et prairie naturelle - DUNE

2015-2016
Mention Biologie et Technologie du Végétal
Essais de l'efficacité de
différents biofertilisants
sur orge de printemps
(Hordeum vulgare) et
prairie naturelle
FRUCHART Shirley
Sous la direction de M. MALLINGER Benoit
Membres du jury
MONTRICHARD Françoise, Professeur, Université d’Angers | Jury
GENTILHOMME José, Professeur, Université d’Angers | Tutrice
LEDUC Nathalie, Professeur, Université d’Angers | Auditrice
Soutenu publiquement le :
27/06/2016
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En conséquence, je m’engage à citer toutes les sources que j’ai utilisées
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signé par l'étudiante le 10 / 06 / 2016
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49035 Angers cedex
Tél. 02 41 96 23 23 | Fax 02 41 96 23 00
REMERCIEMENTS
Tout d’abord, je souhaite remercier Monsieur BOUCHON Jean-Louis, responsable service agronomie, pour avoir
rendu ce stage possible au sein de la coopérative agricole EMC2.
Je remercie José GENTILHOMME, ma tutrice, enseignante - chercheuse à l’université d’Angers, pour m’avoir
accompagné pendant mon stage.
Je remercie également Monsieur MALLINGER Benoît, mon maître de stage, qui a accepté ma candidature
au sein du service technique agronomie d’EMC2, dans lequel il travaille. Technicien expérimentateur, il a partagé
avec moi ses connaissances sur le terrain ainsi que sa bonne humeur tout au long de mon stage, le rendant très
enrichissant. De même, je remercie Monsieur BOURCELOT Jordan, le collaborateur de Benoît MALLINGER avec
qui j’ai travaillé, et qui m’a également transmit beaucoup de ses compétences. Tout deux ont partagé avec moi
leurs passions pour le travail fait en tant que technicien expérimentateur et ce fut un réel plaisir de travailler à
leurs cotés pendant ces 4 mois de stage. Je garderai donc de bons souvenirs de mon stage dans la coopérative
EMC2.
Je remercie les autres stagiaires, Grégoire et Paul-Eric avec qui j’ai pu travailler et échanger pendant mon stage
ainsi que Florian POTTERIE, qui m’a apporté, entre autre son aide pour la rédaction de mon rapport de stage.
De façon générale, je remercie tous ceux avec qui j’ai pu travailler et qui ont toujours été très agréable, rendant
une bonne intégration de ma part au sein de la coopérative.
Abréviations
PME : Petites et Moyennes Entreprises
EBIC : European Biostimulant Industry Council
RFCP : Rhizobactéries Favorisant la Croissance des Plantes
CEC : Capacité d’échange de cations
PPA : Prepenetration Apparatus
AMF : Arbuscular Mycorrhizal Fungus
IAA : Indole-3-acetic acid hormone (Auxine)
ACC : Acide 1-aminocyclopropane-1-carboxylique
Glossaire
Négoce : Activité commerciale uniquement, pas d’adhérant.
Mycorhize : Résultat d’une association symbiotique entre des champignons et le système racinaire des
plantes.
CEC : Capacité d’échange de cations d'un sol. Elle permet de déterminer la fertilité d’un sol en indiquant
la capacité de celui-ci à retenir les éléments nutritifs au niveau du complexe argilo-humique, pour un pH
donné.
Flavonoïde : Métabolites secondaires des plantes formés par deux cycles aromatiques. Ils sont
résponsable de la couleur des fleurs et des fruits et forme une sous-classe des polyphénols.
Strigolactone : Hormones végétales dérivées du métabolisme des caroténoïdes.
Coenzyme : Groupement prosthétiques particuliers qui sert de cofacteurs pour certaines enzymes avec
lesquelles ils sont liés, formant un complexe stable. Les coenzymes favorisent l’activité de l’enzyme, et
est indispensable.
Phytine : Forme de réserve du phosphore dans les organes de réserves des plantes.
Table des matières
Essais de l'efficacité de différents biofertilisants sur orge de
printemps (Hordeum vulgare) et prairie naturelle
1.
1.1.
1.2.
1.3.
1.4.
Introduction ............................................................................................................................ 1
Présentation de la coopérative agricole EMC2 ............................................................................... 1
Objectifs des essais .................................................................................................................... 3
Les biofertilisants ....................................................................................................................... 5
Problématique ......................................................................................................................... 11
2.
2.1.
2.2.
2.3.
2.4.
2.5.
Matériel et Méthodes ............................................................................................................ 13
Matériel biologique ................................................................................................................... 13
Matériel expérimental ............................................................................................................... 15
Protocole des essais ................................................................................................................. 17
Récolte des essais .................................................................................................................... 19
Analyses statistiques ................................................................................................................ 19
3.
3.1.
3.2.
Résultats ............................................................................................................................... 21
Essai en microparcelles de prairie naturelle ................................................................................ 21
Essai en microparcelles d’orge de printemps ............................................................................... 23
4.
4.1.
4.2.
Discussion ............................................................................................................................. 27
Essais en microparcelles de prairie naturelle ............................................................................... 27
Essais en microparcelles d’orges de printemps ............................................................................ 29
5.
Conclusion et perspectives ................................................................................................... 33
6.
Bibliographie ......................................................................................................................... 35
Table des figures
Figure 1 : Territoire et activités de la coopérative agricole EMC2 .........................................................16
Figure 2 : Territoire et activitées de la Coopérative Agricole Lorraine (CAL) .......................................... 2
Figure 3 : Schéma général sur l'utilité des microorganismes du sol (Bhardwaj et al., 2014). .................. 4
Figure 4 : Mécanisme hypothétique de l'action des biostimuleurs au niveau des cellules racinaires
(Bhardwaj et al., 2014). ................................................................................................................. 6
Figure 5 : Processus lors de la colonisation par des bactéries et champignons (Oldroyd, 2013) .............. 8
Figure 6 : Principales espèces fourragère présente dans la prairie naturelle. .......................................12
Figure 7 : Pulvérisateur utilisé sur les microparcelles ........................................................................12
Figure 8 : Microparcelle d’essai de l’orge de printemps ......................................................................16
Figure 9 : Essai de la praire naturelle ..............................................................................................18
Figure 10 : Récolte des microparcelles d’orge à la moissonneuse .......................................................20
Figure 11 : Rendement moyen des microparcelles de prairie naturelle ................................................20
Figure 12 : Systèmes racinaires de dactyles extraient de différentes microparcelles en prairie naturelle.22
Figure 13 : Rendements (A) et taux de protéines (B) des microparcelles d'orge de printemps ...............22
Figure 14 : Systèmes racinaires des microparcelles d’orges de printemps ...........................................24
Figure 15 : Histogramme de différentes caractéristiques étudiées sur l’essai d’orge de printemps. ........24
Figure 16 : Les différentes formes d’azote dans les fertilisants azotés utilisés ......................................26
Table des tableaux
Tableau 1 : Composition des biofertilisants utilisés sur les microparcelles..........................................14
Tableau 2 : Composition des fertilisants utilisés sur les microparcelles..............................................14
Tableau 3 : Itinéraire technique sur les microparcelles d’orge de printemps.......................................16
Tableau 4 : Itinéraire technique sur les microparcelles de prairie naturelle.........................................18
Table des annexes
Annexe I : Analyses de sol..........................................................................................................39
Annexe II : Fiches produits des biofertilisants................................................................................43
Figure 1 : Territoire et activités de la coopérative agricole EMC2
Essais de l'efficacité de différents biofertilisants sur orge de
printemps (Hordeum vulgare) et prairie naturelle.
1. Introduction
«Les coopératives agricoles sont des sociétés constituées librement par les agriculteurs en vue d’assurer
l’approvisionnement de leurs exploitations, d’améliorer les conditions de production et de faciliter
l’écoulement des produits. Sociétés de services organisées conformément aux principes coopératifs, elles ne
poursuivent pas un but lucratif et ont pour mission exclusive de favoriser le développement des exploitations
de leurs adhérents» (Dedieu et Courleux, 2011)
1.1.
1.1.1.
Présentation de la coopérative agricole EMC2
Historique
En 1950, une vingtaine de structures cantonales étaient présentes en Lorraines, puis EMC2 a été créé en
1988 par la fusion de la CAM (Coopérative Agricole de la Meuse) créée en 1928 et la CLN (Coopérative
Lorraine Nord) créée en 1985. Ces deux coopératives fusionnées, conjugué au rachat d’une partie de la
CAMO (Coopérative Agricole Meuse Ornain) a fait d’EMC2 la principale coopérative céréalière en Lorraine
(Meuse, Meurthe et Moselle, et Moselle) avec 3099 adhérents et plus de 600 salariés (Figure 1). En 1996,
EMC2 se place dans les vingt premières coopératives agricoles françaises grâce à la fusion avec la
coopérative haut-marnaise CADAC (Coopérative Agricole Départementale d’Approvisionnement et de
Céréales) et la reprise partielle de la SCAVC (Société Coopérative Agricole de la Vallée de la Chiers). En
2007, EMC2 fusionne avec Alotis, ce qui permet de créer un pôle élevage. En 2011, EMC2 élevage est créé
par la fusion d’Alotis et Capéval. En 2014, EMC2 a racheté LOEB UNEGO, une société collectant 50 000
tonnes de céréales et qui dispose de sites de collecte et d’approvisionnement. En 2015, la négoce de collecte
de bovins SEVE 2000 rejoint également la coopérative agricole EMC2 (EMC2 - Agriculture). En 1969, une
autre coopérative agricole voit le jour sur la région Lorraine (figure 2).
1.1.2.
Chiffres clés
Au 30 juin 2015, 845 milliers de tonnes de céréale ont été collectées par EMC2 et 1010 milliers de tonnes au
total avec LOEB et HOUPIEZ (filiale négoce). En 2014, la proportion des graines était de 43% pour le blé,
33% pour l’orge, 16% pour le colza, 5% pour le maïs et 3% pour les nouvelles cultures. Le dispositif de
collecte comprends 62 silos de coopérative, 4 silos Houpiez, silos Loeb et 4 silos portuaires, portant la
capacité totale de stockage de 700 000 tonnes à l’année. Le chiffre d’affaire du groupe EMC2 s’élève à 543
millions d’euros (dont 436 millions d’euros pour la coopérative), les céréales représentants la plus grosse
part de ce chiffre. Le groupe EMC2 représente une masse salariale de 642 personnes (EMC2 - Agriculture).
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1
Figure 2 : Territoire et activitées de la Coopérative Agricole Lorraine (CAL)
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2
1.1.3.
Service agronomie
Le service agronomie comprend 30 techniciens et près de 146 essais (10 500 microparcelles) certifiées ISO
9000 (réponds aux exigences réglementaires). Concernant la réduction des produits phytosanitaires, 23
fermes sont suivies dans 2 réseaux DEPHY Ecophyto. De plus, 23 essais sont mis en place pour tester les
techniques alternatives. Des conseillers sont également disponibles pour les adhérents, pour réaliser les
plans de fumures, les tours de plaine et les « flashs info technic ». EMC2 met également à disposition de ses
adhérents plusieurs services en ligne grâce au module agronomie d’avenir.coop et à Champs d’@venir. Ils
peuvent y trouver un certain nombre d’informations, des forums et des contenus personnalisés (EMC2 Agriculture).
1.1.4.
Concurrence
En 1969, une autre coopérative agricole voit le jour sur la région lorraine (figure 2), avec des silos implantés
principalement en Meurthe-et-Moselle et dans les Vosges. En plus de cette autre coopérative, des négoces
sont en concurrence avec EMC2. Soufflet agriculture, qui est le premier collecteur céréalier privé en Europe.
Sepac, qui est la première entreprise agricole en Haute-Marne. Puis, Avenir agro, crée en 2000. Ces trois
négoces de produits agricoles assurent l’approvisionnement des agriculteurs et la collecte de leurs
productions végétales.
1.1.5.
Recherche et développement
EMC2 s’investit également dans la recherche et le développement, en association avec ARD (Agro Industrie
Recherches et Développement), un centre de recherche privé créé en 1989 par des acteurs du monde
agricole. Leur mission est d’utiliser la matière végétale pour remplacer le carbone fossile par du carbone
renouvelable. Pour cela, ils valorisent les produits agricoles au travers de la recherche et du développement
et développent des produits et procédés innovants, respectueux de l’environnement. Leurs quatre domaines
d’activités principaux sont la raffinerie végétale, les biotechnologies blanches, la chimie verte et
l’environnement. Un premier projet de R&D sur les biocontrôles et biofertilisants a déjà été mené de 2011 à
2014. Un second projet a débuté en 2015 avec une prévision d’échéance dans quatre ans. Ces projets ont
pour objectif d’apporter aux agriculteurs adhérents des solutions de biocontrôles et biofertilisants efficaces,
en cohérences avec le contexte pédo-climatique local (ARD, 2010).
1.2.
Objectifs des essais
Concernant l’agriculture française, la sécurité alimentaire et sanitaire est un succès. Cependant,
l’intensification des modes de cultures a fortement augmenté l’utilisation d’intrants, entre autre les produits
phytosanitaires. Ceux-ci permettent de sécuriser les cultures en diminuant au maximum la compétition avec
les adventices ainsi que les attaques causées par les ravageurs et parasites. Aujourd’hui, les produits
composés des plus dangereuses molécules ont été supprimés du marché. Cependant, l’impact des produits
phytosanitaires sur la santé et l’environnement reste un sujet sociétal important, sachant que des résidus
toxiques sont retrouvés dans l’eau, le sol, l’air ainsi que dans les aliments que nous consommons. Face à ce
problème, les instances ministérielles et communautaires ont pris des mesures pour réduire l’utilisation des
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3
Figure 3 : Schéma général sur l'utilité des microorganismes du sol (Bhardwaj et al., 2014).
Les micro-organismes présents dans le sol permettent une solubilisation des nutriments facilitant leur
disponibilité pour les plantes. Ils améliorent la croissance des plantes, le développement du chevelu
racinaire et de nodules. Les biofertilisants produisent des hormones telles que l’auxine, la gibbérelline et la
cytokine. Ils améliorent également la photosynthèse permettant aux plantes de mieux résister aux stress et
permettent aussi une résistance aux pathogènes. Tout ceci aboutissant à un meilleur rendement.
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intrants (Déclinaison régionale du plan Ecophyto 2018 en Lorraine, 2011). Le plan Ecophyto a pour but de
réduire et améliorer
l’utilisation des produits phytosanitaires. Un premier plan écophyto visant une
réduction de 50% de l’utilisation des produits phytosanitaires s’est soldé par un échec, laissant place à un
second plan écophyto. Le plan Ecophyto 2 porte l’ambition à une réduction de 25% d’ici 2020 et 50% pour
2025 (Ministère de l’Environnement, de l’Energie et de la Mer). Au sein d’EMC2, 23 fermes sont suivies dans
deux réseaux DEPHY Ecophyto. Pour les agriculteurs, cela consiste à mettre en place des systèmes de
cultures avec une diminution des produits phytosanitaires, tout en visant un objectif de performances
économiques. Pour le dispositif de ces fermes, cela permet d’obtenir des références sur les
pratiques
alternatives et les systèmes de cultures économes. En parallèle, 23 essais « réseau équilibre » sont mis en
place par le service technique d’EMC2, concernant les techniques alternatives aux produits phytosanitaires.
Les essais permettent de tester des produits déjà disponibles sur le marché ainsi que des variétés mais
également des produits et des variétés nouvelles en vue de leur commercialisation. Ils permettent
également de tester des nouvelles techniques et itinéraires culturaux dans le but de les proposer aux
adhérents. Ces essais permettent de valider ou non la réelle efficacité d’un produit, et également de suivre
le développement des différentes variétés sur le territoire de la coopérative. Les essais consistent à suivre le
développement des cultures avec des doses prévisionnelles (en azote), avec des doses inferieures et
supérieures pour voir s’il y a un impact au niveau du rendement et si le rendement est proportionnel à la
dose d’azote apportée. En comparaison, des micro-parcelles avec des biofertilisants sont conduites. Les
différents résultats obtenus permettent à travers des statistiques de montrer l’impact des différentes
conduites culturales.
1.3.
1.3.1.
Les biofertilisants
Définitions
Les biofertilisants peuvent également être appelés « biostimulants », « stimulateurs de croissance et/ou
développement », « activateurs de sol » ou encore « phytostimulants » (Faessel et al., 2015). D’après la
définition retenue par l’EBIC (European Biostimulants Industry Council) un biofertilisant est : « un matériel
qui contient une (des) substance(s) et/ou microorganisme(s) dont la fonction, quand ils sont appliqués aux
plantes ou à la rhizosphère, est de stimuler les processus naturels pour améliorer/avantager l’absorption des
nutriments, l’efficience des nutriments, la tolérance aux stress abiotiques, et la qualité des cultures,
indépendamment du contenu en nutriments du biostimulant » (European Biostimulants Industry Council).
Cette approche inclus une large gamme de micro-organismes comme par exemple les rhizobactéries, les
cyanobactéries, et les champignons mycorhiziens. Ceux-ci sont utiles pour la croissance, le rendement,
l’assimilation de nutriments et la défense des plantes face à différents stress en déclenchant différents gènes
liés à la croissance et la défense, au travers des réseaux de signaux cellulaires (figure 3). Les RFCP ont un
effet antagoniste sur la microflore qui est néfastes aux plantes. Ils transforment les métabolites toxiques et
favorisent la formation de nodules chez les légumineuses par les rhizobia. Les effets antagonistes sont
principalement une production d’antibiotiques et une compétition pour les nutriments avec les pathogènes
végétaux. Les effets bénéfiques sont permis par une association entre les RFCP et les plantes (Lugtenberg et
al., 2009). Les rhizobactéries sont principalement des Pseudomonas fluorescentes, des Bacillus, des
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5
Figure 4 : Mécanisme hypothétique de l'action des biostimuleurs au niveau des cellules racinaires
(Bhardwaj et al., 2014).
Les mycorhizes et rhizobium sécrètent des ligands appelés Myc factors et Nod factors qui sont perçus par le
système racinaire des plantes. Ils déclenchent des signaux de transduction engendrant une libération de
Ca2+ dans le cytosol. Des récepteurs kinases et d’autres protéines comme DMI et SYM71 sont impliquées
dans la cascade de signalisation pour phosphoryler les substrats. Les protéines DMI jouent un rôle dans le
maintien des oscillations périodiques des ions calcium à l’intérieur et à l’extérieur du noyau. CCaMK est une
protéine kinase calcium dépendante qui phosphoryle le produit de la protéine CYCLOPS et initie l’activation
de différents gènes impliqués dans la formation de nodules et d’appareil de pre-penetration (PPA).
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Azospirillum, des Azotobacter, des Klebsiella, des Enterobacter, des Rhizobium et des Serratia (Beauchamp,
C.J., 1993).
1.3.2.
Mode d’action et bénéfices agronomiques
Les études scientifiques concernant le mode d’action des produits de biostimulation évoluent rapidement. Il
en ressort que ces produits concernent un champ spécifique, c'est-à-dire un type de culture, une variété, et
des conditions environnementales particulières, ce qui limite la généralisation des résultats (Faessel et al.,
2015).
De façon théorique, sur des semences inoculées, les RFCP se multiplient grâce aux exsudats de celles-ci,
puis s’établissent sur la racine émergente pour enfin coloniser l’appareil racinaire. Les mycorhizes sont les
résultats d’une association entre la plante et certains micro-organismes présents dans le sol formant une
symbiose. Celle-ci peut permettre à la plante une meilleure assimilation des nutriments, une production de
phytohormones et une résistance face aux pathogènes (Bhattacharyya et Jha, 2011).
a)
Meilleure tolérance aux stress environnementaux
Des métabolites secondaires sont produits par les RFCP comme des antibiotiques, du cyanide, des
sidérophores, et d’autres substances qui vont permettre d’inhiber le développement des pathogènes. Cette
activité inhibitrice a été prouvée en utilisant des bactéries mutantes qui ne produisaient pas ces principes
actifs (Beauchamp, 1993).
D’autres RFCP sont des hyperparasites de pathogènes et dégradent la chitine, la cellulose ou les β-glucanes
via des exoenzymes, conduisant à la lyse des parois. Pour exemple, la bactérie chitinolytique Arthrobacter
sp, est capable de lyser le mycélium du Fusarium oxysporum schlecht. f. sp dianthii (Prill &Del), du
Rhizoctonia solani Kühn, du Sclerotium rolfsii Sacc et du Fusarium oxysporum Schlecht. f.sp. vasinfectum
(Snyder & Hansen) (Beauchamp, 1993). Les changements climatiques conduisent à une dégradation du sol
et engendrent sécheresses et stress salin pour les plantes. Des recherches récentes ont permis de mettre en
évidence des micro-organismes, tels que Rhizobium spp et Azospirillum, ayant un effet positif sur le
développement des plantes, les aidants à tolérer des stress abiotics. Des applications de souches
A.lipoferum sur du blé réduisent également les effets négatifs du stress salin. D’autres études ont montré
l’effet positif de certains micro-organismes en condition de sécheresse. L’inoculation de maïs sous serre avec
A.brasilense atténue plusieurs effets négatifs dus à la sécheresse. De plus, les graines récoltées de plantes
inoculées avec Azospirillum en condition de sécheresse montrent une augmentation de la quantité en Mg, K
et Ca en comparaison avec les plantes non-inoculées.
b)
Amélioration de la croissance des plantes
Il est également possible pour des micro-organismes de produire des hormones telles que des auxines, des
gibbérellines, des cytokinines, de l’éthylène ou des substances appelées kinétines, des composés de
synthèse analogue aux cytokinines. Ceux-ci se trouvant dans la rhizosphère, ils peuvent directement être
prélevés par le système racinaire (Beauchamp, 1993). Ces hormones ont différents rôles. L’auxine est
importante pour la croissance et le développement (divisions, élongation des cellules, dominance apicale,
initiation racinaire, ects). Les cytokinines font parties des régulateurs qui peuvent induire la division
Fruchart Shirley - Essais de biofertilisants sur orge de printemps et prairie naturelle |
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Figure 5 : Processus lors de la colonisation par des bactéries et champignons (Oldroyd, 2013)
a ; Des flavonoïdes sont libérés par les cellules racinaires de la plante. Les rhizobium les perçoivent et
produisent des facteurs de nodulation (Nod factor) reconnus par la plante. Les Nod facteurs activent des
signaux de symbiose conduisant à une oscillation de calcium. Le chevelu racinaire se développe autour des
bactéries, les piégeant à l’intérieur d’une boucle racinaire et les faisant progressivement entrer dans la
plante. La menace infectieuse se trouve au niveau de la boucle racinaire où l’invasion par rhizobium est
permise. Le nodule se forme en dessous du site de l’infection. L’infection se développe dans le nodule et se
ramifie. Les rhizobia peuvent rester dans les cellules du nodule, mais plus souvent ils sont libérés dans un
compartiment lié à la membrane à l’intérieur des cellules du nodule, où les bactéries deviennent fixatrices
d’azote.
b ; Des strigolactones sont libérées par les racines des plantes en présence de champignons mycorhiziens
arbusculaires (AMF). Ces hormones favorisent la germination des spores et la ramification des hyphes. Les
AMF produisent des facteurs mycorhiziens (Myc factors) avec des lipochitooligosaccharide (LCOs) et
surement d’autres signaux activant la mise en place de symbiose au niveau des racines et une oscillation de
calcium. L’invasion par AMF provoque un site d’infection à partir de l’hyphopodium, ce qui permet le
développement des hyphes du champignon à l’intérieur des cellules épidermales des racines. Le chemin de
l’invasion par les hyphes est prédis par l’appareil de pré-pénétration. Cet appareil est le regroupement du
réticulum endoplasmique et du cytosquelette dans des cellules sous la première couche infectée. Le
champignon colonise la plante grâce au développement d’hyphes entre les cellules. Les arbuscules sont
formés dans les cellules corticales des racines à partir des hyphes intercellulaires.
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cellulaire. Les gibbérellines ont une influence durant tous les stades de développement, de la germination au
développement florale. Puis l’éthylène, connu comme hormone du murissement a aussi un rôle au niveau de
la germination et de l’expansion cellulaire (Calvo et al., 2014). Azospirillum est supposé sécréter des
gibbérellines, de l’éthylène et de l’auxine. Rhizobium et Bacillus synthétise de l’IAA (Bhardwaj et al., 2014).
Il a été démontré que certains RFCP améliorent la croissance en supprimant l’expression de l’éthylène grâce
à l’hydrolyse de l’ACC par des ACC désaminases. Cette activité est retrouvée chez Alcaligenes sp, Bacillus
pumilus, Pseudomonas sp et Variovorax paradoxus. L’implication de l’ACC désaminase sur la croissance a
été prouvée en utilisant des mutants acc désaminase où une perte de l’amélioration de la croissance pouvait
être soulignée (Bhardwaj et al., 2014).
c)
Meilleure assimilation des nutriments
Dans la rhizosphère, la densité importante de bactéries favorise la prise de nutriments et leur disponibilité
pour la plante (Van Loon, 2007). L’amélioration de la nutrition des plantes en azote est permise grâce à la
symbiose Rhizobium-légumineuses, et grâce aux associations Azospirillum-céréales, et Bacillus-céréales. En
utilisant des traceurs
15
N, il a pu être mis en évidence que la quantité d’azote totale chez le blé est
augmentée de 7 à 12 % grâce à Azospirillum brasilense et Azospirillum lipoferum (Calvo et al., 2014).
De plus, des bactéries sont capables de solubiliser le phosphore. Le manque de phosphore dans le sol est un
problème important en agriculture. Même un apport de fertilisants contenant du phosphore ne le rend pas
plus disponible pour la plante car il se lie aux particules du sol (Calvo et al., 2014). Les deux principaux
mécanismes de solubilisation du phosphore sont l’action d’une phosphatase, qui solubilise le phosphore
organique, et la sécrétion d’acides organiques qui solubilisent le phosphore inorganique (Beauchamp, 1993).
Les acides organiques transforment le phosphore grâce à leurs groupes carboxyles et hydroxyles, en
chélatant avec les cations liés aux phosphates, le rendant soluble (Sharma et al., 2013). Ces acides
organiques diminuent également le pH ce qui permet la libération d’ions phosphates. La forme majoritaire
de phosphore organique est l’acide phytique, contribuant à plus de 60% du phosphore organique.
Cependant, les plantes ne peuvent pas l’utiliser sous cette forme, ils doivent être dephosphorylés par des
phosphatases (Calvo et al., 2014). Pour exemple, des transporteurs de phosphate inorganique sont présents
sur les hyphes de G.versiforme ce qui facilite l’absorption directe du phosphate à partir du sol. Les bactéries
identifiées dans ce rôle sont Pseudomonas spp, Bacillus spp, Streptomyces spp, Achromobacter spp,
Microccocus spp, Erwinia spp et Azospirillum spp. Les acides organiques qu’ils libèrent sont dépendants de
leurs espèces. Les champignons mycorhiziens arbusculaires (AMF) contribuent également de façon
significative à la nutrition en phosphore (Parniske, 2008). En plus du phosphore, le potassium est aussi un
nutriment essentiel que les micro-organismes peuvent solubiliser. Le potassium minéral est rendu soluble
grâce aux acides organiques sécrétés par les micro-organismes, qui chélate les ions silicones (Calvo et al.,
2014).
Les mycorhizes et les Rhizobia sont supposés sécréter des composés bioactifs comme les facteurs Nod et
Myc qui sont perçus par la plantes et qui activent des signaux de transduction qui initient d’autres chemins
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de transduction aux travers de récepteurs inconnus (SYMRK et NORK), déclenchant une sortie de calcium
vers le cytosol. Par la suite, ces différentes cascades de signalisations activent différents gènes impliqués
dans la formation de nodules ou d’appareil de pre-pénétration (PPA) (figure 4 et 5) (Oldroyd, 2013).
1.3.3.
Marché et réglementation
Différents produits sont arrivés sur le marché portant des allégations sur différents critères qui sont
bénéfiques à la plante comme par exemple une amélioration de la croissance et du rendement. On peut les
trouver sous diverses appellations (biostimulants, activateurs du sol, anti-stress,…) mais ils sont souvent
regroupés sous le terme de biostimulants, n’ayant pas de valeur réglementaire en France. Ceci complique
les choses pour les distributeurs et les agriculteurs pour identifier les origines et les modes d’actions très
divers de ces produits. De plus, ils sont considérés différemment suivant les pays et ne nécessitent pas les
mêmes homologations. Cependant, la situation s’améliore. L’EBIC (European Biostimulants Industry
Consortium) a été créé en 2011 suite à la décision des autorités européennes de revoir les règlementations
sur les fertilisants. Une démarche sur l’homogénéisation des législations nationales sur les fertilisants a été
lancée par la Commission européenne. Au niveau européen, les biostimulants sont principalement
commercialisés par des PME. Leur marché est estimé à 500 millions d’euros avec une utilisation sur environ
3 millions d’hectares. Les biostimulants représentent 0.6% du marché mondial des intrants en production
végétale. Historiquement, l’utilisation des biostimulants concernait principalement les cultures à hautes
valeurs ajoutées (Faessel et al., 2015).
1.4.
Problématique
A travers différentes publications, il a pu être mis en évidence un certain nombre de micro-organismes ayant
des effets positifs sur la croissance des plantes. Ils permettraient une revalorisation du sol en diminuant ou
en supprimant l’utilisation de produits chimiques, tout en obtenant les rendements prévus (Saleh-Lakha,
2006). De plus, la diminution des intrants permettrait une réduction des résidus toxiques présents dans
l’environnement. Cependant, les résultats obtenus en laboratoire peuvent parfois diverger des résultats
obtenus sur le terrain. De même, certaines bactéries sont spécifiques à certaines plantes hôtes, ce qui
nécessite de mettre au point des produits avec une composition adaptée au besoin du sol et de la culture
implantée. De plus, l’optimisation du travail des micro-organismes est facilement diminuée en fonction des
conditions pédo-climatiques.
Durant ce stage, l’évaluation de nouvelles perspectives de fertilisation des cultures en plein champs a été
menée pour mettre en évidence les effets de différents biofertilisants sur orges et sur prairies naturelles.
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Figure 6 : Principales espèces fourragère présente dans la prairie naturelle.
A : Dactyle, B : Ray grass Anglais, C : Fétuque élevée
Figure 7 : Pulvérisateur utilisé sur les microparcelles
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2. Matériel et Méthodes
2.1.
2.1.1.
Matériel biologique
Orge de printemps
Des essais de biofertilisation ont été menés sur des parcelles d’orges de printemps (Hordeum vulgare),
variété KWS Irina. La culture a été implantée sur un sol limoneux argileux (voir en annexe l’analyse de sol)
à Jonchery. L’agriculteur propriétaire de cette parcelle est connu du service technique pour suivre
correctement les protocoles des microparcelles. De plus, c’était une des seules parcelles d’orges de
printemps adaptée et correctement accessible pour la mise en place de l’essai. L’orge de printemps est une
plante herbacée annuelle du règne Plantae, de la division des Magnoliophyta, de la classe des Liliopsida, de
l’ordre des Cyperales, de la famille des Poaceae et du genre Hordeum (USDA PLANTS).
2.1.2.
Prairie naturelle
Des essais en prairie naturelle composés de Ray Grass Anglais (Lolium perrene), fétuque élevée et dactyle
(figure 6) ont également été menés pour comparer les rendements. Les essais ont été implantés à Neuilly
l’évêque chez un agriculteur connu par le service technique pour sa bonne conduite sur les essais. De plus, il
possède une prairie plate de fauche (et non de pâturage), ce qui a permis d’y installer l’essai. Le sol y est
argileux (voir l’analyse de sol en annexe).
Le Ray Grass Anglais (Lolium perrene), appartient règne Plantae, de la division des Magnoliophyta, de la
classe des Liliopsida, de l’ordre des Cyperales, de la famille des Poaceae, de la sous famille des Pooideae, de
la tribu Poeae et du genre Lolium. C’est une plante vivace, monocotylédone de 20 à 60 cm de haut avec une
tige lisse, dressée, et une pousse en touffes. Ses feuilles sont verts foncées, planes, et lisses, et ses organes
reproducteurs sont de longs épis larges portant des épillets, fleurs vertes. Sa floraison dure de mai à octobre
(« Ray-grass Anglais | Bayer ENvironmental Science » 2016).
La fétuque élevée, (Festuca arundinacea) appartient au règne Plantae, de la division des Magnoliophyta, de
la classe des Liliopsida, de l’ordre des Cyperales, de la famille des Poaceae, et du genre Festuca. C’est une
espèce bien adaptée aux différents types de climats et de sols. Elle peut très bien se développe sous fortes
chaleurs ou sous de faibles températures, grâce à un système racinaire performant qui peut pénétrer
profondément le sol. Elle peut également pousser sur sols acides, et résister à des inondations prolongées.
Cette espèce est très pérenne est peut produire pendant une dizaine d’année, si elle est bien conduite
(GNIS).
Le Dactyle, (Dactylis glomerata) appartient au règne Plantae, de la division des Magnoliophyta, de la classe
des Liliopsida, de l’ordre des Cyperales, de la famille des Poaceae, et du genre Dactylis. Cette espèce
fourragère est adaptée à de nombreux types de sol et de climat, et supporte très bien la sécheresse. Elle
peut résister au froid et à une couverture neigeuse, mais supporte mal les sols humides et inondés. Un
dactyle bien conduit peut produire sur 4 à 8 ans, même en conditions difficiles (GNIS).
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Tableau 1 : Composition des biofertilisants utilisés sur les microparcelles
Biofertilisants
Composition
Culture
Microbio
Bore 4,8 + Molybdène 0,5 + co-formulants avec mélange de bactéries Bacillus
(B. megaterium, B. subtilis, B. licheniformis)
Valorisol
Mélange de bactéries (Bacillus) et champignons (Trichoderma et Phanerocharete)
GR 50 Bioréveil
Éléments organo-minéraux avec des levures (Saccharomyces cerevisiae)
Actifert
Extraits végétaux + farine de poissons + NPK 3-0-0
Locacell
Bactéries (Bacillus amyloliquefaciens) + Champignons (Glomus intraradices)
Fertevie Rhiz 18-22
Bactéries (Bacillus) avec NPK 18-22-0 + S 30
Solextra
Éléments organo-minéraux complexés avec NPK 13-5-8
Fertiactyl Starter
Éléments organo-minéraux + NPK 13-5-8
Compos 24-10 BS
Inhibiteur de nitrification + NPK 24-10-0
Orge de printemps
Prairie
Orge de printemps
Tableau 2 : Composition des fertilisants utilisés sur les microparcelles
Types
Produits
d’engrais
Azote solide
Composition
N
Ammonitrate 27 %
27
Ammonitrate 33,5 %
33,5
Azote liquide
Solution 39
39
Simple
Super 45
P
Ternaire
So3
MgO
Autres
40
12
6
4 Na2O
45
Korn Kali
Binaire
K
18-46
18
46
24-10 BS
24
10
PM 60
6
4
6
15-7-11 + sel
15
7
11
14-16-12 + 16 S
14
16
12
16
18-10-16 + 10 S
18
10
16
10
6
9
7
SF 0-6-9
sel
3
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CaO 24
14
2.2.
Matériel expérimental
2.2.1.
Le pulvérisateur
Un pulvérisateur est utilisé pour toutes les solutions à appliquer sur les essais (figure 7). Il permet une
bonne distribution des produits et reproduit le travail fait par les agriculteurs. La rampe de 3 mètres est
composée de 9 buses qui peuvent être désactivées ou non suivant la taille des microparcelles. La rampe
peut être réglée à différentes hauteurs, ce qui permet de l’adapter au mieux en fonction du stade de la
culture. Le volume hectare est de 134 L/ha pour une pression de 1,8 bars.
2.2.2.
Préparation des semences
Lorsqu’il y a des essais variétés, les semis sont faits par le service technique de la coopérative. Les
semences sont préparées dans un laboratoire sous une hotte avec des gants car elles sont recouvertes d’un
traitement. Une enveloppe contient la quantité pour semer une microparcelle et celle-ci est déterminée en
fonction du PMG (poids de mille grains), de la densité et de la surface à semer. Des enveloppes contenants
une variété x sont préparées et servent de « Gardes ». Elles sont semées à chaque bout de l’essai et
permettent de le protéger d’éventuelles erreurs de la part de l’agriculteur. Les essais de fertilisation
alternative ont été faits sur prairie naturelle et sur la variété semée par l’agriculteur concernant l’orge de
printemps. Le service technique n’a donc pas eu besoin de semer ces essais.
2.2.3.
Préparation des engrais
Les engrais sont également préparés en laboratoire sous une hotte et avec des gants. Un sachet est préparé
pour chaque microparcelle avec la quantité recommandée (quantité mise par les agriculteurs en plein champ
en kg/ha) en fonction du produit et de la surface de la parcelle.
2.2.4.
Biofertilisants
Dans l’introduction, l’étude bibliographique porte principalement sur les biofertilisants composés de microorganismes. Cependant, sous l’appellation biofertilisants sont regroupés d’autres produits contenants par
exemple des extraits d’algues et de plantes, de macro-organismes, d’acides humiques, d’hydrolysats de
protéines ou d’acides aminés (Calvo et al., 2014). Les biofertilisants utilisés dans les microparcelles d’orges
et de prairies sont regroupés dans le tableau 1. Se référer en annexe II pour plus d’information sur les
produits.
2.2.5.
Fertilisants
Des fertilisants chimiques ont été utilisés dans les essais de fertilisation alternative pour pouvoir comparer
l’efficacité des biofertilisants. Leurs noms et leurs compositions sont regroupés dans le tableau 2.
Les fertilisants chimiques contiennent des doses NPK et S variées, chaque élément ayant des fonctions
différentes.
L’azote (N) a un rôle plastique et structural en intervenant dans la biosynthèse des acides aminés et des
protéines. Il a également des fonctions catalytiques car il constitue des protéines enzymatiques et de s
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Figure 8 : Microparcelles d’essai de l’orge de printemps
Tableau 3 : Itinéraire technique sur les microparcelles d’orge de printemps
N° de
parcelles
Modalité
Dose / Ha
Type apport
Ajout Expé
Ammo 27
01
témoin
18
02
18-46
100 Kg/ha
Localisé
03
18-46 puis Korn kali 225 kg
100 Kg/ha
Localisé
04
Fertevie Rhiz 18-22
100 Kg/ha
Localisé
05
24-10 BS (engrais starter)
75 Kg/ha
Localisé
06
Locacell
100 Kg/ha
Localisé
18
07
GR50 Bioréveil
100 kg/ha
Épandage en plein avant semis
18
08
Microbio
1 Kg/ha
Post-semis
18
09
Acifert
1 Kg/ha
Post-semis
18
10
Valorisol
1 Kg/ha
Post-semis
18
11
FertiActylStarter
5 L/ha
Post-semis
18
12
Solextra
5 L/ha
Post-semis
18
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16
coenzymes. L’azote est le premier facteur limitant de l’alimentation minérale, ce qui explique la relation
directe entre fourniture en azote et biomasse.
Le Phosphore (P) a des fonctions métaboliques ayant un rôle dans les transferts d’énergie. Il intervient dans
la synthèse des nucléotides, des oses-phosphates des phospholipides (essentiels dans les membranes
cellulaires), et des phytines (forme de réserve du phosphore dans les organes de réserves).
Le potassium (K) a des fonctions électrochimiques, il permet un bon équilibre anions/cations, un maintient
hydraté des structures colloïdales, une amélioration de la photosynthèse en participant à l’ouverture des
stomates. Il a également des fonctions catalytiques, en étant activateur de plusieurs enzymes.
Le soufre (S) a des fonctions électrochimiques, en restant sous forme SO 42- servant de réserve. Il a des
fonctions plastiques et structurales en constituant trois acides aminés ainsi que des composés volatiles et
aromatiques. Il a également des fonctions catalytiques, car il est impliqué dans la synthèse de vitamines
(biotines et thiamines) et est constitutif du coenzyme A (Morard, 1995)
2.3.
Protocole des essais
L’agriculteur applique le même itinéraire technique sur les microparcelles que sur son champ sauf pour les
interventions concernant le sujet de l’essai, ici la fertilisation. L’essai en orge de printemps est en quatre
blocs ce qui permet d’avoir quatre répliquas et l’essai en prairie est en trois blocs.
2.3.1.
a)
Orge de printemps
Itinéraire technique de l’agriculteur
L’agriculteur a effectué plusieurs interventions au cours du développement de la culture. La variété KWS
Irnia (celest) (300 gr/m²) a été semée suivie d’une fertilisation azotée de 117 unités de solution 39 le 13
mars.
Un désherbage a été effectué le 27 mars avec du Bofix à 2,7 l/ha pour lutter principalement contre les
dicotylédones et les chardons.
Un premiers fongicide a été appliqué le 10 avril avec du Joao à 0.3 L/ha qui permet de lutter principalement
contre l’oïdium, la rhynchosporiose, l’helminthosporiose et la grillure. Un second a été fait 10 jours plus tard
avec du Viverda à 1L/ha qui permet de lutter principalement contre la Rhynchosporiose, l’helminthosporiose
et la grillure. Il permet également de lutter contre la rouille naine et ramulariose mais qui sont généralement
peu présente dans la parcelle. Pour finir, la récolte a été effectuée le 25 juillet.
b)
Itinéraire technique sur les microparcelles réalisé par le service technique
L’essai (Figure 8) a été fait en quatre blocs identiques avec dans chaque blocs 12 microparcelles de
modalités différentes dont des microparcelles témoins (Tableau 3). Huit produits alternatifs ont été testés :
Valorisol, FertiActylStarter, Solextra, Actifert, GR50 Bioréveil, Microbio, Fertevie Rhiz 18-22, et Locacell.
Contrairement aux essais sur prairies, les biofertilisants ont été testés seuls. Les produits sous formes de
granulés ont été épandus à la main par le service technique et les produits sous forme de solution ont été
mis avec le pulvérisateur. L’épandage en plein consiste à répartir de façon uniforme le sachet préparé en
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Figure 9 : Essai de la praire naturelle
Tableau 4 : Itinéraire technique sur les microparcelles de prairie
Unités apportées
Nom modalités
Produits appliqués
Dose/ha
N
P
K
0
0
0
1
Témoin
2
Témoin sans PK
Ammo 33,5 %
180 kg
60
0
0
3
Témoin sans K
Ammo/Super 45
180 + 88
60
40
0
4
Témoin sans P
Ammo/Korn Kali
180 + 150
60
0
60
5
Dose X Korn Kali
Ammo/Super 45/Korn Kali
180 + 88 + 150
60
40
60
6
Complet
18.10.16+10 S
333 kg
60
33
53
7
Complet
15.7.11 + sel
400 kg
60
28
44
8
Complet
14.16.12+16 S
428 kg
60
69
51
9
X Korn Kali + Microbio
Ammo/Super/Korn kali/Microbio
1 kg
60
40
60
10
X Korn Kali + Bioréveil Gr50
Ammo/Super/Korn kali/Bioréveil
100 kg
60
40
60
11
X Korn Kali + Actifert
Ammo/Super/Korn kali/Actifert
1 kg
60
40
60
12
X Korn Kali + Valorisol
Ammo/Super/Korn kali/Valorisol
1 Kg
60
40
60
13
Organique
PM 60 = 6-4-6
1T
60
40
60
14
Organique + Ammo
SF 0-6-9
0,67 T
60
40
60
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18
laboratoire sur l’ensemble de la microparcelle, contrairement aux applications localisées qui consistent à
déposer les granulés uniquement sur la ligne de semis ou juste à coté.
2.3.2.
a)
Prairie naturelle
Itinéraire technique de l’agriculteur
L’agriculteur a uniquement ajouté des fertilisants à la prairie sauf sur les microparcelles puisque c’est le
sujet de l’essai. La fertilisation a donc été faite par le service agronomie de la coopérative le 13 mars. La
récolte a été effectuée le 26 mai.
b)
Itinéraire technique sur les microparcelles réalisé par le service technique
L’essai (Figure 9) a été fait en trois blocs identiques avec dans chaque blocs 14 microparcelles de modalités
différentes dont des microparcelles témoins (Tableau 4). Quatre biofertilisants ont été testés : Valorisol,
Actifert, Microbio, et Bioréveil. Ils ont été ajoutés à une fertilisation chimique complète, pour voir s’ils
permettaient une amélioration du rendement. Les produits ont été répandus sur toute la surface des
microparcelles à la main par le service technique.
2.3.3.
Suivis et notation des essais
Des tours de pleines sont effectués régulièrement pour surveiller le développement des cultures. En
parallèle, des notations sont faites pour mettre en évidence la précocité des variétés, ou le développement
de maladies sur les feuilles suivant le thème de l’essai. Sur les essais de fertilisation azotée, aucune notation
n’a été faite puisque seul l’impact sur le rendement nous intéresse.
2.4.
2.4.1.
Récolte des essais
Prairie naturelle
Dans chaque microparcelle, seule une bande de 60 cm est fauchée. Celle-ci est ramassée, pesée et un
échantillon en est prélevé. La masse de matière fraiche et de matière sèche de cet échantillon est pesée
pour ensuite déterminer le pourcentage de matière sèche de chaque échantillon. Les échantillons sont mis à
l’étuve 36 heures à 85°C pour être séchés avant la pesée.
2.4.2.
Orge de printemps
Une bande de 2 mètres est moissonnée dans chaque microparcelle et pesée par la moissonneuse (Figure
10). Des échantillons sont fait, puis une quantité de celui-ci est pesée et différents critères sont déterminés :
la teneur en protéines, le calibrage (taille de grains supérieur à une taille donnée), le poids spécifique (poids
d’un hectolitre de grain), le taux d’humidité et la quantité d’impureté.
2.5.
Analyses statistiques
L’analyse statistique de ces essais a été faite avec le logiciel Expé-R. Ce logiciel, couplé à Excel, propose un
ensemble d’outils statistiques permettant d’analyser et de traiter les données d’expérimentations agricoles.
Ce logiciel a été conçu et réalisé par ARVALIS
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19
Figure 10 : Récolte des microparcelles d’orge à la moissonneuse
Prairie naturelle
Rendement en tonne
de matière sèche / ha
6
5
A
AB
AB AB AB AB
BC BC BC BC
CD CD
D
4
3
E
2
Figure 11 : Rendement moyen des microparcelles de prairie naturelle
L’histogramme représente les différents rendements en fonction des produits administrés avec le résultat de
l’analyse statistique représentée par les lettres formants les groupes homogènes.
Fruchart Shirley - Essais de biofertilisants sur orge de printemps et prairie naturelle |
20
(Expé-R). Des groupes statistiques homogènes, représentés par les lettres au dessus des histogrammes, ont
été déterminés. Pour que les modalités soient statistiquement différentes, il faut qu’elles appartiennent à
des groupes statistiques distincts. Ces groupes homogènes ont été déterminés par la méthode de Tukey au
seuil de 5%.
3. Résultats
Les équipes de recherches tentent de développer une solution alternative pour diminuer l’utilisation des
produits chimiques, sans impacter le rendement. Les études statistiques des résultats des essais sur les
microparcelles portent donc uniquement sur le rendement.
3.1.
3.1.1.
Essai en microparcelles de prairie naturelle
Rendement
Les essais sur prairie ont toute leur importance car un grand nombre d’adhérents de la coopérative sont
éleveurs. C’est donc sur ces essais que les premiers résultats des applications de biofertilisants ont été mis
en place et obtenus. Dans ces microparcelles, des témoins NPK (0-0-0) sont présents, des produits
chimiques « classiques » et les biofertilisants couplés avec les produits classiques. Les produits chimiques
ont été administrés avec les doses prévisionnelles, c’est-à-dire les doses normalement mises en plein champ
par l’agriculteur. Premièrement, ceci permet de voir si la fertilisation sur prairie naturelle a bien fonctionné
en comparant les produits classiques avec le témoin 0-0-0. Deuxièmement, la comparaison peut être faite
entre les produits classiques et les « mélanges » produits classiques plus biofertilisants. L’analyse statistique
a été faite avec seulement deux blocs, car un des blocs a été fortement endommagé par des souris. En le
conservant, les analyses statistiques auraient été faussées.
Le rendement moyen de la microparcelle témoin (sans aucun apport) est de 2,8 tonnes de matière sèche
par hectare (figure 11). Trois autres témoins ont été fait. Un témoin PK, c’est-à-dire avec un apport en azote
uniquement, un témoin K avec un apport en azote et phosphore uniquement, et un témoin P avec un apport
en azote et potassium. Les trois témoins ont donc reçu de l’azote en même quantité et ne montrent pas de
différences statistiques entre eux. L’ajout de potassium ou phosphore n’a pas d’impact significatif.
Cependant, la fertilisation a bien fonctionné puisque l’ajout d’azote dans les témoins permet de
pratiquement doubler le rendement comparé au témoin 0-0-0
En présence des trois produits sur la même microparcelle (Ammonitrate 33,5 %, Super 45, et Korn Kali) le
rendement est amélioré et significativement différent des trois témoins. Les biofertilisants ont été ajoutés
sur les microparcelles en plus de ces trois fertilisants. Cela nous permet la comparaison entre les produits
chimiques seuls et les produits chimiques avec les biofertilisants. Les microparcelles 9, 10, 11, et 12 sont
donc comparées à la microparcelle 5. On peut voir une légère différence entre la composition avec le
Valorisol et l’Actifert, l’Actifert augmentant le rendement de 0.2 tonnes de matière sèche. Cependant, cette
faible augmentation n’est pas
Fruchart Shirley - Essais de biofertilisants sur orge de printemps et prairie naturelle |
21
Figure 12 : Systèmes racinaires de dactyles extraient de différentes microparcelles en prairie
naturelle
Le témoin NPK représente le système racinaire de dactyle dans une microparcelle qui n’a reçu aucune
fertilisation. Les deux autres systèmes racinaires sont issus de microparcelles ayant reçu une fertilisation
avec des doses x (doses appliquées par les agriculteurs) et des biofertilisants (Bioréveil ou Actifert).
Figure 13 : Rendements (A) et taux de protéines (B) des microparcelles d'orge de printemps
Différentes microparcelles (fertilisées, avec biofertilisants et témoins) sont représentés. Une analyse
statistique a été faite avec ExpéR. Une création de groupes homogènes est effectuée avec la méthode de
Tukey au seuil de 5%.
Fruchart Shirley - Essais de biofertilisants sur orge de printemps et prairie naturelle |
22
significativement différente entre les produits. De plus, il n’y a aucune augmentation du rendement avec la
présence de biofertilisants par rapport au « témoin » 5 qui ne contient que les trois produits chimiques.
3.1.2.
Systèmes racinaires
Des pieds de dactyle ont été prélevés sur l’essai de fertilisation, pour pouvoir observer l’effet au niveau des
racines de différents fertilisants et biofertilisants (figure 12).
Un témoin NPK, c'est-à-dire qui n’a reçu aucun fertilisant, a été prélevé pour les comparer avec ceux qui ont
reçu des fertilisants. Son système racinaire est assez bien développé en surface, avec des racines
secondaires et du chevelu racinaire. Cependant, elles n’ont exploré le sol que sur une petite dizaine de
centimètre de profondeur.
En comparaison, deux prélèvements ont été faits dans des microparcelles fertilisée avec du Bioréveil ou de
l’Actifert.
Dans les microparcelles avec de l’Actifert, on peut observer un profil similaire au témoin NPK mais de façon
plus marquée. Les racines sont plus longues de quelques centimètres en moyenne, et le chevelu racinaire y
est encore plus développé. Sur la photo agrandie, on peut bien voir les racines toutes fines et en grands
nombres, comparé au témoin où on peut mieux identifier les racines principales.
Dans les microparcelles avec du Bioréveil, le développement racinaire est beaucoup moins important que
dans les deux autres cas. On voit bien les racines principales, et très peu de racines de deuxième ou
troisième ordre. Au niveau de la profondeur de pénétration du sol, on se situe comme dans les autres cas à
une dizaine de centimètres.
3.2.
3.2.1.
Essai en microparcelles d’orge de printemps
Analyses de différentes caractéristiques
Des blocs de douze microparcelles ont été mis en place uniquement pour tester les biofertilisants sur orge
de printemps. Différentes analyses statistiques on été faites : le poids spécifique (kg/hL), le calibrage, le
taux de protéines (g), le nombre d’épis/m², le nombre de grains/m² et le rendement (qx/ha).
L’analyse statistique des rendements (figure 13, A) obtenus sur l’essai de fertilisation alternative en orge de
printemps n’a pas permis de mettre en évidence plusieurs groupes statistiques homogènes. Un seul est
même groupe (A) ressort de cette analyse regroupant toutes les modalités, que ce soit le témoin, les
microparcelles fertilisées ou celles avec l’ajout de micro-organismes. Cependant, le rendement le plus élevé
est de 82,53 qx/ha, obtenu sur les microparcelles fertilisées avec 18N-46P et du Korn Kali 225 kg. Le témoin
NPK a un rendement de 80,07 qx/ha. Quant à la parcelle avec le biofertilisant Valorisol, elle présente le plus
faible rendement avec 78,43 qx/ha. Bien entendu, ces différences de rendements ne sont pas
significativement différentes, ce qui ne permet pas de valoriser une application ou une autre.
De même que pour le rendement, les résultats statistiques des taux de protéines (Figure 13, B) ne
permettent pas de former plusieurs groupes statistiques. La microparcelle avec le biofertilisant Solextra a le
meilleur taux de protéines avec 11,28 g. Au contraire, la microparcelle fertilisée (18-46 puis Korn Kali
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23
Figure 14 : Systèmes racinaires des microparcelles d’orges de printemps
Les prélèvements ont été effectués dans une microparcelle fertilisée doses x, et dans une microparcelle
fertilisée doses x avec biofertilisants.
Figure 15 : Histogramme de différentes caractéristiques étudiées sur l’essai d’orge de printemps.
Différentes microparcelles (fertilisées, avec biofertilisants et témoins) sont représentées. Une analyse
statistique a été faite avec ExpéR. Une création de groupes homogènes est effectuée avec la méthode de
Tukey au seuil de 5%.
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225kg) présente le plus faible taux de protéines avec 10,18 g. La microparcelle témoin a un taux de protéine
de 10,25g.
L’analyse du calibrage des grains (Figure 15, A) permet de différencier le témoin des autres modalités
formant à lui seul un groupe homogène. Il a un pourcentage de 98,26 grains supérieurs à 2,5 mm, alors que
toutes les autres modalités forment un second groupe homogène avec des pourcentages plus faibles
(environ 96 % > 2,5 mm).
L’analyse du poids spécifique (PS) (Figure 15, B) permet de mettre en évidence trois groupes statistiques
(A, AB, et B). La microparcelle fertilisée (18-46 puis Korn Kali 225kg) permet d’obtenir le PS le plus élevé
avec 68,55 kg/hL, formant un groupe statistique à part entière. En revanche, l’application de Fertevie Rhiz
18-22, permet d’obtenir seulement 67,18 kb/hL, formant lui aussi un groupe à part entière. Les autres
modalités forment le groupe statistique AB, avec des poids spécifiques compris entre les groupes A et B.
Seul les groupes A et B sont statistiquement différents entre eux.
Des études statistiques ont été faites sur les différentes modalités pour analyser les nombre d’épis/m²
(Figure 15, C) et les nombres de grains/m² (Figure 15, D). Dans les deux cas, trois groupes homogènes
sont mis en évidence. Un premier formé par le Solextra, un second par le témoin et un dernier formé par les
autres modalités. La modalité avec le Solextra permet d’obtenir les meilleurs résultats avec 1181,67 épis et
31971,13 grains par m². Le témoin permet d’obtenir 919,28 épis et 26006,74 grains par m². Les autres
modalités se trouvant dans le groupe statistique AB avec des résultats compris entre le groupe A et B.
Le biofertilisant Solextra permet d’obtenir les meilleurs résultats pour les nombres d’épis et de grains au m²
ainsi que pour le taux de protéines. Il permet également d’obtenir un bon rendement.
3.2.2.
Systèmes racinaires
Des prélèvements de pieds d’orge de printemps (Figure 14) ont été faits dans des microparcelles fertilisées,
et dans des microparcelles fertilisées qui ont reçu un apport de biofertilisants, le Bioréveil. Les systèmes
racinaires des pieds issus des microparcelles sans Bioréveil présente des racines d’une quinzaine de
centimètres pour les plus longues. Les racines issues des parcelles avec Bioréveil sont un peu moins longues
(12 cm en moyennes). Cependant, leurs systèmes racinaires présentent plus de racines secondaires, avec
un chevelu racinaire plus développé.
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Figure 16 : Les différentes formes d’azote dans les fertilisants azotés utilisés
(« Les différentes formes d’engrais » 2016).
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4. Discussion
4.1.
4.1.1.
Essais en microparcelles de prairie naturelle
Rendement
Des biofertilisants ont été ajoutés sur des microparcelles fertilisées pour voir si ceux-ci permettent une
augmentation du rendement résultant d’une meilleure absorption des nutriments.
Les résultats ont permis de mettre en évidence des différences significatives entre différents produits.
L’analyse de sol faite à partir de différents prélèvements dans plusieurs microparcelles montre un sol riche
et propice au
travail des micro-organismes. En effet, le taux de matière organique est de 5,7 %, celui de carbone de 3,31
% et la CEC est de 271 meq/Kg. Le sol n’est donc pas le facteur limitant pour l’action des micro-organismes.
On peut voir d’après l’histogramme présenté dans la partie résultat (Figure 14) que les meilleurs
rendements sont obtenus avec une fertilisation chimique. Le témoin NPK a le plus faible rendement et forme
un groupe statistiquement différent de toutes les autres modalités. Les trois autres témoins, PK,K, et P, ont
un rendement supérieur au témoin NPK. Les plantes ont donc besoin de ces deux éléments pour prétendre à
des rendements élevés. Les modalités fertilisées Ammo/Super/Korn kali avec du Microbio ou de l’Actifert
permettent d’obtenir des rendements similaires à la modalité avec le PM60 puisqu’ils appartiennent tous au
groupe AB. En revanche, les modalités avec le Bioréveil et le Valorisol appartiennent au groupe BC, et ont
donc des rendements statistiquement inférieurs au PM60. Cependant, il n’y a pas de différences statistiques
entre les modalités fertilisées Ammo/Super/Korn kali sans bactéries et avec bactéries. Ceci signifiant que
l’apport de micro-organismes ne permettrait pas d’augmenter les rendements. Ces résultats peu
encourageants pourraient être expliquer par des conditions climatiques peu favorables. En effet, l’année
2015 a été très sèche. Hors, les fines racines transformées en mycorhizes par les symbioses avec les
champignons sont très fragiles et ne survivent pas en conditions de sécheresses et fortes chaleurs
(Sécheresse et symbiose ectomycohrizienne, 2003).
4.1.2.
Systèmes racinaires
Des observations intéressantes sont visibles au niveau des systèmes racinaires prélevés dans les
microparcelles témoins, ainsi que dans celles avec du Bioréveil, et celles avec de l’Actifert. L’Actifert est
composé de micro-organismes, et permet un développement des racinaires et du chevelu racinaire plus
important. Comme attendu, on peut observer cette tendance sur les racines qui étaient en contact avec de
l’Actifert. Le témoin NPK ayant le même développement mais de façon moins marqué.
En ce qui concerne les racines de la microparcelle avec du Bioréveil, on peut observer un faible
développement racinaire ainsi que très peu de chevelu racinaire. Le bioréveil est composé de levure
(S.cereviae) et a pour action principale de dégrader de la matière. Celui-ci n’encourage donc pas la plante à
développer un système racinaire important. De plus, l’essai se trouve dans un sol riche, ce qui n’encourage
pas non plus un développement important des racines puisque la plante a le nécessaire sans puiser en
profondeur.
En plus de toutes ces modalités, il faut prendre en compte que l’essai a été implanté sur une prairie
naturelle et non semée. Ceci signifie que les systèmes racinaires sont ancrés depuis plusieurs années. Les
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effets suite aux apports de ces fertilisants peuvent donc être impactés par des conditions pédoclimatiques
qui aurait engendré des modifications racinaires à un certains moment. Il va donc falloir suivre l’essai sur
plusieurs années pour réellement déterminer l’impact des micro-organismes au niveau du système racinaire.
4.2.
4.2.1.
Essais en microparcelles d’orges de printemps
Rendement
Comme le montre l’histogramme du rendement (Figure 16, A), il n’y a pas de gros écarts entre le
rendement le plus élevé qui est de 82,53 qx/ha, et le plus faible qui est de 78,43 qx/ha. De plus, l’analyse
statistique ne montre pas de différences significatives entre les produits. En revanche, le rendement les plus
élevé est obtenu avec une application de 18-46 puis du Korn Kali (qui permet un apport en potassium et en
souffre
principalement). Ceci montre bien que les meilleurs rendements restent atteints par des fertilisations en
comparaison à d’autres applications. Au travers des biofertilisants, on souhaite pouvoir égaler, voir dans les
meilleurs des cas, dépasser les rendements permis par des fertilisations chimiques. Ici, seul deux
biofertilisants se situent juste après le meilleur rendement et au dessus du témoin. Il y a FertiActylStarter,
qui contient en plus des substances organominérales et des substances issues du vivant, du NPK 13-5-8. Il y
aussi Fertevie Rhiz 18-22, qui contient également du NPK 18-22-0 + 30S, en plus des bactéries Bacillus
amyloliquefasciens.
Un autre biofertilisant qui est composé de NPK est Solextra. Son rendement se situe juste après le témoin
avec 79,66 qx/ha, contre 80,07 qx/ha pour le témoin. Tous les autres biofertilisants qui sont composés
uniquement de micro-organismes ne permettent pas d’obtenir des rendements supérieurs au témoin, malgré
qu’ils aient reçus de l’ammonitrate. L’ammonitrate est composée de 50% d’azote sous forme ammoniacale
et 50% sous forme de nitrique. Tout l’azote n’est donc pas directement utilisable par la plante et doit subir
des transformations (Figure 16). L’azote est retenu et absorbé temporairement au niveau du complexe
argilo-humique du sol. Ce complexe est formé d’humus et d’argile. L’humus permet de retenir l’eau et
l’argile protège l’humus des micro-organismes en diminuant sa minéralisation (Duprarque et Rigalle, 2011).
Ils sont reliés entre eux grâce à des cations. Ces cations sont fixés au niveau du complexe argilo-humique,
ce qui permet de faire de ces complexes des réserves nutritives pour les plantes.
Cet azote peut également être utilisé par les micro-organismes dans le sol. La forme ammoniacale peut
rapidement passer à la forme nitrique (NH 2-) grâce à la nitrification active des les sols chauds, aérés et
humides. Entièrement libérée dans le sol, la plante peut s’alimenter en azote lorsqu’il se trouve sous cette
forme. Un apport d’azote sous forme d’ammonitrate demande un peu plus de temps pour que la plante
puisse s’alimenter, mais représente un très bon compromis permettant à la plante de ne pas avoir tout
l’azote en même temps.
Ces résultats ne vont donc pas dans le sens souhaité. Cependant, il y a un point important non négligeable
dans l’étude des résultats. Les micro-organismes sont des individus vivants, qui travaillent dans des sols
vivants. Pour qu’ils puissent être utiles et travailler dans le sol, en dégradant la matière organique ou en
mettant en place des symbioses avec les systèmes racinaires, il faut déjà que le sol en soit composé. Les
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micro-organismes sont des intermédiaires entre le sol et les racines permettant d’améliorer les conditions de
nutritions, croissances et protections des plantes. Hors, dans un sol pauvre en éléments essentiels et en
matières organiques, elles ne pourront rien transformer. Des prélèvements de sol dans plusieurs
microparcelles ont été faits, puis envoyés en laboratoire pour obtenir une analyse de sol (Annexe I). Il en
ressort un faible taux de matière organique de 2,3 (2,7 étant la norme), un faible taux de carbone de 1,34%
(1,57 étant la norme), et une faible CEC (capacité d’échange de cation) de 115 meq/Kg. Hors, ces
caractéristiques sont très importantes pour l’état du sol. La CEC représente la quantité maximale de cations
que peut retenir le sol. Elle est donc fondamentale pour l’alimentation en éléments minéraux des plantes, et
dépend principalement du type de sol et des apports en matière organique. Elle aura plutôt tendance à être
élevée dans des sols argileux, et faible dans des sols sableux. La matière organique assure de nombreuses
fonctions biologiques. Elle permet de rendre disponible et de stocker les éléments nutritifs pour la plantes,
elles favorisent l’activité biologique étant source d’énergie pour les micro-organismes, elles ont un effet
positif sur la structuration du sol, son réchauffement et son aération (Duprarque et Rigalle, 2011).
Ces caractéristiques étant toutes faibles dans le sol où l’essai a été implanté, ceci explique pourquoi les
biofertilisants n’ont pas donné de résultats. Ils n’ont pas pu trouver les nutriments et l’énergie dont ils
avaient besoin dans la matière organique et les complexes argilo-humiques, donc ils étaient dans
l’incapacité de fournir un bénéfice quelconque pour les plantes.
4.2.2.
Autres caractéristiques analysées
L’analyse statistique a permis de mettre en évidence différents groupes homogènes concernant le poids
spécifique (Kg/hL). La microparcelle fertilisée avec 18-46 + korn Kali permet d’obtenir le meilleur PS avec
une différence statistiquement significative par rapport aux Fertevie Rhiz 18-22, celle-ci ayant le PS le plus
faible. Une bonne fertilisation permet donc un meilleur remplissage des grains.
Le calibrage des grains a été analysé et fait ressortir deux groupes statistiques homogènes (A et B). Le
groupe A a le meilleur pourcentage de grains supérieurs à 2,5 mm, et est formé uniquement par le témoin
avec un pourcentage de 98,26%. Toutes les autres modalités sont regroupées dans le groupe B avec un
pourcentage aux alentours de 96,5%. Les biofertilisants ne sont donc pas différenciables des produits
chimiques du point de vue calibrage. Le calibrage étant inversement proportionnel au rendement, ceci
explique pourquoi le témoin obtient le calibrage le plus élevé. Cependant, les modalités avec fertilisation
chimique, comme par exemple le 18-46 avec Korn Kali, devrais théoriquement avoir les pourcentages de
calibrage les plus faibles. Hors, cette modalité obtient expérimentalement le meilleur pourcentage du groupe
B. En revanche, toutes les autres modalités sont dans ce groupe donc les différences ne sont pas
significatives.
L’analyse des taux de protéines n’a pas permis de faire ressortir des groupes statistiques homogènes.
Cependant la tendance observée est celle attendue. On obtient un taux de protéines plus élevé avec les
biofertilisants qu’avec la fertilisation 18-46 + Korn Kali, la teneur en protéines étant l’inverse du rendement.
Plus le rendement est élevé, plus la teneur en protéines sera faible et inversement, ceci étant dû à un effet
de dilution. Le rendement étant plus faible en fertilisation alternative, on obtient des teneurs protéiques plus
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élevées. Le biofertilisant Solextra se place en première position malgré que les différences ne soient pas
significatives.
Il en va de même concernant les nombres de grains et d’épis par m². Solextra permet d’obtenir les meilleurs
résultats et de façon significative par rapport au témoin. Malgré un sol pauvre, ce biofertilisant permet
d’obtenir des différences significatives sur plusieurs caractéristiques, et permet également d’obtenir un
rendement similaire à des microparcelles fertilisées.
4.2.3.
Systèmes racinaires
Deux systèmes racinaires ont été prélevés et nettoyés (Figure 17). L’observation montre bien un système
plus développé en surface (horizontalement), avec un chevelu racinaire plus important en présence du
Bioréveil. Ce résultat est encourageant puisque l’accroissement du développement des racines et du chevelu
racinaire est une caractéristique connue et démontrée des biofertilisants. Ce qui prouve que malgré l’état du
sol, l’application de ces produits n’a pas été sans conséquences, même si elles restent faibles.
5. Conclusion et perspectives
L’application de biofertilisants n’a pas permis d’obtenir les résultats souhaités sur les différents essais. En
prairie naturelle, le sol est riche en matière organique, mais aucune différence significative de rendement n’a
pu être observée entre une microparcelle fertilisée et une microparcelle fertilisée avec un ajout de
biofertilisant. Il en va de même pour l’essai d’orge de printemps. Aucune différence significative n’a pu être
mise en évidence, même par rapport au témoin NPK. Il aurait été intéressant de mettre en place des
microparcelles avec uniquement des biofertilisants, pour qu’une comparaison soit possible entre
microparcelles avec que des biofertilisants, que des fertilisants chimiques, et avec un mélange des deux.
Ceci permettrait de bien positionner l’effet des biofertilisants, et de voir dans quels cas ils sont le plus
bénéfiques. En revanche, les essais ont bien répondu à la fertilisation (surtout en prairie), car une
fertilisation chimique permet d’obtenir les meilleurs rendements. Il ne faut pas oublier que les conditions de
sécheresses de cette année 2015, qui peuvent être en partie la cause du manque de résultats significatifs.
Cependant, l’étude des systèmes racinaires a permis de montrer l’impact des micro-organismes sur les
racines. Comme attendu, des systèmes racinaires plus développés ainsi que du chevelu racinaire ont pu être
observés sur les pieds d’orge de printemps et de dactyle prélevés.
A ce jour, on se rend bien compte que travailler avec du vivant reste beaucoup plus difficile à gérer, en
comparaison de l’utilisation de produits chimiques. Les conditions pédo-climatiques ayant une forte influence
sur l’effet des produits de fertilisations alternatives. Les recherches doivent donc continuer dans ce sens,
pour permettre de proposer des produits plus sains mais également performants du point de vue
agronomique.
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ANNEXE I :
Analyses de sol
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ANNEXE II :
Fiches produits des biofertilisants
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RÉSUMÉ
L’agriculture moderne est devenue de plus en plus dépendante de l’utilisation de produits phytosanitaires,
causant de nombreux problèmes du point de vue environnementale et santé humaine. Différents projets ont été
mis en place ces dernières années, comme les projets EcoPhyto, pour essayer de réduire l’utilisation ces
produits. Cependant, les objectifs de rendement restent difficiles à atteindre lors d’une diminution de fertilisation
et de contrôle des infestations. L’exploitation du bénéfice que peuvent apporter les micro-organismes du sol est
de plus en plus mise en avant. Une bonne connaissance de ces micro-organismes en fonction des différents
contextes pédoclimatiques pourrais laisser place à une agriculture durable et plus saine. Une large gamme de
micro-organismes sont concernés : les rhizobactéries qui favorisent la croissance des plantes (RFCP), des
champignons ecto- et endomycorhiziens, des cyanobactéries et d’autres micro-organismes utiles dans la prise de
nutriments, la croissance et la tolérance aux stress environnementaux chez les plantes. Les principaux microorganismes présents dans les produits de biofertilisation sont des bactéries du genre Bacillus, des levures
(Saccharomyces cerevisiae,) et des champignons du genre Trichoderma et Phanerochaete. Les résultats de
l’application de produits à base de micro-organismes, sur le terrain, reste pour le moment peu valorisant. Des
résultats d’essais sur orge de printemps et prairies naturelles ont été analysés. On peut voir une légère
amélioration du rendement avec certains produits, mais la plupart montrent des rendements équivalents au
témoin voir dans certains cas inférieurs. Les études doivent être poursuivies et approfondies pour permettre le
développement de produits ayant une efficacité significative et si possible constante, malgré des conditions
pédoclimatiques qui varient en fonction des années.
ABSTRACT
mots-clés : Biofertilisants ; Produits alternatifs ; Orge de printemps ; Prairie ; Fertilisation ; Agriculture durable
Modern agriculture has been become more and more dependent of crop protection products, causing a lot of
problem from an environmental point of view and human health. In recent years, many projects have been set
up, for instance EcoPhyto, to try to decrease the use of chemical products. However, performance targets remain
a difficult challenge when we reduce the chemical inputs, fertilizers and pesticides. The exploitation of beneficial
microbes in soil is become more and more highlighted. A thorough knowledge of those micro-organisms with
their climatic conditions features would give way to sustainable and healthy agriculture. A wide range of microorganisms are concerned : the plant growth promoting rhizobacteria (PGPRs), endo- and ectomycorrhizal fungi,
cyanobacteria and other micro-organisms useful in nutrient uptake, growth and environmental stress in plants.
The main micro-organisms found in the biofertilizers are bacteria, genus Bacillus, yeast, (Saccharomyces
cerevisiae), and fungus, genus Trichoderma and Phanerochaete. Application of those products composed of
micro-organisms, on field, remains at the moment low quality. The results of essays in spring barley and
meadow were analysed. A weak improvement of the yield can be observed with few products, but in most cases,
yield is similar to the control, even lower in some cases.
keywords : Biofertilizers ; Alternative products ; Spring barley ; Meadow ; Fertilization ; Sustainable agriculture
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