b - Thèses et Mémoires
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REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE UNIVERSITE D’ORAN FACULTE DES SCIENCES DE LA NATURE ET DE LA VIE DEPARTEMENT DE BIOLOGIE LABORATOIRE DE PHYSIOLOGIE VEGETALE MEMOIRE DE MAGISTER Spécialité : Physiologie Végétale Option : Physiologie Des Stress Chez Les Plantes Thème Effet de l’action combinée bentonite et la salinité sur les bilans hydrique et minéral du gombo (Abelmoschus esculentus. L) Présenté par : r M MENOUAR Mohammed Devant le jury: Soutenue le 21 Juin 2015 HADJADJ Aoul Seghir Professeur REGUIEG Yessad Houcine Professeur Examinateur Université de Mostaganem BELKHODJA Moulay Professeur Examinateur Université d'Oran MCA Rapporteur Université d'Oran CHAFI Mohammed El Habib Président Université d'Oran Année universitaire : 2014 – 2015 Merci au Bon Dieu de donné le courage, la volonté ainsi que la conscience pour que je puisse terminer mes études et réaliser cette thèse. Mes plus sincères remerciements s’adressent tout d’abord à Mr. BELKHODJA M. professeur à l'Université d’Oran et responsable du poste graduation de physiologie végétale, et ce pour la confiance qu’il m’a accordé, pour son soutien, ses critiques constructives, et ses conseils qui m’ont permis d’évoluer dans ma démarche dans m’avoir la recherche scientifique, auquel j’exprime mes sincères reconnaissances et lui voue mon profond respect. Sincères remerciements à mon encadreur M. CHAFI Mohammed El Habib, MCA à l’université d’Oran, Professeur à l’université d’Oran pour ses précieux conseils, sa grande disponibilité et ses judicieuses orientations. Qu’il trouve ici ma profonde reconnaissance et mon immense respect. Je tiens à remercier vivement Mr HADJAJ AOUL SEGUIR. Professeur à l'Université d’Oran pour avoir accepté de présider la soutenance de mon mémoire. Je tiens également à lui exprimer toute ma reconnaissance pour l’attention qu’il a porte à ce travail. Je tiens également à remercier sincèrement Mr. REGUIEG YESSAD HOCINE. Professeur à l'Université Mentouri de Mostaganem, de m’avoir fait l’honneur d’évaluer mon travail. Je voudrais remercier de façon particulière Mr BEZAOUI Yassine, Mlle BABOU F. et Mlle YAKOUBI F. qui ont été toujours disponibles pour répondre à mes préoccupations vue leur expérience dans ce domaine. Je tiens à remercier, également, les techniciennes C. WAZANI. L et AMINA H. un grand merci à tous les chercheurs du laboratoire de Physiologie Végétale qui ont participé de près ou de loin afin d’accomplir ce travail. Merci encore une fois RESUME En Algérie, la production agricole est fortement limitée par plusieurs contraintes abiotiques, dont les principales, la salinité. L’action néfaste de la salinité peut se manifester à tous les stades de développement de la plante. Ce constat impose une réflexion sur l’exploitation des ressources naturelles comme la bentonite, compte tenu des diverses propriétés que renferme cette argile, afin de réhabiliter les sols salés Le présent travail comprend deux parties, la première concentre sur l’étude de la germination des graines du gombo (Abelmoschus esculentus L.) stressées à la -1 salinité avec trois concentrations 100, 150 et 200 meq.l de NaCl. Dans cette première partie, la germination du gombo est suivie à travers la précocité de la germination, la cinétique, la vitesse et le taux final de la germination; ensuite, la réponse des plantules est appréciée en mesurant la longueur de la radicule, les poids frais et sec, et ainsi la teneur en eau. Les résultats montrent que le NaCl réduit significativement la précocité et la vitesse de la germination des graines du gombo sans pour autant influencer son taux final; le NaCl agit de façon négative sur la croissance radiculaire, le poids frais et la teneur en eau des plantules du gombo. La deuxième partie de notre travail représente l’objective de notre thème qui consiste à étudier l’interaction entre une argile de type bentonite à différentes doses (2, 4, 6 et 8 %) et la salinité chez le gombo soumise aux différentes concentrations salines (100, 150 et 200) meq.l-1 NaCl. Cette étude est basée sur l’évaluation de l’analyse des teneurs en Na+, K+ et Ca++, dans les deux organes feuilles et racines. Les résultats obtenus montrent que l’espèce étudiée Abelmoschus esculentus. L. est classée avec les plantes excludées. La dose 2 % de bentonite appliquée et combinée aux concentrations salines nous paraissent les moins contraignantes, pour une nutrition minérale équilibrée des deux cations dans les feuilles et racines de gombo. Mots clés : Gombo (Abelmoschus esculentus), salinité, NaCl, germination, bentonite, dose. ABSTRACT In Algeria, agricultural production is severely limited by several abiotic stress. The principal is the salinity. The harmful effects of salinity can occur at all stages of plant development. This finding requires a reflection on the exploitation of natural resources such as bentonite, given the various properties contained in this clay to rehabilitated salty soils. This work consists of two parts, the first focuses on the study of seed germination of gumbo (Abelmoschus esculentus L.) to salinity stress with three concentrations of 100, 150 and 200 meq.l-1 NaCl. In this first part, the germination of gumbo seedling is followed through the precocious germination, the kinetics, the rate and the final rate of germination; then, the seedlings response is apreciated by measuring the length of the radicle, fresh and dry weight, and thus the water content. The results show that NaCl significantly reduced precocity and speed of germination of gumbo seeds without affecting the final rate; NaCl is a negative effect on root growth, fresh weight and water content of gumbo seedlings. The second part of our work is the objective of our theme is to study the interaction between a bentonite clay at different doses (2, 4, 6 and 8%) and salinity in gumbo subject to different salt concentrations (100, 150 and 200) meq.l-1 NaCl. This study is based on the evaluation of contents of the analysis of Na+, K+ and Ca++, in both leaves and roots organs. The results show that the species Abelmoschus esculentus L. is classified with excluder plants. The dose of 2% bentonite applied and combined with salt concentrations seems the least restrictive, for a balanced mineral nutrition of the two cations in leaves and roots of gumbo. Keywords: gumbo (Abelmoschus esculentus), salinity, NaCl, germination, bentonite, dose. ﻣﻠﺨﺺ ﻓﻲ اﻟﺠﺰاﺋﺮ اﻹﻧﺘﺎج اﻟﺰراﻋﻲ ﻣﺤﺪود ﺟﺪا ﻣﻦ ﻗﺒﻞ اﻟﻌﺪﯾﺪ ﻣﻦ اﻟﻌﻮاﻣﻞ اﻟﻐﯿﺮ اﻟﺤﯿﻮﯾﺔ ،ﺣﯿﺖ ﻧﺠﺪ اﻟﻤﻠﻮﺣﺔ ﻛﺄھﻢ ﻋﺎﻣﻞ ،اﻵﺛﺎر اﻟﻀﺎرة ﻟﻠﻤﻠﻮﺣﺔ ﯾﻤﻜﻦ أن ﺗﺤﺪت ﻓﻲ ﺟﻤﯿﻊ ﻣﺮاﺣﻞ ﺗﻄﻮر اﻟﻨﺒﺎت .ھﺪه اﻟﺤﻘﯿﻘﺔ ﺗﻔﺮض اﻟﺘﻔﻜﯿﺮ ﻓﻲ اﺳﺘﻐﻼل اﻟﻤﻮارد اﻟﻄﺒﯿﻌﯿﺔ ﻣﺜﻞ اﻟﺒﻨﺘﻮﻧﯿﺖ ،ﻣﻊ اﻷﺧﺬ ﺑﻌﯿﻦ اﻻﻋﺘﺒﺎر اﻟﺨﺼﺎﺋﺺ اﻟﻤﺨﺘﻠﻔﺔ اﻟﺘﻲ ﯾﺤﺘﻮي ﻋﻠﯿﮭﺎ ھﺬا اﻟﻄﯿﻦ ،ﻹﻋﺎدة ﺗﺄھﯿﻞ اﻟﺘﺮﺑﺔ اﻟﻤﺎﻟﺤﺔ . ﯾﺘﺄﻟﻒ ﺣﺪة اﻟﻌﻤﻞ ﻣﻦ ﺟﺰﺋﯿﯿﻦ ،اﻟﺠﺰء اﻷول ﯾﺮﻛﺰ ﻋﻠﻰ دراﺳﺔ إﻧﺘﺎش ﺑﺬور اﻟﺒﺎﻣﯿﺔ ﺗﺤﺖ ﺗﺄﺛﯿﺮ اﻟﻤﻠﻮﺣﺔ ﻣﻊ ﺛﻼث ﺗﺮاﻛﯿﺰ ) (200-150-100ﻣﯿﻠﻲ ﻣﻮل ﻣﻦ ﻛﻠﻮرﯾﺪ اﻟﺼﻮدﯾﻮم ﻣﻦ ﺧﻼل إﺗﺒﺎع ﻣﻌﺪل إﻧﺘﺎش اﻟﻤﺒﻜﺮ ،ﺣﺮﻛﯿﺔ اﻻﻧﺘﺎش ،وﻧﺴﺒﺔ اﻻﻧﺘﺎش اﻟﻨﮭﺎﺋﯿﺔ ،ﺗﻢ ﻗﻤﻨﺎ ﺑﺘﻘﯿﯿﻢ اﻻﺳﺘﺠﺎﺑﺔ ﻟﻠﻨﺒﺎﺗﺎت ﻋﻦ ﻃﺮﯾﻖ ﻗﯿﺎس ﻃﻮل اﻟﺠﺬﯾﺮ ،اﻟﻮزن اﻟﻄﺎزج واﻟﺠﺎف ،ﺗﻢ ﻣﺤﺘﻮى اﻟﻤﺎء . أﻇﮭﺮت اﻟﻨﺘﺎﺋﺞ أﻧﺎ ﻛﻠﻮرﯾﺪ اﻟﺼﻮدﯾﻮم ﯾﺨﻔﺾ ﺑﺸﻜﻞ ﻛﺒﯿﺮ اﻟﻨﻀﺞ اﻟﻤﺒﻜﺮ وﺳﺮﻋﺔ اﻧﺘﺎش ﺑﺬور أﻟﺒﺎﻣﯿﺔ دون ﺗﺄﺛﯿﺮ ﻋﻠﻰ اﻟﻤﻌﺪل اﻟﻨﮭﺎﺋﻲ ،ﻛﻤﺎ أﻧﺎ ﻛﻠﻮرﯾﺪ اﻟﺼﻮدﯾﻮم ﯾﺆﺛﺮ ﺳﻠﺒﯿﺎ ﻋﻠﻰ ﻧﻤﻮ اﻟﺠﺬور ،وﻣﺤﺘﻮى اﻟﻤﺎء ﻋﻨﺪ ﻧﺒﺎﺗﺎت اﻟﺒﺎﻣﯿﺔ. اﻟﺠﺰء اﻟﺜﺎﻧﻲ ﻣﻦ ﻋﻤﻠﻨﺎ ﯾﻤﺘﻞ اﻟﮭﺪف ﻣﻦ ﻣﻮﺿﻮﻋﻨﺎ أي دراﺳﺔ اﻟﺘﻔﺎﻋﻞ ﺑﯿﻦ اﻟﺒﯿﺘﻮﻧﯿﺖ ﺑﺠﺮﻋﺎت ﻣﺨﺘﻠﻔﺔ ) (2,4,6,8%واﻟﻤﻠﻮﺣﺔ ﺑﺘﺮاﻛﯿﺰ ﻣﺨﺘﻠﻔﺔ ) (200,150,100ﻣﯿﻠﻲ ﻣﻮل ﻣﻦ ﻛﻠﻮرﯾﺪ اﻟﺼﻮدﯾﻮم ﻓﻲ اﻟﺒﺎﻣﯿﺔ . ﺧﻼل ھﺪه اﻟﺪراﺳﺔ ﻗﻤﻨﺎ ﺑﺘﺤﻠﯿﻞ وﻗﯿﺎس ﻣﻌﺪﻻت اﻟﺼﻮدﯾﻮم ،اﻟﺒﻮﺗﺎﺳﯿﻮم ،واﻟﻜﺎﻟﺴﯿﻮم ﻋﻠﻰ ﻣﺴﺘﻮى اﻷوراق واﻟﺠﺬور ،ﻛﻤﺎ ﻗﻤﻨﺎ ﺑﺪراﺳﺔ ﻣﺤﺘﻮى اﻟﻤﺎء . اﻇﮭﺮت اﻟﻨﺘﺎﺋﺞ اﻟﻤﺤﺼﻞ ﻋﻠﯿﮭﺎ أﻧﺎ ﻧﻮع اﻟﻨﺒﺎت اﻟﻤﺪروس ﯾﻨﺘﻤﻲ إﻟﻰ ﻗﺴﻢ اﻟﻨﺒﺎﺗﺎت " اﺳﺘﺒﻌﺎد " ). (excluder اﻟﺠﺮﻋﺔ اﻟﻤﻄﺒﻘﺔ %2ﻣﻦ اﻟﺒﻨﺘﻮﻧﯿﺖ اﻟﻤﻤﺰوﺟﺔ ﺑﻤﺨﺘﻠﻒ اﻟﺘﺮاﻛﯿﺰ ﻣﻦ اﻟﻤﻠﻮﺣﺔ ھﻲ اﻷﻧﺠﻊ ﻓﻲ ﺧﻠﻖ ﺗﻐﺬﯾﺔ ﻣﻌﺪﻧﯿﺔ ﻣﺘﻮازﻧﺔ ﻋﻠﻰ ﻣﺴﺘﻮى اﻷوراق واﻟﺠﺬور ﻋﻨﺪ ﻧﺒﺘﺔ اﻟﺒﺎﻣﯿﺔ . اﻟﻜﻠﻤﺎت اﻟﻤﻔﺘﺎﺣﯿﺔ :اﻟﺒﺎﻣﯿﺔ ) ، ( abelmoschus esculentusاﻟﻤﻠﻮﺣﺔ ،اﻻﻧﺘﺎش ،ﻛﻠﻮرﯾﺪ اﻟﺼﻮدﯾﻮم ،إﻧﺒﺎت ،اﻟﺒﻨﺘﻮﻧﯿﺖ ﺟﺮﻋﺔ. Dédicaces Louange à Dieu tout puissant, pour sa miséricorde. C’est lui qui nous a créé, c’est lui qui nous a donné le savoir, c’est grâce à lui que le fruit de mon travail est entre vos mains. Au terme de ce travail je tiens à remercier mes parents : HASSAN et DJAHIDA pour les efforts qu’ils ont consentis tout au long de ma vie par leur chaleureuse affection. Je dédie ce modeste travail à ma femme BOUCHRA et ma petite fille RITADJ SOUMEYA. A mes frères Houssem et Yassine, que Dieu vous bénisse et comble votre vie de bonheur et de réussite. A la mémoire de ma grand-mère Khadidja A mes oncles et tantes. A tous les membres du laboratoire de Physiologie Végétale. A tous mes professeurs qui m’ont transmis le savoir, la curiosité et la persévérance. Je tiens quand même à donner une mention spéciale A mes chères amies : Ayar, Arichi et Khaldi et spécialement à Benchadli Amine et Miloud. LISTE DES FIGURES Fig. 01- Principales cibles cellulaires de la réponse des plantes au stress salin…………. 19 Fig. 02- Structure idéale de la montmorillonite et de la beidellite ……….………………20 Fig. 03- Profil pédologique du sol brun …………………………………………………. 24 Fig. 04- La localisation de la zone du prélèvement de bentonite…………..……..…….. 25 Fig. 05- Répartition géographique des espèces du genre Abelmoschus ……………........ 28 Fig. 06- Le gombo : a- graines; b- plante en fleur; c-fruit.…………………. ……...…… 29 Fig. 07- Localisation de la zone de récolte (SIG) ………………..…………...…………. 36 Fig. 08- a et b : Préparation des solutions saline; c : Distribution des graines dans les boites de Pétri…………………………………………………………………………….. 37 Fig. 09- La mise en germination des graines dans l’étuve………………………………. 38 Fig. 10- a : Poids frais des plantules; b : séchage des plantules à l’étuve……………….. 40 Fig. 11- a ; b et c : Les étapes de la préparation du sable……………………………….. 41 Fig. 12- a et b : Les étapes de la préparation de la bentonite……………………………. 41 Fig. 13- a, b et c : La préparation de la tourbe…………………………………………... 42 Fig. 14- a et b : Préparation des doses de la bentonite; c : Préparation des doses sableux…………………………………………………………………………………….43 Fig. 15- a : Distribution des pots dans la serre ; b : Homogénéisation du substrat……... 43 Fig. 16- a : Les plantules repiquées dans les alvéoles ; b : repiquage dans les pots…….. 43 Fig. 17- Schéma représente le dispositif expérimental adopté à la serre……………….... 45 Fig. 18- a et b : Prélèvement de la plante et élimination du substrat……………………. 46 Fig. 19- a et b : Préparation des échantillons; c : poids frais d’un échantillon (feuilles)..46 Fig. 20- a et b : Broyage des échantillons……………………………………………….. 47 Fig. 21- a : Préparation de 100 mg pour chaque échantillons avec une balance analytique ; b et c: les creusés en porcelaine mises dans le four à moufle à 450°C………………….. 47 Fig. 22- a et b : La phase après calcination……………………………………………… 48 Fig. 23- a et b : Dosage et filtration……………………………………………………… 48 Fig. 24- Stockage des flacons dans un congélateur……………………………………….49 Fig. 25- a et b : La lecture des résultats par spectrophotomètre à flamme………………. 50 Fig. 26- Précocité de la germination des graines du gombo (Abelmoschus esculentus L.) stressées à différente dose de NaCl………………………………………………………. 51 Fig. 27- Moyenne journalière de germination (MDG) des graines du gombo (Abelmoschus esculentus L.) selon la concentration en NaCl…………………………………………... 52 Fig. 28- Cinétique de la germination des graines du gombo (Abelmoschus esculentus L.) (%) selon la concentration de NaCl……………………………………………………….53 Fig.29- Coefficient de vélocité (cv) et temps moyen (Tm) de la germination des graines du gombo (Abelmoschus esculentus L.) en présence de salinité…………………………… 54 Fig. 30- Taux de germination final des graines du gombo(Abelmoschus esculentus L.) selon la concentration de NaCl……………………………………………………………55 Fig. 31- Teneur en eau (%) chez les plantules du gombo (Abelmoschus esculentus L.) selon la concentration de NaCl……………………………………………………………56 Fig. 32- La longueur radiculaire (cm) des plantules du gombo (Abelmoschus esculentus L.) selon la concentration de NaCl………………………………………………………..57 Fig. 33 - Teneur en eau (%) dans les différentes parties (feuille, racine) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) selon la concentration de NaCl et en absence de bentonite.58 Fig.34 - Teneur en eau (%) dans les différentes parties (feuille, racine) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 2% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl……………………………………………………………………………………59 Fig. 35 - Teneur en eau (%) dans les différentes parties (feuille, racine) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 4% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl……………………………………………………………………………………60 Fig. 36- Teneur en eau (%) dans les différentes parties (feuille, racine) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 6 % de bentonite avec différentes concentrations de NaCl……………………………………………………………………………………61 Fig. 37- Teneur en eau (%) dans les différentes parties (feuille, racine) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 8 % de bentonite avec différentes concentrations de NaCl……………………………………………………………………………………62 Fig. 38- Teneur en sodium (ppm) dans les différentes parties (feuille, racine) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) selon la concentration de NaCl et en absence de bentonite.64 Fig. 39- Teneur en sodium (ppm) dans les différentes parties (feuille, racine) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 2% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl……………………………………………………………………………………65 Fig. 40- Teneur en sodium (ppm) dans les différentes parties (feuille, racine) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 4% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl……………………………………………………………………………………66 Fig.41- Teneur en sodium (ppm) dans les différentes parties (feuille, racine) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 6% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl……………………………………………………………………………………67 Fig. 42- Teneur en sodium (ppm) dans les différentes parties (feuille, racine) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 8% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl……………………………………………………………………………………68 Fig. 43- Teneur en potassium (ppm) dans les différentes parties (feuille, racine) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) selon la concentration de NaCl et en absence de bentonite……………………………………………………………………………….…. 70 Fig. 44- Teneur en potassium (ppm) dans les différentes parties (feuille, racine) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 2 % de bentonite avec différentes concentrations de NaCl……………………………………………………………………………………71 Fig. 45- Teneur en potassium (ppm) dans les différentes parties (feuille, racine) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 4% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl……………………………………………………………………………………72 Fig. 46- Teneur en potassium (ppm) dans les différentes parties (feuille, racine) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 6% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl……………………………………………………………………………………73 Fig. 47- Teneur en potassium (ppm) dans les différentes parties (feuille, racine) du gombo (Abelmoschus esculentus L) cultivées à 8% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl……………………………………………………………………………………74 Fig. 48- Teneur en calcium (ppm) dans les différentes parties (feuille, racine) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) selon la concentration de NaCl et en absence de bentonite.76 Fig.49- Teneur en calcium (ppm) dans les différentes parties (feuille, racine) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 2 % de bentonite avec différentes concentrations de NaCl……………………………………………………………………………………77 Fig. 50- Teneur en calcium (ppm) dans les différentes parties (feuille, racine) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 4% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl……………………………………………………………………………………78 Fig. 51- Teneur en calcium (ppm) dans les différentes parties (feuille, racine) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 6% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl……………………………………………………………………………………79 Fig. 52- Teneur en calcium (ppm) dans les différentes parties (feuille, racine) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 8% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl……………………………………………………………………………………80 Fig. 53- Rapport potassium/sodium dans les feuilles et racines des plantes de gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées en l’absence de bentonite et stressées pendant une semaine à la salinité……………………………………………………………………….82 Fig. 54- Rapport potassium/sodium dans les feuilles et racines des plantes de gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 2% de bentonite et stressées pendant une semaine à la salinité………………………………………………………………………………….. 83 Fig. 55- Rapport potassium/sodium dans les feuilles et racines des plantes de gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivée à 4% de bentonite et stressée pendant une semaine à la salinité…………………………………………………………………………………..83 Fig. 56- Rapport potassium/sodium dans les feuilles et racines des plantes de gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivée à 6% de bentonite et stressée pendant une semaine à la salinité…………………………………………………………………………………..84 Fig. 57- Rapport potassium/sodium dans les feuilles et racines des plantes de gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 8 % de bentonite et stressées pendant une semaine à la salinité……………………………………………………………………… 85 LISTE DES TABLEAUX Tab. 01- Caractéristiques des sols salins…………..……………………………..…...... 06 Tab. 02- Classe de la salinité des sols …………………………………………….……...07 Tab. 03- Surfaces spécifiques de certaines bentonites naturelles………………………... 21 Tab. 04- Caractéristiques physico-chimiques de La bentonite de Maghnia …...………... 23 Tab. 05- Composition chimique de la bentonite brute de Maghnia …………………….. 23 Tab. 06- Valeur nutritive pour 100 g de gombo consommé ………………..…………....35 Tab. 07- Production du gombo dans le monde………………………………………….. 35 Tab. 08- Le Poids et la dose de chaque composant du substrat préparé ……………..… 42 Tab. 09- Composition de la solution nutritive de HOAGLAND (1938)…………………. 44 Tab. 10- Test statistique de signification de Fisher (P = 5%) de la précocité de la germination des graines du gombo stressées à 100, 150 et 200 meq.l-1 de NaCl…………51 Tab. 11- Test statistique de signification de Fisher (P = 5%) de la cinétique de la germination (%) des graines du gombo stressées à 100, 150 et 200 meq.l-1 de NaCl…….54 Tab. 12- Test statistique de signification de Fisher (P = 5%) du taux final de la germination des graines du gombo stressées à 100, 150 et 200 meq.l-1 de NaCl…………55 Tab. 13- Test statistique de signification de Fisher (P = 5%) de teneur en eau (%) des plantules du gombo stressées à 100, 150 et 200 meq.l-1 de NaCl………………………... 56 Tab. 14- Test statistique de signification de Fisher (P = 5%) de la longueur radiculaire (cm) des plantules du gombo stressées à 100, 150 et 200 meq.l-1 de NaCl……………… 57 Tab.15- Test statistique de signification de Fisher (P=5%) des teneurs en eau des feuilles et des racines de gombo (Abelmoschus esculentus L.) stressées pendant une semaine à la salinité et cultivées dans des substrats sableux amendés en bentonite…………………… 63 Tab. 16- Test statistique de signification de Fisher (P=5%) des teneurs en sodium des feuilles et des racines de gombo (Abelmoschus esculentus L.) stressées pendant une semaine à la salinité et cultivées dans des substrats sableux amendés en bentonite…….. 69 Tab. 17- Test statistique de signification de Fisher (P=5%) des teneurs en potassium des feuilles et des racines de gombo (Abelmoschus esculentus L.) stressées pendant une semaine à la salinité et cultivées dans des substrats sableux amendés en bentonite…….. 75 Tab. 18- Test statistique de signification de Fisher (P=5%) des teneurs en calcium des feuilles et des racines de gombo (Abelmoschus esculentus L.) stressées pendant une semaine à la salinité et cultivées dans des substrats sableux amendés en bentonite…….. 81 Tab. 19- Test statistique de signification de Fisher (P=5%) du rapport potassium/sodium des feuilles et des racines de gombo (Abelmoschus esculentus L.) stressées pendant une semaine à la salinité et cultivées dans des substrats sableux amendés en bentonite…….. 85 Tab. 20- Effectif de dispersion ou de variance similaire au témoin ..…………………… 86 Tab. 21- Fréquence de dispersion ou de variance similaire au témoin………………….. 86 LISTE DES ABREVIATIONS % : Pourcentage APG II : Angiosperm Phylogeny Group II ABA : Acide abscissique °C : Degré Celsius Ca++ : Calcium cm : Centimètre CO2 : Dioxyde de carbone Cv : Coefficient de vélocité g : Gramme g.l-1 : Gramme par litre ha : Hectare FAO : Food and Agriculture Organization Fig : Figure H : Heure HCL : HCO3 : Hydrogénocarbonate HNO3 : Acide Nitrique K : Potassium KCL : Chlorure de potassium Kg : Kilogramme L : Litre Meq : Milliéquivallent Mg++ : Magnésium MgSO4 : Sulfate de magnésium ml : Millilitre mM.l-1 : Milli mole par litre mm : Millimètre N : Normalité Na : Sodium NaCl : Chlorure de Sodium NaSO4 : Sulfate de sodium NO3-- : Nitrate NS : Effet non significatif O2 : Oxygène pH : Potentiel hydrogène PF : Poids Frais Ppm : Particule par million PS : Poids Sec S : Effet significatif des différents traitements utilisés SO4-- : Sulfate SPSS : Statistical Package of Social Science T° : Température Tab : Tableau TE : Teneur en eau Tm : Temps moyen de germination TME : Teneur Moyenne en Eau µM.l-1 : micro mole par litre V/V : Volume par Volume SOMMAIRE Liste des figures…………..…………………………………………........................ Liste des tableaux……….…………………………………………………….......... Liste des abréviations…….………………………………………………………… Sommaire..............…………..………………………………………………………. Introduction ……...……………………………………………………………………... 1 CHAPITRE I : Synthèse bibliographique I - LA SALINITE 1. Définition de la salinité..…………………………………….………………….... 2. Importance de la salinité…………………………………………………………. 3. Définition de sols salés (sols halomorphes)……………………………………… 3.1. Facteurs intervenant dans le processus de la salinisation……………………….. 3.2. Causes de la salinisation des sols………………………………………………... 3.2.1. Salinisation primaire…………………………………………………………… 3.2.2. Salinisation secondaire………………………………………………………… 3.3. Classification des sols salés... …………………………………………………… 3.4. Mise en valeur des sols salés…………………………………………………….. 3 3 4 4 5 5 5 6 7 II- LA SALINITE ET LA PLANTE 1. Stress………………………………………………………………………………... 8 1.1. Définitions du stress……………………………………………………….……... 8 1.2. Stress salin ……………………………………………………………………….. 9 2. Mécanismes de toxicité du chlorure de sodium……………………………………. 9 2.1. Stress osmotique………………………………………………………………….. 9 2.2. Stress ionique…………………………………………………………………….. 10 2.3. Stress nutritionnel………………………………………………………….......... 10 3. L’effet de la salinité sur les plantes……………………………………………...…. 11 3.1. Conséquences de la salinité sur la germination…………………………………... 11 3.2. Effet de la salinité sur la croissance et le développement………… ..………..….. 12 3.3. L’effet de la salinité sur l’eau dans la plante……………………………………... 13 3.4. L’effet de la salinité sur l’anatomie de la feuille…………………...…………....... 13 3.5. L’effet de la salinité sur les pigments photosynthétiques et les protéines…….….. 13 3.6. L’effet de la salinité sur l’ultrastructure du chloroplaste………………….……… 14 3.7. L’effet de la salinité sur le taux des ions………………………………………….. 14 3.8. Effet de la salinité sur le comportement biochimique de la plante…………...…... 14 3.9. Critères de sélection des plantes tolérantes aux sels…………………………….... 15 4. Mécanismes de résistance à la salinité…………………………………………….... 16 4.1. Exclusion………………………………………………………………………….. 16 4.2. Inclusion…………………………………………………………………...………. 16 4.3. La réexcrétion……………………………………………………………………… 17 4.4. Absorption et répartition des ions…………………………………………………. 17 4.5. Biosynthèse de solutés compatibles……………………………………………….. 17 III- LA BENTONITE 1. Définition de la bentonite ………………………………………...…………………. 20 2. Structure de la bentonite …………………………………………………………….. 20 3. Surfaces spécifiques de la montmorillonite naturelles………………………………. 21 4. Origine de la bentonite…………………………………………………...………….. 21 5. Types de bentonites………………………………………………………….……..... 21 5.1. Bentonites naturelles………………………………….……………………..……... 22 5.2. Bentonites activées ………………………………………………………………… 22 6. La capacité d’échange cationique (CEC)…………………………………………….. 22 7. Les domaines d’utilisation de la bentonite…………………………………………… 22 8. Choix de la bentonite…………………………………………………………………. 23 III- LA PLANTE Le gombo (Abelmoschus esculentus L.) 1. Historique……………………………………………………………………..……. 26 2. Données taxonomiques……………………………………………….………..…… 26 2.1. Le genre Abelmoschus………………………………………………….……..…… 26 2.2. L'espèce Abelmoschus esculentus……………………………………………….…. 27 2.3. Distribution géographique et écologique……………………………………….…. 28 2.4. Classification APG II, 2003 de l’espèce…………………………………………... 29 2.5. La description botanique………………………………………………………….. 29 2.5.1. La tige……………………………………………………………………….. 29 2.5.2. Les feuilles……………………………………………………………...…... 30 2.5.3. Les racines………………………………………………………………...… 30 2.5.4. Les fleurs…………………………………………………………………..... 30 2.5.5. Le fruit …………………………………………………………………….... 30 2.5.6. Les graines…………………………………………………………………... 30 2.6. Le cycle végétatif……………………………………………………………….…. 30 3. Les exigences écologiques……………………………………………………….….. 31 3.1. Exigences climatiques………………………………………………………….….. 31 3.2. Exigences édaphiques………………………………………………………….….. 31 4. Ressources génétiques…………………………………………………………….…. 31 5. La culture du gombo……………………………………………………………….… 32 6. Les maladies, insectes ravageurs et méthodes de lutte…………………………….… 33 6.1. Maladies…………………………………………………………………………... 33 6.2. Insectes ravageurs…………………………………………………………………. 33 7. Le traitement après récolte…………………………………………………………... 34 8. Intérêt socio économique…………………………………………………………….. 34 9. Production mondiale………………………………………………………………… 35 CHAPITRE II : Matériel et méthodes 1- Matériel végétal……………………………………………………….………….. 36 2- Méthodes……………………………………………………………….………… 37 2.1. Effet du stress salin sur la germination …………………………………………. 37 2.1.1. Préparation des graines ……………………………………………………….. 37 2.1.2. Test de germination …………………………………………………………… 37 - Précocité de germination …………………………………………………..……….. 38 - Vitesse de germination ……………………………………………………..………. 38 - Moyenne journalière de germination…………………………………………..……. 39 - Cinétique de germination ……………………………………………………….….. 39 - Taux de germination final ……………………………………………………….….. 39 - Teneur moyenne en eau (TME) ………………………………………………….….. 40 - Elongation de la radicule…………………………………………………………….. 40 - Traitement statistique ……………………………………………………………….. 40 2.2. Action combinée bentonite salinité sur la plante …………………………….……. 41 2.2.1. Préparation des pots …………………………………………………………………….… 41 2.2.2. Préparation de substrat de culture ……………………………………………….… 41 2.2.3. Repiquage des graines germées …………………………………………………… 43 2.2.4. L’arrosage …………………………………………………………………………. 44 2.2.5. Application du stress…………………………………………………………...….. 44 2.2.6. Mesure des paramètres physiologiques ……………………………………...……. 46 2.2.6.1. Prélèvement et préparation du matériel végétal ………………………………… 46 2.2.6.2. Extraction des éléments minéraux………………………………………………… 47 2.2.6.3. Dosage du Na+, K+ et Ca++ par le spectrophotomètre à flamme………………….. 49 - Potassium………………………………………………………………………….…….. 49 - Sodium……………………………………………………………………………...…… 49 - Calcium………………………………………………………………………………….. 49 2.2.7. Analyse statistique……………………………………………………………….…. 50 CHAPITRE III – Résultats 1. Effet du stress salin sur la germination des graines du gombo……………………… 51 1.1 Précocité de la germination …………………………………………………………. 51 1.2 Moyenne journalière de germination…………………………………………………52 1.3 Cinétique de germination……………………………………………………………. 53 1.4 Vitesse de germination…………………………………………………………......... 54 1.5 Taux de germination final ……………………………………………………………55 1.6 Teneur en eau ……………………………………………………………………….. 56 1.7 Elongation de la radicule……………………………………………………………..57 2. Action combinée bentonite salinité sur la plante …………………………………… 58 2.1. Bilan hydrique (Teneur en eau)………………………………………………… 58 2.1.1. Sans traitement à la bentonite …………………………………………….. 58 2.1.2. Les plantes traitées à 2 % de bentonite…………………………………… 59 2.1.3. Les plantes traitées à 4 % de bentonite…………………………………… 60 2.1.4. Les plantes traitées à 6 % de bentonite…………………………….……… 61 2.1.5. Les plantes traitées à 8 % de bentonite……………………………………. 62 2.2. Bilan minéral (sodium, potassium, et calcium)…………………………..…………. 64 2.2.1. Teneur en sodium (Na+) …………………………………………………..………. 64 A. Sans traitement à la bentonite …………………………………………..……... 64 B. Les plantes traitées à 2 % de bentonite …………………………………..……. 65 C. Les plantes traitées à 4 % de bentonite ……………………………………....… 66 D. Les plantes traitées à 6 % de bentonite ………………………..….......................... 67 E. Les plantes traitées à 8 % de bentonite ……………………………………...…. 67 2.2.2. Teneur en potassium (K+)……………………………………………………..….... 70 A. Sans traitement à la bentonite ……………………………………………….… 70 B. Les plantes traitées à 2 % de bentonite……………………………………….… 71 C. Les plantes traitées à 4 % de bentonite ………………………………………… 72 D. Les plantes traitées à 6 % de bentonite ………………………………...……..... 73 E. Les plantes traitées à 8 % de bentonite ………………………………………….74 2.2.3. Teneur en calcium (Ca2+)………………………………………………………….. 76 A. Sans traitement à la bentonite………………………..…......................................... 76 B. Les plantes traitées à 2 % de bentonite ………………………..…..........................77 C. Les plantes traitées à 4 % de bentonite………………………..…........................... 78 D. Les plantes traitées à 6 % de bentonite ………………………………………... 79 E. Les plantes traitées à 8 % de bentonite ……………………………….……..… 80 2.2.4. Etude du ratio K+/Na+ selon les organes de la plante…………………………..…… 82 A. B. C. D. E. Sans traitement à la bentonite ………………………………………………..... 82 Les plantes traitées à 2 % de bentonite ………………………………………... 82 Les plantes traitées à 4 % de bentonite ………………………………………... 83 Les plantes traitées à 6 % de bentonite …………………………………………84 Les plantes traitées à 8 % de bentonite …………………………………………84 CHAPITRE IV- Discussion………..……………………………..………………… 87 Conclusion et Perspectives ……………………………………………………………… 95 REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES…………………………………………….... 97 Annexe 1……………………………….……………………………………………..…. 119 Annexe 2………...………………………………………………………………………. 120 Annexe 3…………………………………………………..…………………………….. 121 Annexe 4……………………………………………………………………………….... 123 INTRODUCTION INTRODUCTION La salinité est un problème écologique croissant dans le monde entier, ce phénomène est considéré comme un processus majeur de la dégradation des terres. En moyenne, le monde perd 10 hectares de terres cultivables par minute, dont 3 hectares à cause de la salinisation (MERMOUD, 2006). Selon SHENG et al., (2008) actuellement dans le monde, on trouve sur 1.5 milliard d’hectares de terre cultivée, environ 77 millions d’hectares (5%) sont affectés par la teneur excessive en sel. Les terres, sous climats arides et semi arides, représentent un tiers de la surface du globe (AIT BELAID, 1994). Ces écosystèmes sont caractérisés par une forte irrégularité des précipitations associés à une importante évaporation favorisant l’accumulation des sels dans le sol, ce qui explique la qualité médiocre (saumâtres) des ressources hydriques disponibles dans ces zones (MOUHOUCHE et BOULASSAL, 1999; BELKHODJA et BIDAI, 2004). L’Algérie, qui offre toutes les variantes du climat méditerranéen, n’échappe pas à cette règle. Les zones salées s’étendent surtout dans l’étage bioclimatique semiaride et aride à hiver chaud. (HALITIM, 1988), ces zones occupent autour de 3,2 millions d’ha (HAMDY, 1999 ; BELKHODJA et BIDAI, 2004). Dans ces régions, la salinité constitue une contrainte majeure à la productivité et au développement agricole (FAO, 2008; ABDEL LATEF, 2010). Selon MUNNS et TESTER (2008) la salinité provoque un stress abiotique chez les plante; et des effets d’ordre osmotique, toxique ou nutritionnel (MOHSEN et al., 2011). Contrairement aux animaux qui ont la faculté de se déplacer, les plantes sont immobiles et pour survivre et maintenir leur croissance lorsque les conditions environnementales deviennent défavorables, elles doivent mettre en place des stratégies d’adaptation, souvent complexes, leur permettant de résister et d’achever leur cycle de développement. Face au stress salin les plantes développent un nombre important de mécanismes biochimiques et cellulaires. L’un des mécanismes majeur d’adaptation aux stresses ionique et osmotique s’exprime par la capacité du végétal à accumuler au niveau symplastique et de manière active des ions tels que les K+ et Na+ (WANG et al., 2002; MUNNS et TESTER., 2008) et Cl- (TEAKLE et al., 2007). La réponse au sel des espèces végétales, dépend de l’espèce même, de sa variété, de la concentration en sel et du stade de développement de la plante. Les réponses des plantes au stress salin ont été étudiées par l’usage des approches anatomiques, écologiques, physiologiques et moléculaires (TAL, 1984; WANG et al., 1997). 1 INTRODUCTION En agriculture, la bentonite contribue à l’augmentation de la teneur en azote assimilable dans le sol, l’application de la bentonite, améliore aussi les paramètres chimiques des sols sableux, augmente la production agricole, et l’économie de l’eau et les éléments fertilisants. En Algérie, on relève en particulier la carrière de Maghnia (Hamma Boughrara) dont les réserves sont estimées à un million de tonnes (BOUAZZA, 2012). La bentonite de cette région est caractérisée par une surface spécifique moyenne importante de l’ordre de 80 m2/g (YOUCEF et ACHOUR, 2004), cette surface est à l’origine de sa grande capacité d’adsorption (SIGG, 1991). A partir de ces caractéristiques de la bentonite de Maghnia, nous avons essayé de s’intégrer cette action sur les sols cultivés en Algérie et étudié une plante très peu connu, cette plante appartenant à la famille des Malvacées, le gombo (Abelmoschus esculentus) est une plante exceptionnelle et originale car toutes ses parties (racines, tige, feuilles, fruits, graines) sont valorisées sur les plans alimentaire, médicinal, artisanal et même industriel. En effet, il est parmi les légumes, c’est une plante fournissant des produits à valeur nutritionnelle appréciable dépassant même celle de la tomate (HAMON et CHARRIER, 1997). Aujourd’hui, l’Algérie se retrouve dans un état critique face à la flambée des prix des légumes et la diminution de ces derniers dans le marché Algérien, et donc face à ces problèmes il est important de diversifier et enrichir le marché par de différents légumes, ceci parmi les solutions idéales et ainsi dans le but d’intégrer la culture du gombo sur les terres Algériennes et le développer dans les productions agricoles, il vaut mieux connaitre cette espèce. L’objectif de notre travail est d’évaluer la réponse du gombo en phase germination vis-à-vis de différentes concentrations (100, 150 et 200 meq.l-1) de NaCl (stress salin), et d’étudier l’effet de quelques doses de bentonite (2, 4, 6 et 8%) associées aux différentes concentrations (100, 150 et 200 meq.l-1) de NaCl sur le comportement hydrique et minéral de la culture. Notre travail s’articule essentiellement autour des parties suivantes : La première partie aborde une revue bibliographique sur le thème ; Dans la seconde partie, la méthodologie adoptée dans notre expérimentation ; La troisième partie, concerne l’exploitation des résultats obtenus ; Puis la quatrième partie, regroupe la discussion des résultats ; Et à la fin, la conclusion et les perspectives. 2 CHAPITRE I I- Synthèse bibliographique LA SALINITE 1. Définition de la salinité La salinisation est un processus d’enrichissement d’un sol en sels solubles qui aboutit à la formation d’un sol salin (MERMOUD, 2006). Selon ASLOUM (1990) ce phénomène s’établit lorsque les concentrations en Na+, Ca++, Mg++ sous formes de chlorures, carbonates, ou sulfates sont présentes en concentrations anormalement élevées. Un sol salé indique la prédominance de NaCl. La salinisation est définie par la FAO (2001), comme un enrichissement en sels solubles de la surface et de la tranche supérieure du sol lorsque la salinité dans les 20 cm sommitaux dépasse 1 à 2% (20g de sel par Kg de sol). La salinité est un facteur limitatif majeur de la productivité agricole (PARIDA et DAS, 2005). Ces charges en sels soumettent les plantes à un stress permanent (BENNABI, 2005). La salinisation a été identifiée comme un processus majeur de la dégradation des terres. Le monde perd au moins 3 ha de terres arables chaque minute à cause de la salinité du sol (IPTRID, 2006), Actuellement 800 millions d’hectares de terres à travers le monde sont affectés par la salinité; 397 millions ha sont salins et 434 ha sont salins et sodiques (DIEDHIOU, 2006). Selon la banque mondiale, près de 2 milliards $US sont perdus à cause de la salinité des sols (MASHALI et al., 2005 ; IPTRID,2006). L’Algérie, qui offre toutes les variantes du climat méditerranéen, n’échappe pas à cette règle. Souvent, la perte des terres à haut potentiel risque de compromettre les aptitudes et les capacités de production d’une région. Ce problème a été observé dans plusieurs régions du pays (Chellif, Relizane, Mohammadia, Sig, Ain Témouchent, Hautes-plaines de Sétif et de Constantine). La situation grave dans laquelle se trouve certains périmètres irrigués de l’Oranie, illustre parfaitement les dimensions du phénomène (KESSIRAN, 2003). Plus de 20% des sols irrigués en Algérie, sont concernés par des problèmes de salinité (DOUAOUI et HARTANI, 2008). 2. Importance de la salinité La teneur en sels est le critère le plus important pour évaluer la qualité de l'eau d'irrigation. Cette teneur peut être exprimée en termes de conductivité électrique ou en ppm ou meq/l. La concentration totale est plus importante car la plupart des cultures répondent à la concentration ionique totale du milieu de croissance (effet osmotique) plutôt qu'à un ion spécifique. Généralement, une augmentation de la teneur en sels dans l'eau d'irrigation résultera dans une augmentation de la salinité de la solution du sol. La vitesse et le degré de cette augmentation dépendent de: Lessivage, c'est-à-dire la quantité d'eau apportée par irrigation ou par des pluies en besoins de la culture et l'efficience du lessivage; La composition ionique de l'eau d'irrigation et la tendance de quelques ions, tels que Ca++, HCO3-, SO4, à précipiter après l'extraction de l'eau du sol; 3 CHAPITRE I Synthèse bibliographique Propriétés physiques du sol tel que l'infiltration, les caractéristiques hydriques et le drainage (ANTIPOLIS, 2003). La salinité peut suivant la dose de sel avoir un effet stimulateur sur la croissance et le développement de la plante, cet effet stimulateur a été démontré par (BIDAI, 2001). La salinité présente des effets bénéfiques sur la germination et la croissance de quelques espèces à des niveaux très faibles (bien que non quantifiés par les auteurs) (ASLOUM, 1990). 3. Définition de sols salés (sols halomorphes) Les sols salins sont naturellement présents sous tous les climats et sur tous les continents. Ils sont là où l’évaporation excède les précipitations pluviales de façon permanente ou temporaire, ils sont étroitement liés à une source de salinité d’ordre géologique (évaporites), hydrogéologique (eaux souterraines) ou hydrologique (eaux marines) (GIRARD et al., 2005). Les sols salés sont ceux dont l’évolution est dominée par la présence de fortes quantités de sels solubles, ou par la richesse de leur complexe absorbant en ions, provenant de ces sels et susceptibles de dégrader leurs caractéristiques et propriétés physiques, en particulier leur structure. On parle en général de sol salé lorsque la concentration des solutions dépasse 0,5 g/l (ROBERT, 1996). Selon CALVET (2003) un sol est dit salé quand la conductivité électrique est supérieure à 4 ds/m. Génétiquement, les sols sont constitués par deux unités très différentes, les salisols, dans lesquels les sels de sodium, de calcium ou de magnésium sont sous la forme soluble de sels simples ou complexes. Les sodisols à complexe sodique dans lesquels les cations, essentiellement le sodium sont sous la forme échangeable, les sels solubles étant très peu abondants (BOUTEYRE et LOYER, 1992). Les sols salins contiennent souvent des niveaux considérables de sels tels que Na2SO4, MgSO4, CaSO4, MgCl2, KCL et Na2CO3 (FLOWERS et al, 1977). Cependant, les sols sont souvent dominés par les sels de sodium (Na +), calcium (Ca2+) et/ou magnésium (Mg2+). Le sodium (Na+) est le sixième élément le plus abondant sur terre, et les sels du sodium (Na+) se dissolvent aisément dans l'eau (CRAMER, 2002). 3.1. Facteurs intervenant dans le processus de la salinisation Selon WYN JONES et GOUSTON (1991), la salinisation des sols peut être due à : La lixiviation des sels solubles et/ou à l’évaporation, qui déposent leurs sels dans les sols. En régime, non saturé, la remontée capillaire entraine un transport des sels par flux de masse vers la surface du sol où ils s’accumulent après évaporation de l’eau (RAJU et al., 1993). 4 CHAPITRE I Synthèse bibliographique 3.2. Causes de la salinisation des sols Bien que l’altération des roches et les minéraux primaires soit la principale source de tous les sels, les sols salés sont rarement formés par accumulation de sels in situ. Plusieurs causes sont à l’origine de ce phénomène (MAILLARD, 2001). D’après CHERBUY (1991), la salinisation d’un milieu, implique la présence d’une source de sels qui peut être naturelle, dénommée primaire, et une salinisation anthropique, généralement liée à l’irrigation, que l’on appellera secondaire. 3.2.1. Salinisation primaire Près de 80% des terres salinisées ont une origine naturelle, on qualifie alors la salinisation de «primaire». Dans ce cas, celle-ci est due à la formation des sels pendant l'altération des roches ou à des apports naturels externes : - Dans les régions côtières, intrusion de l’eau salée ou submersion des terres basses. - Inondation périodique par de l’eau de mauvaise qualité. - Remontée d’une nappe phréatique salée prés de la zone racinaire (MERMOUD, 2006). 3.2.2. Salinisation secondaire Près de 20% des terres salinisées ont une origine humaine ou anthropique et sont qualifiées de «secondaires». L'irrigation est la principale cause anthropique de la salinisation des sols (IPTRID, 2006). Dans environ la moitié des situations, le développement de l’irrigation s’est accompagné de l’apparition de processus de salinisation, sodisation ou alcalinisation des sols d’importance variable. Si les situations apparaissent très diverses en raison des caractéristiques du milieu naturel, des pratiques agricoles ou de la gestion de l’eau, ces dégradations ne sont pas inéluctables et apparaissent pour l’essentiel comme la résultante de mode de gestion inappropriée des ressources en sol et en eau. (MARLET, 2005). Dans les aires de grande irrigation s’ajoute l’inadéquation du réseau de drainage des eaux usées souvent insuffisant par sa densité, par la profondeur des drains, par sa pente et son mauvais état (MAINGUET, 2003). L’irrigation altère le bilan hydrique du sol en générant un apport d’eau supplémentaire ; cet apport est toujours associé à un apport de sels. En effet, même une eau douce de la meilleure qualité contient des sels dissous et, si la quantité de sels apportée par cette eau peut sembler négligeable, les quantités d’eau apportées au fil du temps entraînent un dépôt cumulé de sels dans les sols qui peut s’avérer considérable. Les échanges de cations entre le sol et l’eau d’irrigation sont le début de la salinisation du sol. (IPTRID, 2006). 5 CHAPITRE I Synthèse bibliographique 3.3. Classification des sols salés Basé sur la concentration en sel et le rapport Na / (Ca + Mg), les sols ont été classifiés comme salin, sodique ou salin-sodique. La concentration totale en sels est habituellement mesurée par la conductivité électrique, EC dans les unités de dS m -1, où 1 dS m-1 est approximativement égal à une concentration de 10 mM du sel qui dissocie en deux ions monovalents quand ils sont en solution (par exemple NaCl). Les sols salins sont généralement définis en tant que ces sols ayant une EC de 4 dS m -1 ou plus. Des sols sodiques sont définis en tant que ces sols qui ont un rapport d'adsorption de sodium (SAR) supérieur à 15. Le SAR est calculé comme suit : SAR = [Na+ ]/[Ca2+ + Mg2+ ]1 / 2 (CRAMER, 2002). Tab. 01- Caractéristiques des sols salins (MAILLARD, 2001) Caractéristiques Sols salins Dominé par des sels solubles neutres : chlorure et sulfates de sodium, calcium et magnésium. pH de l’extrait de sol saturé généralement de moins de 8.2 (8.7 dans d’autres ouvrages). Chimique Une électro –conductivité (EC) de l’extrait de sol saturé de plus de 4 dS/m à 25°C est en général la limite acceptée. Cependant le "Soil Science Society of Amirica » établi une limite à 2 dS/m Généralement pas de relation bien définie entre le pH de l’extrait de sol saturé et l’ESP ou le coefficient d’absorption du Sodium (Sodium Absorption Ration ou SAR) de l’extrait de sol saturé. Physique Effet sur là croissance des plantes Amélioration du sol Des quantités appréciables de composés calciques solubles peuvent se trouver (tel que le gypse). En présence excessive de sels solubles neutres. La fraction argileuse est floculée et le sol est stable. La perméabilité à l’eau et à l’air de ces sols est généralement comparable à ceux des sols « normaux ». La croissance des plantes est affectée par l’action des sels solubles sur la pression osmotique de la solution du sol résultant en une diminution de disponibilité en eau. Toxicité des ions tels que les ions Na, Cl, B, etc. L’amélioration des sols salins se fait par le lessivage des sels solubles dans la zone racinaire du sol. L’application d’amendements n’est généralement pas nécessaire. 6 CHAPITRE I Synthèse bibliographique Tab- 02- Classe de la salinité des sols (MAILLARD, 2001) Classe Non salins Légèrement salins Modérément salins Fortement salins Très fortement salins Conductivité de l’extrait de sol saturé (dS/m) 0-2 2-4 4-8 8 - 16 > 16 3.4. Mise en valeur des sols salés Une bonne utilisation agricole des sols salés nécessite : L’élimination des excès en sels (lixiviation) et la suppression de la source de sodium (drainage de la nappe salée). Ces pratiques seront d’autant plus aisées que le sol est perméable et que l’eau (pluie, irrigation) est abondante et de bonne qualité. L’utilisation des plantes résistantes à la salinité. La reconstitution de la fertilité par des amendements qui enrichissent les argiles en calcium échangeable. Des pratiques culturales particulières, labour de défoncement, ratissage des sels en surface (GIRARD et al., 2005). 7 CHAPITRE I Synthèse bibliographique II. LA SALINITE ET LA PLANTE 1. Stress 1.1. Définitions du stress Le mot stress est apparu autour de 1940. Il s’agissait d’un mot anglais, employé en mécanique et en physique, qui voulait dire « force, poids, tension, charge ou effort ». Ce n’est qu’en 1963 que Hans Seyle utilise ce mot en médecine, où il définit « des tensions faibles ou fortes, éprouvées depuis toujours, et déclenchées par des événements futurs désagréables ou agréables ». Claude Bernard fut le premier à dégager une notion physiologique du stress en 1868. Selon lui, les réactions déclenchées par le stress visaient à maintenir l’équilibre de notre organisme. L’ensemble de ces réactions internes a été nommé homéostasie par le physiologiste américain C.W. Bradford (1915), L’association de ces trois notions stress homéostasie - adaptation constitue l’approche biologique du stress et permet notamment d’expliquer l’influence du stress qui est de permettre, lorsqu’il est appliqué dans certaines limites, l’adaptation à l’environnement, et donc au maintien de la vie (LEVITT, 1980 ; ZHU, 2002 ; VINCENT, 2006). On appelle stress toute pression dominante exercée par un paramètre, perturbant le fonctionnement habituel de la plante. Par ailleurs, la réponse du végétal dépend, entre autres, de ces paramètres environnementaux, (le type de contrainte, son intensité et sa durée) et génétiques (espèce et génotype) (HOPKINS, 2003). Selon DUTUIT et al., (1994), le stress est le dysfonctionnement (rupture d’un équilibre fonctionnel) produit dans un organisme ou dans un système vivant, par exemple par une carence. Le stress est un ensemble de conditions qui provoquent des changements de processus physiologiques résultant éventuellement en dégâts, dommages, blessures, inhibition de croissance ou de développement. D'après JONES et al., (1989): "C’est une force ou influence hostile qui tend à empêcher un système normal de fonctionner". Selon MAROUF et REYNAUD (2007) le stress est l'ensemble des perturbations physiologiques ou pathologiques provoqués dans un organisme par des agents biotiques (parasites, pathogènes) ou abiotiques (salinité, sécheresse, température, pollution, etc.). Les organismes sont généralement soumis à deux types de stress : Biotique: imposé par d’autres organismes (insectes, herbivores…). Abiotique: provoqué par un défaut ou excès de l'environnement physico-chimique comme la sécheresse, les températures extrêmes, la salinité… (LEVITT, 1980, ZHU, 2002 ; VINCENT, 2006). Les stress abiotiques ou environnementaux affectent la croissance et le rendement des plantes, contrairement aux animaux qui peuvent se déplacer lorsque les conditions de vie ne leur sont plus favorables. Les plantes ont développé des stratégies d'adaptation pour répondre aux chocs chimiques ou physiques, engendrés par l'environnement en contrôlant et en ajustant leur système métabolique. 8 CHAPITRE I Synthèse bibliographique On peut considérer que la notion de stress implique, d’une part, une déviation plus ou moins brusque par rapport aux conditions normales de la plante ou de l’animal et d’autre part une réaction sensible de l’individu dans les différentes aspects de sa physiologie, avec soit une adaptation à la nouvelle situation, soit à la limite dégradation menant à une issue fatale (LACLERC, 1999). 1.2. Stress salin La salinité constitue l’un des principaux stress abiotiques limitant la croissance des plantes cultivées (MUNNS et TESTER, 2008). Le stress salin est un excès d'ions, en particulier, mais pas exclusivement, aux ions Na+ et Cl- (HOPKINS., 2003). Le stress salin est dû à la présence de quantités importantes de sels potentiels hydriques. Il réduit fortement la disponibilité de l'eau pour les plantes, on parle alors de milieu "physiologiquement sec" (TREMBLIN, 2000). La quantité de sels dans le sol que les plantes peuvent supporter sans grand dommage pour leur culture, varie avec les familles, les genres et les espèces, mais aussi les variétés considérées (LEVIGNERON et al., 1995). Le stress salin a un triple effet: il réduit le potentiel hydrique, cause un déséquilibre ionique ou des perturbations en homéostasie ionique et provoque une toxicité ionique. Cet état hydrique altéré conduit à une croissance réduite et limitation de la productivité végétale. Depuis que le stress salin implique aussi bien le stress osmotique qu'ionique (HAYASHI et MURATA, 1998 ; PARIDA et DAS, 2005). 2. Mécanismes de toxicité du chlorure de sodium 2.1. Stress osmotique Ce stress peut se produire dans la racine; Les plantes ont besoin de maintenir le potentiel hydrique interne au-dessous de la concentration du milieu pour maintenir la turgescence de leurs cellules et leur alimentation en eau et leur croissance (FLOWERS et al., 1977). Donc, le stress osmotique dans les racines se produit quand il y a une forte pression osmotique de la solution autour des racines, en menant à une baisse du potentiel hydrique externe, dans ce cas, l'effet du stress hydrique résultant est attribuable aux fortes concentrations de sel à l'extérieur de la plante plutôt que dans la plante elle même, qui peut inhiber l’alimentation en eau ou même, en causant la déshydratation de la plante et finalement une réduction de la turgescence et la croissance (FLOWERS et al., 1977 ; GREENWAY et MUNNS, 1980 ; XIONG et al., 2002). Une légère limitation de la disponibilité de l'eau cause la réduction du niveau photosynthétique, mais plus loin les réductions peuvent mener à une inhibition complète de la photosynthèse (XIONG et al., 2002). Le stress osmotique peut se produire aussi dans l'apoplaste de la feuille, et ce mécanisme de toxicité du (Na+) été proposé en premier par OERTLI (1968). Communément les plus vieilles feuilles présentent en premier de tel dégât, comme ils ont 9 CHAPITRE I Synthèse bibliographique été exposés plus longtemps, et par conséquent plus de temps d’accumuler le (Na+) qui passe dans l'apoplaste à travers le flux du xylème et y réside si l'eau s'évapore. De tel commande osmotique de transport d'eau des cellules provoque une tension sur les membranes et les macromolécules, interrompre les activités cellulaires naturelles, et pourrait causer même la mort des cellules. Comme l’eau produit une pression de turgescence qui est une force motrice pour l’expansion cellulaire, la baisse de turgescence pourrait résulter aussi du niveau de l’expansion cellulaire (XIONG et al., 2002). Finalement, le stress osmotique peut se produire aussi dans les vacuoles de la feuille, comme le (Na+) peut être quelquefois inapte comme un osmoticum dû à son effet légèrement perturbateur de la structure en réseau d'eau autour de protéines (MAGGIO et al., 2002). Avec des fortes concentrations de (Na+) dans l'apoplaste de la feuille et quelquefois la vacuole, les cellules de la plante peuvent rencontrer des difficultés de maintenir un niveau faible de (Na+) cytosolique et un rapport (K+) / (Na+) élevé (MAATHUIS et al., 1999). 2.2. Stress ionique Ce composant supplémentaire de stress salin est attribuable au rapport (K +) / (Na+) échangeable et les concentrations du (Na+) qui sont néfastes aux plantes. La toxicité du Na+ ionique peut être manifestée dans l'apoplaste cellulaire dû à son déplacement de / ou substitution pour le (Ca2+), comme ils ont un rayon ionique semblable de 0.097 nm et 0.099 nm pour (Na+) et (Ca2+) respectivement (CRAMER, 2002). Cela résulte en une interruption de fonctions du (Ca2+) dans l'apoplaste cellulaire aussi, fortes et constantes concentrations physiologiques de (K+) (100-200 mM), avec concentrations basses de (Na+) 1 à 30 mM est exigé dans le cytoplasme pour les processus cytoplasmiques normaux (JESCHKE et al., 1983; BINZEL et al., 1985). Les concentrations du (Na+) audessus de 100 mM ou un faible rapport (K+)/ (Na+) peuvent inhiber de telles fonctions à travers la capacité du (Na+) de rivaliser avec le (K+) pour ses sites de liaison (Na+) (GREENWAY et MUNNS, 1980 ; WYN JONES et al., 1983 ; GORHAM et al., 1992 ; TESTER et DAVENPORT, 2003). Les fortes concentrations en (Na+) peuvent perturber aussi les fonctions enzymatiques cytosoliques parce que le (K+) est un activateur essentiel de plus de 50 enzymes, le (Na+) est incapable de remplacer le (K+) dans ce rôle. De façon intéressante, les enzymes cytosoliques des halophytes sont aussi inadaptés aux fortes concentrations du sel, et présentent la même sensibilité vis-à-vis du sel comme les enzymes des glycophytes. Le (Na+) peut causer aussi l'interruption de composants cytoplasmiques tels que les microtubules, microfibrils, spherosomes et ribosomes (FLOWERS et al., 1977; RAHMOUNE et al., 1997; BEN NACER, 2004 et 2005; RAHMOUNE, 2005). 2.3. Stress nutritionnel En plus d'imposer des stress osmotiques et ioniques, la forte salinité provoque aussi des stress secondaires. Par exemples, utilisation efficace d’éléments nutritifs nécessaires en particulier le (K+) et le (Ca2+) qui peuvent être affaiblis dans les sols salins, en causant des déséquilibres tel que la réduction du rapport (K+)/ (Na+) et la déficience 10 CHAPITRE I Synthèse bibliographique des plantules en (Ca2+), donc affecter plus loin leur croissance et leur productivité (GREENWAY et MUNNS, 1980; LEVIGNERON et al., 1995; ZHU et al., 1998; ESSAH, 2000). De plus, plusieurs rapports ont montré que le stress salin pourrait produire l'accumulation de composés toxiques telle que les espèces réactives de l'oxygène (ROS) dans les plantes (ALLEN, 1995; SMIRNOFF, 1999). 3. L’effet de la salinité sur les plantes La salinité est l'un des facteurs limitant pour la croissance des plantes. Les effets de la salinité sont: l'arrêt de la croissance (GREENWAY et MUNNS, 1980 ; PARIDA et DAS, 2005), le dépérissement des tissus sous forme de nécroses marginales, suivi par une perte de turgescence, par une chute des feuilles et finalement par la mort de la plante (ZID, 1982). La salinité provoque le plus souvent un retard dans le développement (GILL, 1979; ELMEKKAOUI, 1990; BOUKACHABIA, 1993) et d'une manière générale la hauteur, le diamètre des tiges des différentes espèces, ainsi que la grosseur des fruits, diminuent d'une façon importantes avec l'augmentation de la salinité (KHAN et al., 1997 ; BOUAZIZ, 1980 ). D'une façon générale, la tolérance au sel n'est pas constante pour une même espèce ou variété. Elle peut changer en fonction de l'espèce, du génotype, de l'âge et de l'état physiologique de l'organe. A titre d’exemple, l'orge et le blé sont particulièrement résistants à la salinité après la germination (ELMEKKAOUI, 1990). 3.1. Conséquences de la salinité sur la germination Les semences des glycophytes et des halophytes répondent de la même manière au stress salin, en réduisant le nombre total des graines germées et en accusant un retard dans l’initiation du processus de la germination (LACHIHEB et al., 2004 ; ASKRI et al., 2007; WENTAO et al., 2009). Parmi les causes de l’inhibition de la germination en présence de sel, la variation de l’équilibre hormonal a été évoquée (DEBEZ et al., 2001). La salinité réduit significativement la précocité de germination des semences, alors que le pourcentage de cette dernière s’avère moins influencé par le stress salin (DREVON et SIFI, 2003). Elle affect tout les processus de germination suite à la baisse du potentiel hydrique autour des graines, ce qui rend l’eau inaccessible à cette dernière pour la réhydratation et la reprise de la vie active de l’embryon (MAAS et POSS, 1989 ; REJILI et al., 2006). Les effets toxiques sont liés à une accumulation cellulaire de sels qui provoquent des perturbations des enzymes impliquées dans la physiologie des graines en germination, empêchent la levée de dormance des embryons et conduisent à une diminution de la capacité de germination (REJILI et al., 2006). A titre d’exemple ; le taux de germination du cotonnier chute de 70% en présence de 12 g/l de chlorure de sodium (NaCl) et la germination des tubercules de pomme de terre peut être retardée de 3 à 7 jours selon le degré de salinité du sol (LEVIGNERON et al., 1995). La luzerne qui voit sa germination affectée négativement par la présence du sel et peut être inhibée complètement à des concentrations supérieures à 15 g/l de NaCl (CHAIBI, 1995). Tandis que chez l’Atriplex halimus L. la vitesse de germination est 11 CHAPITRE I Synthèse bibliographique ralentie à partir de 10 g/l de NaCl et davantage inhibée à des concentrations plus élevées (DEBEZ et al., 2001). Selon BENREBIHA (1987), la germination d’Atriplex halimus et d’Atriplex nummularia est inhibée dès que la concentration en NaCl dépasse 4 g/l à 20°C. 3.2. Effet de la salinité sur la croissance et le développement Les effets de la salinité sur la croissance des plantes varient en fonction du type de salinité, de la concentration du sel, de l’espèce, de la variété, de l’organe de la plante, ainsi que de son stade végétatif (LEVIGNERON et al., 1995). Le stress salin entraîne des modifications morphologiques, mais c'est le poids de la matière végétale sèche et la longueur des tiges qui rendent compte du milieu de la tolérance ou de sensibilité des plantes au sel (BEKHOUCHE, 1992). Les effets de la salinité se manifestent principalement par une diminution de la croissance de l’appareil végétatif, caractérisé par la faible ramification, le faible diamètre des organes, le nombre réduit des nœuds et les réductions du nombre de feuilles et de la longueur de la tige et par conséquent l’augmentation du rapport racine/tige (HAMZA, 1977; BRUN, 1980; RUSH et al., 1981; LARHER et al., 1987; MOHAMMED et al., 1998; MELONI et al., 2001). Le stress salin résulte aussi dans la diminution de la biomasse sèche et fraîche des feuilles, tiges et racines (CHARTZOULAKI et KAPAKI, 2000). Une réduction de la croissance de la partie aérienne est la première réponse observée des glycophytes à l’augmentation de la salinité au niveau des racines ; il s’agit de l’effet destructif le plus significatif en cas d’une exposition prolongée à la salinité (GARREC et al., 1989). La réduction de la croissance est en rapport avec la réduction de la teneur relative en eau, la conductance stomatique, la transpiration et la réduction de la photosynthèse nette (BELL, 1999). Les feuilles sont les tissus les plus sensibles de la plante à une salinité excessive, par contre la croissance des racines s’en trouve faiblement affectée. Ainsi, le chlorure de sodium inhibe la croissance des racines des glycophytes, qu’elles soient réputées très sensible à la salinité, moyennement sensible ou plutôt tolérantes. Néanmoins, cette inhibition est généralement moins marquée que celles des parties aériennes. (GREENWAY et MUNNS, 1980). Une grande partie des pertes de croissance est aussi attribuée à l’accumulation ionique au niveau des feuilles. Cette accumulation est alors capable de gêner et de troubler l’activité enzymatique et les processus métaboliques ainsi que les microstructures des feuilles. La croissance peut être freinée au milieu salin par un approvisionnement limité en éléments minéraux indispensables tels que le potassium (K +) et les nitrates (NO3-) (GROUZIS et al., 1976 ; HAOUALA et al., 2007). BOIS (2005), confirme que la réduction de l’absorption des ions (NO3-) est à l’origine de la diminution de la croissance. Alors, la croissance des espèces végétales est ralentie lorsque la concentration saline du milieu externe dépasse 100 mM, et la salinité devient létale à partir de 300 mM (GREENWAY et al., 1980). La salinité influx également sur la croissance et la qualité des fruits dont l’aspect fruits plus petits et nécrosés, et la qualité organoleptique sont modifiés (LEVIGNERON et 12 CHAPITRE I Synthèse bibliographique al., 1995). La production totale des fruits de plusieurs espèces et le poids moyen des fruits diminuent linéairement avec l’augmentation de la salinité. L’irrigation à l’eau salée a aussi affecté le rendement en grains de la lentille sans pour autant modifier la production de la biomasse (LACHAAL et al., 1998). 3.3. L’effet de la salinité sur l’eau dans la plante Le potentiel hydrique et le potentiel osmotique des plantes deviennent de plus en plus négatifs avec l’augmentation de la salinité ainsi que la pression de la turgescence (ROMEROARANDA et al., 2001 ; PARIDA et DAS, 2005). Dans les conditions de concentrations élevées de salinité accrue, le potentiel hydrique de la feuille et la vitesse d’évaporation diminuent significativement chez l’halophyte S. salsa alors qu’il n’y a pas de changement dans le contenu relatif en eau (PARIDA et DAS, 2005). 3.4. L’effet de la salinité sur l’anatomie de la feuille La salinité cause une augmentation de l'épaisseur de l’épiderme, l'épaisseur du mésophylle, la longueur des cellules palissadiques le diamètre des cellules palissadiques dans les feuilles de l’haricot, du coton et de l’atriplex ; La salinité réduit aussi l’espace intercellulaire dans les feuilles ; L'épaisseur du mésophylle et de l’épiderme ainsi que l’espace intercellulaire diminuent significativement dans les feuilles traitées avec le NaCl de la mangrove B. parviflora (PARIDA et DAS, 2005). Le stress salin cause le développement de la vacuolisation et un gonflement partiel du réticulum endoplasmique, le gonflement de la mitochondrie, la vésiculation et la fragmentation du tonoplaste et la dégradation du cytoplasme par le mélange de la matrice cytoplasmique et vacuolaire des feuilles de la patate douce (Ipomoea batatas) (PARIDA et DAS, 2005). 3.5. L’effet de la salinité sur les pigments photosynthétiques et les protéines Le taux de la chlorophylle et des caroténoïdes des feuilles diminue en général sous les conditions de stress salin. Les feuilles les plus âgées commencent à développer une chlorose et finissent par tomber pendant une période prolongée de stress salin (AGASTIAN et al., 2000). Par contre, WANG et NIL (2000) ont rapporté que le contenu de la chlorophylle augmente sous les conditions de salinité chez Amaranthus. Chez Grevilea , la protochlorophylle, la chlorophylle et les caroténoïdes diminuent significativement sous le stress salin, mais la vitesse du déclin de la protochlorophylle, la chlorophylle est plus importante que celle de la chlorophylle a et les caroténoïdes. Les pigments anthocyanines augmentent significativement dans ce cas de stress salin (PARIDA et DAS, 2005). Le contenu des protéines solubles des feuilles diminue en réponse à la salinité (PARIDA et al., 2002). AGASTIAN et al., (2000) ont rapporté que les protéines solubles 13 CHAPITRE I Synthèse bibliographique augmentent à des niveaux bas de salinité et diminuent en hautes concentrations de salinité chez les mûres. 3.6. L’effet de la salinité sur l’ultrastructure du chloroplaste Chez les plantes traitées avec le NaCl, la microscopie électronique a montré que la structure du thylacoïde du chloroplaste devient désorganisée, le nombre et la taille des plastoglobules augmentent et le taux d’amidon diminue (HERNANDEZ et al., 1999). Dans le mésophylle de la patate douce (Ipomoea batatas) , les membranes des thylacoïdes sont gonflées et la plupart sont perdues sous un stress salin sévère (PARIDA et DAS, 2005). 3.7. L’effet de la salinité sur le taux des ions L’absorption des hautes concentrations de NaCl engendre une compétition avec l’absorption d’autres ions, spécialement le K+, ce qui conduit à une déficience en K+. Le traitement accru de NaCl induit une augmentation dans le taux du Na+ et Cl- et une diminution dans le taux du Ca2+, K+ et le Mg2+ chez de nombreuses plantes (KHAN et DUKE, 2001; HAOUALA et al., 2007). La salinité fait augmenter le contenu de Na+, Ca2+ et Cl- chez Vicia faba et le rapport K+/Na+ diminue (GADALLAH, 1999; HAOUALA et al., 2007). Les effets nutritionnels de la salinité incluent les deux actions primaires du sel sur les plantes: la toxicité directe due à l'accumulation excessive des ions dans les tissus et un déséquilibre nutritionnel provoqué par l'excès de certains ions. L'accumulation des ions Na + dans la plante limite l'absorption des cations indispensables tels que K+ et Ca2+. Il y aurait une compétition entre Na+ et Ca2+ pour les mêmes sites de fixation apoplasmique. L'accumulation des ions Na+ affecte l'absorption de K+ et ceci en fonction de la concentration du premier élément, cependant, la présence de Na+ en faible concentration peut augmenter l'absorption de K+, tandis qu'une concentration élevée en Na+ diminue l'absorption de K+ chez le riz (LEVITT, 1980 ; HAOUALA et al., 2007) et la canne à sucre (HAOUALA et al., 2007). Cette absorption peut même s'arrêter complètement chez le haricot (HAMZA, 1977; HAOUALA et al., 2007) et le laurier rose (HADJI, 1980; HAOUALA et al., 2007) cultivés en présence de chlorure de sodium (NaCl) à 12 g.l-1. 3.8. Effet de la salinité sur le comportement biochimique de la plante Sous les conditions salines il y a un changement dans le modèle d'expression des gènes, et des changements qualitatifs et quantitatifs dans la synthèse des protéines (REYNOLDS et al., 2001). Le stress salin induit une perturbation de la composition lipidique et protéique au niveau de la membrane cellulaire, affectant ainsi sa stabilité (ALEM et AMRI, 2005). La présence du sel en forte concentration inhibe principalement le métabolisme cellulaire et la photosynthèse (TREMBLIN et COUDRET, 1986) par l’imposition d’un stress 14 CHAPITRE I Synthèse bibliographique osmotique (HAYASHI et MURATA, 1998) sur la cellule et par la toxicité du sodium (NIU et al., 1995) et du chlorure dans le cytoplasme. Chez diverses espèces, plus ou moins résistantes, on a observé une augmentation des sucres totaux résultant d’un blocage de la glycolyse ou du saccharose provenant d’une forte hydrolyse de l’amidon (ASLOUM., 1990). Selon HADJADJ (2009), l’accumulation des sucres solubles est importante dans les feuilles des plantes d’Atriplex halimus L. et d’Atriplex canescens soumisses à un stress salin. 3.9. Critères de sélection des plantes tolérantes aux sels La sélectivité de (K+) par rapport au (Na+), est un critère physiologique important pour caractériser la tolérance au sel de plusieurs espèces. Le concept de sélectivité d’une plante paraît une fonction des besoins de chaque phase physiologique. Il ya une inégalité dans l’absorption de K+ et de Na+. L'absorption de K+ est plus forte que celle du Na+ d'après SNOUSSI et al., (2005), la majorité des cellules ont un système d’exclusion active de sodium et un système d’absorption active de potassium pendant l’utilisation du mécanisme cellulaire “ la pompe de sodium.” (K+) et (Na+) sont présentés dans la forme d’antagoniste ou d’inhibition mutuelles des ions. L’analyse des plantes montre qu’elles contiennent des proportions différentes d’éléments minéraux dont le contenu en potassium (K+) dépasse pour une grande part les autres éléments (RAHMOUNE et al., 2004). Cette importance est liée à son rôle fondamental dans la régulation des fonctions de la plante et la croissance végétative, en supportant la synthèse de sucres et leur transfert vers les parties de réserve, qui interviennent dans l’assimilation chlorophyllienne (HELLALI, 2002; SKIREDJ, 2005; SNOUSSI et al., 2005). Le passage du sodium des racines vers les feuilles est un mécanisme de résistance à la salinité, les espèces de tomate résistantes à la salinité dégagent facilement le sodium (Na+) des racines vers la partie aérienne. Inversement, les espèces de la fève sensible à la salinité, le (Na +) migre très lentement vers les tiges et les feuilles (SNOUSSI et al., 2005). La régulation de la concentration en Na+ et le niveau du rapport K+/Na+, en association avec la tolérance au sel, ont été également rapportées par SACHER et al., (1983) et (WEIMBERG, 1986; HAGIBAGHERI et al., 1989; TIPIRDAMAZ et CAKIRLAR, 1989; CICEK et al., 2002). Les différences d’exclusion de (Na+) et de (Cl-) existent entre les cultivars et les espèces. Par exemples, la haute tolérance au sel de certains cultivars de Blé, d’orge et d’agrumes est reliée à une restriction plus efficace du transport de (Na+) et de (Cl-) dans la partie aérienne tandis que dans les cultivars d’Haricot et de vigne, elle est principalement reliée à la restriction du transport de (Cl -). La rétention du (Na+) dans les racines et la restriction de sa translocation à la partie aérienne paraît jouer également un rôle important dans la tolérance à la salinité des plantes sauvages (YEO, 1983). En général, les concentrations de (Ca2+) et de (Mg2+) dans les différentes parties de la plante, particulièrement dans les feuilles, sont faibles à une salinité élevée et une longue durée de traitement salin. Une faible diminution du contenu des feuilles en (Ca2+) et (Mg2+) sous un stress salin implique une haute tolérance au sel (YEO, 1983), chez le riz 15 CHAPITRE I Synthèse bibliographique montre aussi que la diminution de la croissance des tiges et celle de la production observées en condition de salinité élevée peuvent être expliquée non seulement par une grande quantité d’ion toxiques accumulés dans les feuilles mais aussi par la diminution de (NO3) dans les jeunes feuilles, tant que la sélectivité de (NO3) par rapport au (Cl -) dans les parties aériennes est corrélée avec la tolérance à la salinité, celle-ci est généralement liée à la capacité de régler l’absorption de (Na+) et (Cl-) par les racines et la translocation subséquente aux parties aériennes. Ce chercheur note aussi que les plantes sensibles « exclusives » se distinguent des plantes tolérantes « inclusives » par une forte sélectivité observée en faveur du (K+) dans leurs feuilles. Au niveau des racines, ce sont au contraire, les plantes les plus résistantes qui présentent la plus forte sélectivité pour le K+ (YEO, 1983). 4. Mécanismes de résistance à la salinité La résistance d’une plante à la salinité s’exprime par sa capacité à survivre et à produire dans des conditions de stress salin (PIRI et al., 1994). Les plantes développent plusieurs stratégies pour limiter le stress salin (figure 1), qui diffèrent selon la catégorie de la plante (BERTHOMIEU et al., 2003). Chez les plantes sensibles au NaCl, le Na+ s’accumule dans les racines, puis exclu des feuilles, ces plantes sont dites « excluder ». A l’inverse, les plantes tolérant le NaCl, sont dites « includer » car elles ont en général des feuilles plus chargées en Na+ que les racines lorsqu’elles sont cultivées en présence de sel (HAOUALA et al., 2007). 4.1. Exclusion La plante empêche le sel de remonter dans la sève jusqu’aux feuilles. La présence de l’endoderme dans les racines ainsi que le transport sélectif, leur permet d’absorber les ions nutritifs utiles et de réexcréter les ions Na+ (GENOUX et al., 1991). Quelques halophytes peuvent empêcher l’absorption excessive de sel par exclusion du sel au niveau des racines et de la partie inférieure de la tige. Dans ce cadre, la sortie de Na + des vaisseaux du xylème en échange d'une entrée de K+ venant des cellules parenchymateuses du xylème et du parenchyme avoisinant, joue un rôle important dans la tige et les racines (LUTTGE et al., 2002). 4.2. Inclusion La plante retient le sel qui parvient aux feuilles au même titre que l’eau, par le mouvement ascendant de la sève dans les vaisseaux. A l’intérieur des cellules, le sel est alors stocké dans les vacuoles grâce à des systèmes de pompes moléculaires. Les vacuoles sont des compartiments fermés au sein de la cellule, le sel est ainsi isolé des constituants cellulaires vitaux (BERTHOMIEU et al., 2003), ou excrété par des glandes vers l’extérieur (ALEM et AMRI, 2005). 16 CHAPITRE I Synthèse bibliographique 4.3. La réexcrétion La plante a la capacité de réexpédier aussitôt l’excès de sel parvenu jusqu’au feuilles vers ses racines, par l’intermédiaire de sa sève descendante par le phloème. Les racines peuvent ensuite réexcréter le sel à l’extérieur et l’éliminer vers le sol (BERTHOMIEU et al., 2003). 4.4. Absorption et répartition des ions Les halophytes accumulent les ions jusqu'à 800 mM. Les glycolphytes le font entre 300 et 600 mM selon leur degré de résistance (GREENWAY et MUNNS, 1980 in BIDAI, 2001). L'intégration de ces ions dans l'organisme est complexe et fait intervenir des mécanismes d'absorption et de répartition dans les tissus de la plante. Cette intégration repose sur des processus de transport actif et sélectif d'ions contre les gradients de concentration. Par exemple, chez l'orge (Hordeum vulgare) comme chez la plupart des glycophytes, la sensibilité au sel est tributaire de la capacité de rétention du Na + dans les racines et les tiges, et du transport préférentiel d'ions K+ dans les feuilles. En outre, la présence d'ion calcium joue un rôle important dans la réponse à la salinité puisqu'il augmente la sélectivité du potassium aux dépends du sodium (HERNANDEZ, 1997). Le Ca++ externe permet ainsi l'exclusion du Na+ et aide à maintenir la concentration en K+ des tissus racinaires des plantes non halophytes, surtout au niveau de la zone en croissance (HERNANDEZ, 1997). Le calcium pénètre dans la cellule de façon passive par des canaux ioniques (NIU et al., 1995). L'entrée des ions Na+ dans la cellule peut, en effet, être limitée par l'intermédiaire des ions Ca++ qui régulent la perméabilité membranaire (CRAMER et al., 1997). Dans la plante, les ions peuvent être séquestrés dans des organes spécialisés tels des poils vésiculeux, similaires à ceux de l'Atriplex halimus (FRANCLET et LE HOUEROU, 1971). Les ions peuvent également s'accumuler préférentiellement dans des cellules ou des tissus spécialisés de la racine, de la tige ou de la feuille, comme chez le sorgho (Sorghum bicolor) exposé au NaCl, qui concentre les ions Cl- dans les cellules parenchymateuses de la gaine foliaire (BOURRSIER et LAUCHLI, 1990). 4.5. Biosynthèse de solutés compatibles Pour adapter l’équilibre ionique dans la vacuole, le cytoplasme accumule des composés de petite masse moléculaire nommés solutés compatibles parce qu’ils n’interfèrent pas avec les réactions normales biochimiques, en revanchent ils remplacent l’eau dans les réactions chimiques (PARIDA et DAS, 2005). Les solutés compatibles, accumulées pendant l'ajustement osmotique, sont des composés très solubles qui ne portent aucune charge nette à pH physiologique, et sont non-toxiques à fortes concentrations intracellulaire et à plus hautes températures. Sous des conditions osmotiques défavorables, les solutés compatibles élèvent la pression osmotique dans le cytoplasme et stabilisent les protéines et les membranes (RASANEN, 2002). 17 CHAPITRE I Synthèse bibliographique Les mécanismes de l'osmoprotection des solutés compatibles sont supposés être en rapport avec l'absence d’effets perturbateurs d’interactions macromolécule-solvant. Les ions inorganiques, tel que l’ion sodium (Na+) et l’ion chlorure (Cl-), réagissent directement avec les protéines, favorisant le dépliage menant à la dénaturation des protéines, alors que les solutés compatibles sont exclus des surfaces protéiniques (RHODES et HANSON, 1993; RASANEN, 2002). Les plantes peuvent synthétiser trois types de solutés compatibles: - Betaines ou composés d’ammonium quaternaire (par exemple la glycine- betaine) - Polyols et sucres (par exemple tréhalose) - Acides aminés (par exemple proline) (NIU et al., 1995; HASEGAWA et al., 2000; RASANEN, 2002; RAHMOUNE et al., 2005; ASHRAF et FOOLAD, 2007; CHEN et JIANG, 2010; KSOURI et al., 2010; MAJUMDER et al., 2010). Les polyols sont classifiés comme acycliques (mannitol) et cycliques (pinitol). Les polyols agissent en deux manières qui sont difficile à séparer: ce sont l’ajustement osmotique et osmoprotection. Dans l’ajustement osmotique, ils agissent comme des osmolytes pour faciliter la rétention de l’eau dans le cytoplasme et permettant la séquestration du NaCl à la vacuole ou l’apoplaste. Les osmolytes, généralement de nature hydrophilique, sont des molécules peu chargées mais polaires et très solubles (SAIRAM et TYAGI, 2004), protègent la structure cellulaire en interagissant avec les membranes, complexes protéiques, ou enzymes. Ces composés ont des caractéristiques de liaisons d’hydrogène qui leurs permettent de protéger des macromolécules des effets néfastes de l’augmentation de la force ionique dans les milieux avoisinant (CROW et al., 1992). Par une association étroite entre les protéines et les composants de la membrane, les polyols compensent la perte de l’eau pendant le stress (PARIDA et DAS, 2005). Une autre fonction attribuée à ces osmolytes constitue la protection contre l’action des radicaux oxygénés suite au stress salin (NOCTOR et FOYER, 1998; ALIAl et al., 1999; BLUMWALD et al., 2004). Les hydrates de carbones comme les sucres (le glucose, le fructose, la saccharose et le fructane) et l’amidon s’accumulent sous le stress salin (PARIDA et al., 2002). Chez Vicia faba la salinité cause la diminution des sucres solubles (GADALLAH, 1999). Sous les conditions de salinité, le taux de l’amidon diminue dans les racine du riz mais ne change pas dans la partie aérienne (PARIDA et al., 2002). La proline s’accumule dans les feuilles, les tiges et les racines de Pringlea antiscorbutica et cet osmolyte s’accumule 2 à 3 fois plus dans le cytoplasme que dans la vacuole (PARIDA et DAS, 2005). 18 CHAPITRE I Synthèse bibliographique Fig. 01- Principales cibles cellulaires de la réponse des plantes au stress salin (HASEGAWA et al., 2000). 19 CHAPITRE I Synthèse bibliographique III- LA BENTONITE 1. Définition de la bentonite La bentonite est une roche argileuse, friable, tendre et onctueuse au toucher, sa teinte dépend des composés minéraux et impuretés (matière organique et oxydes des métaux) qui lui sont étroitement associés. Elle est blanche, grise ou légèrement jaune. Elle se caractérise par une capacité élevée d’adsorption, d’échange ionique et de gonflement. Les bentonites sont des silicates d'alumine hydratés appartenant au groupe des Montmorillonites de formule brute : Si4 (Al (2-x) Rx) (O10, H2O) (Cex, nH2O) ou Si4 (Al (2-x) Rx) (H2O) n avec : - R = Mg, Fe, Mn, Zn, Ni - Ce (cations échangeables) = Ca, Na, Mg. La bentonite est une argile douée de propriétés de surface (caractère, affinité pour l'eau, capacité d'adsorption de composés électro-possitifs,...) (BOURAS, 2003; BOUGDAH, 2007; BOUAZZA, 2012). 2. Structure de la bentonite La montmorillonite (figure 2) est le constituant principal de la bentonite (BOUAZZA, 2012). La montomorillonite provient de la transformation naturelle des cendres volcanique dans l’altération s’est produit il y a des milliers d’années par lessivage alcalin ou acide (THOMASSIN et al., 2008). Elle fut découverte pour la première fois en 1847 dans la montagne de Montmorillon dans la Vienne (France) (Damour, 1847). La montmorillonite c’est un phyllosilicates 2:1 (famille de smectites) dans lequel la charge négative de la couche est électriquement équilibrée par une charge égale, des cations échangeables (Ca2+, Mg2+, H+, K+, NH et Na+) situés principalement entre ces couches silicates; ces cations ne font pas partie de la structure et garde une certaine mobilité (BOUAZZA, 2012). Fig. 02- Structure idéale de la montmorillonite et de la beidellite (LUCKHAM et ROSSI, 1999). 20 CHAPITRE I Synthèse bibliographique 3. Surfaces spécifiques de la montmorillonite naturelles Plusieurs montmorillonites naturelles de surfaces spécifiques comprises entre 80 et 100 m2/g. Les surfaces spécifiques, les plus répandues dans la littérature, sont rassemblées dans le tableau 3. Elles montrent que l’aire spécifique de la montmorillonite de Maghnia est la plus élevée, comparée aux montmorillonites d’autres régions dans le monde (GUALTIERI et al., 2010). Tab. 03- Surfaces spécifiques de certaines bentonites naturelles. Surface spécifique BET (m2/g) Origines de la bentonite Naturelle Maghnia (Algérie) 80 (YOUCEF et ACHOUR, 2004) Mostaganem (Algérie) 56 (AMAR, 1981) Expansia (France) 67 (CHIRCHI et al., 1997) Wyoming (USA) 56 (ABDELLAOUI et al., 1999) Guangdong (Chine) 39 (P.X.WU et al., 2001) 4. Origine de la bentonite Les bentonites sont des argiles d'origine volcanique, constituées principalement de montmorillonite; l’altération et la transformation hydrothermale de cendres des tufs volcaniques riches en verre entraînent la néoformation des minéraux argileux (BESQ, 2003), qui font partie principalement du groupe des smectites. Les roches argileuses ainsi formées portent le nom de bentonite, d’après le gisement situé près de Fort Benton (Wyoming, Etats-Unis). Elle contient plus de 75% de montmorillonite (SLASLI, 2002; BESQ, 2003; YOUCEF et ACHOUR, 2004; BOUGDAH, 2007; BOUAZZA, 2012). En Algérie, les gisements de bentonite les plus importants économiquement se trouvent dans l’oranie (ouest algérien). On relève en particulier la carrière de Maghnia (Hamam Boughrara) dont les réserves sont estimées à un million de tonnes et de celle de Mostaganem (M’zila) avec des réserves de deux millions de tonnes (ABDELOUHAB et al., 1988; ACHOUR et YOUCEF, 2003; AYARI et al., 2004; MARDINI, 2006; BOUAZZA, 2012). 5. Types de bentonites On distingue trois types de bentonites par rapport à leur pouvoir de rétention de molécules organiques, qui sont : Bentonite sodique naturelle Bentonite calcique naturelle Bentonite activée (BOUGDAH, 2007). 21 CHAPITRE I Synthèse bibliographique 5.1. Bentonites naturelles En fonction de la nature du cation échangeable présent, il existe à l'état naturel deux types de bentonites: Les bentonites sodiques, où le sodium est le cation échangeable majoritaire, elles ont un fort pouvoir de gonflement et d'adsorption. Les bentonites calciques, où le calcium est le cation échangeable majoritaire, elles ont un pouvoir de gonflement et d'adsorption plus faible que les bentonites sodiques. Ces deux types de bentonites, éventuellement après un séchage à 80-90 °C, sont simplement broyés avant leur commercialisation (BOUGDAH, 2007). 5.2. Bentonites activées Afin d'améliorer les propriétés d'adsorption des bentonites calciques, ces dernières sont le plus souvent activées par du carbonate de sodium puis séchées et broyées; on obtient ainsi des bentonites calciques activées dont les propriétés sont égales ou supérieures à celles des bentonites sodiques. Les propriétés de ces bentonites ainsi activées ou permutées sont moins stables dans le temps (3 à 18 mois) et dépendent de l'activation et des taux de magnésium, calcium et sodium. Ces différents types de bentonites se présentent sous forme de poudre ou de granulés sphériques ou cylindriques. Elles ont des couleurs très variables allant du blanc pour les produits les plus purs au gris, beige ou vert pour les autres (BOUGDAH, 2007). 6. La capacité d’échange cationique (CEC) La capacité d’échange correspond à la quantité totale des cations qu’un sol ou un milieu peut adsorber et échanger dans des conditions de pH bien définis, on l’exprime en méq par 100g (LOZET et MATHIEU, 1990). Ces sites échangeables sont essentiellement liés à la présence de charges négatives permanentes à la surface de certains minéraux argileux ou à des charges variables de la matière organiques (SCHWERTHMANN et TAYLOR, 1977). Les minéraux argileux ont une capacité d’échange de cations qui dépend de leur nature (SAOUDI, 2001). 7. Les domaines d’utilisation de la bentonite La bentonite est largement utilisée dans de nombreux secteurs industriels, Elle possède d’excellentes propriétés adsorbants, souvent utilisée en catalyse dans l’industrie du pétrole (SWANAKER et al., 1996). A l’état brut, sa plus importante application, après cuisson au dessus de 1000°C, est la production de céramiques (porcelaine, faïence…etc). A l’état modifié, l’argile est utilisée dans l’industrie du papier, des produits cosmétiques, dans l’industrie pharmaceutique (fabrication des médicaments, tels : Smecta et Bedelix) (JULIA, 2008; JULIEN, 2009). Elle est utilisée pour la réalisation de barrières étanches pour les déchets industriels et ménage (géomembranes bentonitiques) et les déchets radioactifs (barrières ouvragées; poudres compactées) (JOZJA, 2003), pour la stabilité des forages de fait, de ses propriétés rhéologiques (BESQ, 2000) ainsi que le confinement 22 CHAPITRE I Synthèse bibliographique des métaux lourds dans le traitement des eaux contaminées par ces dernières (HAJJAJI et El ARFAOUI, 2009). A un degré moindre, la bentonite est utilisée dans de nombreux autres processus industriels tels que la fabrication des peintures, l’aménagement des routes en travaux publics (KUN, 2005). En agriculture, la bentonite contribue à l’augmentation de la teneur en azote assimilable dans le sol (REGUIEG et BELKHODJA, 2008), la bentonite améliore aussi les paramètres chimiques des sols sableux, l’application de la bentonite augmente la production agricole, l’économie de l’eau et les éléments fertilisants (HALILAT et TESSIER, 2006). 8. Choix de la bentonite La bentonite employée dans ce travail provient du gisement de Hammam Boughara situé à Maghnia (figures 3 et 4). Elle est caractérisée par une surface spécifique moyennent importante de l’ordre de 80 m2/g et un pH légèrement acide (tableau 4). Sa composition en oxydes métallique est diversifiée (tableau 5). Tab. 04- Caractéristiques physico-chimiques de la bentonite de Maghnia (YOUCEF et ACHOUR, 2004) Surface spécifique (m2/g) 80 Cations échangeables (meq/100g) 2+ Ca Mg2+ Na+ K+ pH 30.6 12.8 36.2 9.5 6.2 Tab. 05- Composition chimique de la bentonite brute de Maghnia (YOUCEF et ACHOUR, 2004) Constituants % SiO2 69.4 Al2O3 14.7 Fe2O3 1.2 CaO 0.3 MgO 1.1 Na2O 0.5 K2O 0.8 MO2 0.2 AS 0.05 23 CHAPITRE I Synthèse bibliographique La figure 03 illustre le profil pédologique du sol brun de Maghnia (JACQUES.B, 2006). L'horizon A supérieur est appauvri en argile et en fer, il est clair et perméable. L'horizon S sous-jacent concentre l'argile et l’oxyde de fer, il est plus coloré et présente une structure polyédrique ou prismatique. L’horizon C le plus clair, représente la roche-mère où ont lieu les prélèvements. Brun foncé Grumeleux Humifère Brun Polyédrique Roche-mère Fig. 03- Profil pédologique du sol brun (JACQUE, 2006). 24 CHAPITRE I Synthèse bibliographique Fig. 04- La localisation de la zone du prélèvement de bentonite. 25 CHAPITRE I IV- LA PLANTE Synthèse bibliographique Le gombo (Abelmoschus esculentus L.) 1. Historique Le genre, originaire du Sud-Est asiatique, est un complexe multi spécifique. Il fut défini au sein de la famille des Malvacées par le botaniste Allemand FRIEDRICH MEDIKUS à la fin du XVIIème siècle, ont été initialement classé dans le genre HIBISCUS, section Abelmoschus par LINNE(1737). En 1924, HOCHREUTINER proposa d'en faire un genre à part entière. Mais il se heurta à ses pairs qui estimaient qu'il n'y avait pas d'éléments pertinents pour l'accepter. Il a fallu attendre jusqu'en 1973-1974, avec BISWAS, TERREL et WINTERS, pour que les derniers éléments de polémique soient dissipés. La distinction reconnue est basée sur les caractéristiques du calice: spatiforme, le calice à cinq dents courtes est soudé à la corolle et est caduc après la floraison (HAMON, 1988; MARIUS et al., 1997). HOCHREUTINER organisait le genre en quatorze espèces, BORSSUM WAALKES en 1966 proposa une classification ne s'articulant qu'autour de six espèces. En 1968, BATES proposa quelques modifications dont le passage de la sous-espèce A. moschatus spp. tuberosus au rang d'espèce sous le nom de A. rugosus. A cet ensemble, il faut ajouter une espèce cultivée africaine mise en évidence par CHEVALIER en 1940, redécouverte par SIEMONSMA en 1982 et décrite sous le nom de A. eaillei par STEVELS en 1988 et 1990 (HAMON et CHARRIER, 1985; HAMON et al., 1992). 2. Données taxonomiques 2.1. Le genre Abelmoschus Le genre Abelmoschus appartient à la famille des Malvacées, laquelle comprend environ 1500 espèces surtout intertropicales. C'est une famille très facile à reconnaître par sa fleur qui a un aspect typique dû : - à cinq pétales à préfloraison tordue (chaque pétale est à la fois recouvert et recouvrant) ; - aux nombreuses étamines soudées en un tube (GUIGNARD, 1993). Se distinguant par les caractéristiques du calice, le genre Abelmoschus est constitué d'une série polyploïde dont l'organisation n'est pas aisée à saisir. On peut cependant distinguer trois niveaux de ploïdie. Un premier ensemble d'espèces possèdent des nombres chromosomiques de base compris entre 2n = 58 et 2n = 78 chromosomes. Il s'agit de A tubernaculatus, A. manihot, A. moschatus, Hibiscus coccineus, H grandiflorus et A. ficulneus. Le deuxième niveau comprend les polyploïdes issus directement des génomes de base (2n = 120 à 140) : ce sont A. 26 CHAPITRE I Synthèse bibliographique esculentus, A. tetraphyllus et A. pungens. Le dernier niveau comprend les Gombos de type" Guinéen" d'Afrique Occidentale à 2n=192 ou 194 chromosomes (CHARRIER, 1983). 2.2. L'espèce Abelmoschus esculentus Abelmoschus esculentus L.est une plante cultivée d'origine controversée. En effet, si l'origine du genre Abelmoschus ne souffre d'aucun débat, deux hypothèses s'affrontent quant à l'origine géographique d Abelmoschus esculentus L: - Certains auteurs, soutenant que l'un de ses ancêtres (Abelmoschus tuberculatus) est natif de Uttar Pradesh (Nord de l'Inde) suggèrent que l'espèce Abelmoschus esculentus est originaire de cette aire géographique. - D'autres, sur la base de sa culture antique en Afrique orientale et la présence de l’ancêtre (A. ficulneus) suggèrent que l'aire de domestication de Abelmoschus esculentus est le Nord de l'Egypte ou l'Ethiopie. Cependant, aucune preuve définitive n'est disponible aujourd'hui (HAMON et SLOTEN, 1995). Le gombo (Abelmoschus esculentus) est une plante exceptionnelle et originale car toutes ses parties (racines, tiges, feuilles, fruits, graines) sont valorisées sur les plans alimentaire, médicinal, artisanal et même industriel (MARIUS et al., 1997). En effet, il est parmi les légumes, une plante fournissant des produits à valeur nutritionnelle appréciable dépassant même celle de la tomate (HAMON et CHARRIER, 1997). Ses fortes teneurs en glucides, protéines, vitamines A et C, en fer, phosphore, potassium et magnésium ont été démontrées par HAMON et KOECHLIN (1991), NZIKOU et al., (2006). Après le pressage des graines, le tourteau contient 30% de protéines (MARIUS et al., 1997). De même, ses vertus thérapeutiques ont été argumentées par LAPOINTE (1987), NACOULMA (1996). Les graines torréfiées de gombo sont employées dans certaines régions du Nigeria comme substitut du café (SAWADOGO et al., 2009). 27 CHAPITRE I Synthèse bibliographique 2.3. Distribution géographique et écologique. L'espèce Abelmoschus esculentus est cultivée comme légume dans la plupart des régions méditerranéennes, tropicales, et subtropicales d'Afrique, d'Inde et d'Amérique (HAMON, 1988). En Afrique de l'Ouest, SIEMONSMA (1982) montré sa préférence pour la zone soudano-sahélienne. Néanmoins, on trouve aussi Abelmoschus esculentus dans les régions forestières en moindre quantité. I1 s'agit d'une adaptation écologique liée à la réponse photopériodique et au parasitisme. Dans ces régions, il occupe une place importante dans l'alimentation. Il est cultivé surtout pour ses fruits immatures qui sont consommés après cuisson. Dans certaines régions, les feuilles de gombo sont utilisées comme l'équivalent d'épinards (HAMON, 1988). Légende : 1 A. moschatus 5 A. crinitus 2 A. manihot 6 A. angulosus 4 A. ficulneus A. sp. type Guinéen Fig. 05- Répartition géographique des espèces du genre Abelmoschus (CHARRIER et HAMON, 1982). 28 CHAPITRE I Synthèse bibliographique 2.4. Classification APG II, 2003 de l’espèce L'espèce cultivée Abelmoschus esculentus L. porte des noms différents selon les pays: Okra ou Lady's finger en anglais, Gombo en français, Quimgombo en espagnol, Bhindi en hindi, Quiabero au Brésil et Bamiah en arabe. Les jeunes fruits produits par cette espèce sont utilisés comme légume. On récolte les fruits immatures de 3 à 6 cm de long, dont les fibres ne sont pas encore différenciées et dont les graines sont en cours de formation (CHEVALIER, 1940). Classification Phylogénétique (APG, 2003). Règne Sous-règne Division Classe Sous-classe Ordre Famille Genre Espèce Plantae Tracheobionta Magnoliophyta Magnoliopsida Dilleniidae Malvales Malvaceae Abelmoschus Abelmoschus esculentus L 2.5. La description botanique L’Abelmoschus esculentus (L.) est une herbacée annuelle dressée ou ligneuse à la base pouvant atteindre 3 m à 4 m de hauteur, non ramifiée avec un système racinaire bien développé. Les axes portant une pilosité hispide éparse, de 0,2-1,4 mm (GERMOSEN-ROBINEAU, 1999; FLORANCE, 2004; SINGH et al., 2005). a b c Fig. 06- Le gombo : a- graines; b- plante en fleur; c- fruit. 2.5.1. La tige La tige principale de Abelmoschus esculentus est cylindrique, de couleur pourpre ou verte, glabre ou légèrement pubescente et peut atteindre une hauteur de 1,5 à plus de 3 m. Elle se lignifie après un certain temps et présente des ramifications 29 CHAPITRE I Synthèse bibliographique latérales plus ou moms importantes suivant les variétés (DE LANNOY, 2001; SIEMONSMA et HAMOM, 2004). 2.5.2. Les feuilles Disposées en spirale, simples stipulées, présentant un limbe le plus souvent palmatilobé à palmatipartite en trois ou sept segments, les feuilles de gombo sont de couleur verte à rouge (DE LANNOY, 2001). 2.5.3. Les racines A. esculentus a un système racinaire relativement important qui permet de fixer la plante profondément dans le sol. Il est constitué d'une racine pivotante d'où se développent de nombreuses racines secondaires (DE LANNOY, 2001). 2.5.4. Les fleurs Les fleurs de gombo, comme celles de la plupart des Malvacées, sont éphémères, hermaphrodites, axillaires, solitaires et de grandes dimensions. Elles sont de couleur crème, jaune ou jaune d'or avec une coloration rouge à la base des cinq pétales libres. L'anthèse se produit très tôt dans la matinée. A l'aube, les fleurs sont épanouies. Elles demeurent ouvertes toute la matinée et se referment dans le milieu de l'après-midi. Elles sont fanées le soir et les pétales tombent dès le lendemain (HAMON, 1988; DE LANNOY, 2001). 2.5.5. Le fruit Le fruit est une capsule érigée, cylindrique, fusiforme, de section ronde (fruit lisse) ou anguleuse (5 à plus de 10 arêtes par fruit). De coloration variable (vert à rouge), les fruits peuvent être duveteux, légèrement rugueux ou épineux. Ils sont récoltés frais quelques jours après la floraison. En effet, la croissance du fruit est maximale la première semaine. Au-delà, il se lignifie et devient impropre à la consommation. A maturité, les fruits deviennent fibreux et s'ils ne restent pas complètement fermés, s'ouvrent par des fentes longitudinales (KOECHLIN, 1989; DE LANNOY, 2001) 2.5.6. Les graines De forme globuleuse à ovoïde, glabres ou duveteuses, les graines de gombo sont assez grosses et de couleur grise. Conservées dans les conditions favorables, elles peuvent conserver leur pouvoir germinatif durant deux ans et même plus (DE LANNOY, 2001). 2.6. Le cycle végétatif Le cycle varie de trois mois pour les variétés les plus précoces à un an et parfois plus pour les plus tardives (KOECHLIN, 1989). La multiplication se fait par graine. La germination a généralement lieu au bout d'une semaine. Selon la variété et les conditions climatiques, la floraison se produit un à deux mois après semis. Elle est 30 CHAPITRE I Synthèse bibliographique continue dans le temps. Abelmoschus est autocompatible. Cependant, il est aussi susceptible de fécondation croisée par des insectes pollinisateurs à un taux qui peut atteindre 20% (CHARRIER, 1983). Après la fécondation, la croissance du jeune fruit est rapide. L'ovaire de moins de 2 cm donne en trois jours un fruit de plus de 5 cm de long. La croissance est ralentie par la suite (HAMON, 1988). Pour l'utilisation en légumes, les jeunes fruits sont cueillis environ une semaine après la floraison. En enlevant régulièrement les jeunes fruits, on obtient une croissance végétative et une floraison soutenues, ce qui prolonge la durée de la période productive (SIEMONSMA et HAMON, 2004). La maturation correspond à la phase de lignification du fruit. Elle commence une semaine après la floraison et dure environ un mois. 3. Les exigences écologiques 3.1. Exigences climatiques Le gombo est une espèce bien adaptée aux climats chauds et humides. Il est sensible à la sécheresse mais cette sensibilité varie suivant les phases du cycle. SAWADOGO et al., (2006) ont montré que l'effet du stress hydrique en phase de boutonnisation est très néfaste pour le gombo et se manifeste par une baisse des composantes du rendement. Cependant, un arrosage artificiel peut permettre au gombo de satisfaire ses besoins en eau et en sels minéraux (DUPRIEZ et LEENER, 1983). En climat sahélien, les besoins en eau du gombo au cours d'un cycle cultural complet sont de l'ordre de 780 à 1000 mm (DE LANNOY, 2001). Abelmoschus esculentus L ne supporte pas des températures nocturnes trop basses. Il nécessite des températures supérieures à 20°C pour avoir une croissance normale. L'initiation florale et la floraison sont retardées à mesure que la température s'élève (DE LANNOY, 2001). Par contre, NANA (2005) a rapporté que les meilleurs rendements sont obtenus en période chaude. Le gombo est une plante photopériodique. C'est une plante à jours courts. Cependant, sa large répartition géographique jusqu'à des latitudes de 35-40° indique qu'il y a des différences marquées entre cultivars à cet égard (SIEMONSMA ET HAMON, 2004). 3.2. Exigences édaphiques Le gombo tolère une grande diversité de sols. Cependant, il préfère les sols profonds, limono-sableux, bien drainés et riches en matières organiques. Le pH optimal pour la culture du gombo varie de 6,2 à 6,5 (DE LANNOY, 2001 ; SIEMONSMA et HAMON, 2004; LIM CHAI, 2007). 4. Ressources génétiques Les variétés locales d’Afrique ne courent pas pour le moment un grand risque d’érosion génétique. Seuls les producteurs commerciaux ont tendance à passer à des cultivars commerciaux de gombo commun, tandis que les variétés locales des deux espèces sont généralisées en agriculture de subsistance. 31 CHAPITRE I Synthèse bibliographique Des études récentes sur la cytogénétique des gombos sont rares. Le nombre élevé de chromosomes des espèces cultivées les rendent particulièrement délicates. Le nombre de chromosomes (2n) d’Abelmoschus esculentus L. (Moench) a été rapporté de façon variable par les différents auteurs (voir tableau en annexe). Le nombre de chromosomes somatiques le plus fréquemment observé, est 2n = 130, bien que DUTTA et NAUG (1968) suggèrent que le nombre 2n = 72, 108, 120, 132 et 144 sont en série régulière de polyploïdes avec n = 12. 5. La culture du gombo On rencontre généralement le gombo en "culture de case", en association ou en juxtaposition avec une culture annuelle (mil, sorgho, ignames, riz, etc.) et plus rarement en culture de maraîchage autour des grandes agglomérations (KOECHLIN, 1989). FONDIO et al., (2007) ont rapporté que, dans le Centre de la Côte d'Ivoire, la période du 15 Mai au 14 Juin est la mieux indiquée pour le semis du gombo. Au Burkina Faso, le semis a généralement lieu en Juin. Afin d'obtenir une levée rapide et régulière, il est recommandé de faire tremper préalablement les graines dans l'eau pendant 24h, soit dans de l'alcool éthylique ou de l'acétone pendant 30 mn (DE LANNOY, 2001). Le semis se fait à raison de 1 à 3 graines par poquet et à une profondeur de 2 à 3 cm. Les densités de semis optimales sont comprises entre 50 000 et 150 000 plants/ha. Environ trois semaines après le semis, lorsque les plantes atteignent 8 à 10 cm de hauteur, on effectue le démariage à un plant/poquet. La germination et la croissance initiale sont fortement influencées par les pratiques culturales qui abaissent la température du sol telles que le paillage, un arrosage effectué avant le moment le plus chaud de la journée (SIEMONSMA et HAMON, 2004). Pour obtenir des résultats satisfaisants, il est recommandé d'incorporer 10 à 20 t/ha de fumure organique dans le sol au moment de sa préparation et d'apporter une fumure minérale de proportion 1-1-2 de NPK qui, en raison de la longueur du cycle végétatif de la plante, devra être fractionnée et appliquée à 30, 50 et 70 jours après semis (DE LANNOY, 2001). La cueillette des fruits immatures commence environ six jours après la première floraison et s'étale sur un à trois mois selon le cultivar. Pour la production de semences, les capsules sont récoltées plus tardivement, entre 75 à 95 jours après semis (DE LANNOY, 2001). La méthode la plus facile de conserver les graines est de les laisser dans les capsules (SIEMONSMA et HAMON, 2004). En situation favorable le rendement moyen est de l’ordre de 8 à 10 T/ha pour la variété Indiana et 10 à 12 T/ha pour la variété Clemson (COLEACP, 2008). 32 CHAPITRE I Synthèse bibliographique 6. Les maladies, insectes ravageurs et méthodes de lutte 6.1. Maladies Abelmoschus esculentus est excessivement sensible aux maladies (HAMON, 1981). Les maladies cryptogamiques les plus rencontrées sont: • La cercosporiose (Cercospora spp.) qui se manifeste par des taches foliaires. Les feuilles infectées se dessèchent et tombent. Il est possible de lutter contre cette maladie par des applications de manèbe, de captafol ou de benomyl (DE LANNOY, 2001). • Le flétrissement occasionné par Fusarium oxysporum f. sp. vasinfectum qui contamine le système vasculaire à partir des racines entraînant l'apparition de feuilles chlorotiques, un ralentissement de la croissance et finalement un flétrissement de la plante. Les moyens de lutte recommandés sont le recours à une rotation culturale d'au moins trois ans et la désinfection des semences (DE LANNOY, 2001). • Le blanc: les symptômes du blanc (Oïdum abelmoschi) apparaissent sous forme de taches poudreuses blanches sur les deux faces des feuilles qui se dessèchent et finissent par tomber (DE LANNOY, 2001; SIEMONSMA et HAMON, 2004). On peut lutter contre Oidum abelmoschi par poudrage ou pulvérisation de bicarbonate de soude ou de permanganate de sodium. On peut aussi utiliser des produits fongicides de type myclobutanyl (triazol). • Les maladies virales importantes rencontrées en Afrique tropicale sont dues au virus de la mosaïque du gombo, au virus de l'enroulement des feuilles et au virus de la mosaïque à nervures jaunes (Hibiscus yellow vein mosaïc virus, HYMV). Le virus de la mosaïque du gombo est surtout disséminé par la mouche blanche (Bemisia tabaci). On ne peut lutter contre ces virus qu'en luttant contre leurs vecteurs (DE LANNOY, 2001; SIEMONSMA et HAMON, 2004). 6.2. Insectes ravageurs On distingue essentiellement: • Les foreurs de tiges et de fruits (Earias spp., Heliothis spp., Pectinophora gossypiella, Pachnoda spp., Helicoverpa armigera). Pour limiter les dégâts, il convient de traiter à l'aide d'acéthoate, d'endosulfan ou de deltaméthrine (DE LANNOY, 2001). • Les jassides (Jacobiasca lybica) qui provoquent un jaunissement du bord des feuilles avec un enroulement vers le haut. Le Coléoptère Nisotra (spp.) perce de multiples petits trous dans les feuilles. En cas d'attaque importante de ces deux insectes, on peut traiter à l'aide de diméthoate (DE LANNOY, 2001). • Les adultes ainsi que les larves de la punaise des grames du cotonnier (Oxycarenus hyalinipennis) s'attaquent aux graines du gombo, surtout lorsque les capsules s'ouvrent à maturité (DE LANNOY, 2001). La lutte contre la punaise des graines du cotonnier n'est généralement pas nécessaire. Mais en cas d'attaque, la méthode de lutte conseillée est le ramassage à la main. 33 CHAPITRE I Synthèse bibliographique 7. Le traitement après récolte Les fruits de gombo peuvent être transportés sans difficulté en vrac et conservés ainsi pendant quelques jours sans trop de perte de qualité (SIEMONSMA et HAMON, 2004). Afin de pouvoir consommer ce légume toute l'année, les fruits sont conservés soit sous forme de rondelles séchées naturellement au soleil (Afrique et Inde), soit entiers par congélation ou stérilisation (USA) (CHARRIER, 1983). Après séchage, les fruits peuvent également être réduits en poudre pour la conservation (DE LANNOY, 2001). Le mucilage de gombo peut être extrait par broyage de la plante, élimination des cires et matières grasses par traitement à l'éther et à l'alcool, suspension du matériel purifié à l'eau, filtrage et concentration du filtrat (SIEMONSMA et HAMON, 2004). 8. Intérêt socio économique Le gombo est une plante d'importance socio-économique certaine. Son originalité est que toutes les parties de la plante sont utiles soit dans l'alimentation, soit dans la médecine, dans l'artisanat ou dans l'industrie. Ainsi, les racines contiennent un mucilage à usage médicinal. La tige est constituée de fibres qui sont utilisées localement pour la confection de cordes, de sacs, de paniers, de lignes de pêche et de pièges à gibier. Les fibres servent aussi dans l'industrie textile et dans la fabrication de papier et de carton (MARIUS et al., 1997; DE LANNOY, 2001; SIEMONSMA et HAMON, 2004; SHAMSUL et ARIFUZZAMAN, 2007). Les feuilles sont parfois utilisées comme base de cataplasmes, comme émollient, sudorifique ou antiscorbutique et pour traiter la dysurie (SIEMONSMA et HAMON, 2004). Mais le gombo est surtout cultivé pour ses fruits. Les jeunes fruits constituent en effet un légume utilisé dans presque toutes les sauces. Ils contiennent un mucilage ayant des propriétés variées de stabilisateurs des dispersions, substitut de plasma sanguin, fluidifiant des systèmes liquides et sanguins (MARTIN et al., 1981; MARIUS et al., 1997). Selon HAMON (1988), le gombo présente deux intérêts majeurs: sa teneur élevée en protéines, calcium et vitamines, permettant de pallier de nombreuses déficiences et la possibilité de l'envisager dans les projets de diversification alimentaire. Au regard de sa composition (tableau 6), le gombo pourrait effectivement jouer un rôle essentiel dans la lutte contre la malnutrition. Les graines de gombo constituent une source d'huile à usage comestible après raffinage. L'huile des graines de gombo est riche en protéines et en éléments minéraux comme le phosphore, le magnésium, le calcium et le potassium (NZIKOU et al., 2006). 34 CHAPITRE I Synthèse bibliographique Tab. 06- Valeur nutritive pour 100 g de gombo consommés (GRUBBEN, 1977 ; CHARRIER, 1983) Eléments nutritifs Organes Matière sèche (g) Fruit 10,4 Feuilles 10 Energie (Keal) 31,00 33,00 Protéines (g) 1,80 2,00 Calcium (mg) 90,00 70,00 Fer (mg) 1,00 1,00 Carotène (mg) 0,10 0,99 Thiamine (mg) 0,07 0,10 Riboflavine (mg) 0,08 0,10 Niacine (mg) 0,80 1,00 Vitamine C (mg) 18,00 25,00 9. Production mondiale Selon la FAO (2011), le premier producteur du gombo dans le monde est l’Inde (5884000 tonnes) ce qui représente 76% de la production mondiale suivie de Nigeria (1060620 tonnes) avec 14%, le soudan 3%, l’Irak et la Côte d’Ivoire 2%. L’Egypte figure le septième producteur mondial du gombo après le Pakistan avec une production de 84041 tonnes. Tab. 07- Production du gombo dans le monde (FAO, 2011). Pays Pourcentage % Inde 76 Nigéria 14 Soudan 3 Irak 2 Cote d’ivoire 2 Pakistan 1 Egypte Ghana 1 1 35 CHAPITRE II MATERIEL ET METHODES CHAPITRE II – Matériel et méthodes 1-Matériel végétal Le matériel végétal que nous avons étudié est représenté par des graines d’une espèce du gombo (Abelmoschus esculentus L.). Les graines sont récoltées en juillet 2012 à partir de plantes de gombo cultivées sur une parcelle d’un terrain agricole situé dans la région de Sig (Mascara) (figure 07). Les graines on été choisies selon leurs tailles, l’état sanitaire et la couleur du tégument, puis conservées dans un réfrigérateur à + 4 °C pour levées leur dormance. Après les graines sont prélevées pour entamer les expérimentations. Fig. 07- Localisation de la zone de récolte (SIG). 36 CHAPITRE II MATERIEL ET METHODES 2. Méthodes Le travail expérimental est réalisé en deux expérimentations : La 1ère phase expérimentale se déroule entièrement au laboratoire dont l’objectif est l’étude spécifique du comportement germinatif vis-à-vis le stress salin. La 2ème phase expérimentale se déroule dans une serre à l’exploitation de l’université d’Oran (IAP). Cette 2ème phase a pour objectif, l’étude de l’action combinée bentonite salinité sur quelques paramètres physiologiques. 2.1. Effet du stress salin sur la germination 2.1.1. Préparation des graines Les graines du gombo sont stérilisées par l’alcool éthylique (70°C) pendant une minute, puis trempées dans l’hypochlorite de sodium pendant 20 minutes et rincées plusieurs fois à l’eau distillée, et puis on procède à une imbibition des graine pendant 2 heures à l’eau distillée. (GUY, 1993; 2000; BESMA et MOUNIR, 2010). Les graines sont ensuite séchées sur papier filtre stérile. 2.1.2. Test de germination La mise en germination des graines est réalisée dans les boites de Pétri de 10 cm entre deux couches de papier filtre stérile à raison de 12 graines par boite. Chaque essai porte sur 60 graines, soit 5 répétitions de 12 graines par boite de Pétri. Dans chaque boite de Pétri, nous avons ajouté 10 ml d'eau distillée (témoins); dans les autres cas, nous avons ajouté 10 ml de solution contenant 5,84 g/l (100 meq), 8,76 g/l (150 meq) et 11,68 g/l (200 meq) de NaCl (figures 08- a, b et c), ensuite les boites, sont soigneusement fermées et entourées avec du parafilm pour éviter l’évaporation de la solution d’imbibition. a b Fig. 08- a et b : Préparation des solutions saline ; c c : Distribution des graines dans les boîtes de Pétri 37 CHAPITRE II MATERIEL ET METHODES La germination est effectuée à l’obscurité dans une étuve à 28°C dotée d’un thermostat assurant une stabilité thermique convenable (Figure 09). 28 Fig. 09- La mise en germination des graines dans l’étuve. Le critère de germination retenu correspondant à la sortie de la radicule hors des téguments de 2 mm (SAYAR et al., 2010). La germination est relevée quotidiennement, pendant 5 jours afin de déterminer l’énergie germinative et le pouvoir germinatif. Au cours de cet essai les paramètres étudiés sont: Précocité de germination Ce paramètre est déterminé lorsque nous observons les premières graines germées. Dans ce cas, la précocité de germination est exprimée par le taux des premières graines germées correspondant à l’intervalle de temps entre le semis des graines et les premières graines germées (BELKHODJA, 1996). Généralement la précocité de la germination correspond au pourcentage des graines germées après 24 h du semis. - - Vitesse de germination Elle permet d’exprimer l’énergie de germination responsable de l’épuisement des réserves de la graine (SCOTT S et al., 1984). Elle caractérise la variation dans le temps des taux de germination dès l’apparition de la première pointe de la radicule d’une des graines jusqu’à la stabilité de la germination. Elle peut s’exprimer par : Le taux de germination obtenu à un moment donné. Le temps moyen de germination (T50) (le temps au bout duquel on atteint 50% des graines germées) (COME, 1970). Le coefficient de vélocité (Cv) proposé par KOTOWSKI (1926) avec un temps moyen de germination (Tm). . 38 CHAPITRE II MATERIEL ET METHODES Cv = (N1 + N2 + N3 +….+Nn / N1T1 + N2T2 + N3T3 +….+NnTn) × 100 Tm = N1T1 + N2T2 + N3T3 +….+NnTn / N1 + N2 + N3 +….+Nn N1 : Nombre de graines germées au temps T1 N2 : Nombre de graines germées au temps T2 N3 : Nombre de graines germées au temps T3 Nn : Nombre de graines germées au temps Tn TIMPSON (1965) a proposé de calculer la vitesse de germination par la somme des pourcentages partiels obtenus. Zn = N1 + N2 + N3 +….+Nn N1, N2, N3,….,Nn représentent les pourcentages de graines germées après 1 jour, 2 jours, 3 jours,……, n jours. Dans notre étude, nous avons retenu la formule de KOTOWSKI consistant à calculer le Coefficient de Vélocité (Cv) et le Temps moyen de germination (Tm). - Moyenne journalière de germination (MDG= Mean Daily Germination) Selon Osborne et al (1993), MDG est le pourcentage de germination final/nombre de jours à la germination finale. - Cinétique de germination Pour mieux appréhender la signification écologique du comportement germinatif des génotypes étudiés ainsi que l’ensemble des événements qui commencent par l’étape cruciale d’absorption de l’eau par la graine et se terminent par l’élongation de l’axe embryonnaire et l’émergence de la radicule à travers les structures qui entourent l’embryon. Cette cinétique est établie à partir des taux cumulés de graines germées c'est-à-dire la variation des taux de germination en fonction du temps exprimé en jour sous toutes les conditions de traitement testé. Les courbes de germination donnent une idée complète de l’évolution de la germination d’un lot de semences placé dans des conditions déterminées (HAJLAOUI et al., 2007). - Taux de germination final Ce paramètre constitue le meilleur moyen d’identification de la concentration saline qui présente la limite physiologique de germination des graines. Il est exprimé par le rapport nombre de graines germées sur nombre total de graines (COME, 1970). Le taux de germination (Tg) est calculé selon la relation : Tg= Ni.100/Nt Ni : nombre des graines germées. Nt : nombre totale de graines utilisées. 39 CHAPITRE II - MATERIEL ET METHODES Teneur moyenne en eau (TME) Les teneurs en eau des plantules sont déterminées par le calcul du pois frais (PF) des plantules avant de mettre à sécher dans l’étuve à 80°C pendant 48 heures; le poids sec est ensuite déterminé (PS) et la teneur en eau est calculé par la formule de (MONNEVEUX, 1991). PF -PS TE= PF a Fig. 10- a : poids frais des plantules; X 100 b b : séchage des plantules à l’étuve Elongation de la radicule L’élongation de la radicule est évaluée par la mesure de la taille de la radicule après 5 jours d’imbibition. La mesure est effectuée à l’aide d’une ficelle de coton, qui permet de prendre en compte les courbures de la radicule. - Traitement statistique Les résultats obtenus avec cinq répétitions sont statistiquement analysés à l’aide du test de Fisher au seuil de signification de 5% suivi par une analyse de corrélation, en utilisant le logiciel SPSS version 20. 40 CHAPITRE II MATERIEL ET METHODES 2.2. Action combinée bentonite salinité sur la plante 2.2.1. Préparation des pots Les pots utilisés sont en plastique avec une capacité de 600 g dont le fond est rempli d’une couche de gravier pour assurer un bon drainage. 2.2.2. Préparation de substrat de culture Le substrat utilisé correspond à un mélange du sable, bentonite et la tourbe. Le sable est récupéré au bord de la plage de Marsa Ben M’Hidi ayant subit plusieurs opérations successives, dont tamisage adéquat pour obtenir un sable fin, et éliminer tous les déchets et sables grossiers (figure 11-a). Puis un lavage de plusieurs fois à l’eau de robinet et à l’esprit de sel en vue d’éliminer tous les carbonates et les chlorures (figure 11-b), et après des rinçages consécutifs à l’eau déminéralisée pour faire disparaitre toutes traces de chlorure, pour tester la pureté de se sable, il a été procédé à l’utilisation de nitrate d’argent. Enfin le sable est séché à l’air libre (figure 11-c). a b c Fig. 11- a ; b et c : les étapes de la préparation du sable La bentonite utilisée est de la région de Maghnia, cette bentonite subit plusieurs traitements dont le broyage, tamisage (tamis à maille de 2 mm) et séchage, pour obtenir une poudre fine afin de faciliter son enfouissement et son mélange (figure 12- a et b). a b Fig. 12- a et b : les étapes de la préparation de la bentonite. 41 CHAPITRE II MATERIEL ET METHODES La tourbe utilisée offerte par le laboratoire de physiologie végétale Université d’Oran Es-Senia, sous sa forme commercialisée granulée (figure 13-a) a été préalablement broyée et tamisée au tamis à maille de 2 mm (figure 13-b) pour obtenir la forme représentée dans la photo (figure 13-c). a b c Fig. 13- a, b et c : la préparation de la tourbe. Le substrat préparé se compose de deux volumes de sable pour un volume de tourbe, les doses de bentonites additionnées sont de l’ordre de 0, 2, 4, 6 et 8% et sont retenues par rapport au poids sec du substrat mélangé manuellement, afin d’obtenir un mélange homogène (figures 14 et 15). Tab. 08- Le Poids et la dose de chaque composant du substrat préparé. Dose de bentonite (%) 0 2 4 6 8 Pois sec de bentonite (g) 0 12 24 36 48 Dose de sable (%) 66,66 65,33 64 62,66 61,33 Pois sec de sable(g) 400 392 384 376 368 Dose de tourbe (%) 33,33 32,66 32 31,33 30,66 200 196 192 188 184 Poids sec de tourbe (g) 42 CHAPITRE II MATERIEL ET METHODES b a c Fig. 14- a et b : Préparation des doses de la bentonite ; c : Préparation des doses sableuses. b a Fig. 15- a : Distribution des pots dans la serre ; b : Homogénéisation du substrat. 2.2.3. Repiquage des graines germées Après cinq jours de germination, Les graines germées vont subir un repiquage dans des alvéoles contenant du terreau. Après l’obtention des plantules (figure 16-a) de 5 à 7 centimètres de longueur de la partie aérienne (3 semaines), elles ont été repiquées dans des pots préparés (figure 16-b) dans une serre à l’exploitation de l’Université Es-Senia d’Oran (IAP), dont les conditions sont contrôlées (Température, humidité et le vent). a b Fig. 16- a : Les plantules repiquées dans les alvéoles ; b : repiquage dans les pots. 43 CHAPITRE II MATERIEL ET METHODES 2.2.4. L’arrosage On procède à une irrigation à 60 % de la capacité de rétention du substrat soit 80 ml par pot qui est déterminée par la différence entre la quantité d’eau apportée avant l’arrosage et celle récupérée après 24 heures de décantation (méthode adoptée par le laboratoire). L’arrosage est fait 3 fois par semaine, 2 fois à l’eau déminéralisée et une fois à la solution nutritive de type HOAGLAND et ARNON (1938) dilué à 1/1000ème couramment utilisé au laboratoire de physiologie végétale. Tab. 09- Composition de la solution nutritive de HOAGLAND (1938). Poids g.l-1 Solution mère Macroéléments KNO3 191.90 (NO3)Ca, 4H2O 129.80 NO3 NH4 210.00 SO4 Mg, 7H2O 61.50 PO4 H2K 54.40 PO4K2H, 3H2O 34.23 Oligoéléments Cl2Mn, 4H2O 1.80 CuSO4, 7H2O 0.176 ZnSO4, 7H2O 0.219 BO4 H3 2.861 MO7O24(NH4), 4H2O 0.285 EDTA ferrique (C10H12FeNaO8) 0.05 2.2.5. Application du stress Les pots sont répartis sur 4 doses de bentonite et reçoivent 3 traitements de sel où l’on a utilisé le chlorure de sodium, chaque dose de bentonite comporte 20 pots pour 3 trois concentrations de sel soit 100, 150 et 200meq .l-1 (Figure 17). Les pots témoins sont irrigués uniquement à l’eau déminéralisée pendant la période d’application du stress. Au 50ème jour après le repiquage, nous avons appliqué le stress salin, une fois au cours de la dernière semaine avant le prélèvement des échantillons pour les analyses. 44 CHAPITRE II MATERIEL ET METHODES Dose de Nacl (meq.1-1) 0 100 20 pots avec 0% Bentonite 150 200 0 100 20 pots avec 2% Bentonite 150 200 0 20 pots avec 4% Bentonite 100 150 200 0 20 pots avec 6% Bentonite 100 150 200 0 20 pots avec 8% Bentonite 100 150 200 Fig. 17- Schéma représente le dispositif expérimental adopté à la serre. 45 CHAPITRE II MATERIEL ET METHODES 2.2.6. Mesure des paramètres physiologiques 2.2.6.1. Prélèvement et préparation du matériel végétal Après une semaine de stress, les plantes ont été déterrées de leur substrat soigneusement, puis, la séparation des tiges, des feuilles ainsi que des racines est effectuée. Afin d’éviter toute contamination avec le substrat de culture, la partie souterraine est rincée rapidement à l’eau de robinet ensuite séchée avec du papier absorbant. a b Fig. 18- a et b : Prélèvement de la plante et élimination du substrat Chaque organe séparé doit être pesé afin d’avoir son poids frais (Pf) à l’aide d’une balance analytique ensuite enveloppé dans un papier aluminium numéroté. Ce dernier est mis dans l’étuve à 80°C pendant 48 heures. Après l’étuvage, les échantillons sont pesés pour avoir les poids secs (Ps) (feuilles, racines) afin de déterminer la teneur relative en eau. La teneur en eau des organes est déterminée par la formule : TE(%) = (poids frais –poids sec) / poids frais x 100 a b c Fig. 19- a et b : préparation des échantillons ; c : poids frais d’un échantillon (feuilles) 46 CHAPITRE II MATERIEL ET METHODES Les échantillons ont été par la suite broyés à l’aide d’un mortier. La fine poudre obtenue est mise dans des piluliers fermés hermétiquement avec des bouchons plasmas (figure 20); le tout est déposé dans un congélateur pour la suite des opérations. a b Fig. 20- a et b : broyage des échantillons. 2.2.6.2. Extraction des éléments minéraux Les analyses de quelques éléments minéraux ont été effectuées sur les feuilles et les racines et ont porté sur la détermination des teneurs en sodium, en calcium et en potassium. L’analyse des sels minéraux a été réalisée selon le protocole de LAFON et al., (1996), cette méthode consiste à déterminer la composition en éléments minéraux d’une plante en procédant d’abord par calcination et puis la destruction complète de la matière organique (MARTIN-PREVEL al., 1984) : Après séchage de la poudre fine issue du broyage à l’étuve à 70°C pendant 16 heures, seulement 100 mg est déposée dans un creuset en porcelaine (figure 21-a), ensuite, le creuset est mis dans un four dont la température est augmentée progressivement jusqu’à 450°C et qui est ainsi maintenue pendant 2 heures (figure 21- b et c), a b c Fig. 21- a : Préparation de 100 mg pour chaque échantillons avec une balance analytique ; b et C: Les creusets en porcelaine mises dans le four à moufle à 450°C. 47 CHAPITRE II MATERIEL ET METHODES Humecter les cendres par 2 ml d’acide nitrique (HNO3) après refroidissement, puis, les creusés ont été mis sur la plaque chauffante jusqu’à l’évaporation complète de cet acide (figure 22). Ensuite, on les a remis au four une autre fois mais seulement pour une heure. a b . Fig. 22- a et b : La phase après calcination. La cendre obtenue et dissoute dans 3 ml d’acide chlorhydrique (HCl) (6N), le volume a été amené par la suite à 50 ml (par de l’eau distillée) (figure 23-a). Filtrer le mélange sur papier filtre sans cendre (WATMAN) dans un flacon sur lequel le numéro de l’échantillon est inscrit (figure 23-b). a b Fig. 23- a et b : dosage et filtration. Déposer les flacons dans un congélateur (figure 24) pour la suite de l’opération (dosages par spectrophotomètre à flamme pour les trois éléments minéraux à savoir le sodium, le potassium et le calcium). 48 CHAPITRE II MATERIEL ET METHODES Fig. 24- Stockage des flacons dans un congélateur. 2.2.6.3. Dosage du sodium, potassium et calcium par le spectrophotomètre à flamme Les valeurs obtenues sont exprimées en ppm. - Potassium Pour préparer une solution standard de potassium, il faut mettre 1.000 g du chlorure de potassium (KCl) desséchés dans une fiole jaugée d’un litre de capacité et on complète le volume avec de l'eau déminéralisée jusqu’au trait de jauge. - Sodium Pour préparer une solution standard de sodium, il faut mettre 1.000 g du chlorure de sodium (NaCl) desséchés dans une fiole jaugée d’un litre de capacité, dissoudre avec 08 ml d'eau déminéralisée et 08 ml d’HCl concentré et complèter le volume avec de l'eau déminéralisée jusqu’au trait de jauge. - Calcium Pour préparer une solution standard de calcium (1.000 mg.l-1), on met 2.4973 g du carbonate de calcium (CaCO3) desséchés dans une fiole jaugée d’un litre de capacité, ajouter lentement goutte a goutte approximativement 08 ml d’HCl et on complète le volume avec de l'eau déminéralisée jusqu’au trait de jauge. 49 CHAPITRE II a MATERIEL ET METHODES b Fig. 25- a et b : La lecture des résultats par spectrophotomètre à flamme. 2.2.7. Analyse statistique Les résultats obtenus ont subi un traitement statistique par l’analyse de la variance avec un seuil de sécurité de 5% à l’aide du logiciel SPSS 20. 50 CHAPITRE III Résultats CHAPITRE III – Résultats 1. Effet du stress salin sur la germination des graines du gombo 1.1. Précocité de la germination Les résultats obtenus en figure 26 montrent les variations des pourcentages des premières graines germées après 24 h du semis. En absence de NaCl et juste après 24 heures de germination, les graines témoins atteignent un taux de 85%, par contre les graines exposées aux différentes doses de NaCl ne réagissent pas, et n’affichent aucune germination sous les trois concentrations de NaCl (100, 150 et 200) meq.l-1. Taux de germination (%) 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0 0 meq 100 meq 150meq 200meq NaCl Fig. 26- Précocité de la germination des graines du gombo (Abelmoschus esculentus L.) stressées à différente dose de NaCl. Tab. 10- Test statistique de signification de Fisher (P = 5%) de la précocité de la germination des graines du gombo stressées à 100, 150 et 200 meq.l-1 de NaCl. Témoin % de germination 84,60 ± 6,69 NaCl 100 meq.l-1 0 S NaCl 150 meq.l-1 0 S NaCl 200 meq.l-1 0 S L’analyse statistique du tableau 10 à l’aide du test de Fisher montre un effet significatif du NaCl par rapport au témoin sur la précocité de la germination des graines du gombo. 51 CHAPITRE III 1.2. Moyenne Germination) Résultats journalière de germination (MDG= Mean Daily Moyenne journalière de germination MDG est le Pourcentage de germination final/nombre de jours à la germination finale. Nous avons obtenu avec les graines du gombo non stressées (témoin) une moyenne journalière la plus élevée qui atteignent 50%, cette moyenne devient moins importante chez les graines stressées à 100 meq.l-1 de NaCl, et une moyenne journalière de germination très faible chez les graines stressées avec les doses qui dépassent 100 meq.l-1 c'est-à-dire 150 et 200 meq.l-1 . 60 Témoin(0meq) 50 NaCl(100meq) NaCl(150meq) 40 NaCl(200meq) 30 20 10 0 Témoin(0meq)NaCl(100meq)NaCl(150meq)NaCl(200meq) NaCl Fig. 27- Moyenne journalière de germination (MDG) des graines du gombo (Abelmoschus esculentus L.) selon la concentration en NaCl. 52 CHAPITRE III Résultats 1.3. Cinétique de germination La figure 28 montre l’évolution de la germination des graines du gombo en fonction du temps dans les différentes concentrations de NaCl. Taux cumulés des graines germées (%) 120 Témoin NaCl(100meq) 100 NaCl(150meq) NaCl(200meq) 80 60 40 20 0 1 -20 2 3 4 5 Jours Fig. 28- Cinétique de la germination des graines du gombo (Abelmoschus esculentus L.) (%) selon la concentration de NaCl Selon les courbes obtenues, on observe que la cinétique de la germination varie en fonction de la dose de NaCl, en effet seulement les graines témoins, germent dès le 1er jour du semis, alors que chez les graines traitées au NaCl, on trouve que la germination démarre après deux jours pour la dose 100 meq.l-1 , et 3 jours pour les dose 150 et 200 meq.l-1 Les graines témoins atteignent un taux de 100% après 2 jours, et pour atteindre ce même pourcentage les graines traitées avec 100 meq de NaCl ont besoin de 4 jours. Tandis que les graines traitées avec 150 et 200 meq de NaCl, ne germent qu’au bout du 3ème jour, et suivent une évolution lente, surtout pour la dose de 200 meq.l-1 qui atteignent un taux final 10% après 5 jours. 53 CHAPITRE III Résultats Tab. 11- Test statistique de signification de Fisher (P = 5%) de la cinétique de la germination (%) des graines du gombo stressées à 100, 150 et 200 meq.l-1 de NaCl. Témoin Jours NaCl NaCl NaCl 100 meq.l-1 150 meq.l-1 200 meq.l-1 1 84,60 ± 6,69 0S 0S 0S 2 100 31,40 ± 6,69 S 0S 0S 3 100 91,40 ± 8,50 S 33,2 ± 11,67 S 1,60 ± 3,57 S 4 100 100 S 54,60 ± 14,22 S 8,00 ± 5,65 S 5 100 100 S 56,40 ± 12,54 S 9,60 ± 3,57 S Le test statistique de Fisher sur la cinétique de germination (tableau 11) montre l’effet significatif de l’évolution de la germination dans tous les jours et dans les différents traitements. 1.4. Vitesse de germination La figure 29 indique que le coefficient de vélocité le plus élevé est celui des graines témoins (32 %), suivi par celui des graines soumises au stress salin à 100, 150 et 200 meq.l-1 avec des vitesses respectives de 26%, 24% et 22%. 35 5 4,5 30 4 25 3,5 3 20 15 2,5 CV 2 Tm 10 1,5 1 5 0,5 0 0 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq Fig.29- Coefficient de vélocité (cv) et temps moyen (Tm) de la germination des graines du gombo (Abelmoschus esculentus L.) en présence de salinité. 54 CHAPITRE III Résultats En revanche, le NaCl, déclenche une augmentation dans le temps moyen de la germination, soit de 3,82 et 4,16 et 4,41 respectivement sous l’effet des concentrations de NaCl 100, 150 et 200 meq. l-1. 1.5. Taux de germination final Les résultats portés dans la figure 30 présentent la réponse de la germination au stress salin. On remarque que chez les graines témoins, la capacité germinative est maximale et atteint 100% chez les graines témoins et pour celles recevant un stress salin (NaCl) à 100 meq.l-1. Par contre le taux final le plus faible a été enregistré chez les graines stressées à 200 meq.l-1 NaCl avec 10%. Alors que chez les graines stressées à 150 meq.l-1 NaCl le taux est inférieur à 60% (56,66%). Taux de germination 120 Témoin 100 100 meq 80 150 meq 60 200 meq 40 20 0 Témoin 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 30- Taux de germination final des graines du gombo (Abelmoschus esculentus L.) selon la concentration de NaCl. Tab. 12- Test statistique de signification de Fisher (P = 5%) du taux final de la germination des graines du gombo stressées à 100, 150 et 200 meq.l-1 de NaCl. Témoin % de germination 100 NaCl 100 meq.l-1 100 S NaCl 150 meq.l-1 56,40 ± 12,54 S NaCl 200 meq.l-1 9,60 ± 3,57 S L’analyse statistique (tableau 12) à l’aide du test de Fisher, montre un effet significatif des différentes doses du NaCl par rapport au témoin sur le taux final de germination. 55 CHAPITRE III Résultats 1.6. Teneur en eau Teneur en eau (%) Les résultats obtenus en figure 31, montrent que la teneur en eau la plus élevée est enregistrée chez les témoins avec une valeur maximale de 93,19%, c'est-à-dire chez les graines du gombo non stressées, alors que pour les graines stressés, nous avons remarqué un effet selon la concentration de NaCl, plus la concentration en NaCl augmente plus la teneur en eau diminue. 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0 Témoin 100 meq 150 meq 200 meq Témoin 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 31- Teneur en eau (%) chez les plantules du gombo (Abelmoschus esculentus L.) selon la concentration de NaCl. Tab. 13- Test statistique de signification de Fisher (P = 5%) de teneur en eau (%) des plantules du gombo stressées à 100, 150 et 200 meq.l-1 de NaCl. Témoin Teneur en eau (%) 93,54 ± 0,35 NaCl 100 meq.l-1 81,54 ± 0,84 S NaCl 150 meq.l-1 73,63 ± 1,26 S NaCl 200 meq.l-1 61,83 ± 0,97 S L’analyse statistique (tableau 11) à l’aide du test de Fisher montre une différence significative du tous les traitements au NaCl en comparant avec les graines témoins sur la teneur en eau. 56 CHAPITRE III Résultats 1.7. Elongation de la radicule Selon la figure 32, la longueur radiculaire diminue au fur et à mesure avec l’augmentation de la concentration de NaCl, la longueur maximale enregistrée chez les plantules témoin avec une valeur de 3,78 cm et diminuer jusqu'à 0,35 cm avec la concentration de 200 meq.l-1. Longueur de la radicule (cm) 5 4,5 4 3,5 Témoin 3 100 meq 2,5 2 150 meq 1,5 200 meq 1 0,5 0 Témoin 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig.32- La longueur radiculaire (cm) des plantules du gombo (Abelmoschus esculentus L.) selon la concentration de NaCl. Tab. 14- Test statistique de signification de Fisher (P = 5%) de la longueur radiculaire (cm) des plantules du gombo stressées à 100, 150 et 200 meq.l-1 de NaCl. Témoin Longueur de la radicule (cm) 3,78 ± 0,65 NaCl 100 meq.l-1 1,64 ± 0,89 S NaCl 150 meq.l-1 0,70 ± 0,41 S NaCl 200 meq.l-1 0,32 ± 0,14 S L’analyse des résultats (tableau 14) montre un effet significatif des différents traitements utilisés sur la longueur de la radicule. 57 CHAPITRE III Résultats 2. Action combinée bentonite salinité sur la plante 2.1. Bilan hydrique (Teneur en eau) 2.1.1. Sans traitement à la bentonite La figure 33 montre que la teneur en eau dans les deux organes (feuilles, racines) en absence de bentonite diminue au fur et à mesure avec l’augmentation de la concentration de NaCl. Les teneurs en eau dans les feuilles sont toujours plus élevées par rapport aux racines. Pour les deux organes on remarque une diminution dans la teneur d’eau dés le premier traitement de sel (100 meq.l-1). Une légère diminution est enregistrée sous la concentration 150 meq.l-1, et lorsqu’on double la concentration saline à 200 meq.l-1, on note une chute très importante de réserve d’eau dans les deux organes qui atteint 84,06% dans les feuilles, et 82,02% dans les racines. 92 Teneur en eau (%) 90 Feuilles 88 Racines 86 84 82 80 78 76 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 33 - Teneur en eau (%) dans les différentes parties (feuilles, racines) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) selon la concentration de NaCl et en absence de bentonite. L’analyse de la variance (Tableau 15) des teneurs en eau montre une différence hautement significative pour les racines des trois traitements salins appliqués, par contre les feuilles des plantes stressées ne présentent aucune différence significative, ce qui explique l’absence de l’action de la salinité sur les feuilles. 58 CHAPITRE III Résultats 2.1.2. Les plantes traitées à 2 % de bentonite La figure 34 montre, que la teneur en eau dans les deux organes feuilles et racines diminue en fonction du stress salin, plus la concentration de NaCl augmente plus la teneur en eau diminue ; Si on veut comparer ces résultats avec ceux obtenus en absence de bentonite (figure 33), on remarque que l’ajout de bentonite à 2% n’a aucun effet sur la teneur en eau. Teneur en eau (%) 90 89 Feuilles 88 Racines 87 86 85 84 83 82 81 80 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig.34 - Teneur en eau (%) dans les différentes parties (feuille, racine) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 2% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl. L’analyse statistique (Tableau 15) révèle une différence hautement significative chez les feuilles des plantes cultivées en 2% de bentonite et non stressées pour la teneur en eau, et une différence significative chez les feuilles stressées à 100 et 150 meq.l-1 de NaCl, par contre chez les feuilles stressées à 200 meq.l-1 ne présentent aucune différence significative. L’analyse indique également que la teneur en eau des racines de ces plantes cultivées en 2% de bentonite ne présente aucune différence significative chez les plantes non stressées et chez les plantes stressées à 150 et 200 meq.l-1 contrairement chez les racines des plantes stressées à 100 meq.l-1 l’analyse montre une différence significative. 59 CHAPITRE III Résultats 2.1.3. Les plantes traitées à 4 % de bentonite L’ajout de bentonite à 4% dans les substrats de culture améliore nettement la teneur en eau dans les deux organes des plantes non stressées. Si on fait une petite comparaison entre les mêmes concentrations dans les trois figures 33, 34 et 35, les résultats obtenus dans la figure 35 montrent que la teneur en eau devient toujours plus élevée par rapport à celles obtenues dans les deux figures 33 et 34. Donc d’après ces résultats, l’ajout de bentonite à 4% dans les substrats de culture améliore nettement le taux de la teneur en eau dans les deux organes des plantes quelque soient stressées par les différentes concentrations (100, 150 et 200) meq.l-1 ou non stressées. 94 Teneur en eau (%) 92 Feuilles Racines 90 88 86 84 82 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 35 - Teneur en eau (%) dans les différentes parties (feuilles, racines) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 4% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl. Les résultats obtenus en figure 35 montrent dans l’ensemble, que la teneur en eau des feuilles des plantes stressées est sensiblement équivalente et affiche des moyennes respectivement de 89,09%, 88,55% et 87,10% pour les trois concentrations retenues (100, 150 et 200) meq. Néanmoins ces taux sont nettement inférieurs à ceux enregistrés au niveau des feuilles des sujets non stressés qui atteignent un taux de 90,61%. La dose de bentonite à 4% sert à augmenter la teneur en eau des racines de manière importante, en effet la plus forte teneur en eau est inscrite chez les plantes non stressées avec un taux de 89,40. Une légère réduction de cette teneur hydrique est déclenchée avec l’application du stress à 100 et 150 meq correspondant à un taux de 60 CHAPITRE III Résultats rétention de 89,33 et 88,63% respectivement. Par contre la réduction devient plus importante avec l’application du stress à 200 meq.l-1 avec un taux de 85,51. L’analyse statistique montre que la majorité des résultats obtenus chez les plantes cultivées à 4% de bentonite est significative, sauf chez les plantes stressées à 200 meq.l-1 pour les feuilles et 150 meq.l-1 pour les racines, ces résultats sont non significatifs. 2.1.4. Les plantes traitée à 6 % de bentonite Teneur en eau (%) 92 90 Feuilles Racines 88 86 84 82 80 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 36- Teneur en eau (%) dans les différentes parties (feuilles, racines) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 6 % de bentonite avec différentes concentrations de NaCl. La figure 36 indique que les feuilles n’ayant subit aucun traitement salin retiennent 90,05 % d’eau, et pour les sujets traités à la salinité, une légère réduction à 100 meq correspondant à un taux de 88,37, ce chiffre régresse d’une manière plus significative dans les concentrations les plus élevées 150 et 200 meq et affichant les taux 85,43 et 83,78 respectivement. Concernant les résultats obtenus au niveau des racines, on remarque une stabilité en teneurs en eau au cours des trois traitements 0,100 et 150 meq. Une réduction importante de cette teneur est déclenchée avec l’application de stress à 200 meq correspondant à un taux de 85,80% Les résultats obtenus (tableau 15) montrent que la majorité des traitements appliqués devient non significative chez les feuilles sauf pour la concentration 200 meq.l-1 où le résultat est significatif. Par contre chez les racines, la majorité des résultats devient significative sauf pour les plantes non stressées. 61 CHAPITRE III Résultats 2.1.5. Les plantes traitée à 8 % de bentonite La figure 37 montre les variations des teneurs en eau pour les plantes cultivées à 8 % de bentonite et en différentes concentrations. D’après les résultats obtenus, les plantes qui sont exposées à forte dose de bentonite 8%, perdent d’avantage de bentonite qui sert à augmenter la capacité de rétention d’eau, et là, la bentonite devient juste un support physique. A partir de la dose 8 %, la bentonite n’a aucun effet sur la capacité de rétention d’eau. 90 Teneur en eau (%) 88 Feuilles 86 Racines 84 82 80 78 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 37- Teneur en eau (%) dans les différentes parties (feuilles, racines) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 8 % de bentonite avec différentes concentrations de NaCl. L’analyse statistique du tableau 15 révèle chez les feuilles une différence non significative pour les trois concentrations (0,150 et 200) meq.l-1 et une différence significative uniquement pour la concentration 100 meq.l-1. Alors que chez les racines l’analyse montre une différence non significative chez les plantes non stressées et la concentration la plus élevée, et une différence significative pour les deux autres concentrations 100 et 150 meq.l-1. 62 CHAPITRE III Résultats Tab.15- Test statistique de signification de Fisher (P = 5%) des teneurs en eau des feuilles et des racines de gombo (Abelmoschus esculentus L.) stressées pendant une semaine à la salinité et cultivées dans des substrats sableux amendés en bentonite. Dose de bentonite en (%) Dose de NaCl (meq.l-1) Teneur en eau (%) Feuilles 0 2 4 6 8 0 Racines 89,23 ± 0,90 85,69 ± 0,98 100 87,77 ± 0,69 NS 84,05 ± 0,62 S 150 86,60 ± 1,08 NS 83,79 ± 0,46 S 200 84,06 ± 1,03 NS 82,02 ± 1,15 S 0 88,35 ± 0,31 S 86,74 ± 1,04 NS 100 87,78 ± 0,52 S 84,31 ± 0,41 S 150 87,20 ± 0,52 S 84,72 ± 0,24 NS 200 85,54 ± 1,24NS 83,30 ± 0,47 NS 0 90,61 ± 1,57 S 89,40 ± 0,56 S 100 89,09 ± 0,60 S 89,33 ± 0,43 S 150 88,55 ± 1,65 S 88,63 ± 0,48 NS 200 87,10 ± 0,82 NS 85,51 ± 1,28 S 0 90,05 ± 1,00 NS 89,24 ± 0,78 NS 100 88,37 ± 1,05 NS 88,26 ± 0,36 S 150 85,43 ± 1,14 NS 88,27 ± 0,36 S 200 83,78 ± 0,48 S 85,80 ± 0,72 S 0 88,09 ± 1,11 NS 86,07 ± 0,87 NS 100 87,61 ± 0,44 S 84,17 ± 0,63 S 150 85,65 ± 0,78 NS 83,17 ± 0,61 S 200 83,73 ± 0,75 NS 82,11 ± 0,85 NS 63 CHAPITRE III Résultats 2.2. Bilan minéral (sodium, potassium et calcium). 2.2.1. Teneur en sodium (Na+) A. Sans traitement à la bentonite Teneur en sodium (ppm) La figure 38 montre que le niveau de sodium dans les feuilles est relativement moins important par rapport aux racines. Le traitement témoin enregistre un taux de sodium très faible de 30,72 ppm dans les feuilles, l’accumulation de cet ion dans les organes étudiés de gombo augmente proportionnellement avec la dose de la solution saline. Les valeurs augmentent à 39,92 ppm pour 100 meq.l-1, 52,94 ppm pour 150 meq.l-1 et passent à 69,04 ppm pour 200 meq.l-1. 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0 Feuilles Racines 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 38- Teneur en sodium (ppm) dans les différentes parties (feuilles, racines) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) selon la concentration de NaCl et en absence de bentonite. Les feuilles et les racines manifestent un même comportement en présence de NaCl, les plantes témoins (0 meq.l-1) pour les racines enregistrent des teneurs en sodium de 51,46 ppm, qui passent à 67,62 ppm, 74,76 ppm puis à 85,42 ppm respectivement pour des concentrations salines de 100, 150 et 200 meq.l-1. Le test statistique nous a permis de signaler des variations hautement significatives pour l’accumulation racinaire entre le témoin et les trois autres traitements salines, par contre chez les feuilles l’analyse des résultats devient significative uniquement avec la concentration 100 meq.l-1, alors qu’avec les deux autres concentrations les plus élevées, les résultats sont non significatifs. 64 CHAPITRE III Résultats B. Les plantes traitées à 2 % de bentonite D’après les résultats obtenus en figure 39, la teneur en sodium augmente dans les deux organes étudiés au fur et à mesure avec l’augmentation de concentration de NaCl. En effet, ces sols traités à 2 % de bentonite enregistrent une teneur en sodium de 25,12 ppm dans les feuilles des plantes non stressées, cette teneur passe à 57,62 et 62,3 puis à 66,22 ppm respectivement pour des concentrations salines de 100, 150 et 200 meq.l-1. Au niveau des racines, la teneur de sodium enregistre 41,68 ppm chez les plantes témoins c’est à dire non stressées, cette valeur passe à 59,02 ppm et 70,14 puis à 81, 86 ppm respectivement pour des concentrations 100, 150 et 200 meq.l-1. Notons que la teneur en sodium dans les racines reste plus élevée que celle des feuilles dans le substrat traité à 2 % de bentonite. Teneur en sodium (ppm) 90 Feuilles 80 Racines 70 60 50 40 30 20 10 0 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 39- Teneur en sodium (ppm) dans les différentes parties (feuilles, racines) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 2% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl. L’analyse statistique, révèle une différence non significative chez les feuilles uniquement qu’avec la concentration 200 meq.l-1, sinon les autres résultats et quelque soit le traitement appliqué ou l’organe analysé, le résultat est toujours significatif. 65 CHAPITRE III Résultats C. Les plantes traitées à 4 % de bentonite Dans les substrats traités par la bentonite à 4%, les teneurs en sodium au niveau des deux organes étudiés de la plante deviennent plus élevées comparativement au sol sans bentonite et au sol traité à 2 % de bentonite ; Teneur en sodium (ppm) En effet, ces sols à 4% enregistrent des teneurs en sodium dans les racines toujours plus élevées à celles obtenues au niveau des feuilles. 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0 Feuilles Racines 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 40- Teneur en sodium (ppm) dans les différentes parties (feuilles, racines) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 4% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl. D’après l’analyse statistique, une différence significative enregistrée pour l’accumulation racinaire quelques soit le traitement appliqué, alors que chez les feuilles les résultats deviennent significatifs avec les deux concentrations 100 et 200 meq.l-1, sinon les deux autres résultats (0,150) meq.l-1, sont non significatifs. 66 CHAPITRE III Résultats D. Les plantes traitées à 6 % de bentonite D’après les résultats obtenus dans la figure 40 et comparativement au substrat à 4% (figure 40), une augmentation conséquente a été remarquée pour les teneurs en sodium dans les feuilles et les racines de la plante, soit 40,38 et 78,54 ppm pour les plantes témoins, et 76,26 et 80,32 ppm à la dose 100 meq.l-1, et 82,02 et 83,88 ppm pour la dose 200 meq.l-1, respectivement pour les feuilles et les racines de gombo. Teneur en sodium (ppm) 90 80 70 60 50 40 Feuilles 30 Racines 20 10 0 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig.41- Teneur en sodium (ppm) dans les différentes parties (feuilles, racines) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 6% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl. L’analyse statistique montre une différence significative pour l’accumulation foliaire chez les plantes stressées ou non stressées. Cette différence devient hautement significative au niveau des racines chez les plantes non stressées et les plantes stressées avec les concentrations 100 et 150 meq.l-1, par contre avec la concentration la plus élevée 200meq.l-1 le résultat est non significatif. E. Les plantes traitées à 8 % de bentonite La figure 42 montre les teneurs obtenues du sodium dans les feuilles et les racines des plantes du gombo cultivés à 8 % de bentonite, et si on fait une petite comparaison avec la figure, on remarque nettement une augmentation dans les teneurs obtenues, ces augmentations des teneurs en sodium sont dues essentiellement à l’effet combiné de la présence de la bentonite d’une part et les concentrations salines appliquées à la plante d’autre part. 67 Teneur en sodium (ppm) CHAPITRE III Résultats 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0 Feuilles Racines 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 42- Teneur en sodium (ppm) dans les différentes parties (feuilles, racines) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 8% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl. D’après les résultats obtenus dans les sols à 8% de bentonites (figure 42), nous constatons que les teneurs en sodium dans les racines sont plus élevées comparativement à celles enregistrées chez les feuilles; ceci est valable pour les plantes non stressées et celles soumises à des concentrations salines. Le test statistique nous a permis de résoudre une différence hautement significative au niveau des racines quelque soit l’état de la plante. Alors que chez les feuilles qui reçoivent la concentration la plus élevée (200 meq.l-1) ne présentent aucune différence statistique par rapport aux feuilles témoins, par contre qu’avec les concentrations inférieures à 200 meq.l-1 (0,100 et 150), ces traitements affichent une variabilité significative. 68 CHAPITRE III Résultats Tab. 16- Test statistique de signification de Fisher (P = 5%) des teneurs en sodium des feuilles et des racines de gombo (Abelmoschus esculentus L.) stressées pendant une semaine à la salinité et cultivées dans des substrats sableux amendés en bentonite. Dose de bentonite en (%) Dose de NaCl (meq.l-1) Na+ (ppm) Feuilles 0 2 4 6 8 Racines 0 30,72 ± 1,71 51,46 ± 0,68 100 39,92 ± 0,74 S 67,62 ± 1,23 S 150 52,94 ± 1,70 NS 74,76 ± 1,52 S 200 69,04 ± 1,33NS 85,42 ± 1,00 S 0 25,12 ± 1,03 S 41,68 ± 0,94 S 100 57,62 ± 0,97 S 59,02 ± 0,78 S 150 62,30 ± 0,96 S 70,14 ± 1,28 S 200 66,22 ± 1,74 NS 81,86 ± 1, 42 S 0 36,12 ± 1,21 NS 71,88 ± 1,32 S 100 54,28 ± 1,20 S 73,26 ± 1,65 S 150 66,02 ± 1,25 NS 79,38 ± 1,43 S 200 78,00 ± 0,67 S 85,80 ± 0,90 S 0 36,12 ± 1,07 S 71,88 ± 0,71 S 100 54,28 ± 0,82 S 73,26 ± 1,24 S 150 66,02 ± 0,72 S 79,38 ± 1,26 S 200 78,00 ± 1,01 S 85,80 ± 1,29 NS 0 42,58 ± 1,01 S 80,44 ± 1,19 S 100 76,66 ± 1,00 S 85,22 ± 0,83 S 150 79,12 ± 0,65 S 88,48 ± 0,84 S 200 84,72 ± 1,42 NS 90,26 ± 1,26 S 69 CHAPITRE III Résultats 2.2.2. Teneur en potassium (K+) A. Sans traitement à la bentonite Concernant le dosage de potassium des plantes soumises à différentes concentrations salines et en absence de bentonite les résultats obtenus en figure 43 montrent, que la teneur en potassium dans les feuilles devient toujours plus élevée comparativement à celle enregistrée chez les racines. La teneur en K+ des feuilles marque une augmentation pour les plantes stressées (58,16 - 73,8 et 90,92 ppm) par rapport aux plantes témoins (37,16 ppm). La teneur en K+ des racines marque aussi une augmentation pour les plantes stressées (42,92 - 51,72 et 69,12 ppm) par rapport aux plantes témoins (27,22 ppm). Les résultats obtenus en figure 43 montrent aussi que le niveau de potassium dans les racines est toujours moins important par rapport à les feuilles. Teneur en potassium (ppm) 100 90 80 70 60 50 40 Feuilles 30 Racines 20 10 0 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 43- Teneur en potassium (ppm) dans les différentes parties (feuilles, racines) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) selon la concentration de NaCl et en absence de bentonite. Selon l’analyse statistique du tableau 17, la charge cationique racinaire en potassium montre que les valeurs obtenues pour ce paramètre sont hautement significatives pour les trois traitements salins. Alors que chez les feuilles la concentration le plus élevée ne présente aucune différence significative, par contre les deux autres concentrations 100 et 150, les résultats sont significatifs. 70 CHAPITRE III Résultats B. Les plantes traitées à 2 % de bentonite La teneur foliaire et racinaire diminue significativement par l’addition de bentonite par rapport aux résultats obtenus en absence de bentonite, c'est-à-dire que l’addition de bentonite diminue les teneurs en potassium chez les plantes stressées ou non stressées. Teneur en potassium (ppm) La teneur en K+ est augmentée au fur et à mesure avec l’augmentation de concentration de NaCl, et la teneur la plus élevée est enregistrée chez les plantes stressées à 200 meq.l-1 avec 83,54 ppm au niveau des feuilles et 60,12 ppm au niveau des racines. 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0 Feuilles Racines 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 44- Teneur en potassium (ppm) dans les différentes parties (feuilles, racines) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 2 % de bentonite avec différentes concentrations de NaCl. L’analyse de variance révèle clairement une grande sensibilité des racines pour ce paramètre chez tous les traitements additionnés qui nous a permis de conclure une variabilité significative par rapport aux témoins. Chez les feuilles, la seule différence non significative de point de vue statistique est celle enregistrée chez les plantes soumises à 150 meq.l-1. 71 CHAPITRE III Résultats C. Les plantes traitées à 4 % de bentonite D’après les résultats obtenus en figure 45, on remarque une diminution dans la teneur en K+ au niveau des feuilles et des racines pour les plantes stressées ou non stressées par rapport aux plantes cultivées à 2 % de bentonite et aux plantes cultivées en absence de bentonite. Cette teneur reste élevée pour les feuilles, et augmente significativement chez les deux organes sous l’influence des concentrations salines. Les valeurs obtenues au niveau des racines marquent une augmentation entre -1 le témoin 19,36 ppm et les différentes concentrations 100, 150 et 200 meq.l NaCl où les teneurs par respectivement enregistrent les valeurs 28,38 - 35,42 et 54,82 ppm. Les teneurs foliaires marquent aussi une augmentation entre le témoin 33,88 ppm et les plantes stressées à différentes concentrations salines 100, 150 et 200 meq.l-1 NaCl ou les teneurs par respectivement restent toujours en augmentation 50,46 - 63,2 et 72,32 ppm. Teneur en potassium (ppm) 80 70 60 50 40 Feuilles 30 Racines 20 10 0 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 45- Teneur en potassium (ppm) dans les différentes parties (feuilles, racines) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 4% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl. A travers le traitement statistique du tableau 17, il est constaté que chez les feuilles, la seule différence significative est celle enregistrée au niveau des plantes stressées à 100 meq.l-1. Alors que chez les racines tous les résultats des traitements appliqués deviennent significatifs. 72 CHAPITRE III Résultats D. Les plantes traitées à 6 % de bentonite La lecture des résultats obtenus dans la figure 46 indique, que la teneur en potassium dans les feuilles est plus élevée comparativement à celle enregistrée chez les racines; ceci est valable pour les plantes non stressées et celles soumises à des concentrations salines. On remarque aussi que la teneur foliaire reste toujours inférieure à 62 ppm quelque soit la concentration de NaCl, l’addition de 6 % de bentonite diminue nettement les teneurs en potassium dans les deux organes de la plante. La teneur atteint chez les plantes témoins 28,94 ppm au niveau des feuilles et 15,26 ppm au niveau des racines Teneur en potassium (ppm) 80 70 60 50 40 Feuilles 30 Racines 20 10 0 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 46- Teneur en potassium (ppm) dans les différentes parties (feuilles, racines) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 6% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl. Le test statistique apporté pour cette étude montre qu’il existe un effet significatif des traitements appliqués sur la teneur en potassium de chaque organe, cet effet est signalé pour tous les résultats. 73 CHAPITRE III Résultats E. Les plantes traitées à 8 % de bentonite La lecture des résultats obtenus en figure 47 indique dés la première vision que la teneur en potassium de plantes cultivées à 8% de bento1nite, au niveau des racines reste toujours inférieure à celle obtenue au niveau des feuilles On remarque une augmentation très importante dans la teneur foliaire et racinaire pour les trois concentrations salines et même pour les plantes témoins comparativement avec les plantes cultivées à 6 % de bentonite. Teneur en potassium (ppm) 90 80 70 60 50 40 Feuilles 30 Racines 20 10 0 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 47- Teneur en potassium (ppm) dans les différentes parties (feuilles, racines) du gombo (Abelmoschus esculentus L) cultivées à 8% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl. Le test de Fisher expose une différence hautement significative chez les racines dans les différents traitements appliqués, alors que sur les feuilles, le résultat devient non significatif uniquement à 100 meq.l-1 sinon les autres résultats sont significatifs. 74 CHAPITRE III Résultats Tab. 17- Test statistique de signification de Fisher (P=5%) des teneurs en potassium des feuilles et des racines de gombo (Abelmoschus esculentus L.) stressées pendant une semaine à la salinité et cultivées dans des substrats sableux amendés en bentonite. Dose de bentonite en (%) Dose de NaCl (meq.l-1) 0 2 4 6 8 K+ (ppm) Feuilles Racines 0 37,16 ± 3,19 27, 22 ± 2,12 100 58,16 ± 1,90 S 42,92 ± 2,25 S 150 73,80 ± 1,58 S 51,72 ± 2,08 S 200 90,92 ± 2,37 NS 69,12 ± 1,62 S 0 37,26 ± 2,22 S 30,82 ± 1,98 S 100 57,90 ± 2,23 S 49,22 ± 2,58 S 150 70,92 ± 2,78 NS 53,64 ± 2,98 S 200 83,54 ± 3,01 S 60,12 ± 2,45 S 0 33,88 ± 2,54 NS 19,36 ± 2,02 S 100 50,46 ± 1,96 S 28,38 ± 2,20 S 150 63,20 ± 2,43 NS 35,42 ± 0,71 S 200 72,32 ± 2,44 NS 54,82 ± 1,94 S 0 28,94 ± 2,81 S 15,26 ± 1,51 S 100 40,14 ± 2,03 S 20,88 ± 1,74 S 150 43,66 ± 2,18 S 28,22 ± 0,59 S 200 61,54 ± 8,22 S 41,42 ± 1,90 S 0 35,94 ± 1,30 S 21,30 ± 1,64 S 100 59,58 ± 3,06 NS 33,60 ± 0,65 S 150 65,78 ± 1,99 S 44,56 ± 2,11 S 200 75,74 ± 1,40 S 60,08 ± 2,12 S 75 CHAPITRE III Résultats 2.2.3. Teneur en calcium (Ca2+) A. Sans traitement à la bentonite Teneur en calcium(ppm) La première lecture des résultats obtenus en figure 48 indique que les teneurs en calcium au niveau les deux organes (tige, racine), augmentent au fur et mesure avec l’augmentation de la concentration saline, et ces teneurs en calcium au niveau des feuilles sont toujours plus élevées par rapport aux résultats obtenus au niveau des racines. La teneur en Ca2+ des feuilles marque une augmentation pour les plantes stressées (64,76 et 78,34 et 85,28 ppm) par rapport aux plantes témoins (56,42 ppm). Concernant les racines, la teneur en Ca2+ a enregistré une valeur de 25,84 ppm pour les plantes témoins, et puis, elle augmente à 36,66 ppm pour les plantes nourries à la solution saline à la concentration 100 meq.l-1 NaCl puis à 49,16 ppm pour les plantes alimentées par la solution saline à 200 meq.l-1. 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0 Feuilles Racines 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 48- Teneur en calcium (ppm) dans les différentes parties (feuilles, racines) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) selon la concentration de NaCl et en absence de bentonite. Le traitement statistique du tableau 18 montre que la seule différence non significative est celle enregistrée chez les feuilles des plantes stressées à 150 meq.l-1. Alors que d’autres résultats des traitements appliqués deviennent toujours significatifs quelque soit l’état de la plante. 76 CHAPITRE III Résultats B. Les plantes traitées à 2 % de bentonite D’après les résultats obtenus en figure 49 et comparativement avec les plantes cultivées en absence de bentonite (figure 48), on remarque nettement une chute significative dans la teneur en Ca2+ dans les deux organes feuilles et racines pour les concentrations salines 150 et 200 meq.l-1 NaCl. Une augmentation légère a été enregistrée dans la teneur de Ca2+ entre les différents traitements dans les deux organes feuilles et racines, et l’intervalle des résultats obtenus, entre les plante témoins et les plantes stressées à 200 meq.l-1 NaCl, devient plus faible comparativement avec les plantes cultivées en absence de bentonite. Teneur en calcium (ppm) 80 70 60 50 40 Feuilles 30 Racines 20 10 0 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig.49- Teneur en calcium (ppm) dans les différentes parties (feuille, racine) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 2 % de bentonite avec différentes concentrations de NaCl. Le test statistique (tableau 18) nous a permis de résoudre une différence hautement significative au niveau des racines quelque soit le traitement appliqué. Alors que chez les feuilles qui reçoivent la concentration, la plus élevée (200 meq.l-1) ne présentent aucune différence statistique par rapport aux feuilles témoins, par contre avec les concentrations inférieures à 200 meq.l-1 (0, 100 et 150), ces traitements affichent une variabilité significative. 77 CHAPITRE III Résultats C. Les plantes traitées à 4 % de bentonite La figure 50 montre une chute dans les valeurs obtenues au niveau des racines comparativement avec les plantes traitées à 2 % de bentonite, par contre, au niveau des feuilles, on remarque une augmentation par rapport aux plantes cultivées à 2% de bentonite, en plus les valeurs obtenues chez les feuilles enregistrent une diminution légère entre les plantes témoins (63,56 ppm) et les plantes stressées à 100 meq.l-1 NaCl (62,4 ppm); puis une augmentation à 69,14 et 71,36 ppm respectivement pour les concentrations 150 et 200 meq.l-1 NaCl. Teneur en calcium (ppm) 80 70 60 50 40 Feuilles 30 Racines 20 10 0 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 50- Teneur en calcium (ppm) dans les différentes parties (feuilles, racines) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 4% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl. A travers l’analyse statistique (tableau 18), on constate que chez les plantes cultivées à 4% de bentonite les mêmes résultats de signification avec ceux obtenus chez les plantes cultivées à 2%. 78 CHAPITRE III Résultats D. Les plantes traitées à 6 % de bentonite D’après les résultats obtenus (figure 51) dans les substrats à 6 % de bentonite et par rapport au sol à 4 % de bentonite, une diminution conséquente des teneurs en calcium a été remarquée dans les feuilles et les racines de gombo dans les différentes concentrations. Dans l’ensemble les teneurs en potassium sont plus importantes dans les feuilles par rapport aux racines, et représentent plus que le double des valeurs obtenues chez les racines. Teneur en calcium (ppm) 80 70 60 50 40 Feuilles 30 Racines 20 10 0 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 51- Teneur en calcium (ppm) dans les différentes parties (feuilles, racines) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 6% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl. D’après les résultats de l’analyse statistique du tableau 18, on constate que la seule différence non significative est celle enregistrée chez les feuilles des plantes stressées à 100 meq.l-1. Par contre avec les autres traitements appliqués, les résultats sont toujours significatifs quelque soit l’état ou l’organe de la plante. 79 CHAPITRE III Résultats E. Les plantes traitées à 8 % de bentonite Les résultats obtenus dans la figure 52 indiquent que la teneur en calcium dans les feuilles est plus élevée comparativement à celle enregistrée chez les racines; ceci est valable pour les plantes non stressées et celles soumises à des concentrations salines. Une chute des teneurs en calcium a été remarquée dans les feuilles et les racines de gombo dans les différentes concentrations par rapport aux plantes cultivées à 6 % de bentonite. Teneur en calcium (ppm) 70 60 50 40 30 Feuilles 20 Racines 10 0 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 52- Teneur en calcium (ppm) dans les différentes parties (feuilles, racines) du gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 8% de bentonite avec différentes concentrations de NaCl. Nous constatons que l’accumulation de calcium dans les feuilles est plus élevée dans les plantes stressées en comparaison aux plantes non stressées, ceci est valable pour les deux organes étudiés. Le test statistique apporté pour cette étude (tableau 18) montre qu’il existe un effet hautement significatif des traitements appliqués sur la teneur en calcium chez les racines et significatif chez les feuilles mais d’une manière toujours plus faible par rapport aux racines. 80 CHAPITRE III Résultats Tab. 18- Test statistique de signification de Fisher (P=5%) des teneurs en calcium des feuilles et des racines de gombo (Abelmoschus esculentus L.) stressées pendant une semaine à la salinité et cultivées dans des substrats sableux amendés en bentonite. Dose de bentonite en (%) Dose de NaCl (meq.l-1) Ca++ (ppm) Feuilles 0 2 4 6 8 0 Racines 56,42 ± 0,68 25,84 ± 0,53 100 64,76 ± 1,10 S 35,14 ± 0,95 S 150 78,34 ± 0,63 NS 39,42 ± 3,22 S 200 85,28 ± 1,19 S 49,16 ± 1,36 S 0 55,18 ± 1,11 S 25,64 ± 1,31 S 100 62,22 ± 1,00 S 29,10 ± 0,89 S 150 65,56 ± 1,93 S 31,64 ± 1,86 S 200 68,50 ± 0,80 NS 42,88 ± 1,13 S 0 63,56 ± 0,98 S 21,30 ± 0,60 S 100 62,40 ± 1,04 S 21,62 ± 1,05 S 150 69,14 ± 1,25 S 27,32 ± 0,61 S 200 71,36 ± 0,69 NS 32,24 ± 2,20 S 54,40 ± 1,60 S 16,40 ± 0,89 S 100 57,08 ± 0,96 NS 18,10 ± 0,85 S 150 60,72 ± 1,31 S 21,34 ± 1,45 S 200 68,70 ± 1,38 S 31,22 ± 1,13 S 0 42,40 ± 1,33 S 15,50 ± 0,88 S 100 47,90 ± 1,58 S 17,54 ± 0,63 S 150 50,24 ± 0,63 S 20,04 ± 1,36 S 200 59,66 ± 2,32 S 27,48 ± 0,79 S 0 81 CHAPITRE III Résultats 2.2.4. Etude du ratio K+/Na+ selon les organes de la plante A. Sans traitement à la bentonite Les résultats obtenus (figure 53) montrent que les feuilles maintiennent une haute ratio K+/Na+ dans les conditions normales (1,20) par rapport aux racines (0,52), ce ratio augmente avec la salinité 100 meq.l-1 NaCl dans les feuilles et les racines, avec l’augmentation de concentration en NaCl (150 et 200 meq.l-1). Il augmente aussi dans les racines (0,69 et 0,80 respectivement), et par contre enregistre une légère diminution dans les feuilles (1,39 et 1,31 respectivement). 1,6 Feuilles Rapport K+ /Na+ 1,4 Racines 1,2 1 0,8 0,6 0,4 0,2 0 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 53- Rapport potassium/ sodium dans les feuilles et racines des plantes de gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées en l’absence de bentonite et stressées pendant une semaine à la salinité. B. Les plantes traitée à 2 % de bentonite Chez les plantes traitées à 2% de bentonite les feuilles et les racines des plantes témoins enregistrent des ratios (1,48 et 0,73 respectivement) plus élevées par rapport aux plantes cultivées en absence de bentonite dans les témoins, ce ratio devient très équilibré dans les feuilles et les racines des plantes stressée à 100 meq.l -1, il enregistre toujours un équilibre important chez les feuilles et les racines des plantes stressées à 150 et 200 meq.l-1. 82 Rapport K+ /Na+ CHAPITRE III Résultats 1,8 1,6 1,4 1,2 1 0,8 0,6 0,4 0,2 0 Feuilles Racines 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 54- Rapport potassium/ sodium dans les feuilles et racines des plantes de gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 2% de bentonite et stressées pendant une semaine à la salinité. C. Les plantes traitées à 4 % de bentonite D’après les résultats obtenus en figure 55, on remarque une stabilité très importante de ratio K+/Na+ chez les feuilles (0,92 - 0,95) malgré l’augmentation de concentration en NaCl, par contre chez les racines, ce ratio enregistre une valeur très faible (0,26) chez les témoins et augmente au fur et à mesure avec l’augmentation de la salinité jusqu’il atteint la valeur la plus élevée chez les plantes stressées à 200 meq.l-1. Rapport K+ /Na+ 1,2 Feuilles Racines 1 0,8 0,6 0,4 0,2 0 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 55- Rapport potassium/ sodium dans les feuilles et racines des plantes de gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 4% de bentonite et stressées pendant une semaine à la salinité. 83 CHAPITRE III Résultats D. Les plantes traitées à 6 % de bentonite La figure 56 illustre le ratio K+/Na+. Les feuilles enregistrent 0,71 chez les témoins cultivés en 6% de bentonite ensuite ce ratio diminue et enregistre (0,52 et 0,55) avec l’application de la salinité (100 et 150) meq.l-1 de NaCl, ce même ratio enregistre chez les plantes stressées à 200 meq.l-1 de NaCl une valeur la plus élevée par rapport aux plantes cultivées à 6% de bentonite, mais il faut signaler que ce ratio reste toujours dans un intervalle de 0,52 à 0,75 c'est-à-dire une stabilité assez importante. Chez les racines, le ratio K+/Na+ enregistre les valeurs les plus faibles et il reste toujours inférieur à 0,5 malgré l’application de différentes concentrations de salinité. 0,9 Feuilles Rapport K+ /Na+ 0,8 Racines 0,7 0,6 0,5 0,4 0,3 0,2 0,1 0 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 56- Rapport potassium/ sodium dans les feuilles et racines des plantes de gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 6% de bentonite et stressées pendant une semaine à la salinité. E. Les plantes traitées à 8 % de bentonite La figure 57 montre les valeurs du ratio K+/Na+ obtenues chez les plantes cultivées à 8 % de bentonite, ce ratio comprend une stabilité très importante chez les feuilles et reste toujours dans l’intervalle de (0,77 à 0,89). Chez les racines, ce ratio enregistre la valeur la plus faible chez les témoins (0,26) et il augmente au fur et à mesure avec l’augmentation de la concentration saline jusqu'à (0,66) chez les plantes stressées à 200 meq.l-1. 84 Rapport K+ /Na+ CHAPITRE III Résultats 1 0,9 0,8 0,7 0,6 0,5 0,4 0,3 0,2 0,1 0 Feuilles Racines 0 meq 100 meq 150 meq 200 meq NaCl Fig. 57- Rapport potassium/ sodium dans les feuilles et racines des plantes de gombo (Abelmoschus esculentus L.) cultivées à 8 % de bentonite et stressées pendant une semaine à la salinité. Tab. 19- Test statistique de signification de Fisher (P = 5%) du rapport potassium/sodium des feuilles et des racines de gombo (Abelmoschus esculentus L.) stressées pendant une semaine à la salinité et cultivées dans des substrats sableux amendés en bentonite. Dose de bentonite en (%) Dose de NaCl (meq.l-1) 0 2 4 6 8 0 100 150 200 0 100 150 200 0 100 150 200 0 100 150 200 0 100 150 200 K+/Na+ (ppm) Feuilles Racines 1,20 ± 0,13 0,52 ± 0,03 1,45 ± 0,05 S 0,63 ± 0,04 S 1,39 ± 0,07 S 0,69 ± 0,03 S 1,31 ± 0,03 S 0,80 ± 0,01 S 1,48 ± 0,14 NS 0,73 ± 0,04 S 1,00 ± 0,04 S 0,83 ± 0,03 S 1,13 ± 0,05 S 0,76 ± 0,03 S 1,26 ± 0,04 S 0,73 ± 0,02 S 0,93 ± 0,09 S 0,26 ± 0,02 S 0,92 ± 0,02 S 0,38 ± 0,01 S 0,95 ± 0,04 S 0,44 ± 0,01 S 0,92 ± 0,03 S 0,63 ± 0,02 S 0,71 ± 0,07 S 0,19 ± 0,02 S 0,52 ± 0,02 S 0,25 ± 0,02 S 0,55 ± 0,02 S 0,34 ± 0,00 S 0,75 ± 0,01 S 0,49 ± 0,01 S 0,84 ± 0,04 S 0,26 ± 0,02 S 0,77 ± 0,04 S 0,39 ± 0,01 S 0,83 ± 0,01 S 0,50 ± 0,02 S 0,89 ± 0,02 S 0,66 ± 0,02 S 85 CHAPITRE III Résultats D’après les analyses statistiques du tableau 19, tous les résultats que nous avons obtenu sur le ratio K+/Na+ et quelque soit l’état de la plante stressée ou non stressée et dans les différentes doses de bentonite appliquées, les résultats sont toujours significatifs, exclusivement avec la dose de 2% de bentonite chez les plantes non stressées que le résultat obtenu ne présente aucune différence significative. Tab. 20- Effectif de dispersion ou de variance similaire au témoin Teneur en eau Feuilles+Racines 19 Feuilles 11 Racines 8 Na+ 7 6 1 Ca++ 4 4 0 K+ 6 6 0 K+/ Na+ 0 0 0 Tab. 21- Fréquence de dispersion ou de variance similaire au témoin Feuilles+Racines Feuilles Racines Teneur en eau 0,5 0,57894737 0,42105263 Na+ Ca++ K+ 0,18421053 0,10526316 0,15789474 0,31578947 0,21052632 0,31578947 0,05263158 0 0 K+/ Na+ 0 0 0 Les paramètres étudiés sont classés en ordre de sensibilité croissant par rapport aux conditions d'expérimentation teneur en eau < Na+ < K+ < Ca++ < K+/Na+. Concernant la teneur en eau, bien que l'impact des conditions appliquées sur la teneur en eau soit important, ce paramètre reste le moins influencé, que ce soit au niveau de l'individu (50%) ou de ces différentes parties, 57,89% des feuilles et 42,1% des racines. L’analyse des résultats obtenus sur le sodium et le potassium montre au niveau de l'individu le sodium est au 2ème rang de sensibilité aux variations des paramètres d'expérience suivi de prés par le potassium, en effet la sensibilité au niveau des feuilles est fortement similaire (31,57 %) mais c'est au niveau de la racine que 5,26 % le sodium préserve la même variance que le témoin. A travers les analyses que nous avons fait sur le ratio potassium/sodium, c'est au niveau de ce rapport que l'on peut apprécier l'impact des conditions appliquées sur tous les paramètres étudiés au niveau de tous les pots. Les conditions expérimentales (bentonite et salinité) impactent plus de 50 % des résultats individuels obtenus (Teneur en eau, Na+, Ca++, K+, K+/Na+), avec un maximum de 42,1% au niveau des parties d’où l'utilité de ces mesures. 86 CHAPITRE IV DISCUSSION DISCUSSION Le comportement physiologique et nutritionnel des plantes sont limités par différentes conditions environnementales dans lesquelles elles se développent. L’une de ces conditions est la salinité des sols qui constitue l’un des problèmes agricoles les plus importants, sous les conditions climatiques arides et semi-arides dans le monde (TURAN et SEZEN, 2007). La germination est un évènement critique pour le succès de l’établissement du cycle de vie des plantes; elle prédétermine largement les chances de survie des plantules jusqu’à la maturité (CHAUHAN et al., 2009). Selon LAURENT et AHMED, (1991), la germination correspond au passage de l’état de vie ralentie à l’état de vie active, les réserves qui assuraient le métabolisme résiduel de l’embryon vont être activement métabolisées pour assurer la croissance de la plantule. La première étape de la germination est l’absorption d’eau et la réhydratation des tissus de la graine par un processus appelé imbibition (HOPKINS, 2003). La réponse des graines à la salinité pourrait être un indicateur de la tolérance des plantes au sel pour les stades ultérieurs du développement (MISRA et DWIVEDI, 2004). Dans notre travail, l’étude de l’effet de la salinité sur la germination des graines du gombo (Abelmoschus esculentus. L) et pour mieux appréhender la signification physiologique du comportement germinatif de la plante étudiée, le nombre de graines germées a été compté quotidiennement jusqu’au 5ème jour de l’expérience, à compter du début de l’imbibition dans l’obscurité sous une température de 28°C. Les résultats obtenus montrent que les graines témoins sont précoces dès le premier jour du semis, soit après 24 heures pour atteindre 85% et suivent une évolution germinative très rapide et atteint au deuxième jour un taux maximal de 100%., il faut signaler que la valeur de précocité est plus élevée que celle obtenue par CHOUHIM (2011), YAKOUBI (2014). Cette augmentation dans le taux des graines précoces pourrait être due au protocole suivi. Egalement les graines stressées au NaCl perdent leur précocité et marquent un retard aux cours de la germination, la durée de ce retard dépend de la concentration saline (une journée pour les graines stressées à 100 meq.l-1 NaCl et 2 jours pours les 87 CHAPITRE IV DISCUSSION graines stressées à 150 et 200 meq.l-1 NaCl). Ce retard dans la germination est proportionnel avec la concentration saline et serait du à une difficulté d’hydratation des graines par suite d’un potentiel osmotique élevé et peut être expliqué par le temps nécessaire aux graines pour déclencher les mécanismes leur permettant d’ajuster leur pression osmotique (JAOUADI et al., 2010). L’étude que nous avons effectuée sur la cinétique de la germination pour les graines stressées au NaCl présume une forme de tolérance limitée de cette espèce à la concentration 100 meq.l-1. La vitesse de germination, exprimée en coefficient de vélocité (cv) diminue en fonction de NaCl, plus la concentration de NaCl élevée plus la vitesse de germination diminue. Au contraire le temps moyen (Tm) s’allonge sous l’effet du stress salin. La concentration de 100 meq.l-1 NaCl réduit significativement, la vitesse et la moyenne journalière de germination sans pour autant atteindre son taux final. Les mêmes observations sont apportées par DEMIR et al. (2003); OKCU et al., (2005); KAYA et al. (2006); ZEMANI (2009), BOUMIA (2011) et YAKOUBI (2014). Le taux de germination, en conditions de stress salin, donne toujours une idée plus ou moins précise du comportement des variétés étudiées (BEN NACEUR et al., 2001). La capacité germinative diminue quand le stress salin dépasse la concentration 100 meq.l-1 de NaCl. La diminution du pourcentage de germination est due soit à une augmentation de la pression osmotique externe, ce qui affecte l’absorption de l’eau par les graines, ou à une accumulation des ions Na+ et Cl– au niveau de cellules de l’embryon. Cette diminution a été signalée par plusieurs auteurs comme PASSAM et KAKOURIOTIS (1994), dans leurs travaux sur le concombre. CUARTERO (1999), AMINI et EHSANPOUR (2005), avaient signalé que des concentrations salines croissantes dans le milieu, induisent sensiblement des réductions du pourcentage de germination. D’autre part, MAALEM et RAHMOUNE, (2009) montrent que la salinité affecte l’imbibition et la germination des graines d’Atriplex. BOUDA et HADDIOUI (2011) ont affirmé que la germination est maximale dans l’eau distillée et qu’elle diminue avec l’augmentation de la concentration en sel dans le milieu, en effet, en présence de doses élevées en NaCl la proportion d’osmoticum pénétrant les structures de germination n’est pas suffisante à assurer l’imbibition de la graine en conditions de très faible potentiel osmotique du milieu. Le faible potentiel externe entraine une inhibition de l’activité enzymatique 88 CHAPITRE IV DISCUSSION des graines et retarde la sortie et le développement de la radicule et par conséquent la germination (GILL et al., 2003; MISIC et al., 2009; BEN DKHIL et DENDEN, 2010) ce la explique que la germination du gombo est affectée par les hautes concentrations en sel suite à l’élévation du potentiel osmotique qui impose plus d’énergie à la graine pour absorber l’eau (JAMIL et RHO, 2004; BOUDA et HADDIOUI, 2011). La germination des graines marquée par la prolifération et la croissance cellulaire engendrent le développement de la radicule de l’embryon (SCHIEFELBEIN et al., 1997). Concernant les résultats obtenus sur la croissance radiculaire, on remarque un effet négatif du stress appliqué sur leur croissance. L’effet dépressif du sel remarqué, est de nature osmotique, mais à des fortes concentrations, des phénomènes de toxicité peuvent se manifester. Les mêmes résultats ont été trouvés dans l’étude menée sur les pois chiche (HAJLAOUI et al., 2007). Selon les travaux d’ASHRAF et al., (2002); HAJLAOUI et al., (2007); ATIA et al., (2011), la sensibilité des graines durant la germination est due principalement à l’effet de la salinité sur la mobilisation des réserves. Le ralentissement de la mobilisation des réserves est due soit au retard de l’activation ou de la synthèse des hydrolases ou bien à l’inhibition du transfert des produit de l’hydrolyse de l’endosperme à l’embryon (OLIVEIRA et al., 1998; SEBEI et al., 2007). La deuxième partie de notre travail consiste à étudier l’effet combiné de la bentonite et la salinité sur le bilan hydrique et minéral du gombo dans les feuilles et les racines. L’eau est une ressource indispensable pour les végétaux et reste un indicateur physiologique intéressant pour l’estimation de l’état d’hydratation des plantes en fonction de la disponibilité de l’eau dans la rhizosphère et l’aptitude de ces plantes à l’absorber. Selon BEN AHMED et al., (2008), l’action dépressive du sel se manifeste par une réduction de la production de matière sèche des différents organes de la plante. Elle constitue un paramètre grandement influençable par toutes variations des potentialités absorbantes des plantes. Cependant toutes les conditions contribuant aux variations du potentiel du substrat tels les stress salin et hydrique se trouvent largement prononcées à travers l’estimation de cette caractéristique hydrique. Ce paramètre varie en fonction de l’intensité du stress et la dose de bentonite. Les résultats obtenus, montrent que les teneurs en eau dans les feuilles sont toujours plus 89 CHAPITRE IV DISCUSSION élevées par rapport aux racines, et dans les deux organes les teneurs en eau diminuent en fonction du stress appliquée, plus la salinité augmente plus la teneur en eau diminue. KHAN et al., (2000) ont démontré que l’accroissement de la salinité aboutit à une baisse de la teneur en eau. La salinité est un phénomène complexe comportant un stress osmotique aboutit à la diminution des quantités d’eau dans la rhizosphère (JAGESH et al., 2009), qui provoque une réduction de l’aptitude des plantes à adopter l’eau (KHALOVA et al., 2009), cela cause rapidement une réduction de la croissance (TESTER et DAVENPORT, 2003; KHAN et PANDA, 2008), et la productivité hydrique des sols en réduit l’espace aérien des racines (MURAT et al., 2007) y compris les mélanges sable-bentonite (BENKHLIFA, 2007). L’addition de bentonite avec des doses 4 et 6 % dans le substrat de culture et quelque soit l’état de la plante stressée ou non stressé, dans les deux cas, la teneur en eau devient plus importante par rapport aux autres doses. La présence de bentonite dans le milieu de culture permet aux plantes de maintenir un certain niveau de leur caractéristique hydrique même avec la présence de contrainte saline, et il faut signaler que les plantes cultivés en présence de 4 % de bentonite enregistrent les meilleures teneurs en eau chez les deux organes. L’effet bénéfique de bentonite a été signalé par de nombreux travaux. Selon BENKHLIFA (2007) la bentonite accroit la manière appréciable la teneur en eau du substrat ce qui traduit par une augmentation de la teneur en eau des plante de la tomate. Egalement BACHIR BOUIDJRA(2008) a démontré que la teneur en eau dans la fève (Vicia faba) cultivée dans le substrat sableux amendé à 5% de bentonite est très élevée. Selon SEHARI (2010) une augmentation légère de la teneur en eau est enregistrée chez Lens culinaris L. quand les substrats de culture sont traités à une combinaison de stress salin-bentonite cela indique que l’ajout de bentonite réduit l’action du sel sur les plantes testées. L’amélioration des sols sableux avec la bentonite riche en montmorillonite améliore bien les caractéristiques physico-chimiques et hydriques des sols sableux (BOUSNINA et MEHIRI, 1997; BENKHLIFA et DAOUD, 1998) et cela est due à la corrélation qui existe entre la teneur en eau du substrat et la quantité d’argile adoptée (TESSIER, 1994). Le sel joue un rôle d’agrégation des particules d’argiles (EL TAIF et GHARAIBAH, 2007), La présence de sel dans le milieu modifie les propriétés de gonflement de l’argile et leur potentiel de rétention d’eau 90 CHAPITRE IV DISCUSSION (SALLY ET DAVID, 2004), et il y a une tendance de diminution de l’espace porale dans lequel se localise l’eau (DIKINYA et al., 2006). Divers critères sont possibles pour évaluer la réponse des plantes à la salinité dont leur statut ionique (ALEM et AMRI, 2005). Le contrôle de l'exportation et de la répartition des ions dans la plante est un critère déterminant de la tolérance au stress salin. Parmi les ions, le Na+ et le K+ jouent un rôle clef dans le processus d'osmorégulation de la cellule et accompagnent les ions organiques dans leur accumulation et leur migration. Le Ca++, en assurant une fonction clef dans le signal de la réponse au stress, conduit à l'adaptation de la plante (HADJI et GRIGNON., 1985; FERNANDEZ-BLASTER et al., 1997; MOINUDDIN et al., 2005). En présence de sels, les plantes absorbent des quantités importantes de sodium, de potassium, de chlore ou de calcium (SHENNAN et al., 1987). Le transport et l’accumulation de ces éléments seraient tributaires non seulement du degré de tolérance des différentes espèces (RIYAD, 1987) mais de la faculté de chacun des organes de la plante à assurer ces deux fonctions (BRUN, 1980). Les effets néfaste de la salinité sur la croissance des plantes, sont généralement associés au faible potentiel osmotique de la solution du sol et au niveau élevé de toxicité du sodium (et du chlore pour certaines espèces), qui provoque des perturbations multiples sur le métabolisme, la croissance et le développement des plantes aux niveaux moléculaire, biochimique et physiologique (HANANA et al., 2011). Nos résultats montrent que les taux de sodium sont les plus élevés parmi les éléments minéraux analysés, dans les différents organes traités et témoins. Ces teneurs varient dans les organes selon le traitement salin appliqué et la dose de bentonite. Le bilan minéral montre que le sodium s’accumule chez les deux organes du gombo, d’une façon croissante avec l’augmentation de la concentration en sel, et que le niveau de sodium dans les racines du gombo est toujours plus élevé par rapport aux feuilles, en effet, nous avons constaté que les racines accumulent d’avantage le sodium quelque soit les conditions de la plante étudiée, c'est-à-dire la présence ou l’absence de bentonite et dans les différents concentrations salines appliquées. Selon HAOULA et al., (2007) les plantes sensibles au NaCl, le Na+ s’accumule dans les racines, puis exclu vers des feuilles, ces plantes sont dites « excluder ». Donc à partir de notre résultat on peut classer l’espèce étudiée Abelmoschus esculentus. L avec ces plantes, c'est-à-dire les plantes « excluder ». Dans 91 CHAPITRE IV DISCUSSION cette situation la plante empêche le sel de remonter dans la sève jusqu’aux feuilles. La présence de l’endoderme dans les racines ainsi que le transport sélectif, leur permet d’absorber les ions nutritifs utiles et de réexcréter les ions Na+ (GENOUX et al., 1991). Les résultats obtenus par SNOUSSI et al., (2005) montrent aussi que les espèces de la fève sensible à la salinité, le (Na+) migre très lentement vers les tiges et les feuilles. La nutrition minérale se trouve affectée par la contrainte saline en présence de bentonite. D’une manière générale, l’arrosage par les solutions préparées à différentes concentrations en sel dans le milieu provoque chez le gombo, une surcharge en Na+ au niveau des racines et des feuilles. L’adition de bentonite avec des doses supérieure à 2% améliore nettement la teneur en Na+ dans les deux organes du gombo étudié avec une augmentation dans la teneur de cet élément proportionnelle avec celle des doses de bentonite. L’augmentation des taux de sodium est due d’une part à la nature sodique (tableau 04) de cette argile (BENKHLIFA, 1997), et d’autre part à la grande mobilité du Na+ facilitant son entrainement par l’eau infiltrée à l’état de sels solubles (REGUIEG, 2007). Concernant le potassium, les résultats que nous avons obtenus, montrent que les teneurs varient dans les organes selon le traitement salin appliqué aux plantes et selon la dose de bentonite. Le potassium se compartimente préférentiellement dans les feuilles à des teneurs significativement élevées, lorsque la salinité du milieu augmente, contrairement aux racines, considérées comme des organes de transition. Le K+ s’accumule davantage dans la partie foliaire de gombo des plantes stressées par rapport aux plantes témoins. Le potassium joue un rôle dans le contrôle de la turgescence cellulaire (SAIRAM et TYAGI, 2004), contribue également dans la réduction du potentiel osmotique des cellules racinaires pour faciliter les processus de solutés (HOUALA, 2007). Par conséquence, le maintien d’un teneur de K+ adéquat est essentiel pour la survie de la plante dans le milieu salin (HOUALA, 2007). Comme dans la plupart des glycophytes sensibles au sel une augmentation des ions Na+ inhibe l’absorption, la distribution et l’utilisation de K+ (ASHRAF et al., 2004; VOIGT et al., 2009). Cette action est due à la compétition qui existe entre ces deux ions sur les mêmes sites électronégatifs des transporteurs membranaires (MAATHIUS et AMTMAN, 1999; 92 CHAPITRE IV DISCUSSION MEZNI et al., 2002), des quantités raisonnables de potassium sont requises pour les plantes pour maintenir l’intégrité et le fonctionnement des membranes cellulaires (MARCHER, 1995; DAVENPORT et al., 1997; WENXUE et al., 2003). L’accroissement de la bentonite dans les substrats de culture a un effet clair sur les teneurs en potassium dans les plantes. L’effet de cette substance naturelle se traduit par une diminution du contenu de potassium chez les deux organes par rapport aux plantes non stressées. Les feuilles et les racines du gombo cultivées à des doses 4 et 6 % de bentonite et stressées accumulent des quantités les plus faibles de potassium. Pour chaque dose de bentonite on remarque que l’adition de NaCl augment la teneur en K+, cette amélioration met en évidence la richesse de la bentonite en Ca 2+ (ACHOUR et YOUCEF, 2003). Cet élément joue un rôle régulateur du ratio K+/Na+ et améliore la tolérance des plantes aux stress salin (DINA et al., 2002), les mêmes résultats sont observés lorsque les plantes bénéficient d’un rapport externe de calcium (TAIBI, 2009). Selon REGUIG, (2007) lorsque le sol traité s’humecte, l’eau pénètre entre les feuilles de la bentonite et ces dernières s’écartent et piègent le K +; ceci implique que la quantité de K+ absorbée diminue au fur et à mesure que la dose de bentonite augmente. Différents aspects de la croissance et du développement des plantes ainsi de la physiologie du stress sont contrôlés et régulés à travers des signaux chimiques tels que les ions Ca2+ (MAHAJAN et al., 2008; BOUDSOCQ et SHEEN, 2010). En effet, le calcium est un signal ubiquiste contrôlant de nombreux processus cellulaires. Il intervient aussi bien chez les animaux que les végétaux pour transmettre des informations perçues au niveau de la membrane de la cellule vers des cibles intracellulaires (TAFFOREAU, 2002). Le signal de stress extracellulaire est d’abord perçu par les récepteurs membranaires qui vont par la suite activer une cascade complexe de signaux intracellulaires, dont les ions Ca2+ vont constituer les messagers secondaires (MAHAJAN et al., 2008). La signalisation cellulaire par le calcium est toujours initiée par une augmentation de la concentration en Ca2+ interne (TUTEJA et MAHAJAN, 2007). Un supplément de Ca2+ corrige dans une certaine mesure l’effet des sels (RENGEL, 1992). Il est admis que c’est la performance à stoker le sel dans les parties 93 CHAPITRE IV DISCUSSION aériennes qui est déterminante dans le niveau de tolérance au sel des espèces (LEVIGNERON et al., 1995). En effet, le mécanisme d’absorption des cations comme les ions K+ et Ca2+, est perturbé par la présence du Na+ (BOTELLA et al., 1997). Selon JALLEL et al., (2007) le calcium est essentiel pour maintenir l’intégrité de la structure et le fonctionnement des membranes, stabilise la structure des parois et régule le transport des ions. Donc en raison de l’importance du Ca2+ dans de nombreux aspects de la biologie cellulaire végétale (WHITE et BROADLEY., 2003), on s’est intéressé à analyser la teneur en Ca2+ dans les parties racinaire et foliaires de gombo Nos résultats, montrent que le taux de cet élément varie selon l’organe, l’effet du stress et l’effet de la bentonite. Le contenant des feuilles et des racines des plantes de gombo en Ca2+ change significativement en réponse à différentes concentrations de NaCl. Une augmentation significative de la teneur en Ca2+ est observée au niveau des feuilles et des racines des plantes stressées par rapport aux plantes témoins. Avec la combinaison de bentonite-salinité les plantes enregistrent des taux plus faibles en calcium par rapport aux plantes stressées cultivées en absence de bentonite, et malgré la richesse de la bentonite en Ca2+. Cette diminution pourrait être due à l’augmentation sévère en Na+ à l’effet de bentonite, ce qui provoquera une migration de Ca2+ vers la tige dans le but d’améliorer le transport de K+. Le Ca2+ assure un transport sélectif des cations comme le K+ (LÄUCHLI et STELTER., 1982) vers les feuilles (ZID et GRIGNON., 1991), règle le ratio K+/Na+ (DINA et al., 2002) et augmente la résistance à la salinité en maintenant l’intégrité membranaire (LYNCH et al., 1987). La tolérance au sel n’est pas toujours associée à une moindre accumulation de sodium (COLLINS et al., 2008) mais plutôt à la capacité de maintenir un équilibre ionique (ESTAN et al., 2005; ALBACETE et al., 2009). Dans ces conditions de salinité associé avec des dose de bentonite l’aptitude d’absorption de potassium par les racines devient un facteur important qui influe le niveau de sélectivité ionique (ALEM et AMRI, 2005). 94 CONCLUSION et PERSPECTIVES Conclusion et perspectives La salinité est un phénomène complexe qui conduit à un stress osmotique du à la diminution des quantités d’eau disponible au niveau de la rhizosphère, suite à la réduction de l’aptitude des plantes à absorber l’eau. Par conséquent, cela provoque une baisse de croissance de la plante stressée et sa productivité de biomasse végétale. Par ailleurs, la salinité provoque l’agrégation des particules d’argile, ainsi qu’elle modifie les propriétés de gonflement de l’argile et leur potentiel de rétention d’eau. Concernant la première partie de notre travail, l’étude de l’effet de la salinité sur la germination des grains du gombo, nos résultats montrent un effet dépressif du sel sur la germination et un effet variable sur les différents aspects étudiés. Les graines de gombo soumises à différentes concentrations de NaCl retardent leur précocité de germination, leur taux germinatif final et ralentissent leur cinétique de germination. Ces constatations sont confirmées par la haute signification des tests statistiques selon le facteur NaCl. L’application du stress salin à 100 meq.l-1 réduit significativement la précocité et la vitesse de la germination des graines du gombo sans influencer son taux final. Le NaCl a agit de façon négative sur la longueur de la radicule des plantules par une réduction de la longueur comparativement aux radicules des graines témoins. Les résultats obtenus lors de la deuxième étude sur l’effet combiné de la bentonite et la salinité sur les paramètres physiologique du gombo, nous a permis de relever les points essentiels suivants. L’adition de la bentonite à des doses 4 et 6% dans les substrats de culture et en absence de traitement salin, améliore nettement le bilan hydrique des plantes; Les plantes cultivées en présence de 4 et 6% de la bentonite enregistrent les meilleurs teneurs en eau dans les feuilles et les racines; A partir de la dose 8 %, la bentonite n’a aucun effet sur la capacité de rétention d’eau; La salinité et la bentonite affectent fortement la nutrition minérale de la plante; Le taux de sodium dans les feuilles et les racines des plantes non stressées est très élevé dans les substrats traités à la bentonite. La salinité appliquée a provoqué une augmentation significative des teneurs en sodium dans les deux organes (feuilles et racines) de gombo; Les résultats obtenus montrent que l’espèce étudiée Abelmoschus esculentus. L. est classé avec les plantes excluder; Les feuilles et les racines du gombo cultivées à des doses 4 et 6 % de bentonite et stressées accumulent des quantités les plus faibles de potassium; Une augmentation significative de la teneur en Ca2+ est enregistrée au niveau des feuilles et des racines des plantes stressées par rapport aux plantes témoin ; 95 CONCLUSION et PERSPECTIVES Pendant la combinaison de bentonite-salinité, les plantes enregistrent des taux plus faible en Ca2+ par rapport aux plantes stressée cultivée en absence de bentonite; Les doses 2 % de bentonite appliquées et combinées aux concentrations salines nous paraissent les moins contraignantes, pour une nutrition minérale équilibrée des deux cations dans les feuilles et racines de gombo. Cet équilibre minéral est clair avec le ratio K+/ Na+, ensuite on trouve la dose 4% qui donne un équilibre ionique important au niveau des feuilles. Bien que ce travail ait tenté de caractériser la réaction du gombo vis-à-vis du stress salin, en se basant sur des critères physiologiques au stade de la germination, et d’étudier l’effet de quelques doses de bentonite associées à un stress salin sur le comportement hydrique et minéral de la culture, plusieurs autres questions restent encore posées et nécessitent d’être approfondies a savoir : Il serait intéressant d’approfondir des études traitant des aspects biochimiques tels que le dosage de l'activité amylasique, des sucres solubles…etc. Une étude histologique des axes embryonnaires de graines germées; Une étude sur l’effet de l’action combinée bentonite et la salinité sur la germination des graines du gombo; Il serait important aussi de prolonger la durée du stress car une semaine n’est pas suffisante pour évaluer toutes les réponses de la plante. Poursuivre l’analyse du comportement du gombo dans tous ses stades de développement, afin de réunir des informations supplémentaires pour comprendre les mécanismes d’adaptation de cette plante en conditions stressantes. Aucun des éléments de réponse à l’application d’un stress salin étudié à ce jour ne pouvant à lui seul servir de base de sélection pour la résistance au champ, il est difficile d’établir des schémas de sélection de variétés tolérantes au sel, d’où la nécessité de développer des approches génétiques. L’analyse des gènes mutants pour fournir des marqueurs et identifier les gènes responsables de la tolérance à la salinité. Enfin pour définir les caractéristiques idéales des espèces à intérêt agricole de faire face aux différents stress environnementaux 96 REFRENCES BIBLIOGRAPHIQUES REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES ABDEL LATEF A.A., 2010 - Changes of antioxidative enzymes in salinity tolerance among different wheat cultivars. Cereal Res. Comm. 38, 43–55. 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La statistique est une borne supérieure de F qui produit une borne inférieure pour le seuil de signification. Tests des effets inter-sujets Source Variable Somme des ddl Moyenne des dépendante carrés de type III carrés longrad 241,837a wrc 2614,839b longrad 531,481 Ordonnée à l'origine wrc 120280,050 longrad 241,837 Nacl wrc 2614,839 longrad 4,572 Erreur wrc 13,629 longrad 777,890 Total wrc 122908,518 longrad 246,409 Total corrigé wrc 2628,468 a. R deux = ,981 (R deux ajusté = ,978) b. R deux = ,995 (R deux ajusté = ,994) Modèlecorrigé 3 3 1 1 3 3 16 16 20 20 19 19 D 80,612 282,108 871,613 1023,263 531,481 1859,949 120280,050 141207,329 80,612 282,108 871,613 1023,263 ,286 ,852 Sig. ,000 ,000 ,000 ,000 ,000 ,000 121 ANNEXES Tests multivariésa Elongation de la radicule Duncan Effet Nacl Valeur N Trace de Pillai 200 Lambda de Wilks 5 150 Trace de Hotelling5 100 Plus grande RDR5 0Trace de Pillai 5 Lambda de Wilks explant * Bentonite * Sig. Ordonnée à l'origine NaCl Trace de Hotelling ,000* 724882,927 4,000 157,000 ,000* 18468,3553,58 724882,927 4,000 157,000 ,000* 4,000 157,000 ,000* 9,78 48,000 640,000 ,000* 1,000 48,000 606,819 ,000* ,48 ,000 b 18468,355 6,78 724882,927 b 1,986 1,000 13,149 1,000 ,021 1,000 21,690 10,864 12,000 160,000 ,000* 13718,209 b 4,000 157,000 ,000* 13718,209 b 4,000 157,000 ,000* 13718,209 b 4,000 157,000 ,000* 13718,209 b 4,000 157,000 ,000* 3,039 126,496 16,000 640,000 ,000* ,000 566,644 16,000 480,281 ,000* 131,243 1275,514 16,000 622,000 ,000* 115,053 4602,101 c 4,000 160,000 ,000* 1,819 61,229 12,000 477,000 ,000* ,001 418,805 12,000 415,674 ,000* 177,837 2306,937 12,000 467,000 ,000* 173,772 6907,426 c 4,000 159,000 ,000* 2,254 17,217 48,000 640,000 ,000* ,009 30,015 48,000 606,819 ,000* 14,940 48,400 48,000 622,000 ,000* 10,193 135,907 c 12,000 160,000 ,000* 1,838 34,014 16,000 640,000 ,000* Lambda de Wilks ,028 67,277 16,000 480,281 ,000* Trace de Hotelling 9,335 90,720 16,000 622,000 ,000* Plus grande RDR 6,039 241,571 c 4,000 160,000 ,000* Trace de Pillai 1,203 26,610 12,000 477,000 ,000* ,043 78,858 12,000 415,674 ,000* 16,667 216,207 12,000 467,000 ,000* 16,351 c 4,000 159,000 ,000 * Lambda de Wilks Trace de Hotelling Lambda de Wilks Trace de Hotelling Lambda de Wilks Trace de Hotelling Plus grande RDR Trace de Pillai Lambda de Wilks Trace de Hotelling Plus grande RDR Trace de Pillai Lambda de Wilks Trace de Hotelling Plus grande RDR • 157,000 b ,000* Trace de Pillai explant * NaCl 4 4,000 622,000 Plus grande RDR explant * Bentonite l'hypothèse 48,000 Trace de Pillai Bentonite * NaCl Sig. c Plus grande RDR NaCl 1 Erreurddl 41,102 Trace de Pillai Bentonite ddl de 12,687 Plus grande RDR explant D Sous-ensemble 2 724882,927 3 b 1,000 ,997 ,003 349,509 349,509 144,847 649,951 Significatif à α=0.05 b. Statistiqueexacte c. La statistique est une borne supérieure de F qui produit une borne inférieure pour le seuil de signification. RDR : Racine de Roy Ddl : degré de liberté 122 ANNEXES Annexe 4- Traitement statistique des résultats du l’effet combiné bentonite salinité sur le gombo BENTONITE Teneur en eau Test de Tukey Bentonite N 1 4 40 85,0805 40 85,4030 40 85,9875 40 87,4047 40 88,5337 ,449 1,000 1,000 1,000 8,00 ,00 2,00 6,00 4,00 Sig. Na Test de Tukey Bentonite N 2,00 ,00 4,00 6,00 8,00 Sig. K Test de Tukey Bentonite 6,00 4,00 8,00 2,00 ,00 Sig. Sous-ensemble 2 3 Sous-ensemble 1 2 3 4 5 57,9950 58,9775 68,0925 75,1425 78,4350 1,000 1,000 1,000 1,000 1,000 40 40 40 40 40 N Sous-ensemble 2 3 1 40 35,0075 40 44,7300 40 49,5725 40 40 1,000 1,000 1,000 4 55,4275 56,3775 ,276 123 Ca Test de Tukey Bentonite ANNEXES N Sous-ensemble 2 3 4 1 5 40 35,0950 40 40,9950 40 46,1175 40 47,5900 40 54,2950 1,000 1,000 1,000 1,000 1,000 8,00 6,00 4,00 2,00 ,00 Sig. NaCl Teneur en eau Test de Tukey NaCl N 200,00 150,00 100,00 ,00 Sig. Na Test de Tukey NaCl N ,00 100,00 150,00 200,00 Sig. Sous-ensemble 2 3 1 4 50 84,3012 50 86,2056 50 87,0706 50 88,3502 1,000 1,000 1,000 1,000 Sous-ensemble 2 3 1 4 50 49,8920 50 67,0180 50 73,2820 50 80,7220 1,000 1,000 1,000 1,000 124 K Test de Tukey NaCl N ,00 100,00 150,00 200,00 Sig. 50 50 50 50 Ca Test de Tukey NaCl N ,00 100,00 150,00 200,00 Sig. ANNEXES 1 28,7140 Sous-ensemble 2 3 4 44,1240 53,0920 1,000 1,000 1,000 66,9620 1,000 Sous-ensemble 2 3 1 4 50 37,6640 50 41,5860 50 46,3760 50 53,6480 1,000 1,000 1,000 1,000 125
