Le moustique Culex pipiens, vecteur potentiel des virus

L’UNIVERSITE MOHAMMED V-AGDAL
FACULTE DES SCIENCES
RABAT
N° d’ordre: 2589
THESE DE DOCTORAT
Présentée par
Fadila Amraoui
Discipline: Biologie
Spécialité: Virologie - Entomologie
Le moustique Culex pipiens, vecteur potentiel des
virus West Nile et fièvre de la vallée du Rift dans la
région du Maghreb
Soutenue le 10 juillet 2012
Devant le jury composé de:
Président:
Saaïd Amzazi, Professeur à la faculté des Sciences, Rabat
Examinateurs:
Youssef Bakri, Professeur à la faculté des Sciences, Rabat
Anna-Bella Failloux, Directeur du laboratoire Arbovirus et Insectes Vecteurs, Institut Pasteur, Paris, France
M’hammed Sarih, Directeur du laboratoire Maladies Vectorielles, Institut Pasteur du Maroc
M’hamed Tijane, Professeur à la faculté des Sciences, Rabat
Avant propos
Cette thèse a été réalisée dans le cadre d’une collaboration entre le Laboratoire
d’Immunologie et Biochimie à la Faculté des Sciences de Rabat, le Laboratoire des
Arbovirus et Insectes Vecteurs à l’Institut Pasteur à Paris, France et le Laboratoire
des Maladies Vectorielles à l’Institut Pasteur du Maroc.
Les travaux de cette thèse ont été effectués sous la direction de Mr M’hamed
Tijane, Mme Anna-Bella Failloux et Mr M’hammed Sarih.
Je remercie vivement Mr M’hamed Tijane, Professeur à la Faculté des Sciences
à Rabat et Directeur du Laboratoire Immunologie et Biochimie qui s’est toujours
soucié de l’avancement de mes travaux tout au long de ces quatre années. Il a
toujours fait preuve d’enthousiasme, de bonne humeur et d’encouragements qui
m’ont remotivé dans les périodes difficiles.
Je remercie du fond du coeur Mme Anna-Bella Failloux, Chef du Laboratoire
Arbovirus et Insectes Vecteurs à l’Institut Pasteur à Paris aussi bien pour son
encadrement exemplaire et complet que pour m’avoir accompagné amicalement et
fraternellement dans ce cheminement. Merci pour ses précieux conseils, ses
encouragements ainsi que pour les corrections et les relectures de ce manuscrit. Son
énergie, ses compétences et sa constante disponibilité m’ont beaucoup aidé pour
mener à bien ce travail.
Je
remercie
chaleureusement
Mr
M’hammed
Sarih,
Responsable
du
Laboratoire des Maladies Vectorielles à l’Institut Pasteur du Maroc, de m’avoir fait
confiance et proposé ce sujet alors même que je ne connaissais rien à l’entomologie.
Merci pour son dynamisme, son soutien et ses conseils qui m’ont permis de mener à
bien cette thèse.
Je remercie le Professeur Saaïd Amzazi, Doyen de la Faculté des Sciences de
Rabat, d’avoir accepté de présider ce jury et de critiquer ce travail.
Mes remerciements vont aussi à Mr Youssef Bakri, Professeur à la Faculté des
Sciences de Rabat d’avoir eu l’amabilité de lire et de juger ce travail.
Les travaux de cette thèse ont été financés par l’Institut Pasteur à Paris, dans le
cadre d’un projet ACIP, sous la référence A-08-2009. Je profite de cette occasion
pour remercier l’Institut Pasteur à Paris pour ce financement et aussi pour m’avoir
accordé une bourse de stage durant une année au Laboratoire Arbovirus et Insectes
Vecteurs.
Je remercie le Centre National de la Recherche Scientifique et Technique de
m’avoir accordé une bourse d’excellence pendant 18 mois et ce dans le cadre du
programme des bourses de recherche initié par le ministère de l'Éducation Nationale,
de l'Enseignement Supérieur, de la Formation des Cadres et de la Recherche
Scientifique.
J’adresse toute ma gratitude et reconnaissance à tous les collègues des
Instituts Pasteur à Alger et à Tunis qui ont participé activement à ce projet ACIP
notamment, Messieurs Ali Bouattour, Ghazi Krida, Zoubir Harrat et Said Boubidi.
Je remercie Mme Michèle Bouloy de m’avoir accueilli dans son unité de
Génétique Moléculaire des Bunyavirus à l’Institut Pasteur à Paris.
Quoique je fasse, je ne peux remercier assez tous les membres du Laboratoire
Arbovirus et Insectes Vecteurs: Marie Vazeille, Laurence Mousson, Karima Zouache,
Jocelyne Alexandre et Camilo Arias Goeta. Merci pour ces qualités humaines et
scientifiques. Merci à Louis Lambrechts, parti sans trop s’éloigner, pour ses précieux
conseils.
Je remercie Melle Najma Boudebouch du Laboratoire des Maladies Vectorielles
pour son aide et le temps qu’elle a consacré pour moi.
Je tiens à remercier Mme Chafika Faraj de l’Institut National d’Hygiène à Rabat
et tous les membres de son équipe qui m’ont initié à l’entomologie.
Je remercie tout le personnel de santé publique qui a participé aux prospections
des gîtes larvaires à Tanger, Marrakech, Mohammedia et Casablanca. Merci pour
leur patience et aide ainsi que pour les récoltes abondantes de larves.
Je ne saurais jamais remercier ma famille et mes amis pour leur soutien
permanent, leurs encouragements tout au long de mes études, sans lequel je ne
serai jamais arrivée à ce stade de réussite. Comme vous êtes nombreux je ne peux
nommer tout le monde, mais je sais que vous vous reconnaitrez.
Travaux scientifiques
Articles publiés:
Fadila Amraoui, Ghazi Krida, Ali Bouattour, Adel Rhim, Jabeur Daaboub, Zoubir
Harrat, Said-Chawki Boubidi, Mhamed Tijane, Mhammed Sarih, Anna-Bella Failloux
(2012). Culex pipiens, an experimental efficient vector of West Nile and Rift valley
fever
viruses
in
the
Maghreb
region.
PLoS
ONE
7(5):
e36757.
doi:10.1371/journal.pone.0036757
Fadila Amraoui, Mhamed Tijane, Mhammed Sarih, Anna-Bella Failloux (2012).
Molecular evidence of Culex pipiens form molestus and hybrids pipiens/molestus in
Morocco, North Africa. Parasites & Vectors 5: 83.
doi:10.1186/1756-3305-5-83
Communications:
Fadila Amraoui, Ali Bouattour, Ghazi Krida, Zoubir Harrat, Said Boubidi, Mhamed
Tijane, Mhammed Sarih, Anna-Bella Failloux. Vector competence of Culex pipiens for
West Nile and Rift Valley Fever viruses in the Maghreb region. 8-10 novembre 2011.
Institut Pasteur International Network Meeting (Paris, France). Commented Poster.
Fadila Amraoui, Ali Bouattour, Ghazi Krida, Zoubir Harrat, Said Boubidi, Mhamed
Tijane, Mhammed Sarih, Anna-Bella Failloux. Vector competence of Culex pipiens for
West Nile and Rift Valley Fever viruses in the Maghreb region. 16-18 novembre
2011. Journées Départementales de Virologie de l’Institut Pasteur de Paris (Le
Touquet, France). Communication affichée.
Résumé
Le virus West Nile (VWN) et le virus de la fièvre de la vallée du Rift (VFVR) sont deux
virus à ARN, transmis essentiellement par des moustiques.
Le VWN (Flaviviridae, Flavivirus) est largement reparti dans le monde. Il est
maintenu au sein d’un cycle enzootique faisant intervenir les oiseaux comme hôtes
amplificateurs. L'infection de l'homme et des équidés est accidentelle et les deux
hôtes sont considérés comme des culs de sacs épidémiologiques. Par ailleurs, le
VFVR (Bunyaviridae, Phlebovirus) est présent en Afrique sub-saharienne, en Egypte
et dans la péninsule arabique. Le cycle de transmission du VFVR est complexe, varie
selon la région géographique et touchant essentiellement le bétail et l’homme.
Le moustique Culex pipiens, largement reparti en Afrique du Nord, a été incriminé
dans la transmission de VWN et du VFVR dans d’autres régions du monde. Dans ce
travail, les populations de Cx. pipiens récoltées au Maroc, en Algérie et en Tunisie
ont été infectées avec le VWN et le VFVR avec un titre viral respectif de 107,8 et 108,5
unité formant plage/mL. Les taux d’infection disséminée (TID) et de transmission (TT)
ont été évalués à j14 et j21 post-infection. Toutes les populations testées ont été
capables de disséminer le VWN au-delà du tube digestif ainsi que libérer des
particules virales au niveau de la salive. Les TID varient de 59.1% à 100% et les TT
de 25% à 83.3 %. Pour le VFVR, 69,2% des populations testées développent une
infection disséminée avec des TID variant de 6.2% à 38,1%, et 77,8% présentaient
des salives infectieuses avec des TT allant de 10% à 47.1%.
Par ailleurs, l’analyse moléculaire basée sur la diversité génétique de la région
flanquante du microsatellite CQ11 a montré que Cx pipiens existe au Maroc sous la
forme pipiens, la forme molestus et des formes hybrides pipiens/molestus. Ces
différentes formes sont morphologiquement semblables mais présentent des
caractères bio-écologiques différents pouvant influencer la transmission vectorielle
du VWN et du VFVR.
Cx. pipiens est bon vecteur en conditions expérimentales pour le VWN et dans une
moindre mesure, pour le VFVR. Cependant, les recherches doivent se poursuivre
afin d’évaluer les compétences vectorielles respectives des différentes formes de Cx.
pipiens ainsi que leurs préférences trophiques pour mieux appréhender leur rôles
épidémiologiques. Ces données sont essentielles pour mesurer le risque
d’introduction et d’installation de ces arboviroses dans le Maghreb, les pays du
pourtour méditerranéen et également, en Europe.
Mots clés: Culex pipiens, virus West Nile, virus de la fièvre de la vallée du Rift,
compétence vectorielle, taxonomie moléculaire, région du Maghreb.
Abstract
West Nile virus (WNV) and Rift Valley fever virus (RVFV) are two emerging
arboviruses causing epidemics outside their natural range of distribution.
WNV (Flaviviridae, Flavivirus) is one of the most broadly distributed arboviruses in
the world, being found on all continents. Recent outbreaks of WNV were recorded all
over the Mediterranean region. WNV has been isolated from horses and birds in
Algeria, Morocco and Tunisia, indicating an active circulation of the virus in this
region. Emergences may occur when adequate vector and susceptible vertebrate
host populations intersect under permissive climatic conditions. Moreover, RVFV
(Bunyaviridae, Phlebovirus) is endemic to countries bordering the Maghreb region.
Illegal importations of viremic livestocks along trade routes have been suspected to
introduce the virus and initiate local viral transmission.
Culex pipiens is widely found in North Africa. This species has been incriminated in
the transmission of different arboviruses including WNV and RVFV. In this context,
we define the importance of Cx. pipiens as vector of both viruses in the Maghreb
region. For such, we experimentally infected field collected populations of Cx. pipiens
from North Africa with WNV and RVFV at titers of 107,8and 108,5plaque forming
units/mL. Disseminated infection and transmission rates were estimated 14-21 days
following the exposure to the infectious blood-meal. We show that 14 days after
exposure to WNV, all mosquito strains developed a high disseminated infection and
were able to excrete infectious saliva. However, only 69.2% of mosquito strains
developed a disseminated infection with RVFV Clone 13 strain, and among them,
77.8% were able to deliver virus through saliva. We showed that Cx. pipiens from the
Maghreb are efficient experimental vectors to transmit WNV and to a lesser extent,
RVFV.
Cx pipiens has two recognized forms ‘‘pipiens’’ and ‘‘molestus’’ which are
morphologically indistinguishable with distinct behaviors and physiologies that may
influence their vectorial status. In this study, we prospected for these forms in
Morocco by using diagnostic primers designed for the flanking region of microsatellite
CQ11. We established the presence of both forms of Cx. pipiens and their hybrids in
Morocco.
Our findings should be confronted to parameters describing mosquito ecology and
biology. Thus, North Africa should be considered as a bridge region between the
Sub-Saharan region where both viruses are endemic circulating within a selvatic
cycle and the northern latitudes such as Europe for emergence of vector borne
pathogens. Unintentional introductions of birds or animals may have set the stage for
the emergence of WNV and RVFV in Europe.
Key words: Culex pipiens, West Nile virus, Rift valley fever virus, vector
competence, molecular identification, Maghreb region.
Liste des abréviations
Ace2: Acetylcholine estérase 2
ADN: Acide désoxyribonucléique
Ae: Aedes
AN: anautogène
ARN: Acide ribonucléique
ARNi: ARN interférence
ATP: Adénosine triphosphate
AU: Autogène
BSA: Bovine serum albumin
C6/36: Cellules de moustique Aedes albopictus
COI: Cytochrome oxydase I
Cs: Culiseta
Cx: Culex
DC-SIGN: Dendritic Cell-Specific Intercellular adhesion molecule-3-Grabbing Non-integrin
dNTP: Désoxynucléotide triphosphate
FITC: Isocyanate de fluorescéine
FVR: Fièvre de la vallée de Rift
FWN: Fièvre West Nile
Imd: Immune deficiency
Jak: Janus kinase
L: Leishmania
min: Minute
mL: Millilitre
NSs: Facteur de virulence
P: Plamsodium
PBS: Phsphate buffer salt
Ph: Phlebotomus
RE: Reticulum endoplasmique
STAT: Signal Transducer and Activator of Transcription
SVF: Serum de veau foetal
UFP: Unité formant plage
VUSU: virus Usutu
Vero: Cellules de reins de singe
VFVR: Virus de la fièvre de la vallée de Rift
VWN: Virus West Nile
µL: Microlitre
Liste des figures
Figure 1. Mortalité humaine dûe aux maladies vectorielles.
Figure 2. Quelques arthropodes vecteurs existants au Maghreb
Figure 3. Distribution géographique du virus West Nile
Figure 4. Schéma de la structure (a) et du génome (b) d’un Flavivirus
Figure 5. Analyse phylogénétique du virus West Nile
Figure 6. Cycles de transmission du virus West Nile.
Figure 7. Cycle de réplication des Flavivirus
Figure 8. Répartition de la fièvre de la vallée du Rift en Afrique, à Madagascar et
dans la péninsule arabique chez l’animal et chez l’homme
Figure 9. Schéma de la structure et du génome du virus de la fièvre de la vallée du
Rift
Figure 10. Analyse phylogénétique du virus de la fièvre de la vallée du Rift
Figure 11. Cycles biologique du virus de la fièvre de la vallée du Rift
Figure 12. Schéma montrant le cheminement du virus dans le corps d’un moustique
vecteur
Figure 13. La période d’incubation extrinsèque varie selon la température
Figure 14. Cycle biologique de Culex pipiens
Figure 15. Shéma récapitulatif des réactions antivirales chez la drosophile
Figure 16. Mécanisme de l’ARN interférence
Figure 17. Immunité antivirale innée et aquise chez l’homme
Figure 18. Sites de récolte de Cx. pipiens au Maroc, en Algérie et en Tunisie
Figure 19. Exemples de gîte larvaire de Culex pipiens.
Figure 20. Matériel utilisé lors de l’élevage de Culex pipiens.
Figure 21. Infections expérimentales des moustiques en laboratoire P3
Figure 22. Femelle en cours de récupération de sa salive en utilisant la technique de
salivation forcée
Figure 23. Tissu de tête de moustique analysé par immunofluorescence
Figure 24. Taux de transmission et nombre moyen des particules virales présentes
dans la salive de Cx pipiens “Tabarka” infecté oralement par le VWN (A) et le
VFVR (B)
Figure 25. Taux d’infection disséminée (A), taux de transmission (B) et nombre
moyen de particules virales par salive (C) pour les populations naturelles de
Culex pipiens, 14 jours après l’infection avec le virus West Nile
Figure 26. Taux d’infection disséminée, taux de transmission et nombre moyen de
particules virales par salive de Culex pipiens, 14 (A, B, C) et 21 jours (D, E, F)
après l’infection avec le virus de la fièvre de la vallée du Rift (souche avirulente
Clone 13)
Figure 27. Profils des produits d’amplification du microsatellite CQ11 de Culex
pipiens récolté à Casablanca (Maroc).
Liste des tableaux
Tableau I. Les cas humains et équins recensés dans la région du Maghreb depuis
l’emergence du virus West Nile en 1994
Tableau II. Principales épidemies de la fièvre de la vallée du Rift
Tableau III. Sensibilité des animaux au virus de la fièvre de la vallée du Rift
Tableau IV. Caractères éco-physiologiques des membres du complexe Cx. pipiens
Tableau V. Marqueurs moléculaires utilisés pour identifier certains membres du
complexe Cx. pipiens
Tableau VI.Gîtes larvaires échantillonnés en 2010 en Algérie, au Maroc et en Tunisie
Tableau VII. Gîtes larvaires échantillonnés dans différentes régions du Maroc durant
l’été 2010
Tableau VIII. Espèces de larves identifiées dans des gites larvaires riches en
matières organiques
Tableau IX. Identification moléculaire des populations de Cx. pipiens provenant de
Tanger, Casablanca/Mohammedia et Marrakech
Sommaire
Introduction et rappels bibliographiques ............................................................... 1
1. La situation des maladies vectorielles dans la région du Maghreb ......................... 2
1.1. Les maladies vectorielles ................................................................................. 2
1.2. Les agents infectieux circulants au Maroc, en Algérie et en Tunisie ................ 3
1.2.1. Les protozoaires....................................................................................................... 4
1.2.2. Les bactéries ............................................................................................................ 5
1.2.3. Les arbovirus ............................................................................................................ 5
2. Le virus West Nile ................................................................................................... 8
2.1. Historique ......................................................................................................... 8
2.2. La structure et le génome ................................................................................. 9
2.3. Les lignages ................................................................................................... 10
2.4. Le cycle de transmission ................................................................................ 12
2.5. Le cycle de réplication virale .......................................................................... 13
2.6. Pathogénèse et vaccin ................................................................................... 14
3. Le virus de la fièvre de la vallée du Rift ................................................................ 16
3.1. Historique ....................................................................................................... 16
3.2. La structure et le génome ............................................................................... 18
3.3. Le cycle de transmission ................................................................................ 21
3.4. Le cycle de réplication virale .......................................................................... 22
3.4. Pathogénèse et vaccin ................................................................................... 23
4. Les vecteurs du VWN et VFVR ............................................................................ 25
4.1. La transmission vectorielle et la notion de capacité vectorielle ...................... 25
4.2. Les vecteurs du VWN..................................................................................... 27
4.3. Les vecteurs du VFVR ................................................................................... 27
4.4. Le complexe Culex pipiens............................................................................. 28
4.4.1. Position systématique ........................................................................................... 28
4.4.2. Bio-écologie ............................................................................................................ 29
4.4.3. Les membres du complexe Cx. pipiens ............................................................. 30
5. L’immunité antivirale ............................................................................................. 34
5.1. Chez le moustique .......................................................................................... 34
5.1.1. La voie Toll.............................................................................................................. 34
5.1.2. La voie Imd ............................................................................................................. 34
5.1.3. La voie Jak/STAT................................................................................................... 35
5.1.4. L’ARN interférence ................................................................................................ 35
5.2. Chez l’homme ................................................................................................ 36
6. Objectifs de la thèse ............................................................................................. 38
Matériels et méthodes ............................................................................................ 40
1. Sites de récolte des moustiques ........................................................................... 41
2. Elevage des moustiques....................................................................................... 42
3. Infections expérimentales avec les virus WN et FVR ........................................... 44
3.1. Les populations de Culex pipiens ............................................................................ 44
3.2. Les souches virales ................................................................................................... 45
3.3. Le repas sanguin infectieux ...................................................................................... 45
3.4. La salivation forcée ........................................................................................ 46
3.5. Le titrage des salives ...................................................................................... 47
3.6. L’immunofluorescence indirecte sur squashs de tête ..................................... 47
4. Les analyses statistiques ...................................................................................... 49
5. Taxonomie moléculaire de Culex pipiens au Maroc ............................................. 49
5.1. Populations de Cx. pipiens ............................................................................. 49
5.2. Extraction de l’ADN génomique...................................................................... 50
5.3. Réaction PCR................................................................................................. 50
Résultats et discussion.......................................................................................... 52
1. Compétence vectorielle de Culex pipiens vis-à-vis du virus West Nile et virus de la
fièvre de la vallée du Rift .......................................................................................... 53
1.1. Résultats ........................................................................................................ 53
1.1.1. Réceptivité au VWN ................................................................................... 53
1.1.2. Réceptivité au VFVR .................................................................................. 57
1.2. Discussion ...................................................................................................... 60
Article 1: Culex pipiens, an experimental efficient vector of West Nile and Rift valley
fever viruses in the Maghreb region ......................................................................... 63
2. Le statut taxonomique du complexe Culex pipiens au Maroc ............................... 72
2.1. Résultats ........................................................................................................ 72
2.2. Discussion ...................................................................................................... 74
Article 2: Molecular evidence of Culex pipiens form molestus and hybrids
pipiens/molestus in Morocco, North Africa................................................................ 76
Conclusions et perspectives ................................................................................. 81
Références bibliographiques ................................................................................ 85
Introduction et rappels bibliographiques
1
1. La situation des maladies vectorielles dans la région du Maghreb
1.1. Les maladies vectorielles
Les maladies vectorielles sont des maladies pour lesquelles l’agent infectieux
(virus, bactérie, protozoaire ou helminthe) est transmis d’un individu infecté à un
autre, principalement par l’intermédiaire d’un arthropode hématophage (insecte ou
acarien) (Rodhain & Perez, 1985). Il s’agit d’une transmission biologique ou active
car l’agent infectieux accomplit un cycle d’amplification ou de développement au
préalable chez l’arthropode vecteur, à la différence d’une transmission mécanique ou
passive qui se traduit par un simple transport de l’agent pathogène.
Les maladies vectorielles sont largement répandues en zone intertropicale, elles se
rencontrent également en zone tempérée voire septentrionale mais restent
relativement rares. Cependant, les maladies vectorielles peuvent générer de fortes
mortalités et morbidités chez l’homme (Figure 1; WHO, 2004). A l’exception de
certaines maladies humaines comme la dengue urbaine, la plupart des maladies à
transmission vectorielle sont des zoonoses (touchent les animaux) où l'homme est le
plus souvent un hôte accidentel. Ces maladies ont une importance sanitaire et socioéconomique qui s’est accentuée avec les changements que subit le monde. En effet,
les
changements
climatiques et
anthropiques déclenchent l’émergence,
la
réémergence ou la recrudescence inattendue de certaines maladies vectorielles.
C’était le cas de l’introduction du VWN (CDC, 1999) en Amérique du Nord,
l'apparition du virus de l'encéphalite japonaise en Australie (Mackenzie, 1999) et
l’émergence du virus Usutu (VUSU) en Europe centrale (Weissenböck et al., 2001).
2
Figure 1. Mortalité humaine dûe aux maladies vectorielles. La carte montre la mortalité attribuée
aux maladies à transmission vectorielle en fonction des pays (WHO, 2004).
1.2. Les agents infectieux circulants au Maroc, en Algérie et en Tunisie
Dans la région du Maghreb, plusieurs maladies vectorielles sont présentes et
importantes sur le plan de la santé publique. Elles sont dûes à des virus, des
bactéries ou des protozoaires et sont transmises par des arthropodes vecteurs,
principalement des moustiques, des tiques, des phlébotomes, des moucherons
(Culicoïdes), des poux ou des puces (Figure 2). La situation relative à ces maladies
est abordée ci-dessous selon la nature de l’agent infectieux.
3
Figure 2. Quelques arthropodes vecteurs existants au Maghreb
(a) Moustique (Culicidae), (b) Tique dure (Ixodidae), (c) Tique molle (Argasidae), (d) Phlébotome
(Psychodidae) (e) Culicoïdes (Ceratopogonidae), (f) Poux (Pediculidae), (g) Puce (Pulicidae).
1.2.1. Les protozoaires
Dans la région du Maghreb, le paludisme est causé par deux parasites du
genre Plasmodium: P. falciparum et P. vivax. Toutes les espèces de Plasmodium
sont transmises par les moustiques du genre Anopheles. La Tunisie et le Maroc ont
été respectivement certifiés exempts de paludisme en 1979 et en 2010 (Weekly
Epidemiological Record, 2010). Quant à l’Algérie, le paludisme y est endémique mais
à faible taux de transmission et le pays est en phase d’élimination du parasite (World
Malaria report, 2011). Cependant, la région du Maghreb reste vulnérable à la
maladie en raison de la persistance de vecteurs et la coexistence d'un réservoir
constitué par les cas importés de l’Afrique subsaharienne (Aoun et al., 2010), comme
l’attestent les deux cas autochtones à P. falciparum répertoriés au Maroc (EpiSouth
Weekly Epi Bulletin, 2010).
Quatre espèces de Leishmania circulent dans la région du Maghreb et sont
responsables de leishmaniose cutanée et/ou viscérale: L. infantum (Harrat & Belkaid,
2003; Postigo,2010), L. major (Benikhlef et al., 2004; Chelbi et al., 2009; Rhajaoui,
2011), L. tropica (Guilvard et al., 1991; Kharfi et al., 2003; Mihoubi et al., 2008;
Postigo, 2010) et L. killicki, (Rioux et al., 1986; Harrat et al., 2009). Les vecteurs
d’importance les plus répandus sont Phlebotomus papatasi, Ph. sergenti et Ph.
perniciosus.
4
D’autres protozoaires du genre Babesia et Theileria (Darghouth et al., 1996; El
Haj et al., 2002; Bouattour et al., 2004) qui sont transmis par des tiques au bétail
constituent une entrave majeure au développement de l’élevage dans la région et
dans d’autres régions du monde (Morzaria, 1991).
1.2.2. Les bactéries
Les bactéries sont transmises essentiellement par des tiques, des poux ou des
puces et appartiennent aux genres: Anaplasma (Verhulst et al., 1983), Ehrlichia
(Sarih et al., 2005), Bartonella (Bitam et al., 2008; Boudebouch et al., 2011), Borrelia
(Sarih et al., 2009; Bouattour et al., 2010) et Rickettsia (Sarih et al., 2008; Bitam et
al., 2009). En 2003, Yersinia pestis, agent responsable de la peste qui est transmis à
l’homme par l’intermédiaire de puces infectées, réapparait en Algérie (Bertherat et
al., 2007) où elle continue à se manifester (Bitam et al., 2010).
1.2.3. Les arbovirus
Les virus qui sont transmis par des arthropodes hématophages sont qualifiés
d’arbovirus (arthropod-borne virus). Les arbovirus appartiennent à cinq familles de
virus: Togaviridae, Bunyaviridae, Flaviviridae, Rhabdoviridae et Reoviridae. Il en
existe plus de 500 espèces dont une centaine peut être pathogène pour l’homme.
Dans le grand Maghreb, la fièvre catarrhale est une maladie virale affectant les
ruminants domestiques et sauvages. Elle est due à un Orbivirus (Reoviridae)
transmis par certaines espèces du genre Culicoides (moucherons hématophages).
En 1956, la maladie fait son apparition en Afrique du Nord, précisément au Maroc
(Placidi, 1957). Depuis, la maladie reste absente jusqu’à son apparition en Tunisie
en 1999 (sérotype 2), en Algérie en 2000 (sérotype 2) et finalement, au Maroc en
2004 (sérotype 4). A partir de 2006, le sérotype 1 a été introduit dans la région du
Maghreb et des foyers de la maladie continuent à être observés (2008, 2009, 2010,
2011) (ProMED-mail, 2011).
5
La fièvre West Nile a fait son apparition en Algérie en 1994 et était responsable
de 20 cas dont 8 décès (Le Guenno et al., 1996). En 1997, une deuxième épidémie a
été déclarée dans la région, en Tunisie, faisant 173 cas dont 8 décès (Triki et al.,
2001). Au Maroc, c’est une épizootie qui a été rapportée en 1996 avec 42 équidés
morts (El Harrak et al., 1997). Dès lors, le virus a sévi à plusieurs reprises au Maroc
(2003, 2008 et 2010) et en Tunisie (2003, 2008 et 2011) laissant suggérer une
circulation enzootique du virus (Tableau I; Schuffenecker et al., 2005; Garbouj et al.,
2003; Figuerola et al., 2009; OIE 2010; ECDC 2011; Ben Hassine et al., 2011).
Tableau I. Les cas humains et équins recensés dans la région du Maghreb depuis l’emergence
du virus West Nile en 1994
Pays
Période
Région
Nombres de cas
Algérie
1994 (Aout-septembre)
Timimoune
50 patients dont 20
cas
cliniques
(8
décès)
Maroc
1996 (Aout- octobre)
Kenitra et Larache
94
équidés
morts)
et
1
(42
cas
humain
2003 (Septembre)
Kenitra
9 équidés
2010 (Août)
Benslimane et
16 équidés
Mohammedia
Tunisie
1997 (Septembre -
Sfax et Mahdia
décembre)
2003 (Juillet -octobre)
173 cas humains (8
décès)
Sfax, Mahdia, Monastir,
31 cas humains
Sousse et Gabés
2011 (Novembre)
Province de Kebili
3 cas humains
En 1965, la peste équine africaine apparait au Maroc et s’étend rapidement en
Algérie et en Tunisie (Rabah, 1966; Mornet et al., 1967; Sers, 1967; Laaberki, 1969).
6
Le virus réapparait au Maroc entre 1989 et 1991, avec une perte de 555 équins
(Anonymous, 1992), le seul vecteur prouvé étant le moucheron Culicoides imicola.
La maladie épizootique hémorragique touche le bétail et le virus est transmis
par des culicoïdes. En 2004 et 2006, une mortalité et une morbidité associées au
virus ont été rapportées au Maroc et en Algérie (ProMED-mail, 2006).
Récemment, la fièvre à phlébotomes sicilienne a émergé en Algérie en 2008
(Izri et al., 2008). Le VUSU et le VFVR, ne se sont jamais manifestés dans la région
du Maghreb. Cependant, des sérologies positives ont été mises en évidence dans
leSud marocain (Figuerola et al., 2009; Ayari-Fakhfakh et al., 2011; El-Harrak et al.,
2011).
7
2. Le virus West Nile
2.1. Historique
Le virus West Nile (VWN) ou virus du Nil occidental a été isolé pour la première
fois en 1937 dans le district West Nile en Ouganda chez une femme souffrant d’une
forte fièvre (Smithburn et al., 1940). Aujourd’hui, le virus est présent sur tous les
continents à l’exception de l’Antarctique (Figure 3) faisant de lui le virus le plus
répandu dans le monde (Kramer et al., 2008).
Figure 3. Distribution géographique du virus West Nile (en gris) (Mackenzie et al., 2004; Smith,
2007; Kilpatrick, 2011).
La première épidémie dûe au VWN a été rapportée en Israël (1951-1952;
Bernkopf et al., 1953) où les premieres manifestations neurologiques sévères ont été
rapportées en1957 et en 1962(Hayes, 1989). Le VWN a également sévi en France
(1962; Joubert et al., 1970) et en Afrique du Sud (1974, 1986-1984; McIntosh et al.,
1976; Jupp et al., 1986).
A partir de 1994, le VWN regagne de l’activité dans l’ancien monde et des premiers
cas humains ont été rapportés en Algérie (Le Guenno et al., 1996). L’arbovirus révèle
une pathogénicité plus importante et est à l’origine de plusieurs épisodes
8
épidémiques observés chez l’homme et/ou les chevaux. En 1996, une épidémie
éclate à Bucarest (Roumanie) avec plus de 500 cas d'encéphalite dont 17 mortelles
(Tsai et al., 1998). En 1999, 40 décès sont rapportés dans les villes de Volzskii et
Volvograd, en Russie (Platonov et al., 2001) et en 2000, 8 décès rapportés en Israël
(Weinberger et al., 2001). Une situation différente est observée au Maroc (1996), en
Italie (1998) et en France (2000, 2003, 2004 et 2006) où le virus a touché
essentiellement les chevaux (El Harrak et al., 1997; Cantile et al., 2000; Murgue et
al., 2001b; Zeller et al., 2004; Durand et al., 2005).
En 1999, le VWN est introduit à New York (USA), 62 cas d'encéphalite humaine (7
décès), 20 cas équins (9 décès) ainsi qu’une grande mortalité aviaire ont été
observés (Novello, 2000; Garmendia et al., 2001). Par la suite, le VWN va élargir son
aire de distribution en atteignant l’ensemble des États-Unis ainsi qu’une grande
partie du continent américain, du Canada (Pepperell et al., 2003) jusqu’en Argentine
(Morales et al., 2006).
En 2011, 712 et 110 cas ont été déclarés respectivement aux USA et Canada (CDC,
2011; PHAC, 2011) et 303 cas sont recensés entre l’Europe et ses pays voisins
(ECDC, 2011).
2.2. La structure et le génome
Le VWN est un Flavivirus de la famille des Flaviviridae. C’est un virus sphérique
de 50 nm de diamètre. Le génome viral est un ARN simple brin de polarité positive,
comportant un seul cadre ouvert de lecture d’environ 11 000 nucléotides. Cet ARN
code une polyprotéine d’environ 3400 acides aminés dont les clivages co et posttraductionnels génèrent trois protéines structurales (protéines C de la capside, prM
/M de la membrane et E de l’enveloppe) et sept protéines non structurales (NS1,
NS2A, NS2B, NS3, NS4A, NS4B, NS5) nécessaires à la réplication virale et qui
jouent des rôles importants dans la transcription virale, la traduction, la réplication, la
maturation, et l'évasion immunitaire (Diamond et al., 2009). L’ARN viral est flanqué à
ses deux extrémités de séquences non codantes (NC) nécessaires à l’initiation de la
réplication et de la traduction (Figure 4).
9
L’ARN viral se lie aux protéines de la capside et le tout est entouré d’une enveloppe
dans laquelle sont ancrées 180 copies des protéines M et E fortement glycosylées
(Mukhopadhyay et al., 2003).
(a)
(b)
Figure 4. Schéma de la structure (a) et du génome (b) d’un Flavivirus. Le virus est enveloppé et
son génome est un ARN simple brin de polarité positive codant pour 3 protéines structurales
(Capside, Membrane et Enveloppe) et 7 protéines non structurales (Petersen &Roehrig, 2001).
2.3. Les lignages
Des analyses phylogénétiques basées sur l’analyse des séquences
nucléotidiques d’un fragment de 255 pb du gène codant pour la glycoprotéine E, ont
montré que les isolats du VWN de différentes régions géographiques sont classés en
deux lignages majeures (1 et 2), présentant 25 à 30% de différences nucléotidiques
(Berthet et al., 1997; Lanciotti et al., 2002) et plusieurs sous-clades ou clusters
(Figure 5a; Berthet et al., 1997; Lanciotti et al., 1999; Savage et al., 1999; Scherret et
al., 2001; Charrel et al., 2003).
Le lignage 1 regroupe des souches qui circulent en Afrique de l’Ouest, Moyen Orient,
Europe de l’Est, Amérique du Nord et Australie. Le lignage 2 a une répartition
géographique restreinte; il circule en Afrique sub-saharienne et Madagascar.
Récemment, il a été retrouvé en Europe et plus précisement, en Hongrie, en Grèce
et en Italie (Bakonyi et al., 2006; Bagnarelli et al., 2011; Papa et al., 2011).
D’autres souches du VWN ont été isolées et présentent des différences génétiques
considérables par rapport aux deux lignages 1 et 2 (Figure 5b; Lvov et al., 2004); le
lignage 3 inclût le virus Rabensburg isolé en République Tchèque en 1997 (Bakonyi
10
et al., 2005), le lignage 4 est représenté par une seule souche isolée en Russie
(Caucase en 1998; Bakonyi et al., 2005) et le lignage 5 correspond à une souche
isolée en Inde en 1980 (Bondre et al., 2007).
a
b
Figure 5. Analyse phylogénétique du virus West Nile (Lanciotti et al., 1999; Papa et al., 2011).
11
2.4. Le cycle de transmission
Après la découverte du VWN, des premiers travaux ont été conduits en Egypte,
en couplant les volets entomologiques, vétérinaires et humains et ont révélé
l’implication des moustiques de genre Culex comme vecteurs principaux et des
oiseaux comme principaux hôtes amplificateurs qui développent une virémie
suffisante pour permettre l’infection des moustiques lors de la prise du repas de
sang. Après une période d'incubation extrinsèque, le moustique peut infecter d’autres
oiseaux. Ainsi, le virus est maintenu dans un cycle enzootique «oiseau-moustiqueoiseau». Ces travaux ont montré également la présence d’infections «cul de sac»
chez le cheval et l’homme qui sont incapables de développer une virémie suffisante
pour permettre par la suite l’infection du moustique (Work et al., 1953, 1955; Hurlbut,
1956; Hurlbut et al., 1956; Taylor et al., 1956).
Le VWN a pu disséminer d’un pays à l’autre et d’un hémisphère à l’autre par
l’intermédiaire des oiseaux migrateurs (Nir et al., 1967; Hannoun et al., 1969, 1972;
Watson et al., 1972; Berthet et al., 1997). Dans le cas de l’introduction du virus de
l’ancien vers le nouveau monde, il s’agit d’une introduction liée aux activités
commerciales et non via la migration des oiseaux (Figure 6; Weaver & Barrett, 2004).
D’autres cycles de transmission ont été décrits impliquant certains amphibiens ou
reptiles comme hôtes amplificateurs (Kostyukov et al., 1985; Klenk et al., 2004).
Figure 6. Cycle de transmission du virus West Nile. Le VWN est maintenu au sein d’un cycle
enzootique «moustique-oiseaux» et la contamination de l’homme et du cheval est accidentelle.
12
2.5. Le cycle de réplication virale
La premiere étape du cycle viral est l’attachement virus sur la surface cellulaire
qui implique une interaction entre la protéine d’enveloppe E et des récepteurs
spécifiques de la surface cellulaire (Figure 7). Les récépteurs DC-SIGN, alphaVbeta3
integrin (Bogachek et al., 2010) et laminin-binding protein (Bogachek et al., 2008) ont
été rapportés comme potentiel récepteurs. Un processus d’endocytose récepteurdépendante conduit alors à l’internalisation de la particule virale dans une vésicule à
clathrines (Chu & Ng, 2004). Une acidification de l’endosome s’opère entrainant un
changement de conformation de la proteine E et induisant ainsi la fusion de
l’enveloppe virale et de la membrane endosomale (Gollins & Porterfield, 1986). La
nucléocapside est libérée dans le cytoplasme de la cellule hôte et l’ARN génomique
est décapsidé. Ce dernier etant de polarité positive, fait office d’ARNm et est transcrit
en une seule polyproteine. La maturation protéolytique de la polyprotéine virale, puis
de ces produits de clivage, génère les trois protéines structurales et les sept
protéines non-structurales.
Les protéines virales NS3 et l’ARN polymérase ARN-dépendante NS5 (Rice et al.,
1986; Poch et al., 1989) s’associent probablement à des protéines cellulaires pour
former un complexe de réplication réalisant la synthèse de brins d’ARN (-). Ceux-ci
servent à leur tour de matrice pour la synthèse de brins d’ARN (+) destinés soit à
être traduits, soit à être encapsidés dans les virions en cours de maturation. Les
proteines de capside s’assemblent avec l’ARN viral pour former la nucléocapside.
Les nucléocapsides nouvellement formées seraient ensuite internalisées dans la
lumière du réticulum endoplasmique (RE) selon un processus de bourgeonnement.
La membrane du RE, dans laquelle sont ancrées les protéines E et prM, formerait
ainsi l’enveloppe des virions immatures. Ces derniers seraient ensuite transportés,
dans des vésicules de sécrétion, vers l’appareil de Golgi. Dans le réseau transgolgien, il a été démontré qu’une protéase cellulaire assure la maturation de
l’enveloppe virale par le clivage de prM en M (Konishi & Mason, 1993). La libération
des virions dans le milieu extracellulaire se ferait ensuite par exocytose au travers de
la membrane plasmique (Mukhopadhyay et al., 2005).
13
Figure 7. Cycle de réplication des Flavivirus (Samuel, 2002).
2.6. Pathogénèse et vaccin
Après une piqure de moustique, le flavivirus infecte les kératinocytes (Lim et al.,
2011) et les cellules dendritiques de Langerhans migrent aux ganglions lymphatiques
où le virus se réplique (Ho et al., 2001; Libraty et al., 2001; Wu et al., 2001),
dissémine par la suite via la circulation sanguine et infecte le rein et la rate, où une
deuxième réplication a lieu. Selon le niveau de virémie, le virus peut traverser la
barrière hémato-encéphalique, atteindre le cerveau et cause la méningo-encéphalite.
La période d’incubation de l’arbovirus chez l’homme varie entre 2 et 14 jours.
L’infection chez l’homme est souvent asymptomatique. Dans le cas contraire, elle se
traduit par un syndrome pseudogrippal; fièvre, céphalées, myalgies, arthralgies,
asthénie,
éruption
cutanée,
pharyngite,
manifestations digestives
(nausées,
vomissement, diarrhée, douleurs abdominales). Près de 1 % des personnes
développant des signes cliniques présentent des formes graves avec des troubles
neurologiques de type méningites aigues ou encéphalites (Gallian et al., 2005).
Chez les équidés, l’infection varie de simple syndrome pseudo-grippal à une
encéphalite mortelle. Les atteintes neurologiques touchent approximativement 10 %
des chevaux infectés dont les signes cliniques sont les suivants: ataxie, contractions
14
musculaires, paralysie partielle, cécité apparente, mouvements d’appui de la tête,
grincements de dents, désorientation, convulsions. L’affaiblissement, généralement
localisé au niveau des membres postérieurs, est parfois suivi de paralysie.
L’infection chez les oiseaux est généralement asymptomatique à l’exception de
certaines espèces telles que les oies et les corbeaux.L’atteinte neurologique se
manifeste sous diverses formes allant d’une incapacité à se tenir debout à une
paralysie des pattes et des ailes.
Le traitement des infections dûes au VWN est purement symptomatique et
aucun traitement spécifique n’est disponible actuellement. L’utilisation de la ribavirine
et l’interferon α est discutable. En effet, la ribavirine inhibe la multiplication des virus
en s’incorporant en tant que nucléoside défectueux à la place des nucléosides
corrects durant la réplication du virus.
Lorsque le virus pénètre dans la circulation sanguine, les leucocytes produisent
l’interféron α qui active les cellules environnantes infectées et non infectées afin
d’inhiber la synthèse protéique virale et d'autre part, de provoquer la décomposition
de l'ARN viral. Au niveau des cellules de mammifères infectées par le VWN, la
production d'interféron α est inhibée. Ainsi, le traitement par l'interféron permet de
réactiver les cellules et par conséquent, les défenses immunitaires.
Il n’existe pas de vaccin humain. Cependant, le virus inactivé est utilisé comme
vaccin aux USA pour prévenir l’infection chez le cheval ainsi que d’autres vaccins
chimériques exprimant les protéines de la membrane et de l’enveloppe (DeFilette et
al., 2012).
15
3. Le virus de la fièvre de la vallée du Rift
3.1. Historique
Le virus de la fièvre de la vallée du Rift (VFVR) a été isolé en 1930 lors d’une
épizootie au Kenya qui a provoqué la mort de 3500 agneaux et 1200 brebis
(Daubney et al., 1931). Pendant plusieurs années, le virus a continué à être
responsable d’épizooties en Afrique de l’Est et du Sud. Ce n’est qu’en 1975, qu’une
première épizootie-épidémie éclate en Afrique du Sud où l’infection humaine est
associée pour la première fois à des symptômes de fièvre hémorragique et
d’encéphalite (McIntosh et al., 1980).
Le VFVR atteint l’Egypte en 1977, touchant 200 000 personnes et faisant 598 décès
(El-Akkad, 1978; Meegan, 1979). Depuis lors, des épidémies se sont succédées
dans toute l’Afrique sub-saharienne; en Mauritanie en 1987 en provoquant 1264 cas
dont 224 décès (Digoutte et al., 1989), à nouveau en Egypte en 1993 (Arthur et al.,
1993) et en 1997 (Abd El-Rahim et al., 1999), au Kenya (Nord-Est) et en Somalie
(Sud) en 1997-98 faisant 478 décès (Anonymous, 1998). En outre, le virus s'est
étendu pour la première fois hors d'Afrique, gagnant l’Arabie Saoudite et le Yémen
en 2000 (Ahmed, 2000) et faisant respectivement 884 cas humains dont 124 décès
et 1087 cas humains dont 121 décès.
En 2006-2007, une vaste épidémie sévit en Afrique de l’Est: au Kenya (684 cas dont
155 décès), en Tanzanie (264 cas dont 109 décès), en Somalie (114 cas dont 51
décès) et au Soudan (601 cas dont 211 décès). En 2008, un foyer est notifié en
Afrique du Sud ainsi qu’à Madagascar (17 morts et plus de 400 cas humains)
(Tableau II).
16
Tableau II. Principales épidemies de la fièvre de la vallée du Rift (Cêtre-Sossah & Albina, 2009)
Aujourd’hui, la fièvre de la vallée de Rift est présente en Afrique, à Madagascar et
dans la péninsule arabique. Cependant, dans certains pays africains, la maladie ne
s’est jamais manifestée malgré les sérologies positives détectées dans le bétail
(Figure 8).
17
Figure 8. Répartition de la fièvre de la vallée du Rift en Afrique, à Madagascar et dans la
péninsule arabique chez l’animal et chez l’homme (Chevalier et al., 2008).
3.2. La structure et le génome
Le VFVR, un Phlebovirus de la famille des Bunyaviridae, est un virus enveloppé
de 90 à 110 nm de diamètre. Le génome du VFVR est un ARN simple brin de
polarité négative et tri-segmenté: Le segment L (Large) code pour la protéine L qui
est une ARN polymérase ARN dépendante. Le segment M (Medium) code pour une
polyprotéine qui génère les glycoprotéines Gn, Gc et NSm après clivage posttraductionnel. Le segment S est traduit de manière ambisens : dans le sens du
génome, il code pour une protéine non structurale NSs, et dans le sens
antigénomique, pour la protéine N (Figure 9).
Chaque ARN est associé à des protéines N et L et l’ensemble forme une
ribonucléoprotéine. Les glycoprotéines Gn et Gc sont deux protéines de surface qui
s’insèrent dans la membrane du virus, formant des spicules de 5 à 10 nm de
longueur. Elles ont des propriétés hémagglutinantes et sont responsables de la
fixation de la particule virale à la surface des cellules cibles, après reconnaissance
de leurs récepteurs (encore inconnus). La protéine non structurale NSm n’est pas
essentielle pour le déroulement du cycle viral (Won et al., 2006; Gerrard et al., 2007)
et son rôle est encore inconnu (Bouloy & Weber, 2010) tandis que la protéine NSs
18
constitue le facteur de virulence. En effet, la proteine NSs forme des filaments dans
le noyau de la cellule infectée et inhibe la transcription cellulaire.
Figure 9. Schéma de la structure et du génome du virus de la fièvre de la vallée du Rift. Le
VFVR possede un génome de polarité négative ou ambisens et tri-segmenté (Segments L, M et S)
(Pépin et al., 2010).
Les analyses phylogénétiques des séquences du segment M ont permis de
définir trois lignées majeures: Afrique de l'Ouest, Afrique centrale-orientale et Egypte
(Figure 10). Bien que la plupart des souches sont regroupées selon leur origine
géographique, aucune corrélation entre le génotype viral et l'emplacement
géographique n’a été observée (Bird et al., 2007).
19
Figure 10. Analyse phylogénétique du virus de la fièvre de la vallée du Rift (Pépin et al., 2010).
20
3.3. Le cycle de transmission
Le cycle de la fièvre de la vallée de Rift fait intervenir des moustiques du genre
Aedes et/ou Culex. Les femelles infectées du genre Aedes sont capables de
transmettre le virus à leurs descendants (transmission verticale). Les œufs sont
capables de résister à la dessiccation durant de longues périodes jusqu’à la saison
des pluies suivantes. A la mise en eau, les œufs infectés éclosent et donnent des
adultes infectés. Lors d’un repas sanguin, la femelle transmet par piqure le virus aux
animaux sauvages ou domestiques. C’est le cycle enzootique. Les animaux infectés
vont servir de source de contamination pour d’autres moustiques et vont être à
l’origine d’épizootie et/ou d’épidémie.
Une autre possibilité serait que le virus soit conservé au sein d’un réservoir naturel.
Certains rongeurs ont été proposés comme réservoir possible en Afrique du Sud
(Pretorius et al., 1997). Le VFVR a été également isolé d’animaux sauvages et de
moustiques en forêt tropicale suggérant un cycle selvatique (Sall, 1999).
Le virus est également transmis par aérosols à partir de liquides biologiques ou de
tissus d’animaux contaminés. C’est dans cette situation que l’homme se contamine
en plus d’une transmission par des moustiques. Cependant, l’homme reste
généralement considéré comme un “cul-de-sac épidémiologique”, car la transmission
interhumaine n’a jamais pu être observée (Figure 11).
21
Figure 11. Cycle biologique du virus de la fièvre de la vallée du Rift. Le maintien du virus se fait
dans des œufs d’Aedes et/ou dans des rongeurs ou des ruminants sauvages qui seraient le réservoir
animal. Suite à de fortes pluies, la pullulation des moustiques infectés entrainerait la contamination
des animaux d’élevage, c’est l’épizootie. Si cette derniere s’intensifie et se déplace en zone urbaine
par le déplacement du bétail contaminé, l’homme peut alors être touché, c’est l’épidémie.
3.4. Le cycle de réplication virale
Comme tous les virus à ARN négatif, le génome est transcrit et répliqué
seulement quand les proteines N et L lui sont associées sous forme de
ribonucleoproteines (RNPs). Les RNPs se présentent sous forme circulaire et
possedent une structure pseudo-hélicoidale. A la différence des ARN génomiques et
anti-génomiques, les ARNm viraux possèdent à leur extremité 5’ une sequence
additionnelle d’ARN coiffée et methylée d’origine cellulaire aquise par capture de
coiffe (cap-snatching).
Comme tous les Bunyavirus, le cycle a lieu dans le cytoplasme. Le virus bourgeonne
au niveau des membranes de l’appareil de Golgi. Le site de bourgeonnement semble
être determiné par les glycoprotéines Gn et Gc qui possèdent des signaux
d’adressage aux membranes golgiennes (Gerrard & Nichol, 2002).
Les glycoproteines de l’enveloppe semblent médier l’entrée du virus dans les cellules
à travers des récepteurs qui pour la plupart des Bunyavirus, restent à identifier
22
(Bouloy & Weber, 2010).Cependant, une étude récente a montré que DC-SIGN sert
de récepteur pour les Phlebovirus (Lozach et al., 2011).
3.4. Pathogénèse et vaccin
Le virus se réplique au niveau du foie, la rate et souvent le cerveau. Suite à une
période d’incubation de 3 à 7 jours, l’homme développe une forme bénigne pseudogrippale avec une hyperthermie, des céphalées, des myalgies et des nausées. Une
proportion de personnes infectées de 3% à 20% développe des complications: une
atteinte oculaire, une méningo-encéphalite ou une hépatite associée à un syndrome
hémorragique. Les lésions rétiniennes peuvent provoquer une baisse définitive de
l’acuité visuelle voire la cécité. La méningo-encéphalite peut entraîner des lésions
nerveuses irréversibles (Alrajhi et al., 2004). Ces deux formes sont rarement
mortelles. A l’inverse, la fièvre hémorragique est fatale dans la moitié des cas et
apparait 3 à 6 jours après le début de la maladie (Peters & Meegan, 1981).
Chez les animaux, la sensibilité à l’infection varie selon l’âge et l’espèce (Tableau III).
L’infection est rarement mortelle pour les adultes, mais provoque des avortements
chez les femelles en gestation et une mortalité importante chez les jeunes animaux
(Easterday, 1965; Shimshony & Barzilai, 1983).
23
Tableau III. Sensibilité des animaux au virus de la fièvre de la vallée du Rift (Lefèvre, 1989)
Hautement
sensibles
Sensibles
Modérément
sensibles
Faiblement
sensibles
(infection
inapparente)
Résistants
Agneaux
Veaux
Bovins
Chameaux
Oiseaux
Chevreaux
Moutons
Chèvres
Chevaux
Reptiles
Buffles
Porcs
Amphibiens
Chiots
Chatons
Chiens
Souris
Chats
Hamsters
Cobayes
Lapins
Il n’existe aucun traitement spécifique pour la FVR. Chez l’homme, un
traitement symptomatique est mis en place dans les cas sévères afin d’améliorer
l’état général du patient. L’usage d’interférons (α et β) ou de ribavirine est discutable.
Les vaccins existants sont divisés en deux groupes: les souches vivantes et les
souches inactivées. La souche neurotrope Smithburn (Smithburn, 1949) est une
souche atténuée qui induit une immunité de longue durée après une seule
inoculation mais provoque des avortements et/ou des malformations fœtales. Dans
cette catégorie, on cite deux autres candidats, la souche MP12 (obtenue à partir de
la souche ZH548 après 12 passages en présence de l’agent mutagène 5 fluorouracyl (Caplen et al., 1985) et la souche Clone 13 (souche naturellement atténuée).
Un autre vaccin R566, est obtenu par réassortiments entre les deux souches
Clone13 et MP12. Les vaccins inactivés ont l’avantage de ne pas présenter d’effets
néfastes mais l’immunité induite est de courte durée et nécessite des rappels
annuels. La souche virale est généralement inactivée à l’aide de dérivé de formol
comme la souche RVFV TSI-GSD-200 (Ikegami & Makino, 2009; Pépin et al., 2010;
Boshra et al., 2011).
24
4. Les vecteurs du VWN et VFVR
4.1. La transmission vectorielle et la notion de capacité vectorielle
En conditions naturelles, le vecteur s’infecte lors d’un repas sanguin sur un hôte
vertébré en phase de virémie. Par la suite, le vecteur devient infectant et peut
transmettre le virus à un hôte naïf. En conditions de laboratoire, on reproduit ce cycle
soit en utilisant des animaux comme hôtes donneurs ou receveurs soit en utilisant
des méthodes artificielles qui consistent en une infection orale du vecteur puis à une
recherche du virus dans la salive. Ces deux techniques permettent d’évaluer
l’aptitude d’un arthropode à s’infecter, amplifier et transmettre le virus, autrement dit,
elles permettent d’évaluer la compétence vectorielle.
Quand un moustique ingère un repas sanguin contenant du virus (Figure 12, site A),
ce dernier se retrouve dans la lumière de l’intestin moyen (Figure 12, site B). La prise
du repas sanguin initie l’excrétion d’enzymes protéolytiques ainsi que la formation
d’une membrane chitineuse nommée “la matrice péritrophique” (Figure 12, site C) qui
entoure le bol alimentaire et protège l’épithélium intestinal des enzymes de la
digestion. Pendant ce temps, le virus doit pénétrer dans les cellules intestinales
(Figure 12, site D) avant que la membrane péritrophique ne devienne complètement
imperméable sinon il sera piégé dans le bol alimentaire et détruit. Après une phase
de réplication dans les cellules de l’épithélium intestinal, les virions sont libérés dans
la cavité générale et disséminent dans les différents organes avec l’hémolymphe
(Figure 12, site E). Ainsi, le virus infecte le corps gras, les tubes de Malpighi (Figure
12, site F), les ovaires (Figure 12, site G), la chaine nerveuse centrale et les glandes
salivaires (Figure 12, site H). Une fois la barrière salivaire franchie, le virus se
retrouve dans la salive qui est alors injectée lors d’une piqure de la femelle
infectante. A savoir qu’une femelle infectée le restera toute sa vie.
Le temps nécessaire pour que le virus progresse dans un moustique, depuis son
ingestion jusqu’à ce qu’il se retrouve dans la salive, est appelé la période
d’incubation extrinsèque (PIE) qui est un paramètre sensible à la température. En
effet, quand on augmente la température d’incubation, on diminue la PIE (Figure13).
La compétence vectorielle dépend des interactions moustique-virus qui vont
permettre ou empêcher le développement de l’agent infectieux dans le corps de
l’arthropode. Elle dépend de facteurs intrinsèques essentiellement d’origine
25
génétique (Beerntsen et al., 2000). Quant à la capacité vectorielle, elle dépend des
interactions moustique-virus-environnement et plus précisément, de la densité du
vecteur, ses préférences trophiques, sa durée de vie, sa durée d’incubation
extrinsèque pour l’agent infectieux…(Macdonald, 1957).
Figure 12. Schéma montrant le cheminement du virus dans le corps d’un moustique vecteur.
Aprés ingestion (A), le virus se retrouve dans le bol alimentaire et doit infecter les cellules intestinales
(B, C et D) pour être libéré par la suite dans la cavité générale (E) et infecter les organes secondaires
(F, G) y compris les glandes salivaires (H) (modifié à partir de Beerntsen et al., 2000).
Figure 13. La période d’incubation extrinsèque varie selon la température. La période
d’incubation extrinsèque est la durée nécessaire pour qu’une femelle de moustique devienne
infectante après un repas sanguin infecté. Cette période diminue en augmentant la température
d’incubation (Focks et al., 1995).
26
4.2. Les vecteurs du VWN
Plus de 70 espèces de moustiques ont été trouvées naturellement infectées par
le VWN, (Mononi et al., 2010). Cependant, elles ne sont pas toutes impliquées dans
la transmission. En effet, une espèce naturellement infectée ne signifie pas
automatiquement qu’elle soit vectrice. Elle a peut-être piqué un individu infecté et
présentait du virus dans le repas de sang en cours de digestion.
Les espèces impliquées dans la transmission du VWN appartiennent essentiellement
au genre Culex. En Afrique et au Moyen Orient, le principal vecteur est Cx.
univittatus associé à Cx. antennatus et Cx. pipiens en Égypte (Taylor et al.,1956),
Cx. pipiens en Israël (Nir et al., 1972) et Culex theileri en Afrique du Sud (McIntosh et
al., 1967). En Europe et Russie, les principaux vecteurs sont Cx. pipiens et Cx.
modestus (Mouchet et al., 1970; Berezin, 1971; Savage et al., 1999) et en Asie, il
s’agit de Cx. tritaeniorhynchus, Cx. quinquefasciatus et Cx. vishnui (Pavri & Singh,
1965; Akhter et al., 1982). Aux États-Unis, les espèces qui jouent un rôle dans la
transmission du VWN sont Cx. tarsalis, Cx. pipiens, Cx. restuans, Cx. salinarius et
Cx. erraticus au Nord (Andreadis et al., 2004; Lukacik et al.,2006; Gujral et al., 2007)
et au Sud, Cx. quinquefasciatusassocié à Cx. nigripalpus à l’Est et Cx. tarsalis à
l’Ouest (Reisen et al., 2004; Hayes et al., 2005a). Cx. nigripalpus, Cx. bahamensis et
Cx. quinquefaciatus sont des vecteurs principaux du VWN en Amérique centrale et
aux Caraïbes (Lefrançois et al., 2006; Barrera et al., 2008).
4.3. Les vecteurs du VFVR
En Afrique de l’Est, les principales espèces qui ont été trouvées naturellement
infectées appartiennent aux genres Aedes (Ae. cumminsii, Ae. circumluteolus, Ae.
mcintoshi) et Culex (Culex pipiens, Culex neavii, Cx. zombaensis et Culex
antennatus), Mansonia africana, et Anopheles pharoensis (Hoogstraal et al., 1979;
Meegan et al., 1980; Linthicum et al., 1985; Meegan & Bailey, 1989; Logan et al.,
1991).
En Afrique du Sud, le VFVR a été isolé d’Ae. circumluteolus, Ae. caballus, Ae. juppi,
Ae. cinereus et de Cx. theileri (McIntosh & Jupp, 1981).
27
En Afrique de l’Ouest, Ae. vexans arabiensis, Ae. ochraceus et Ae. dalzieli sont des
vecteurs enzootiques du virus au Sénégal où une autre espèce, Ae. vexans joue un
rôle primordial dans le maintien du virus et notamment, dans la région de Ferlo
(Fontenille et al., 1998; Chevalier et al., 2004). L’espèce Cx. poicilipes a été
incriminée dans l’épizootie-épidémie de 1998 en Mauritanie (Diallo et al., 2005). Cx.
quinquefacsiatus pourrait également jouer un rôle dans la transmission du VFVR
(Marrama et al., 2005).
Lors de l’épidémie du 1977 en Egypte, Culex pipiens fut la seule espèce trouvée
naturellement infectée (Meegan et al., 1980).
En Arabie saoudite et au Yémen, deux espèces ont été trouvées naturellement
infectés. Il s’agit de Ae. vexans arabiensis et Cx. tritaeniorhynchus tandis que Ae.
caspius et Cx. pipiens sont soupçonnées de jouer un rôle dans le cycle
épidémiologique du VFVR (Jupp et al., 2002; Miller et al., 2002).
4.4. Le complexe Culex pipiens
4.4.1. Position systématique
Les moustiques appartiennent à la classe des insectes, à l’ordre des diptères et
à la famille des Culicidés. Les moustiques sont cosmopolites et sont groupés en
deux sous-familles, Culicinae et Anophelinae. Au Maroc, 42 espèces sont
référencées et issues des genres: Anopheles, Aedes, Coquillettidia, Culex, Culiseta,
Ochlerotatus, Orthopodomyia et Uranotaenia (Trari et al., 2002) dont l’espèce Culex
pipiens. Sa classification est la suivante:
28
Règne
: Animalia
Embranchement
: Arthropoda
Sous-embranchement
Classe
: Hexapoda
: Insecta
Sous-classe
Ordre
: Pterygota
: Diptera
Sous-ordre
Famille
Sous-famille
Genre
Espèce
: Nematocera
: Culicidae
: Culicinae
: Culex
: Culex pipiens
4.4.2. Bio-écologie
La vie du moustique Cx. pipiens est composée de deux phases distinctes: une
phase aquatique et une phase aérienne (Figure 14). Après l’accouplement, les
femelles prendront un repas sanguin nécessaire à l’élaboration des œufs.
Cependant, les femelles de Cx. pipiens peuvent produire une première ponte sans
repas sanguin: elles sont dites autogènes. Elles utilisent les réserves accumulées
durant leur stade larvaire. Les œufs sont pondus dans l’eau, claire en général, mais
on les trouve également dans les eaux polluées, chargées en matières organiques
qui permettront aux larves de se nourrir. Les œufs sont déposés en une nacelle qui
flotte sur l’eau. L’éclosion se produit environ 24 h à 48 h après l’oviposition. Les
larves ont un mode de vie exclusivement aquatique, d’une durée de 5 à 6 jours. Elles
subiront 4 mues avant de se transformer en nymphe. La nymphe ne se nourrit plus et
de profondes modifications anatomiques s’opèrent. Aprés 2 à 3 jours, l’adulte est
complètement formé dans son enveloppe nymphale. Le tégument se dessèche au
contact de l’air et il se forme une déchirure en T sur sa face dorsale sous l’effet de
l’augmentation de la pression interne. L’imago se dégage progressivement en se
29
gonflant d’air pour s’envoler après un temps nécessaire au déplissage des ailes et
des pattes par augmentation de la pression de l’hémolymphe.
Figure 14. Cycle biologique de Culex pipiens.
4.4.3. Les membres du complexe Cx.pipiens
Le complexe Culex pipiens regroupe plusieurs espèces: Cx. pipiens Linnaeus,
1758 avec ses deux formes; la forme pipiens et la forme molestus Forskll,1775, Cx.
quinquefasciatus Say, 1823, Cx. pallens Coquillett 1898, Cx. globocoxitus
Dobrotworsky 1953 et Cx. australicus Dobrotworsky et Drummond, 1953. D’autres
espèces sont étroitement liées ou suggérées appartenir à ce complexe telles que,
Cx. vagans Wiedemann 1828, Cx. fatigans Wiedemann 1828, Cx. Pervigilans Von
Bergroth 1889 et Cx. torrentium Martini, 1925, (Vinogradova 2003; Smith & Fonseca,
2004). Les membres de ce complexe présentent des caractères morphologiques
semblables avec des différences éco-physiologiques qui se traduisent par leur
capacité à produire une première ponte sans prendre de repas sanguin (autogénie
versus anautogénie), à s’accoupler dans des espaces fermés (sténogamie versus
eurygamie), à entrer en diapause durant la période hivernale (hétérodyname versus
homodyname) (Tableau IV).
30
Chaque membre appartenant au complexe Cx. pipiens a une répartition
géographique caractéristique. En effet, Cx. pipiens L. est présent en Europe, au Nord
et au Sud de l’Afrique, en Asie non tropicale et en régions tempérées de l’Amérique
du Nord et du Sud (Harbach et al., 1985; Vinogradova, 2000; Vinogradova, 2003).
Cx. pipiens existe uniquement sous sa forme molestus au Japon, en Corée du Sud et
en Australie (Vinogradova, 2000). Cx. quinquefasciatus est présent en région
tropicale, subtropicale de l’Afrique et des Amériques et en Sud-Est de l’Asie et de
l’Australie (Fonseca et al., 2006). Cx. pallens est distribué à l'Est de l'Oural à travers
l'Asie tempérée (Fonseca et al., 2009). Cx. globocoxitus et Cx. australicus sont
essentiellement limités à l’Australie. Cx. vagans est rencontrée en Chine, en Inde, en
Corée, au Japon, et en Russie. Cx. fatigans et Cx. pervigilans sont rencontrés en
Nouvelle Zélande et dans les îles avoisinantes (Belkin, 1968). Et finalement, Cx.
torrentium est une espèce paléarctique présente en Europe et dans certaines
régions asiatiques (Vinogradova, 2000).
Tableau IV. Caractères éco-physiologique des membres du complexe Cx. pipiens
Membre du complexe
Autogénie
Sténogame (S)/
Diapause
Eurygame (E)
Cx. pipiens forme pipiens
-
E
+
Cx. pipiens formemolestus
+
S
-
Cx. quinquefasciatus
-
S
-
Cx. pallens
-
S
+
Cx. globocoxitus
?
?
-
Cx. australicus
-
E
-
Cx. vagans
-
E
+
Culex fatigans
?
?
-
Cx. pervigilans
?
?
?
Cx. torrentium
-
E
+
?: non renseigné.
Le moustique Culex pipiens L. existe sous deux formes: une forme molestus et
une forme pipiens.La forme molestus est autogène (capable de réaliser une première
ponte sans prendre de repas de sang), sténogame (peut s’accoupler dans des
31
espaces confinés) et reste en activité durant la période hivernale (homodynamique).
A l’inverse, la forme pipiens est anautogène (exigeant toujours un repas de sang
pour réaliser une ponte), eurygame (s’accouple en plein air) et entre en diapause
pendant l’hiver (hétérodynamique). De plus, la forme molestus et la forme pipiens se
développent respectivement dans des gites épigés et hypogés en Russie et aux USA
(Byrne & Nichols, 1999; Huang et al., 2008). Cependant, les deux formes peuvent
cohabiter dans des gites hypogés ainsi qu’en gites épigés (Chevillon et al., 1995;
Gomes et al., 2009; Reusken et al., 2010). Les deux formes semblent ne pas être
isolées génétiquement et leurs hybrides sont présents aux USA, au Sud et au Nord
de l’Europe (Fonseca et al., 2004; Gomes et al., 2009; Reusken et al., 2010). Les
deux formes présenteraient des préférences trophiques différentes, la forme pipiens
se nourrit principalement sur les oiseaux (ornithophile) et la forme molestus sur les
mammifères (mammophile). Par ailleurs, les hybrides ont des préférences trophiques
mixtes pour les oiseaux et les mammifères.
Cx. pipiens L. est le seul membre du complexe Culex pipiens présent en
Afrique du Nord. C’est un vecteur compétent pour plusieurs agents pathogènes
affectant l’homme et/ou l’animal tel est le cas du virus West Nile (Krida et al., 2010),
le virus de la fièvre de la vallée de Rift (Hoogstraal et al., 1979; Meegan et al., 1980;
Moutailler et al., 2008) et de filaires (Harb et al., 1993; Krida et al., 1998; AbdulHamid et al., 2009; Abdul-Hamid et al., 2011). Culex pipiens L. a déjà été décrit dans
cette région. Il s’agit de descriptions basées sur des caractères morphologiques,
physiologiques, reproductifs et écologiques (Roubaud, 1939; Knight & Malek, 1951;
Gaud, 1953; Vermeil, 1954; Rioux, 1958; Senevet et al., 1958; Rioux, 1965; Pasteur
et al., 1977; Himmi et al., 1995). Dans les zone urbaines, les populations de Cx.
pipiens colonisent les gites hypogés et ont été décrites comme autogènes,
sténogames et anthropophiles. Des populations anautogènes ont été également
observées en gites épigés. A l’inverse, Cx. pipiens est anautogène, sténogame et
anthropophile ou ornithophile en zones rurales. Cependant, ces caractères restent
limités et une identification basée sur les différences génétiques semble nécessaire
pour distinguer les membres du complexe Cx. pipiens. Dans cet objectif, plusieurs
techniques ont été développées (Tableau V).
32
Tableau V. Marqueurs moléculaires utilisés pour identifier certains membres du complexe Cx.
pipiens
Marqueur
Membres du complexe Cx. pipiens
Références
Ribosomal
Cx. pipiens
Crabtree et al. (1995)
Cx. restuans
Cx. salinarius
Ribosomal
Cx. pipiens
Aspen et al. (2003)
Cx. nigripalpus
Nucléaire (Ace2)
Cx. pipiens
Smith & Fonseca (2004)
Cx. quinquefasciatus
Cx. pallens
Cx. torrentium
Cx. australicus
Cx. pervigilans
Nucléaire (Ace2)
Cx. pipiens
Aspen & Savage (2003)
Cx. quinquefasciatus
Nucléaire (Ace2)
Cx. pallens
Kasai et al. (2008)
Cx. pipiens forme molestus
Nucléaire (COI)
Cx.pipiens forme pipiens
Shaikevich (2007)
Cx.pipiens forme molestus
Nucléaire (CQ11)
Cx.pipiens forme pipiens
Bahnck & Fonseca (2006)
Cx.pipiens forme molestus
33
5. L’immunité antivirale
5.1. Chez le moustique
Les insectes ne possédent que l'immunité innée pour lutter contre les
pathogènes. La drosophile Drosophila melanogaster a servi de modèle pour étudier
le système immunitaire des insectes notamment après le séquençage de son
génome (Adams et al., 2000). Dans cette partie, nous allons evoqué que les voies
inmpliquées dans la réponse antivirale.
5.1.1. La voie Toll
La voie Toll est impliqué dans la réponse antifongique et antibactérienne
(Bactéries à Gram (+)) (Lemaitre et al., 1996). Après fixation des ligands sur le
récepteur Toll, la voie de transduction faisant intervenir l’adaptateur moléculaire
MyD88 est activée induisant ainsi la degradation de l’inhibiteur Cactus. Cette
dégradation permet la translocation de Dif (Drosophila immunity factor) dans le
noyau et l’activation de la transcription de peptides antimicrobiens tels la
drosomycine et la défensine (Figure15; Hoffmann, 2003). En 2005, cette voie s’est
révélée importante dans la réponse antivirale chez la Drosophile (Zambon et al.,
2005). Des études plus récentes demontrent son implication chez le moustique
Aedes aegypti suite à une infection par le virus de la dengue (Xi et al., 2008).
5.1.2. La voie Imd
La voie Imd (Immune deficiency) est impliquée dans la production des peptides
antimicrobiens dirigés contre les Bactéries à Gram (-). L’activation de cette voie se
fait par la reconnaissance de motifs présents à la surface des bactéries par les
recepteurs PGRP-LC et PGRP-LE, ce qui entraine une cascade de signalisation et
active la synthèse de diptéricine cécropine, drosocine et attacine (Figure 15).Cette
voie est également impliquée dans la réponse antivirale chez la drosophile (Lemaitre
et al., 1995).
34
5.1.3. La voie Jak/STAT
La voie Janus kinase/ Signal Transducer and Activator of Transcription
(Jak/STAT) est activée chez la drosophile par la fixation du ligand Unpaired (UPD)
sur le récepteur Domless (Dome). Ceci entraine le recrutement des facteurs STATs
localisés dans le cytoplasme et qui transitent dans le noyau où ils vont assurer la
transcription de certains facteurs (Figure15). En 2005, l’implication de cette voie dans
la réponse antivirale a été demontrée pour la premiere chez la drosophile (Dostert et
al., 2005).
Figure 15. Shéma récapitulatif des réactions antivirales chez la drosophile (Arjona et al., 2011).
5.1.4. L’ARN interférence
L’ARN interférence est la voie la plus etudiée en tant que réponse antivirale
chez la drosophile. Elle a été decouverte chez les plantes en 1990 (Jorgensen and
kaimenyi, 1990).
35
Les dsRNA sont fragmentés par une RNaseIII appelée Dicer2 en de nombreux petits
fragments d’ARN appelés siRNA (small interfering RNA) de 20 à 25 paires de bases
(Bernstein et al., 2001). R2D2 est le cofacteur de Dicer2 et va permettre la laison
avec le compexe RISC (RNA- Induced Silencing Complex) contenant la proteine
Argonaute2 (Ago2). Le complexe RISC guidé par le simple brin siRNA, va cibler de
manière spécifique l’ARNm correspondant et entrainer sa dégradation (Figure16).
Cette voie est activée chez Aedes aegypti après une infection par le virus de la
dengue (Sanchez-Vargas et al., 2004; 2009) et également, chez Culex pipiens
infecté par le VWN (Brackney et al., 2009).
Figure 16. Mécanisme de l’ARN interférence (Arjona et al., 2011).
5.2. Chez l’homme
L’immunité innée et aquise limitent la replication du virus dans les organes
périphériques (Figure 17). L’interferon (IFN) α/β agit comme agent antiviral et limite le
transfert et la réplication juste après l’infection. Les lymphocytes B et les anticorps de
type IgM module la virémie sérique et prévient le passage au système nerveux
central. De plus, le complément permet une réponse humorale et cellulaire efficace.
36
L’IFNγ contrôle la réplication virale à travers des mécanismes antiviraux directs et
contribue à la génération d’une immunité adaptative. Les lymphocytes T (CD4+ et
CD8+) participent à l’élimination du virus des organes periphériques. Quand le virus
traverse la barrière hémato-encéphalique, les cytokines CXCL10 et CCL5 et leur
récepteurs CXCR3 et CCR5 aident à recruter les lymphocytes T et les monocytes
vers le SNC pour éliminer le virus des cellules infectées (Samuel & Diamond, 2006)
Figure 17. Immunité antivirale innée et aquise chez l’homme (Samuel & Diamond, 2006).
37
6. Objectifs de la thèse
L’émergence et la réémergence actuelles des maladies transmises par les
arthropodes hématophages et notamment les arboviroses, représentent un risque
majeur en santé animale et en santé publique (Gubler, 2002). L’expansion de ces
maladies est en grande partie liée aux changements globaux dont l’intensification
des échanges, l’instabilité politique, les changements climatiques, les changements
de techniques agro-pastorales et l’urbanisation rendant ainsi les pays tempérés
vulnérables aux maladies tropicales (Patz et al., 1996; Gratz, 1999).
La fièvre West Nile (FWN) et la fièvre de la vallée de Rift (FVR) sont des
exemples d’arboviroses émergentes. Le virus West Nile (VWN) a longtemps été
considéré comme peu pathogène (Rodhain & Perez 1985). Cependant, le VWN a
regagné en activité dans le bassin méditerranéen à partir de 1994 et a suscité un
grand intérêt dans les Amériques après son introduction aux USA en 1999 (Murgue
et al., 2001a; Petersen & Hayes 2008). En parallèle, le virus de la fièvre de la vallée
du Rift (VFVR) traditionnellement endémique à l’Afrique sub-saharienne a émergé
dans la péninsule arabique en 2000 (Ahmed, 2000). Ces deux arbovirus ont montré
leur capacité à s’établir en dehors de leur aire de répartition en assurant un cycle de
transmission entre des vecteurs et des hôtes vertébrés locaux. Dans la région du
Maghreb, le VWN a été responsable d’épidémies en Algérie (1994) et en Tunisie
(1997) et d’épizooties au Maroc (1996) (Le Guenno et al., 1996; Triki et al., 2001; El
Harrak et al., 1997). Dès lors, des cas humains et équins ont été recensés au Maroc
et en Tunisie en 2003, 2010 et 2011 (Garbouj et al., 2003; Schuffenecker et al.,
2005; Ben Hassine et al., 2011; ECDC 2011). Par contre, le VFVR n’a jamais sévi
jusqu’à présent dans le grand Maghreb.
Les deux arbovirus sont transmis par des moustiques appartenant au complexe
Culex pipiens. Seule l’espèce Cx. pipiens pipiens existe dans la région du Maghreb.
Cx. p. pipiens comprend deux formes morphologiquement identiques: la forme
pipiens et la forme molestus ayant des caractères éco-biologiques et des
préférences trophiques différentes pouvant
influencer leurs rôles dans la
transmission de certains agents pathogènes.
38
C’est dans ce contexte que s’inscrit ce travail de thèse sur l’étude du moustique
Cx. pipiens, vecteur du VWN et VFVR dans la région du Maghreb.
Ce travail a deux objectifs :
i) évaluer la compétence vectorielle des populations de Cx. pipiens récoltées au
Maroc, en Algérie et en Tunisie vis-à-vis des VWN et VFVR,
ii) définir les formes de Cx.pipiens présentes dans la région du Maghreb en prenant
le Maroc comme exemple.
39
Matériels et méthodes
40
1. Sites de récolte des moustiques
Durant l’été 2010, la récolte des larves de moustiques a été conduite dans trois
régions différentes du Maroc: au Nord (Tanger), au Centre (Casablanca et
Mohammedia) et au Sud (Marrakech). La même opération a été réalisée en Algérie
et en Tunisie (Figure 18).
Figure 18. Sites de récolte de Cx. pipiens au Maroc, en Algérie et en Tunisie
Les récoltes des stades préimaginaux sont réalisées dans chaque gîte larvaire
(Figure 19), selon la méthode de dipping. Cela consiste à se mettre sur le bord du
gîte contre le soleil et réaliser cinq à dix prélèvements (selon les dimensions du gîte),
sans répéter les prélèvements au niveau du même point. Le prélèvement est effectué
en plongeant dans l’eau une louche en plastique et en la retirant d’un mouvement
uniforme, tout en évitant les remous. Les larves récoltées sont transportées au
laboratoire. Les larves de stade 4 sont triées et identifiées morphologiquement sous
une loupe binoculaire en utilisant la clé d’identification à entrées multiples établie par
Brunhes et al. (2000).
41
Figure 19. Exemples de gîte larvaire de Culex pipiens.
2. Elevage des moustiques
Une fois les larves de Cx. pipiens identifiées, elles sont réparties dans des bacs
en plastique (25cm x 25cm; Figure 20a), à raison de 200 larves/bac, contenant 1 litre
d’eau déchlorée et 2-3 croquettes pour chat. Par la suite, les nymphes sont
récupérées et placées individuellement dans un tube de 50 mL (Falcon; Figure 20b)
contenant de l’eau. On ferme le tube avec un morceau de tulle. Après émergence,
l’adulte est libéré dans une cage (Figure 20c) puis récupéré à l’aide d’un aspirateur à
bouche (Figure 20d) pour former des couples (Male/femelle).
Chaque couple est placé dans une boite en plastique d’un volume de 1 litre (Figure
20e). La paroi interne de la boite est tapissée avec un papier buvard qui servira de
support pour la femelle. Le couvercle de la boite est remplacé par une moustiquaire
en tulle qui est tenue par un élastique. Deux morceaux de coton sont placés en
continu sur la moustiquaire : le premier est imbibé de solution sucrée à 10% pour
nourrir le couple et le deuxième est imbibé d’eau pour augmenter l’humidité au sein
de la boite d’élevage. On met également à la disposition du couple un petit
cristallisoir contenant de l’eau pour recevoir les pontes F1.
Pour chaque population, 40 couples sont formés. Un premier lot de 20 couples ne
reçoit pas de repas sanguin. Seuls les couples autogènes seront ainsi capables de
produire une première ponte sans nécessiter un repas sanguin. Un second lot de 20
couples est destiné à recevoir un repas de sang. Pour ce faire, le sixième jour après
42
émergence, les femelles sont laissées à jeun pendant 24h. Au septième jour, les
femelles sont transférées dans une grande cage (30x30x30 cm) et un coquelet est
mis à la disposition des femelles. Une fois que les femelles sont gorgées, elles sont
placées individuellement dans des boites d’élevage et les pontes anautogènes sont
récupérées.
Pour chaque population, les adultes F0 ont été congelés à -20°C pour l’analyse
moléculaire. Les pontes F1 autogènes et anautogènes ont fait l’objet d’une
évaluation de compétence vectorielle vis-à-vis de VWN et VFVR. Ces infections se
font dans les conditions de sécurité qui relèvent de la manipulation d’un agent
pathogène de classe 3. Pour ce faire, les pontes autogènes et anautogènes ont été
envoyées à l’Institut Pasteur à Paris.
(a)
(b)
(d)
(c)
(e)
Figure 20. Matériel utilisé lors de l’élevage de Culex pipiens.
Bac en plastique (a), tube pour nymphe (b), cage d’élevage pour adultes (c) aspirateur à bouche (d) et
boite d’élevage pour couple (e).
43
3. Infections expérimentales avec les virus WN et FVR
3.1. Les populations de Culex pipiens
Les pontes F1 autogènes et anautogènes de chaque pays (Tableau VI) ont été
mises à éclore dans de l’eau décolorée. Les larves ont été élevées jusqu’au stade
nymphale. Les nymphes ont été récupérées et mises dans des cages en attendant
l’émergence des adultes. Pour chaque population, deux types d’adultes sont
obtenus: autogènes (AU) et anautogènes (AN).
Une souche de Cx. pipiens ‘Tabarka’ récoltée en Tunisie et colonisée au laboratoire
pendant plusieurs générations a été utilisée pour définir au préalable certains
paramètres de la compétence vectorielle.
Tableau VI.Gîtes larvaires échantillonnés en 2010 en Algérie, au Maroc et en Tunisie
Pays
Ville
Site
Type de
gîte
Timimoune
Urbain
Hypogé
Chellal
Urbain
Hypogé
Oued El Ksob
Péri- urbain Epigé
Bechelga
Rural
Epigé
Casablanca
Urbain
Hypogé
Mohammedia
Péri- urbain Hypogé
Tabarka
Urbain
Epigé
Nefza
Rural
Epigé
Algérie
Maroc
Tunisie
Autogène
(AU)
Ou
Anautogène
(AN)
AU
AN
AU
AN
AU
AN
AU
AN
Echantillon
A1_AU
A1_AN
A2_AU
A2_AN
A3_AU
A3_AN
A4_AU
A4_AN
AU
AN
AU
AN
M1_AU
M1_AN
M2_AU
M2_AN
AU
AN
AU
AN
T1_AU
T1_AN
T2_AU
T2_AN
44
3.2. Les souches virales
La souche avirulente Clone 13 du VFVR, a été isolée d’un cas humain bénin en
République Centre Africaine en 1974 (Muller et al., 1995). Cette souche avirulente
est défective pour le facteur de virulence, la protéine NSs. En effet, le gène est
délété de 70% de sa phase ouverte de lecture. La souche du VWN a été isolée d’un
cheval infecté en Camargue en 2000 (Murgue et al., 2001b).
Les stocks viraux utilisés pour les infections orales des moustiques ont été produits
après plusieurs passages (8 passages pour le VFVR et 4 passages pour le VWN) sur
cellules Vero de rein de singe et un seul passage sur des cellules d’insectes C6/36
(Aedes albopictus). Les stocks viraux sont conservés à -80°C.
Le titre viral des stocks viraux utilisé a été estimé en unité formant plage (UFP)/mL,
par comptage des plages de lyse obtenues après infection de cellules Vero (Lignée
cellulaire continue de rein de singe).
3.3. Le repas sanguin infectieux
Les femelles âgées de 7 jours sont mises à jeun 24 h avant l’infection. Le repas
artificiel est constitué de deux tiers de globules rouges (lavés et remis en suspension
dans du tampon PBS) et un tiers de suspension virale. Le titre viral du repas
infectieux est de 107,8 UFP/mL pour le VWN et de 108,5UFP/mL pour le VFVR. Un
phagostimulant, l’ATP, est rajouté dans le repas à une concentration de 5.10 -3 M. Les
femelles se gorgent à travers une membrane d’intestin de porc soutenant le sang
infecté pendant 30 min. Ainsi, les femelles pleinement gorgées sont triées, placées
dans des boites en carton et nourries avec un coton imbibé d’eau sucrée à 10 %
(Figure 21).
45
Figure 21. Infections expérimentales des moustiques en laboratoire P3
3.4. La salivation forcée
Au terme de la période d’incubation qui a été définie à 14 jours pour le VWN, 14
et 21 jours pour le VFVR, les femelles sont immobilisées par le froid, les ailes et les
pattes sont arrachées puis le proboscis est introduit dans un cône contenant 5 µL de
sérum de veau fœtal (SVF; figure 22). Après 45 min, le contenu du cône est mis en
suspension dans 45 µL du milieu Leibovitz L15 (Gibco, Invitrogen) à 10 % de SVF.
Les salives et les femelles ayant salivé sont conservées à -80°C jusqu’à leur
analyse. Le nombre de particules virales a été estimé en UFP/salive. Le taux de
transmission (TT) représente le nombre de femelles ayant une salive infectée sur le
nombre total de femelles testées.
46
Figure 22. Femelle en cours de récupération de sa salive en utilisant la technique de salivation
forcée.
3.5. Le titrage des salives
Les cellules Vero sont cultivées, dans des plaque à 6 puits, en milieu de
cultureDulbecco’s
Minimum
Eaggle
medium
Glutamax
(Gibco,
Invitrogen)
supplémenté en SVF à 10% et en antibiotiques (pénicilline 1000 UI/mL et
streptomycine 1 mg/mL). Le lendemain de la confluence des cellules, le tapis
cellulaire est infecté avec des dilutions de 10 en 10 de la salive dans du milieu de
culture. Un volume de 250 µL est utilisé comme inoculum et adsorbé pendant 1 h à
37°C. Par la suite, on rajoute du milieu de culture à 2% SVF, 1% antibiotiqueantimycotique (Gibco, Invitrogen) et 1% d’agarose. Les cellules sont incubées à 37°C
et dans une atmosphère à 5 % de CO2 pendant 4 (VWN) ou 5 jours (VFVR). Au
terme de la période d’incubation, le milieu gélifié est éliminé et les cellules sont fixées
et colorées avec une solution contenant du cristal violet (0,2%), de la formaldéhyde
(10%) et de l’éthanol (20%). Les plaques sont lavées à l’eau puis séchées et les
plages de lyses sont comptées. Le nombre de particules virales dans chaque salive
est exprimé en UFP/salive.
3.6. L’immunofluorescence indirecte sur squashs de tête
La détection du virus se fait par immunofluorescence indirecte sur squash de
tête des moustiques (Kuberski & Rosen, 1977). Pour ce faire, les femelles sont
décapitées à l’aide d’un scalpel sur une lame de verre à la fin de la salivation. Une
47
dizaine de têtes sont ainsi placées sur la lame et écrasées à l’aide d’une seconde
lame. Les lames sont séchées à l’air libre pendant 10 min puis fixées dans un bain
d’acétone pur à -20°C pendant 20 min. Par la suite, les lames sont séchées et
conservées à -80°C jusqu’à réalisation de la réaction d’immunofluorescence.
L’anticorps primaire est une ascite de souris anti-virus diluée au PBS 1X (l’ascite
anti-VFVR est diluée au 1/200 et l’ascite anti-VWN, au 1/100) qu’on dépose sur les
squashs de tête. Les lames sont incubées 30 min à 37°C en chambre humide puis
rincées 3 fois avec du PBS 1X et séchées.
L’anticorps secondaire est une immunoglobuline anti-souris couplée à la fluorescéine
(FITC) dilué au 1/100 et additionnée de bleu d’Evans. Le mélange est déposé sur les
lames qui sont traitées de la même façon qu’auparavant. A la fin des rinçages, les
préparations sont montées entre lame et lamelle avec du tampon phosphate
glycériné à 10 % et à pH 8. La lecture des lames se fait sous microscope à
épifluorescence. Les tissus infectés apparaissent en vert fluorescent et les tissus non
infectés en rouge (Figure 23).
Le taux d’infection disséminée (TID) représente le nombre de femelles ayant des
squashs de tête positifs rapportés au nombre total de femelles testées. Les femelles
présentant un squash de tête positif sont capables d’assurer la dissémination virale
au-delà du tube digestif.
(a)
(b)
Figure 23. Tissus de tête de moustique analysé par immunofluorescence.Tissu infecté (a) et
tissu non infecté (b)
48
4. Les analyses statistiques
Les taux d’infection disséminée et de transmission ont été comparés par le test
exact de Fisher et les titres moyens des particules virales dans les salives ont été
comparés en utilisant le test de Kruskall-Wallis et celui de Wilcoxon Rank-sum.
5. Taxonomie moléculaire de Culex pipiens au Maroc
5.1. Populations de Cx. pipiens
L’échantillonnage des larves (F0) a été conduit à Tanger, Casablanca,
Mohammedia et Marrakech. Les gîtes larvaires sont hypogés ou épigés et classés en
fonction de l’habitat: urbain (centre-ville), périurbain (à la périphérie de la ville) et
rural (en retrait de toute agglomération humaine; Tableau VII). Les méthodes
d’échantillonnage et d’élevage sont détaillées dans la partie 1.
49
Tableau VII. Gîtes larvaires échantillonnés dans différentes régions du Maroc durant l’été 2010
Ville
Site
Gîte
Tanger
Urbain
Epigé
Périurbain
Epigé
Rural
Epigé
Urbain
Epigé
Urbain
Hypogé
Périurbain
Epigé
Périurbain
Epigé
Rural
Epigé
Rural
Hypogé
Casablanca/ Mohammedia
Marrakech
5.2. Extraction de l’ADN génomique
L’ADN des individus adultes de génération F0 est extrait par la technique
DNAzol. Pour ce faire, chaque moustique est broyé au piston dans 250 µL de
DNAzol puis le broyat est centrifugé 15 min à 15 000 rpm à +4°C. Après cette
première étape où les protéines ont été précipitées, on transvase le surnageant dans
un nouveau tube et on ajoute 125 µL d’éthanol 100 %. On agite doucement 1 à 2 min
à température ambiante avant de centrifuger 15 min à 15 000 rpm à +4°C. On
élimine délicatement le surnagent sans perdre le culot d’ADN qu’on lave avec 200 µL
d’éthanol 70 %, puis on met les tubes à centrifuger pendant 15 min à 15 000 rpm à
+4°C. Pour bien nettoyer le culot d’ADN, on réalise cette opération de lavage une
deuxième fois. Pour finir, on sèche le culot jusqu’à évaporation complète de l’éthanol
et on le reprend dans 30 µL d’eau pour préparation injectable (EPPI).
5.3. Réaction PCR
L’identification génétique des adultes appartenant au complexe Cx. pipiens
repose sur l’amplification de la région flanquante du microsatellite CQ11 (Bahnck &
Fonseca, 2006). Les amorces utilisées sont les suivantes: pipCQ11R 5‘50
CATGTTGAGCTTCGGTGAA-3’, molCQ11R 5‘-CCCTCCAGTAAGGTATCAAC-3’ et
CQ11F2 5‘-GATCCTAGCAAGCGAGAAC-3’. Le mix est composé des deux amorces
anti-sens à une concentration finale de 0,15 µM, l’amorce sens à 0,25 µM, du
tampon (1X), des dNTP à 250 µM, du MgCl2 à 1,5 mM, de la BSA (Bovine serum
slbumin) à 0,135µg/µL, d’une unité de Taq polymerase et de 5 µL de l’extrait d’ADN.
Le programme d’amplification commence par 15 min à 94°C, 35 cycles de 94°C
pendant 30s, 54°C pendant 30s et 72°C pendant 40s et pour finir, une phase
d’élongation de 5 min à 72°C.
Les produits de PCR sont séparés par électrophorèse sur un gel d’agarose à 2%.
51
Résultats et discussion
52
1. Compétence vectorielle de Culex pipiens vis-à-vis du virus West Nile et virus
de la fièvre de la vallée du Rift
1.1. Résultats
1.1.1. Réceptivité au VWN
Des femelles de génération F6 de la souche Cx. pipiens ”Tabarka”, originaire
de Tunisie, ont été exposées à un repas infectieux contenant du VWN à 10 7.8
UFP/mL. Des lots de 20 femelles ont été sacrifiés à 1, 2, 3, 6, 9, 14 et 21 jours après
l’infection expérimentale. Les salives ont été récoltées en utilisant la technique de
salivation forcée puis titrées sur cellules Vero. La figure 24A donne le taux de
transmission (TT) et le nombre moyen de particules virales par salive exprimé en
Log10 UFP/salive. Le VWN est détecté dans la salive dès le 3 ème jour après
l’infection. A ce jour, le TT est de 5% et augmente légèrement jusqu’à J9 postinfection (pi). A J14 pi, 40% des salives testées sont infectées avec un nombre
moyen de particules virales qui est de 1,9 ± 1,2 log10UFP. Chez les femelles
sacrifiées une semaine après (J21 pi), le TT a doublé, il a atteint 80% tandis que le
nombre de particules infectieuses a légèrement diminué (1,7 ± 0,9 log 10UFP). Ainsi,
le jour 14 pi a été choisi pour évaluer les taux de transmission et d’infection
disséminée (TID) du VWN pour les populations naturelles de Cx. pipiens.
Des femelles de chaque population ont été exposées à un repas infectieux
contenant du VWN à 107.8 UFP/mL. Quatorze jours après l’infection orale des
femelles, toutes les populations testées développent une infection disséminée et
présentent des salives infectées. Les TID varient de 59,1% à 100% (Figure 25A) et
les TT de 25% à 83,3% (Figure 25B). Le nombre de particules infectieuses varient de
1,0 ± 0,6 log10PFU à 3,5 log10PFU (Figure 25C).
Pour chaque site de récolte, on compare les TID et TT, de la population autogène
(AU) et de la population anautogène (AN). Le statut des femelles (AU ou AN)
n’influence pas le TID ni le TT à l’exception de deux cas pour lesquels une différence
significative entre les femelles AU et AN a été observée; les TID des populations M1
(Maroc-Casablanca) (test exact de Fisher: p=0,02) et les TT des populations M2
(Maroc-Mohammedia) (test exact de Fisher: p=0,01). Egalement, le nombre moyen
53
de particules infectieuses par salive ne présente pas de différence significative (test
de Kruskall-Wallis: p>0,05).
54
Figure 24. Taux de transmission et nombre moyen des particules virales présentes dans la
salive de Cx pipiens ”Tabarka” infecté oralement par le VWN (A) et le VFVR (B)
55
Figure 25. Taux d’infection disséminée (A), taux de transmission (B) et nombre moyen de
particules virales par salive (C) pour les populations naturelles de Culex pipiens, 14 jours
après l’infection avec le virus West Nile
56
1.1.2. Réceptivité au VFVR
Des femelles de la souche Cx. pipiens ”Tabarka” ont été exposées à un repas
infectieux contenant du VFVR à 108,5 UFP/mL. Les résultats obtenus sont présentés
dans la figure 24B. Le VFVR est détecté à partir de J3 après l’infection avec un TT
de 10% et 1,3 ± 0,2 log10UFP/salive. Le TT reste stable jusqu’à J14 pi pour atteindre
son maximum à J21 pi qui est de 40%. Parallèlement à cela, le nombre moyen de
particules virales dans la salive est à son maximum à J6 avec 1,6 ± 0,4 log 10 UFP et
diminue progressivement de J9 à J21. Pour les populations récoltées sur le terrain,
les taux d’infection disséminée (TID) et de transmission (TT) ont été estimés à J14 et
à J21 pi.
Les populations ont été exposées à un repas infectieux contenant du VFVR à
108,5 UFP/mL. Quatorze jours après infection, 69,2% des populations testées (9/13)
développent une infection disséminée avec des TID variant de 6,2% à 38,1% (Figure
26A). Parmi les 9 populations ayant des TID positifs, 77,8% (7/9) présentaient des
salives infectieuses avec des TT allant de 10% à 47,1% (Figure 26B). Pour les
populations A1-AU (Algérie-Timimoune autogène) et T1-AN (Tunisie-Tabarka
anautogène), le virus a pu disséminer chez les femelles au-delà du tube digestif mais
n’a pas pu infecter les glandes salivaires et se concentrer dans la salive. Les
populations AU et AN, ne montrent pas de différence significative en ce qui concerne
les TID et les TT (test exact de Fisher: p>0,05) à l’exception de la population T1 pour
les TT (test exact de Fisher: p=0,004). Par ailleurs, la plupart des TT positifs sont
observés chez les femelles AU (6 populations AU et une seule AN) avec un nombre
de particules virales qui varie de 0,6 ± 0,5 log10UFP à 1,7 ± 0,7 log10UFP/salive
(Figure 26C).
En augmentant la période d’incubation extrinsèque de 14 à 21 jours, on note que
78,6% des populations testées (11/14) développent une infection disséminée dont
les taux varient de 5% à 36% (Figure 26D). 91% (10/11) des populations
présentaient des salives infectées. Les TT varient de 6,2% à 50% (Figure 26E). De
plus, aucune différence significative entre les femelles AU et AN n’a été observée
quand on compare les TID et les TT (test exact de Fisher: p>0,05). Sur la totalité des
populations testées, 78,6% (11/14) présentaient des particules virales dans leurs
salives dont le nombre varie de 0,3 log10UFP à 2,4 log10UFP/salive (Figure 26F).
57
L’augmentation de la période d’incubation extrinsèque (PIE) a fait augmenter la
proportion des populations avec des TID et TT non nuls (de 69,2% à 78,6% pour les
TID et de 53,8% à 78,6% pour les TT). De plus, le nombre de particules virales dans
la salive augmente également en fonction de la PIE même si statistiquement cette
différence n’est pas significative (test de Wilcoxon Rank-sum: p>0,05).
Les femelles autogènes étaient plus capables d’assurer la dissémination et la
transmission du VFVR à J14 et J21, avec des pourcentages respectifs de 61,5% et
57,1%.
Pour chaque population, les paramètres évalués à J14 (TID et TT) ont été
comparés entre les infections avec le VWN et le VFVR. Pour les TID, toutes les
populations présentaient des différences significatives entre les deux virus (test exact
de Fisher: p<0,05). Concernant les TT, 4 populations des 13 testées présentaient
des différences significatives (test exact de Fisher: p<0,05). Cependant, le nombre
de particules virales présents dans la salive n’était pas significativement différent
entre les deux virus (test de Wilcoxon Rank-sum: p>0,05).
58
Figure 26. Taux d’infection disséminée, taux de transmission et nombre moyen de particules
virales par salive de Culex pipiens, 14 (A, B, C) et 21 jours (D, E, F) après l’infection avec le
virus de la fièvre de la vallée du Rift (souche avirulente Clone 13)
59
1.2. Discussion
Le moustique Culex pipiens est omniprésent dans la région du Maghreb et est
suspecté dans la transmission du VWN et VFVR. Ce travail a permis de démontrer
que les populations de Cx. pipiens récoltés au Maroc, en Algérie et en Tunisie sont
très réceptives au VWN et dans une moindre mesure au VFVR.
Après un repas infectieux, le virus ingéré doit franchir d’abord la barrière
intestinale. Pour ce faire, le virus doit infecter les cellules du tube digestif et gagner
l’hémocèle. Par la suite, le virus doit atteindre les glandes salivaires et se concentrer
dans la salive, il s’agit de la barrière salivaire. La salive infectée est injectée lors de la
prise de repas sanguin sur un hôte vertébré. L’ensemble des barrières peuvent
s’opposer au passage du virus (barrières physiques et immunité) et leur efficacité
détermine le degré de compétence vectorielle d’une espèce donnée. Pour les deux
virus, VWN et VFVR, la période d’incubation extrinsèque est de 3 jours pour la
colonie de Cx. pipiens ”Tabarka”, durée nécessaire à cette espèce pour devenir
infectante après l’ingestion du virus.
Les populations de moustiques testées dans cette étude ont été collectées
dans 8 sites différents de la région du Maghreb. Infectées oralement avec le VWN,
toutes les populations étaient capables de développer une infection disséminée et de
transmettre le virus. Ces résultats obtenus sont en accord avec le rôle important que
joue Cx. pipiens dans le cycle de transmission du VWN. Les TID varient de 59% à
100% et les TT de 25% à 100%. Le nombre de particules virales dans la salive est
variable et peut atteindre 12800 particules. Pour chaque couple virus-vecteur, la
compétence vectorielle varie en fonction de la température, la durée d’incubation et
la dose virale. Dans ce travail, le titre viral est de 107.8 UFP/mL et la température
d’incubation est de 28°C. Ces deux facteurs affectent la dissémination virale
(Anderson et al., 2010). En effet, la dose nécessaire pour infecter un vecteur doit
dépasser le seuil minimum d’infectivité qui est de 10 5 UFP/mL pour Cx. pipiens
(Turell et al., 2000). Quant aux températures élevées, elles amplifient la réplication
virale (Reisen et al., 2006).
Bien que Cx. pipiens présente une compétence vectorielle variable en fonction de la
région géographique (Vaidyanathan &Scott, 2007; Reisen et al., 2008; Kilpatrick et
60
al., 2010), les populations de Cx. pipiens du Maghreb, se distinguent par une
compétence comparable d’une région à l’autre.
Pour les infections avec le VFVR, on a utilisé la souche clone 13 qui est une
souche avirulente avec une délétion de 70% du gène NSs qui joue un rôle important
dans la pathogenèse du VFVR (Billecocq et al., 2004; Le May et al., 2004) ainsi que
dans la réplication virale dans les moustiques. En effet, les moustiques infectés avec
une souche virulente du VFVR montrent des taux d’infection disséminée plus
important (Moutailler et al., 2010).
Lors de cette étude, les moustiques infectés oralement avec le VFVR, ont été
incubés à 28°C pendant 14 jours ou 21 jours. A J14 post-infection, 69,2% des
populations testées ont développé une infection disséminée dont les taux ont pu
atteindre 38,1%. Ces taux sont plus importants que ceux obtenus auparavant avec
des populations de Cx. pipiens récoltées en Tunisie (Moutailler et al., 2008) et qui
restent inférieurs à ceux des colonies de laboratoire (Faran et al., 1988). La plupart
des populations (77,8%) sont capables de transmettre le virus avec un nombre
maximal de particules virales de 620 particules par salive. La barrière intestinale
semble être la plus importante barrière pour la dissémination du virus (Hardy et al.,
1983). En effet, le virus est incapable de la franchir pour aller infecter les glandes
salivaires d’où la compétence vectorielle modérée de Cx. pipiens vis à vis du VFVR
(Turell et al., 1984). Quand on augmente la période d’incubation à 21 jours, 78,6%
des populations de moustiques développent une infection disséminée dont 91%
présentent des salives infectées. Ainsi, en incubant les moustiques infectés une
semaine de plus, certaines populations finissent par transmettre le virus (Faran et al.,
1987).
Pour chaque site de récolte, deux populations de femelles ont été testées,
autogène (AU) et anautogène (AN). Les deux formes ne possèdent pas la même
compétence vectorielle (Farajollahi et al., 2011). En effet, les résultats obtenus
montrent que les femelles AU étaient plus capables d’assurer la dissémination et la
transmission du VFVR, 14 jours après l’infection tandis que les femelles AN l’étaient
à J21 pi. On peut suggérer que les épizooties sont initiées par des moustiques de
genre Aedes et Ochlerotatus qui sont abondants en zones rurales (Rioux, 1958;
Senevet & Andarelli, 1963; Krida et al., 2012). L’espèce Aedes vexans en Afrique de
61
l’Ouest est capable de transmettre le virus à ses descendants qui vont initier le cycle
de transmission (Fontenille et al., 1995; Zeller et al., 1997; Fontenille et al., 1998;
Traore-Laminaza et al., 2001).
D’autres épizooties sont associées aux moustiques du genre Culex. En se basant sur
nos résultats, on peut suggérer que les moustiques AN participent faiblement à la
transmission du VFVR dans les zones rurales. Les moustiques AU peuvent jouer le
rôle de vecteur-pont et transmettre le VFVR aux animaux et à l’homme. Ainsi, un
cycle épizootique/épidémique peut être initié quand les moustiques AU deviennent
abondants.
La région du Maghreb présente une frontière commune avec la Mauritanie où la
FVR circule sous forme d’enzooties. En 2010, le virus a été rapporté dans une région
extrêmement aride de la Mauritanie qui avoisine le Maroc et l’Algérie. Ceci, justifie la
crainte d’une introduction du virus dans cette région (El Mamy et al., 2011). En effet,
l’introduction du VFVR en Egypte 1977 et en Arabie saoudite 2000 était liée au trafic
du bétail (Sall et al., 1998; Abd El-Rahim, 1999).
62
Article 1: Culex pipiens, an experimental
efficient vector of West Nile and Rift valley
fever viruses in the Maghreb region
63
64
65
66
67
68
69
70
71
2. Le statut taxonomique du complexe Culex pipiens au Maroc
2.1. Résultats
Afin d’identifier des gîtes larvaires de Cx.pipiens parmi ceux prospectés, des
échantillons de larves ont été prélevés et identifiés morphologiquement. Les gîtes
riches en matières organiques et souvent constitués d’eaux usées sont des gîtes
caractéristiques de Cx. pipiens. Ce type de gîte est également colonisé par l’espèce
Culiseta longiareolata. Dans certains gîtes, les deux espèces cohabitent. Dans la
zone rurale de Marrakech, une autre espèce Cx. laticinctus est également présente
(Tableau VIII).
Les populations de larves de Cx. pipiens ont été récoltées dans 9 gîtes différents à
travers trois régions du Maroc: Tanger, Casablanca/Mohammedia et Marrakech.
Ensuite, ces larves ont été triées puis mis en élevage jusqu’au stade adulte. Au total,
214 adultes ont été caractérisés au niveau moléculaire. La figure 27 montre les
profils caractéristiques de Cx. pipiens pipiens, Cx. pipiens molestus et leurs hybrides.
La forme pipiens (200/200pb) représente 52,3% des adultes analysés, la forme
molestus (250/250pb) représente 22% et la forme hybride (200/250pb) constitue
25,7%. Les résultats obtenus montrent, pour la première fois, la présence de Cx.
pipiens sous la forme molestus au Maroc, ainsi que la présence des formes hybrides
entre la forme pipiens et la forme molestus en Afrique du Nord. Indistinctement, les
trois formes coexistent dans les gites hypogés et épigés, dans la zone urbaine
périurbaine et rurale et à travers le Maroc (Tableau IX).
72
Tableau VIII. Espèces de larves identifiées dans des gites larvaires riches en matières
organiques
Ville
Nombre
de
sites Espèces présentes
prospectés
Tanger
Urbain
2
Cx. pipiens
Suburbain
6
Cx. pipiens (4)
Culiseta longiareolata (2)
Rural
3
Cx. pipiens (2)
Cs. longiareolata (1)
Marrakech
Urbain
0
-
Suburbain
1
Cx
pipiens
et
Cs.
Longiareolata
Rural
6
Cx. laticinctus (5)
Cx. pipiens, Cs. longiareolata
et Cx. laticinctus (1)
Casablanca/
Urbain
2
Cx. pipiens
Mohammedia
Suburbain
2
Cx. pipiens
Figure 27. Profils des produits d’amplification du microsatellite CQ11 de Culex pipiens récolté
à Casablanca (Maroc). M: marqueurs de poids moléculaire (100pb), 1: Culex. pipiens molestus du
Japon, 2: Cx. pipiens forme molestus, 3: forme hybride, 4: Cx. pipiens forme pipiens.
73
Tableau IX. Identification moléculaire des populations de Cx. pipiens provenant de Tanger,
Casablanca/Mohammedia et Marrakech
Ville
Site
Gîte
H (%)
M (%) P (%)
Mâle
Femelle Total
Tanger
Urbain
Epigé
21,7
8,7
69,6
13
10
23
Périurbain Epigé
13
34,8
52,2
11
12
23
Rural
Epigé
29,2
8,3
62,5
12
12
24
Casablanca/
Urbain
Epigé
51,8
17,2
31
15
14
29
Mohammedia
Urbain
Hypogé 15,6
59,4
25
17
15
32
Marrakech
Périurbain Epigé
28,6
17,8
53,6
14
14
28
Périurbain Epigé
30,4
8,7
60,9
12
12
23
Rural
Epigé
17,4
4,3
78,3
12
11
23
Rural
Hypogé 11,1
33,3
55,6
5
4
9
(H: forme hybride; M: forme molestus; P: forme pipiens)
2.2. Discussion
Cette étude fournit une première évidence moléculaire de la présence de Culex
pipiens sous la forme molestus, la forme pipiens et leurs hybrides au Maroc. La
forme molestus a été décrite pour la première fois en Egypte. C’est une forme
autogène, sténogame et qui colonise les sites hypogés dans les zones urbaines
(Byrne & Nichols, 1999). Dans ce travail, les deux formes sont détectées dans les
zones urbaines, sub-urbaine et rurales. De plus, elles cohabitent dans les sites
épigés et hypogés comme cela a déjà été rapporté en gites épigés au Sud de
l’Europe et aux USA (Chevillon et al., 1995; Fonseca et al.,2004; Gomes et al., 2009)
ainsi qu’en gites hypogés au Nord de l’Europe (Reusken et al., 2010). Les formes
hybrides ont été essentiellement rapportées aux USA (Fonseca et al., 2004; Huang
et al., 2008) et au Sud de l’Europe (Gomes et al., 2009). Dans cette étude, les
hybrides sont présents dans tous les gites échantillonnés. Ils ont une importance
épidémiologique de part leurs préférences trophiques intermédiaires. En effet, ils
piquent des hôtes aviaires et mammaliens, jouant ainsi le rôle de vecteurs ponts et
74
transmettant les pathogènes comme le VWN des oiseaux à l’homme (Spielman,
2001; Fonseca et al., 2004; Hamer et al., 2008).
75
Article 2: Molecular evidence of Culex
pipiens
form
molestus
and
hybrids
pipiens/molestus in Morocco, North Africa
76
77
78
79
80
Conclusions et perspectives
81
Ce travail a permis d’étudier le complexe Culex pipiens dans la région du
Maghreb. Un premier volet avait pour objectif l’évaluation de la compétence
vectorielle de Cx. pipiens vis-à-vis de deux arbovirus; le virus West Nile (VWN) et le
virus de la fièvre de la vallée de Rift (VFVR). Le second volet a permis d’identifier les
différentes formes de Cx. pipiens présentes dans le grand Maghreb.
Ce travail s’est inscrit dans le cadre d’un projet s’interessant à la région du
Maghreb qui constitue une zone séparant l’Afrique subsaharienne et l’Europe et
pouvant permettre la transition ou l’émergence de certains arbovirus dont le VWN et
le VFVR. Au sein d’un groupe constitué d’équipes pluridisciplinaires du Maroc, de
l’Algerie, de la Tunsisie et de la France et regroupant des entomologistes, des
virologistes et des vétérinaires, nous avons montré que la transmission vectorielle est
possible dans cette région surtout pour le moustique Cx. pipiens qui a été fortement
suspecté dans la transmission du VWN et du VFVR (Faraj et al., 2006; Krida et al.,
1997).
Le VWN a émergé d’une façon inattendue dans la région du Maghreb à partir
de 1994 où il a été responsable de cas neurologiques sévères chez l’homme et le
cheval. Par ailleurs, le VFVR ne s’est pas encore manifesté dans cette région.
Cependant, des sérologies positives ont mis en évidence une circulation de cet
arbovirus dans le Sud marocain chez des dromadaires (El Harrak et al., 2011).
Cx. pipiens est largement réparti dans la région du Maghreb. Ses larves ont été
retrouvées dans une très grande variété de gîtes, hypogés ou épigés, urbains, periurbains ou ruraux. Dans ce travail, nous avons montré que Cx. pipiens dans la région
du Maghreb est un bon vecteur expérimental du VWN et dans une moindre mesure
pour le VFVR. Par conséquent, cette espèce pourrait jouer un rôle important dans la
transmission de ces deux arbovirus sur l’ensemble de la région maghrébine.
Nos résultats montrent que les deux virus ne sont pas transmis avec la même
efficacité. A chacune des étapes de sa progression dans l’insecte, depuis son
ingestion jusqu’à sa sécrétion dans la salive, le virus doit faire face à différentes
barrières. Elles peuvent concerner l’entrée du virus dans les tissus cibles grâce à la
reconnaissance spécifique du virus par un récepteur membranaire, l’efficacité de
82
réplication virale régulée par les réponses antivirales du moustique, la sortie du virus
des tissus où il s’est répliqué. L’efficacité de franchissement des différentes barrières
se traduit par une différence de compétence vectorielle (Kramer & Ebel, 2003). En
laboratoire, le VWN est plus efficacement transmis par Cx. pipiens que ne l’est le
VFVR. Hormis la compétence vectorielle, d’autres facteurs en relation avec la
biologie et l’écologie du moustique sont à prendre en compte dans l’évaluation des
risques de transmission. En effet, la seule fois que le VWN a été détecté chez des
moustiques, c’était en 1968 sur un pool de moustiques du genre Culex récoltés au
sud de l’Algérie, bien avant l’émergence de cette fièvre dans la région du Maghreb
(Pilo-Moron et al., 1968).
Nous avons montré que Cx. pipiens existe au Maroc sous la forme pipiens, la
forme molestus et la forme hybride pipiens/molestus. Cette dernière forme a été mise
en évidence pour la première fois en Afrique du Nord. La forme molestus est
autogène (capable de produire une première ponte sans repas de sang)
contrairement à la forme pipiens qui est anautogène. Nous avons donc évalué la
compétence vectorielle vis-à-vis du VWN et VFVR en tenant compte du statut des
femelles (autogènes ou anautogènes). Pour le VWN, aucune différence de
compétence vectorielle n’a été observée entre les deux formes de l’espèce. Par
contre, les femelles autogènes étaient plus efficaces à transmettrele VFVR. Les
différentes formes de Cx. pipiens présentent des différences génétiques, ce qui peut
leur conférer des compétences vectorielles différentes (Farajollahi et al., 2011). Ceci
a été mis en évidence pour Cx. pipiens infecté par le VWN dans le nouveau monde.
En effet, les moustiques de la forme pipiens et les hybrides sont plus sensibles à
l’infection par le VWN (Kilpatrick et al., 2010; Farajollahi et al., 2011). Suite à ce
travail, il serait intéressent d’identifier la forme de Cx. pipiens, la plus efficace pour
transmettre l’un ou l’autre des deux virus en utilisant un typage moléculaire au lieu de
se baser sur le caractère d’autogénie. En effet, l’autogénie est un trait génétique
mais qui est modulé par l’environnement de la larve et essentiellemnt la
photopériode, l’abondance de la nourriture et celle des larves en gîte (Eldridge,
1987).
Les préférences trophiques sont un caractère sous contrôle génétique
(Bartholomay et al., 2010), qui diffère d’une espèce à l’autre et aussi, d’une forme à
83
l’autre d’une même espèce. En effet, la forme pipiens est décrite comme ornithophile,
la forme molestus comme mammophile et leurs hybrides auraient des préférences
trophiques mixtes piquant à la fois les oiseaux et les mammifères. L’étude des
préférences trophiques serait un axe de recherche à développer pour mieux définir
les contacts trophiques et ainsi, mieux définir le rôle vecteur de chaque forme de Cx.
pipiens.
En théorie, les arbovirus peuvent être introduits par des vecteurs infectés ou un
hôte vertébré en phase de virémie. Pour le VWN, les oiseaux migrateurs ont été,
depuis longtemps, suspectés d’être à l’origine de l’introduction du VWN dans de
nouvelles zones (Zeller & Murgue, 2001). Dans la région du Maghreb, des sérologies
positives ont été mises en évidence chez des oiseaux et chez l’homme au Maroc
suggérant une circulation enzootique du virus (Figuerola et al., 2009).
Dans le cas du VFVR, l’introduction par importation de produits animaux ainsi que
par voyageur contaminé est également probable. Cependant, seul l’introduction par
le bétail est confirmée (Sall et al., 1998; Abd El-Rahim et al., 1999). Ceci peut être
possible à partir de la Mauritanie, un pays endémique pour le VFVR, vers les pays du
Maghreb.
Par conséquent, une surveillance des deux arbovirus doit être mise en place et de
nombreux axes de recherche restent à être développés pour mieux définir la
compétence des vecteurs, la réceptivité des animaux, les facteurs environnementaux
conduisant à la survenue d’épizooties et les conditions de maintien du virus dans la
nature (réservoirs).
84
Références bibliographiques
85
Abd El-Rahim IH, Abd El-Hakim U, Hussein M (1999). An epizootic of Rift Valley
fever in Egypt in 1997.Rev Sci Tech 18 (3): 741-748.
Abdel-Hamid YM, Soliman MI, Allam KM (2009).Spatial distribution and abundance
of culicine mosquitoes in relation to the risk of filariasis transmission in El
Sharqiya Governorate, Egypt. Egypt Acad J Biolog Sci 1: 39-48.
Abdel-Hamid YM, Soliman MI, Kenawy MA (2011). Mosquitoes (Diptera: Culicidae) in
relation to the risk of disease transmission in El Ismailia governorate, Egypt.
J Egypt Soc Parasitol 41: 109-118.
Adams MD, Celniker SE, Holt RA, Evans CA, et al. (2000). The genome sequence of
Drosophila melanogaster. Science 287(5461): 2185-2195.
Ahmad K (2000). More deaths from Rift Valley fever in Saudi Arabia and Yemen. The
Lancet 356(9239): 1422.
Akhter R, Hayes CG, Baqar S, Reisen WK (1982). West Nile virus in Pakistan. III.
Comparative vector capability of Culex tritaeniorhynchusand eight other
species of mosquitoes. Trans R Soc Trop Med Hyg 76(4): 449-453.
Alrajhi AA, Al-Semari A, Al-Watban J (2004). Rift Valley fever encephalitis. Emerg
Infect Dis.;10(3):554-5.
Anderson SL, Richards SL, Tabachnick WJ, Smartt CT (2010).Effects of West Nile
virus dose and extrinsic incubation temperature on temporal progression of
vector competence in Culex pipiens quinquefasciatus. J Am Mosq Control
Assoc 26: 103-107.
Andreadis TG, Anderson JF, Vossbrinck CR, Main AJ (2004) Epidemiology of West
Nile virus in Connecticut: a five-year analysis of mosquito data 1999-2003.
Vector Borne Zoonotic Dis 4(4): 360-378.
Anonymous (1992). La Peste Equine au Maroc. Epizooties de 1989, 1990 et 1991.
Données Epidémiologiques et Stratégie de Lutte. Royaume Maroc Min Agric
Réforme Agraire, Morocco: 60.
Anonymous (1998). An outbreak of Rift Valley fever, eastern Africa, 1997-1998.
Eastern Mediterranean Health Journal. 4(2): 379-381.
Aoun K, Siala E, Tchibkere D,Ben Abdallah R, Zallagua N, Chahed MK, Bouratbine A
(2010). Imported malaria in Tunisia: Consequences on the risk of
resurgence of the disease. Med Trop 70 (1): 33-37.
Arjona A, Wang P, Montgomery R, Fikrig E (2011).Innate immune control of West
Nile virus infection.Cellular Microbiology.
Arthur RR, El-Sharkawy MS, Cope SE, Botros BA, Oun S, Morrill JC, Shope RE,
Hibbs RG, Darwish MA, Imam IZE (1993). Recurrence of Rift Valley fever in
Egypt. Lancet 342: 1149-1150.
86
Aspen S, Crabtree MB, Savage HM (2003). Polymerase chain reaction assay
identifies Culex nigripalpus: part of an assay for molecular identification of
the common Culex (Culex) mosquitoes of the eastern United States. J Am
Mosq Control Assoc 19: 115-120.
Aspen S, Savage HM (2003). Polymerase chain reaction assay identifies North
American members of the Culex pipiens complex based on nucleotide
sequence differences in the acetylcholinesterase gene Ace.2. J Am Mosq
Control Assoc 19: 323-328.
Ayari-Fakhfakh E, Ghram A, Bouattour A, Larbi I, Gribâa-Dridi L, Kwiatek O, Bouloy
M, Libeau G, Albina E, Cêtre-Sossah C (2011). First serological investigation
of peste-des-petits-ruminants and Rift Valley fever in Tunisia.Vet
J187(3):402-404.
Bagnarelli P, Marinelli K, Trotta D, Monachetti A, Tavio M, Del Gobbo R, Capobianchi
MR, Menzo S, Nicoletti L, Magurano F, Varaldo PE (2011). Human case of
autochthonous West Nile virus lineage 2 infection in Italy, September
2011.Euro Surveill 16 (43).
Bahnk CM, Fonseca DM (2006). Rapid assay to identify the two genetic forms of
Culex (Culex) pipiens L. (Diptera: Culicidae) and hybrid populations. Am J
Trop Med Hyg 75: 251-255.
Bakonyi T, Hubalek Z, Rudolf I, Nowotny N (2005). Novel flavivirus or new lineage of
West Nile virus, central Europe. Emerg Infect Dis 11: 225-231.
Bakonyi T, Ivanics E, Erdélyi K, Ursu K, Ferenczi E, Weissenböck H, Nowotny N
(2006). Lineage 1 and 2 strains of encephalitic West Nile virus, central
Europe. Emerg Infect Dis 12(4):618-623.
Barrera R, Hunsperger E, Muñoz-Jordán JL, Amador M, Diaz A, Smith J, Bessoff K,
Beltran M, Vergne E, Verduin M, Lambert A, Sun W (2008). First isolation of
West Nile Virus in the Caribbean. Am. J. Trop. Med. Hyg. 78(4), 666-668.
Bartholomay LC, Waterhouse RM, Mayhew GF, Campbell CL, Michel K, Zou Z,
Ramirez JL, Das S, Alvarez K, Arensburger P, Bryant B, Chapman SB,
Dong Y, Erickson SM, Karunaratne SH, Kokoza V, Kodira CD, Pignatelli P,
Shin SW, Vanlandingham DL, Atkinson PW, Birren B, Christophides GK,
Clem RJ, Hemingway J, Higgs S, Megy K, Ranson H, Zdobnov EM, Raikhel
AS, Christensen BM, Dimopoulos G, Muskavitch MA (2010). Pathogenomics
of Culex quinquefasciatus and meta-analysis of infection responses to
diverse pathogens. Science 330(6000):88-90.
Beerntsen BT, James AA, Christensen BM (2000).Genetics of mosquito vector
competence. Microbiol Mol Biol Rev 64(1): 115-137.
Belkin JN (1968). Mosquito studies (Diptera, Culicidae). VII. The Culicidae of New
Zealand. Contributions of the American Entomological Institute 3(1): 1-182.
87
Ben Hassine T, Hammami S, Elghoul H, Ghram A (2011). Detection of circulation of
West Nile virus in equine in the north-west of Tunisia. Bull Soc Pathol Exot
104: 266-271.
Benikhlef R, Harrat Z, Toudjine M, Djerbouh A, Bendali-Braham S, Belkaid M (2004).
Detection of Leishmania infantum MON-24 in the dog. Med. Trop 64: 381383.
Berezin VV (1971). Investigation of the ecology of arboviruses in river deltas of the
Caspian and Azov Sea basins.Ttranslation from Russian by NAMRU3T1160. Unpublished Thesis, Moska, SSRR, Inst Polio Virus Entsef Akad
Nauk: 37.
Bernkopf H, Levine S, Nerson R (1953). Isolation of West Nile virus in Israel. J Infect
Dis 93: 207-218.
Bernstein E, Denli AM, Hannon GJ (2001). The rest is silence. RNA7(11):1509-1521.
Bertherat E, Bekhoucha S, Chougrani S, Razik F, Duchemin JB, Houti L, Deharib L,
Fayolle C, Makrerougrass B, Dali-Yahia R, Bellal R, Belhabri L, Chaieb A,
Tikhomirov E, Carniel E (2007). Plague reappearance in Algeria after 50
years, 2003.Emerg Infect Dis13: 1459-1462.
Berthet FX, Zeller HG, Drouet MT, Rauzier J, Digoutte JP, Deubel V (1997).
Extensive nucleotide changes and deletions within the envelope
glycoprotein gene of Euro-African West Nile viruses. J Gen Virol 78: 22932297.
Billecocq A, Spiegel M, Vialat P, Kohl A, Weber F, Bouloy M, Haller O (2004). NSs
protein of Rift Valley fever virus blocks interferon production by inhibiting
host gene transcription. J Virol 78: 9798-9806.
Bird BH, Khristova ML, Rollin PE, Ksiazek TG, Nichol ST (2007). Complete genome
analysis of 33 ecologically and biologically diverse Rift Valley Fever virus
strains reveals widespread virus movement and low genetic diversity due to
recent common ancestry. J Virol 81: 2805-2816.
Bitam I, Ayyadurai S, Kernif T, Chetta M, Boulaghman N, Raoult D, Drancourt M
(2010). New rural focus of plague, Algeria.Emerg Infect Dis 16(10): 16391640.
Bitam I, Baziz B, Kernif T, Harrat Z, Parola P, Raoult D (2009). Molecular detection of
Rickettsia typhi and Rickettsia felis in fleas from Algeria.Clin Microbiol Infect
15(Suppl 2): 255-256.
Bitam I, Rolain JM, Kernif T, Baziz B, Parola P, Raoult D (2008). Bartonella species
detected in rodents and hedgehogs from Algeria.Clin Microbiol Infect 15:
102-103.
Bogachek MV, Protopopova EV, Loktev VB, Zaitsev BN, Favre M, Sekatskii SK,
Dietler G (2008). Immunochemical and single molecule force spectroscopy
88
studies of specific interaction between the laminin binding protein and the
West Nile virus surface glycoprotein E domain II. J Mol Recognit 21:55-62.
Bogachek MV, Zaitsev BN, Sekatskii SK, Protopopova EV, Ternovoi VA, Ivanova AV,
Kachko AV, Ivanisenko VA, Dietler G, Loktev VB (2010).Characterization of
glycoprotein E C-end of West Nile virus and evaluation of its interaction
force with alphaVbeta3 integrin as putative cellular receptor. Biochemistry
(Mosc) 75:472-480.
Bondre VP, Jadi RS, Mishra AC, Yergolkar PN, Arankalle VA (2007). West Nile virus
isolates from India: evidence for a distinct genetic lineage. J Gen Virol 88:
875-884.
Boshra H, Lorenzo G, Busquets N, Brun A (2011). Rift valley fever: recent insights
into pathogenesis and prevention. J Virol 85(13): 6098-6105.
Bouattour A, Garnier M, M'Ghirbi Y, Sarih M, Gern L, Ferquel E, Postic D, Cornet M
(2010). Borrelia crocidurae infection of Ornithodoros erraticus (Lucas, 1849)
ticks in Tunisia.Vector Borne Zoonotic Dis 10(9): 825-830.
Bouattour A, Ghammam M, Darghouth M, Touil S, Tahri M, Ben Hamouda F (2004).
Séroépidémiologie de la babésiose bovine à Babesia divergens en Tunisie.
Revue Élev Méd vét Pays trop 57 (1-2): 59-64.
Boudebouch N, Sarih M, Beaucournu JC, Amarouch H, Hassar M, Raoult D, Parola
P (2011). Bartonella clarridgeiae, B. henselae and Rickettsia felis in fleas
from Morocco.Ann Trop Med Parasitol 105 (7): 493-498.
Bouloy M, Weber F (2010). Molecular biology of rift valley Fever virus. Open Virol J 4:
8-14.
Brackney, D.E., Beane, J.E., and Ebel, G.D. (2009). RNAi targeting of West Nile virus
in mosquito midguts promotes virus diversification. PLoS Pathog 5:
e1000502.
Brunhes J, Rhaim A, Geoffroy B, Angel G, Hervy JP (2000). Les moustiques de
l’Afrique méditerranéenne. Logiciel d’identification et d’enseignement.
Montpellier, France, IRD & IPT, CD-Rom collection didactique, Éditions IRD
2000.
Byrne K, Nichols RA (1999). Culex pipiens in London Underground tunnels:
differentiation between surface and subterranean populations. Heredity 82:
7-15.
Cantile C, Di Guardo G, Eleni C, Arispici M (2000). Clinical and neuropathological
features of West Nile virus equine encephalomyelitis in Italy. Equine Vet J
32: 31-35.
Caplen H, Peters CJ, Bishop DH (1985). Mutagen-directed attenuation of Rift Valley
fever virus as a method for vaccine development. J Gen Virol. 66(10): 22712277.
89
CDC (1999).Outbreak of West Nile-like viral encephalitis-New York, 1999.MMWR
Morb Mortal Wkly Rep48: 845-859.
CDC (2011).Final 2011 West Nile virus Human Infections in the United States
http://www.cdc.gov/ncidod/dvbid/westnile/surv&controlCaseCount11_detaile
d.htm (Accessed 26/05/2012).
Cêtre-Sossah C, Albina E (2009). Rift Valley Fever: veterinary aspects and impact for
human health. Med Trop 69(4): 358-361.
Charrel RN, Brault AC, Gallian P, Lemasson JJ, Murgue B, Murri S, Pastorino B,
Zeller H, de Chesse R, de Micco P, de Lamballerie X (2003). Evolutionary
relationship between Old World West Nile virus strains.Evidence for viral
gene flow between Africa, the Middle East, and Europe.Virology 315(2):
381-388.
Chelbi I, Kaabi B, Béjaoui M, Derbali M, Zhioua E (2009). Spatial correlation between
Phlebotomus papatasi Scopoli (Diptera: Psychodidae) and incidence of
zoonotic cutaneous leishmaniasis in Tunisia. J Med Entomol 46:400-402.
Chevalier V, De La Rocque S, Lancelot R (2008). Epidémiologie et surveillance de la
fièvre de la vallée du Rift dans un contexte de changements globaux. In:
Maladies Emergentes, Edition, Quae, INRA: Paris.
Chevalier V, Mondet B, Diaité A, Fall AG, Lancelot R, Ponçon N (2004). Variations of
the pressure intensity exerted by Aedes vexans Meigen, (Diptera: Culicidae)
on sheep flocks in Barkedji (Ferlo, Senegal) and linked factors:
consequences on the risk of transmission of Rift Valley Fever. Med Vet
Entomol 18: 247-255.
Chevillon C, Eritja R, Pasteur N, Raymond M (1995). Commensalism, adaptation and
gene flow: mosquitoes of the Culex pipiens complex in different habitats.
Genet Res 66: 147-157.
Chu JJ, Ng ML (2004). Infectious entry of West Nile virus occurs through a clathrinmediated endocytic pathway. J Virol 78:10543-10555.
Crabtree MB, Savage HM, Miller BR (1995). Development of a species-diagnostic
polymerase chain reaction assay for the identification of Culex vectors of St.
Louis encephalitis virus based on interspecies sequence variation in
ribosomal DNA spacers. Am J Trop Med Hyg 53: 105-109.
Darghouth MA, Bouattour A, Ben Miled L, Kilani, Brown CGD (1996). Epidemiology
of tropical theileriosis (Theileria annulatainfection of cattle) in an endemic
region of Tunisia: characterisation of endemicity states. Vet. Parasitol 65:
199-211.
Daubney R, Hudson JR, Garnham PC (1931). Enzootic hepatitis or Rift Valley fever:
an undescribed disease of sheep, cattle and man from East Africa. Journal
of Pathology and Bacteriology 89: 545-579.
90
De Filette M, Ulbert S, Diamond M, Sanders NN (2012). Recent progress in West
Nile virus diagnosis and vaccination.Vet Res 43(1): 16.
Diallo M, Nabeth P, Ba K, Sall AA, Ba Y, Mondo M, Girault L, Abdalahi MO, Mathiot
C (2005). Mosquito vectors of the 1998-1999 outbreak of Rift Valley Fever
and other arboviruses (Bagaza, Sanar, Wesselsbron and West Nile) in
Mauritania and Senegal. Med Vet Entomol 19(2): 119-126.
Diamond MS, Mehlhop E, Oliphant T, Samuel MA (2009) The host immunologic
response to West Nile encephalitis virus. Front Biosci 14: 3024-3034.
Digoutte JP, Peters CJ (1989). General aspects of the 1987 Rift Valley fever
epidemic in Mauritania. Research in Virology 140: 27-30.
Dostert C, Jouanguy E, Irving P, Troxler L, Galiana-Arnoux D, Hetru C, Hoffmann JA,
Imler JL (2005). The Jak-STAT signaling pathway is required but not
sufficient for the antiviral response of drosophila. Nat Immunol 6(9):946-953.
Durand B, Dauphin G, Labie J, Zeller H, Zientara S (2005). Résultats d'une enquête
sérologique sur l'infection à virus West Nile chez les équidés dans le Var, en
2003. Environ risques santé 4 (2): 114-118.
Durand JP, Simon F, Tolou H (2004). West Nile virus: in France again, in humans
and horses. Rev Prat 54: 703-710.
Easterday BC (1965). Rift Valley fever. Advances in Veterinary Science 10: 65-127.
ECDC(2011).http://ecdc.europa.eu/en/activities/diseaseprogrammes/emerging_and_
vector_borne_diseases/Pages/West_Niles_fever_Risk_Maps.aspx
(Accessed 26/05/2012).
El Akkad AM (1978). Rift Valley fever outbreak in Egypt, October-December 1977.
Journal of the Egyptian Public Health Association 53: 137-146.
El Haj N, Kachani M, Bouslikhane M, Ouhelli H, Ahami AT, Katende J, Morzaria SP
(2002). Sero-epidemiology of Theileria annulata and Babesia bigemina
infections in Morocco.Rev. Méd Vét 153 (3): 189-196.
El Harrack M, Le Guenno B, Gounon P (1997). Isolement du Virus West Nile au
Maroc. Virologie 1: 248-249.
El Harrak M, Martín-Folgar R, Llorente F, Fernández-Pacheco P, Brun A, Figuerola J,
Jiménez-Clavero MA (2011). Rift Valley and West Nile virus antibodies in
camels, North Africa.Emerg Infect Dis17(12): 2372-2374.
El Mamy AB, Baba MO, Barry Y, Isselmou K, Dia ML, El Kory MO, Diop M, Lo MM,
Thiongane Y, Bengoumi M, Puech L, Plee L, Claes F, de La Rocque S,
Doumbia B (2011). Unexpected Rift Valley fever outbreak, northern
Mauritania.Emerg Infect Dis 17: 1894-1896.
EpiSouth Weekly Epi Bulletin (2010).134: 1-2
91
Faraj C, Elkohli M, Lyagoubi M (2006). Cycle gonotrophique de Culex pipiens
(Diptera: Culicidae), vecteur potentiel du virus West Nile, au Maroc :
estimation de la durée en laboratoire. Bull Soc Pathol Exot 99(2): 119-121.
Farajollahi A, Fonseca DM, Kramer LD, Kilpatrick AM (2011). "Bird biting"
mosquitoes and human disease: a review of the role of Culex pipiens
complex mosquitoes in epidemiology. Infect Genet Evol 11: 1577-1585.
Faran ME, Romoser WS, Routier RG, Bailey CL (1988).The distribution of Rift Valley
fever virus in the mosquito Culex pipiens as revealed by viral titration of
dissected organs and tissues. Am J Trop Med Hyg 39: 206-213.
Faran ME, Turell MJ, Romoser WS, Routier RG, Gibbs PH, Cannon TL, Bailey CL
(1987). Reduced survival of adult Culex pipiens infected with Rift Valley
fever virus.Am J Trop Med Hyg 37: 403-409.
Figuerola J, Baouab RE, Soriguer R, Fassi-Fihri O, Llorente F, Jímenez-Clavero MA
(2009).West Nile Virus Antibodies in Wild Birds, Morocco, 2008.Emerg Infect
Dis 15(10): 1651-1653.
Focks DA, Daniels E, Haile DG, Keesling JE (1995). A simulation model of the
epidemiology of urban dengue fever: literature analysis, model development,
preliminary validation, and samples of simulation results. Am J Trop Med
Hyg 53(5): 489-506.
Fonseca DM, Keyghobadi N, Malcolm CA, Mehmet C, Schaffner F, Mogi M, Fleischer
RC, Wilkerson RC (2004). Emerging vectors in the Culex pipiens complex.
Science 303: 1535-1538.
Fonseca DM, Smith JL, Kim HC, Mogi M (2009). Population genetics of the mosquito
Culex pipiens pallens reveals sex-linked asymmetric introgression by Culex
quinquefasciatus. Infect Genet Evol 9: 1197-1203.
Fonseca DM, Smith JL, Wilkerson RC, Fleischer RC (2006). Pathways of expansion
and multiple introductions illustrated by large genetic differentiation among
worldwide populations of the southern house mosquito. Am J Trop Med Hyg
74(2): 284-289.
Fontenille D, Traore-Lamizana M, Diallo M, Thonnon J, Digoutte JP, Zeller HG
(1998). New vectors of Rift Valley Fever in West Africa.Emerging Infectious
Diseases 4(2): 289-293.
Fontenille D, Traore-Lamizana M, Zeller H, Mondo M, Diallo M, Digoutte JP (1995).
Short report: Rift Valley fever in western Africa: isolations from Aedes
mosquitoes during an interepizootic period. Am J Trop Med Hyg 52: 403404.
Gallian P, De Lamballerie X, De Micco P, Andreu G (2005). West Nile virus:
implication and generalities in blood transfusion. Transfusion Clinique et
Biologique 12: 11-17.
92
Garbouj M, Bejaoui M, Aloui H, Ben Ghorbal M (2003). La maladie du Nil occidental.
Bulletin épidémiologique 3: 4-6.
Garmendia AE, Van Kruiningen HJ, French RA (2001). The West Nile virus: its recent
emergence in North America. Microbes Infect 3(3): 223-229.
Gaud J (1953). Notes biogéographiques sur les Culicidés du Maroc. Arch Inst
Pasteur Maroc 4: 443-490.
Gerrard SR, Bird BH, Albariño CG, Nichol ST (2007). The NSm proteins of Rift Valley
fever virus are dispensable for maturation, replication and infection. Virology
359(2): 459-65.
Gerrard SR, Nichol ST (2002). Characterization of the Golgi retention motif of Rift
Valley fever virus G(N) glycoprotein. J Virol 76: 12200-12210.
Gollins SW, Porterfield JS (1986).pH-dependent fusion between the flavivirus West
Nile and liposomal model membranes. J Gen Virol 67:157-166.
Gomes B, Sousa CA, Novo MT, Freitas FB, Alves R, Côrte-Real AR, Salgueiro P,
Donnelly MJ, Almeida AP, Pinto J (2009). Asymmetric introgression between
sympatric molestus and pipiens forms of Culex pipiens (Diptera: Culicidae)
in the Comporta region, Portugal. BMC Evol Biol 9: 262.
Gratz NG (1999). Emerging and resurging vector-borne diseases. Annu Rev Entomol
44: 51-75.
Gubler DJ (2002). The global emergence/resurgence of arboviral diseases as public
health problems. Arch Med Res 33(4): 330-342.
Guilvard E, Rioux JA, Gallego M, Pratlong F, Mahjour J, Martinez-Ortega E, Dereure
J, Saddiki A, Martini A (1991). Leishmania tropica in Morocco.III-The vector
of Phlebotomus sergenti.Apropos of 89 isolates.Ann Parasitol Hum Comp66
(3):96-99.
Gujral IB, Zielinski-Gutierrez EC, LeBailly A, Nasci R (2007): Behavioral risks for
West Nile virus disease, northern Colorado, 2003. Emerg Infect Dis 13(3):
419-425.
Hamer GL, Kitron UD, Brawn JD, Loss SR, Ruiz MO, Goldberg TL, Walker ED
(2008). Culex pipiens (Diptera: Culicidae): a bridge vector of West Niles
Virus to humans. J Med Entomol 45: 125-128.
Hannoun C, Corniou B, Mouchet J (1972). Role of migrating birds in arbovirus
transfer between Africa and Europe. In: Cherepanov Al editor.
Transcontinental connections of migratory birds and their role in the
distribution of arboviruses. Novosibirsk Nauka:167-172.
Hannoun C, Panthier R, Corniou B (1969). Epidemiology of West Nile infections in
the South of France. In: Bárdoš V editor. Arboviruses of the California
complex and the Bunya-mwera group. Bratislava Publ House SAS: 379-387.
93
Harb M, Faris R, Gad AM, Hafez ON, Ramzi R, Buck AA (1993). The resurgence of
lymphatic filariasis in the Nile Delta. Bull WHO 71: 49-54.
Harbach RE, Dahl C, White GB (1985). Culex (Culex) pipiens Linnaeus (Diptera,
Culicidae)-concepts, type designations, and description. Proc Entomol Soc
Wash 87: 1-24.
Hardy JL, Houk EJ, Kramer LD, Reeves WC (1983). Intrinsic factors affecting
vectorcompetence of mosquitoes for arboviruses. Annu Rev Entomol 28:
229-262.
Harrat Z, Belkaid M (2003). Les leishmanioses dans l’Algérois. Données
épidémiologiques. Bull Soc Pathol Exot 96 (3) 212-214.
Harrat Z, Boubidi SC, Pratlong F, Benikhlef R, Selt B, Dedet JP, Ravel C, Belkaid M
(2009). Description of a dermatropic Leishmania close to L. killicki (Rioux,
Lanotte & Pratlong 1986) in Algeria.Trans R Soc Trop Med Hyg103(7):716720.
Hayes CG (1989). West Nile fever. In: The Arboviruses: Epidemiology and Ecology.
Monath TP Ed 5: 59-88.
Hayes EB, Komar N, Nasci RS, Montgomery SP, O'Leary DR, Campbell GL
(2005a).Epidemiology and Transmission Dynamics of West Nile Virus
Disease.Emerg Infect Dis 11(8): 1167-1173.
Himmi O, Dakki M, Trari B, El Agbani MA (1995). Les Culicidae du Maroc: clés
d’identification, avec données biologiques et écologiques. Trav Inst Sci,
Série Zool Rabat 44: 51.
Ho LJ, Wang JJ, Shaio MF, Kao CL, Chang DM, Han SW, Lai JH (2001). Infection of
human dendritic cells by dengue virus causes cell maturation and cytokine
production. J Immunol 166: 1499-1506.
Hoffmann JA (2003). The immune response of Drosophila. Nature 426: 33-38.
Hoogstraal H, Meegan JM, Khalil GM, Adham FK (1979). The Rift Valley fever
epizootic in Egypt 1977-78. 2. Ecological and entomological studies. Trans
R Soc Trop Med Hyg 73: 624-629.
Huang S, Molaei G, Andreadis TG (2008). Genetic insights into the population
structure of Culex pipiens (Diptera: Culicidae) in the Northeastern United
States by using microsatellite analysis. Am J Trop Med Hyg 79: 518-527.
Hurlbut HS, Rizk F, Taylor RM, Work TH (1956).A study of the ecology of West Nile
virus in Egypt.Am J Trop Med Hyg 5: 579-620.
Hurlbut HS.West Nile virus infection in arthropods (1956). Am J Trop Med Hyg 5: 7685.
Ikegami T, Makino S (2009). Rift valley fever vaccines. Vaccine 27(4): D69-72.
94
Izri A, Temmam S, Moureau G, Hamrioui B, de Lamballerie X, Charrel RN.Sandfly
Fever Sicilian Virus, Algeria.Emerg Infect Dis 14(5): 795-797.
Jorgensen E, Kaimenyi JT (1990). The status of periodontal health and oral hygiene
of Miraa (catha edulis) chewers.East Afr Med J 67(8):585-590.
Joubert L, Oudar J, Hannoun C, Beytout D, Corniou B, Guillon JC, Panthier R (1970).
Epidémiologie du virus West Nile: étude d’un foyer en Camargue. IV. La
méningo-encéphalomyélite du cheval. Ann. Inst. Pasteur 118(2): 239–247.
Jupp PG, Blackburn NK, Thompson DL, Meenchan GM (1986). Sindbis and West
Nile virus infections in the Witwatersrand-Pretoria region.S Afr Med J 70:
218-220.
Jupp PG, Kemp A, Grobbelaar A, Lema P, Burt FJ, Alahmed AM, Al Mujalli D, Al
Khamees M, Swanepoel R (2002). The 2000 epidemic of Rift Valley fever in
Saudi Arabia: mosquito vector studies. Med Vet Entomol 16(3): 245-252.
Kasai S, Komagata O, Tomita T, Sawabe K, Tsuda Y, Kurahashi H, Ishikawa T,
Motoki M, Takahashi T, Tanikawa T, Yoshida M, Shinjo G, Hashimoto T,
Higa Y, Kobayashi M (2008). PCR-based identification of Culex pipiens
complex collected in Japan. Japanese J Infectious Dis 61: 184-191.
Kharfi M, Fazaa B, Chaker E, Kamoun M.R. (2003). Mucosal localization of
leishmaniasis in Tunisia: 5 cases. Ann Dermatol Venereol 130: 27-30.
Kilpatrick AM (2011) Globalization, land use, and the invasion of West Nile virus.
Science 334(6054): 323-327.
Kilpatrick AM, Fonseca DM, Ebel GD, Reddy MR, Kramer LD (2010). Spatial and
temporal variation in vector competence of Culex pipiens and Cx. restuans
mosquitoes for West Nile virus. Am J Trop Med Hyg 83: 607-613.
Klenk K, Snow J, Morgan K, Bowen R, Stephens M, Foster F, Gordy P, Beckett S,
Komar N, Gubler D, Bunning M (2004). Alligators as West Nile virus
amplifiers.Emerg Infect Dis 10(12): 2150-2155.
Knight KL, Malek AA (1951). A morphological and biological study of Culex pipiens in
the Cairo area of Egypt. Bull Soc Fouad I Entomol 35: 175-185.
Konishi E, Mason PW (1993). Proper maturation of the Japanese encephalitis virus
envelope glycoprotein requires cosynthesis with the premembrane protein. J
Virol 67:1672-1675.
Kostyukov MA, Gordeeva EE, Bulychev VP, Hemova NV, Daniyarov OA, Tuktaev
T.M. (1985). The lake frog (Rana ridibunda) one of the food hosts of bloodsucking mosquitoes in Tadzhikistan a reservoir of the West Nile fever virus
(russe). Med Parazitol Mosk 3: 49-50.
Kramer LD, Ebel GD (2003). Dynamics of flavivirus infection in mosquitoes. Adv
Virus Res 60: 187-232.
95
Kramer LD, Styer LM, Ebel GD (2008) A global perspective on the epidemiology of
West Nile virus.Annu Rev Entomol 53: 61-81.
Krida G, Bouattour A, Rodhain F, Failloux AB (1998). Variability among Tunisian
populations of Culex pipiens: genetic structure and susceptibility to a filarial
parasite, Brugia pahangi. Parasitol Res 84: 139-142.
Krida G, Daoud-Bouattour A, Mahmoudi E, Rhim A, Zeineb GG, et al. (2012).
Relation entre facteurs environnementaux et densités larvaires
d’Ochlerotatus caspius Pallas 1771et Oclerotatus detritus Haliday 1833
(Diptera, Culicidae). Ann Soc Entomol Fr (In Press).
Krida G, Diancourt L, Bouattour A, Rhim A, Chermiti B, Failloux AB (2011).
Assessment of the risk of introduction to Tunisia of the Rift Valley fever virus
by the mosquito Culex pipiens. Bull Soc Pathol Exot 104(4): 250-259.
Krida G, Rhaiem A, Bouattour A (1997). Effet de la qualité des eaux sur l’expression
du potentiel biotique du moustique Culex pipiens L. dans la région de Ben
Arous (Sud de Tunis). Bull Soc Entomol Fr 102: 143-150.
Kuberski TT, Rosen L (1977). A simple technique for the detection of dengue antigen
in mosquitoes by immunofluorescence.Am J Trop Med Hyg 26: 533-537.
Laaberki A (1969). Evolution d’une épizootie de peste équine africaine au Maroc. Bull
Off Int Epizoot 71: 821-936.
Lanciotti RS, Ebel GD, Deubel V, Kerst AJ, Murri S, Meyer R, Bowen M, McKinney N,
Morrill WE, Crabtree MB, Kramer LD, Roehrig JT (2002). Complete genome
sequences and phylogenetic analysis of West Nile virus strains isolated from
the United States, Europe and the Middle East. Virology 298 (1): 96-105.
Lanciotti RS, Roehrig JT, Deubel V, Smith J, Parker M, Steele K, Crise B, Volpe KE,
Crabtree MB, Scherret JH, Hall RA, MacKenzie JS, Cropp CB, Panigrahy B,
Ostlund E, Schmitt B, Malkinson M, Banet C, Weissman J, Komar N,
Savage HM, Stone W, McNamara T, Gubler DJ (1999). Origin of the West
Nile virus responsible for an outbreak of encephalitis in the northeastern
United States.Science 286(5448):2333-2337.
Le Guenno B, Bougermouh A, Azzam T, Bouakaz R (1996). West Nile: a deadly
virus? The Lancet 348: 1315.
Le May N, Dubaele S, Proietti De Santis L, Billecocq A, Bouloy M, Egly JM. (2004).
TFIIH transcription factor, a target for the Rift Valley hemorrhagic fever
virus.Cell 116: 541-550.
Lefèvre PC (1989). La fièvre de la vallée du Rift. Ann Med Vet 133(6): 453-463.
Lefrançois T, Blitvich BJ, Pradel J, Molia S, Vachiéry N, Martinez D (2006). West Nile
virus in Guadeloupe: introduction, spread, and decrease in circulation level:
2002-2005. Ann N Y Acad Sci 1081: 206-215.
96
Lemaitre B, Kromer-Metzger E, Michaut L, Nicolas E, Meister M, Georgel P,
Reichhart JM, Hoffmann JA (1995). A recessive mutation, immune deficiency
(imd), defines two distinct control pathways in the Drosophila host defense.
Proc Natl Acad Sci USA 92(21):9465-9469.
Lemaitre B, Nicolas E, Michaut L, Reichhart JM, Hoffmann JA (1996). The
dorsoventral regulatory gene cassette spatzle/Toll/cactus controls the potent
antifungal response in Drosophila adults. Cell 86: 973-983.
Libraty DH, Pichyangkul S, Ajariyakhajorn C, Endy TP, Ennis FA (2001). Human
dendritic cells are activated by dengue virus infection: Enhancement by
gamma interferon and implications for disease pathogenesis. J Virol 75:
3501-3508.
Lim PY, Behr MJ, Chadwick CM, Shi PY, Bernard KA (2011). Keratinocytes are cell
targets of West Nile virus in vivo. J Virol 85(10): 5197-5201.
Linthicum KJ, Davies FG, Kairo A, Bailey CL (1985). Rift Valley fever virus (family
Bunyaviridae, genus Phlebovirus). Isolations from Diptera collected during
an inter-epizootic period in Kenya. J Hyg (Lond) 95(1): 197-209.
Logan TM, Linthicum KJ, Davies FG, Binepal YS, Roberts CR (1991).Isolation of Rift
Valley fever virus from mosquitoes (Diptera: Culicidae) collected during an
outbreak in domestic animals in Kenya. J Med Entomol 28(2): 293-295.
Lozach PY, Kühbacher A, Meier R, Mancini R, Bitto D, Bouloy M, Helenius A (2011).
DC-SIGN as a receptor for phleboviruses. Cell Host Microbe.10(1):75-88.
Lukacik G, Anand M, Shusas EJ, Howard JJ, Oliver J, Chen H, Backenson PB,
Kauffman EB, Bernard KA, Kramer LD, White DJ (2006). West Nile virus
surveillance in mosquitoes in New York State, 2000-2004.J Am Mosq
Control Assoc 22(2): 264-271.
Lvov DK, Butenko AM, Gromashevsky VL, Kovtunov AI, Prilipov AG, Kinney R,
Aristova VA, Dzharkenov AF, Samokhvalov EI, Savage HM, Shchelkanov
MY, Galkina IV, Deryabin PG, Gubler DJ, Kulikova LN, Alkhovsky SK,
Moskvina TM, Zlobina LV, Sadykova GK, Shatalov AG, Lvov DN, Usachev
VE, Voronina AG (2004). West Nile virus and other zoonotic viruses in
Russia: examples of emerging-reemerging situations. Arch Virol Suppl 18:
85-96.
Macdonald G (1957) The epidemiology and control of malaria. London, New York:
Oxford University Press: 201.
Mackenzie J (1999). Emerging viral diseases: an Australian perspective. Emerg
Infect Dis 5:1-8.
Mackenzie JS, Gubler DJ, Petersen LR (2004). Emerging flaviviruses: the spread
and resurgence of Japanese encephalitis, West Nile and dengue viruses.Nat
Med 10(12 Suppl):S98-109.
97
Marrama L, Spiegel A, Ndiaye K, Sall AA, Gomes E, Diallo M, Thiongane Y, Mathiot
C, Gonzalez JP (2005). Domestic transmission of Rift Valley Fever virus in
Diawara (Senegal) in 1998. Southeast Asian J Trop Med Public Health
36(6): 1487-1495.
McIntosh BM, Jupp PG (1981). Epidemiological aspects of Rift Valley fever in South
Africa with reference to vectors. Contributions in Epidemiology and
Biostatistics 3: 92-99.
McIntosh BM, Jupp PG, Dickinson DB, McGillivray GM, Sweetnam J (1967)
Ecological studies on Sindbis and West Nile viruses in South Africa. I. Viral
activity as revealed by infection of mosquitoes and sentinel fowls. Afr J Med
Sci 32(1): 1-14.
McIntosh BM, Jupp PG, Dos Santos, Meenehan GM (1976). Epidemics of West Nile
and Sindbis viruses in South Africa with Culex (Culex) univittatus Theobald
as vector.S Afr J Sci 72: 295-300.
McIntosh BM, Russell D, dos Santos I, Gear JH (1980).Rift Valley fever in humans in
South Africa. S Afr Med J 58(20): 803-806.
Meegan JM (1979). Rift Valley fever in Egypt.An overview of the epizootic in 1977
and 1978. Contributions in Epidemiology and Biostatistics 3: 100-113.
Meegan JM, Bailey CL (1989). Rift Valley fever.Arboviruses epidemiology and
ecology.Boca Raton, Florida: CRC Press: 51-76.
Meegan JM, Khalil GM, Hoogstraal H, Adham FK (1980) Experimental transmission
and field isolation studies implicating Culex pipiens as a vector of Rift Valley
fever virus in Egypt. Am J Trop Med Hyg 29: 1405-1410.
Mihoubi I, Picot S, Hafirassou N, de Monbrison F (2008) Cutaneous leishmaniasis
caused by Leishmania tropica in Algeria. Trans R Soc Trop Med Hyg 102:
1157-1159.
Miller BR, Godsey MS, Crabtree MB, Savage HM, Al-Mazrao Y, Al-Jeffri MH, Abdoon
AM, Al-Seghayer SM, Al-Shahrani AM, Ksiazek TG (2002). Isolation and
genetic characterization of Rift valley fever virus from Aedes vexans
arabiensis, Kingdom of Saudi Arabia. Emerging Infectious Diseases 8(12):
1492-1494.
Monini M, Falcone E, Busani L, Romi R, Ruggeri FM (2010). West Nile Virus:
Characteristics of an African Virus Adapting to the Third Millennium World.
Open Virol J, 4, 42-51.
Morales MA, Barrandeguy M, Fabbri C, Garcia JB, Vissani A, Trono K, Gutierrez G,
Pigretti S, Menchaca H, Garrido N, Taylor N, Fernandez F, Levis S, Enria D
(2006). West Nile virus isolation from equines in Argentina, 2006. Emerg
Infect Dis 12: 1559-1561.
Mornet P, Toma B, Sers JL (1967). Une nouvelle maladie réputée 1également
contagieuse : la peste équine. Rech Med Vét Ec Alfort 143: 119-139.
98
Morzaria SP (1991). Ticks and Ticks-borne disease control. In : Proceeding of a joint
OAU, FAO and ILRAD. Workshop held in Kampala, Uganda. 12-14
September 1991. Dolan T T ed: 25.
Mouchet J, Rageau J, Laumond C, Hannoun C, Beytout D, Oudar J, Corniou B,
Chippaux A (1970). Epidémiologie du virus West Nile: étude d'un foyer en
Camargue V. Le vecteur : Culex modestus Ficalbi Diptera; Culicidae. Ann
Inst Pasteur (Paris) 118(6): 839-855.
Moutailler S, Krida G, Madec Y, Bouloy M, Failloux AB (2010). Replication of Clone
13, a naturally attenuated avirulent isolate of Rift Valley fever virus in Aedes
and Culex mosquitoes. Vector Borne Zoonot Dis 10: 681-688.
Moutailler S, Krida G, Schaffner F, Vazeille M, Failloux AB (2008). Potential vectors
of Rift Valley fever virus in the Mediterranean Region. Vector Borne Zoonot
Dis 8: 749-753.
Mukhopadhyay S, Kim BS, Chipman PR, Rossmann MG, Kuhn RJ (2003). Structure
of West Nile virus.Science 302: 248.
Mukhopadhyay S, Kuhn RJ, Rossmann MG (2005). A structural perspective of the
flavivirus life cycle.Nat Rev Microbiol 3(1): 13-22.
Muller R, Saluzzo JF, Lopez N, Dreier T, Turell M, Smith J, Bouloy M (1995).
Characterization of clone 13, a naturally attenuated avirulent isolate of Rift
Valley fever virus, which is altered in the small segment. Am J Trop Med
Hyg 53(4): 405-411.
Murgue B, Murri S, Triki H, Deubel V, Zeller HG (2001a). West Nile in the
Mediterranean basin: 1950-2000. Ann N Y Acad Sci 951: 117-126.
Murgue B, Murri S, Zientara S, Durand B, Durand JP, Zeller H (2001b). West Nile
outbreak in horses in southern France, 2000: the return after 35 years.
Emerg Infect Dis 7(4):692-696.
Nir Y, Avivi A, Lasovski Y, Margalit J, Goldwasser R (1972). Arbovirus activity in
Israel. Isr J Med Sci 8(10): 1695-1701.
Nir Y, Goldwasser R, Lasowki Y, Avivi A (1967). Isolation of arboviruses from wild
birds in Israel.Am J. Epidemiol86: 372-378.
Novello AC (2000). West Nile virus in New York State: the 1999 outbreak and
response plan for 2000. Viral Immunol 13(4): 463-467.
OIE (2010).West Nile Virus in Morocco.Immediate Notification Report, 9615, Report
date
17/08/2010.http://www.oie.int/wahis/reports/en_imm_0000009615_2010081
8_165819.pdf
Papa A, Bakonyi T, Xanthopoulou K, Vázquez A, Tenorio A, Nowotny N (2011).
Genetic characterization of West Nile virus lineage 2, Greece, 2010.Emerg
Infect Dis 17(5):920-922.
99
Papa A, Bakonyi T, Xanthopoulou K, Vázquez A, Tenorio A, Nowotny N (2011).
Genetic Characterization of West Nile Virus Lineage 2, Greece, 2010.
Emerging Infectious Diseases 17(5): 920-922.
Pasteur N, Rioux JA, Guilvard E, Pech-Perières J (1977). Nouvelle mention, pour le
"Midi" méditerranéen, de populations naturelles anautogènes et sténogames
de Culex pipiens pipiens L. Annales de Parasitologie humaine et comparée
52: 205-210.
Patz JA, Epstein PR, Burke TA, Balbus JM (1996). Global climate change and
emerging infectious diseases. JAMA 275(3): 217-223.
Pavri KM, Singh KR (1965). Isolation of West Nile Virus from Culex fatigans
Mosquitoes from Western India. Indian J Med Res 53: 501-505.
Pépin M, Bouloy M, Bird BH, Kemp A, Paweska J (2010). Rift Valley fever
virus(Bunyaviridae: Phlebovirus): an update on pathogenesis, molecular
epidemiology, vectors, diagnostics and prevention. Vet Res 41(6): 61.
Pepperell C, Rau N, Krajden S, Kern R, Humar A, Mederski B, Simor A, Low DE,
McGeer A, Mazzulli T, Burton J, Jaigobin C, Fearon M, Artsob H, Drebot
MA, Halliday W, Brunton J (2003). West Nile virus infection in 2002:
morbidity and mortality among patients admitted to hospital in southcentral
Ontario. Can Med Assoc J.168 (11):1399-1405.
Pepperell C, Rau N, Krajden S, Kern R, Humar A, Mederski B, Simor A, Low DE,
McGeer A, Mazzulli T, Burton J, Jaigobin C, Fearon M, Artsob H, Drebot
MA, Halliday W, Brunton J (2003). West Nile virus infection in 2002:
morbidity and mortality among patients admitted to hospital in southcentral
Ontario. Can Med Assoc J.168 (11):1399-1405.Peters CJ, Meegan J.M
(1981). Rift Valley Fever. CRC HandbookSeries in Zoonoses. Boca Raton,
Florida: CRC. Press: 403-420.
Peters CJ, Meegan J.M (1981). Rift Valley Fever. CRC HandbookSeries in
Zoonoses. Boca Raton, Florida: CRC. Press: 403-420.
Petersen LR, Hayes EB (2008). West Nile virus in the Americas. Med Clin North Am
92(6): 1307-1322.
Petersen LR, Roehrig JT (2001). West Nile virus: a reemerging global pathogen.
Emerg Infect Dis 7(4): 611-614.
PHAC (2011). Human West Nile virus clinical cases in Canada: 2011.
http://www.eidgis.com/wnvmonitorca/ (Accessed 26/05/2012).
Pilo-Moron E, Vincent J, le Corroler Y (1968). Archives Institut Pasteur Alger.
Placidi L. (1957). La bluetongue au Maroc. Vigot Frères Eds Bull Acad VétXXX: 7984.
100
Platonov AE, Shipulin GA, Shipulina OY, Tyutyunnik EN, Frolochkina TI, Lanciotti
RS, Yazyshina S, Platonova OV, Obukhov IL, Zhukov AN, Vengerov YY,
Pokrovskii VI (2001). Outbreak of West Nile virus infection, Volgograd
region, Russia, 1999.Emerg Inf Dis 7(1): 128-132.
Poch O, Sauvaget I, Delarue M, Tordo N (1989). Identification of four conserved
motifs among the RNA-dependent polymerase encoding elements. EMBO J
8: 3867-3874.
Postigo JAR (2010).Leishmaniasis in the World Health Organization Eastern
Mediterranean Region. International Journal of Antimicrobial Agents 36
(supplement 1): S62-S65.
Pretorius A, Oelofensen J, Smith S, Van Der Ryt E (1997). A seroepidemiologic study
of small terrestrial vertebrates in South Africa. American Journal of Tropical
Medicine and Hygiene 57: 693-698.
ProMED-mail
(2011).http://www.promedmail.org/direct.php?id=20111002.231350
(Accessed 25/04/2012).
ProMEDmed-mail
(2006).Morocco
and
Algeria
2006.(http://www.zkea.com/promed/archive/2006-12/17017.html).
in
Rabah M (1966). La peste équine au Maroc. Thèse doct vet, Lyon, France.
Reisen WK, Barker CM, Fang Y, Martinez VM (2008).Does variation in Culex
(Diptera: Culicidae) vector competence enable outbreaks of West Nile virus
in California? J Med Entomol 45: 1126-1138.
Reisen WK, Fang Y, Martinez VM (2006).Effects of temperature on the transmission
of west nile virus by Culex tarsalis (Diptera: Culicidae). J Med Entomol 43:
309-317.
Reisen WK, Lothrop HD, Chiles RE, Madon MB, Cossen C, Woods L, Husted S,
Kramer V, Edman JD (2004). West Nile Virus in California.Emerg Infect Dis
10(8): 1369-1378.
Reusken CBEM, de Vries A, Buijs J, Braks MAH, den Hartog W, Scholte EJ (2010).
First evidence for presence of Culex pipiens biotype molestus in the
Netherlands, and of hybrid biotype pipiens and molestus in northern
Europe.Journal of Vector Ecology 35: 210-212.
Rhajaoui M (2011). Human leishmaniases in Morocco: a nosogeographical diversity.
Pathol Biol (Paris) 59(4):226-229.
Rice CM, Aebersold R, Teplow DB, Pata J, Bell JR, Vorndam AV, Trent DW,
Brandriss MW, Schlesinger JJ, Strauss JH (1986). Partial N-terminal amino
acid sequences of three nonstructural proteins of two flaviviruses. Virology
151:1-9.
Rioux JA (1958). Les culicidés du "midi" méditerranéen. Paris: Lechevalier: 303.
101
Rioux JA, Juminer B, Kchouk M, Croset H (1965). Présence du caractère autogène
chez Culex pipiens pipiens L. dans un biotope épigé de l'Ile de Djerba. Arch
Inst Pasteur Tunis 42: 1-8.
Rioux JA, Lanotte G, Pratlong F (1986). Leishmania killicki n. sp. (KinetoplastidaTrypanosomatidae).In: Rioux JA, editor. Leishmania, taxonomie et
phylogenèse. Applications éco-épidemiologiques. Montpellier (France):
Institut Méditerranéen d’Études Épidémiologiques and Écologiques 139-142.
Rodhain F, Perez C (1985). Précis d'entomologie médicale et vétérinaire. Paris:
Maloine 458 p.
Roubaud E (1939). Le pouvoir autogène chez le biotype nord-africain du moustique
commun Culex pipiens (L.). Bull Soc Path Exot 36: 172-175.
Sall AA (1999). Diagnostic et épidémiologie moléculaire du virus de la fièvre de la
vallée du Rift: application à l’élucidation du processus d’émergence du virus.
Thèse de Doctorat Universitaire. Université de Paris 6.
Sall AA, de A Zanotto PM, Vialat P, Sene OK, Bouloy M (1998). Origin of 1997-98
Rift Valley fever outbreak in East Africa. Lancet 352: 1596-1597.
Samuel CE (2002). Host genetic variability and West Nile virus susceptibility PNAS.
99 (18): 11555-115570.
Samuel MA, Diamond MS (2006). Pathogenesis of West Nile Virus Infection: a
Balance between Virulence, Innate and Adaptive Immunity, and Viral
Evasion. J Virol 80(19): 9349-9360
Sanchez-Vargas I, Scott JC, Poole-Smith BK, Franz AW, Barbosa-Solomieu V,
Wilusz J, Olson KE, Blair CD (2009). Dengue virus type 2 infections of
Aedes aegypti are modulated by the mosquito’s RNA interference pathway.
PLoS Pathog 5: e1000299.
Sanchez-Vargas I, Travanty EA, Keene KM, Franz AW, Beaty BJ, Blair CD, Olson
KE (2004).RNA interference, arthropod-borne viruses, and mosquitoes.
Virus Res 102: 65-74.
Sarih M, Garnier M, Boudebouch N, Bouattour A, Rihani A, Hassar M, Gern L, Postic
D, Cornet M (2009). Borrelia hispanica relapsing fever, Morocco.Emerg
Infect Dis 15(10): 1626-1629.
Sarih M, M’Ghirbi Y, Bouattour A, Gern L, Baranton G, Postic D. (2005): Detection
and identification of Ehrlichia spp. in ticks collected in Tunisia and Morocco.
Journal of Clinical Microbiology 43: 1127-1132.
Sarih M, Socolovschi C, Boudebouch N, Hassar M, Raoult D, Parola P (2008).
Spotted fever group rickettsiae in ticks, Morocco.Emerg Infect Dis 14(7):
1067-1073.
102
Savage HM, Ceianu C, Nicolescu G, Karabatsos N, Lanciotti R, Vladimirescu A, Laiv
L, Ungureanu A, Romanca C, Tsai TF (1999). Entomologic and avian
investigations of an epidemic of West Nile fever in Romania in 1996, with
serological and molecular characterization of a virus isolate from
mosquitoes. Am J Trop Med Hyg 61(4): 600-611.
Scherret JH, Poidinger M, Mackenzie JS, Broom AK, Deubel V, Lipkin WI, Briese T,
Gould EA, Hall RA (2001). The relationships between West Nile and Kunjin
viruses. Emerg Infect Dis 7(4): 697-705.
Schuffenecker I, Peyrefitte CN, El Harrak M, Murri S, Leblond A, Zeller HG (2005).
West Nile Virus in Morocco, 2003.Emerging Infectious Diseases 11: 306309.
Senevet G, Andarelli L (1959). Les moustiques de l’Afrique du Nord et du bassin
méditerranéen. Les genres Culex, Uranotaenia, Theobaldia, Orthopodomyia
et Mansonia. Paris: Lechevalier: 384.
Senevet G, Andarelli L (1963). Les moustiques l'Afrique du nord et du bassin
méditerranéen. Les Aedes. Première partie : généralités. Arch Inst Pasteur
Algerie 41: 115-141.
Senevet G, Andarelli L, Graells R (1958). A propos de Culex pipiens en Algérie. Arch
Inst Pasteur Algérie 36: 70-74.
Sers JL (1967). La peste équine en Algérie. Thèse doct vet, Maisons-Alfort, France.
Shaikevich EV (2007). PCR-RFLP of the COI gene reliably differentiates Cx. pipiens,
Cx. pipiens f. molestus and Cx. torrentium of the Pipiens Complex. Euro
Mosq Bull 23: 25-30.
Shimshony A, Barzilai R (1983). Rift Valley fever. Advances in Veterinary Science
and Comparative Medicine 27: 347-425.
Smith JL, Fonseca DM (2004). Rapid assays for identification of members of the
Culex (Culex) pipiens complex, their hybrids, and other sibling species
(Diptera: Culicidae). Am J Trop Med Hyg 70(4): 339-345.
Smith TL (2006). The emerging West Nile virus: from the old world to the new.
Emerging Viruses in Human Populations 16: 133-148.
Smithburn KC (1949). Rift Valley fever; the neurotropic adaptation of the virus and
the experimental use of this modified virus as a vaccine. Br J Exp Pathol
30(1): 1-16.
Smithburn KC, Hughes TP, Burke AW, Paul JH (1940). A neurotropic virus isolated
from the blood of a native of Uganda. Am J Trop Med 20: 471-492.
Spielman A (2001). Structure and seasonality of Nearctic Culex pipiens populations.
Ann NY Acad Sci 951: 220-234.
103
Taylor RM, Work TH, Hurlbut HS, Rizk F (1956).A study of the ecology of West Nile
virus in Egypt. Am J Trop Med 5: 579-620.
Traore-Laminaza M, Fontenille D, Diallo M, Ba Y, Zeller HG, Mondo M, Adam F,
Thonon J, Maïga A (2001). Arbovirus surveillance from 1990 to 1995 in the
Barkedji area (Ferlo) of Senegal, a possible natural focus of Rift Valley
Fever virus.J Med Entomol 38: 480-492.
Trari B, Dakki M, Himmi O, El Agbani MA (2002). Les moustiques (Diptera: Culicidae)
du Maroc. Revue bibliographique (1916-2001) et inventaire des espèces.
Bull Soc Pathol Exot 95(4): 329-334.
Triki H, Murri S, Le Guenno B, Bahri O, Hili K, Sidhom M, Dellagi K (2001). West Nile
viral meningo-encephalitis in Tunisia. Medecine Tropicale 61: 487-490.
Tsai TF, Popovici F, Cernescu C, Campbell GL, Nedelcu NI (1998).West Nile
encephalitis epidemic in southeastern Romania. Lancet 352: 767-771.
Turell MJ, Gargan TP 2nd, Bailey CL (1984). Replication and dissemination of Rift
Valley fever virus in Culex pipiens. Am J Trop Med Hyg 33: 176-181.
Turell MJ, O’Guinn M, Oliver J (2000). Potential for New York mosquitoes to transmit
West Nile virus. Am J Trop Med Hyg 62: 413-414.
Vaidyanathan R, Scott TW (2007). Geographic variation in vector competence for
West Nile virus in the Culex pipiens (Diptera: Culicidae) complex in
California. Vector Borne Zoonotic Dis 7: 193-198.
Verhulst A, Mahin L, Thys E, de Witt KJ (1983). Prevalence of antibodies to
Anaplasma marginale in cattle from various African biotopes in central
Morocco, north Cameroon and southeastern Zaïre.Zentralblatt für
Veterinärmedizin Reihe B 30: 537-540.
Vermeil C (1954). Nouvelle contribution à l’étude du complexe Culex pipiens en
Tunisie. Bull Soc Pathol Exot 47: 841-843.
Vinogradova EB (2000). Culex pipiens pipiens mosquitoes: taxonomy, distribution,
ecology, physiology, genetics, applied importance and control. Pensoft,
Sofia.
Vinogradova EB (2003). Ecophysiological and morphological variations in
mosquitoes of the Culex pipiens complex (Diptera: Culicidae). Acta Soc Zool
Bohem 67: 41-50.
Watson GE, Shope RE, Kaiser MN (1972). An ectoparasite and virus survey of
migratory birds in the eastern Mediterranean. In: Cherepanov IA, editor.
Transcontinental connections of migratory birds and their role in the
distribution of arboviruses.Novosibirsk Nauka:176-180.
Weaver SC, Barrett AD (2004). Transmission cycles, host range, evolution and
emergence of arboviral disease. Nat Rev Microbiol 2: 789-801.
104
Weekly Epidemiological Record (2010). Morocco certified malaria-free 85(24): 229236. http://www.who.int/wer/2010/wer8524.pdf.
Weinberger M, Pitlik SD, Gandacu D, Lang R, Nassar F, Ben David D, Rubinstein E,
Izthaki A, Mishal J, Kitzes R, Siegman-Igra Y, Giladi M, Pick N, Mendelson E,
Bin H, Shohat T (2001). West Nile fever outbreak, Israel, 2000: epidemiologic
aspects. Emerg Infect Dis 7(4):686-691.
Weissenböck H, Kolodziejek J, Fragner K, Kuhn R, Pfeffer M, Nowotny N (2003).
Usutu virus activity in Austria, 2001-2002. Microbes Infect 5(12):1132-1136.
WHO.(2004).
Deaths
from
disease.http://www.who.int/heli/risks/vectors/en/vbdmap.pdf
25/04/2012).
vector-borne
(Accessed
Won S, Ikegami T, Peters CJ, Makino S (2006). NSm and 78-kilodalton proteins of
Rift Valley fever virus are nonessential for viral replication in cell culture. J
Virol 80(16): 8274-8278.
Work TH, Hurlbut HS, Taylor RM (1953). Isolation of West Nile virus from hooded
crow and rock pigeon in the Nile delta.Proc Soc Exp Biol Med 84: 719-722.
Work TH, Hurlbut HS, Taylor RM (1955). Indigenous wild birds of the Nile delta as
potential West Nile virus circulating reservoirs. Am J Trop Med Hyg 4: 872888.
World
Malaria
report
(2011).
Algeria,
Phase:
Elimination.
http://www.who.int/malaria/publications/country-profiles/profile_dza_en.pdf.
Wu SJ, Grouard-Vogel G, Sun W, Mascola JR, Brachtel E, Putvatana R, Louder MK,
Filgueira L, Marovich MA, Wong HK, Blauvelt A, Murphy GS, Robb ML,
Innes BL, Birx DL, Hayes CG, Frankel SS (2000). Human skin Langerhans
cells are targets of dengue virus infection. Nat Med 6 (7):816-820.
Xi Z, Ramirez JL, Dimopoulos G (2008). The Aedes aegypti Toll Pathway Controls
Dengue Virus Infection.PLoS Pathog 4(7).
Zambon RA, Nandakumar M, Vakharia VN, Wu LP (2005). The Toll pathway is
important for an antiviral response in Drosophila. Proc Natl Acad Sci USA
102(20): 7257-7262.
Zeller H, Zientara S, Hars J, Languille J, Mailles A, Tolou H, Paty MC, Schaffner F,
Armengaud A., Gaillan P, Legras JF, Hendrikx P (2004). West Nile outbreak
in horses in Southern France: September 2004.Euro Surveill 9(4): 50-51.
Zeller H.G, Murgue B. (2001) Rôle des oiseaux migrateurs dans l'épidémiologie du
virus West Nile. Med Mal Infect 31(Suppl 2): 168-174.
Zeller HG, Fontenille D, Traore-Lamizana M, Thiongane Y, Digoutte JP (1997).
Enzootic activity of Rift Valley fever virus in Senegal. Am J Trop Med Hyg
56: 265-272.
105