez la plupart des reptiles : - des thermorécepteurs cutanés régulent la fréquence cardiaque (une diminution de la fréquence cardiaque limite les pertes de chaleur). - la lutte contre la chaleur peut être facilitée par un système de shunt intracardiaque (gauche-droite) qui court-circuite la circulation pulmonaire et favorise la circulation générale. - la polypnée permet d'augmenter les pertes de chaleur au niveau des surfaces pulmonaires (augmentation de la fréquence respiratoire (FR) lors de fortes chaleurs). - à l’inverse, le shunt de la circulation pulmonaire va réchauffer l'ensemble du corps via la circulation systémique et éviter le refroidissement du sang au 54 - de même, une vasodilatation périphérique permet à l’animal de réchauffer plus rapidement l’ensemble de son corps. Cette vasodilatation chez certaines grandes espèces à forte inertie thermique (les boïdés, les crocodiles et les tortues géantes), s’opére par territoires afin de privilégier le réchauffement de certaines parties du corps (il s’agit là, d’hétérothermie régionale). - enfin, la couleur de la peau influence l’absorption de chaleur : les couleurs sombres, obtenues par l’agrégation de pigments de mélanine dans les mélanophores du tégument, ont la faculté d’absorber les radiations solaires d’ondes courtes (infrarouges). 2.2. La respiration des reptiles (Mader, 2006 b) (Schilliger, 2004 a) (Firmin, 1999 c) (Schilliger, 2007 b) Les reptiles, de façon plus ou moins marquée selon les espèces, ont la particularité de pouvoir résister à l'anaérobiose. Cette capacité est particulièrement utile et développée chez les espèces dulçaquicoles * ou marines au cours de leurs plongées subaquatiques, mais aussi chez les espèces terrestres après une activité physique intense ou pendant l'hibernation. Cette respiration en « anaérobiose » est réalisable, grâce à plusieurs spécificités anatomo-physiologiques : - la lenteur de leur métabolisme basal permet aux reptiles de respirer moins fréquemment que les mammifères. Les espèces terrestres ont de manière générale, une fréquence respiratoire plus élevée que les espèces aquatiques (capables d’apnées particulièrement longues). A titre indicatif, chez la tortue, la fréquence respiratoire est de 3,7 mouvements par minute et de l’ordre de 2 à 3 mouvements par minute chez les gros serpents. Les petites espèces de reptiles ont des fréquences respiratoires d’environ 6 à 10 mouvements par minute. - la capacité d'extraction du dioxygène à partir de l'air inhalé est très développée chez tous les reptiles (surtout chez les tortues aquatiques). Ainsi, la consommation horaire en dioxygène est 300 à 400 fois plus faible que chez l’homme. - certaines tortues sont dotées de surfaces d'échanges gazeux extrapulmonaires, telles que la peau perméable au dioxygène, la muqueuse pharyngée ou 55 la muqueuse cloacale. Cette absorption per-cutanée est conditionnée par la pression partielle en dioxygène du sang. - la capacité à activer, en cas d’apnée, un "shunt intra-cardiaque droitegauche", permet d’assurer la perfusion sanguine des organes vitaux. Ainsi, en cas d'hypoxie, une moindre quantité de sang oxygéné est alors acheminée vers le cœur puis vers les deux arcs aortiques. Le sang veineux systémique issu de l'atrium droit est, du fait de l'augmentation de pression dans la petite circulation (pulmonaire), orienté préférentiellement vers les deux arcs aortiques au lieu de s'engouffrer dans le tronc artériel pulmonaire. La circulation pulmonaire est court-circuitée pour favoriser un circuit « systémique ». - les reptiles sont capables de supporter de fortes concentrations sanguines d'acide lactique provoquées par l’anaérobiose (lors hibernation). L’acide lactique est stocké dans les muscles, puis redistribué dans le sang en quelques heures à partir du moment où la respiration s'effectue à nouveau normalement. L'acide lactique est ensuite transformé en glucose dans le foie (néoglucogenèse), puis en glycogène dans les muscles. Le déclenchement des mouvements respiratoires est conditionné par plusieurs facteurs : - l'hypercapnie (l'augmentation de la concentration sanguine en dioxyde de carbone), - l'hypoxie (la diminution de la concentration sanguine en dioxygène), - la température corporelle (plus la température augmente, plus les besoins de l'animal en dioxygène augmentent), - le pH sanguin (inversement proportionnel à la température corporelle), - la pression partielle sanguine en dioxygène (ppO2). 3. Spécificités anatomiques des reptiles 3.1. Le tégument (Schilliger, 2004 a) (Mader, 2006 b) (Boyer, 2006) La peau des reptiles est recouverte d’écailles ou de plaques cornées. Il s’agit de formations kératinisées issues de la couche cornée superficielle de l’épiderme, plus ou moins épaisses selon les régions du corps. 56 Les tortues à carapace « molle » (famille des Tryonichidae), à la différence des autres reptiles, sont dépourvues de plaques cornées. Leur corps est recouvert d’une peau épaisse à l’aspect de cuir souple, d’où leur nom. Comme tout tégument, celui des reptiles joue un rôle de protection contre les agressions externes (traumatismes ou agents pathogènes) et contre la déshydratation, grâce aux écailles kératinisées qui le recouvrent. Le tégument a aussi un rôle de transformation de la de la pro-vitamine D 3 (7-déhydrocholestérol) en vitamine D 3 (le cholécalciférol) par photoconversion sous l’action des UVB (290 à 320 nm). Le tégument de ces animaux est classiquement constitué de l’épiderme en superficie, et du derme en profondeur. L’épiderme, dépourvu de glandes sébacées, est une véritable couverture écailleuse constituée de kératine, dont l’épaisseur, la rigidité et l’aspect sont variables sur la surface corporelle. Cette kératine est formée en profondeur par le stratum germinativum (cellules souches qui se renouvellent périodiquement), et en superficie par le stratum corneum (cellules mortes) constitué d’alpha et de béta-kératine. Les casques, les cornes, les crêtes, les griffes et les épines sont des excroissances épidermiques utiles pour intimider et dissuader d’éventuels prédateurs, ou pour marquer le dimorphisme sexuel. Sous l’épiderme, le derme, est composé de tissu conjonctif richement vascularisé et innervé. Il joue un rôle nourricier pour le tégument. Il contient parfois des plaques osseuses métaboliquement actives, appelées ostéodermes *. Les ostéodermes constituent la charpente de la carapace des tortues (dont la dossière fusionne avec les côtes et les vertèbres), ou encore les plaques ostéodermiques de la face dorsale des crocodiliens. Le derme innervé, vascularisé est souvent riche en cellules pigmentaires : les chromatophores. Ils sont présents en quantité abondante chez les espèces capables de changer de couleur de robe (ex : caméléons…) et peuvent parfois être ossifiés. Chez les tortues, la carapace est composée, sur la dossière et le plastron, de grandes écailles kératinisées (épiderme) disposées les unes à côté des autres en quinconce sur les ostéodermes (derme) (cf. Figure 5) 57 Figure 5 : nomenclature des écailles du plastron et de la dossière (d’après Schilliger adapté de Boyer, 2006 in Mader) La peau des reptiles est dénuée de structures glandulaires, ce qui lui confère son aspect particulièrement sec. Seules subsistent des glandes cloacales très malodorantes chez les ophidiens et les crocodiliens. La reconstitution de la peau s’effectue par mue (ou ecdysie *). L’épiderme se renouvelle par sa partie germinative profonde (stratum germinativum) en fabriquant des cellules neuves. L’ancienne génération de cellules mortes superficielles est chassée par une nouvelle génération de cellules épidermiques. L’action combinée d’enzymes lytiques et d’une fine couche de lymphe aux propriétés lubrifiantes, interposée entre ces deux feuillets permet la séparation de la mue. La fréquence des mues dépend de nombreux facteurs : l’espèce, la température ambiante, l’hygrométrie relative, le statut hormonal, l’état de nutrition, l’intégrité cutanée et l’âge. La mue a lieu en totalité et en peu de temps chez les squamates (les lézards et les serpents). Ainsi, chez un serpent en bonne santé, elle s’effectue en une seule pièce, en doigt de gant, lunettes cornéennes comprises. L’espace cornée-lunette des ophidiens devient toujours bleuté ou légèrement opalescent une huitaine de jours 58 avant la mue. Les serpents se débarrassent de leur exuvie * en se frottant contre des supports (branchages, pierres…) et normalement l’épiderme se décolle en premier au niveau des lèvres. Chez les lézards, la mue s’opère toujours par lambeaux en divers endroits du corps. Certains lézards, comme les geckos, muent presque en une seule pièce et ingèrent leur exuvie, riche en protéines (kératine). La totalité du processus de mue dure environ deux semaines chez les squamates. La phase de repos entre deux mues dure de quelques jours à plusieurs mois. Par contre, chez les tortues, elle s’effectue par lambeaux, et elle est plus discrète chez les crocodiliens. La cicatrisation de la peau des reptiles est plus lente que celle des mammifères. Il faut compter environ six semaines, voire plusieurs mois. La durée de cicatrisation est d’autant plus courte que le reptile est placé dans des conditions optimales (température ambiante proche de sa Température Moyenne Préférentielle: 30-32°C pour la majorité des espèces). 3.2. Le squelette (Redrobe, 2002) (Firmin, 1999 c) (Mac Arthur et al., 2004) Par rapport aux mammifères, le squelette des reptiles présente des particularités étonnantes. Ainsi, les reptiles présentent un seul condyle occipital, articulé avec la première vertèbre : l’atlas (Redrobe, 2002). Chez les mammifères, entre chaque vertèbre, se retrouve un disque intervertébral, qui n’existe pas chez les reptiles. Les crocodiliens possèdent de soixante à soixante-dix vertèbres, huit paires de côtes vraies et huit paires de côtes flottantes Quant aux ophidiens, totalement dénués de membres, ils possèdent des centaines de côtes insérées sur les vertèbres, du crâne au cloaque. Certains grands pythons peuvent avoir jusqu’à 400 vertèbres (Firmin, 1999 c). Le squelette appendiculaire des serpents est totalement inexistant en région thoracique, mais subsiste sous une forme vestigiale en région pelvienne, prenant l’aspect de deux petites « griffes » baptisées ergots péricloacaux. Ces ergots, très développés chez les mâles des boïdés, servent à exercer des stimuli tactiles le long du corps de la femelle au cours de la parade nuptiale. Une autre spécificité des ophidiens concerne les os de leur crâne. Ils ne sont pas soudés entre eux, permettant ainsi l’ingestion de proies beaucoup plus volumineuses que leur tête. L’absence de symphyse intermandibulaire et d’articulation entre les mâchoires inférieures et supérieures autorise également un élargissement du volume buccal dans toutes les directions. 59 Quant aux chéloniens, ils sont protégés par une véritable armure osseuse: la carapace, composée de la dossière dorsalement et du plastron ventralement. Cette carapace est constituée d’une cinquantaine de plaques ostéodermiques. Les deux parties de la carapace, le plastron et la dossière, sont reliées entre elles latéralement par des ponts osseux. Les vertèbres et les côtes sont soudées à la face interne de la dossière. 3.3. Particularités musculaires (Redrobe, 2002) (Ackerman, 1998) La musculature des reptiles est, d’un point de vue histologique, similaire à celle des mammifères. Néanmoins, elle s’est développée de façon différente, en relation avec leurs modes de vie. Ainsi, les muscles de la mâchoire, de la locomotion et de la respiration pulmonaire sont plus puissants. Les serpents ont des muscles du tronc très développés leur permettant un déplacement ondulatoire (latéral). Chez les tortues, ce sont les muscles rattachés au cou (et notamment le muscle cervical dorsal) qui sont particulièrement importants, leur assurant une étonnante puissance de rétraction de la tête dans leur carapace. Quant aux crocodiliens, la musculature de leur queue est très puissante, assurant une nage aisée, malgré des membres peu développés par rapport au reste du corps (en particulier les membres antérieurs). Une autre spécificité des reptiles est le réflexe d’autotomie*, c’est-à-dire de caudectomie volontaire en cas de menace par un prédateur ou d’emprise stressante, qui se retrouve chez de nombreux lézards, tels que les iguanidés. Cette rupture brutale de la queue est possible grâce à l’existence de plans de scissures prédéterminés sur toute la longueur de la queue, en aval du cloaque. La position postcloacale, permet de préserver les réserves adipeuses présentes à la base de la queue, ainsi que les organes copulateurs du mâle (enfermés dans les culs-de-sacs hémipéniens). Après autotomie *, la queue néoformée est généralement de couleur plus sombre que l’originale, moins longue et recouverte d’écailles plus petites. Les agames, les caméléons et les varans sont incapables d’autotomie *. 60 3.4. Le appareil sensoriel des reptiles (Ackerman, 1998) (Mac Arthur et al., 2004) Le cerveau des reptiles représente, selon les espèces, de 0,5 à 1 % du poids du corps. Ces animaux sont dits « lissencéphales » : leur cerveau antérieur (le télencéphale) est dépourvu de circonvolutions cérébrales. La moëlle épinière s’étend jusqu’à l’extrémité de la queue ; la « queue de cheval » est donc inexistante. 3.4.1. L’audition Le système auditif des reptiles est très différent d’un ordre à l’autre, et d’une espèce à l’autre. De manière générale, l’audition est très rudimentaire, sauf chez les lézards et les crocodiles. Ainsi, les crocodiliens sont les seuls reptiles dont l’appareil auditif est équipé d’oreilles externes. Elles sont fermées par des petits clapets fibreux lors des plongées sub-aquatiques. Ils possèdent également, comme les tortues et la plupart des lézards, une membrane tympanique. Elle est de forme variable selon les espèces, visible en arrière de la tête de l’animal. Chez les caméléons, les serpents et les lézards fouisseurs, la membrane tympanique est absente. Elle est remplacée par un os carré recouvert de tégument. Ainsi, ces animaux perçoivent les basses fréquences. Les vibrations ambiantes sont transmises du tympan à l’os carré, puis grâce à deux osselets (homologues de l’enclume et du marteau des mammifères), elles se répercutent sur l’appareil cochléaire relié au nerf auditif (nerf VIII). Les serpents et les crocodiliens, en plus de ce système tympanique, possèdent des récepteurs cutanés spécifiques sensibles aux vibrations de l’eau. Chez la plupart des reptiles (sauf les serpents), le système acoustique se divise en une oreille moyenne et une oreille interne. L’oreille interne contient les organes de l’équilibre (les canaux semi-circulaires, l’utricule, le saccule) et de l’audition (la cochlée). 3.4.2. L’olfaction L’appareil olfactif des reptiles comprend des narines, des cavités nasales et chez les squamates (serpents et lézards), il est complété par l’organe de Jacobson. Cet organe chimio-récepteur (absent chez les crocodiliens et réduit chez les tortues), est situé dans le plafond buccal. Les squamates recueillent sur leur langue les 61 particules odorantes, lesquelles sont transmises à l’organe de Jacobson. L’odorat est particulièrement bien développé chez les crocodiliens. 3.4.3. La vision Les serpents doivent leur regard impressionnant et fixe au fait que leurs paupières sont immobiles et soudées, reliées entre elles par une membrane épidermique transparente, appelée "lunette pré-cornéenne". Elle recouvre et protège la cornée comme une lentille de contact. Cette « écaille supra-oculaire » mue en même temps que le reste du tégument. Certains lézards présentent cette même particularité anatomique. L’espace virtuel entre la cornée et la lunette précornéenne est dénommé espace pré-cornéen. En ce qui concerne les autres reptiles (tortues, crocodiliens, lézards), ils possèdent de vraies paupières et une membrane nictitante. La paupière inférieure est souvent la plus mobile, sauf chez les crocodiliens. Certains lézards sont dotés d’une paupière inférieure transparente qui leur permet de percevoir des formes même les yeux sont clos. Les caméléons, présentent quant à eux, un strabisme physiologique qui leur permet une dissociation complète des mouvements des yeux, et donc une vision "panoramique" à 180°. Ils sont ainsi, perpétuellement aux aguets et, peuvent localiser et capturer leur proie avec une précision de 99 %. Chez les crocodiliens, la paupière supérieure contient un tarse osseux. Les canaux naso-lacrymaux existent chez les crocodiliens, les sauriens et les ophidiens, mais pas chez certains chéloniens dont les larmes s'éliminent par évaporation. La forme de la pupille est très variable d’une espèce à l’autre. Chez les espèces à activité crépusculaire ou nocturne, la pupille est de forme verticale alors que chez les espèces diurnes, elle est plutôt une circulaire. La cornée des reptiles ne comprend pas de membrane de Descemet. Chez certains sauriens, tels que l’iguane vert et divers varans, il existe un œil pariétal relié à la glande pinéale appelé œil pinéal ou troisième œil. Il est situé à la jonction des os frontaux et pariétaux sur le sommet du crâne. Cet œil vestigial comprend un cristallin et une rétine mais ne participe pas à la vision. Dans cet œil pinéal, contrairement à l’œil habituel, les photorécepteurs se trouvent sur la couche de cellules la plus proche de la lumière incidente. Son rôle est de réguler le temps d’exposition au soleil, et la perception des rythmes circadiens. 62 3.4.4. La détection des infrarouges Certains boïdés et vipéridés possèdent des fossettes thermo-sensibles. Ces organes thermorécepteurs, sont spécialisés dans la détection de zones de chaleur (pour se réchauffer ou détecter des proies dans l’obscurité) et sont sensibles à de très faibles variations de température (de l’ordre de 0,2°C !). Leur localisation anatomique est variable. Chez les crotales, elles sont situées sur une ligne virtuelle entre la narine et l’œil, chez les boïdés, elles sont placées dans les écailles labiales supérieures et inférieures 3.4.5. Le toucher Les reptiles ont des mécanorécepteurs tactiles (et barorécepteurs) cutanés répartis inégalement sur la surface corporelle. On retrouve néanmoins une majorité de papilles dermiques sur les faces latérales de la cavité buccale. 3.4.6. Le goût Les chimiorécepteurs gustatifs des reptiles, répartis dans la cavité oropharyngienne, sont similaires à ceux des mammifères, Ils sont présents dans l’épithélium de la muqueuse buccale et parfois sur la langue. La langue protractile des caméléons est riche en papilles gustatives, à la différence de la langue bifide des serpents qui n’en possède aucune. Chez la plupart des lézards et chez les crocodiles, le goût est perçu à la fois par la langue et par la muqueuse buccale. Mais, chez le varan, il n’y a de papille ni sur la langue, ni dans la cavité buccale. Les perceptions gustatives sont donc, à priori, très variées d’un reptile à l’autre, et d’une espèce à l’autre. 63 3.5. L’appareil digestif (Diaz-Figueroa, 2006) (Ackerman, 1998) (Mac Arthur et al., 2004) (O’Malley, 2005) 3.5.1. La cavité buccale Les dents du reptile se renouvellent tout au long de sa vie. Les ophidiens, possèdent une centaine de dents très aiguisées, inclinées vers l’arrière et disposées en six rangées (deux rangées sur chaque hémimaxillaire, une rangée sur chaque mandibule). Leur dentition est dite « pleurodonte », c’est-à-dire que les dents sont sans racine, simplement adhérentes à la face latérale interne des mandibules et des maxillaires. Les serpents avalent leurs proies sans mastication. Les dents ne servent donc pas à mâcher, mais uniquement à la préhension et à la progression du bol alimentaire dans le sens oral-aboral. Les serpents venimeux, quant à eux, possèdent des dents différenciées, appelées crochets inoculateurs, reliés à des glandes salivaires temporales spécialisées et implantées, selon les espèces, en avant ou en arrière du palais (en arrière chez les serpents opisthoglyphes), petits et fixes (serpents protéroglyphes*) ou mobilisables d’arrière en avant par un astucieux dispositif musculaire déclenché par l’ouverture de la cavité buccale (solénoglyphes*). Sur le plancher buccal, en avant le l’orifice glottique, se trouve la gaine de la langue bifide. Chez les sauriens, la dentition peut être de type pleurodonte comme chez les ophidiens ou acrodonte *, c’est-à-dire que les dents sont adhérentes, mais ne sont pas remplacées si elles sont endommagées. La forme et la taille de la langue des lézards sont très variables selon les espèces. Longue et bifide chez les varans et les téjus, longue et protractile chez les caméléons, charnue chez l’iguane vert. Seules deux espèces de sauriens possèdent des glandes sublinguales venimeuses : le monstre de Gila (Heloderma suspectum) et l'héloderme granuleux (Heloderma horridum). Les chéloniens sont dépourvus de dents. Comme les oiseaux, les tortues possèdent un bec appelé rhamphothèque, destiné à cisailler les aliments avant ingestion. Leur langue est très épaisse, triangulaire et adhérente au plancher buccal. 64 Chez les crocodiliens, les dents possèdent des racines implantées dans l’os de la mâchoire et sont remplacées tous les deux ans environ. La langue des crocodiles, gavials et alligators n’est pas extériorisable. Elle est fixée au plancher buccal sur toute sa face ventrale. Les crocodiliens font progresser leur proie jusqu’à l’œsophage, gueule dressée en l’air, par une rapide mastication avec des mouvements saccadés d’avant en arrière. 3.5.2. L’œsophage L’œsophage des ophidiens est très déformable et peu musculeux. Ce sont surtout les mouvements ondulatoires de la musculature épiaxiale qui font progresser la proie vers l’estomac. L’œsophage des sauriens ne présente pas de spécificité particulière: il est assez large et court. Chez les tortues, il est parfois très long et se replie en “S” lorsque la tête est rétractée dans la carapace. Les crocodiliens, sont les seuls reptiles à posséder un véritable cardia. Leur œsophage est très distensible et doté de nombreux replis muqueux. 3.5.3. L’estomac L’estomac des reptiles est non compartimenté. Chez les ophidiens et les sauriens, il est allongé. Celui des tortues est situé en région ventro-latérale gauche de la cavité cœlomique. Chez les crocodiliens, l’estomac est divisé en deux chambres distinctes: le fundus et l’antre pylorique (comme chez les mammifères). Le fundus, ou corps de l’estomac, a un rôle de « gésier », riche en glandes à mucus et contenant des gastrolithes * permettant la trituration du bol alimentaire. Photo 39 : vues anatomiques de la partie proximale du tube digestif chez le serpent (photo Schilliger) 65 3.5.4. L’intestin grêle et le côlon Le type de régime alimentaire des reptiles conditionne la morphologie de la portion distale de l’appareil digestif : l’intestin grêle et le côlon. Ainsi, chez les sauriens herbivores et chez les chéloniens terrestres phytophages, l’intestin grêle est plus court que chez les reptiles carnivores (ex : varans, tortues aquatiques, serpents). Chez les herbivores, le côlon est plus développé pour faciliter les phénomènes de fermentations microbiennes indispensables à la digestion de la cellulose des végétaux. Le caecum n’est pas toujours présent chez les reptiles. La portion distale du côlon aboutit au cloaque : une structure anatomique spécifique des reptiles et des oiseaux. 3.5.5. Le cloaque Les reptiles ne possèdent pas d’anus ni d’ampoule rectale. Leur tractus digestif se termine par un cloaque, un réceptacle dans lequel confluent et s’abouchent les voies urinaires, génitales et digestives. Ce cloaque est une « chambre » tricompartimentée constituée de trois parties successives : - le coprodeum * qui reçoit le bol fécal en provenance du côlon, - l’urodeum* qui collecte l’urine (constituée, en proportions différentes selon le mode de vie des espèces, d’eau, d’ammoniaque, d’urée et principalement d’acide urique, le principal déchet azoté des reptiles issu du catabolisme protéique) et qui reçoit l’abouchement des oviductes et des uretères, - le proctodeum*, le dernier compartiment du cloaque où se mélangent fèces et urine qui forment la fiente définitive. La fréquence des défécations est très variable selon les espèces : les tortues défèquent généralement plusieurs fois par jour, les petits lézards insectivores en moyenne une fois par jour ou une fois tous les deux jours, les grands lézards seulement une ou deux fois par semaine, comme les serpents de petite taille. Les grands boïdés ne produisent des fèces que toutes les deux semaines et les serpents arboricoles qu'une fois par mois, voire moins souvent. 66 3.5.6. Le foie Chez les ophidiens, le foie a une forme très longiligne. Il se situe juste en arrière du cœur et se prolonge jusqu’au milieu de l’estomac. Derrière l’extrémité caudale du foie, se trouve la triade regroupant la vésicule biliaire, le pancréas et la rate (cf. Photo 39 et Photo 40). Le foie des sauriens (cf. Photo 44, Photo 45) est généralement bilobé et positionné assez crânialement dans la cavité cœlomique. Chez les chéloniens, il est plurilobé et encadre le cœur ( cf. Photo 41 et Photo 42). Chez les crocodiliens, le foie est volumineux, situé en position ventrale sous les poumons et constitué de deux lobes principaux qui recouvrent partiellement la vésicule biliaire. Le pancréas est toujours placé contre le duodénum, non loin de la rate. Comme chez les mammifères, le foie des reptiles draine le sang provenant du tube digestif et de la rate via la veine porte hépatique. Il a pour rôle principal d’intervenir dans la biotransformation des métabolites et la détoxification des xénobiotiques notamment. 67 Photo 40 : vue anatomique d’un ophidien sur toute sa longueur (photo Schilliger) 68 Photo 41 : vue anatomique de la cavité cœlomique d’une tortue terrestre (photo Schilliger) 69 Photo 42 : vue anatomique de la cavité cœlomique d’une tortue, tractus digestif et reproducteur extériorisés (photo Schilliger) Photo 43 coupe sagittale de tortue (photo Schilliger) 70 Photo 44 : vue anatomique de la cavité coelomique d'un caméléon : noter la coloration noirâtre des intestins et la position très crâniale du cœur. (photo Schilliger) 71 Photo 45 : vue anatomique de la cavité coelomique d'un iguane : noter l'importance du foie et des corps adipeux. (photo Schiliger) 72 3.6. Le appareil respiratoire 3.6.1. Le appareil respiratoire supérieur (Mac Arthur et al., 2004) (O’Malley, 2005) Chez tous les reptiles, la paire de narines est située sur le devant de la tête. Les narines de certains lézards comme l’iguane vert, recèlent des «glandes à sel » qui sécrètent des cristaux de chlorure de sodium lorsque l’osmolarité du plasma augmente. Celles des crocodiliens sont proéminentes, équipées de valves fermées en plongée assurant une étanchéité, ce qui leur permet ainsi de rester à l’affût d’une proie, le corps dissimulé sous l’eau. Chez les chéloniens et les sauriens, l’orifice glottique s’ouvre en arrière et à la base de la langue. Chez les ophidiens, il est très facile à repérer car il est situé sur le plancher de la cavité buccale, juste en arrière de la gaine de la langue bifide. Il se prolonge immédiatement par les premiers anneaux trachéaux. Pendant la déglutition d’une proie, la glotte des serpents est projetée en avant de la langue pour permettre à l’animal de respirer. Chez les crocodiliens, il existe une valve tripartite étanche au fond de la gueule qui d’isoler le pharynx de la cavité buccale pendant une immersion. La trachée des ophidiens est un véritable tuyau, très rigide, située sur le plan médian chez les boïdés et formée d’anneaux trachéaux incomplets (la face ventrale de la trachée est cartilagineuse, sa face dorsale est uniquement membraneuse). La trachée des chéloniens est très courte, constituée d’anneaux complets. 3.6.2. Le appareil respiratoire profond (Gans et Gaunt, 1998) (Murray, 2006) (O’Malley, 2005) (Ackerman, 1998) (Mac Arthur et al., 2004) Les poumons des reptiles sont assez primitifs : ce sont, chez la plupart des espèces, de simples « sacs » tapissés d’alvéoles pulmonaires. Le volume des poumons des reptiles est supérieur à celui des mammifères, mais ils possèdent une moindre surface d’échanges. Le diaphragme, tel qu’il est connu chez les mammifères, est absent chez tous les reptiles (chez ces animaux, on ne parle donc pas de cavité pleurale ni péritonéale, mais de cavité cœlomique). Seuls les crocodiliens échappent à cette règle car ils possèdent une fine membrane entre les 73 poumons et la cavité abdominale, mais ce pseudo-diaphragme ne joue aucun rôle dans les phases d’inspiration et d’expiration. Les poumons des chéloniens s’insèrent sur la face interne de la dossière de la carapace et sont divisés par de fines cloisons verticales. Le volume pulmonaire est réduit lorsque les quatre membres sont repliés dans la carapace. En fin d'inspiration, le volume occupé par les poumons correspond environ à la moitié du volume total de la cavité cœlomique ; mais il est divisé par cinq lorsque les quatre membres sont repliés dans la carapace. Seule la partie ventrale des poumons n’est pas fixée sur des structures rigides de la cavité cœlomique. Ainsi, une membrane abusivement appelée « membrane diaphragmatique », adhérente ventralement à certains viscères adjacents relie les poumons. Les mouvements des membres et des viscères exercent ainsi une traction / pression sur cette membrane diaphragmatique, qui ainsi vide ou remplit d’air les sacs pulmonaires. Les poumons des ophidiens se situent dans la première moitié du second tiers de la distance « nez-cloaque ». Chez une grande majorité d'espèces de serpents, le poumon gauche est absent ou atrophié. Seuls les boïdés et certains colubridés arboricoles sont dotés de deux poumons, mais toujours avec un poumon droit plus développé que le gauche. Lorsque le poumon gauche est absent, il existe souvent un « poumon trachéal » associé au poumon droit. Ce « poumon trachéal », rare chez les serpents arboricoles, est une extension sacculiforme de la muqueuse trachéale placée longitudinalement à la trachée et l’œsophage (cf.Figure 6). Il est très vascularisé et participe à la respiration lorsque le poumon droit est collabé par l’ingestion d’une proie volumineuse. Chez les serpents, le poumon est situé contre le foie et en position caudale par rapport à ce dernier. L’extrémité caudale du poumon est souvent un simple sac aérien, ou une falvéole *, avascularisé et dénué de parenchyme. 74 Figure 6 : représentation simplifiée de l'anatomie du tractus pulmonaire de trois ophidiens typiques (d'après Kardong et Van Wallach In Gans et Gaunt, 1998). Les poumons des sauriens sont ceux qui ressemblent le plus à ceux des mammifères. Chez beaucoup de lézards, la portion caudale des poumons est constituée, comme chez les ophidiens, d’un sac aérien dénué de fonction respiratoire. Chez les ophidiens et les sauriens, l’inspiration et l’expiration sont permises par les mouvements des muscles intercostaux, dorso-latéraux et ventro-latéraux. L’absence de diaphragme chez les reptiles implique une participation obligatoire de certains muscles striés squelettiques au cours de la respiration pour faire varier le volume des poumons. Sont mis en jeu : - les muscles striés squelettiques intercostaux et intra-pulmonaires chez les serpents, les lézards et les crocodiles, - les muscles des membres et des ceintures pectorales et pelviennes chez les tortues, - le muscle dilatateur de l’orifice glottique chez toutes les espèces. Chez les reptiles, la surface d’échanges gazeux ne se réduit pas seulement à l’épithélium alvéolaire, elle inclut aussi les muqueuses pharyngées et cloacales, ainsi que le tégument. De plus, leur métabolisme particulier leur permet de résister à de très longues apnées en anaérobiose. 75 3.7. Cœur et circulation sanguine 3.7.1. Le cœur des crocodiliens (Murray, 2006) (Ackerman, 1998) (O’Malley, 2005) Le cœur des crocodiliens (crocodiles, alligators, caïmans, gavials) est assez proche de celui des mammifères et des oiseaux (2 ventricules + 2 atria), mais il s’en distingue par deux particularités principales : il possède un foramen de Panizza et un arc aortique gauche émanant du ventricule droit. Le foramen de Panizza est un petit orifice situé au sommet du septum inter-ventriculaire. Il crée une communication entre les deux ventricules. Du fait de la différence de pression sanguine existant entre le ventricule gauche et le ventricule droit (la pression dans la grande circulation, dite systémique, est supérieure à celle de la petite circulation, dite pulmonaire), une petite quantité de sang hématosé gagne le ventricule droit par ce foramen, mais cette quantité est négligeable et sans conséquence. Cependant, ce foramen a un intérêt lors d’apnées longues. Ainsi, les crocodiliens sont capables de dérivation sanguine du ventricule droit vers le ventricule gauche lors de l’apnée. L’hypertension artérielle pulmonaire ainsi engendrée, augmente la pression sanguine dans le ventricule droit, ce qui aboutit à l’ouverture du foramen de Panizza. Le sang passe alors du ventricule droit vers le gauche, puis vers les arcs aortiques. Ce shunt circulatoire permet de continuer à irriguer certains organes (tube digestif) en sang non-oxygéné. La faible quantité de sang oxygéné est, elle, acheminée vers le cerveau et le cœur. Lorsque l’animal remonte à la surface et qu’il reprend une respiration normale, les pressions sanguines en condition d’aérobiose se rétablissent (diminution dans l’artère pulmonaire et dans le ventricule droit) et le foramen se referme. Ce procédé permet ainsi aux crocodiliens de supporter des apnées de 5-6 heures sous l’eau en restant immobiles. La fréquence cardiaque (FC) des crocodiliens est régie par la température corporelle, et donc indirectement par la température ambiante puisqu’ils sont ectothermes* (cf.Tableau 6). De graves lésions cardiaques irréversibles peuvent survenir au dessus de 40°C. 76 Tableau 6 : fréquence cardiaque des crocodiliens selon la température ambiante (d’après Boucher et al., 2010 et Firmin, 1999 c) Température ambiante (°C) Fréquence cardiaque (en battements par minutes :bpm) 10°C 1 à 8 bpm 18°C 15 à 20 bpm 28°C 24 à 40 bpm 40°C lésions cardiaques De manière générale, chez les reptiles, à une température ambiante « préférentielle » (correspondant à la fourchette de neutralité thermique de l’animal), la fréquence cardiaque (FC) peut être calculée à partir de l’équation suivante : FC (batts/min) = 34 x [Poids (en kg) ]-0,25 (Source Schilliger, 2004 a) 3.7.2. Le cœur des reptiles « non-crocodiliens » (Farell et al., 1998) (Murray, 2006) (Frye, 1991) (Chetboul et al., 2004) (Ackerman, 1998) 3.7.2.1. Le modèle « ophidiens » Chez les ophidiens, l'emplacement du cœur dans l'organisme est variable selon les espèces et leurs modes de vie. Il est généralement localisé à 15 à 25 % de la longueur totale du corps (dans le sens crânio-caudal) chez les espèces terrestres et presque à mi-distance entre la tête et l'extrémité de la queue chez les espèces aquatiques. Le cœur des serpents est mobile à l'intérieur de la cavité cœlomique du fait de l'absence de diaphragme. Cette mobilité facilite probablement la progression, dans l'œsophage, de proies volumineuses avalées toujours entières. Le cœur se situe toujours caudalement à la thyroïde, au pôle crânial du (ou des) poumon(s), légèrement en avant du foie, en regard des derniers anneaux trachéaux. 77 Chez les ophidiens, la forme du cœur est plutôt longiligne. Il est entouré en totalité par un sac péricardique d'aspect blanchâtre et de consistance fibreuse. Contrairement aux autres reptiles dont l'apex du cœur est rattaché au péricarde par un ligament appelé gubernaculum cordis, l'extrémité du ventricule des serpents est libre dans l'espace péricardique, légèrement décalé vers la gauche: il se positionne sur le trajet de la veine cave caudale. Le cœur des ophidiens (Frye, 1991) se compose de : 4 cavités : - un ventricule unique (et non deux comme chez les mammifères), - deux oreillettes ou atria (l’atrium droit étant toujours plus développé que la gauche) - un gros sinus veineux (le sinus venosus) de forme tubulaire. Ce sinus est placé sur la face dorsale de l’atrium droit, à la confluence entre les trois veines caves : veine cave crâniale droite, veine cave crâniale gauche et veine cave caudale. 3 gros troncs artériels efférents : Ils émergent de l’unique ventricule en décrivant une rotation vers la droite avec un angle de 180°: l’arc aortique gauche, l’arc aortique droit et le tronc artériel pulmonaire. 4 troncs veineux afférents : - deux veines caves crâniales (droite et gauche), - la veine cave caudale, - la veine pulmonaire. Les deux veines caves crâniales et la veine cave caudale s’abouchent au sinus venosus. Comme chez les mammifères, il est doté de différentes valves (Farell et al., 1998) : deux valves atrio-ventriculaires dites monocuspides septales, car constituées chacune d’un unique feuillet s’insérant sur le septum inter-atrial. une valve sino-atriale, constituée de deux clapets au niveau de l’orifice sinoatrial, entre le sinus venosus et l’atrium droit. Le ventricule comprend : - trois anfractuosités : le cavum pulmonale, la chambre la plus ventrale, le cavum venosum et le cavum arteriosum. 78 - deux crêtes épaisses et musculeuses : la première est le septum vertical, situé entre le cavum arteriosum et le cavum venosum ; et la seconde : le septum horizontal, situé entre le cavum venosum et le cavum pulmonale (cf.Figure 7). Figure 7 : schématisation du cœur d’un ophidien AG : atrium gauche, AD : atrium droit, VP : veine pulmonaire aboutissant dans atrium gauche (d’après Chetboul et al., 2004) Valves atrio-ventriculaires AD AG Orifice Orifice Sino-atrial VP Cavum arteriosum Cavum venosum Cavum pulmonale Le septum vertical favorise, du fait de sa position en regard du septum interatrial, la séparation entre les flux veineux pulmonaire et systémique pendant la diastole ventriculaire. Le septum horizontal, quant à lui, favorise la séparation entre les flux artériels pulmonaire et systémique pendant la systole ventriculaire. Pendant la diastole ventriculaire, les deux valves atrio-ventriculaires s’ouvrent, le sang hématosé contenu dans l’atrium gauche se déverse dans le cavum arteriosum et le sang carbonaté contenu dans l’atrium droit se déverse dans le cavum pulmonale après avoir traversé, en cascade, le cavum venosum (cf. Figure 8). Pendant la systole ventriculaire, les deux valves atrioventriculaires se ferment; 79 le sang hématosé est expulsé du cavum arteriosum vers le cavum venosum puis vers les deux arcs aortiques gauche et droit. Le sang carbonaté est, quant à lui, expulsé du cavum pulmonale vers le tronc artériel pulmonaire (cf.Figure 8). Figure 8 : flux sanguins intracardiaques selon la phase du cycle cardiaque (diastole et systole) (d’après Starck, 2009) A : diatole ventriculaire B : diatole ventriculaire C : systole ventriculaire (début) (fin) légende : - lAt= atrium gauche, - rAt= atrium droit, - cv= cavum venosum, - ca= cavum arteriosum, - cp= cavum pulmonale, - pt= tronc pulmonaire, - rAo= arc aortique gauche, - rAo= arc aortique droit, - m= septum vertical - ivc= C’est donc du sang de mélange qui emprunte les deux arcs aortiques car le cavum venosum contient à la fois du sang carbonaté et du sang hématosé. Mais cette mixité est faible, car la contraction, dans le ventricule, du septum vertical pendant la diastole et du septum horizontal pendant la systole permet une séparation quasitotale entre la circulation pulmonaire et la circulation systémique (cf. Figure 8 et Figure 9). Les contractions du cœur des ophidiens se décomposent en deux temps : une double systole atriale gauche et droite (synchrone de la diastole ventriculaire) puis une unique systole ventriculaire (synchrone de la double diastole atriale). 80 3.7.2.2. Les autres reptiles « non-crocodiliens » (Ackerman, 1998) (Murray, 2006) (Frye, 1991) (Wyneken, 2009) Chez les tortues, l’aire de projection cardiaque se localise en regard de la jonction entre les plaques humérales et pectorales du plastron. Le gubernaculum cordis (ligament reliant péricarde et apex du cœur), existe chez les chéloniens et chez la majorité des sauriens à l’exception des varanidés. Chez les tortues, le cœur a l'aspect d'un cône, dont l'apex est très arrondi. Ses deux atria sont séparés par un sillon inter-atrial particulièrement large. Sur une vue ventrale, l'atrium droit est de forme triangulaire tandis que le gauche est de forme plutôt quadrangulaire. Comme chez les lézards, le tronc pulmonaire des tortues est relativement court car il se divise rapidement en deux artères pulmonaires (droite et gauche). Chez la plupart des lézards (iguanidés, agamidés), le cœur est en position très crâniale, juste en arrière de la base du cou, sous la ceinture pectorale osseuse. Chez les varans et les téjus, il se situe plus caudalement, en arrière du sternum. L’ordre des lézards présente des particularités cardio-circulatoires très diversifiées. Ainsi, chez les caméléons, les deux derniers tiers du ventricule sont rattachés au péricarde par une membrane vestigiale de mésocardium. Chez le téjus, le ventricule possède une dizaine de petites cavités séparées les unes des autres par des cloisons septales verticales, 81 Figure 9 : diagramme des flux sanguin dans un cœur de reptile non-crocodilien. Les flèches indiquent les mouvmeents sanguins d’un compartiment à l’autre, en rouge le sang hématosé, en bleu le sang carbonaté. (Wyneken, 2009) Sinus venosus Veine pulmonaire Atrium droit Atrium gauche Diastole ventriculaire Cavum venosus Systole ventriculaire Cavum arteriosum Cavum pulmonale Artère pulmonaire 82 Aortes droite et gauche 3.8. Le tractus urinaire 3.8.1. Appareil urinaire (Holz, 2006) (O’Malley, 2005) (Mac Arthur et al., 2004) Les reins des reptiles sont conçus sur un modèle primitif de métanephros. Ils sont plurilobulés chez les ophidiens ; de forme très allongée et situés à l’intérieur du pelvis chez les sauriens ; en forme de croissant et placés sous la dossière de la carapace dans le dernier quart de la cavité cœlomique chez les chéloniens (Schilliger, 2004 a). Chez les ophidiens, les deux uretères s’abouchent dans le cloaque au niveau de l’urodeum. Le rein droit est plus crânial que le gauche. La vessie est inexistante. Chez les sauriens, les reins sont très postérieurs et une vessie est présente chez la plupart d’entre eux. Il est noté que chez les squamates mâles (ophidiens et sauriens), les segments distaux des reins ont une fonction sexuelle pendant la saison de reproduction en contribuant à la formation du liquide séminal. Chez les chéloniens, les deux uretères se jettent dans le cloaque et non pas dans la vessie qui n’est qu’un organe de stockage de l’eau. Cette vessie est bilobée chez les tortues (en forme de cœur). A l’instar du cloaque et ducôlon, elle est capable, si besoin, de réabsorber l’eau contenue dans l’urine. L’aspect et la nature des déchets contenus dans l’urine sont variables suivant les espèces. Incapables de concentrer leur urine au niveau rénal, les espèces terrestres ne peuvent s’offrir le luxe d’excréter des déchets azotés solubles dans l’eau : ils éliminent principalement de l’acide urique, insoluble, évacué sous forme cristallisée semi-solide. Les espèces aquatiques n’ont, du fait de leur mode de vie, pas besoin d’économiser leurs pertes hydriques et excrètent essentiellement de l’urée et de l’ammoniaque dans des fientes aqueuses. Les espèces semi-aquatiques éliminent dans leurs urines à la fois de l’acide urique, de l’urée et de l’ammoniaque. 83 3.8.2. Le système porte rénal (Holz, 2006) (O’Malley, 2005) Comme chez les oiseaux, les amphibiens et la plupart des poissons, les reptiles possèdent un système porte rénal. Ainsi, le sang veineux drainant la partie postérieure du corps (membres postérieurs et queue par les veines vertébrales et hypogastriques) peut être acheminé vers les capillaires des tubules rénaux avant de gagner la circulation générale via la veine cave caudale et le cœur. Ce système porte rénal est complexe. Il possède plusieurs systèmes de valves qui orientent le sang directement vers le foie ou le force à traverser préalablement les reins (cf. Photo 46 et Photo 47). Photo 46 . anatomie rénale et vasculaire de reptile, A : chez la tortue, B : chez le lézard (extrait de Holz, 2006) A B Légende : Postcava : veine post cave Left abdominal vein : veine abdominale gauche Right abdominal vein : veine abdominale droite Efferent renal vein : veine rénael efférente Renal portal veins : veines rénales porte Caudal veins : veines caudales Dorsal aorta : aorte dorsale Right kidney : rein droit Left kidney : rein gauche Renal arteries : artères rénales Right femoral vein : veine fémorale droite Left femoral vein : veine fémorale gauche 84 Photo 47 . anatomie rénale et vasculaire de reptile, A : chez le serpent, B : chez l’aligator (extrait de Holz, 2006) A B Légende : Postcava : veine post cave Left abdominal vein : veine abdominale gauche Right abdominal vein : veine abdominale droite Efferent renal vein : veine rénael efférente Renal portal veins : veines rénales porte Caudal veins : veines caudales Dorsal aorta : aorte dorsale Right kidney : rein droit Left kidney : rein gauche Renal arteries : artères rénales Right femoral vein : veine fémorale droite Left femoral vein : veine fémorale gauche Lateral abdominal (epigastrique) vein : veine abdominale latérale (épigastrique) Les reins des reptiles ne possèdent pas d'anse de Henlé et ces animaux sont donc incapables de concentrer leur urine la rendant ainsi hypertonique (absence de gradient de concentration rénal comme chez les mammifères). En cas de déshydratation, ils épargnent l’eau uniquement pas une baisse du débit de perfusion glomérulaire. Le système porte permet alors d’irriguer les reins, et d’éviter une nécrose ischémique des néphrons. 85 Photo 48: glomérule de reptiles peu développé. (extrait de Holz, 2006) Légende : Proximal tube : tube proximal Distal tube : tube distal Afferent arteriole : artériole afférente Collecting duct : canal collecteur Glomerulus : glomerule Intermediate segment : segment intermédiaire Neck segment : segment rétréci Du fait, de l’existence d’un système rénal chez les reptiles, les injections souscutanées ou intra-veineuses doivent être préférentiellement pratiquées : - dans la première moitié du corps chez les lézards, les tortues et les crocodiles et, - dans les deux premiers tiers du corps chez les serpents. pour que la concentration plasmatique de la substance administrée soit optimale 86 3.8.3. Hydratation et déshydratation chez les reptiles. (Schilliger, 2004 a). Même si la présence d’un système porte rénal peut éventuellement pallier un manque d’eau, en irrigant les reins, il est primordial de veiller à la bonne hydratation des reptiles en captivité. Ainsi, il faudra éviter : - une température ambiante excessive dans le terrarium, - une insuffisance d’apport d’eau de boisson - ou une trop faible hygrométrie relative. Une partie des besoins en eau seront assurés par la prise alimentaire (eau contenue dans les végétaux frais, fruits ingérés ou dans les proies consommées selon l’espèce), l’autre partie, par la mise à disposition de points d’eau dans le terrarium. Pour les tortues terrestres, on veillera à leur mettre à disposition une zone de baignade facile d’accès. En effet, elles ne savent pas « laper » dans une coupelle, et c’est en s’immergeant dans un bain qu’elles peuvent aspirer l’eau et ainsi s’abreuver. Le bain est aussi une manière de se réhydrater, grâce à une absorption hydrique percloacale: l’eau pénètre par leur cloaque et irrigue leur vessie qui se remplit comme une gourde. Il convient donc, de toujours veiller à fournir à chaque espèce de reptile un mode d’abreuvement adapté à ses besoins ainsi qu’à son comportement alimentaire. La déshydratation est un phénomène particulièrement lourd de conséquences chez les reptiles car leur principal déchet azoté sanguin, l’acide urique, issu du catabolisme hépatique des protéines alimentaires, précipite partout dans l’organisme lorsque sa concentration plasmatique est supérieure à 80 mg/l. Des dépôts ectopiques d’acide urique se retrouvent alors, sur plusieurs viscères (cœur, foie, reins, rate, poumons, …) et sur les articulations. Ainsi, la présence de fragments cylindriques durs et secs d’acide urique dans le cloaque (appelés «urolithes», ou cailloux d’urine) peut être révélatrice de déshydratation. Des dépôts sur les reins peuvent être à l’origine de néphrite uratique fatale. Cet état caractérise une maladie appelée « goutte viscérale, articulaire et péri-articulaire ». 87 3.9. L’appareil reproducteur 3.9.1. le mode de reproduction (Mac Arthur et al., 2004) (Ackerman, 1998) (O’Malley, 2005) Les reptiles présentent, selon les espèces, un mode de reproduction de type ovipare, ovovivipare, vivipare ou parthénogénétique. Les espèces ovipares pondent des œufs constitués d’une coquille résistante et renfermant chacun un embryon peu développé (ex : pythoninés…). Les espèces ovovivipares pondent des œufs à coque souple, fine et fragile ayant achevé leur maturation dans les oviductes et contenant des foetus viables qui rompent leur sac embryonnaire dès la naissance (ex : boïnés, vipérinés…). Les espèces vivipares (ex : scincidés) donnent naissance, comme les mammifères, à des jeunes ayant été nourris in utéro par un placenta. Enfin les espèces parthénogénétiques sont des femelles capables de donner naissance à des jeunes sans accouplement préalable avec un mâle (ex : Rhamphotyphlops braminus, Cnemidophorus spp et certains Lacerta). 3.9.2. Le tractus génital (Mac Arthur et al., 2004) (Ackerman, 1998) (O’Malley, 2005) Chez tous les reptiles, les gonades (ovaires et testicules) sont des organes pairs, situés crânialement par rapport aux reins. Les oviductes des femelles s’abouchent dans le cloaque, au niveau des papilles génitales de l’urodeum. Chez tous les reptiles, le pénis et les hémipénis sont des organes copulateurs totalement indépendants des voies urinaires. La maturité sexuelle est généralement conditionnée par la taille et non par l’âge. Leurs cycles sexuels sont toujours très étroitement liés à divers stimuli environnementaux du biotope (température ambiante, photopériode, hygrométrie relative,…). L’activité sexuelle des reptiles est toujours saisonnière, déclenchée par la photopériode et par une augmentation de la température ; mais chez certaines espèces, seule la présence du mâle et même l’accouplement stimulent l’ovogénèse. 88 En l’absence de copulation, des stases folliculaires sont possibles (cf. chapitre échographie) Chez les reptiles dotés de deux hémipénis, seul un hémipénis sur les deux participe à la saillie. Les femelles sont capables de stocker du sperme pendant plusieurs années dans leur cloaque pour s’«auto-féconder» sans accouplement (cette particularité se nomme amphigonia retardata). Par la suite, chez les espèces ovipares, les œufs se développeront. Les durées d’incubation varient énormément d’une espèce à l’autre et sont conditionnées par la température ambiante. Les substrats dans lesquels les œufs se développent dépendent du biotope et du mode de vie de l’animal. 3.9.3. Le déterminisme sexuel chez les reptiles (Ackerman, 1998) (Schilliger, 2005 a). Il existe chez les reptiles, deux types de déterminisme sexuel. Ainsi, tous les serpents ont un déterminisme du sexe fondé sur l’union, au moment de la fécondation, des chromosomes sexuels. La différenciation sexuelle est alors régie, selon les groupes d’espèces, par un système XX femelle/XY mâle ou ZW femelle/ZZ mâle. Les embryons héritant de deux chromosomes XX (ou ZW) deviennent des femelles, tandis que ceux recevant un chromosome X (ou Z) et un chromosome Y (ou Z) deviennent des mâles. Ce système est connu sous l’abréviation “G.S.D” : Genotypic Sex Determination. En ce qui concerne d’autres espèces de reptiles (crocodiliens, tortues marines, nombreux lézards, etc…), le déterminisme du sexe est thermodépendant. Ce système est appelé “T.S.D”, abréviation du terme anglo-saxon “Temperature-dependant Sex Determination”. Le sexe est déterminé par la température d’incubation des œufs pendant une période du développement embryonnaire dite “thermosensible”. Chez ces reptiles, la température d’incubation agit sur la production d’aromatase (enzyme permettant la féminisation de l’embryon via la sécrétion d’œstrogènes) (cf.Figure 10) (Schilliger, 2005 a). 89 Figure 10 : illustration schématique du déterminisme du sexe chez les espèces de reptiles “TSD” (“Temperature-dependant Sex Determination”) (d’après Schilliger, 2005 a) 3.9.4. Le détermination du sexe (ou sexage) chez les reptiles (Schilliger, 2005 a) Il est courant, au début d’une consultation d’herpétologie, d’être interrogé sur le sexe de l’animal malade. La détermination du sexe ou sexage est souvent difficile du fait de l’absence d’organes génitaux externes chez les reptiles et des critères de dimorphisme sexuels souvent peu équivoques (cf.Tableau 7). Tableau 7 : critères de dimorphisme sexuel exploitables en consultation en fonction des les grands groupes d’espèces de reptiles (Schilliger, 2005 a) 90 3.9.4.1. Chez les ophidiens C’est chez les serpents que la différenciation des sexes est la moins visible à l’œil nu. Les ophidiens mâles se distinguent généralement des femelles par le fait que leur queue, plus longue que celle des femelles, est aussi plus large en dessous du cloaque, du fait de la présence des hémipénis. Mais ces différences ne sont pas toujours évidentes, et le sexage des ophidiens requiert quasiment souvent la mise en œuvre de techniques particulières : - l’éversion manuelle des hémipénis, - l’éversion des hémipénis après injection de sérum physiologique dans les culsde-sacs hémipéniens, - ou le sondage des poches hémipéniennes. Eversion manuelle des hémipénis L’éversion manuelle est la technique la plus couramment utilisée par les éleveurs, comme par les commerçants spécialisés en reptiles. Elle consiste à exercer une pression progressive d’arrière en avant, à l’aide du pouce au niveau de l’emplacement supposé des hémipénis, tout en ouvrant l’orifice cloacal avec le pouce de l’autre main (cf.Photo 49). Photo 49 : technique d’éversion des hémipénis chez les ophidiens (photo Schilliger) Cette technique présente l’avantage de pouvoir sexer, avec un peu d’expérience, les serpents nouveau-nés avec beaucoup de certitude. 91 Éversion saline des hémipénis Chez les boïdés sub-adultes et adultes dont la base de la queue est très musclée (Boa constrictor, Python molurus), le recours à l’éversion manuelle est impossible. Il est alors possible d’injecter, en arrière de la position anatomique des hémipénis, une quantité raisonnable de sérum physiologique tiède et stérile pour exercer une pression hydrique à l’intérieur des poches hémipéniennes plus puissante et plus efficace que la simple pression du pouce. Sexage par sondage des poches hémipéniennes La dernière technique concerne l’emploi de sondes de sexage. Ce sondage consiste à introduire délicatement un élément longiligne non traumatisant en arrière du cloaque jusqu’au fond des poches hémipéniennes chez le mâle, ou dans les petits diverticules cloacaux des femelles (cf.Photo 50). Des sondes de sexage de différents calibres et de différentes longueurs sont actuellement commercialisées. La profondeur de pénétration de la sonde révèle la présence ou non d’hémipénis. Attention, certaines femelles (Python curtus) possèdent de longs diverticules cloacaux pouvant ressembler à des poches hémipéniennes ! L’idéal est de comparer les profondeurs de sondages sur plusieurs spécimens, mâles et femelles de la même espèce. Photo 50 : technique de sexage par sondage des poches hémipéniennes chez un Python (Photo L Schilliger) Ergots péri-cloacaux Sonde de sexage métallique, extémité arrondie 92 3.9.4.2. Chez les sauriens Le dimorphisme sexuel des Sauriens est souvent plus net que chez les ophidiens. Le sexage nécessite rarement le recours à l’éversion ou au sondage : les mâles ont généralement une tête plus massive que celle des femelles; ils ont un corps plus robuste et parfois des ornementations épidermiques (cf.Photo 51) qui les distinguent sans équivoque possible. Photo 51 : caractères sexuelles secondaires chez un mâle iguane vert (Iguana iguana) (photo Schilliger) Beaucoup d’espèces de lézards possèdent des pores fémoraux ou des pores précloacaux plus développés chez les mâles que chez les femelles (cf.Photo 52). Ces glandes holocrines sont des glandes à musc destinées au marquage du sol ou des branches avec des phéromones mâles. Les couleurs de la robe peuvent également constituer un bon indicateur de dimorphisme sexuel chez beaucoup de lézards. De même, comme chez les ophidiens, la base de la queue est généralement plus épaisse chez les mâles. Cependant, chez certaines espèces (exemple : téjus, scinques, varans), les caractères sexuels secondaires ne sont pas développés. Parfois, seule une anesthésie générale permet l’extériorisation des hémipénis après relâchement de la musculature post-cloacale (cf.Annexe 15 : anesthésiques fixes utilisables chez les reptiles). Chez beaucoup d’espèces de varans, les hémipénis calcifiés peuvent être visualisés avec quasi-certitude par examen radiographique. 93 Photo 52 : hémipénis et pores fémoraux chez un mâle iguane vert (Iguana iguana) (photo Schilliger) 3.9.4.3. Chez les chéloniens Chez les chéloniens, à quelques exceptions près, les mâles sont généralement plus petits que les femelles. Les tortues terrestres mâles présentent souvent une nette concavité de leur plastron qui leur permet de “s’emboîter” sur la dossière de la femelle pendant l’accouplement et de rapprocher ainsi leur pénis du cloaque de leur partenaire (cf.Photo 53). Comme chez les tortues aquatiques, leur queue est généralement plus longue que celle des femelles ; leur orifice cloacal est localisé plus caudalement (au-delà de la dernière écaille de la dossière quand la tortue est retournée, et non en deçà comme chez les femelles) (cf.Photo 54). Chez la tortue léopard (Geochelone pardalis), les griffes des membres postérieurs sont plus courtes chez les mâles que chez les femelles. Chez les tortues aquatiques, les membres antérieurs des mâles sont pourvus de griffes très longues qui permettent de les différencier assez facilement des femelles. 94 Photo 53 : concavité du plastron chez une tortue terrestre-mâle (photo Schilliger) Concavité du plastron chez les tortues terrestres mâles (Inexistant chez les aquatiques) Photo 54 : position du cloaque par rapport à l’écaille supra-caudale de la dossière chez les tortues mâles (ici une trachémyde à tempes rouges, Trachemys scripta elegans).(photo Schilliger) Orifice cloacal (Situé au delà de la dernière écaille de la dossière) 95 96 DEUXIEME PARTIE. L’examen radiographique des reptiles La radiographie est un examen de choix chez les reptiles, chez qui la palpation et l’auscultation sont limitées (côtes tout le long du corps des serpents, carapace des tortues gênant la palpation des organes internes). Il permet de visualiser sur film, sur papier ou sur écran, des structures anatomiques profondes. Cependant, elle pose quelques problèmes techniques (contention, constantes, incidences) et d’interprétation. 1. Indications (Risi dans Boucher et al., 2009) (Schilliger, 2004 a) (Silverman, 2006) (HernandezDivers et Hernandez-Divers, 2001). L’examen radiographique présenter un intérêt dans les cas : - d’affections osseuses (fractures, ostéofibrose, ostéite, ostéomyélite,..) - d’atteintes articulaires (luxation, arthrite, ..) - de corps étrangers dans le tractus digestif, - d’occlusion intestinale, - de pneumopathie, - de masse abdominale, - de cardiopathie, - d’affection uro-génitale (urolithiase, rétentions d’œufs, stase ovarienne). Il est également utile pour sexer les varanidés dont les hémipénis sont calcifiés. Selon les espèces, la topographie anatomique du reptile (superposition des structures digestives, absence de diaphragme) et la présence de téguments épais, permettent de visualiser, plus ou moins, facilement certains organes (cf. Tableau 8). 97 Tableau 8 : organes visisbles (+) ou non (-) radiologiquement selon l’espèce (hormis gaz, corps étranger ou pathologie) (d’après Boucher et al., 2010) ORGANES Chéloniens Sauriens Ophidiens Squelette + + + Cœur - + + Poumons + + + Trachée + /- + + Estomac + +/- - Intestins + + + Foie - + + Rate - - - Pancréas - - - Ovaires - - (sauf si stase folliculaire, ou folliculogénèse en cours) Testicules - +/- (sauf si gravide) Oviductes - - - Corps adipeux - + + Reins - - - Vessie - - Absence 2. Matériel radiographique 2.1. Matériel classique (Silverman, 2006) (Schilliger, 2004 a) (Risi dans Boucher et al., 2009) (Mitchell, 2007) La plupart des appareils de radiographie classiques, disponibles dans les cliniques pour les chiens et chats, peuvent être adaptés à la prise de clichés chez les reptiles. La taille relativement petite de la majorité des reptiles, associée à leur faible teneur en tissus adipeux, est à l’origine d’images de faible contraste. La présence d’écailles kératinisées ou d’une carapace épaisse, freine le passage des rayons X. Pour obtenir 98 une image nette, il est donc nécessaire d’appliquer des kilovoltages plus faibles et des temps d’exposition plus courts. Les générateurs de rayons X doivent produire des tensions de 40 à 100 kV entre l’anode et la cathode, et être capables de fournir une intensité de 300 mAs, pendant une durée d’exposition de 1/60ème de seconde (ou moins) pour être utilisables chez les reptiles (Silverman, 2006). La tension requise (en kV) est proportionnelle à la taille de l’animal. En général, la majorité des reptiles de petite taille (serpents et lézards) sont radiographiés à 45-60 kV (cf. Tableau 9). La distance foyer-film est selon les appareils de 70 à 120 cm. Le tube à électron n’a pas besoin d’être mobile et orientable à 90° comme par le passé. En effet, la radiographie des chéloniens dans un plan horizontal par rapport à la table (incidence crânio-caudale) ne doit plus être réalisée pour des raisons de radioprotection (cf. chapitre 5 : radiographie des chéloniens). Les films à mammographie monocouches, les grilles et les écrans « terre-rare » permettent d’obtenir des images de plus haute résolution, en particulier dans le cas de reptiles de petite taille, mais nécessitent un temps d’exposition élevé, ce qui est problématique sur des reptiles non sédatés. Tableau 9 : exemples de constantes radiographiques selon les espèces et la taille du reptile (extrait de Risi, 2010) ESPECE kV mAs Grand serpent 64 10 Python royal adulte 55 10 Serpent moyen 42 10 Tortue d’Hermann (DV) 7 cm 55 4 Tortue d’Hermann (CC) 7 cm 80 2 Grande tortue (DV-LL) > 8 kg (80-100) Grande tortue (DV-LL) > 2 – 8 kg 68 (60-80) 10 Grande tortue (DV-LL) < 2 kg 54 (40-60) 10 Grand lézard 36 10 Iguane de 70 cm 55 4 Légende : DL : incidence dorsoventrale, LL : incidence latéro-latérale , CC : incidence crâniocaudale 99 2.2. L’intérêt d’un appareil radiographique numérique (Schilliger, 2010) Bien que l’examen radiographique ne requière aucun matériel spécifique supplémentaire, l’acquisition d’un appareillage numérique constitue un atout considérable pour la réalisation de clichés de qualité. Il existe 2 systèmes de radiographies numériques. Dans un cas, le film est remplacé, dans la cassette par un écran radioluminescent à mémoire (ERLM). Il s’agit d’un écran au phosphore. Dans ce système dit « Computed Radiography » (CR), l'image latente obtenue sur l’écran, est activée par un balayage laser et numérisée à l'aide d'un scanner spécial. Dans l’autre cas, le film est remplacé par un capteur plan, directement relié à l’ordinateur : ce système est appelé « Digital Radiography » (DR). Il demande un budget d’investissement plus élevé, car il implique l’acquisition d’un nouveau générateur de rayons X, mais il permet néanmoins de travailler plus rapidement en évitant toute manipulation de cassette. Grâce aux systèmes numériques digitalisés, l’image peut être « retravaillée» après son enregistrement informatique. Il n’est donc plus nécessaire de réaliser plusieurs clichés avant d’obtenir une image satisfaisante. A partir de l’ordinateur, en faisant varier plusieurs paramètres (contraste, clarté, rotation, zoom), on peut améliorer le cliché et se focaliser sur des détails, qui n’auraient peut-être pas été visibles en radiographie classique. Les systèmes numériques présentent plusieurs avantages : - observation « en temps réel » du cliché (pas de développement) - possibilité d’améliorer et de stocker l’image informatiquement, - partage possible avec d’autres praticiens (envoi par courriels), - radioprotection accrue (plusieurs images obtenues en une seule prise) . 100 2.3. Transit baryté (Risi, 2010) (Schilliger, 2004 a) Le tube digestif n’est pas toujours bien délimité en raison de la superposition des organes : son exploration est donc facilitée par la réalisation d’un transit baryté (cf.Photo 55). Il permet de mettre en évidence des masses pariétales, des occlusions intestinales, une stase du transit, ou des corps étrangers. Le sulfate de baryum à 2530 %, ou un produit de contraste iodé, sont utilisés classiquement à 2-20 mL/kg. Le produit est administré après avoir été réchauffé, afin de ne pas ralentir le transit (fortement dépendant de la température chez les reptiles !). Pour obtenir des images de « double contraste », l’administration de produit de contraste est suivi par l’administration d’air (chéloniens : 30 mL/kg ; ophidiens : 50 mL/kg). La durée du transit intestinal pouvant être très variable selon l’espèce (2-4 jours chez les reptiles carnivores, jusqu’à 10 jours chez les herbivores), il est conseillé d’administrer à l’animal du métoclopramide (2,5 mg/kg de serpent) afin d’accélérer le transit (Schilliger, 2004 a). A la fin de l’examen baryté, il est conseillé d’évacuer le produit de contraste présent dans le cloaque ou le côlon, à la seringue ou par massage, afin d’éviter une occlusion. On peut aussi placer l’animal dans un bain chaud pour accélérer son transit et favoriser l’évacuation du produit. Photo 55 : transit baryté chez un iguane vert (Iguana iguana) atteint de coprostase caecale (photo Schilliger, 2004 a) 101 3. L’examen radiographique des ophidiens (Risi dans Boucher et al., 2009) (Schilliger, 2004 a) (Redrobe, 2002) (Rival, 1999 b) 3.1. Contraintes et positionnement chez le serpent Les serpents doivent être radiographiés par tronçons rectilignes successifs (et non en position enroulée), sous incidences dorso-ventrale et latéro-latérale dorsale (cf. Tableau 13 ). Des repères anatomiques sont pris pour localiser ensuite les lésions radiographiques sur l’animal lui-même. Un serpent venimeux peut-être introduit dans un tube transparent en plexiglas, afin d’être maintenu en place sur la table de radiographie (cf. Photo 56). La présence du contenant peut nécessiter d’augmenter légèrement le kilo-voltage pour obtenir une image nette. Un premier cliché global de dépistage peut être réalisé en laissant l’animal s’enrouler sur lui-même. Photo 56 : positionnement d’un serpent venimeux pour la réalisation d’un cliché radiographqiue (utilisation d’un tube en plexiglas) (Photo Schilliger, 2004 a ) De manière générale, l’utilisation de ruban d’adhésif pour maintenir un reptile en place que la table de radiographie est illusoire. Par leurs mouvements ondulatoires ou par la force de leurs membres, ils arrivent à s’extraire de cette contention. 102 3.2. Interprétation des clichés chez le serpent (Hernandez - Divers et Hernandez – Divers, 2001) (Schilliger, 2004 a) (Redrobe, 2002) La topographie radiographique normale des principaux organes chez les ophidines est résumée en fin de chapitre (cf. Tableau 10). Chaque appareil présente des particularités qui sont décrites dans les chapitres qui suivent. Les principales affections couramment détectées par l’examen radiographique chez les ophidiens sont rappelées en Annexe 18). 3.2.1. Appareil musculo-squelettique (Hernandez - Divers et Hernandez – Divers, 2001) (Risi dans Boucher et al., 2009) (Schilliger, 2004 a) (Redrobe, 2002) Les fractures de côtes sont courantes chez les serpents. Elles présentent alors des néo-formations osseuses périostées, Une autre découverte, assez rare chez cet ordre, est la présence d’excroissances périostées entre des vertèbres, qui, sur la radiographie paraissent alors soudées. Dans cette région, l’animal aura perdu en souplesse et pourra même présenter une déformation anguleuse. L’étiologie de ces malformations est mal connue, mais est supposée être d’origine traumatique ou infectieuse. 103 Photo 57 : deux cichés radiographiques du crâne de boïdé (Python molurus bivittatus) A : incidence latéro-latérale , B : incidence dorso-ventrale (photo Schilliger) A B 3.2.2. Appareil digestif (Hernandez – Divers, 2001) (Risi dans Boucher et al., 2009) (Redrobe, 2002) L’œsophage des serpents n’est pas visible sur les clichés, sauf s’il contient des gaz ou des produits de contraste. L’estomac est situé dans l’extrémité distale du tiers moyen du corps, et présente souvent des éléments radiodenses correspondant à des restes de proie récemment ingérées. Le foie se situe ventralement aux poumons, crânialement à l’estomac. L’intestin grêle et le côlon se trouvent dans le dernier tiers du corps et peuvent présenter parfois des opacités variables, dues à la présence d’aliments digérés de diverses natures. Le cloaque se situe au niveau de la dernière paire de côtes. Le pancréas, la vésicule biliaire et la rate ne sont normalement pas radiographiquement visibles. La radiographie du tube digestif des ophidiens, est indiquée lors de suspicion de gastrite hypertrophique, de corps étrangers, d’impaction, de constipation, d’hépatomégalie ou de masse hépatique. L’usage de produit de contraste peut se 104 révéler utile dans le diagnostic d’obstruction, ou pour identifier et localiser l’origine de masses intra-coelomiques (intraluminale ou extraluminale). Photo 58 : trois clichés radiographiques d’un serpent (par tronçons rectilignes successifs) et localisation des principaux organes (photo Schilliger, 2004 a) 3.2.3. Appareil cardio-respiratoire (Hernandez -Divers et Hernandez – Divers, 2001) (Risi dans Boucher et al., 2009) Le cœur du serpent est situé à l’extrémité distale du tiers crânial du corps (cf. Photo 59). Des cardiomégalies ont déjà été observées chez les serpents. Elles ont souvent pour origine des cardiomyopathies ou épanchement péricardique (cf.Photo 59). La trachée, sorte de « ligne radioluisante », s’étend du tiers crânial de la tête jusqu’à la silhouette cardiaque. Le poumon gauche est souvent vestigial. Généralement, le poumon droit est visible sous forme d’un sac allongé, rempli d’air, situé dans le tiers caudal du corps et pouvant s’étendre jusqu’au cloaque. L’interprétation des clichés radiographiques pulmonaires n’est pas aisée, en raison de la superposition du foie et de l’estomac dans le champ pulmonaire. La radiographie 105 des poumons est indiquée lors d’affections trachéobronchiques de nature infectieuse ou néoplasique ou lors de rhinite. Photo 59 : cliché radiographique thoracique d’un serpent, la silhouette cardiaque (flèches oranges) est masquée par un épanchement cœlomique (photo Schilliger) 3.2.4. Appareil uro-génital (Hernandez - Divers et Hernandez – Divers, 2001) (Risi dans Boucher et al., 2009) Chez les serpents, les reins sont situés dorsalement au tractus intestinal, associés à de la graisse intracoelomique. Les reins ne sont pas visibles sur un cliché, sauf lors de « rénomégalie » ou de minéralisation associée à une néoplasie ou une goutte viscérale en phase terminale. Les œufs des espèces ovipares bien qu’ils soient peu calcifiés, peuvent tout de même être visibles sur un examen radiographique. Chez les espèces vivipares, le squelette fœtal est calcifié tardivement au cours de la gestation. Les hémipenis de certains serpents sont calcifiés et donc visibles. Une proéminence discrète au niveau du cloaque peut signifier la présence d’une inflammation du cloaque (claocite), d’un abcès ou d’un dépôt de graisse. Les indications usuelles des radiographies du tractus uro-génital ont pour but d’évaluer la fonction reproductrice (dystocie, infécondité). Il est important de garder à l’esprit que les dystocies sont difficiles à interpréter, et que seule une anamnèse précise, associée à des signes cliniques ou d’autres examens complémentaires (échographie) sont souvent nécessaires pour établir un diagnostic final. 106 3.2.5. Autres indications chez les serpents (Hernandez - Divers et Hernandez – Divers, 2001) La présence d’une ou plusieurs masses peut nécessiter une radiographie. Les abcès sont fréquents chez les serpents. Ils peuvent être intracoelomiques et adhérer à un organe, ou extracœlomiques et associés à la paroi abdominale. Tableau 10 : topographie radiographique normale des organes internes des ophidiens (extrait de Schilliger, 2004 a) 107 4. L’examen radiographique des sauriens (Hernandez - Divers et Hernandez – Divers, 2001) La topographie radiographique normale des principaux organes chez les sauriens (cf. Photo 61) est résumée en fin de chapitre (cf. Tableau 10). Chaque appareil présente des particularités qui sont décrites ci-après. Les principales affections couramment détectées par radiographie chez les sauriens sont rappelées en Annexe 17. 4.1. Contraintes et positionnement chez le lézard (Hernandez - Divers et Hernandez - Divers, 2001) (Schilliger, 2004a) (Risi dans Boucher et al., 2009) Les lézards sont souvent très agités. Leur contention sur la table est souvent difficile sans sédation, sauf lorsqu’ils sont affaiblis. Pour éviter une sédation, ils peuvent être maintenus en place manuellement, en veillant à respecter les règles de radioprotection (port de gants en plomb) (Schilliger, 2004 a). Pour réduire leurs mouvements, il est possible d’exercer une pression lente et continue sur les orbites. Le réflexe oculo-vagual, ainsi induit, les calme temporairement. La compression peut être maintenue plus longuement, le temps de réaliser quelques clichés (Boucher et al., 2010). Les incidences des clichés des sauriens sont identiques à celles des mammifères : dorso-ventrale (cf.Photo 60 et Photo 61) ou latéro-latérale, avec les membres postérieurs en extension le long de la queue et les membres antérieurs le long de la tête dorsale (cf. Tableau 13 ). Pour les espèces de petit taille, (gecko, caméléons), les individus à radiographier peuvent rester libres dans une boite radio-transparente afin de réaliser un premier cliché de dépistage (corps étranger, calculs vésicaux,..). 108 Photo 60 : positionnement d’un iguane vert (Iguana iguana) (incidence dorso-ventrale) pour un examen radiographique (photo Schilliger, 2004 a) 4.2. Interprétation des clichés chez le lézard 4.2.1. Appareil musculo-squelettique (Hernandez - Divers et Hernandez – Divers, 2001) (Schilliger, 2004a) (Silverman, 2006) (Redrobe, 2002) La radiographie du squelette appendiculaire des lézards permet de détecter des affections telles que : des ostéomyélites, arthrites septiques, fractures, goutte, corps étrangers (cf.Photo 62). Les affections osseuses étant fréquentes chez ces espèces, des clichés sont souvent réalisés d’ofice, même sans suspicion, afin d’évaluer l’état de général du squelette de l’animal. 109 Photo 61 : radiographie d’un saurien (incidence dorso-ventrale) et localisation des principaux organes (Photo Schilliger, 2004 a) Décubitus Ventral L’affection la plus fréquente de l’appareil squelettique chez les reptiles est la maladie métabolique osseuse. Elle est due à un hyperparathyroïdisme secondaire nutritionnel (consécutive à une synthèse accrue de parathormone pour pallier le déséquilibre phopho-calcique alimentaire). Elle entraine une ostéodystrophie fibreuse par épuisement des réserves osseuses de calcium. Un des signes cliniques observé est le gonflement des membres. Radiographiquement, elle se manifeste par une diminution de la trame osseuse, caractérisée par un amincissement de la corticale des os longs, associés à des fractures. Grâce aux clichés, on pourra aussi observer des fractures incomplètes des os, des scolioses, ou des luxations chroniques des doigts (fréquentes chez les lézards mais peu exprimées cliniquement), 110 Photo 62 : examen radiographique de l’extrémité distale du membre antérieur d’un agame aquatique (Physignatus cocincinus) présentant un abcès par corps étranger (plomb) (photo Schilliger 2004 a) 4.2.2. Appareil digestif (Hernandez – Divers et Hernandez – Divers 2001) (Risi dans Boucher et al. 2009) (Silverman 2006) (Redrobe 2002) L’anatomie des différentes espèces de lézards doit être considérée lors de l’évaluation radiographique de leur tube digestif. A titre d’exemple, un iguane vert herbivore pourra présenter, à la radiographie, un caecum et un côlon distendus par les gaz de fermentation, ce qui ne sera pas le cas d’un gecko insectivore. De même, on tiendra compte de la différence des temps de transit (de quelques jours à quelques semaines) et de la présence possible d’ingesta dans le tractus. L’indication principale d’une radiographie de la cavité cœlomique est la recherche de corps étrangers (CE) ou l’obstruction intestinale. Les lézards, animaux lithophages*, sont souvent « porteurs » de corps étrangers, surtout s’ils sont hébergés sur des litières qu’ils peuvent facilement ingérer (cailloux ou sable). La présence de corps étrangers est considérée comme non pathologique en l’absence de signes cliniques. Le transit baryté sera utile pour détecter la présence de CE radiotransparents. Le foie peut être visualisé au milieu de la cavité coelomique, sous incidence latérale. Une hépatomégalie repoussera caudalement les intestins et dorsalement les poumons. 111 4.2.3. Appareil cardio-respiratoire (Hernandez – Divers et Hernandez – Divers, 2001) (Risi dans Boucher et al., 2009) (Silverman, 2006) La structure pulmonaire des lézards est également variable d’une espèce à l’autre. Certains possèdent des poumons « sacculaires », d’autres ont un aspect « spongieux » présentant des travées. Les lézards ne possédant pas de diaphragme fonctionnel, il peut être utile sur les sujets anesthésiés d’appliquer une pression positive lors de la prise du cliché. Ceci évite le collapsus des sacs aériens, et limite leur recouvrement par les tissus environnants. La plupart des lézards ont un cœur en position très crâniale, souvent caché entre les membres antérieurs sous une ceinture pectorale osseuse. Sa taille et sa forme sont donc difficilement appréciables. 4.2.4. Appareil uro-génital (Hernandez – Divers et Hernandez – Divers, 2001) (Risi dans Boucher et al., 2009) (Silverman, 2006) Etant donné la fréquence des troubles rénaux chez les lézards, il est impératif d’essayer d’obtenir des images de bonne qualité dans cette région. Les reins sont situés dans la ceinture pelvienne et sont donc, peu accessibles radiographiquement. Néanmoins lors de nephromégalie, ils font protrusion crânialement et sont parfois associés à des coprostases secondaires à l’obstruction du pelvis. Des calculs vésicaux sont parfois visualisés chez les sauriens possédant une vessie. Chez d’autres espèces dépourvues de vessie, les calculs se retrouvent dans le cloaque et peuvent être à l’origine d’occlusion du côlon distal. Comme chez les serpents, les examens radiographiques permettent d’évaluer l’appareil reproducteur. Les dystocies sont des affections courantes dans ce groupe de reptiles. Les œufs de lézard se calcifient tardivement et, de ce fait, peuvent être difficiles à observer dans la première partie de la gestation. La visualisation des œufs ne constitue pas cependant, un signe de dystocie. En effet, la ponte des œufs est dépendante de nombreux facteurs environnementaux (température ambiante, nutrition, etc..). Ainsi, un lézard qui n’a pas à sa disposition le substrat idéal pourra 112 retarder la ponte, sans pour autant, souffrir de dystocie. Il est donc primordial de toujours associer les conditions zootechniques, l’anamnèse et les signes cliniques pour établir un diagnostic. 4.2.5. Autres organes L’examen radiographique devrait être considéré comme une technique de référence, pour l’investigation de tout gonflement des tissus mous. Comme chez les autres reptiles, les abcès sont fréquents chez le lézard. Il est important de réaliser une évaluation radiographique de la région atteinte avant toute chirurgie de résection (recherche d’ostéomyélite, …). Tableau 11 : localisation radiographique des organes internes des sauriens (extrait de Schilliger, 2004 a) 113 5. L’examen radiographique des chéloniens 5.1. Contraintes et positionnement chez la tortue (Hernndez – Divers et Hernandez – Divers, 2001) (Risi dans Boucher et al., 2009) (Silverman 2006), Les tortues sont les reptiles les plus faciles à positionner sur la table de radiographie. Elles sont placées directement sur le plan horizontal, les 4 pattes tendues hors de la carapace pour une incidence dorso-ventrale ou ventro-dorsale (cf. Tableau 13 ). Pour les clichés sous incidences crânio-caudale ou latéro-latérale (utile dans le diagnostic des pneumopathies), l’animal est placé verticalement sur un support ou maintenu en place à l’aide de gants de plomb (cf.Photo 63). Important RADIOPROTECTION : Les tirs horizontaux avec un générateur de rayons X rotatif à 90°, sont désormais prohibés par les nouvelles normes de radioprotection (aucune partie du corps du manipulateur ne doit se situer dans le faiseau direct). Dans la position sur le côté (verticalement sous le faisceau de rayons X), les viscères peuvent se déplacer dans la cavité cœlomique, modifiant à leur tour les champs pulmonaires et produire des images artéfactuelles anormales (Schilliger, 2004 a). Photo 63 : technique de radiographie d’une tortue en position verticale. (photo Schilliger, 2004 a) 114 5.2. Interprétation des clichés chez la tortue (Hernandez-Divers et Hernandez–Divers, 2001) La topographie radiographique normale des principaux organes des chéloniens (cf.Photo 64) est résumée en fin de chapitre (cf.Tableau 12). Chaque système présente des particularités qui sont décrites ci-après. Les principales affections couramment détectées par radiographie chez les chéloniens sont rappelées en Annexe 16. 5.2.1. Appareil musculo-squelettique (Hernandez-Divers et Hernandez–Divers, 2001) (Risi dans Boucher et al., 2009) (Silverman, 2006) (Redrobe, 2002) Chez les chéloniens, on retrouve, les mêmes indications que pour les ordres précédents. La radiographie est donc une technique de choix dans le cadre de l’exploration de fractures et autres affections osseuses et/ou articulaires. L’ostéofibrose (MBD : Metabolic bone disease) est aussi très courante chez les tortues. Elle se manifeste, entre autres, par un ramollissement et une déformation de la carapace, une pousse anormale des griffes, des excroissances cornées du bec. Radiographiquement, l’ostéofibrose correspond à des images de faible densité en zone corticale. Dans certains cas, on ne distingue plus les tissus osseux des tissus mous environnants. Les fractures des membres sont rares chez les tortues. Plus souvent, c’est la carapace qui peut se fracturer. On fera attention de ne pas les confondre avec des images de fissures physiologiques du plastron. Il s’agit d’articulations : sorte de ponts amovibles, entre les ostéodermes du plastron. Ils permettent la fermeture de la carapace : on les retrouve par exemple chez la tortue « boîte ». Le diagnostic de fracture sera suivi de radiographies de contrôle à 10 et 20 semaines pour évaluer la réparation, bien qu’une guérison et un remaniement complet puissent prendre de 6 à 18 mois (Hernandez-Divers et Hernandez - Divers, 2001). Les tortues terrestres et en particulier les tortues géantes, ont la plus longue espérance de vie de tous les animaux (en moyenne 50 ans), et présentent avec l’âge des troubles orthopédiques plus fréquents (maladies de dégénérescence articulaire). 115 L’ostéomyélite, courante chez les reptiles (à la différence des mammifères), est caractérisée par une lyse (plutôt que par prolifération). Il y a souvent une déformation et une hypertrophie locale, associée à une perte de la délimitation entre zone corticale et zone médullaire. Photo 64 : radiographie d’un chélonien (incidence ventro-dorsale) et localisation des principaux organes (photo Schilliger, 2004 a) 5.2.2. Appareil digestif (Hernandez-Divers et Hernandez–Divers, 2001) (Risi dans Boucher et al., 2009) (Silverman, 2006) (Redrobe, 2002) Lors de l’examen radiographique du tractus digestif, comme pour les autres reptiles, il faudra tenir compte du délai écoulé depuis la dernière prise alimentaire, de la nature de l’ingesta, de la température ambiante, et de l’état de santé de l’animal. Le tractus intestinal de la tortue est plus court que celui des mammifères, mais le transit est plus lent. 116 Chez la tortue, l’incidence dorsoventrale est la mieux adaptée à l’examen radiographique du tractus digestif. Une obstruction alimentaire peut avoir une étiologie très éclectique: - trouble intestinal intraluminal (constipation, parasites, corps étranger), - trouble intestinal extraluminal (néoplasie, abcédation), - trouble extraintestinal (pression des organes environnants), Des mauvaises conditions d’hébergement ou une alimentation inappropriée sont souvent à l’origine d’iléus gastro-intestinaux par météorisation (dysmicrobismes intestinaux) (cf.Photo 65 et Photo 66), Photo 65 : radiographie ventro-dorsale d'une tortue terrestre révélant des corps étrangers dans le duodénum (Ici, des cailloux) (photo Schilliger ) Photo 66 : radiographie ventrodorsale d'une tortue terrestre montrant l'existence d'un fécalome. (photo Schilliger) 5.2.3. Appareil cardio-respiratoire (Hernandez-Divers et Hernandez - Divers, 2001) (Risi dans Boucher et al., 2009) (Silverman, 2006) Le cœur est localisé dans le tiers crânial de la cavité cœlomique, juste au dessus du plastron, ses contours sont donc difficiles à discerner à la radiographie. Les poumons, accolés à la carapace, ont une structure en « sac » tapissés d’alvéoles pulmonaires. Leur nature aérique, permet un excellent contraste et ils sont 117 donc visibles radiographiquement (cf. Photo 67). Le champ pulmonaire radiotransparent, occupe environ 50 % de la partie supérieure du corps, tandis que la moitié ventrale, est occupée par les systèmes urogénitaux et digestifs (radiodenses). Le volume de distension des poumons peut donc être limité par la rétraction des membres ou de la tête à l’intérieur de la carapace, et par l’augmentation anormale du volume intestinal (occlusion, fécalome) (cf.Photo 65 et Photo 66), Important Lors d’un cliché crâniocaudal en position verticale, les viscères de la cavité cœlomique peuvent se déplacer et comprimer les poumons. Ils paraissent alors radiodenses par disparition du champs pulmonaire (artéfact du au positionnement de l’animal, à ne pas confondre avec une pneumonie !). L’incidence horizontale, latérale ou crâniocaudale, est donc la mieux adaptée à l’examen radiographique des poumons. Photo 67 : examen radiographique des champs pulmonaire d’une tortue sous incidence latéro-latérale (photo Schilliger, 2004 a) 118 Photo 68 : examen radiographique des champs pulmonaires d’une tortue sous incidence crânio caudale. Noter qu’en incidence dorso-ventrale, on observe obligatoirement une superposition des poumons et des viscères sous-jacents, entrainant un faible contraste. On pourra pour augmenter le contraste, diminuer les kV. (photo Schilliger, 2004 a) 5.2.4. Appareil uro-génital (Hernandez-Divers et Hernandez–Divers, 2001) (Risi dans Boucher et al., 2009) (Silverman, 2006) La rétention d’œufs pré- ou post- ovulatoire est une pathologie gynécologique et/ou obstétricale fréquente chez les chéloniens et les sauriens. Les œufs des tortues ont des coquilles très calcifiées et radiodenses. Ils sont donc facilement visibles, en incidence dorsoventrale, disséminés dans la cavité cœlomique. L’examen radiographique est à privilégier lors de suspicion de dystocie (rétention post-ovulatoire). En effet, l’induction médicale de la ponte, par administration d’ocytocine, est déconseillée lorsque les œufs présentent des fractures, une taille ou un volume disproportionnés, ou encore des formes anormales. Lors d’un tel traitement, l’œuf est chassé de l’oviducte, et expulsé avec force dans l’urodeum cloacal, il se retrouve alors dans un urètre très large, puis peut migrer jusqu’à la vessie. Radiographiquement, il n’est pas possible de distinguer si les œufs sont dans la vessie ou dans l’oviducte. Cependant, avec le temps, des dépôts d’urate s’accumulent à la surface des œufs ectopiques, leur donnant peu à peu une forme irrégulière. Dans certains cas, aucun signe clinique n’est associé à cette anomalie. La tortue peut ainsi garder ses œufs ectopiques jusqu’à la saison suivante de reproduction. C’est à ce 119 moment, qu’il sera possible de différencier sur le cliché, d’une part, des œufs à coquille fine et lisse et donc, en position normale dans l’oviducte; et d’autre part, des œufs « vésicaux » de forme irrégulière à coquilles épaisses. En cas de doute, on peut aussi réaliser deux clichés en basculant l’animal d’un coté puis de l’autre. L’œuf en position vésicale aura bougé entre les deux clichés, alors que l’œuf bloqué dans l’oviducte sera resté à la même place (!). Chez les chéloniens, les calculs vésicaux peuvent être visualisés par radiographie. Chez les tortues, la vessie est volumineuse et bilobée : ainsi il arrive que les calculs soient en position latérale et très crâniale. Leur image peut être confondue avec un corps étranger digestif (caillou). La réalisation d’une pneumocystographie (cathétérisation de l’urètre, avec injection d’air dans la vessie) ou d’un transit baryté permet de les différencier. Tableau 12 : localisation radiographique des organes internes des chéloniens (extrait de Schilliger, 2004 a) 120 6. L’examen radiographique des crocodiliens (Hernandez-Divers et Hernandez-Divers, 2001) Le positionnement et l’interprétation des images radiographiques de crocodiliens sont similaires à celles des lézards. Le praticien se réfèra donc à ce chapitre. Il faut garder à l’esprit que les crocodiles se débattent souvent avec une extrême puissance. Ils doivent donc, être muselés, et parfois anesthésiés pour réaliser un cliché (cf.Photo 69 ). Photo 69 : contention de la mâchoire d’un alligator du Mississippi (Alligator mississippiensis) (photo Schilliger) Sans sédation préalable, seule l’incidence dorso-ventrale est possible. En effet, les crocodiles s’animent de puissants mouvements ondulatoires lorsqu’ils sont placés en décubitus latéral. La visualisation des viscères est souvent rendue difficile par la présence d’ostéodermes sur la face dorsale du corps de ces animaux (Schilliger, 2004 a). Exemple de cas clinique chez un alligator du Mississippi (Alligator mississippiensis) (cf. Photo 70) (cf. Photo 71) (cf. Annexe 2 : illustration de l’intérêt d’un examen RADIOGRAPHIQUE chez un crocodilien) On observe l’absence physiologique de troisième phalange sur le doigt I ainsi qu’une augmentation de la radiodensité osseuse de la seconde phalange (p2) sur ce même doigt ; les analyses histologiques révéleront un angiofibrôme. 121 Photo 70 : vue dorso-palmaire de l’extrémité distale du membre antérieur gauche d’un alligator du Mississippi, atteint d’une lésion nodulaire tégumentaire et articulaire Photo 71: vue radiographique plus détaillée du doigt I (Photo Schilliger). (Photo Schilliger). Tableau 13 : incidences radiographiques recommandées en fonction des groupes d’espèces et des organes à explorer (extrait de Schilliger, 2004 a) Poumons Tube Appareil digestif génital LL - CC DV DV DV DV – LL - CC OPHIDIENS LL DV - LL DV - LL DV - LL - SAURIENS DV - LL DV - LL DV - LL DV - LL - CROCODILIENS DV - LL DV - LL DV - LL DV - LL - CHELONIENS Incidence CC : crânio-caudale Incidence DV : dorso-ventrale Incidence LL : latéro-latérale 122 Squelette Carapace (plastron et dossière) TROISIEME PARTIE. L’échographie chez les reptiles (Hochleithner, 2004) (Redrobe, 2002) (Schilliger, 2004 a) (Hernandez –Divers, 2001) (Ferreira dans Boucher et al., 2009) (Schilliger, 2009 d) (Hochleithner, 1998) Rappel : L’échographie fonctionne sur un principe d’émission et de réflexion des ultrasons. Un faisceau d’ultrasons est produit par un cristal piézoélectrique situé à l’intérieur de la sonde (ou transducteur). Cette sonde, positionnée sur la région à explorer, envoie de brèves impulsions successives qui sont réfléchies sur les organes sous jacents. Les échos réfléchis par les différentes structures anatomiques sont recueillis entre chaque impulsion et visualisés sur un oscilloscope cathodique (points blanc sur fond noir). L’agencement de ces points les uns par rapport aux autres sur l’écran est fonction de la durée séparant l’impulsion de l’ultrason et de la réception de l’écho correspondant. 1. Indications (Schilliger, 2004 a) (Hernandez –Divers et Hernandez –Divers, 2001) (Hochleithner, 2004) L'échographie bidimensionnelle fournit instantanément une image en coupe, statique et dynamique, de l'organe exploré. Maîtriser l’interprétation des images échographiques demande du temps et de l’expérience. Mais avec de pratique, il s’agit d’un outil très utile et complémentaire de la radiographie. Comme chez les mammifères, l’examen échographique est un outil particulièrement adapté à l'exploration des tissus mous. Ainsi, chez les reptiles, cet examen complémentaire permet l’exploration de : - de l’appareil génital (activité ovarienne et différenciation des rétentions d’œufs pré ou post ovulatoire), - des reins et la vessie (quand cette dernière existe), - du tube digestif, - du foie et de la vésicule biliaire, - de masses éventuelles (dans tissus mous), - des affections oculaires ou rétrobulbaires, 123 - du cœur et des gros vaisseaux de la base du cœur, ainsi que des cardiopathies (avec éventuellement l’utilisation du Doppler) Cet examen, non invasif, indolore et dépourvu d'effets secondaires connus, permet également la réalisation de biopsies échoguidées sans avoir recours à une coeliotomie. Chez les reptiles, on ne fait pas de distinction entre "échographie thoracique" et "échographie abdominale" puisque ces animaux ne possèdent qu'une cavité générale unique, appelée cavité coelomique ou cavité thoraco-abdominale. 2. Matériel (Ferreira 2010) (Schilliger, 2009 d) (Setter, 2006) Silverman, 2006) (Hochleithner, 2004) (Hochleithner, 1998) (Stetter, 1998) La plupart des praticiens vétérinaires disposent d’appareils d’échographie dans leur clinique (cf.Photo 72). La majorité d’entre eux peuvent être utilisés pour l’examen des reptiles. Le choix de la sonde sera un compromis entre la résolution de l’image, la profondeur de l’organe à explorer et l’accessibilité de la fenêtre acoustique. Photo 72 : appareil d’échographie et ses 2 sondes acoustiques. (Photo Schilliger) Dans un premier temps, le choix de la sonde sera adapté à la taille de l’animal. Les sondes de basses fréquences auront une résolution moins bonne, mais permettront d’explorer l’organisme plus en profondeur. La fenêtre acoustique est également un facteur limitant. Ainsi, chez les chéloniens, cette dernière est trop étroite (région cervicale, axillaire ou pré-fémorale) pour permettre l’emploi de la sonde linéaire (large). Chez les lézards, les 2 types de sondes peuvent être utilisés. De manière générale, l’utilisation d’une sonde linéaire de haute fréquence de 10 à 15 MHz, est recommandée pour l'examen des reptiles de petite taille (petits serpents 124 et lézards). Une sonde micro-convexe de 3 à 8 MHz convient aux reptiles de grande taille (crocodiles, varans, boïdés, grandes tortues) (cf. Tableau 14). Tableau 14: choix de la sonde échographique à utiliser selon les reptiles (Schilliger, 2009 d) L’examen échographique n’étant réalisable correctement, que sur des animaux immobiles, c’est l’état d’agitation et la taille du reptile qui orienteront la méthode de contention. Ainsi, une anesthésie générale est rarement nécessaire. Cependant, plusieurs aides doivent souvent être réquisitionnées pour assurer l’immobilisation. Les animaux sont placés en décubitus ventral ou dorsal, selon les espèces et l’organe à explorer. Chez certains lézards, il est possible d’induire une CATALEPSIE (état de torpeur), en les plaçant en décubitus dorsal ou en réalisant une pression (manuelle ou à l’aide d’œillères) sur les globes oculaires (reflexe vago-vagal) (cf. Photo 73). Ceci suffit parfois à réaliser l’échographie sans autre contention. 125 Photo 73 : technique de contension d’un iguane vert (Iguana iguana) associant reflexe vago-vagal et mise en place d’œillères le privant de toute stimulation visuelle (Photo Schilliger, 2004 a). 3. Contraintes particulières des reptiles (, 2010) (Schilliger, 2009 a) (Schilliger, 2008) (Hochleithner, 2004) (Hochleithner, 1998) La présence de téguments très kératinisés, écailles ou ostéodermes, entre le transducteur et l'organe exploré peut gêner l'émission et la réception de l'écho ultrasonique. Pour pallier cet inconvénient, il est recommandé d'appliquer une épaisse couche de gel acoustique (tiède si possible) sur la zone à explorer pendant les quinze minutes qui précèdent l'échographie (cf. Photo 74 et Photo 75) Photo 75 : application d’une couche épaisse de gel acoustique, Cas d’un saurien (Varanus exanthematicus) Photo 74: application d’une couche épaisse de gel acoustique. Cas d’une tortue (Testudo graeca) (Photo Schilliger) (Photo Schilliger) 126 Chez les tortues, la carapace limite considérablement l'accès à la cavité cœlomique. Le transducteur ne peut être positionné chez ces animaux qu'en trois endroits (cf. Figure 13) : - au niveau de la fosse axillo-cervicale (entre la base du cou et la face crâniale du membre antérieur), - entre la face caudale du membre antérieuret la jonction "plastron-dossière", - et au niveau de la fosse pré-fémorale (entre la jonction "platron-dossière" et la face crâniale du membre postérieur). Photo 76 : échographie d’une tortue à carapace peu ossifiée (Trionys sp.) Chez certaines espèces dont les écailles (Photo Schilliger) sont très ossifiées, l'utilisation d'un gant en latex rempli de gel, interposé entre la peau et le tranducteur, peut permettre d'obtenir de plus belles images. Chez certaines tortues dont la carapace est très peu ossifiée, la sonde peut être placée directement sur la carapace (cf. Photo 76). Enfin, il est également possible d’immerger partiellement certains reptiles dans l‘eau tiède pour remplir les interstices (contenant de l’air). L’examen est alors pratiqué en plaçant la sonde directement dans l’eau, le contact avec la peau de l’animal n’étant pas nécessaire dans ce cas (cf. Photo 77). Il est également possible de placer la sonde en contact avec le récipient en plastique sur lequel du gel échographique aura été appliqué. 127 Photo 77 : examen échographique d’un saurien (Varanus exanthematicus) avec la sonde placée directement dans l’eau. (photo Schilliger) Chez les squamates (les lézards et les serpents), la fine couche d'air présente sous l'épiderme juste avant la mue peut créer un obstacle acoustique très gênant. De même, leurs écailles et leurs côtes disposées latéralement les unes contre les autres peuvent créer des cônes d'ombres parasites. Certains lézards ont aussi des corps gras abdominaux très volumineux qui masquent parfois les organes qu'ils recouvrent. Chez les serpents, le poumon aérien se prolongeant parfois tout le long du corps peut s'interposer entre la sonde et les viscères sous-jacents et empêcher ainsi la conduction des ultrasons. 4. Fenêtres acoustiques et principaux abords échographiques chez les reptiles (Ferreira dans Boucher et al., 2009) (Hochleithner, 2004) (Schilliger, 2009 d) Comme chez les autres animaux, l'examen échographique des reptiles doit respecter un protocole rigoureux. Une sédation est parfois nécessaire lorsque l’animal est agité ou agressif (l’association tilétamine + zolazépam (Zolétil ND) ; ou l’association kétamine (Imalgène ND) + médétomidine (Domitor ND) ; ou alfaxolone (Alfaxan ND) à 6-9 mg/kg IV ou 9-15 mg/kg IM) (cf.Annexe 15). 128 4.1. Chez les ophidiens (Schilliger, 2004a) (Hochleithner, 2004) (Ferreira dans Boucher et al., 2009) (Schilliger, 2009 d) Chez les serpents, dont la conformation du corps est longiligne, l'examen commence au niveau du cœur et se termine par le cloaque. La sonde (linéaire, de préférence) est placée Photo 78: échographie par voie d’abord latéral chez un python. sur la face ventrale et/ou latérale de (photo Schilliger) l’animal (cf. Photo 78 et Photo 79). L’abord dorsal est rendu impossible par la présence du rachis. Quant à l’abord latéral, l’interprétation des images peut être plus délicate car sur les flancs, la présence des cotés gêne le passage des ultrasons. La sonde est donc, placée plus souvent en face ventrale, ce qui permet l’exploration du cœur, du foie, d’une partie de l’appareil digestif, génital et urinaire (cf. Figure 11). Dans le cadre de l’examen échocardiographique du serpent, le choc précordial est repéré ventralement à environ 15–25 % de la longueur du corps en partant de la tête . Photo 79 : examen échographique d’un ophidien par abord ventral (Photo Schilliger) 129 Chez les serpents, l’échographie est parfois plus délicate à réaliser en raison de leurs nombreux mouvements de contorsion: dans ce cas, si plusieurs aides ne suffisent pas, l’animal peut être anesthésier (cf. Annexe 15 : anesthésiques fixes utilisables chez les reptiles) ou glisser dans une boîte « semi-ouverte » de contention adaptée (cf. Photo 80) (boîte faite à « façon » par l’utilisateur pour cet usage). L’opérateur tient d’une main la queue du serpent dont le corps longe la paroi de la boîte pour s’y appuyer, et de l’autre la sonde échographique, placée le long du corps. La cachette prévue à l’extrémité de la boîte permet au serpent de s’y sentir en sécurité et de rester tranquille. Par moments, la main qui tient la queue de l’animal exerce une traction pour ramener le corps contre la paroi de la boîte. Photo 80 : boite de contention spécialement conçue pour l’exploration échographique des ophidiens (photo Schilliger) Corps du serpent positionné le long de la paroi de la boîte Cachette (pour la tête du serpent) 130 Figure 11: exploration échographique de la cavité cœlomique chez les ophidiens : illustration schématique de la topographie des organes internes (extrait de Schilliger, 2004 a, d’après Chiodoni et al., 1992) 131 4.2. Chez les sauriens (Schilliger, 2004a) (Hochleithner, 2004) (Ferreira dans Boucher et al. 2009) (Schilliger, 2009 d) Chez les lézards, l’examen échographique commence, comme chez le chien et chez le chat, par le foie et la vésicule biliaire et se poursuit par les autres organes dans un ordre prédéterminé (par exemple : rate, reins, tube digestif, gonades, cœur) (cf. Figure 12). L’abord est principalement ventral (cf.Photo 81 et Photo 82) Photo 81: échographie par abord ventral chez un varan (Varanus exanthematicus) (Photo Schilliger) Photo 82 : échographie par abord ventral chez un iguane (Photo Schilliger) 132 Figure 12: exploration échographique de la cavité cœlomique chez les sauriens : illustration schématique de la topographie des organes internes, vue ventrale (extrait de Schilliger, 2004 a, d’après Sainsbury et al., 1991) 133 4.3. Chez les chéloniens (Schilliger, 2004 a) (Hochleithner, 2004) (Ferreira dans Boucher et al., 2009) (Schilliger, 2009 d) Chez les tortues, les fenêtres acoustiques sont limitées du fait de la présence de la carapace empêchant totalement le passage des ultrasons (sauf si la carapace est molle). Le positionnement de la sonde échographique peut être réalisé en trois endroits sur l’animal à examiner. Chaque fenêtre acoustique permet d’explorer préférentiellement certains organes (cf. Figure 13). - 1) La fenêtre échographique axillaire : Dans un premier temps, la sonde est placée dans la fosse axillo-cervicale (entre la base du cou et la face crâniale du membre antérieur). Cette incidence permet Photo 83: échographie par la fenêtre cervico-brachiale chez une tortue terrestre. (photo Schilliger) de visualiser le cœur, l'estomac et le foie. - 2) La fenêtre échographique inguino-fémorale (ou pré-fémorale) : La sonde est placée ensuite, dans le cul de sac inguino-fémoral, (entre la jonction plastron/ dossière et la face crâniale du membre postérieur). Cette fenêtre acoustique permet de visualiser l'échostructure du foie, du tube digestif, de la vessie et des gonades. - 3) La fenêtre échographique cervico-brachiale (ou axillo-cervicale): Enfin la sonde, placée entre la base du membre thoracique et la bas du cou, ce dernier abord permet de visualiser la région médiastinale. 134 Photo 84: échographie par la fenêtre inguino fémorale chez une tortue terrestre à l’aide d’un gant en latex rempli de gel (photo Schilliger) Photo 85: échographie par la fenêtre axillaire chez une tortue terrestre. (photo Schilliger) 135 Figure 13: exploration échographique de la cavité cœlomique chez les chéloniens : illustration schématique de la topographie des organes internes, vue ventrale (extrait de Schilliger, 2004 a, d’après Schildger et al. 1994) 136 Chez certaines tortues à carapace molle (non ossifiée), la sonde est placée directement sur la carapace. 4.4. Chez les crocodiliens (Hochleithner, 2004) Chez les crocodiliens, l’abord est similaire à celui des sauriens, et donc essentiellement ventral. Photo 86 : examen échographique d’un crocodilien : caïman à lunettes (Caiman crocodilus), par l’abord ventral (Photo Schilliger) Important Lors de l’examen échocardiographique, les reptiles seront placés dans un environnement leur permettant de garder une température corporelle d’environ 30°C (bouillotte, tapis chauffant), afin d’obtenir des conditions optimales de fonctionnement du système cardiovasculaire (Frye 1991). 137 5. Exploration échographique spécifique des différents organes Les observations couramment obtenues par échographie chez les chéloniens sont résumées en Annexe 19, celles des sauriens en Annexe 20, et celles des ophidiens en Annexe 21. Néanmoins, le chapitre ci-dessous récapitule les principales particularités associées aux différents appareils. 5.1. Le cœur (Chetboul et al., 2004) (Chetboul et al., 2006) (Schilliger et al., 2006) 5.1.1. Les abords spécifiques de l’échocardiographie Le cœur des ophidiens, sauriens et chéloniens possède une unique cavité ventriculaire, deux atria, un sinus veineux tubulaire s’abouchant dans l’atrium droit et trois troncs artériels efférents (arc aortique droit, arc aortique gauche et tronc artériel pulmonaire). Du fait de l’absence de diaphragme, le cœur des serpents est mobile à l’intérieur de la cavité cœlomique. Au cours de l’examen échocardiographique, le manipulateur doit donc déplacer régulièrement la sonde de quelques centimètres, par rapport à la position initiale, crânialement ou caudalement pour suivre le cœur. L’autre difficulté technique est liée à l’échogénicité sanguine qui est plus grande chez les ophidiens que chez les mammifères, en raison de la plus grande taille des érythrocytes (en moyenne deux fois plus important). Ceci contribue à diminuer le contraste entre les contenus cavitaires d’une part et les parois myocardiques d’autre part. Trois fenêtres peuvent être utilisées pour l’observation échocardiographique du cœur des reptiles (cf. Chetboul et al., 2004) : - la voie ventrale : en balayant la sonde de l’apex (caudal) jusqu’aux atria (crâniales), permettant de visualiser également le sinus venosus, les jonctions atrio-ventriculaires et les trois troncs artériels. - deux voies d’abord intercostal (latéral) droite et gauche : permettant de voir les 3 troncs artériels et les 2 atria s’abouchant dans l’unique ventricule (cf. Figure 14). 138 Figure 14 : les trois voies d’abord échographique du cœur d’un reptile. (Chetboul et al., 2004) Voie ventrale 2 voies intercostalecs L’abord ventral est le plus important, puisqu’il permet de réaliser la majorité de l’exploration cardiovasculaire. Les abords latéraux sont parfois utilisés pour compléter l’examen ventral dans le but d’obtenir des informations plus détaillées des structures atrio-ventriculaires et sino-atriales. Par la voie d’abord ventrale, 8 coupes d’exploration échographique sont définies : - 4 coupes dans le plan dit « petit axe », (ou le plan de coupe transversal au cœur), en progressant de l’arrière vers l’avant de l’animal (cf. Figure 15), - et 4 coupes dans le plan dit « grand axe », (ou le plan de coupe longitudinal au cœur), en progressant de la gauche vers la droite de l’animal (cf. Figure 16). 139 Figure 15 : les 4 coupes « petit axe » par abord ventral de l’arrière vers l’avant : trans-apexienne, - trans-ventriculaire, - trans artérielle, et – trans-atriale droite (Chetboul et al., 2004). Figure 16 : les 4 coupes « grand axe » par abord ventral de l’arrière vers l’avant : trans-artérielle, - atrio-ventriculaire gauche (G) puis droite (D) et – trans-cave (Chetboul et al., 2004). Chez les sauriens, le cœur est très crânial, placé dans la ceinture osseuse thoracique, ce qui limite parfois l’interprétation des images. L’échocardiographie des sauriens se réalise donc par un abord crânio-caudal. Le cœur des crocodiliens est très similaire de celui des mammifères, et est constitué de 4 cavités. Il se situe au milieu du corps de l’animal, entre la 11ème et la 12ème écaille ventrale (à partir de la ligne de jonction entre les deux membres antérieurs). 140 5.1.2. Interprétation de l’examen échocardiographique L’examen échocardiographique des reptiles permet de diagnostiquer la présence d’un épanchement péricardique (cf. Photo 88), des lésions d’endocardite, de myocardite, de péricardite, des valvulopathies, des infestations parasitaires, des tumeurs, voire des lésions d’arthérosclérose (cf. Photo 88) (cf. Annexe 3: illustration de l’intérêt de l’examen RADIOGRAPHIQUE ET ECHOGRAPHIQUE chez un saurien) (Schilliger, Lemberger et al., 2010). Il est également possible de visualiser des cristaux d’acide urique dans le myocarde, caractéristiques de goutte viscérale. Photo 87 : examen échographique par abord ventral d’une coupe « petit axe » transartérlelle d’un cœur de python royal (Python regius). Noter l’image caractéristique dite « en tête de Mickey » réalisée par le tronc piulmonaire (TP) dorsal (de diamètre plus large), et les 2 arcs aortiques droit (AoD) et gauche (AoG) (photo Schilliger). AoD AoG TP 141 Photo 88 : examen échographique bidimentionnel du ventricule d’un ophidien. Coupe transversale au niveau de l’apex (ou coupe « petit axe » trans-ventriculaire) montrant un myocarde apexien anormal entouré de liquide de la cavité cœlomique. (CP = Cavum pulmonal, Pleural effusion = épanchement, Ventricular myocardium = myocarde ventriculaire, ) (photo V.Chetboul in Schilliger et al., 2003) Photo 89 : examen échographique par abord ventral d’une coupe « petit axe » apexienne d’un cœur de tortue à carpace molle (Cyclanorbis senegalensis). Noter l’épanchement péricardique (EP) anéchogène * visible autour du myocarde apexien, CP= Cavum pulmonale (photo Schilliger) EP CP 142 5.2. La cavité cœlomique (Schilliger, 2009 c) (Hochleithner, 2004) (Ferreira dans Boucher et al., 2009) (Redrobe, 2002) 5.2.1. Le foie Le foie des ophidiens, de forme tubulaire, commence en arrière du cœur et se prolonge jusqu’au milieu de l’estomac (cf. Photo 90 et Photo 91). La vésicule biliaire est située à l’extrémité caudale du foie. Photo 90 : examen échographique du foie d’un python royal (Python regius). Coupe longitudinale (photo Schilliger) FOIE Photo 91 : examen échographique du foie d’un boa (Boa constrictor constrictor). Coupe transversale (photo Schilliger) FOIE 143 Chez les tortues et les lézards, le foie est bilobé avec un lobe droit plus volumineux que le gauche, et recouvert partiellement par la vésicule biliaire. Le foie est de structure hypoéchogène* chez tous les reptiles avec des vaisseaux anéchogènes* (cf. Photo 92 et Photo 93). Photo 92 : examen échographique de la cavité cœlomique d’un dragon barbu (Pogona vitticeptis) (visualisation du foie et de la vésicule biliaire (VB) anéchogène) (photo Schilliger) FOIE VB FOIE POGONA Photo 93 : examen échographique du foie d’un iguane vert (Iguana igana) (photo Schilliger) FOIE FOIE IGUANA IGUANA Comparé aux corps gras abdominaux, le foie est moins échogène que le tissu adipeux (cf. Photo 94 et Photo 95). Les serpents ont une veine hépatique particulièrement développée, formant un trait anéchogène et qui permet de bien différencier le foie des 144 corps gras. Chez les tortues, le foie est exploré à partir de la fosse pré-fémorale droite. Photo 94 : examen échographique de la cavité cœlomique par abord ventral d’un iguane vert (Iguana igauna). Noter le foie moins échogène que les corps adipeux (photo Schilliger) FOIE Corps adipeux Photo 95 : examen échographique de la cavité cœlomique par abord ventral d’un iguane vert (Iguana igauna). Noter le foie moins échogène que les corps adipeux (photo Schilliger) Corps adipeux 145 5.2.2. Le tube digestif L’échographie permet d’évaluer la présence d’aliments ou d’éventuels corps étrangers. Les cinq feuillets de la muqueuse du tube digestif, classiquement décrits chez les mammifères, ne sont visibles que sur les grands reptiles (grands boïdés, varans). La taille relative des différents segments du tube digestif varie selon le régime alimentaire : chez les espèces carnivores, l'estomac est bien développé, contenant souvent de l'air, tandis que l'intestin est assez court. Chez les espèces herbivores, l'estomac est plutôt réduit et le caecum, comme le côlon particulièrement volumineux, remplis de matières fécales. Le caecum est situé en partie caudale de la cavité cœlomique. Il est délimité par une paroi de faible épaisseur. La région pylorique est reconnaissable à l’échographie, par sa fine couche musculaire hypoéchogène. 5.2.3. La rate Chez les serpents de grande taille, la rate est repérable par sa forme circulaire et son échogénicité plus marquée que le tissu hépatique. Elle est située en arrière du foie, crânialement aux gonades. Sa petite taille la rend difficile à localiser chez les varans. Chez l’iguane, en période de reproduction (novembre), les testicules sont de taille augmentée et permettent ainsi une meilleure identification de la rate adjacente. 5.2.4. Le pancréas Le pancréas est moins échogène que le foie. Chez les chéloniens, il est difficile de le visualiser (tout comme la rate). Par contre, il est bien visible chez les varans. 146 5.3. l’appareil reproducteur (Schilliger, 2009 c) (Hochleithner, 2004) (Ferreira dans Boucher et al., 2009) (Redrobe, 2002) 5.3.1. Indications L’échographie de l’appareil reproducteur permet de déterminer le stade du cycle ovarien des femelles (follicules pré-ovulatoires avec ou sans vitellus, follicules post-ovulatoire avec coquille plus ou moins calcifiée), mais également, de sexer les animaux dont le dimorphisme sexuel est peu évident. On peut alors soit rechercher les gonades dans la cavité cœlomique, soit, échographier les poches hémipéniennes. 5.3.2. Les ovaires Les ovaires sont anéchogènes chez les serpents et les lézards, tandis qu’ils sont hyperéchogènes * chez les chéloniens. Chez les lézards et les serpents, à l’échographie, les œufs semblent contenir deux couches différentes : - l’une superficielle, formée d’albumen anéchogène (sorte d’anneau noir en périphérie), - l’autre plus profonde, constituée de vitellus, plus échogène (cf. Photo 96). Sur le pourtour des œufs (post-ovulatoires) se trouve la coquille, plus ou moins échogène selon son degré de calcification. Les ovaires se présentent sous la forme d’œufs allongés et alignés dans la cavité cœlomique, au contenu anéchogène. L’alternance, entre contenu anéchogène et coquille calcifiée échogène, donne une image dite « en cocarde ». Lors de l’exploration échographique, il ne faudra pas confondre les œufs calcifiés avec une coupe transversale des anses intestinales. 147 Photo 96 : examen échographique d’œufs de agame barbu (Pogona vitticeps). Noter l’albumen anéchogène, le vitellus plus échogène et au pourtour la coquille très échogène (photo Schilliger). Albumen Vitellus Photo 97 : examen échographique d’une dragon barbu (Pogona vitticeps). Noter la colonne vertébrale (en position dorsale) et la présence de follicules prévitellogéniques, au repos, de forme ronde anéchogène (flèche jaune) (photos Schilliger) Colonne vertébrale Colonne vertébrale Chez les tortues, la fenêtre acoustique médiastinale permet de mieux visualiser les follicules pré-ovulatoires, tandis que la fenêtre pré-fémorale (droite ou gauche) facilite l’examen des follicules post-ovulatoire ou des œufs en formation (cf. Photo 97). Chez les espèces ovovivipares, le squelette et les mouvements de l’embryon peuvent facilement être visualisés (cf. Photo 98). 148 Photo 98 : examen échographique d’une femelle boa constrictor (Boa constrictor constrictor). Noter la présence de serpenteaux dans l’oviducte avec visualisation des colonnes vertébrales (photo Schilliger). Colonne vertébrale de chaque serpenteau La stase folliculaire, ou rétention folliculaire pré-ovulatoire, est une affection de l’appareil génital courante chez les chéloniens et les sauriens. Elle se diagnostique principalement par examen échographique, voire par scanner ou IRM (cf. cinquième partie de cette étude). La stase folliculaire ne concerne que les ovaires dont le volume se développe considérablement du fait d’une augmentation pathologique du nombre, de la taille et du volume de follicules gorgés de vitellus. Cet accroissement de la taille des deux ovaires (ovariomégalie bilatérale) engendre une compression anormale de tous les organes de la cavité coelomique, et en particulier de l’estomac, ce qui a pour conséquence de provoquer une anorexie. D’autres symptômes, tels que des troubles locomoteurs sur les membres postérieurs, un gain de poids inexpliqué et une léthargie sont également des signes évocateurs de cette maladie. Dans le cas de stase folliculaires les follicules pré-ovulatoires, constitués uniquement de vitellus, sont très échogènes, ronds et regroupés en grappe. Ils ne présentent pas cette image « en cocarde » que l’on retrouve sur les œufs calcifiés (cf. Photo 99, Photo 100 et Photo 101). 149 Photo 99 : examen échographique d’un caméléon (Chamaeleo calyptratus) présentant une stase folliculaire. (photo Schilliger). Photo 100 : examen échographique des ovaires d’une tortue grecque (Testudo graeca) : stase folliculaire (photo Schilliger). 150 Photo 101: deux exemples d’images échographiques montrant des stases folliculaires chez un tortue grecque (Testudo graeca) (photo Schilliger). 5.3.3. Les testicules Chez les serpents, les testicules sont fusiformes et de ce fait, peu visibles. Ils peuvent être observés plus facilement en période de reproduction, car tout comme chez le lézard, les gonades augmentent de taille en période de reproduction. Elles sont situées dans le dernier tiers du corps (la gauche plus caudale). 5.4. L’appareil urinaire (Schilliger, 2009 c) (Hochleithner, 2004) (Ferreira, 2010) (Redrobe, 2002) 5.4.1. Les reins Les reins sont situés caudalement par rapport aux gonades. Chez les reptiles, il n’existe pas comme chez les mammifères, de différenciation entre bassinet, médullaire et corticale. Ainsi, le rein a une échostructure homogène, plus échogène et granuleuse que les corps gras intra-abdominaux. Chez les sauriens, les reins sont souvent en position intrapelvienne, mais certaines images rénales peuvent être obtenues en déplaçant la sonde latéralement à la base de la queue, juste en arrière des membres pelviens. Cette voie rend notamment possible la réalisation de biopsies rénales échoguidées. Ils sont plus visibles lors de néphromégalie. Chez les serpents, le rein droit est plus crânial que le gauche. 151 5.4.2. La vessie La vessie est inexistante chez les serpents. Chez les lézards et les tortues, elle est localisée en région caudo-ventrale de la cavité cœlomique. Sa paroi est fine et son contenu anéchogéne. Elle n’est bien visible que lorsqu’elle est remplie d’urine et présente souvent des particules d’acide urique en suspension. Il est important de différencier le contenu de la vessie avec d’éventuels épanchements liquidiens. Ceci n’est pas toujours aisé en raison de la finesse de la paroi de la vessie, qui peut être facilement déformée par des structures avoisinantes. Il ne faut également pas la confondre avec le côlon ou la région du cloaque, parfois remplis de liquide. La différenciation peut se faire sur la forme de l’organe car, la vessie est ronde (sous tous ses angles), alors que le côlon est tubulaire en coupe longitudinale. 152 QUATRIEME PARTIE. L’examen endoscopique chez les reptiles (Divers, 2010 a) (Divers, 2010 b) (Goin, 2008) (Schilliger, 2004 a) (Taylor, 2006) 1. Indications (Schilliger, 2004 a) (Schilliger, 2009 b) L’examen endoscopique permet la visualisation directe de la paroi externe (cœlioscopie, endoscope rigide) ou de la paroi interne (endoscope souple) d'un organe mais, aussi la réalisation de biopsies. Elle est donc très utile pour explorer une pathologie digestive notamment (cf. Tableau 15). Tableau 15 : principales affections digestives des reptiles (d’après Schilliger, 2004 a) OPHIDIENS CHELONIENS SAURIENS - Stomatites, - Régurgitations, - Protozooses intestinales (amibiases, giardiose) - Abcès pariétaux, - Viroses (IBD,PMV, Iridovirus), - Corps étrangers (rares) - Parésies digestives (hypocalcémie), - Coprostase (lithophagie) - Nématodoses, - Prolapsus du côlon distal - Occlusions caecales +++ (sable, copeaux) - Protozooses (coccidiose) La cœlioscopie est intéressante pour explorer la cavité coelomique et visualiser l'appareil respiratoire, l'appareil digestif, et ses glandes annexes, l'appareil reproducteur et les reins. 153 Les principales indications de l’examen endoscopique sont : - le sexage des espèces qui ne présentent pas de dimorphisme sexuel (varanidés, scincidés, …), - le sexage des reptiles juvéniles qui n’expriment pas encore de caractères sexuels secondaires, - le suivi de la reproduction d’espèces menacées d’extinction (par exemple les programmes de suivi d’ovogenèse chez la tortue des Galapagos (Geochelone nigra), - l’exploration intraluminale du tube digestif ou du tractus respiratoire, - la réalisation de biopsies per-endoscopiques, - l’exploration par cœlioscopie des organes internes, - l’extraction de corps étrangers, - l’aide à la mise en place d’une sonde d’œsophagostomie chez les tortues, - la chirurgie per-endoscopique (en voie de développement chez les reptiles actuellement). 2. Le matériel d’endoscopie 2.1. Description de l’équipement endoscopique (Divers, 2010 a) (Goin, 2008) (Schilliger, 2004 a) (Taylor, 2006) (Divers, 1998) Les endoscopes actuels rigides ou flexibles sont tous constitués de différentes éléments et comprennent, selon le degré de perfectionnement des modèles, plusieurs accessoires et périphériques. On distingue donc, parmi le matériel endoscopique: - l’endoscope lui-même, introduit dans l’organisme et pourvu d’un système optique (rigide ou souple); - les systèmes destinés à améliorer les conditions d’observation (une source lumineuse : au tungstène, au xénon ou au métal halide, un système d’insufflation, un système d’irrigation, un système d’aspiration); 154 - les accessoires instrumentaux, servant à réaliser les différentes interventions (aiguille, pince à préhension, pince à biopsie, pince à corps étranger, pince à dissection, etc…); - les périphériques, permettant l’acquisition des données, leur traitement, leur stockage, leur exportation et leur exploitation (moniteur vidéo, caméra, imprimante, etc…). Photo 102: exemple de tour d’endoscopie (photo Optomed) Tous ces éléments sont centralisés sur une même unité appelée Photo tour 102), d’endoscopie mobile, afin (cf. d’être positionnée de façon optimale pour le confort de l’examinateur. L’endoscope est constitué de 3 parties : l’extrémité distale, munie d’une lentille, introduite dans l’organisme ; un corps, de structure rigide ou flexible, contenant les fibres optiques (qui éclairent le site) et un ou plusieurs canaux opérateurs permettant l’introduction des instruments et systèmes d’insufflation, etc…. et enfin, une extrémité proximale, ou oculaire, tenu par l’examinateur et connecté à la caméra. L’endoscope est caractérisé par sa longueur (mm ou cm), son diamètre (mm), et son angle distal (degré), et quand ils sont présents, par les diamètres des canaux opérateurs. Plus le degré de l’angle distal augmente, plus le champ de vision est important. Ainsi, les optiques d’un diamètre de 2,7 mm correspondent bien à un usage sur des reptiles pesant entre 50 g et 20 kg. Une lentille avec un angle de vue sur 30° offre 155 un champ de vision confortable. L'endoscope souple est surtout utilisé chez les ophidiens, et le rigide chez les sauriens et chéloniens. L’endoscope flexible (ou fibroscope) présente une tête distale « béquillable », c’est à dire orientable dans 3 directions et son angle distal est nul, permettant une vision axiale. Le corps de l’endoscope est protégé par une gaine externe caoutchoutée. L’endoscopie rigide se caractérise par une extrémité distale biseautée d’un angle variable de 20 à 30°, permettant d’augmenter le champ de vision, par rotation du la tige de l’endoscope sur son grand axe. L'insufflation contrôlée apporte une meilleure visibilité des organes. Elle améliore les conditions d'examen des viscères, en particulier chez les petites espèces. Elle permet aussi à l'opérateur de déplacer des organes qui se chevauchent (corps gras abdominaux qui recouvrent les gonades). Le gaz insufflé peut être de l'air filtré ou du CO 2 médical, généralement à une pression de 10 mm de Hg. Le système d’irrigation est alimenté pendant l’examen par une solution saline préalablement réchauffée à 28°C. 2.2. Quel endoscope pour quelles explorations? (Divers, 2010 a) (Goin, 2008) (Schilliger, 2004 a) Pour le praticien qui réalise déjà des endoscopies chez les carnivores domestiques, l’endoscopie des reptiles ne requiert pas de matériel spécifique. Selon le mode de pénétration de l’endoscope dans l’organisme, on distingue une méthode invasive (empruntant la voie percutanée), d’une méthode non invasive (via les voies naturelles). Il en resulte deux types d'examens endoscopiques : les examens endoscopiques non invasifs intra-luminaux (par les orifices naturels) et les examens cœlioscopiques de la cavité générale (invasifs a minima, car ne nécessitant qu’une petite incision de la paroi abdominale). Dans le cas d’exploration non invasives, les conduits et cavités seront plus souvent courbes (ex : tractus digestif) et nécessiteront un endoscope flexible. Quant à l’examen des cavités internes (coelioscopie), nécessitant une laparotomie, ils 156 s’effectueront plus souvent avec un endoscope rigide, afin de faciliter l’orientation du matériel dans l’organisme. L’emploi de l’endoscope souple traditionnel (fibroscope ou vidéo-endoscope) est indiqué pour explorer ou réaliser des biopsies du tractus digestif, ou de l’appareil respiratoire (superficiel ou profond). Quant au fibroscope rigide, il est indiqué pour l’examen visuel des gonades, du foie, du feuillet externe des poumons ou des reins, et est pratiqué par cœlioscopie (ou laparoscopie). L’utilisation d’un vidéo-otoscope s’avère, en pratique, très utile en consultation pour effectuer un examen endoscopique rapproché des différentes structures de la cavité oro-pharyngienne (langue, choanes, œsophage…etc), en particulier chez les lézards et les tortues. Il permet d’agrandir certaines structures et de les montrer au propriétaire. 3. Intérêts et limites de l’endoscopie 3.1. Intérêts de l’endoscopie (Schilliger, 2004 a) (Divers, 2010 b) (Goin, 2008) Le terme « endoscopie » est dérivé du latin « endo » qui signifie « dedans » et du grec « scopein » qui signifie « examiner, observer ». Le principe de l’endoscopie est donc, d’introduire dans l’organisme un système optique pour restituer une image à l’examinateur. L’endoscopie est ainsi, une méthode d’exploration visuelle directe des conduits ou cavités closes. Les organes apparaissent à l'opérateur de couleur, de forme et de taille tels qu'ils sont en réalité. Son premier avantage est donc de ne pas nécessiter d’années d’apprentissage (à la différence de l’échographie !). Il n’y a pas à interpréter une image retranscrite sur un écran. Néanmoins, elle demande une excellente connaissance de l’anatomie topographique et de l’aspect macroscopique des organes sains. L’endoscopie permet souvent un diagnostic rapide et précis, parfois pour des structures de petite taille difficilement accessibles par l’imagerie médicale (radiographie, échographie). Elle est également pas (endoscopie) ou peu (cœlioscopie) invasive. De plus, elle permet de pratiquer des biopsies per-endoscopiques (en vue d’analyses histologiques ou microbiologiques, des divers organes explorés sous contrôle visuel direct. Elle devient interventionnelle lorsqu'elle évite une intervention chirurgicale plus lourde (comme par 157 exemple l'extraction d'un corps étranger digestif ou de parasites intra-pulmonaires chez un reptile). 3.2. Limites de l’endoscopie L’endoscopie présente, en revanche, plusieurs inconvénients majeurs. A l’obligation d’être réalisé sous anesthésie générale pour être pratiquée dans de bonnes conditions (cf. Annexe 15 : anesthésiques fixes utilisables chez les reptiles) , viennent s’ajouter : - le risque de lésions iatrogènes lors de l’introduction de l’endoscope ou lors de biopsie, - le risque de complications (hémorragie, infection,) et - son coût. Important Les contre-indications à la réalisation d’une endoscopie sont liées aux risques anesthésiques qui lui sont associés. On l’évitera donc, chez les patients affaiblis, obèses ou en état de gestation avancée. Initialement utilisée chez les reptiles pour le sexage (varanidés, scincidés, chélidés), l’endoscopie est maintenant largement utilisée pour des applications diagnostiques et thérapeutiques. 4. Méthodes de réalisation des endoscopies 4.1. Préparation du patient (Schilliger, 2004 a) (Divers, 2010 b) (Taylor, 2006) (Schilliger, 2009b) Dans la plupart des cas, le reptile malade, présente une anorexie depuis plusieurs jours (voire mois). Une diète, avant l’anesthésie générale, n’est donc pas toujours nécessaire. Cependant, si l’animal s’alimente toujours au moment de l’intervention, il faudra penser à réaliser une diète préalable de façon à laisser un maximum de vacuité dans la cavité cœlomique (cf.Tableau 16). 158 Tableau 16 : exemple de durée de diète à réaliser selon l’espèce de reptiles (adapté des textes de Divers, 2010 b et Schilliger, 2004 a) ESPECE Durée diète - Python de 20 kg 3 à 4 semaines - Serpent des blés (couleuvre) de 500 g 5 à 7 jours - Tortue carnivore 3 à 7 jours - Tortue herbivore 4 semaines La durée de la diète sera adaptée au régime alimentaire de l’animal, ceci en raison des différences anatomiques et des temps de transit. Ainsi, mettre une tortue terrestre à la diète 3 jours, réduit le volume d’aliment dans l’estomac, mais ce même traitement appliqué à un tortue herbivore aura peu d’effet, puisque l’ingestat sera localisé au niveau de son gros intestin (digestion et transit plus long). En règle générale, une durée de diète équivalente à un cycle de repas est nécessaire : l’animal qui mange une fois par semaine se verra préconiser une semaine de diète. De même, l’administration de fluides per os ou intracoelomique sera évitée lors respectivement de gastroscopie et cœlioscopie. 4.2. L’endoscopie NON invasive (ou fibroscopie) (Schilliger, 2009 b) (Bulliot dans Boucher et al., 2010) (Divers 2010 b) (Schilliger, 2004 a) (Taylor, 2006) L’endoscopie non invasive, comme indiqué précédemment, est un examen qui se fait par les voies naturelles. Chez les reptiles, cet examen peut être réalisé à partir de 2 orifices d’entrée : - soit par la cavité buccale, pour explorer appareil digestif ou respiratoire, - soit par l’orifice cloacal, pour explorer le cloaque ou la vessie. Elle permet en fonction de l’organe à examiner, de réaliser une oesophagoscopie, une gastroscopie, une trachéoscopie ou une pneumoscopie. 159 4.2.1. Endoscopie digestive L'examen endoscopique de l'œsophage, de l'estomac ou de la trachée des reptiles de petite taille (< à 5 kg), peut être effectué à l'aide d'un endoscope rigide (2,7 mm) (cf. Photo 103) ou d’un vidéo-otoscope (lézards ou tortues). L'emploi d'un endoscope souple (gastroscope ou bronchoscope) est obligatoire chez les reptiles de grande taille (serpents). Photo 103 : exemple d’arthroscope, (Optomed®, diamètre 2,7 mm – 35 mm) pouvant servir à la coelioscopie chez les reptiles (avec canal insufflateur et canal d’irrigation) (photo Schilliger) 4.2.1.1. Positionnement de l’animal lors d’endoscopie digestive L'animal est placé en décubitus ventral. La tête et le cou sont tendus vers l'avant. Pour ne pas abimer le matériel, lors de l’examen endoscopique des serpents (qui portent de nombreuses dents), l’animal est préalablement intubé à l'aide d'un speculum buccal ou d'un corps de seringue, puis l‘endoscope est introduit dans la cavité buccale maintenue ouverte (cf. Photo 104). 160 Photo 104: examen endoscopique chez un serpent : l'endoscope (souple) est protégé par un corps de seringue maintenant la gueule de l'animal ouverte. ( photo Schilliger ) 4.2.1.2. Exploration endoscopique des voies digestives La progression de l'endoscope dans les voies digestives doit être effectuée avec beaucoup de délicatesse, pour éviter toute lésion de la paroi digestive. Une insufflation modérée permet de dilater la lumière du tube digestif et de faciliter le passage de la tête de l'endoscope. La progression de l’endoscope dans le tube digestif d’un serpent peut être repérée par transillumination (cf. Photo 105). Des biopsies per-endoscopiques doivent être systématiquement réalisées. Chez les reptiles, l’œsophage est de couleur rosée, parfois (lors d’inflammation) la vascularisation est visible en raison de la finesse de sa paroi (cf. Photo 107 : visualisation des veines jugulaires). Chez les serpents, il n’y a pas de cardia bien délimité. Photo 105 : repérage de la position de la tête de l’endoscope par transillumination (flèche jaune) (photo Schilliger) 161 Chez les boïdés, les amygdales sont de couleur jaune orangée, et peuvent facilement être biopsées pour une analyse histologique (recherche d’IBD – inclusion body disease- due à un rétrovirus). Chez certaines tortues de mer, l’œsophage présente des épines kératinisées. Chez les serpents, c’est essentiellement des signes de gastrites et d’hypertrophie de la paroi (cas de cryptosporidiose) qui sont recherhcés. Chez les lézards et les chéloniens, la gastroscopie (cf. Photo 106) permet la visualisation de parasites, de corps étranger (cf. Photo 108) ou gastrites. Les observations couramment détectées par endoscopie chez les chéloniens sont résumées en Annexe 22, celles des sauriens en Annexe 23, et celles des ophidiens en Annexe 24. 162 EXPLORATION ENDOSCOPIQUE DIGESTIVE D’UN PYTHON ROYAL Photo 106 (A et B) : gastroscopie d’un python royal (Python regius), L’insufflation permet de dilater les voies digestives (Photos Schilliger). A B Photo 107 (A et B) : oesophagoscopie d’un python royal (Python regius), poumons et veines jugulaires sont bien visibles à travers la muqueuse œsophagienne Flèches bleues= veine jugulaire, fléche orange= poumon (Photos Schilliger). A B EXTRACTION PER ENDOSCOPIQUE D’UN CORPS ETRANGER CHEZ UN PYTHON MOLURE (PYTHON MOLURUS BIVITTATUS) Photo 108 (A,B,C,D) : le corps étranger s’est révélé être une alèse imprégnée d’urine de rat (Photos Schilliger) A B Alése Alése C D 163 4.2.2. Endoscopie respiratoire : (Divers, 2010 b) L’examen endoscopique de l’appareil respiratoire, utilise la voie d’abord trachéale, et exige donc, d’explorer avec un endoscope de plus petit diamètre. Les endoscopes de diamètre très fin (1 mm ou 1,9 mm) permettent une exploration plus profonde du poumon. L’animal est positionné en décubitus ventral, comme pour l’endoscopie digestive. L’orifice glottique des reptiles est très crânial (à la différence des mammifères), ce qui rend l’abord trachéal aisé. L’extrémité de l’endoscope est introduite délicatement dans la trachée. Celle-ci est composée d’anneaux trachéaux cartilagineux, complets chez les tortues et incomplets chez les lézards et les boïdés (dont la face dorsale de la trachée est membraneuse). Le faible niveau métabolique des reptiles et leur aptitude à supporter les apnées, rendent l’endoscopie respiratoire très bien tolérée pendant plusieurs minutes, sous anesthésie générale et sans système de ventilation annexe (cf. Annexe 15 : anesthésiques fixes utilisables chez les reptiles). Chez les ophidiens de très petite taille, (dont le diamètre de la trachée ne permet pas le passage de l’endoscope) ou chez ceux de grande taille (pour lesquels la longueur de l’endoscope nécessaire n’est pas disponible), une technique de « pneumoscopie » percutanée (décrit dans le paragraphe « endoscopie invasive ») est préférée. 4.2.3. Cloacoscopie et cystoscopie Pour ces deux examnes, le matériel requis est un endoscope rigide. L'animal est placé en décubitus dorsal pour les chéloniens ou lézards, et en décubitus dorsal ou ventral pour les ophidiens. Une solution saline tiédie est instillée pour garder le cloaque distendu (et peut être maintenu fermé par un aide pour faciliter la distension). La muqueuse cloacale est fragile, l’endoscope doit donc être manipulé avec 164 précaution. Comme il a été rappelé dans le chapitre consacré à la physiologie, les reptiles ont la capacité d’absorber l’eau par leur muqueuse cloacale. Il convient donc, de limiter l’apport de solution saline pour ne pas provoquer de déshydratation extracellulaire (secondaire à la résorption du sérum salé) de l’animal durant l’examen. La cloacoscopie est indiquée lors de ténesme, prolapsus, dystocie ou constipation. C’est une étape préalable à l’exploration du côlon et de la vessie. Les différentes muqueuses (du cloaque et du côlon) sont examinées, mais également la papille uro-génitale et l’ouverture de l’urètre. Chez les reptiles de grande taille, il est possible en accédant par l’urètre, d’entrer dans la vessie. Dans un premier temps la paroi vésicale sera examinée, puis, cette dernière étant très fine, la cystoscopie permettra, par transparence, d’observer, les organes qui lui sont accolés (ovaires, intestin et parfois estomac, foie). Cet examen indirect des organes internes (par transparence) est également possible chez les tortues. Les biopsies des muqueuses seront réalisées avec prudence, en raison des risques de perforation, surtout au niveau du côlon dont la paroi est très fine. 4.2.4. Le vidéo-otoscope Le vidéo-otoscope (ou oto-endoscope) est un outil optique qui est habituellement utilisé, en médecine humaine comme en médecine vétérinaire, pour examiner le conduit auditif. L’appareil produit des images de haute résolution et grossit le site observé. Il permet ainsi, de visualiser des détails très précis dans les conduits explorés. Bien que les reptiles ne possèdent pas d’oreille externe, l’usage du vidéo-otoscope est possible chez ces animaux. Il se réalise sans anesthésie, sur animal vigile et calme, pour examiner l’entrée du cloaque ou de la cavité buccale. L’oto-endoscope est moins fragile et plus court qu’un endoscope rigide classique, ce qui le rend plus facile à manipuler. Cet instrument permet d’explorer la muqueuse buccale, la langue, les dents, la glotte, les choanes et l’œsophage, et chez les reptiles de petite ou moyenne taille, il permet d’accéder jusqu’à l’estomac. Il est alors possible de diagnostiquer des stomatites, des glottites, ou de visualiser des obstructions des choanes, des sécrétions trachéales. Chez les chéloniens, il permet de diagnostiquer des abcès auriculaires, par visualisation de pus s’écoulant des orifices pharyngés des trompes d’Eustaches. 165 4.3. L’endoscopie invasive (ou laparoscopie) (Stahl et Divers, 1999) (Divers, 2010 b) (Schilliger, 2004 a) (Schildger, 1999) 4.3.1. Cœlioscopie 4.3.1.1. Intérêt et Contraintes de la cœlioscopie La laparoscopie, à la différence des interventions chirurgicales « classiques », est plus rapide, et moins traumatisante : elle induit en conséquence, moins de complications post-opératoires. Les examens cœlioscopiques requièrent l’utilisation d’un télescope. Leur interprétation exige une bonne connaissance de l’anatomie topographique spécifique à ces animaux. Chez les reptiles, l’absence de diaphragme autorise l’examen d’une unique cavité dite cœlomique. L’évacuation des gaz d’insufflation et la suture de la paroi de la cavité corporelle sont indispensables en fin d’examen. Quelle que soit la technique de cœlioscopie utilisée, l'animal est toujours traité par une antibiothérapie pendant la dizaine de jours qui suit l'examen. 4.3.1.2. Appliquée aux sauriens Les lézards dont le corps est comprimé dorso-ventralement (agames barbus) sont placés en décubitus dorsal. Les lézards dont le corps est comprimé latéro-latéralement (caméléons) sont placés en décubitus latéral droit (cf. Photo 109). Les lézards dont le corps est de section plutôt circulaire (iguane vert) peuvent être positionnés en décubitus dorsal ou latéral droit. Lorsque l'animal est maintenu en décubitus latéral droit, le membre postérieur gauche est tiré vers l'arrière. L’asepsie préopératoire est classique (nettoyage, désinfection comme chez les carnivores domestiques). 166 Photo 109: positionnement en décubitus latéral droit d’un iguane vert (Iguana iguana) pour la réalisation d’une coelioscopie (photo Schilliger) En raison des différents positionnements possibles, l’examen peut être réalisé selon 2 voies d’abord :- paralombaire, (pour l’animal en décubitus latéral), ou - ventral, (pour l’animal en décubitus dorsal). Une petite incision de 2-3 mm dans la paroi corporelle est pratiquée (cf. Photo 110 ): - soit, sur les flancs à la limite entre le 2ème et le 3ème tiers de la longueur cou-cloaque, au centre d'un triangle imaginaire formé par la dernière côte crânialement, la colonne vertébrale dorsalement et les insertions musculaires du membre postérieur caudalement (abord paralombaire). - soit, en face ventrale paramédiale, de façon à éviter toute lésion de la veine ventrale abdominale (abord ventral). Photo 110: incision du flanc d’un iguane vert (Iguana iguana) en vue de la réalisation d’une coelioscopie (photo Schilliger) Photo 111: introduction de l’endoscope rigide chez un iguane vert (Iguana iguana) pour la réalisation d’une coelioscopie (photo Schilliger) 167 En raison de la diversité morphologique propre aux sauriens, l’iguane vert est le modèle de référence pour décliner le protocole d’exploration cœlioscopique chez les lézards. Chez l’iguane, la visualisation des organes n’est pas significativement différente selon que l’on accède par la droite ou par la gauche de l’animal. Cependant, une approche latérale gauche est indiquée pour observer : le cœur, l’estomac, et la rate ; une approche latérale droite est réservée à l’exploration de la vessie. Les chirurgiens droitiers préféreront un abord paralombaire gauche (décubitus droit), sauf si l’examen clinique ou le diagnostic d’imagerie laisse suspecter une lésion du côté droit et impose une exploration par la droite de l’animal. Ainsi, l’examen cœlioscopique de l’iguane vert (cf. Photo 112, Photo 113, Photo 114) commence par la visualisation du pôle crânial des reins. Ensuite, il est possible de suivre les veines rénales jusqu'aux gonades, et éventuellement aux glandes surrénales. La vessie est visible selon son niveau de réplétion, en position caudale ou ventrale. En faisant progresser l'endoscope vers le pôle crânial, le poumon de couleur rouge-rose est alors visible. Le foie, de couleur rouge-vineux se trouve en position ventrale et crâniale. En partie crâniale de l'animal, le sac péricardique blanchâtre ainsi que la portion crâniale des poumons sont présents. Les organes tour à tour examinés feront l’objet de biopsies si nécessaire. Les observations couramment détectées par endoscopie chez les sauriens sont résumées en Annexe 23. 168 COELIOSCOPIE D’UN IGUANE VERT Photo 112 : visualisation du pôle crânial du rein gauche (intrapelvien), de la vessie et des corps gras (Photo Schilliger) Corps Rein G Gras Vessie Photo 113 : visualisation du péricarde, du poumon gauche et du foie (Photo Schilliger) Poumons G Cœur (dans son sac péricardique) Foie Photo 114 : visualisation du foie, (cirrhotique), et du poumon gauche (Photo Schilliger) Poumon Cotes Foie 169 4.3.1.3. Appliquée aux chéloniens (Divers, 2010 b) (Bulliot dans Boucher et al, 2009) Chez les tortues, la présence de la carapace est un facteur limitant pour l’examen clinique mais, aussi pour la réalisation de radiographie ou d’échographie. La cœlioscopie est donc un examen de choix pour observer la cavité coelomique des chéloniens. Les observations couramment détectées par endoscopie chez les chéloniens sont résumées en Annexe 22. La tortue préalablement anesthésiée, est maintenue en place, en décubitus latéral (droit par exemple), bloquée en position verticale à l’aide de bandes adhésive ou de sacs de sable. Le point d'entrée de l'endoscope se trouve au centre de la fosse inguino-fémorale (gauche dans ce cas) (cf. Figure 17, Photo 115, Photo 116). Une asepsie chirurgicale classique est réalisée. Figure 17 : agencement de la salle d’opération et positionnement de la tortue lors d’une coelioscopie (extrait de Divers 2010 b) 170 Photo 115 : contention d’une tortue en décubitus latéral droit. Noter le membre postérieur gauche attaché par un lien afin de le maintenir en extension pour dégager le passage (photo Schilliger) Photo 116 : coelioscopie chez une tortue terrestre : introduction de l'endoscope (rigide) par la fosse pré-fémorale (photo Schilliger) 171 Après incision du tégument et de l’aponévrose cœlomique, homologue du péritoine chez les mammifères, l’endoscope rigide est introduit dans la cavité générale. L’examen débute généralement par les ovaires chez la femelle dont les follicules vitellogéniques s’imposent d’emblée à l’écran. Chez le mâle, les testicules et la tête de l’épididyme doivent être recherchée à l’entrée du pelvis (cf. Photo 117, Photo 118). Puis, l’examen se poursuit par l’exploration du foie, de la membrane pulmonaire ventrale (septum horizontale), de la rate et du pancréas. Enfin, après avoir effectué une rotation de l’animal sur 180°, les reins, caudaux et extra-coelomiques, situés sous la partie caudo-dorsale de la dossière, doivent être localisés à travers la membrane cœlomique qui doit être incisée si l’on souhaite effectuer des biopsies du parenchyme rénal. L’exploration ainsi faite, organe par organe, permet de visualiser les principales lésions qu’il est possible de rencontrer chez la tortue (cf.Tableau 17). Tableau 17 : principales lésions observées par cœlioscopie chez la tortue (d’après texte de Bulliot dans Boucher et al. 2009) ORGANES LESIONS PRINCIPALES Foie Lipidose hépatique (aspect jaune) Hépatite (zone plus pâle du parenchyme) Cœur Goutte viscérale Epanchement péricardique Tube digestif Entérite (avec dilatation de la vascularisation), Occlusion Intussusception Néoplasie Vessie Calcul Rupture vésicale Appareil reproducteur Rétention d’œufs pré- et post-ovulatoire 172 COELIOSCOPIE D’UNE TORTUE GRECQUE (TESTUDO GRAECA) Photo 117 : visualisation du testicule gauche et de la tête de l’épididyme (Photo Schilliger) Testicule Tête épididyme Photo 118 : visualisation de la face ventrale du poumon (Photo Schilliger) Poumon 173 4.3.1.4. Appliquée aux ophidiens (Divers, 2010 b) Les ophidiens sont moins souvent sujets à l’exploration cœlomique. En effet, ils possèdent des corps gras plus ou moins diffus, et l’insufflation est rendue plus difficile. Cependant, l’inconvénient majeur est la longueur importante de certains serpents (supérieure à un mètre chez de nombreux boïdés), qui peut empêcher l’exploration complète à partir d’un seul point d’entrée. Le praticien doit donc, en fonction de l’examen clinique et des hypothèses diagnostiques, choisir l’organe à explorer et ainsi définir le site d’incision corporelle. Le lieu d'introduction du télescope dépend donc, de l'organe à explorer. Les observations couramment détectées par endoscopie chez les ophidiens sont résumées en Annexe 24. Chez les ophidiens, le positionnement est également en décubitus latéral et l’incision cutanée se pratique entre la 2ème et la 3ème rangée écailles (cf. Photo 119). La progression de l’endoscope est plus ou moins aisée, selon l’étroitesse du corps de l’animal et la présence de corps gras. Photo 119 : incision cutanée d’un ophidien, pour exploration coelioscopique (Python molurus bivittatus en décubitus latéral gauche) (Photo Schilliger) 174 4.3.2. Pneumoscopie per-cutanée 4.3.2.1. Appliquée aux ophidiens (Divers, 2010 b) Chez les serpents de petite taille (dont le passage de la glotte est impossible avec un endoscope classique), ou chez ceux de grande taille (pour lesquels des endoscopes classiques ne sont pas assez longs), il est possible de réaliser une pneumoscopie par voie percutanée (cf. Annexe 4 : illustration de l’intérêt de la PNEUMOSCOPIE TRANS-CUTANEE chez un ophidien ). Cette technique consiste à introduire un endoscope, rigide ou flexible, directement dans la cavité pulmonaire, au niveau de sa portion avascularisée (sur ses deux derniers tiers), après avoir effectué une petite incision cutanée. L’animal est placé en décubitus latéral gauche. L’abord du sac pulmonaire s’effectue à droite, à mi-distance entre le cœur et la position présumée du pôle crânial du rein droit. Les poumons des ophidiens se situent dans la première moitié du second tiers de la distance « nezcloaque ». Chez une grande majorité d'espèces de serpents, le poumon gauche est absent ou atrophié. La portion la plus caudale du poumon n’est souvent qu’un simple sac aérien dénué de parenchyme. Le site d’incision est préparé chirurgicalement. Une incision de un à deux centimètres est pratiquée entre la deuxième et la troisième rangée d’écailles latérales. Les muscles sont précautionneusement disséqués jusqu’à la membrane cœlomique. Celle-ci est ponctionnée, laissant alors apparaître le foie. Les côtes sont réclinées dorsalement à l’aide d’un écarteur. Le foie est écarté ventralement laissant ainsi apparaître le sac pulmonaire droit. Une incision d’environ un centimètre est pratiquée dans cet organe permettant le passage de la tête de l’endoscope. L’examen du poumon se fait en direction caudo-crâniale jusqu’à la bifurcation trachéo-bronchique puis en direction crânio-caudale jusqu’au cul de sac du sac pulmonaire (cf. Photo 121, Photo 122). L'endoscope est alors introduit en direction crâniale ou caudale. Une fois l'examen terminé, le poumon droit (poumon gauche absent ou atrophié), les tissus sous-cutanés et la peau sont suturés (cf. Photo 120). 175 Photo 120 : examen pneumoscopique, suture du sac pulmonaire. (photo Schilliger) Cette « mini-coelioscopie » du poumon permet un examen indirect, par transparence, des organes adjacents au poumon (le foie, la rate, la vésicule biliaire, le pancréas). Elle permet également, de réaliser des biopsies pulmonaires sans effet délétère pour l’animal. 176 PNEUMOSCOPIE PER CUTANEE D’UN OPHIDIEN Photo 121: pneumoscopie chez un python molure (Python molure bivittatus). Aspect per-endoscopique du sac pulmonaire droit jusqu’à sa terminaison caudale (photo Schilliger). Photo 122 : pneumoscopie chez un python molure (Python molure bivittatus) aspect perendoscopique du parenchyme pulmonaire jusqu’à la jonction trachéopulmonaire, au niveau de sa portion la plus crâniale (photo Schilliger). 177 4.3.2.2. Appliquée aux chéloniens (Divers, 2010 b) Chez la tortue, la fibroscopie (par voie haute) ne permet pas l’observation du poumon en raison de la faible longueur de la trachée, se divisant rapidement en bronches étroites. Par cœlioscopie, c’est le septum horizontale parfois opaque qui gène l’observation. La pneumoscopie trans-cutanée permet de remédier à ces contraintes par deux approches : un abord trans-carapace (décrit par Divers, 2010 b), ou un abord pré-fémoral plus courant. L’approche trans-carapace (Divers, 2010 b) consiste en une ostéotomie temporaire de 4 mm dans la carapace au regard d’une lésion suspectée par radiographie ou scanner. La membrane pleurale est perforée à l’aide d’un trocard lorsque l’animal est en inspiration maximale. L’endoscope rigide est ensuite introduit dans le poumon pour son exploration complète. La deuxième méthode consiste en l'introduction de l’endoscope par la fosse préfémorale (comme pour la coelioscopie, cf. Photo 116). Cet abord est plus approprié pour les tortues de grand format (ayant une fosse pré-fémorale plus importante). Une incision de 1 à 2 cm est effectuée, puis la membrane cœlomique est perforée. Deux points de suture de maintien sont réalisés sur le bord caudo-ventral du poumon pour fixer le tissu pulmonaire au niveau de l’incision cutanée. Puis une incision est faite dans la portion avasculaire du poumon pour créer un passage à l’endoscope. L’exploration peut alors être réalisée de la région caudale vers la région crâniale. Dans certaines espèces, il est même possible d’accéder à la bronche primaire. Une fois l'examen terminé, le poumon, les tissus sous-cutanés et la peau sont suturés. 178 CINQUIEME PARTIE. Scanner et IRM : techniques actuelles et d’avenir (Silvermann, 2006) (Wyneken, 2006) 1. Intérêt et limites du Scanner et de l’IRM (Silvermann dans Mader, 2006) (Wyneken dans Mader, 2006) La tomodensitométrie (ou scanner) (cf. Tableau 18) et l'imagerie par résonance magnétique (IRM) sont des techniques d'imagerie médicale permettant d'obtenir des vues bidimentionnelles (2D) ou tridimentionnelles (3D) de l'intérieur du corps de façon non-invasive avec une qualité d’image et une résolution relativement élevées. De plus, ces nouvelles techniques permettent d’examiner des régions anatomiques (comme le système nerveux central) impossibles à explorer par les autres moyens d’imagerie médicale ou l’endoscopie. Ces appareils (scanner ou IRM) ne sont pas implantés partout sur le territoire français (cf. Annexe 25) ce qui en fait des examens moins accessibles que ceux décrits dans les chapitres précédents. Leur coût (environ 300 euros pour un scanner et 350 euros pour une IRM) est comparativement important par rapport aux techniques d’imagerie courantes (radiographie, échographie), et constitue un frein majeur à leur mise en œuvre (cf. Annexe 12 : estimation des tarifs pratiqués pour les différents examens complémentaires d’imagerie et d’endoscopie), De plus, ces deux examens nécessitent une anesthésie générale (cf. Photo 123), ce qui ne favorise pas non plus leur emploi. Néanmoins, la médicalisation des reptiles étant de plus en plus poussée, ce sont des techniques dont l’usage ne cesse de se développer. Ces deux techniques sont parfois les seuls moyens d’examiner l'intérieur du corps d'un patient sans l'opérer, surtout lorsque le patient, chélonien de surcroît, protège ses organes sous sa carapace, réelle « armure » à l’épreuve de l’examen clinique. 179 2. La tomodensitométrie (ou scanographie) 2.1. Matériel (Silvermann, 2006) (Wyneken, 2006) L’examen tomodensitométrique (ou scanner ou tomographie axiale transverse) (cf. Tableau 18) est une procédure radiographique tridimensionnelle, permettant, in vivo, l'étude en coupe, des différents tissus de l'organisme. L'appareil envoie un faisceau très fin de rayons X qui explore, en tranches minces, la partie du corps à étudier. Le patient est soumis à un balayage de rayons X en rotation autour de lui-même. Selon la densité des tissus rencontrés, l'absorption des rayons "X" est variable. L’appareil mesure les différents coefficients d’absorption, qui sont ensuite traités informatiquement pour reconstituer les structures anatomiques en images 2D ou 3D. Ceci permet d’obtenir, de l’organisme à étudier, des images en coupes transversales contiguës sur une zone déterminée par le clinicien. La contrainte d’immobilité parfaite, pour le patient, oblige une anesthésie générale (cf.Photo 123 et Photo 124) (cf.Annexe 15 : anesthésiques fixes utilisables chez les reptiles). L’examen dure environ une vingtaine de minutes. Photo 123 : positionnement d’une tortue grecque pour la réalisation d’un scanner 3D. (photo Schilliger) 180 Tableau 18 : différentes appellations de la tomodensitométrie (rencontrées dans différents textes) FRANÇAIS Tomodensitométrie (TDM) Scanographie (Scan) Tomographie axiale calculée ordinateur (TACO) ANGLAIS Computed Tomography (CT) CT-scan par Computer Assisted Tomography (CAT) Photo 124 : examen scanner sur un python molure albinos (Python molurus bivittatus) (photo Schilliger) 2.2. Indication (Silvermann, 2006) (Wyneken, 2006) Toutes les parties du corps de l’animal peuvent être ainsi examinées. Les détails sont particulièrement fins pour les structures calcifiées (squelette, os, œufs, etc..) ou les voies aériennes. Les images réalisées en série sont collectées et assemblées grâce à des logiciels, pour permettent de reconstituer des vues présentées ensuite sous différents axes. Il est ainsi possible de produire des images différentes à partir 181 des mêmes données (cf. Figure 18). L’application du mode « surface volume » montre une image du volume global de l’animal, le mode « Volume os/tissus » permet de voir les os par transparence au travers des tissus, et enfin, le mode « 3-D os » permet de visualiser uniquement le squelette de l’animal (Wyneken, 2006). Figure 18 : trois vues latérales obtenues par tomodensitométrie, d’un dragon barbu (Pogona vitticeps). (Images Wyneken, 2006) Vue surface / volume Vue volume os/ tissus Vue 3-D os Cet examen tomodensitométrique, non invasif est de moins en moins coûteux et représente une aide certaine dans le diagnostic ante-mortem des affections des reptiles. L'examen tomodensitométrique est particulièrement indiqué chez les chéloniens, puisqu'il permet de s'affranchir complètement de la barrière acoustique constituée par la carapace (cf. Photo 125). 182 Photo 125 : quatre vues scanner d’une tortue grecque (Testudo graeca) (photo Schilliger) La reconstitution tridimensionnelle est donc très intéressante dans l’exploration du squelette, et particulièrement utile pour explorer des fractures complexes. L’examen au scanner permet de réaliser un bilan d’extension de lésions d’ostéomyélites ou de néoplasie. La tomodensitométrie peut aussi servir à quantifier l’opacité osseuse, et ainsi évaluer le contenu en calcium. C’est une méthode excellente pour le suivi des patients atteints de maladies métaboliques osseuses. La scanographie est aussi indiquée dans l’évaluation de maladies pulmonaires des reptiles. Les images de scanner sont d’autant plus détaillées et nettes lorsque l’animal est en inspiration complète et figée. C’est pourquoi, lors de l’anesthésie, grâce au système de ventilation, une pression positive peut être appliquée aux poumons, afin d’enregistrer des données plus détaillées. Ceci est très utile chez le lézard qui présente une fréquence respiratoire plus rapide que la majorité des autres reptiles. Wyneken (2006) rapporte qu’avec un logiciel approprié, il est possible de réaliser une endoscopie virtuelle de l’animal. Il est également possible, par injection de liquide 183 de contraste, d’examiner la vascularisation de l’animal (sauf pour les petits gabarits, pour lesquels la viscosité du liquide de contraste est trop importante). Chez toutes les espèces, il permet une dé-superposition des structures et offre une nette visualisation des organes. Photo 126 : vue scanner en coupe sagittale d’une tortue grecque (Testudo graeca) : noter la position de la côlonne vertébrale sous la dossière. (photo Schilliger) Ceinture pelvienne Colonne vertébrale Arrière Tête Avant 2.3. Quelques exemples de clichés de tomodensitométrie Les organes explorés au scanner sont très diversifés. Généralement ce sont les vétérinaires spécialisés des centres d’imagerie qui interprètent les clichés de tomodensitométrie. Ci-après un aperçu de la qualité des images obtenues (cf. Photo 125, Photo 126, Photo 127 , Photo 128 ,Photo 129 , Photo 130, Photo 131, Photo 132) 184 EXPLORATION SCANNER DES VOIES AERIENNES : CAS D’UN SERPENT. Photo 127 : vue scanner de la tête d’un python molure (Python molurus bivittatus) (incidence crânio-caudale). En noir= les voies aériennes, en blanc = les structures osseuses, en gris= les tissus mous, flèche orange = les globes oculaires (photo Schilliger). Photo 128 : vue scanner des choanes d’un python molure (Python molurus bivittatus) En noir= les voies aériennes, en blanc = les structures osseuses, en gris= les tissus mous (photo Schilliger). 185 Photo 129 : vue scanner du corps d’un python molure (Python molurus bivittatus) en région pulmonaire. (photo Schilliger). Vertèbre Coupe transversale de côtes Sac pulmonaire EXPLORATION SCANNER DE LA CAVITE COELOMIQUE : CAS DE STASE FOLLICULAIRE CHEZ UN TORTUE Photo 130 : quatre vues scanner des ovaires d’une tortue grecque (Testudo graeca) présentant une stase folliculaire. Noter les grappes de follicules en partie caudale de la cavité cœlomique (flèches oranges) (photo Schilliger). 186 EXPLORATION SCANNER DU SQUELETTE : CAS DU CRANE D’UN SERPENT Photo 131 : vue scanner de la mandibule inférieure d’un python molure (Python molurus bivittatus) (incidence dorso-ventrale) (photo Schilliger). Photo 132 : vue scanner du crâne d’un python molure (Python molurus bivittatus) (incidence crânio-caudale) (photo Schilliger). 187 3. L’IRM (Silvermann, 2006) (Wyneken, 2006) 3.1. Matériel (Silvermann, 2006) (Wyneken, 2006) Dans l'imagerie par résonance magnétique (IRM) (cf. Photo 133), on associe : - la résonance magnétique nucléaire (RMN) des protons de l'eau présente dans tous les tissus vivants, - l'exploration par balayage, - la tomographie (reconstitution d’un volume à partir de coupes) et, - le traitement d'images par ordinateur. L’IRM utilise les capacités biochimiques et biophysiques des tissus mous, à réagir aux impulsions magnétiques. Grâce à un aimant supraconducteur puissant, un champ magnétique est créé autour du patient. Les protons de l’eau des tissus vivants et des fluides répondent spécifiquement à la magnétisation ainsi produite. Il ne s’agit pas, à la différence de la tomodensitométrie, de rayonnements X ionisants. L’exploration par balayage, la tomographie et le traitement informatique permettent ensuite d’obtenir des images 2D ou 3D. De manière générale, les résultats obtenus sont plus précis que les images fournies par le scanner (CT-scan), sauf en ce qui concerne le tissu osseux dont les contrastes sont médiocres en raison de leur faible teneur en hydrogène. Photo 133 : exemple d‘appareil d’IRM à usage vétérinaire. (Photo Schilliger) 188 En modifiant les paramètres d'acquisition des données, deux catégories d’images peuvent être obtenues : - soit une image dite « pondérée en T1 » , soit une image « pondérée en T2 ». Sur les images en mode T1, les graisses apparaissent claires, les fluides plus sombres et la corticale des os est également foncée. Le mode T1 est particulièrtement adapté à l’exploration du système nerveux central (cerveau et moelle épinière), en raison de sa teneur importante en graisse. Avec le mode T2, les fluides sont clairs, les graisses grises et les os sont noirs. Ce mode T2 est recommandé pour la visualisation des fluides circulants. Important Avant tout examen d’IRM, une radiographie préalable de contrôle, doit être réalisée afin de confirmer l’absence de corps métallique dans l’individu à examiner. Car au cours de l’examen, toute substance métallique ferreuse présente pourrait crééer des artéfacts sur l’image. Les impulsions magnétiques risquent également, de surchauffer l’élément métallique, provoquant un inconfort pour l’animal examiné, voire même lui infliger des brûlures. Le corps métallique pourrait même être délogé de son emplacement, sous l’effet du champ magnétique, et entraîner des blessures au patient comme au personnel praticien 3.2. Indication (Silvermann dans Mader, 2006) (Wyneken dans Mader, 2006) L'imagerie par résonance magnétique permet de visualiser de façon très détaillée les tissus mous (cf. Photo 134) et les fluides mais est techniquement limitée par le délai d’acquisition des images. L’examen dure en moyenne 40 à 60 minutes, c’est pourquoi il requiert également une anesthésie générale, afin d’être réalisé sur des animaux totalement immobiles (cf.Annexe 15 : anesthésiques fixes utilisables chez les reptiles). Les tissus mous visualisés sont plus contrastés qu’avec la tomodensitométrie. Cette technique permet l’exploration du cerveau, des reins, des organes reproducteurs, et du foie (mode T1). On peut également rechercher des lésions liquidiennes, telles que 189 des hémorragie ou des inflammations (mode T2), sans injection de liquide de contraste. Grâce à l’IRM, il est possible de détecter des collections sanguines ou hématomes, sans injection de liquide de contraste. L'imagerie par résonance magnétique offre de très belles images, mais son accessibilité et son coût peuvent être dissuasifs. Photo 134 : IRM d’une tortue montrant la symétrie des poumons et la séparation totale entre les 2 lobes (extrait de Murray,2006 in Mader) 190 3.3. Exemple de clichés obtenus par IRM En IRM, l’ensemble de l’animal peut être exploré avec une visualisation des tissus mous très détaillée. Ci-après l’exemple d’une exploration réalisée chez une tortue grecque (Testudo graeca) (cf. Photo 135, Photo 136, Photo 137, Photo 138) POSITIONNEMENT D’UNE TORTUE GRECQUE (TESTUDO GRAECA) POUR LA REALISATION DE L’EXPLORATION IRM. Photo 135 : positionnement de la tortue anesthésiée dans l’appareil d’IRM (vue crâniale) (photo Schilliger) Photo 136 : positionnement de la tortue anesthésiée dans l’appareil d’IRM (vue caudale) (photo Schilliger) 191 EXPLORATION IRM D’UNE TORTUE GRECQUE (TESTUDO GRAECA) Photo 137 : trois clichés successifs d’IRM d’une tortue grecque (Testudo graeca) incidence dorso-ventrale. Noter sur le cliché A une micro-hepatie, l’examen endoscopique confirmera une cirrhose (photo Schilliger). Taille du foie observé = Micro hepatie Emplacement du foie s’il avait été de taille normale. A Musculature sous le plastron Estomac B Poumon C 192 EXPLORATION IRM D’UNE TORTUE GRECQUE (TESTUDO GRAECA) Photo 138 : cliché d’IRM (en coupe sagittale) d’une tortue grecque (Testudo graeca) incidence latérolatérale. Noter la présence de cristaux d’urate dans la vessie (Photo Schilliger). Cristaux d’urate « gris » dans vessie « noire » Tête Partie caudale 193 194 CONCLUSION L’évaluation clinique des reptiles est totalement différente de celle des mammifères. Les paramètres vitaux tels que le rythme cardiaque, la fréquence respiratoire, la température et les constantes sanguines varient dans une gamme de valeurs physiologiques très large en raison de l’ectothermie de ces animaux. Ainsi, la médecine herpétologique est souvent frustrante sur le plan sémiologique. De plus, les reptiles sont particulièrement « stoïques » et « souffrent en silence ». Ils manifestent peu de signes cliniques spécifiques. Des examens complémentaires, qu’ils soient non invasifs (radiographie, échographie) ou invasifs (coelioscopie, pneumoscopie,..) sont souvent indispensables pour étayer une suspicion clinique. Parmi eux, l’imagerie médicale et l’endoscopie sont des techniques de choix. L’imagerie médicale permet de visualiser sur film, papier ou écran, des structures anatomiques profondes difficiles, voire impossibles à apprécier par palpation (comme c’est le cas chez les chéloniens, dont la carapace est une vraie « armure » ossifiée). La technique d’endoscopie, quant à elle, permet la visualisation directe d’organes internes peu accessibles (coelioscopie, endoscope rigide), ou de parois internes (gastroscopie, endoscope souple), avec l’avantage de pouvoir réaliser si nécessaire, des biopsies. Avec la médicalisation croissante des animaux, de nouvelles techniques telles que le scanner ou l’IRM, sont maintenant peu à peu accessibles à la médecine des reptiles. Elles offrent, non sans un certain coût, des images d’une qualité exeptionnelle, et permettent de visualiser des régions anatomiques parfois inaccessibles avec les techniques d’imagerie habituelles. Toutes ces techniques d’imagerie médicale, qu’elles soient courantes (radiographie, echographie) ou récentes (scan, IRM), ainsi que l’endoscopie, ont une valeur extrêmement importante pour le diagnostic. Elles donnent la possibilité d’explorer l'intérieur du corps d'un patient en lui épargnant une coeliotomie (exploratrice) qui était inévitable par le passé. 195 196 BIBLIOGRAPHIE ACKERMAN L (1998) : The biology, husbandry and health care of reptiles, Volumes I, II et III. Neptune City : TFH Publications, Inc : 972 p. ALDERTON D. (2002) : Grand guide encyclopédique des nouveaux animaux de compagnie, Atémis Editons, Losange, Chamalières, France, 252p. BARTEN S.L. (2006) : Lizards, chapiter 6, In MADER D.R., Reptile medecine and surgery. 2nd ed., St Louis, Missouri, W.B. 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Français....................................................................................................................................... 225 Annexe 7 : listes de sites internet d’intêret........................................................................................................................................ 230 Annexe 8: la classe des reptiles............................................................................................................................................................... 231 Annexe 9: nouvelles conditions d’autorisation de détention des reptiles en captivité selon leur appartenance (ou non) aux annexes 1 ou 2 des arrêtés du 10/08/2004.......................................................................................................... 232 Annexe 10 : exemples d’espèces de reptiles concernées (ou non) par les arrêtés du 10/08/2004 ......................... 233 Annexe 11: rappel de législation concernant les principaux reptiles rencontrés en pratique vétérinaire courante............................................................................................................................................................................................................ 234 Annexe 12 : estimation des tarifs pratiqués pour les différents examens complémentaires d’imagerie et d’endoscopie.................................................................................................................................................................................................... 235 Annexe 13 : zones de températures Optimales pour quelques espèces de reptiles ......................................................... 236 Annexe 14: zones de températures Optimales pour quelques espèces de reptiles .......................................................... 237 Annexe 15 : anesthésiques fixes utilisables chez les reptiles ..................................................................................................... 238 Annexe 16 : affections couramment détectées par RADIOGRAPHIE chez les CHELONIENS ..................................... 239 Annexe 17 : affections couramment détectées par RADIOGRAPHIE chez les SAURIENS............................................. 240 Annexe 18 : affections couramment détectées par en RADIOGRAPHIE chez les OPHIDIENS .................................... 241 Annexe 19 : observations couramment détectées par ECHOGRAPHIE chez les CHELONIENS................................. 242 Annexe 20 : observations couramment détectées par ECHOGRAPHIE chez les SAURIENS ....................................... 243 Annexe 21 : observations couramment détectées par ECHOGRAPHIE chez les OPHIDIENS..................................... 245 Annexe 22 : observations couramment détectées par ENDOSCOPIE chez les CHELONIENS ..................................... 246 Annexe 23 : observations courantes par ENDOSCOPIE chez les SAURIENS....................................................................... 247 Annexe 24 : observations courantes par ENDOSCOPIE chez les OPHIDIENS.................................................................... 248 Annexe 25 : liste d’appareils scanner et IRM vétérinaires disponibles sur le territoire français (non exhaustif) ............................................................................................................................................................................................................................... 249 203 204 Annexe 1: glossaire Mot Acrodonte Aglyphe Anamnèse Anéchogène Apode Autotomie Chelonien Coprodeum Dossière Dulçaquicoles Dysectysie Ecdysie Ectotherme Endotherme Exuvie Falvéole Gastrolithes Heliotherme Herpétofaune Herpétologie Herping Hétérotherme Hiberner Hiverner Homéotherme Hyperéchogène Hypoéchogène Lithophages Définition Reptile caractérisé par une soudure des dents à la mâchoire supérieure Serpent qui ne possède pas de crochets à venin Ensemble des informations fournies par le propriétaire concernant la maladie de son animal Tissus qui ne renvoie aucun écho Animal dépourvu de pattes Capacité de certains reptiles à perdre leur queue lors de stress ou d'agression Ordre des tortues Compartiment du cloaque des reptiles qui reçoit les matières fécales Partie dorsale de la carapace des tortues Se dit des espèces capables de vivre en eau douce Anomalie de la Mue Nom donné la mue Animal dont la température du corps est imposée par la température extérieure Animal qui produit sa propre source de chaleur corporelle indépendamment de la température du milieu ambiant (par son propre métabolisme) Enveloppe de peau qu'un animal quitte lors de la mue Sac aérien des poumons “primitifs” des reptiles Pierre avalée par certaines espèces animales pour favoriser le broyage de la nourriture dans l'estomac. Animal dont la température corporelle dépend de l'ensoleillement ensemble des reptiles d'un pays ou d'une région Science qui étudie les reptiles Activité qui consiste à rechercher et/ou observer des reptiles dans leur environnement naturel Animal dont la température corporelle varie de plusieurs degrés avec celle du milieu ambiant Mise au repos du métabolisme d'un animal en période d'hiver, AVEC diminution de sa température corporelle (≠ hiVernation) Mise au repos du métabolisme d'un animal en période d'hiver, SANS que sa température corporelle ne diminue (≠ hiBernation) Animal qui régule sa propre chaleur corporelle pour la garder constante Echos de forte intensité Echos de faible intensité Animal qui mange des pierres 205 Ocelle Ophidien Ostéodermes Plastron Pleurodonte Poïkilothermes Proctodeum Protéroglyphe Rhynchocephale Saurien Solénoglyphe Solénoglyphe Squamate Terrariophilie Transpondeur Urodeum Zygodactyles Tâche arrondie qui sert de leurre, ou moyen d’intimidation, sur la peau (ou ailes) des animaux Ordre des serpents Plaques osseuses du derme des reptiles Partie ventrale de la carapace des tortues Se dit d'une dentition dont les dents sont soudées à la base sur la face externe de l'os, (pas de racine dentaire) Animal dont la température corporelle varie en fonction de la température du milieu environnant ( pour les animaux à sang froid) Compartiment du cloaque des reptiles qui regroupe l'ensemble des déchets du tube digestif avant leur évacuation Se dit d’un serpent présentant un petit crochet fixe (également appelé glyphe), relié à la glande à venin, à l'arrière du maxillaire Elément de l'ordre de reptiles où ne subsiste qu'une seule espèce: "l'hattéria" de Nouvelle-Zélande (reptile à l'allure de lézard) Ordre des lézards Serpent qui présente de longs crochets mobiles, reliés à la glande à venin, à l'avant du maxillaire Serpent présentant un long crochet mobile relié à la glande à venin, à l'avant du maxillaire Ordre qui regroupe l’ordre des Ophidiens (serpents) et celui des Sauriens (lézards) Activité qui consiste à élever certaines espèces animales en terrarium ( en reproduisant leur biotope) Puce électronique servant à l'identification d'un animal Compartiment du cloaque des reptiles où débouchent les conduits du tractus uro-génital Se dit des espèces animales ayant deux doigts soudés deux par deux (deux en avant, deux en arrière) 206 Annexe 2 : illustration de l’intérêt d’un examen RADIOGRAPHIQUE chez un crocodilien CAS D’UN ANGIOFIBROME DIGITE CHEZ UN ALLIGATOR DU MISSISSIPI (Alligator mississippiensis) DEGRE D’IMPLICATION : cas extrait de GARCIA_VERGARA P.L., SKALOVA K., SCHILLIGER L., (2005) : Angiofibrome chez un alligator du Mississippi (Alligator mississippiensis), Pratique des Animaux Sauvages et Exotiques, vol.5, hiver 2005,p 7- 9. Ce cas montre l’interet de l’examen radiograpique dans un cas d’une atteinte des tissus mous (angiofibrôme) et sur un animal peut commun en clientèle pusiqu’il s’agit d’un alligator adulte. SIGNALEMENT « Donald », Alligator du Mississipi (Alligator mississippiensis), mâle, âgé de 15 ans, pesant 120 kg, appartenant à des artiste de cirque. Cette espèce à l’état natuel vit dans le sud-est des Etats-Unis. Il habite les rivières et les lacs se nourissant de poissons, tortues, mammifères, oiseaux ou reptiles. Son activité est réduite en dessous d’une température ambiante de 20-23°C. Il hiberne dans des tanières durant les mois les plus froid. Photo 1 : Alligator mississippiensis présenté à la consultation. Noter la contention des mâchoires (Photo L.Schilliger) MOTIF DE CONSULTATION : L’animal est présenté en consultation pour des problèmes ambulatoires (boiterie chronique sur le membre antérieur gauche) et apparition d’une masse nodulaire digitée en face latéro-palmaire du doigt I du membre antérieur gauche. Photo 2 : Positionnement de l’animal en décubitus ventral sur la table de radiographie. Noter la masse nodulaire visible sur le doigt I du membre antérieur gauche (Photo L.Schilliger) 207 ANAMNESE-COMMEMORATIFS : L’animal vit en captivité avec une femelle de la même espèce qui ne présente pas de lésion analogue. Les conditions d’hébergement ne sont pas optimales (absence de bassin, sol abrasif, température ambiante fluctuante). Aucun antécédent pathologique notoire n’est rapporté. L’animal n’est pas correctement vermifugé. EXAMEN CLINIQUE : L’état général et l’état d’embonpoint sont satisfaisants. L’animal présente une gêne locomotrice au niveau membre antérieur gauche lors des phases d’appui. Un oedème est présent au niveau du doigt Iet s’étend sur toute l’extrémité distale du membre antérieur concerné. Une masse nodulaire est visible au niveau de la face latéro-palmaire du doigt. La prolifération tissulaire est sub-hémorragique, bourgeonnante et inflammatoire refoulant l’épiderme. Photo 3 : Aspect macroscopique de la masse tissulaire constatée à l’extrémité du doigt I du membre antérieur gauche (Photo L.Schilliger) Les autres doigts du même membre présentent des déformations anciennes, probablement posttraumatiques. Le doigt du membre antérieur droit présente des callosités anciennes (probablement secondaires à des frottements sur un sol abrasif) EXAMENS COMPLEMENTAIRES : - pourquoi choisir l’examen radiographique ? Car : - L’examen orthopédique est limité par l’envergure de l’animal (palpation-pression de téguments kératinisés, mobilisation des articulations limitée par la taille de l’animal) - Le gonflement de l’extrémité distale du membre (œdème) peut être à l’origine d’une atteinte, plus ou moins étendue, - des tissus mous, - des tissus osseux sous jacents ou - de l’articulation. EXAMEN RADIOGRAPHIQUE : - Réalisation d’un examen radiographique de l’extrémité distale du membre, sous incidence dorsoventrale. (sans sédation, animal coopératif). 208 Photo 4 : Vue radiographique dorso-palmaire de l’extrémité du membre antérieur gauche (Photo L.Schilliger) On notera l’absence physiologique de troisième phalange du doigt I. Les doigts II et V présentent 3 phalanges. Les doigts III et IV présentent 4 phalanges. Photo 4 : Vue radiographique du doigt I. (Photo L.Schilliger) - Interprétation des clichés : présence d’osteoproliférations sur la première phalange du doigt I associées à une importante inflammation du tissu environnant. HYPOTHESES DIAGNOSTIQUES / DIAGNOSTIC DIFFERENTIEL : Les lésions nodulaires tégumentaires et articulaires des crocodiliens sont très variées. Mycoplasmose : associée à des lésions de polyarthrite et de pneumonie. Dermatophilose : chez des alligators américains élevés en captivité, terme anglo-saxon = “brown spots”). Lésions = petites tâches au niveau des écailles du tégument ventral, évoluant en ulcére. Mycobactériose : dermatite granulomateuse. Septicémie non-spécifique associées à des arthrites: due à des conditions stressantes. Neoplasies sont rares chez les crocodiliens (ont été rapportés des lymphosarcomes, papillomes, séminomes, lipomes, fibrosarcomes). 209 TRAITEMENT CHIRURGICAL : EXERESE L’exérèse de la masse est proposée au propriétaire afin : - limiter la prolifération du nodule - d’évaluer la nature histologique de la lésion, - puis de proposer un éventuel traitement ciblé, - et établir un pronostic DIAGNOSTIC ANATOMOPATHOLOGIQUE : L’examen histologique du nodule confirme l’origine tumorale, rapportant une prolifération vaculaire et fibroblastique correspondant à un angiofibrome (tumeur bénine mais présentant un mode de croissance infiltrant). PRONOSTIC : Favorable, à caractère infiltrant => risque de récidive (car exérèse totale n’a pas pu être réalisée). DISCUSSION : INTERETS DE L’EXAMEN RADIOGRAPHIQUE : INTERETS LIMITES - Matériel de radiographie disponible dans la - Animal imposant, pouvant nécessiter une clinique, rapidement réalisable en pratique tranquillisation (pas dans ce cas, car animal - Examen non invasif coopératif) - Coût moindre (par rapport aux autres examens d’imagerie) -Visualisation de l’architecture osseuse sousjacente : lésions ostéoprolifératives et de lésions articulaires inflammatoires => outil d’aide à la décision d’exérèse chirurgicale 210 Annexe 3: illustration de l’intérêt de l’examen RADIOGRAPHIQUE ET ECHOGRAPHIQUE chez un saurien CAS D’ATHEROSCLEROSE CHEZ UN AGAME BARBU D’AUSTRALIE (Pogona vitticeps) DEGRE D’IMPLICATION : cas extrait de SCHILLIGER L., LEMBERGER K., CHAI N., BOURGEOIS A., CHARPENTIER M., (2010) : Atherosclerosis associated with pericardial effusion in a central bearded dragon (Pogona vitticeps), Journal of Veterinary Diagnostic Investigation, Vol 22, p 789 -792. Ce cas montre l’intérêt des examens radiographique et échographique dans la découverte frotuite de lésions insoupçonables à l’examen clinique. Photo 1 : Pogona vitticeps (Photo La ferme tropicale) SIGNALEMENT : Agame barbu (Pogona vitticeps), mâle, âgé de 2 ans, pesant 0,4 kg. Animal maintenu en captivité chez un particulier. Cette espèce à l’état natuel vit dans les zones désertiques d’Australie. Ses zones de températures optimales de survie se situent entre 29-35°C le jour et 20-23°C la nuit. C’est un animal omnivore se nourrissant de végétaux, de fruits, d’insectes ou de petits mammifères. MOTIF DE CONSULTATION : L’animal est présenté en consultation pour anorexie, abattement extrême et une posture anormale depuis 3 semaines. ANAMNESE-COMMEMORATIFS : L’animal vit dans un terrarium avec des conditions d’hébergement adéquates (lampe UV-B, Température, humidité, substrat). Il est nourrit essentiellement de grillons (Acheta domesticus) et vers de farine (Tenebrio molitor). S’agissant d’une espèce omnivore, son alimentation est donc carencée et inadaptée sur le plan qualitatif, puisqu’aucun végétaux ne lui est proposé. EXAMEN CLINIQUE : L’animal est en mauvais état général, amaigri, et éthargique. Il présente une attitude scoliotique. L’auscultation cardiaque est normale (60 / bpm) et le rythme cardique régulier. 211 EXAMENS COMPLEMENTAIRES: - EXAMENS BIOCHIQUES SANGUINS : Les symptômes peu évocateurs, obervés sur cet animal ont incité les auteurs à réaliser une analyse biochimique des paramètres sanguins. - L’analyse sanguine révèle une hyperglycémie (glucose : 267 mg/dl ; N= 232 (211-261)) et une hypercholestérolémie (cholestérol : 937mg/dl ; N= 425 (160-900)). Les autres paramètres tetés (acide urique, calcium, phophore, aspartate aminotransférase) sont dans les normes - EXAMENS RADIOGRAPHIQUES : L’attitude scoliotique nécessite un examen radiographique. - Réalisation d’examens radiographiques de la cavité cœlomique de l’animal, sous incidence dorsoventrale (photo 2A) et latéro-latérale (Photo 2B) (contention manuelle). - Interprétation des clichés : l’examen radiographique ne révèle pas de lésion d’ostéoprolifération ou d’ostéolyse associée à la scoliose, mais permet de découvrir la présence d’une cardiomégalie. Photo 2A : Cliché radiographique selon une incidence dorso-ventrale. Noter l’augmentation de la silhouette cardiaque (flèche orange= longueur de la silhouette de la cardiomégalie, flèche bleue= longueur de la silhoueete d’un cœur de taille normale chez cette espèce de lézard) (Photo L. Schilliger) Photo 2B : Cliché radiographique selon une incidence latéro-latérale. Noter l’augmentation de la silhouette cardiaque (flèche) (Photo L. Schilliger) - EXAMEN ECHOGRAPHIQUE : Suite à la cardiomégalie découverte lors de l’examen radiographique, une échographie cardiaque est proposée au propriétaire. - Réalisation d’une échographie bidimentionnelle par abord ventral (animal en décubitus dorsal) - Interprétation des images : Au cours de l’examen échocardiographique, un épanchement péricardique et une masse intracardique sont révélés. 212 Photo 3 : Coupe transversale « petit axe », montrant une coupe transverse du ventricule (V), et le myocarde entourré par du liquide pericadique (flèche 1) (Photo L. Schilliger) Photo 4 : Coupe longitudinale « grand axe » trans-ventriculaire, montrant le cavum pulmonale (CP) et la valve atrio-ventriculaire (AVv) (Photo L. Schilliger) Photo 5 : Coupe longitudinale « grand axe » trans-artérielle, montrant une masse de 3 mm X 4 mm, proche des 2 arcs aortiques et du tronc pulmonaire (fléche 2). - PERICARDIOCENTESE ECHOGUIDEE : l’analyse cytologique du prélèvement révélera une quantité importante d’érythrocytes, mais pas de cellules inflammatoires. La présence de cellules d’origine sanguine dans le prélèvement peut s’expliquer par une contamination sanguine de l’épanchement péricardique lors de la ponction échoguidée ou par un hémopéricarde. - EVOLUTION : Etant donné l’état d’abattement de l’animal et les modifications cardiaques révélées au cours des examens complémentaires d’imagerie, le propriétaire prend la décision de faire euthanasier son animal. - EXAMEN NECROPTIQUE : Une autopsie est réalsiée. la masse iobservée à l’examne échographique est de consistance ferme, de couleur jaune et effectivement adhérente à la base des arcs 213 aortiques. Le foie est de taille augmentée de consistance friable, et de couleur jaune pâle. L’animal présente une hépatomégalie associée à une lipidose hépatique. - ANALYSE HISTOLOGIQUE DE LA MASSE : Lors de l’autopsie, la masse intracardiaque est prélevée pour un bilan histologique. L’exmane histologique révèle de nombreuses plaques de tissus fibreux vascularisés recouvertes d’une épaisse couche de fibrine et d’érythrocytes. Dans le tissu, au sein des fibres de collagène s’intercalent des macrophages lipidiques ou chargés d’hémosidérrine. => Résultat de l’examen anatomo-pathologique : dépôts d’arthérosclérose. HYPOTHESE ETIOLOGIQUE: Les lésions d’athérosclérose sont peu décrites chez les reptiles. Dans le cas présent, elles peuvent s’expliquer par un déséquilibre alimentaire, associé à un stress de captivité et un manque d’exercice ayant entrainé une lipidose hépatique. Cete accumulation de graisses dans le foie a entrainé une hypercholoestérolémie, qui a elle-même favorisé les dépôts d’arthérosclérose DISCUSSION : - INTERETS DE LA RADIOGRAPHIE: INTERETS LIMITES - Matériel de radiographie disponible dans - Non visualisation de l’épanchement la clinique, rapidement réalisable en péricardique pratique - non visualisation d’anomalies vasculaires, - Examen non invasif - Observation d’une cardioégalie sans en - Coût moindre (par rapport aux autres connaître les causes. examens d’imagerie) - Pas d’altération osseuse de la colonne vertébrale malgré la scoliose - Découverte d’une cardiomégalie - INTERET DE L’ECHOGRAPHIE : INTERETS - Examen non invasif, indolore => examen ante-mortem de choix -Visualisation des cavités non accessibles. => Technique de choix pour le diagnostic d’arthérosclérose - examen sans effet secondaire connu - possibilité de ponction échoguidée LIMITES - Réalisation et interprétation par un praticien spécialisé en échographie - Coût - Nature de la masse inconnue 214 Annexe 4 : illustration de l’intérêt de la PNEUMOSCOPIE TRANS-CUTANEE chez un ophidien CAS DE PNEUMOPATHIE CHRONIQUE CHEZ UN PYTHON BIRMAN (Python molurus bivittatus) DEGRE D’IMPLICATION : cas extrait de FERREIRA, X & SCHILLIGER, L. 2003. Pneumoscopie par voie percutanée et trans- pulmonaire chez un python birman (Python molurus bivittatus) atteint de pneumopathie chronique. Prat. Ani. Sauv. Exot. Vol, 3 p 3-6 Ce cas montre l’intérêt de la pneumoscopie trans-cutanée dans le cadre d’une infection chronique de l’appareil respiratoire profond. Photo 1 : Python molure (Python molurus bivittatus). (Photo : La ferme tropicale). SIGNALEMENT Python molure birman (python molurus bivittatus), mâle, âgé de 5 ans, pesant 10 kg, animal en captivité utilisé pour des spectacles dans un cabaret. Cette espèce à l’état natuel vit en Birmanie, au sud de la Chine, en Indochine et dans d’autres régions d’Asie. Ses températures optimales de vie se situent entre 27-32°C le jour et 21-27°C la nuit. Il se nourrit de mammifères, oiseaux et reptiles. MOTIF DE CONSULTATION : L’animal est présenté en consultation pour des difficultés respiratoires (gueule ouverte), avec expectorations de crachats purulents sur les vitres de son terrarium depuis 2 semaines. ANAMNESE/ COMMEMORATIFS : L’animal vit dans un terrarium dans des conditions d’hébergement adéquates (UV-B, Température 28-30°C, humidité, substrat). Son alimentation est diversifiée (lapins, cobayes, rats). Lors des spectacles auxquels il participe, l’animal est plongé dans piscine d’eau chlorée chauffée à 24°C EXAMEN CLINIQUE : L’animal présente une dyspnée expiratoire (respiration sifflante à l’expiration, gueule ouverte, avec contorsions fréquentes au cours des différentes phases du cycle respiratoire). Il est 215 en bon état général par ailleurs. La palpation-pression de la cavité cœlomique ne révèle pas d’anomalie. Aucune masse intra-coelomique n’est palpable. (1) (2) Photo 2 : Examen de la cavité buccale. Présence de congestion des gencives (1), obstruction de l’orifice glottique par mucosités purulentes (2) provenant de la trachée (Photo L.Schilliger). DIAGNOSTIC DIFFERENTIEL : Les signes respiratoires observés à l’examen clinique sont très évocateurs d’une affection respiratoire profonde (pneumopathie) dont l’origine reste à déterminer : - cause bactérienne, virale, fongique, parasitaire, mécaniques irritatives, … EXAMENS COMPLEMENTAIRES: - HEMOGRAMME : hyperleucocytose modérée - FROTTIS SANGUIN : normal - PARAMETRES BIOCHIQUES SANGUINS : normaux TRAITEMENT : Un traitement symptômatique est instauré initialement, il consiste en : - des soins quotidiens d’hygiène buccale : nettoyage des choanes et de l’orifice glottique puis application d’un gel antiseptique (Elugel®), - une antibiothérapie parentérale : enrofloxacine (Baytril 5%) 10 mg/kg/24h en IM pendant 20 jours , - un lavage trachéo-pulmonaire (n’a permis qu’une amélioration transitoire) => Après 2 semaines de traitement, aucune amélioration n’est constatée. L’animal est toujours dyspnéique avec une dégradation de son état général EXAMEN ENDOSCOPIQUE : L’aggravation de l’état général de l’animal nécesite de pousser les incestigations afin de déterminer l’état des voies respiratoires profondes, ou d’écarter une éventuelle obstruction basse. L’examen endoscopique est proposé au propriétaire. COELIO-PNEUMOSCOPIE PAR VOIE TRANS-PULMONAIRE = Introduction d’un endoscope dans la lumière pulmonaire, au niveau de la portion avascularisée du sac pulmonaire droit (plus long) RAPPELS ANATOMIQUES : La trachée des ophidiens est tubulaire formée d’anneaux incomplets. (face dordale membraneuse, face ventrale cartilagineuse) Les poumons des serpents sont localisés contre le foie, dans 1ère moitié du 2ème tiers de la distance « nez-cloaque ». Souvent, le poumon gauche est atrophié ou absent. Ches les les boïdés : 2 poumons, avec le poumon droit + développé (étendu entre cœur et pôle crânial du rein droit). La portion la plus caudale du poumon n’est souvent qu’un simple sac aérien dénué de parenchyme. 216 MATERIEL : - vidéo gastroscope canin (Optomed®), - processeur, - source de lumière halogène, - système d’insufflation, - système d’irrigation et d’aspiration, - moniteur, - imprimante. METHODE Préparation de l’animal : - Anesthésie du python (propofol en intra-cardiaque 8 mg/kg), - intubation, ventilation - monitoring de l’activité cardiaque - animal en décubitus latéral gauche (pour intervention par abord latéral droit) Intervention endoscopique - incision de 2 cm (entre 2ème et 3ème rangée écailles latérales) - dissection des muscles - ponction de la membrane cœlomique, visualisation du foie Coeliotomie, visualisation du paremchyme hépatique Photo 3 : Coeliotomie, visualisation du paremchyme hépatique (Photo L.Schilliger). - poses d’un écarteur pour réclinaison dorsale des côtés - foie écarté ventralement Voie d’abord du sac pulmonaire droit, foie écarté ventralement, côtes réclinées dorsalement Photo 4 : Voie d’abord du sac pulmonaire droit, foie écarté ventralement, côtes réclinées dorsalement (Photo L.Schilliger). - incision de 1,5 cm dans sac pulmonaire droit pour passage de la tête de l’endoscope 217 Incision du sac pulmonaire droit sur 1,5 cm Photo 5 : Incision du sac pulmonaire droit sur 1,5 cm (Photo L.Schilliger). Exploration endoscopique - introduction de l’endoscope, - Insufflation otut au long de l’examne pour dilater la lumière du poumon - tout d’abord, l’examen caudo-crânial du poumon est réalisé, jusqu’à la bifurcation trachéobronchique Photo 6 : examen caudo-crânial du poumon, jusqu’à la bifurcation trachéo-bronchique (Photo L.Schilliger). - puis exploration crânio-caudal du poumon, jusqu’au cul de sac du sac pulmonaire (droit) Photo 6 : examen crânio-caudal du poumon, jusqu’au cul de sac du sac pulmonaire (droit) (Photo L.Schilliger). 218 - glaires purulentes visibles dans la portion vascularisée du poumon, prélevées à la pince à corps étranger pour analyse microbiologique Glaires prélevées pour examen microbiologique Photo 7 : glaires purulentes visibles dans la portion vascularisée du poumon (Photo L.Schilliger). - parenchyme pulmonaire normal Examen des cloisonnements pulmonaires profonds Photo 8 : Examen des cloisonnements pulmonaires profonds (Photo L.Schilliger). L’exploration du parenchyme pulmonaire ne rêvéle aucune anomalie. - Après l’exploration, lle poumon, la paroi cœlomique et le smuscles avoisinants sont successivement suturés (points séparés vicryl dec 1,5) Fermeture du sac pulmonaire droit Photo 9: fermeture par suture du sac pulmonaire droit (Photo L.Schilliger). 219 RESULTAT DE L’ANALYSE MICROBILOGIQUE Les glaires intra-pulmonaires prélevées sont adressées au laboratoire pour une mise en culture. Les cultures révèlent la présence abondante bactéries Gram négatives : de Klebsiella oxytoca Des leucocytes et levures (Candida albicans) sont également présents. Il s’agit de bactéries saprophytes chez reptiles ou bien, leur présenc est secondaire à traitement antibiotique prolongé. L’antibiogramme réalisé par le laboratoire sur les germes isolés montre une résistance aux fluoroquinolones et gentamicines, mais une sensibilité à l’amoxicilline et l’acide clavulanique. EVOLUTION : L’antibiogramme permet donc de cibler le traitement. Une administration quotidienne de Synulox® (acide clavulanique + amoxicilline ) à 20 mg/kg/24hen IM est prescrit et aboutit à la guérison de l’animal. DISCUSSION : - INTERET DE L’ENDOSCOPIE DANS LA PRISE EN CHARGE DE CE CAS : AVANTAGES - Exploration visuelle de conduits ou cavités closes - Pas d’apprentissage long pour l’opérateur (≠ échographie) - possibilité de biopsie ou prélèvement in situ pour analyse - évite intervention chirugicale lourde (laparotomie) - pour coelio-pneumoscopie transtranspulmonaire : - pas de risque de contamination du prélèvement par la flore trachéale ou buccale - évacuation ds glaires pulmonaires épaisses non « expectorables ». LIMITES : - Anesthésie générale - coût (# 200 €) - pour l’endoscopie trans-trachéale : risque rupture muqueuse trachéale (fragile) au passage de endoscope 220 Annexe 5 : dictionnaire Français - Anglais FRANCAIS ANGLAIS Aiguille à aspiration Aspiration needle Aiguille d'injection à distance Remote injection needle Articulation Hinge Bâillon, muselière Mouth gag Blocs de graisse Fat pads Boyau Gut cable lumineux servant de guide Light guide cable Canal à instrument Instrumentation channel Canal à irrigation Irrigation channel Canal deferent (du mâle) Vas deferens (of male) Canal opérateur Working channel Capnographie en fin d'expiration End-tidal capnography Carapace Shell champ visuel Viewming field Chemise Sheath Chemise opératrice Operating sheath Chemise protectrice Protection sheath Chuckwallas (espèces de d'iguane) Chuckwallas ciseaux Scissors Ciseaux monopolaires Monopolar scissors Clamp hémostatique Hemostat Conduit, fente Vent Contondant, épointé Blunt 221 Coriace (peau) Leathery (skin) Crâne Skull Croc, crochet Fang Crotale, serpent à sonnette Rattlesnake Cupule Cup Cuvette, creux Hollow Débit Flow rate Défaillance congestive bilatérale Bilateral congestive failure Desquamation Shedding Diode laser Diode laser Dispositif à tranfert de charge Charge-coupled device (C.C.D) Dragon bardu Bearded dragon echec, défaillance Failure Echographie Ultrasonography Elevage Husbandry Emprisonné, piégé Trapped Endoscope flexible mince Fine flexible endoscope Endoscope gainé Sheated endoscope endoscope rotatif Rotating scope Endoscopie flexible, souple Flexible endoscopy Endoscopie rigide Rigid endoscopy Etriers Stapes Extrémité(ou tête) distale de l'endoscope Tip of the endoscope Faisceau Beam Faisceau de rayon X Radiograph beam Fibre optique Fiber-optic Fosse préfémorale, fosse inguino-fémorale Prefemoral fossa 222 Gaine, ceinture Girdle gaine, fourreau Sheath Gas d'échappement Gas scavenging Gel conducteur echographique Coupling gel Goutte viscérale visceral gout Grande courbure (estomac) Greater curva (stomach) Griffes Claws Grossissement Magnification Incision en coup de couteau Stab incision Insufflateur Insufflator Insufflateur (en coelioscopie) Endoflator Insufflateur (en coelioscopie) Laparoflator Jabot, estomac Craw Kyste ovarien fluid-filled follicule Lame de scalpel Scalpel blade Lame fixe Fixed blade Lasso à corps étranger, sonde de Dormia Wire basket Lasso retractable à polypectomie retractable polypectomy snare lentille de verre Glass lens Lentille frontale Front lens Lentille terminale (ou distale) Terminal lens lentille-tige Rod lens Léthargique Sluggish Lubrifier l'œil Eye lube (to) Méat Meatus Membres Limbs Membres antérieurs Forelimbs 223 Membres postérieurs Hind Limbs Molle (carapace) Soft (-shelled) Moniteur vidéo, écranvidéo Video monitor Monstre de Gila (espéce de lézard) Gila monsters mors, machoires Jaws Museau, groin Snout Nourri par sonde (un patitent) Tube feed (patient) Nouveau-né, poussin Hatclings Oophorectomie, ovariectomie bilatérale Oophorectomy Ovarite Oophoritis Petite Sonde (échographie) Small footprint (echography) Pince à dissection Grasping forceps pince à extraction, pince à corps étranger Retrieval forceps Pince bipolaire (coagulante) Bipolar forceps Pince hémostatique droite Straight hemostats Pli du genou Knee fold Polypectomie Polypectomy ponstionner, perforer Puncture (to) Port Port Port d'irrigation Irrigation port Poumon vestigial (des serpents), poumon NON respiratoire Non-pulmonary lung Prolongé Protracted Python tapis Carpet python ressemblance Likelihood Rétention d'œuf Eggbinding Robinet trois voies Three-way stopcock Robinet vanne d'insufflation insufflation stopcocks 224 Ruban réfléchissant Reflective ribbons Sac aérien Airsac Salphingite Salpingitis Sceau d'étanchéité Sealing bonnet Scinque (espéce de lézard) Skinks Serpenter, enrouler Coil (to) Sonde à ballonnet Cuffed tubes Sonde echographique Sector probe Sonde echographique Sector transducer Sonde endotrachéale sans ballonnet Uncuffed endotracheal tube sonde linéaire (en echographie) linear scanner Suture en matelas eversant Everting mattress pattern Tegus (espèce de lézard) Tegus Tour d'endoscopie Endoscopy tower Trocart Trocar Tronc (artériel) Trunks (arterial) Uromastyx (espèce de lézard) Uromastyx lizards Varan Monitors lizard Vésicule biliaire Gall Bladder 225 Annexe 6 : dictionnaire Anglais – Français ANGLAIS FRANCAIS Airsac Sac aérien Aspiration needle Aiguille à aspiration Beam Faisceau Bearded dragon Dragon bardu Bilateral congestive failure Défaillance congestive bilatérale Bipolar forceps Pince bipolaire (coagulante) Blunt Contondant, épointé Carpet python Python tapis Charge-coupled device (C.C.D) Dispositif à tranfert de charge Chuckwallas Chuckwallas (espèces de d'iguane) Claws Griffes Coil (to) Serpenter, enrouler Coupling gel Gel conducteur echographique Craw Jabot, estomac Cuffed tubes Sonde à ballonnet Cup Cupule Diode laser Diode laser Eggbinding Rétention d'œuf End-tidal capnography Capnographie en fin d'expiration Endoflator Insufflateur (en coelioscopie) Endoscopy tower Tour d'endoscopie Everting mattress pattern Suture en matelas eversant Eye lube (to) Lubrifier l'œil 226 Failure Echec, défaillance Fang Croc, crochet Fat pads Blocs de graisse Fiber-optic Fibre optique Fine flexible endoscope Endoscope flexible mince Fixed blade Lame fixe Flexible endoscopy Endoscopie flexible, souple Flow rate Débit fluid-filled follicule Kyste ovarien Forelimbs Membres antérieurs Front lens Lentille frontale Gall Bladder Vésicule biliaire Gas scavenging Gas d'échappement Gila monsters Monstre de Gila (espéce de lézard) Girdle Gaine, ceinture Glass lens lentille de verre Grasping forceps Pince à dissection Greater curva (stomach) Grande courbure (estomac) Gut Boyau Hatclings Nouveau-né, poussin Hemostat Clamp hémostatique Hind Limbs Membres postérieurs Hinge Articulation Hollow Cuvette, creux Husbandry Elevage Instrumentation channel Canal à instrument insufflation stopcocks Robinet vanne d'insufflation 227 Insufflator Insufflateur Irrigation channel Canal à irrigation Irrigation port Port d'irrigation Jaws mors, machoires Knee fold Pli du genou Laparoflator Insufflateur (en coelioscopie) Leathery (skin) Coriace (peau) Light guide cable cable lumineux servant de guide Likelihood ressemblance Limbs Membres linear scanner sonde linéaire (en echographie) Magnification Grossissement Meatus Méat Monitors lizard Varan Monopolar scissors Ciseaux monopolaires Mouth gag Bâillon, muselière Non-pulmonary lung Poumon vestigial (des serpents), poumon NON respiratoire Oophorectomy Oophorectomie, ovariectomie bilatérale Oophoritis Ovarite Operating sheath Chemise opératrice Polypectomy Polypectomie Port Port Prefemoral fossa Fosse préfémorale, fosse inguino-fémorale Protection sheath Chemise protectrice Protracted Prolongé Puncture (to) ponstionner, perforer Radiograph beam Faisceau de rayon X 228 Rattlesnake Crotale, serpent à sonnette Reflective ribbons Ruban réfléchissant Remote injection needle Aiguille d'injection à distance retractable polypectomy snare Lasso retractable à polypectomie Retrieval forceps pince à extraction, pince à corps étranger Rigid endoscopy Endoscopie rigide Rod lens lentille-tige Rotating scope endoscope rotatif Salpingitis Salphingite Scalpel blade Lame de scalpel Scissors ciseaux Sealing bonnet Sceau d'étanchéité Sector probe Sonde echographique Sector transducer Sonde echographique Sheated endoscope Endoscope gainé Sheath gaine, fourreau Sheath Chemise Shedding Desquamation Shell Carapace Skinks Scinque (espéce de lézard) Skull Crâne Sluggish Léthargique Small footprint (echography) Petite Sonde (échographie) Snout Museau, groin Soft (-shelled) Molle (carapace) Stab incision Incision en coup de couteau Stapes Etriers 229 Straight hemostats Pince hémostatique droite Tegus Tegus (espèce de lézard) Terminal lens Lentille terminale (ou distale) Three-way stopcock Robinet trois voies Tip of the endoscope Extrémité(ou tête) distale de l'endoscope Trapped Emprisonné, piégé Trocar Trocart Trunks (arterial) Tronc (artériel) Tube feed (patient) Nourri par sonde (un patitent) Ultrasonography Echographie Uncuffed endotracheal tube Sonde endotrachéale sans ballonnet Uromastyx lizards Uromastyx (espèce de lézard) Vas deferens (of male) Canal deferent (du mâle) Vent Conduit, fente Video monitor Moniteur vidéo, écranvidéo Viewming field champ visuel visceral gout Goutte viscérale Wire basket Lasso à corps étranger, sonde de Dormia Working channel Canal opérateur 230 Annexe 7 : listes de sites internet d’intêret http://www.lafermetropicale.com Site de la plus importante animalerie de reptiles en France, spécialisée en terrariophilie http://www.reptilesweb.com/ Site d’information concernant les reptiles et amphibiens http://www.vetexotic.theclinics.com Site de publications scientifiques et médicales concernant les animaux exotiques. http://www.yaboumba.org/ Site de l’organisation vétérinaire de la faune sauvage 231 Annexe 8: la classe des reptiles LA CLASSE DES REPTILES (résumé des principales familles et espèces) 4 ORDRES : SQUAMATES SOUS-ORDRES Sauriens PRINCIPALES FAMILLES Agamidés (lézards) Ophidiens Chameleonidés Caméléon panthère, Caméléon du Yemen Geckonidés Gegecko léopard, Tarente (sud de la France) Gecko de Madagascar Iguanidés Yucatan (Mexique). Lacertidés Iguane vert Iguana delicatissima (Martinique et Guadeloupe), Iguane marin (Galapagos) Varanidés Varans, dragon de Komodo Vipéridés Bitis gabonica, Vioera berus Boïdés Python molurus, Boa constrictor Colubridés Elaphe guttata, Boiga dendrophila Elapidés Naja Naja Micrurus sp. Acantophis sp. Typhlopidés Typhlops diardi Typhlops braminus Crocodilidés Crocodile du Nil Crocodile marin (Asie), Alligatoridés (Alligators et Alligator de Chine, Alligator mississippiensis Caiman crocodilus (à lunettes) Gavialis gangeticus (gavial du Gange) (serpents) CROCODILIENS Caimans) Gavials CHELINIENS Cryptodira (repliant leur tête verticalement sous carapace) Pleurodires (repliant leur tête horizontalement le long de la carapace) ESPECES (quelques exemples) Dragon volant, Uromastyx, Pogona vitticeps, Testudinidae (terrestre) Tortue d’Hermannn, Tortue grecque (Mauresque) Trionychoidea (aquatiques) Tortue molle à épine (Apalone spinifera) Dermochelyidae Tortue luth (marine) Chélonidés (marine) tortue verte (Chelonia mydas), Tortue à écaille (Eretmochelys imbricata), Chelydridae (aquatique) Tortue Serpentine (dite Tortue Hargneuse) Chelidae (aquatiques ou semi- Matamata (Chelus fimbriatus) aquatiques) Sphénodon RYNCHOCEPHALES 232 Annexe 9: nouvelles conditions d’autorisation de détention des reptiles en captivité selon leur appartenance (ou non) aux annexes 1 ou 2 des arrêtés du 10/08/2004 (Tableau L.Schilliger, 2005 b). CdC* et autorisation d’ouverture obligatoires (dossier de demande déposé en préfecture, traité par les D.S.V) (Etablissement d’élevage) Espèces visées à l’annexe 1 des arrêtés du 10/08/04 (Testudo sp., Astrochelys sp.) NON (si moins de 6 tortues détenues au total) OUI Espèces visées à (à partir d’un effectif de 1 l’annexe 2 des animal) arrêtés du 10/08/04** sauf *** Demande d’autorisation simplifiée en préfecture seule (Formulaire CERFA n° 12446*01) Marquage obligatoire (par un vétérinaire) Vente en animalerie (Elevage d’agrément) OUI NON OUI Autorisée (avec certificat intracommunautaire) sauf T. hermanni et T. graeca (loi du 10/07/76) NON (sauf *** dans un délai de 6 mois, ou ****) Interdite au grand public (vente réservée aux capacitaires) NON Autorisée (si origine licite) NON si : - moins de 40 reptiles détenus au total, Autres espèces (n’appartenant ni à l’annexe 1 ni à l’annexe 2 des arrêtés du 10/08/2004) - moins de 25 serpents < à 1m50 à l’âge adulte ou moins de 10 serpents > 1m50 à l’âge adulte, NON - moins de 25 tortues < (élevage à 40 cm à l’âge adulte ou moins de 10 tortues > d’agrément sans à 40 cm à l’âge adulte, aucune contrainte administrative) - moins de 25 lézards de moins de 1 m à l’âge adulte ou moins de 10 lézards > 1m à l’âge adulte. * CdC = Certificat de Capacité. ** voir exemples Erreur ! Source du renvoi introuvable.. *** élevage d’un effectif de moins de 6 reptiles d’annexe 2 non classés parmi les espèces dites « dangereuses » ou en Annexe A du règlement européen (dérogation au CdC-art.1 de l’arrêté-). **** espèces annexe 2 déjà détenues chez un capacitaire (élevage, vente, location, transit, présentation au public). 233 Annexe 10 : exemples d’espèces de reptiles concernées (ou non) par les arrêtés du 10/08/2004 (Tableau L.Schilliger, 2005 b). Espèces de reptiles listées en annexe 1 des arrêtés du 10/08/04 Exemples d’espèces de reptiles listées en annexe 2 des arrêtés du 10/08/04 dont la détention était déjà soumise à obtention du CdC* Exemples d’espèces non listées en annexes 1 et 2 (détention libre si origine licite : CITES, déclaration de cession…) dont la détention est désormais soumise à obtention du CdC Toutes espèces de la côlonne précédente (sauf Boa constrictor) Tortues du genre Testudo sp. listées en Annexe A du Tous reptiles d’Annexe règlement A communautaire Varanus sp. (ex : Sanzinia, 338/97 : (varans de taille adulte Acrantophis, Cyclura) > 3m = T. hermanni V. komodoensis, V. + par exemple : (tortue d’Hermann) salvadori) Trachemys scripta T. graeca Boïdés elegans (tortue mauresque) (pythons et boas) (tortue « de Floride ») de plus de T.marginata 3 mètres adultes : Terrapene sp. (tortue bordée) (ex : Python molurus, (tortues-boîtes) Python reticulatus) T.kleinmanni Kinixys sp. Serpents et lézards (tortues à dos articulé T. werneri venimeux des savanes) + Astrochelys radiata (tortue rayonnée de Madagascar) Tortues d’ouverture de bec > 4 cm à l’âge adulte (Macroclemys sp., Chelydra sp.) Tryonyx, Apalone, Cyclanorbis sp. (tortues à carapace molle) Varans de taille > 1m Boa constrictor (dans la limite de 3) Chamaeleo calyptratus (caméléon casqué du Yémen) Furcifer pardalis (caméléon panthère) Chamaeleo (T) jacksoni (caméléon de Jackson) Python regius (python royal) Elaphe sp. (serpents des blés) Lampropeltis sp. (serpents rois) Iguana iguana (iguane vert) Pogona vitticeps (Agame barbu) Uromastyx sp. (Fouette-queues) Chamaeleo sp. (caméléons sauf : F. pardalis, C. calyptratus, C. jacksoni) Opheodrys sp. (serpents des buissons) Oxybelis sp. (serpents-lianes) * si détention de plusieurs spécimens d’une même espèce. N.B : Les appellations « annexe 1 » et « annexe 2 » de ce tableau sont distinctes des appellations « Annexe I » et « Annexe II » de la Convention de Washington (C.I.T.E.S). 234 Annexe 11: rappel de législation concernant les principaux reptiles rencontrés en pratique vétérinaire courante (d’après informations du : N° spécial NAC, Le point vétérinaire, 1999, Vol 30, N°197) ORDRE ESPECES ANNEXE INFORMATIONS COMPLEMENTAIRES Ophidiens Sauriens Boïdés : Boa constrictor occidentalis, Python molurus molurus Python royal, Boa constrictor, Colubridés Iguanes Iguane vert Caméléons Caméléon commun (Sud Espagne, Afrique du nord) Autres caméléon I (A) Les boïdés de plus de 3m sont classés par la loi dans catégorie des animaux dangereux. Détention illégale II (B) II : certificat CITES lors achat (import : export) Pas de législation II (B) A II : certificat CITES lors achat (import : export) B : Protection locale Guadeloupe, Martinique Détention illégale II(B) II : certificat CITES lors achat (import : export) Agame barbu Pas protection CITES interdît d’export par législation Australienne. Terrariophilie= Nés en captivité exclusivement Agame aquatique Agame fouette-queue Pas protection CITES II(B) Agames Geckos Geckos Tarentola Mauritanica Chéloniens Gecko, Phelsuma guentheri Autres Phelsuma Varans Varan de Komodo, Varan Griseus, Varan bengalensis Autres varans Tortue aquatique Tortue de Floride Tortue terrestres méditerranéennes Testudo d’Hermann et Grecque Testudo Grecque Testudo Marginée Tortue Kelinmann Tortue Exotiques Tortue radiée de Madagascar Tortue léopard, élégante, sillonnée, et dos articulée Tortue épineuse Tortue alligator, boite à bords jaunes, à long cou, à grosse tête Loi française (10/07/1976) I(A) II(B) Permis CITES d’import Capture et Détention interdites I(A) II + A B II + A + loi Française 10/07/76 II + A + loi Française 10/07/76 II + A I I (A) II III Pas d’annexe 235 Non protégée CITES, Importation interdite en Europe Capture et Détention interdites, sauf celles nées avant loi 1976 Capture et Détention interdites, sauf celles nées avant loi 1976 Annexe 12 : estimation des tarifs pratiqués pour les différents examens complémentaires d’imagerie et d’endoscopie Examen Tarifs pratiqués (en Euros TTC) - Radiographie 40 à 50 € - Echographie de contrôle 45 à 60 € - Echographie spécialisée 130 à 160 € - Endoscopie (anesthésie générale 170 à 220 € comprise) - Analyse de la biopsie 50 à 80 € (histologique) - Scanner 280 à 350 € - IRM 300 à 400 € 236 Annexe 13 : zones de températures Optimales pour quelques espèces de reptiles (extrait de Schilliger, 2004 a) 237 Annexe 14: zones de températures Optimales pour quelques espèces de reptiles (extrait de Schilliger, 2004 a) 238 Annexe 15 : anesthésiques fixes utilisables chez les reptiles (extrait de Schilliger, 2004 a) 239 Annexe 16 : affections couramment détectées par RADIOGRAPHIE chez les CHELONIENS (D’après Redrobe et Wilkinson in Meredith, 2002) AU NIVEAU DE L’APPAREIL MUSCULO-SQUELETTIQUE Affections couramment détectées : Remarques : Maladie osseuse métabolique Fréquent, Corticale amincie, os plus radiotransparent Ceinture pectorale et pelvienne visibles Calcification des tissus mous Excès de complémentation en vitamine D et/ou calcium, Calcification dystrophique au niveau des lésions inflammatoires, (ex : granulome infectieux) Fractures Rare (sauf lors de traumatismes de la carapace) Arthrite septique Fréquent, (spécialement lors de multiplication bactérienne dans l’eau de bassin sale) Lyse (signe dominant) avec petites zones de sclérose Gonflement des tissus mous environnants Epaule et genou plus souvent atteints Goutte articulaire Assez fréquent, Cristaux d’urate radio opaques, Suivi d’ostéoarthrite secondaire AU NIVEAU DU TRACTUS GASTRO-INTESTINAL Affections couramment détectées : Remarques : Helminthiase Fréquent, Défaut de remplissage parfois visible en radiographie de contraste Corps étranger Très fréquent, (bien que la présence ne signifie pas obstruction !), Rarement cause de toxicité Obstruction Fréquent, (spécialement quand les animaux de petites taille sont hébergés sur du sable ou des graviers), Diagnostic de certitude quand une anse est distendue par une grande quantité de minéraux (sinon possibilité de suivre le transit avec du produit de contraste) AU NIVEAU DE L’APPAREIL URINAIRE ET REPRODUCTEUR Affections couramment détectées : Remarques : Masses rénales Granulomes, pyogranulômes et néoplasmes visibles quand ils font saillie en région caudale pulmonaire Urolithe La vessie est distendue, Urolithes possibles en position crâniale, latérale voire caudale. Stase folliculaire Zone de densité de type « tissus mous » au centre de la cavité cœlomique Déplacement de gaz intestinaux Oeufs calcifiés La présence d’œufs ne nécessite pas toujours une intervention, Des œufs fracturés peuvent être une séquelle de dystocie, Des œufs d’épaisseur anomale peuvent être dus à un ralentissemnt du passage dans l’oviduct Des œufs ectopiques peuvent être visibles dans la cavité coelomomique Des oeifs ayant migrés jusque dans la vessie présentent une coquille rugueuse (accumulation d’urate) 240 Annexe 17 : affections couramment détectées par RADIOGRAPHIE chez les SAURIENS (D’après Redrobe et Wilkinson in Meredith, 2002) AU NIVEAU DE L’APPAREIL MUSCULO-SQUELETTIQUE Affections couramment détectées : Remarques : Maladie osseuse métabolique Fréquent, Diminution de la densité osseuse, diminution de l’épaisseur de la corticale, déformation angulaire des os longs, augmentation puis diminution de la trame osseuse avec la progression de la maladie. Fractures pathologiques fréquentes des cotes et os longs. Animaux rétablis gardent des déformations anguleuses des os longs et des anormalies de l’organisation travéculaire des os Calcification des tissus mous Excès de complémentation en vitamine D et/ou calcium, Insuffisance rénale, Hyperparathyroidisme nutritionnel ou calcification dystrophique au niveau des lésions inflammatoires, (ex : granulome infectieux). Les tissus atteints inclus les tissus sous-cutanés, cœur, reins, arc aortique ou oviductes. Fractures Les fractures des os longs chez les reptiles sont différentes de celles des mammifères La stabilisation de la fracture du reptile dépend beaucoup plus de la formation du cal osseux, ainsi l’apparition d’une ligne de fracture. Des remaniements radiographiques assurant le rétablissement d’une fracture sont détectés après seulement 12 à 16 semaines. Arthrite septique Assez fréquent, Détection radiographique par gonflement des tissus mous environnants et ostéolyses de l’articulation. Peu d’os néoformé comparativement aux mammifères. Goutte articulaire Cristaux d’urate radio opaques, Suivi d’ostéoarthrite secondaire AU NIVEAU DE L’APPAREIL URINAIRE ET REPRODUCTEUR Affections couramment détectées : Remarques : Masses rénales, nephromégalie Le rein dilaté fait saillie au delà de la cavité pelvienne. Posisbilité de coprostase, entrainant un excès de gaz dans le côlon distal ou une quantité importante de matière fécale dans le gros intestin Urolithes La vessie est distendue, Urolithes possibles en position crâniale, latérale voire caudale. Stase folliculaire Zone de densité de type « tissus mous » au centre de la cavité cœlomique Déplacement de gaz intestinaux Une radiographie de l’abdomen révèlera de multiples masses rondes (de type tissus mous) en région crâniale La région caudale de l’abdomen présente une perte de détails en raison de l’accumulation de liquide. Oeufs calcifiés La radiographie à elle seule ne peut pas permettre de diagnostiquer une dystocie. Il est normal que la région caudale de la cavité cœlomique soit remplie de 40 à 60 masse rondes ayant la structure de tissus mous (follicules) ou de masses oblongues contigues déformées entre elles ((œufs). Plus la rétention d’œuf est ancienne, plus la coquille des œufs est radioopaque. Le diagnostic de dystocie est sur l’anamnèse et les signes cliniques en association avec l’interprétation fondée sur la radiographie. 241 Annexe 18 : affections couramment détectées par en RADIOGRAPHIE chez les OPHIDIENS (D’après Redrobe et Wilkinson in Meredith, 2002) AU NIVEAU DE L’APPAREIL MUSCULO-SQUELETTIQUE Affections couramment détectées : Remarques : Calcification des tissus mous Excès de complémentation en vitamine D et/ou calcium, Calcification dystrophique au niveau des lésions inflammatoires, (ex : granulome infectieux) Fractures Rare (sauf pour les fractures des cotes) Arthrite septique Prolifération osseuse exubérante et fusion osseuse avec la côlonne vertébrale, Pas toujours associé à des plages d’ostéolyse, (mais peut tout de même être un signe d’ostéomyélite) Goutte articulaire Assez fréquent, Cristaux d’urate radio opaques, Suivi d’ostéoarthrite secondaire 242 Annexe 19 : observations couramment détectées par ECHOGRAPHIE chez les CHELONIENS (D’après Redrobe et Wilkinson in Meredith, 2002) ORGANES CONCERNES : Thyroïde Cœur Foie Vésicule biliaire Estomac Vessie Reins Testicules Tractus reproducteur femelle OBSERVATIONS COURANTES : Organe ovoïde (en forme de goutte) homogène, En position crânial par rapport au cœur et ses principaux vaisseaux Plus de 14 mm de diamètre chez la tortue méditerranéenne l’adulte (Testudo) Peut être hypertrophié dans le cas de carence en iode. Des néoplasies ont été rapportées Sur la ligne médiale du plastron, 1 unique ventricule séparé de 2 atriums par valves échogènes. De la goutte et des lésions infectieuses peuvent y être observées, La présence de liquide péricardique peut être normale, une ponction pour analyse cytologique est nécessaire afin de diagnostiquer un épanchement pathologique La fréquence de raccourcissement normale (FR) est de 30-50 % Large extension de cœlome en arrière du cœur, Homogène, Présence de lésions focales possibles d’origine néoplasique ou infectieuse Hypoéchogène, 3 à 6 mm de diamètre, positionnée du coté droite du foie Sur la partie gauche et caudal au foie, Meilleure observation lorsqu’il est rempli de liquide Pose d’une sonde gastrique si nécessaire Peu différenciable d’un épanchement cœlomique, Très échogène, La présence de petits cristaux d’urate est normale, mais la présence de calculs plus larges est anormale, La présence d’œufs ectopiques intra-vésicaux est anormale Forme triangulaire aux coins arrondis, normalement homogène avec une fine médullaire hypoéchogène La goutte rénale est fréquente (Minéralisations échogènes) Néoplasie et abcès sont possibles Arrondis, homogène, Directement en position crânio-ventrale aux reins. Plus développé quand l’animal vit en présence d’une femelle Néoplasie rapportée Des follicules en développement (sphériques et homogènes) peuvent être présents partout dans la cavité cœlomique Un nombre important de follicules (>15) évoque une stase folliculaire Souvent regroupés et crânial à la vessie Jusqu’à 25mm de diamètre au moment de l’ovulation chez les espèces communes. Des œufs non calcifiés de 25mm de diamètre peuvent être visibles dan s’oviducte. Les œufs calcifiés (avec coquille) sont souvent bien visibles, l’albumen hypoéchogène entoure le jaune. L’oviducte vide se présente sous forme d’un tube plissé 243 Annexe 20 : observations couramment détectées par ECHOGRAPHIE chez les SAURIENS (d’après Redrobe et Wilkinson in Meredith, 2002) ORGANES CONCERNES : Thyroïde Glandes parathyroïdes Cœur Foie Vésicule biliaire Tractus gastro-intestinal Reins Testicules Tractus reproducteur femelle OBSERVATIONS COURANTES : En position crânial et dorsale par rapport au cœur, au niveau de la bifurcation trachéale. Unique bilobé ou par paire (variation selon l’espèce de lézard ou au sein d’une même espèce) Une paire crâniale à la bifurcation de l’artère carotide commune, une paire caudale associée au thymus. Peuvent être très hypertrophiées dans le cas d’hyperparathyroidisme ; dans les cas chroniques les parathyroïdes fibrosées sont hperéchogènes. La minceur du myocarde (même chez les grands iguanes) rend l’interprétation de l’image en mode M difficile. Les valves atrioventriculaires et la veine hépatique (entre foie t sinus veineux) peuvent être visualisés sur des images en coupe longitudinale du cœur. Atrium et ventricule peuvent être visualisés et mesurés. Visualisation par le flanc, caudalement au coude. Echogénicité uniforme, mais moins que les corps gras. La vésicule biliaire anéchogène est facilement visible. Les abcès sont des masses discrètement hyper écho gènes, situées dans le parenchyme hépatique. La lipidose hépatique est représentée par une échogénicité augmentée et diffuse au sien du parenchyme hépatique. La veine porte et la veine hépatique peuvent être visualisées. La veine porte sera plus échogène. Organe liquidien proche du foie La paroi fine de l’estomac des lézards herbivores n’est pas facilement visible. Du gaz est souvent présent et obstrue l’image. Le gros intestin peut être repérée et les larges replis de la muqueuse visualisés. Situé dans la ceinture pelvienne, il peut être visualisé en plaçant la sonde échographique crânialement au pelvis et en l’orientant vers la région caudale. Des reins hypertrophiés font protrusion à l’extérieure de la région pelvienne et sont mieux visualisés. La goutte est visible sous l’aspect de granulations hyperéchogènes. Néoplasie et abcès sont visibles car ils perturbent l’architecture rénale. Petits structures ovales, en région dorsale de l’abdomen. Texture homogène et plus hyper échogène que les ovaires. L’échographie est utile pour visualiser les petits ovaires, difficiles à voir à la radiographie. Attention de bien différencier les œufs non calcifiés des anses intestinales. La distinction 244 est faite en tournant la sonde échographique de 90°. Les anses intestinales apparaissent sous forme de tubes, alors que les follicules restent sphériques. Les œufs peuvent être détectés et leur contenu échographié. Vessie Corps gras intra-coelomiques Les ovaires sont repérés car ils contiennent plusieurs petites zones rondes (<0,5cm) hypo-échogènes: les follicules pré vitellins. Les zones rondes plus grandes (jusqu’à 2 ?5 cm) et plus hyper-échogènes sont des follicules vitellins qui se développent plus tard. Lorsqu’ils ont ovulé, l’aspect sphérique est perdu et ils deviennent ovoïdes. Au fur et à mesure que la coquille se forme, la structure ovale devient hyper-échogène. Détection aisée lorsque la vessie est pleine, car elle occupe la majeure partie de la cavité cœlomique. L’urine anéchogène peut présenter des cristaux d’urate hyperéchogènes flottants à l’intérieur de la vessie. Une vessie pleine peut jouer le rôle de fenêtre acoustique pour visualiser d’autres organes. Les corps gras intra-coelomiques chez les lézard bien nourris occupe une grande partie de la cavité cœlomique. Sa structure interne est granuleuse avec des septa hyperéchogènes. 245 Annexe 21 : observations couramment détectées par ECHOGRAPHIE chez les OPHIDIENS (d’après Redrobe et Wilkinson in Meredith, 2002) ORGANES CONCERNES : Cœur Foie Corps gras intra-coelomiques Tractus gastro-intestinal Reins Testicules Tractus reproducteur femelle OBSERVATIONS COURANTES : Repérable par visualisation du choc précordial sous les écailles. Situé ventralement dans la moitié caudale du 1er tiers de l’animal. Selon la taille du serpents, atrium, ventricules et valves atrio-ventriculaires sont visible sou non. Sur les serpents de >300g les arcs aortiques gauche et droit peuvent être suivis crânialement jusqu’à l’artère carotide commune. Le liquide péricardique est rarement visible. La goutte péricardique peut être visible chez les animaux débilités et deshydratés. Caudal au cœur, Homogène, Lésions focales visibles d’origine néoplasique ou infectieuses. La lipidose augmente l’échogénicité. Pas identifiable chez les serpents de poids corporel « normal ». peut envahir tout l’abdomen chez les serpents obèses. Plus echogène que le foie, avec des septa hyperéchogènes. L’exploration s’effectue de la région crâniale vers la région caudale. La paroi de l’estomac est fine et mal définie, ou anormalement épaisse lors de cryptoscoccidose Caudal aux gonades. Écho texture similaire à celle du foie et homogène. Lésons focales de goutte peuvent être visibles. Néoplasie et abcès sont parfois visibles. Petits structures ovales, hyperéchogènes, En position caudale à la triade (vésicule biliaire/ rate/pancréas). Testicule droit plus crânial que le gauche Chez les grands serpents, le canal défèrent peut visible sous l’aspect de lignes parallèles hyper échogènes ayant pour origine le testicule Les œufs calcifiés (avec coquille) sont souvent bien visibles, hyper échogènes. De forme sphérique ou ovale en position caudale aux ovaires. l’albumen l’albumen hypoèchogène occupe souvent que la moitié de l’œuf, avec le jaune plus écho génique occupant l’autre moitié. Des mouvements de fœtus peuvent être observés chez les serpents ovovivipares. Des masses homogènes, hyperéchogènes entre les fœtus sont des œufs infertiles. Les ovaires des femelles non cyclées sont difficiles à localiser, ils peuvent avoir tout juste la taille de la rate ( !). Les femelles cyclées ont des ovaires qui occupent une grande partie de la cavité cœlomique. Les follicules sur les ovaires sont des structures sphériques. Les follicules en maturation (pré vitellin) sont hypo échogènes, les follicules matures sont hyper échogènes. Sac anal Hemipénis Rate , Pancréas, Vésicule biliaire En partie distale du cloaque, de forme ronde ou ovale, hypo ou anéchogènes. Plus développés chez les femelles que chez les mâles. Les abcès apparaissent hyperèchogènes. Position ventrale au sac anal, hyper échogènes. Pas de structure équivalente chez la femelle. La triade sert de repère dans le milieu du corps de l’animal. Position caudale au foie, et crâniale au gonades et aux reins. La vésicule biliaire est anéchogène. La rate est une petite sphère régulière plus échogène que le foie, visible seulement chez les grands serpents Le pancréas est souvent indiscernable (ou parfois un peu plus hyper échogène dans la triade) En cas d’anorexie, la vésicule biliaire est très dilatée. 246 Annexe 22 : observations couramment détectées par ENDOSCOPIE chez les CHELONIENS (d’après Redrobe et Wilkinson in Meredith, 2002) ORGANES CONCERNES : Foie Pleuropéritoine Intestin grêle Gros intestin Estomac Pancréas Rate Vessie Reins Ovaires Testicules Cœur OBSERVATIONS COURANTES : Souvent le premier organes rencontré. Les bords émoussés se prolongent caudalement vers la fosse préfémorale. Normalement brun foncé, pouvant être jaune en cas de lipidose (dans ce cas, les granules de pigments de mélanine sont apparents). Biopsie aisée, sans danger et souvent utile. Noir, enfermé sous une membrane formant le toit de la cavité cœlomique Rose pâle avec des vaisseaux superficiels. Souvent inspecté dans le cas d’intussusception ou d’obstruction De gros diamètre avec une paroi fine et un contenu foncé Grande structure rose et lisse localisée dans la partie crâniale gauche de l’abdomen. Visibilité meilleure en accédant par la gauche de l’animal. Bande de couleur jaune pâle le long du duodénum Organe rond dans le milieu crânial de la cavité cœlomique. Souvent placé sous l’intestin grêle. Biopsie facile et utile. Contenu liquidien à paroi fine. Cristaux d’urate peuvent être visibles dans le liquide. Cystocentèse facilement réalisable. Difficilement visible en région caudo-dorsale en limite du champ visuel. Couleur brun foncée. Uretère et vaisseaux sanguins doivent être évités lors de biopsie. Placés sous les reins chez les animaux immatures. Follicules orange vif de taille variable placés devant la vessie. Présents en très grand nombre lors de stase folliculaire. Oophorites (inflammations des ovaires) peuvent aussi être observées. Organes ronds et saillants de couleur jaunes orangés placés sous le rein Repérable aisément par les battements cardiaques Placé crânialement et sous le foie. Les épanchements péricardiques peuvent être ponctionnés. 247 Annexe 23 : observations courantes par ENDOSCOPIE chez les SAURIENS (d’après Redrobe et Wilkinson in Meredith, 2002) ORGANES CONCERNES : Foie Pleuropéritoine Intestin grêle Gros intestin Estomac Rate Vessie Reins Ovaires Testicules Cœur OBSERVATIONS COURANTES : Normalement brun foncé, pouvant être jaune en cas de lipidose (dans ce cas, les granules d pigments de mélanine sont apparents). Noir, enfermé sous une membrane formant le toit de la cavité cœlomique Rose pâle avec des vaisseaux superficiels. Souvent inspecté dans le cas d’intussusception ou d’obstruction De gros diamètre avec une paroi fine et un contenu foncé Grande structure rose et lisse localisée dans la partie crâniale gauche de l’abdomen. Organe rond situé sur la grande courbure de l’estomac. Contenu liquidien à paroi fine. Cristaux d’urate peuvent être visibles dans le liquide. Difficilement visible en région caudale dans la ceinture pelvienne. Couleur brun foncée. Uretère et vaisseaux sanguins doivent être évités lors de biopsie. Follicules orange vif de taille variable placés devant la vessie. Présents en très grand nombre lors de stase folliculaire. Organes ronds et saillants de couleur jaunes orangés rattachés à la veine cave caudale. Repérable aisément par les battements cardiaques. Placé crânialement et sous le foie. 248 Annexe 24 : observations courantes par ENDOSCOPIE chez les OPHIDIENS (d’après Redrobe et Wilkinson in Meredith, 2002) ORGANES CONCERNES : Foie Pleuropéritoine Intestin grêle Gros intestin Estomac Rate Vessie Reins Ovaires Testicules Cœur OBSERVATIONS COURANTES : Normalement brun foncé, pouvant être jaune en cas de lipidose (dans ce cas, les granules de pigments de mélanine sont apparents). Biopsie aisée, sans danger et souvent utile. Noir, enfermé sous une membrane formant le toit de la cavité cœlomique Rose pâle avec des vaisseaux superficiels. De gros diamètre avec une paroi fine et un contenu foncé Grande structure rose et lisse. Organe rond situé sur la grande courbure de l’estomac. Contenu liquidien à paroi fine. Cristaux d’urate peuvent être visibles dans le liquide. Couleur brun foncée. Uretère et vaisseaux sanguins doivent être évités lors de biopsie. Follicules orange vif de taille variable. Organes ronds et saillants de couleur beige. Repérable aisément par les battements cardiaques 249 Annexe 25 : liste d’appareils scanner et IRM vétérinaires disponibles sur le territoire français (non exhaustif) LIEU COORDONNEES DEPARTEMENT APPAREIL ADVETIA 5 rue Dubrunfaut 75012 Paris 75012 Scanner IRM ALLIANCE 8 boulevard Godard 33 300 Bordeaux 33 300 Scanner AQUIVET Parc d'activités Mermoz 19, avenue de la forêt 33 320 Eysines 33 320 Scanner AZURVET Hippodrome 2 Bd Kennedy 06 800 Cagnes sur Mer 06 800 Scanner CHV FREGIS 43 avenue Aristide Briand 94 110 Arcueil 94 110 IRM CHV NORDVET 19, avenue Saint Maur 59 110 La madeleine (Lille) 59 110 IRM CIRMA (SITE ENVL) 1 Avenue Bourgelat 69 280 Marcy-l'Etoile 69 280 IRM CLINIQUE VETERINAIRE DE CASTRE LAMHEILE Rue François Couperin 81 100 Castre 81 100 IRM CLINIQUE VETERINAIRE DU GRAND SAULE 7, rue des Carrières 89 100 Sens 89 100 IRM ENVA (SITE DE L’ECOLE) 7 avenue du Général de Gaulle 94704 Maisons Alfort cedex 94 704 Scanner IRM IMAGERIE MEDICALE VETERINAIRE, 20, rue de Bellevue, 92 100 Boulogne Billancourt 92 100 Scanner 250 IMAGERIE ET ENDOSCOPIE CHEZ LES REPTITLES NOM et Prénom : MABILLE BENTOT Karine Résumé Les reptiles sont des animaux qui expriment très peu leurs maux et leurs douleurs. Leur évaluation clinique est totalement différente de l’examen clinique des mammifères. Les paramètres vitaux (tels que rythme cardiaque, fréquence respiratoire, température, etc..) varient dans une gamme de valeurs physiologiques très large en raison de l’ectothermie de ces animaux. Tout ceci rend la médecine herpétologique très frustrante sur le plan sémiologique. En conséquence, les techniques d’imagerie médicale ont une valeur extrêmement importante pour le diagnostic des maladies chez les reptiles. Le but de ce travail est d’apporter au vétérinaire praticien (ou à l’étudiant vétérinaire) les éléments de base, lui permettant de réaliser (ou de faire réaliser) un examen complémentaire d’endoscopie ou d’imagerie chez un reptile. Ainsi, les examens radiographiques et échographiques sont décrits dans plusieurs espèces et pour plusieurs indications pathologiques. Quant à l’examen endoscopique des reptiles, initialement décrit pour la détermination sexuelle, de nombreuses applications à visée diagnostique ou thérapeutique sont présentées dans cette étude. Les techniques de scanner et d’IRM, moyens récents de visualiser des régions anatomiques inaccessibles, sont également rappelées. Tous ces examens sont des techniques d’investigation de choix, qui offrent la possibilité d’explorer l'intérieur du corps du reptile, en évitant la laparotomie exploratrice si courante dans le passé. Mots clés: IMAGERIE MEDICALE, ENDOSCOPIE, IRM, SCAN, RADIOGRAPHIE, ECHOGRAPHIE, REPTILE, CHELONIEN, OPHIDIEN, SAURIEN Jury : Président : Pr. Directeur : Dr Pascal ARNE Co-directeur : Dr Lionel SCHILLIGER Assesseur : Pr. Valérie CHETBOUL Invitée : Dr Fouzia STAMBOULI Adresse de l’auteur : MABILLE BENTOT Karine 76 rue de l’Aubépine 92 160 ANTONY 251 DIAGNOSTIC IMAGING AND ENDOSCOPY IN REPTILES SURNAME: MABILLE BENTOT Given name: Karine Summary Reptiles are animals who can barely express their aches and pains. Their clinical assessment is totally different from the examination of mammals. Their vital parameters (such as heart rate, breathing frequency, body temperature etc) vary within a range of physiological values due to the ectothermy of those animals. This makes herpetological medicine very frustrating on the semiological level. Consequently, imaging methods are of great value to diagnose reptiles' diseases. The aim of this work is to bring the veterinary practitioner (or the veterinary student) basic elements to allow him to carry out endoscopic or imaging complementary examinations (or have it carried out) on reptiles. Thereby, X-rays and ultrasound scans are described for many species and for many pathological indications. With regard to endoscopic examinations of reptiles, initially prescribed for sex identification, many diagnostic and therapeutic applications are presented in this study. Scans and MRI (Magnetic Resonance Imaging) are new tools allowing to view inaccessible anatomic areas and are also reminded. All those examinations are outstanding technics of examination offering the opportunity to view reptiles' internal body by avoiding exploratory laparotomy so much used in the past. Keywords: MEDICAL IMAGING, ENDOSCOPY, IRM, SCAN, RADIOGRAPHY, ULTRASOUNDS, REPTILE, CHELONIAN, OPHIDIAN, SAURIAN Jury: President : Pr. Director : Dr. Pascal ARNE Co-director: Dr Lionel SCHILLIGER Assessor : Pr.Valérie CHETBOUL Guest: Dr Fouzia STAMBOULI Author’s address: MABILLE BENTOT Karine 76 rue de l’Aubépine 92 160 ANTONY 252 I
