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ÉCOLE NATIONALE VÉTÉRINAIRE D’ALFORT
2015
LES PRINCIPALES AFFECTIONS DES
GLANDES SURRÉNALES ET LEURS
TRAITEMENTS CHEZ LE CHAT
THÈSE
Pour le
DOCTORAT VÉTÉRINAIRE
Présentée et soutenue publiquement devant
LA FACULTÉ DE MÉDECINE DE CRÉTEIL
le……………
par
Mylène, Alma PANIZO
Née le 23 mars 1990 à Paris 19ème (Paris)
JURY
Président : Pr.
Professeur à la Faculté de Médecine de CRÉTEIL
Membres
Directeur : Pr. Hélène COMBRISSON
Chef du département des sciences biologiques et pharmaceutiques.
Professeur à l’École Nationale Vétérinaire d’Alfort - Unité de physiologie et thérapeutique.
Assesseur : Dr. Ghita BENCHEKROUN
Maître de conférences à l’École Nationale Vétérinaire d’Alfort - Unité de médecine.
ÉCOLE NATIONALE VÉTÉRINAIRE D’ALFORT
2015
LES PRINCIPALES AFFECTIONS DES
GLANDES SURRÉNALES ET LEURS
TRAITEMENTS CHEZ LE CHAT
THÈSE
Pour le
DOCTORAT VÉTÉRINAIRE
Présentée et soutenue publiquement devant
LA FACULTÉ DE MÉDECINE DE CRÉTEIL
le……………
par
Mylène, Alma PANIZO
Née le 23 mars 1990 à Paris 19ème (Paris)
JURY
Président : Pr.
Professeur à la Faculté de Médecine de CRÉTEIL
Membres
Directeur : Pr. Hélène COMBRISSON
Chef du département des sciences biologiques et pharmaceutiques.
Professeur à l’École Nationale Vétérinaire d’Alfort - Unité de physiologie et thérapeutique.
Assesseur : Dr. Ghita BENCHEKROUN
Maître de conférences à l’École Nationale Vétérinaire d’Alfort - Unité de médecine.
REMERCIEMENTS
Au président du jury, professeur à la faculté de médecine de Créteil, pour
m’avoir fait l’honneur d’accepter la présidence du jury de thèse.
Considérations respectueuses.
Au Pr. Hélène Combrisson, pour avoir accepté de diriger ce travail, pour sa confiance
et ses recommandations.
Sincères remerciements.
Au Dr. Ghita Benchekroun, pour ses relectures attentives, ses précieux conseils, et sa
disponibilité.
Sincères remerciements.
Aux services d’imagerie et d’histologie du CHUVA, pour leur aide dans ce travail.
Aux bibliothécaires de l’ENVA, pour leur aide, leur disponibilité et leur gentillesse.
À Maman, à Papa, merci infiniment pour tout votre amour, votre dévouement et votre aide
au quotidien. Merci de m’avoir toujours soutenue dans mes choix, et de croire en moi, avec
tant de confiance. Merci pour tout ce que vous m’avez appris et transmis, pour tout ce qui fait
ce que je suis, et ce que je fais. Ce travail est pour vous, il est le vôtre.
Avec tout mon amour, et ma plus profonde reconnaissance.
À Joël, mamie et Popotte, pour leur affection, leur présence et leur soutien.
Avec toute ma tendresse.
À Brice, merci de me guider dans la voie du karaté, qui m’a permis d’appréhender la vie
autrement. Tes enseignements m’apportent équilibre et sérénité au quotidien, me renforcent et
font de moi quelqu’un de meilleur.
Avec tout mon respect et mon admiration pour ton humilité, ta gentillesse et ta sagesse.
Au groupe 6, merci pour tous ces moments de complicité, de partage et d’émotion.
À Clara, Amandine, Natacha, Coline, et Adrien, mes coco-locos, pour tous ces souvenirs et
ces épreuves traversées ensemble. Sans vous, cette route aurait été moins belle.
Merci pour votre amitié qui m’apporte tant.
À Ségolène, merci pour ton écoute, ta compréhension et ton soutien.
À Henri et à Doussou, merci pour cette belle, fidèle et précieuse amitié.
TABLE DES MATIÈRES
LISTE DES FIGURES ........................................................................ 5
LISTE DES TABLEAUX ................................................................... 7
INTRODUCTION ............................................................................. 11
1. ANATOMIE, HISTOLOGIE ET PHYSIOLOGIE DES
GLANDES SURRÉNALES CHEZ LE CHAT .............................. 13
1.1 Localisation anatomique ............................................................................ 13
1.2 Vascularisation ........................................................................................... 15
1.2.1 Système artériel ...................................................................................................... 15
1.2.2 Système veineux .................................................................................................... 15
1.3 Drainage lymphatique ................................................................................ 15
1.4 Innervation ................................................................................................. 15
1.5 Embryogénèse et organisation histologique des glandes surrénales ......... 16
1.5.1 Embryogenèse ........................................................................................................ 16
1.5.2 Description histologique de la corticosurrénale ..................................................... 17
1.5.3 Organisation histologique de la médullosurrénale ................................................. 18
1.6 Physiologie des glandes surrénales ............................................................ 20
1.6.1 Sécrétion, actions et régulation des minéralocorticoïdes ....................................... 20
1.6.1.1 Synthèse de l’aldostérone ....................................................................................... 20
1.6.1.2 Effets de l’aldostérone sur l’organisme .................................................................. 21
1.6.1.3 Régulations de la sécrétion de l’aldostérone ........................................................... 21
1.6.2 Sécrétion, actions et régulation des glucocorticoïdes ............................................ 23
1.6.2.1 Synthèse du cortisol ................................................................................................ 23
1.6.2.2 Effets des glucocorticoïdes sur l’organisme ........................................................... 24
1.6.2.3 Régulations de la sécrétion du cortisol ................................................................... 26
1.6.3 Physiologie de la médullosurrénale ....................................................................... 27
1.6.3.1 Synthèse et sécrétion des catécholamines ............................................................... 27
1.6.3.2 Rôles des catécholamines sur l’organisme.............................................................. 28
1.6.3.3 Régulation de la sécrétion d’adrénaline .................................................................. 30
1.6.4 Communications entre le cortex surrénalien et la médullosurrénale ..................... 30
2. EXPLORATION DES GLANDES SURRÉNALES PAR
IMAGERIE MÉDICALE CHEZ LE CHAT.................................. 31
2.1 Examen radiographique ............................................................................. 31
2.2 Examen échographique .............................................................................. 31
2.2.1 Préparation de l’animal .......................................................................................... 31
2.2.2 Protocole d’examen échographique des surrénales ............................................... 32
2.2.3 Aspect échographique des glandes surrénales ....................................................... 33
2.2.3.1 La forme des surrénales .......................................................................................... 33
2.2.3.2 L’échogénicité des surrénales ................................................................................. 33
2.2.3.3 La taille des surrénales ............................................................................................ 34
1
2.2.4 Facteurs influençant l’aspect échographique des surrénales ................................. 35
2.2.4.1 Effets du statut sexuel ............................................................................................. 35
2.2.4.2 Effets de l’âge ......................................................................................................... 36
2.2.4.3 Effets de maladies chroniques non endocriniennes ................................................ 36
2.2.5 Limites de l’examen échographique des surrénales .............................................. 36
2.3 Les autres moyens d’imagerie.................................................................... 37
2.3.1 La tomodensitométrie ............................................................................................ 37
2.3.2 L’IRM : Imagerie par Résonance Magnétique ...................................................... 38
2.3.3 La scintigraphie ...................................................................................................... 39
3.
PRINCIPALES
ANOMALIES
DES
GLANDES
SURRÉNALES CHEZ LE CHAT ................................................... 41
3.1 Anomalies du développement .................................................................... 41
3.1.1 Agénésie et hypoplasie congénitale des glandes surrénales .................................. 41
3.1.2 Hyperplasie congénitale des corticosurrénales ...................................................... 41
3.1.3 Tissus corticosurrénaliens ectopiques .................................................................... 43
3.2. Infiltrations non inflammatoires et non tumorales .................................... 44
3.2.1 Minéralisation calcique .......................................................................................... 44
3.2.2 Amyloïdose ............................................................................................................ 44
3.3 Lésions vasculaires..................................................................................... 45
3.4 Lésions inflammatoires .............................................................................. 45
3.5 Hyperplasie nodulaire des corticosurrénales ............................................. 46
3.6 Lésions tumorales....................................................................................... 47
3.6.1. Tumeurs de la corticosurrénale : les adénomes et adénocarcinomes
corticosurrénaliens .......................................................................................................... 47
3.6.1.1 Physiopathologie ..................................................................................................... 47
3.6.1.2 Diagnostic ............................................................................................................... 48
3.6.1.3 Données anatomo-pathologiques ............................................................................ 48
3.6.2. Tumeurs de la médullosurrénale : les phéochromocytomes ................................. 51
3.6.2.1 Physiopathologie ..................................................................................................... 51
3.6.2.2 Présentation clinique ............................................................................................... 52
3.6.2.3 Diagnostic ............................................................................................................... 54
3.6.2.4 Données anatomo-pathologiques ............................................................................ 60
3.6.2.5 Critères de malignité et de bénignité d’une masse médullosurrénalienne .............. 61
3.6.3 Métastases surrénaliennes de tumeurs primitives extra-surrénaliennes................. 63
3.6.4 Les incidentalomes ................................................................................................ 64
4.
PRINCIPALES
AFFECTIONS
SURRÉNALIENNES
OBSERVÉES CHEZ LE CHAT ...................................................... 67
4.1 L’hypoadrénocorticisme primaire .............................................................. 67
4.1.1 Physiopathologie .................................................................................................... 68
4.1.1.1 Étiologie .................................................................................................................. 68
4.1.1.2 Conséquences d’un hypoadrénocorticisme primaire .............................................. 68
4.1.2 Présentation clinique .............................................................................................. 69
4.1.2.1 Épidémiologie ......................................................................................................... 69
4.1.2.2 Signes cliniques ...................................................................................................... 70
4.1.3 Démarche diagnostique.......................................................................................... 72
2
4.1.3.1 Examens d’orientation ............................................................................................ 72
4.1.3.2 Examens de la fonction endocrinienne ................................................................... 76
4.1.4 Cas des hypoadrénocorticismes atypiques ............................................................ 79
4.2 L’hyperaldostéronisme primaire félin ....................................................... 80
4.2.1 Physiopathologie .................................................................................................... 80
4.2.1.1 Étiologie .................................................................................................................. 80
4.2.1.2 Conséquences d’un hyperaldostéronisme primaire ................................................. 81
4.2.2 Présentation clinique .............................................................................................. 82
4.2.2.1 Épidémiologie ......................................................................................................... 82
4.2.2.2 Signes cliniques ...................................................................................................... 83
4.2.3 Diagnostic .............................................................................................................. 86
4.2.3.1 Examens d’orientation ............................................................................................ 86
4.2.3.2 Examens permettant d’évaluer un hyperaldostéronisme primaire .......................... 90
4.2.3.3 Examens d’imagerie................................................................................................ 94
4.2.3.4 Démarche diagnostique ........................................................................................... 97
4.2.4 Cas d’hyperaldostéronisme associé à un hyperprogestéronisme ........................... 98
4.3 L’hypercorticisme spontané félin............................................................... 99
4.3.1 Physiopathologie .................................................................................................... 99
4.3.1.1 Étiologie .................................................................................................................. 99
4.3.1.2 Conséquences d’un hypercorticisme ..................................................................... 100
4.3.2 Présentation clinique ............................................................................................ 102
4.3.2.1 Épidémiologie ....................................................................................................... 102
4.3.2.2 Signes cliniques .................................................................................................... 102
4.3.2.3 Maladies concomitantes ........................................................................................ 104
4.3.3 Diagnostic ............................................................................................................ 105
4.3.3.1 Diagnostics différentiels ....................................................................................... 105
4.3.3.2 Examens d’orientation .......................................................................................... 106
4.3.3.3 Diagnostic de l’hypercorticisme spontané ............................................................ 107
4.3.3.4 Diagnostic étiologique de l’hypercorticisme spontané ......................................... 110
4.3.3.5 Démarche diagnostique ......................................................................................... 114
4.3.4 Cas particulier : association d’un hypercorticisme d’origine hypophysaire et d’une
toxoplasmose généralisée.............................................................................................. 119
4.3.5 Hypercorticisme atypique : cas de tumeurs surrénaliennes sécrétant des stéroïdes
sexuels ........................................................................................................................... 119
4.3.5.1 Étiologie, épidémiologie et physiopathologie ....................................................... 119
4.3.5.2 Signes cliniques .................................................................................................... 120
4.3.5.3 Diagnostic ............................................................................................................. 121
5. TRAITEMENTS ET PRONOSTIC DES PRINCIPALES
MALADIES SURRÉNALIENNES CHEZ LE CHAT ................ 123
5.1 Traitements médicaux de l’insuffisance corticosurrénalienne................. 123
5.1.1 Prise en charge d’une crise addisonienne ............................................................ 123
5.1.1.1 Gestes et traitements d’urgence ............................................................................ 123
5.1.1.2 Conduite à tenir en urgence .................................................................................. 126
5.1.1.3 Évolution après les traitements d’urgence ............................................................ 127
5.1.2 Traitement de l’hypoadrénocorticisme sur le long terme .................................... 127
5.1.2.1 La supplémentation en minéralocorticoïdes.......................................................... 127
5.1.2.2 La supplémentation en glucocorticoïdes ............................................................... 127
5.1.3 Pronostic .............................................................................................................. 128
5.2 Traitements médicaux de l’hyperaldostéronisme primaire ...................... 129
5.2.1 Thérapeutique médicale ....................................................................................... 129
3
5.2.2 Pronostic .............................................................................................................. 130
5.3 Traitements médicaux de l’hypercorticisme spontané ............................. 131
5.3.1 Thérapeutique médicale ....................................................................................... 131
5.3.2 Utilisation de la radiothérapie .............................................................................. 133
5.3.3 Pronostic .............................................................................................................. 134
5.3.4 Traitements d’un hypercorticisme atypique ........................................................ 135
5.4 Traitement chirurgical des affections surrénaliennes néoplasiques ........ 137
5.4.1 Indications de la surrénalectomie ........................................................................ 137
5.4.2 Contre-indications de la surrénalectomie............................................................. 137
5.4.3 Prise en charge pré-opératoire ............................................................................. 138
5.4.3.1 Bilan d’extension .................................................................................................. 138
5.4.3.2 Stabilisation médicale du patient .......................................................................... 138
5.4.3.3 Préparation pré-opératoire du patient .................................................................... 139
5.4.3.4 Anesthésie ............................................................................................................. 141
5.4.4. Techniques chirurgicales .................................................................................... 141
5.4.4.1 Surrénalectomie par laparotomie ventrale médiane .............................................. 142
5.4.4.2 Surrénalectomie par le flanc : approche rétropéritonéale ..................................... 146
5.4.4.3 Surrénalectomie par laparoscopie ......................................................................... 147
5.4.4.4 Complications per-opératoires .............................................................................. 148
5.4.5 Prise en charge post-opératoire ............................................................................ 149
5.4.5.1 Surveillance et traitements médicaux post-opératoires ......................................... 149
5.4.5.2 Complications post-opératoires............................................................................. 151
5.4.6 Pronostic après une surrénalectomie .................................................................... 152
5.5 Traitement chirurgical par hypophysectomie de l’hypercorticisme
d’origine hypophysaire................................................................................... 156
5.5.1 Prise en charge pré-opératoire ............................................................................. 156
5.5.2. Techniques chirurgicales .................................................................................... 157
5.5.3 Complications post-opératoires ........................................................................... 159
5.5.4 Prise en charge post-opératoire ............................................................................ 160
5.5.5 Pronostic après une hypophysectomie ................................................................. 161
CONCLUSION ................................................................................ 163
BIBLIOGRAPHIE .......................................................................... 165
4
LISTE DES FIGURES
Figure 1 : Schéma de l’anatomie topographique des glandes surrénales chez les carnivores
domestiques ..............................................................................................................................14
Figure 2 : Schéma d’une coupe transversale au niveau de la deuxième vertèbre lombaire, chez
les carnivores domestiques .......................................................................................................14
Figure 3 : Schéma des principales étapes de la formation des glandes surrénales chez les
carnivores domestiques ............................................................................................................16
Figure 4 : Image d’une coupe histologique de surrénale de chat observée au microscope
optique ......................................................................................................................................19
Figure 5 : Étapes de la synthèse de l’aldostérone dans la zone glomérulée de la
corticosurrénale ........................................................................................................................20
Figure 6 : Schéma illustrant le système rénine-angiotensine-aldostérone ...............................22
Figure 7 : Schéma illustrant les facteurs de régulation de l’aldostérone et ses principaux effets
..................................................................................................................................................23
Figure 8 : Étapes de la synthèse du cortisol dans les zones fasciculée et réticulée des
corticosurrénales .......................................................................................................................24
Figure 9 : Schéma illustrant l’axe corticotrope ........................................................................27
Figure 10 : Étapes de la biosynthèse de l’adrénaline et de la noradrénaline ............................28
Figure 11 : Schéma illustrant la régulation de la sécrétion de l’adrénaline et de la
noradrénaline ............................................................................................................................30
Figure 12 : Images échographiques des glandes surrénales gauche et droite saines d’un chat
européen femelle stérilisée de deux ans ...................................................................................33
Figure 13 : Images échographiques (sans ou avec utilisation du Doppler) de la surrénale droite
d’un chat européen mâle castré de six ans, présentant un foyer hyperéchogène ainsi qu’une
hypertrophie surrénalienne .......................................................................................................34
Figure 14 : Intervention de la 11-β-hydroxylase dans la chaîne de synthèse de l’aldostérone et
du cortisol .................................................................................................................................42
Figure 15 : Conséquences ioniques et métaboliques d’un hypoadrénocorticisme primaire ....69
Figure 16 : Principaux signes cliniques évoqués chez des chats atteints
d’hypoadrénocorticisme primaire ............................................................................................70
Figure 17 : Schéma des conséquences métaboliques d’un hyperaldostéronisme primaire ......82
Figure 18 : Images échographiques de la surrénale droite d’un chat de 16 ans suspect
d’hyperaldostéronisme primaire d’origine tumorale ................................................................95
Figure 19 : Conduite à tenir face à un chat présentant des signes évocateurs
d’hyperaldostéronisme .............................................................................................................97
Figure 20 : Schéma illustrant les deux causes possibles de l’hypercorticisme spontané félin
................................................................................................................................................ 101
Figure 21 : Principales maladies concomitantes observées lors d’hypercorticisme spontané
................................................................................................................................................ 104
Figure 22 : Conduite à tenir face à un chat présentant des signes évocateurs d’hypercorticisme
................................................................................................................................................ 114
Figure 23 : Conduite à tenir face à une suspicion de crise addisonienne
................................................................................................................................................ 126
Figure 24 : Principales étapes d’une surrénalectomie simple (sans atteinte vasculaire) par
laparotomie ventrale médiane ................................................................................................ 143
Figure 25 : Principales étapes d’une surrénalectomie par le flanc ......................................... 146
Figure 26 : Principales étapes de l’hypophysectomie par voie transphénoïdale .................... 158
5
6
LISTE DES TABLEAUX
Tableau 1 : Principaux effets physiologiques des glucocorticoïdes .........................................25
Tableau 2 : Principaux effets physiologiques des catécholamines ..........................................29
Tableau 3 : Mesures des glandes surrénales d’après l’étude réalisée par Combes et al. (2014)
sur six chats stérilisés avec une sonde microconvexe de 8 Mhz ..............................................35
Tableau 4 : Critères cytologiques de différenciation d’une tumeur corticosurrénalienne et
médullosurrénalienne ...............................................................................................................49
Tableau 5 : Concentrations plasmatiques libres en métanéphrine et normétanéphrine chez des
chats sains, atteints de maladies surrénaliennes et suspect de phéochromocytome .................57
Tableau 6 : Tests développés chez l’Homme pour diagnostiquer un phéochromocytome ......59
Tableau 7 : Localisations des tumeurs primitives associées à des métastases surrénaliennes
chez le chat ...............................................................................................................................63
Tableau 8 : Principaux signes cliniques évoqués chez des chats atteints
d’hypoadrénocorticisme primaire ............................................................................................70
Tableau 9 : Principales anomalies à l’examen clinique observées chez des chats addisoniens
..................................................................................................................................................72
Tableau 10 : Diagnostic différentiel d’un ratio Na/K diminué (<27) chez les chats................73
Tableau 11 : Les différentes causes identifiées d’hyperaldostéronisme primaire chez le chat 81
Tableau 12 : Principaux signes cliniques évoqués chez des chats atteints
d’hyperaldostéronisme primaire ...............................................................................................85
Tableau 13 : Valeurs de la kaliémie observée chez des chats atteints d’hyperaldostéronisme
primaire ....................................................................................................................................87
Tableau 14 : Diagnostic différentiel de l’hypokaliémie chez le chat .......................................87
Tableau 15 : Diagnostic différentiel de l’hypertension artérielle systémique chez le chat ......90
Tableau 16 : Récapitulatif des modifications biochimiques et endocriniennes les plus
fréquemment observées en cas d’hyperaldostéronisme primaire chez le chat .........................93
Tableau 17 : Diagnostic différentiel de la visualisation de masse(s) surrénalienne(s) à
l’échographie………………………………………………………………………………….96
Tableau 18 : Diagnostic différentiel de la visualisation d’une hypertrophie surrénalienne à
l’échographie ............................................................................................................................96
Tableau 19 : Étiologies de l’hypercorticisme spontané chez le chat ........................................99
Tableau 20 : Principaux signes cliniques observés lors d’hypercorticisme spontané félin,
explications physiopathologiques et prévalence .................................................................... 103
Tableau 21 : Principales maladies concomitantes observées lors d’hypercorticisme spontané
................................................................................................................................................ 104
Tableau 22 : Diagnostic différentiel de la résistance à l’insuline........................................... 105
Tableau 23 : Résultats de l’aspect échographique des glandes surrénales chez des chats
atteints d’hypercorticisme spontané d’origine hypophysaire ou surrénalien ......................... 113
Tableau 24 : Tests endocriniens disponibles pour conforter une suspicion d’hypercorticisme
spontané, puis d’en établir sa cause ....................................................................................... 115
Tableau 25 : Concentrations en hormones stéroïdiennes obtenues dans l’étude de Millard et
al. (2009) sur un chat atteint d’un adénome surrénalien, avant et après un test de stimulation à
l’ACTH................................................................................................................................... 122
Tableau 26 : Avantages et inconvénients des trois techniques chirurgicales permettant de
réaliser une surrénalectomie ................................................................................................... 148
Tableau 27 : Principales complications per-opératoires lors de surrénalectomie .................. 149
Tableau 28 : Complications post-opératoires observées dans les 15 jours maximum suivant
l’intervention, chez 50 chats ayant subi une surrénalectomie uni ou bilatérale .................... 151
7
8
LISTE DES ABRÉVIATIONS
ACTH = Hormone adrénocorticotrope = hormone adrénocorticotrophique = corticostimuline.
ADH = Hormone antidiurétique.
ALAT = Alanine amino transférase.
ANP = Peptide atrial natriurétique.
ASAT = Aspartate aminotransférase.
CHUVA = Centre hospitalier universitaire vétérinaire d’Alfort.
CK = Créatine kinase.
CRH = « Corticotropin-releasing hormone » = Corticolibérine.
CRI = « Constante Rate Infusion » = Perfusion continue à débit constant.
DOCP = Pivalate de désoxycorticostérone.
ECG = Électrocardiogramme.
EDTA = Éthylène Diamine Tétra-Acétique.
FSH = Hormone folliculostimulante.
GH = « Growth Hormone » = Hormone de croissance.
hCG = Hormone chorionique gonadotrope
HPLC = Chromatographie en phase liquide à haute performance.
IECA = Inhibiteur de l’enzyme de conversion de l’angiotensine.
IGF-1 = « Insulin-like growth factor-1 » = Somatomédine C.
IRM = Imagerie par résonance magnétique.
IV = Intraveineux.
LH = Hormone lutéinisante.
mIBG = 131I ou 123I- métaiodobenzylguanidine.
NP-59 = 131I-6B iodométhylnorcholestérol.
PAL = Phosphatase alcaline.
PGP 9,5 = « Protein gene product 9.5».
PNMT = Phényl-éthanolamineN-méthyl-transférase.
POMC = Pro-opiomélanocortine.
RAAR = Ratio aldostérone activité rénine plasmatique.
RACU = Ratio aldostérone créatinine urinaire.
RCCU = Rapport cortisol sur créatinine urinaire.
T3 = Triiodothyronine.
T4 = Thyroxine.
TRC = Temps de recoloration capillaire.
TSH = Thyréostimuline.
VP = Vasopressine.
9
10
INTRODUCTION
Les principales maladies endocriniennes constatées chez le chat sont l’hyperthyroïdie et
le diabète sucré. Elles affectent généralement les chats âgés, et présentent des signes cliniques
évocateurs, facilitant leur diagnostic.
Les glandes surrénales sont des organes indispensables à la vie, qui présentent deux
systèmes endocriniens distincts au sein du même organe. Le cortex surrénalien synthétise des
minéralocorticoïdes et des glucocorticoïdes, tandis que la médullosurrénale produit des
catécholamines.
Le dysfonctionnement des glandes surrénales peut induire de graves conséquences sur
l’organisme.
Les affections surrénaliennes sont bien connues chez le chien, notamment le syndrome de
Cushing, qui est fréquent dans cette espèce.
Chez le chat, les affections des glandes surrénales sont beaucoup plus rares. Elles ont parfois
une expression clinique différente de celle du chien, et sont plus difficiles à diagnostiquer.
Ce travail propose une étude clinique des principales maladies surrénaliennes chez le
chat, afin de guider le praticien à suspecter, diagnostiquer, puis traiter une affection
surrénalienne dans cette espèce.
Après des rappels anatomiques et physiologiques sur les glandes surrénales, ainsi que la
description des méthodes d’exploration d’imagerie de cet organe, les principales affections
surrénaliennes seront présentées.
Dans ce travail, les maladies décrites sont principalement corticosurrénaliennes. Après un
rappel non exhaustif des lésions surrénaliennes décrites chez le chat, nous détaillerons la
présentation clinique et le diagnostic des principales affections corticosurrénaliennes
observées dans l’espèce féline (hypocorticisme, hyperaldostéronisme primaire et
hypercorticisme spontané). La description des affections de la médullosurrénale seront
restreintes à la pathologie tumorale, par la description des phéochromocytomes.
Enfin, les traitements actuels, médicaux et chirurgicaux, de ces affections surrénaliennes et
leur pronostic seront décrits.
11
12
1. ANATOMIE, HISTOLOGIE ET PHYSIOLOGIE
DES GLANDES SURRÉNALES CHEZ LE CHAT
1.1 Localisation anatomique
(Drazner, 1987 ; Barone, 1996 ; Dyce et al., 2002 ; Martin et Crump, 2003 ; Frank, 2013)
Les glandes surrénales sont des glandes paires qui ont été dénommées ainsi en raison de
leur localisation anatomique chez l’Homme.
Chez les carnivores domestiques, chaque glande surrénale est située dans l’espace
rétropéritonéal, crâniomédialement à chaque rein.
Une glande surrénale est constituée de deux parties, d’origine embryologique, de
morphologie et de fonctions différentes :
- Le cortex surrénalien, appelé aussi corticosurrénale, est la partie externe de la glande. Il
compose 80 à 90 % de la masse surrénalienne.
- La médulla surrénalienne, dénommée médullosurrénale, correspond à la partie interne de la
glande.
Chez les mammifères, une capsule conjonctive réunit ces deux parties au sein d’un même
organe.
La figure 1 présente l’anatomie topographique des glandes surrénales et la figure 2 leur
localisation en coupe transversale.
La glande surrénale gauche est située médialement au pôle crânial du rein gauche, dans
l’espace formé par l’aorte abdominale et l’artère rénale gauche. Elle est localisée plus
précisément dorsolatéralement à l’aorte, ventralement au muscle psoas mineur (au niveau de
la deuxième vertèbre lombaire), crânialement aux artères et veines rénales, dorsalement au
lobe gauche du pancréas et caudalement aux artères cœliaques et mésentérique crâniale. Ses
faces dorsale et ventrale sont marquées respectivement par le passage de l’artère et de la veine
phrénico-abdominales gauches.
La glande surrénale droite est située plus crânialement que la gauche, entre le bord
crâniomédial du rein droit (près du hile rénal) et la surface latérale de la veine cave caudale.
La veine phrénico-abdominale droite chemine en face ventrale de la surrénale droite, ainsi que
la veine cave caudale qui est liée à la glande par du tissu conjonctif. L’artère phrénicoabdominale droite passe en face dorsale de la surrénale droite.
La glande surrénale droite est entourée dorsalement par le muscle psoas mineur (au niveau de
la treizième vertèbre thoracique), médialement par la veine cave caudale, ventrolatéralement
par le rein droit, crânioventralement par le lobe latéral droit du foie et caudalement par les
artères et veines rénales ainsi que par les artères cœliaque et mésentérique crâniale.
Chez le chat, les glandes surrénales ont une forme ovoïde. Elles sont plus globuleuses
que chez le chien, qui possède des surrénales généralement étroites et allongées. La surrénale
gauche du chat est légèrement aplatie dorsoventralement en partie crâniale (Peterson et al.,
1994 ; Combes et Saunders, 2014).
13
Les glandes surrénales chez le chat adulte pèsent entre 0,35 et 0,40 grammes (Peterson et
al., 1994). Elles mesurent entre 3,7 et 4,6 mm de diamètre pour une longueur moyenne
d’environ 11 mm (Combes et al., 2014).
Figure 1 : Schéma de l’anatomie topographique des glandes surrénales chez les carnivores
domestiques (d’après Drazner, 1987).
Figure 2 : Schéma d’une coupe transversale au niveau de la deuxième vertèbre lombaire, chez
les carnivores domestiques (d’après Johnston, 1988).
14
1.2 Vascularisation
(Drazner, 1987 ; Barone, 1996)
1.2.1 Système artériel
Les glandes surrénales sont des organes richement vascularisés. Chez les carnivores et
chez l’Homme, l’aorte émet directement, crânialement à l’artère rénale, une artère surrénale
moyenne pour chaque glande.
Un plexus vasculaire se forme à la surface dorsale de chaque glande, qui reçoit, en plus de
l’artère surrénale moyenne, des rameaux vasculaires issus de plusieurs artères dont les artères
phrénique, rénale, lombaire et cœliaque.
De plus, chez les carnivores uniquement, l’artère abdominale crâniale ou l’artère
mésentérique crâniale émet de frêles rameaux au sein des surrénales.
Ce plexus vasculaire capsulaire donne naissance à des artérioles corticales qui forment
un plexus sous-capsulaire. Ce dernier émet des vaisseaux sinusoïdes irriguant les zones du
cortex. Les artérioles corticales cheminent ensuite verticalement vers la médulla en se
ramifiant en capillaires, formant un plexus médullaire.
Des anastomoses existent entre les réseaux capillaires de la cortico et ceux de la
médullosurrénale à la limite corticomédullaire.
1.2.2 Système veineux
Des veines collectrices de chaque plexus (corticosurrénalien et médullosurénalien)
assurent le drainage veineux de l’organe. Chaque glande surrénale possède une veine
suprarénale caudale qui chemine vers la veine cave caudale ou la veine rénale correspondante.
Les carnivores possèdent également une ou plusieurs courtes veines accessoires (les affluents
suprarénaux crâniaux), qui se jettent dans les veines voisines dont la veine abdominale
crâniale.
1.3 Drainage lymphatique
Chez le chat, les glandes surrénales sont drainées par les vaisseaux afférents issus du
lymphocentre lombaire. Les nœuds lymphatiques lombo-aortiques sont localisés de part et
d’autre de l’aorte et de la veine cave caudale (dorsalement à ces vaisseaux) ainsi qu’en regard
du hile rénal.
Leur nombre est variable, en général entre deux et dix. Ils sont exceptionnellement absents ou
au nombre de 20 (Barone, 1996).
1.4 Innervation
Les glandes surrénales sont très innervées. La corticosurrénale est traversée par des
fibres nerveuses sympathiques amyéliniques, qui se prolongent dans la médullosurrénale.
Celles-ci sont issues des cornes ventrales de la moelle épinière et cheminent à travers le nerf
grand splanchnique (Drazner, 1987 ; Combrisson, 2011).
15
1.5 Embryogénèse et organisation histologique des
glandes surrénales
(Chastain et Ganjam, 1986 ; Drazner, 1987 ; Cordonnier et Fontaine, 2005 ; Hullinger et
Andrisani, 2006)
1.5.1 Embryogenèse
La corticosurrénale et la médullosurrénale sont réunies tardivement au cours de
l’embryogenèse. Leur origine embryologique est différente : la corticosurrénale provient du
mésoderme tandis que la médullosurrénale est d’origine neuro-ectodermique.
Le schéma présenté en figure 3 résume les grandes étapes de la formation des glandes
surrénales chez les carnivores domestiques.
Les corticosurrénales se forment en région dorsale de la cavité cœlomique. L’épithélium
cœlomique recouvre trois paires de crêtes mésoblastiques qui formeront à la fin de
l’organogenèse, les reins, les gonades et les corticosurrénales.
Des proliférations de cellules épithéliales cœlomiques forment des couronnes cellulaires
autour de la médullosurrénale. Elles donnent naissance à une corticosurrénale fœtale, puis à
une corticosurrénale permanente qui entoure la première couronne cellulaire formée. Une
capsule conjonctive se met ensuite en place, ce qui individualise l’organe. Chez les carnivores
domestiques, la corticosurrénale fœtale régresse après la naissance.
La médullosurrénale provient du regroupement, de la multiplication puis de la
différenciation des phéochromoblastes. Cette population cellulaire est issue des crêtes
neurales, elle a donc une origine neuro-ectodermique.
Les phéochromoblastes colonisent le mésoderme des ébauches corticosurrénaliennes donnant
ainsi naissance à la médulla surrénalienne. Ces cellules constituent également une chaîne de
paraganglions de part et autre de l’aorte, ainsi que des cellules argentaffines s’intégrant aux
épithéliums respiratoires et digestifs.
Figure 3 : Schéma des principales étapes de la formation des glandes surrénales chez les
carnivores domestiques.
16
1.5.2 Description histologique de la corticosurrénale
Au faible grossissement du microscope optique, la glande surrénale des carnivores
domestiques apparaît comme étant un organe encapsulé comportant deux structures
concentriques. La corticosurrénale est la partie externe de la glande et constitue environ les
deux tiers de son épaisseur. Elle est ferme et de couleur jaune. Le tiers restant est formé par la
médullosurrénale qui compose la partie interne de la glande. Elle est de consistance molle et
de couleur brune.
La figure 4 présente une image de coupe histologique de cet organe.
La corticosurrénale est limitée par une capsule conjonctive qui envoie des cloisons vers
l’intérieur de la glande. Les cellules composant le cortex sont séparées par des capillaires de
type fenêtré. A partir de l’âge de trois mois, trois zones concentriques sont bien définies
(Chastain et Ganjam, 1986) :
- la zone glomérulée est la partie la plus externe de la corticosurrénale. C’est une fine couche
qui constitue entre 15 et 25 % de l’épaisseur du cortex surrénalien. Elle est formée par des
cordons de petites cellules épithéliales, d’environ 15 x 8 µm, plus larges que hautes.
Chez les carnivores ainsi que chez les équidés et les porcs, la zone glomérulée est aussi
appelée « zone des arcs » en raison de la disposition des cellules en arc (cellules convexes
vers la périphérie).
Au microscope optique, le cytoplasme apparaît légèrement basophile en raison de la présence
de ribosomes et d’un réticulum endoplasmique granuleux. Des figures de mitoses peuvent être
observées au sein du noyau, qui est de forme ovoïde et qui contient une chromatine fine.
- la zone fasciculée constitue la couche la plus importante de la corticosurrénale puisqu’elle
compose entre 60 et 80 % de son épaisseur. Elle est formée par de larges cordons organisés en
faisceaux parallèles verticaux qui convergent vers le centre de l’organe. Les cordons sont
formés de grandes cellules épithéliales polyédriques (environ 25 µm), qui prolongent ceux de
la zone glomérulée.
Au microscope optique, le cytoplasme apparaît acidophile et légèrement vacuolisé. De
nombreuses et volumineuses enclaves lipidiques y sont présentes. Les cellules sont aussi
appelées spongiocytes car les lipides intracytoplasmiques sont dissous par les bains de toluène
sur les coupes en paraffine, ce qui donne aux cellules un aspect spongieux.
- la zone réticulée est la couche interne de la corticosurrénale, elle forme entre 5 et 15 % de
son épaisseur. Elle est composée de cordons de cellules orientés de façon aléatoire qui
s’anastomosent en formant des amas. La structure histologique des cellules de la zone
réticulée est très proche de celle de la zone fasciculée.
En microscopie optique, les cellules présentent un noyau sphérique central volumineux à
chromatine dense périphérique. Quelques cellules en dégénérescence, au noyau pycnotique et
au cytoplasme hyperacidophile, sont présentes dans cette partie du cortex.
La zone réticulée se distingue des deux autres zones corticales, par la présence de granulations
pigmentaires brunes dans le cytoplasme des cellules glandulaires (colorées à l’hémalunéosine). Elles correspondent aux lipofuscines, pigments issus du catabolisme lipidique.
Les cellules glandulaires des trois zones de la corticosurrénale présentent au
microscopique électronique un abondant réticulum endoplasmique lisse, un volumineux
appareil de Golgi, de nombreuses mitochondries à crêtes tubulaires rondes ou ovoïdes, ainsi
que de grandes enclaves lipidiques (plus petites en zone glomérulée).
17
Cet aspect est caractéristique des cellules endocrines synthétisant des hormones stéroïdes à
partir de molécules lipidiques. Les gouttelettes lipidiques intracytoplasmiques contiennent
notamment du cholestérol et des intermédiaires lipidiques.
La zone glomérulée synthétise des minéralocorticoïdes, tandis que les zones fasciculée
et réticulée sécrètent des glucocorticoïdes ainsi que des stéroïdes sexuels.
1.5.3 Organisation histologique de la médullosurrénale
La médullosurrénale compose la partie centrale de l’organe. Elle contient des cordons
sans orientation préférentielle, composés de grandes cellules polygonales granuleuses,
associées à des capillaires sanguins de type fenêtré. Ces cellules étaient anciennement
appelées « cellules chromaffines » en raison de leur coloration brune en présence de sels de
chrome. Cette coloration met en évidence la présence de granulations cytoplasmiques
osmiophiles d’environ 150 à 350 nm de diamètre. Ces granules neuro-sécrétoires sont le siège
de la production des catécholamines. L’oxydation des amines, en présence d’un fort agent
oxydant, s’accompagne de la formation d’un pigment brun, d’où la coloration évoquée.
Il existe deux types de cellules dans la médullosurrénale :
- Des cellules sombres, au cytoplasme basophile, également appelées cellules épinéphrines
car elles sécrètent de l’adrénaline. Elles sont majoritaires puisqu’elles forment 80 % des
cellules médullosurrénaliennes. Les granulations cytoplasmiques, présentes en faible quantité,
sont sphériques et de petite taille. Ces cellules sont qualifiées de hyalochromes car leur
cytoplasme est peu granuleux, elles ont donc moins d’affinité pour les sels de chrome que le
deuxième type de cellules.
- Des cellules claires, au cytoplasme sans réelle coloration, minoritaires (20 %), appelées
cellules norépinephrines car elles sécrètent de la noradrénaline. Dans leur cytoplasme, les
granulations sont nombreuses et volumineuses. La densité des granules explique l’appellation
de « cellules rhagiochromes » (aspect de grain de raisin).
L’ultrastructure des cellules glandulaires de la médullosurrénale, révélée par
microscopie électronique, montre la présence d’un volumineux noyau, d’organites de
synthèse (réticulum endoplasmique rugueux, appareil de Golgi, mitochondries à crêtes
lamellaires) ainsi que des grains de sécrétion évoqués précédemment.
Les cellules de la médullosurrénale synthétisent, stockent, et libèrent de l'adrénaline, de
la noradrénaline ainsi que divers peptides. Elles sont innervées par des fibres nerveuses
sympathiques pré-ganglionnaires cholinergiques. Leurs extrémités contiennent des vésicules
synaptiques. Il se forme une jonction neuro-épithéliale qui correspond à une synapse de type
neuro-glandulaire.
18
Figure 4 : Image d’une coupe histologique de surrénale de chat observée au microscope
optique. a) faible grossissement) Ŕ b) agrandissement du cortex surrénalien (Coloration :
Hémalun - Éosine. Crédits photographiques : unité pédagogique d’histologie et d’anatomie
pathologique – École Nationale Vétérinaire d’Alfort).
a)
b)
19
1.6 Physiologie des glandes surrénales
(Chastain et Ganjam, 1986 ; Drazner, 1987 ; Combrisson, 2011)
Les glandes surrénales ont la particularité de présenter deux systèmes endocriniens
distincts au sein du même organe. Le cortex surrénalien synthétise des minéralocorticoïdes et
des glucocorticoïdes, tandis que la médullosurrénale produit des catécholamines.
1.6.1 Sécrétion, actions et régulation des minéralocorticoïdes
1.6.1.1 Synthèse de l’aldostérone
La zone glomérulée de la corticosurrénale synthétise des minéralocorticoïdes, dont le
seul ayant un rôle biologique et une production soumise à régulation est l’aldostérone.
Les minéralocorticoïdes sont synthétisés à partir du cholestérol, qui provient
majoritairement des lipoprotéines circulantes de faible densité. Les cinq étapes de la
production d’aldostérone à partir du cholestérol chez les carnivores domestiques sont
résumées sur la figure 5.
La dernière étape de la synthèse de l’aldostérone est assurée par l’aldostérone synthase, une
enzyme uniquement synthétisée dans les cellules de la zone glomérulée du cortex surrénalien.
L’aldostérone circule majoritairement (environ 70 %) sous forme libre (Drazner, 1987).
Les formes liées le sont le plus souvent à l’albumine. Sa demi-vie est de 20 à 30 minutes
(Chastain et Ganjam, 1986 ; Drazner, 1987).
L’aldostérone est métabolisée par le foie.
L’aldostéronémie chez des chats sains varie fortement. Javadi et al. (2004) ont mesuré le
taux basal d’aldostérone plasmatique chez 130 chats sains. Celui-ci était compris entre 10 et
800 pmol/L (avec une moyenne de 235 pmol/L).
Figure 5 : Étapes de la synthèse de l’aldostérone dans la zone glomérulée de la
corticosurrénale.
20
1.6.1.2 Effets de l’aldostérone sur l’organisme
L’aldostérone est une molécule vitale pour l’organisme car elle a un rôle essentiel dans
l’homéostasie cellulaire en ions sodium et potassium.
L’aldostérone a une action rénale fondamentale : elle stimule la réabsorption active de
sodium par le tube contourné distal et par la première partie du tube collecteur. Cette rétention
de sodium se produit avec une sécrétion concomitante de potassium et d’ions hydrogène. Cet
échange se réalise en équivalent ionique. La réabsorption sodique conduit à une réabsorption
passive d’eau.
Physiologiquement, la volémie est régulée par l’action de la vasopressine (Feldman et al.,
2015). Lors d’hypovolémie, l’augmentation de la production d’aldostérone entraîne une
hausse de la natrémie, et par voie de conséquence, une augmentation de la volémie.
L’aldostérone participe au maintien de la pression artérielle systémique par augmentation du
volume extracellulaire et par une augmentation de la résistance périphérique totale
(Djajadiningrat-Laanen et al., 2011).
L’augmentation de la concentration plasmatique d’aldostérone a également des effets
sur d’autres organes que le rein : elle induit une augmentation de la réabsorption active de
sodium dans tous les organes dont la membrane plasmique peut permettre l’échange sodiumpotassium. C’est le cas des reins mais aussi des glandes salivaires, du tractus gastro-intestinal
(en particulier du côlon), et des glandes sudoripares.
L’aldostérone se lie à des récepteurs intracellulaires spécifiques, induisant ainsi la
synthèse de protéines qui codent pour le transfert des ions.
1.6.1.3 Régulations de la sécrétion de l’aldostérone
La production et la synthèse d’aldostérone sont régulées par plusieurs facteurs. Les
concentrations plasmatiques en angiotensine II et en potassium sont ceux qui prédominent.
Parmi les autres acteurs de cette régulation, il y a la concentration extracellulaire en sodium et
en hormone adrénocorticotrope (ACTH). Le peptide atrial natriurétique a un faible rôle
inhibiteur sur la sécrétion d’aldostérone (Chastain et Ganjam, 1986).
Le système rénine-angiotensine-aldostérone est un système de régulation complexe
faisant intervenir différents organes. C’est le système de base de la sécrétion d’aldostérone.
Les principales réactions et les effets intervenant dans ce système sont présentés figure 6.
Des signaux induisent dans le rein la sécrétion de rénine, une enzyme synthétisée par les
cellules myoépithélioïdes de l’appareil juxtaglomérulaire rénal.
La rénine induit la production d’angiotensine I dans le plasma. L’angiotensine I est un peptide
résultant du clivage de l’angiotensinogène, une globuline produite par le foie.
L’angiotensine I est ensuite convertie en angiotensine II, grâce à l’enzyme de conversion de
l’angiotensine, produite par l’endothélium vasculaire.
L’angiotensine II contrôle la sécrétion d’aldostérone par les cellules de la zone glomérulée des
glandes surrénales. Elle a également une action vasoconstrictrice.
Les signaux induisant la production et la sécrétion de rénine, base de toute cette cascade de
réactions, sont divers : une diminution de la pression sanguine, une hypovolémie
(hémorragie), une diminution du débit sanguin au niveau des artères rénales (détectée par des
barorécepteur présents dans les artérioles afférentes), une diminution de la natrémie ou encore
une stimulation du système sympathique.
Par ses effets, l’aldostérone permet de rétablir la volémie, et donc la pression artérielle, et de
maintenir les équilibres ioniques.
21
Figure 6 : Schéma illustrant le système rénine-angiotensine-aldostérone.
D’autres signaux, ne passant pas par le système rénine-angiotensine-aldostérone
peuvent modifier la sécrétion d’aldostérone.
Une augmentation de la kaliémie a un effet direct puissant sur la zone glomérulée du
cortex surrénalien, en augmentant la production d’aldostérone. Une augmentation de 1 mEq/L
de potassium sérique peut multiplier par plus de trois la sécrétion d’aldostérone (Chastain et
Ganjam, 1986). Le potassium agit par dépolarisation des membranes des cellules de la zone
glomérulée. Une hypokaliémie induira une inhibition de la repolarisation des membranes de
ces cellules (Djajadiningrat-Laanen et al., 2011).
L’aldostérone permet l’excrétion du potassium, il s’agit donc d’un mécanisme de rétrocontrôle
qui permet de maintenir une kaliémie dans les normes.
Une importante variation de la natrémie a également une action directe sur la zone
glomérulée, mais cet ion a essentiellement un rôle régulateur dans la sensibilité des cellules
aux facteurs qui permettent la sécrétion d’aldostérone.
En moindre mesure, la concentration plasmatique en ACTH a une influence modulatrice
sur la régulation de l’aldostérone (Martin et Crump, 2003).
Des processus régulateurs inhibiteurs existent, notamment le peptide atrial natriurétique
(ANP), produit par la paroi des oreillettes. Cette molécule a notamment une action inhibitrice
sur la sécrétion d’aldostérone.
La figure 7 résume les différents facteurs de régulation de la sécrétion d’aldostérone, ainsi que
les principaux effets sur l’organisme de ce minéralocorticoïde.
22
Figure 7 : Schéma illustrant les facteurs de régulation de la régulation de l’aldostérone et ses
principaux effets.
1.6.2 Sécrétion, actions et régulation des glucocorticoïdes
Les zones fasciculée et réticulée de la corticosurrénale sécrètent des hormones
stéroïdes : les glucocorticoïdes d’une part, et des stéroïdes sexuels (des androgènes et des
œstrogènes) d’autre part. Ces derniers sont principalement sécrétés dans l’organisme par les
gonades.
1.6.2.1 Synthèse du cortisol
Les glucocorticoïdes regroupent le cortisol, l’hydrocortisone et la corticostérone, mais
chez les Mammifères, le cortisol prédomine, à l’exception des rongeurs chez lesquels la
corticostérone est prédominante.
Ces corticostéroïdes sont synthétisés à partir du cholestérol, lui-même issu des lipoprotéines
de basse densité ou de l’acétate. La synthèse des différentes molécules (dont les étapes sont
indiquées à la figure 8), se réalise dans le réticulum endoplasmique lisse et dans les
mitochondries à crêtes tubulaires des cellules des zones fasciculée et réticulée des
corticosurrénales.
Il n’existe pas de stockage des hormones au sein des cellules stéroïdogènes, elles sont
sécrétées immédiatement après leur biosynthèse.
Contrairement aux chiens, dont environ 55 % du cortisol et de ses métabolites sont
sécrétés dans les urines, chez le chat, les glucocorticoïdes sont éliminés majoritairement par le
foie.
23
Le cortisol subit des transformations hépatiques, notamment des conjugaisons, qui rendent les
stéroïdes hydrosolubles et pouvant être excrétés majoritairement dans la bile et, dans une
moindre mesure, dans les urines. Ceci est expliqué par la différence d’activité (plus faible
chez le chat par rapport au chien) de l’enzyme glucuronyl transférase hépatique (Goossens et
al., 1995).
Il existe également une faible élimination directe urinaire par filtration glomérulaire d’une
partie du cortisol plasmatique libre, évaluée à 1,85 % par Goossens et al. (1995).
D’après une étude menée sur 130 chats sains par Javadi et al. (2004), la concentration
plasmatique basale en cortisol chez le chat est comprise entre 0,4 et 160 µg/L (avec une
moyenne de 28 µg/L). D’autres auteurs obtiennent des valeurs basales de cortisol
systématiquement inférieures à 50 µg/L (Gunn-Moore et Simpson, 2013-b).
Cette concentration peut varier énormément en fonction de l’état de stress de l’animal avant et
au moment de la prise de sang.
Figure 8 : Étapes de la synthèse du cortisol dans les zones fasciculée et réticulée des
corticosurrénales.
1.6.2.2 Effets des glucocorticoïdes sur l’organisme
Le cortisol, et plus généralement les glucocorticoïdes, ont une action sur de très
nombreux organes. Ils ont un rôle fondamental dans la régulation du métabolisme glucidique,
lipidique et protéique.
Le cortisol est actif lorsqu’il est libre dans le sang. Sa demi-vie est de 60 à 90 minutes
mais ses effets persistent plus longtemps en raison de son action intracellulaire (formation
d’acides ribonucléiques messagers stables) (Drazner, 1987).
80 à 90 % du cortisol est lié à des protéines de transport, essentiellement à la transcortine (une
globuline plasmatique) et secondairement à l’albumine.
24
Les glucocorticoïdes sont hyperglycémiants car ils stimulent la glycogenèse et la
néoglucogenèse à partir de protides dans le foie. Ils stimulent également le catabolisme
protéique et lipidique.
Ils ont un rôle anti-inflammatoire et immunosuppresseur, augmentent la résistance à l’insuline
(effet hyperglycémiant) et participent au maintien de la pression sanguine. Les effets des
glucocorticoïdes sur différents organes cibles sont présentés dans le tableau 1.
Les glucocorticoïdes ont également un faible effet minéralocorticoïde en permettant une
rétention de sodium et d’eau ainsi qu’une activation de l’élimination de potassium
(Combrisson, 2011).
Tableau 1 : Principaux effets physiologiques des glucocorticoïdes.
Organes ou système cible
Foie
Reins
Estomac
Intestins
Os
Tissu adipeux
Muscles
Tissu cutané
Thymus
Vaisseaux
Appareil reproducteur
Cœur
Système sanguin
Système immunitaire
Médullosurrénale
Système nerveux
Hypothalamus
Hypophyse
Effets des glucocorticoïdes
- Augmentation de la néoglucogenèse
- Augmentation des réserves en glycogène
- Stimulation de la filtration glomérulaire
- Stimulation de la diurèse
- Effet anti-ADH (hormone antidiurétique)
- Augmentation de l’excrétion de calcium
- Augmentation de la sécrétion d’HCl et de pepsine
- Diminution de l’absorption calcique intestinale
- Rôle dans l’intégrité de la muqueuse gastro-intestinale
- Augmentation de la résorption osseuse
- Augmentation de la lipolyse
- Redistribution des masses graisseuses
- Augmentation du catabolisme protéique (amyotrophie)
- Faiblesse musculaire (asthénie)
- Augmentation du catabolisme protéique : amincissement
de la peau, diminution de la synthèse de collagène,
diminution de la formation du tissu de granulation
(cicatrisation diminuée)
- Modification du métabolisme calcique : calcinose cutanée
- Catabolisme des tissus lymphoïdes
- Artérosclérose (accroissement des lipides et du cholestérol
dans le sang)
- Déclenchement du part
- Maintien de la contractilité cardiaque : effets inotrope et
chronotrope positifs
- Éosinopénie
- Neutrophilie
- Polyglobulie
- Érythrocytose
- Lymphopénie
- Thrombocytose
- Diminution de l’immunité
- Diminution de la réponse inflammatoire
- Augmentation de la production d’adrénaline
- Psychotonique euphorisant
- Diminution de la sécrétion du CRH (corticolibérine)
- Diminution de la sécrétion de l’ACTH
- Diminution de la sécrétion de TSH (thyréostimuline)
25
1.6.2.3 Régulations de la sécrétion du cortisol
La sécrétion des glucocorticoïdes (ainsi que la production des stéroïdes sexuels par les
glandes surrénales) est dépendante de la concentration plasmatique de l’ACTH.
L’ACTH est un polypeptide de 39 acides aminés sécrété par les cellules corticotropes de
l’adénohypophyse. Il atteint les cellules des zones fasciculée et réticulée des glandes
surrénales par la circulation systémique (Drazner, 1987).
L’ACTH stimule la sécrétion du cortisol par un système de transduction du signal classique :
l’hormone se lie à des récepteurs spécifiques présents à la surface des cellules des zones
fasciculée et réticulée, ce qui induit un signal intracellulaire qui aboutit à catalyser la
conversion du cholestérol en prégnenolone, étape limitante de la synthèse du cortisol.
Le temps de demi-vie de l’ACTH est évalué entre 5 à 10 minutes.
La stimulation de la stéroïdogenèse n’est pas instantanée car il n’existe pas de stocks de
glucocorticoides préformés. Un temps de latence d’environ 10 à 15 minutes est constaté entre
la stimulation des surrénales par l’ACTH et la libération de glucocorticoïdes (Drazner, 1987).
L’ACTH a également un rôle trophique sur les zones fasciculée et réticulée des
corticosurrénales (Combrisson, 2011).
La sécrétion d’ACTH est sous le contrôle principal de la corticolibérine (CRH), un
polypeptide sécrété par les noyaux paraventriculaires de l’hypothalamus en réponse à divers
stimuli. Ces derniers peuvent provenir des centres du cerveau, notamment en cas de stress
(hypoglycémie, peur, contrainte, variation de température, affection chronique telle que le
diabète sucré) ou de la concentration en cortisol plasmatique.
La CRH circule ensuite par le système porte hypothalamo-hypophysaire. Cette hormone
stimule des clivages protéolytiques des précurseurs polypeptidiques de l’ACTH (notamment
la pro-opiomélanocortine) au niveau de l’adénohypophyse.
La libération d’ACTH est également influencée par un autre peptide hypothalamique : la
vasopressine (VP).
Les sécrétions d’ACTH et de CRH sont inhibées par des concentrations plasmatiques élevées
en glucocorticoïdes (et autres corticostéroïdes). Il s’agit d’un mécanisme de rétrocontrôle
négatif. L’axe de régulation hypothalamo-hypophysaire est résumé sur le schéma figure 9.
Les concentrations plasmatiques en ACTH, et donc celles en glucocorticoïdes, sont
physiologiquement variables selon les heures de la journée. La libération de cortisol se réalise
de manière pulsatile. En effet, 8 à 16 pics de sécrétions sont décrits chez le chien et le chat
(Goy-Thollot et Arpaillange, 2000).
Chez le chat, un important pic d’ACTH (et donc de cortisol) serait produit le soir,
contrairement aux chiens et à l’Homme dont le pic le plus significatif se produit le matin
(Drazner, 1987). Cependant, les expériences le démontrant sont remises en cause par le faible
nombre d’échantillons de ces études, et par le facteur stress qui modifie considérablement la
fiabilité des mesures de la cortisolémie chez l’animal (Peterson et al., 1994).
L’influence du rythme circadien sur la sécrétion de cortisol serait expliquée par l’action de la
mélatonine produite par l’épiphyse, qui stimule la sécrétion hypothalamique de CRH.
Enfin, il est à noter qu’en absence d’ACTH, il existe une sécrétion basale faible de
glucocorticoïdes, d’environ 10 % de sa valeur usuelle (Drazner, 1987).
26
Figure 9 : Schéma illustrant l’axe corticotrope.
1.6.3 Physiologie de la médullosurrénale
1.6.3.1 Synthèse et sécrétion des catécholamines
La médullosurrénale est un tissu neuro-endocrinien qui synthétise et sécrète des
catécholamines, principalement l'adrénaline et la noradrénaline, ainsi que des endorphines et
de la chromogranine (Combrisson, 2011).
L’adrénaline et la noradrénaline sont synthétisées à partir de l’acide aminé tyrosine.
L’adrénaline est issue de la méthylation de la noradrénaline par la phényl-éthanolamineNméthyl-transférase (PNMT), une enzyme existant uniquement au sein des glandes surrénales.
La figure 10 décrit les étapes de la biosynthèse des catécholamines.
Physiologiquement, un taux cytoplasmique élevé de noradrénaline induit un
rétrocontrôle négatif sur sa propre production, en inhibant la tyrosine hydroxylase, une
enzyme catalysant l’étape limitante de la synthèse des catécholamines (Martin et Crump, 2003 ;
Fujisawa et Okuno, 2005).
L’adrénaline est sécrétée majoritairement chez les carnivores domestiques, en raison de
la structure anatomique de la glande surrénale, où le cortex entoure l’intégralité de la
médullosurrénale. En effet, les glucocorticoïdes synthétisés par les zones fasciculée et
réticulée du cortex surrénalien stimulent la PNMT. Chez les espèces où le cortex est séparé de
la médulla, comme chez les Sélaciens, la noradrénaline prédomine car sa méthylation ne se
réalise pas avec le même niveau d’activité (Combrisson, 2011).
Le ratio adrénaline / noradrénaline varie selon les espèces. Chez le chat, l’adrénaline constitue
60 % des catécholamines sécrétées par les médullosurrénales, contre 70 % chez le chien
(Martin et Crump, 2003 ; Feldman et al., 2015).
27
Les cellules chromaffines stockent ces hormones dans des granules de sécrétion et les
excrètent dans la circulation sanguine. Physiologiquement, cette libération se réalise en faible
quantité mais elle peut augmenter très rapidement en cas de perception de signaux
stimulateurs.
La demi-vie des catécholamines est évaluée à moins de cinq minutes. Leur excrétion fait
suite à des séries de conversions en différents métabolites, majoritairement par voie urinaire,
et, dans une moindre mesure, par voie hépatique (Chastain et Ganjam, 1986 ; Drazner, 1987 ;
Martin et Crump, 2003).
Figure 10 : Étapes de la biosynthèse de l’adrénaline et de la noradrénaline.
1.6.3.2 Rôles des catécholamines sur l’organisme
La sécrétion de noradrénaline se réalise essentiellement de façon localisée, par les
terminaisons des fibres sympathiques.
La libération d’adrénaline dans la circulation, par la médullosurrénale, est une réponse
adaptative à des situations de danger et de stress, telles que la douleur, l’hypotension, des
hémorragies, une hypoxie, une hypoglycémie ou encore une exposition au froid.
En effet, les catécholamines ont une action sur le système cardiovasculaire et sur le
métabolisme glucidique : elles sont hypertensives, tachycardisantes et hyperglycémiantes.
L’adrénaline a un effet hyperglycémiant plus marqué que la noradrénaline qui, elle, a une
action plus hypertensive.
Les différents effets des catécholamines sur leurs organes cibles sont résumés dans le tableau
2.
28
Tableau 2 : Principaux effets physiologiques des catécholamines (d’après Martin et Crump,
2003 ; Feldman et al., 2015).
Organe cible
Récepteurs
Cœur
β1
Vaisseaux sanguins
Plaquettes sanguines
Rate (capsule)
α1-β2
α2
α1
Yeux
α1-β2
Poumons
α1-β2
Estomac
α1-β2
Tractus gastro-intestinal
α1-α2-β2-β3
Foie
α1-β2
Pancréas
α2-β2
Reins
α1-β1-β2
Vessie
α-β2
Utérus
α1-β2
Ovaires
Testicules
Prostate
β
β
α1
Peau
α1
Muscles squelettiques
β2
Tissu adipeux
α2-β1-β2- β3
Hypophyse
α2-β1
Thyroïdes
β
Parathyroïdes
β
Effets
Augmentation du rythme cardiaque, de la
contractilité et de la conduction
Vasoconstriction (α1), dilatation (β2)
Augmentation de l’aggrégation plaquettaire
Expulsion de sang
Mydriase (α1), relaxation des muscles ciliaires
(β2)
Relaxation des muscles lisses bronchiques (β2),
diminution (α1) ou augmentation (β2) des
sécrétions
Diminution de la motilité et augmentation de la
sécrétion de gastrine (β2), contraction du
sphincter (α1)
Diminution (β2) ou augmentation (β3) de la
motilité, contraction des sphincters (α1, β2),
inhibition des sécrétions (α2)
Augmentation de la glycogénolyse et de la
glycogénogenèse (α1, β2)
Augmentation de la conversion périphérique T4
(thyroxine) en T3 (triiodothyronine) (β2)
Diminution (α2) ou augmentation (β2) de la
sécrétion de l’insuline et de glucagon
Diminution (α1) ou augmentation (β1) de la
sécrétion de rénine, augmentation de la sécrétion
d’érythropoïétine (β1)
Augmentation de la conversion périphérique T4
en T3 (β2)
Relaxation du détrusor (β2), contraction du
sphincter (α)
Gestation : contraction (α1), relaxation (β2).
Non gestante : relaxation (β2)
Augmentation de la sécrétion de progestérone
Augmentation de la sécrétion de testostérone (β)
Augmentation de la contraction, éjaculation
Augmentation des sécrétions des glandes
sudoripares, contraction des muscles
horripilateurs
Augmentation de la contractilité et de la
glycogénolyse
Diminution (α2) ou augmentation (β1, β2, β3) de
la lipolyse
Diminution (α2) ou augmentation (β1) de la
sécrétion d’ADH, augmentation de la sécrétion
de mélatonine
Follicules : augmentation de la sécrétion de T3
et T4.
Cellules C : augmentation de la sécrétion de
calcitonine
Augmentation de la sécrétion de la
parathormone
29
1.6.3.3 Régulation de la sécrétion d’adrénaline
La sécrétion d’adrénaline est régulée par le système nerveux sympathique. En effet, des
fibres nerveuses non myélinisées pré-ganglionnaires, qui sont issues des cornes ventrales de la
moelle épinière (sous influence des centres supérieurs), innervent les cellules chromaffines, à
travers le nerf grand splanchnique. Lorsque ce nerf est stimulé, à la faveur d’un stress par
exemple, la sécrétion d’adrénaline augmente, et inversement lorsqu’il est inhibé (Combrisson,
2011).
Les cellules de la médullosurrénales appartiennent donc au système nerveux sympathique car
elles sont l’équivalent des neurones post-ganglionnaires du système sympathique. Elles sont
stimulées par une synapse neuro-glandulaire cholinergique.
La figure 11 résume la régulation de la sécrétion des catécholamines.
Figure 11 : Schéma illustrant la régulation de la sécrétion de l’adrénaline et de la
noradrénaline.
1.6.4 Communications
médullosurrénale
entre
le
cortex
surrénalien
et
la
Chez les mammifères, il existe des anastomoses entre les capillaires de la
corticosurrénale et ceux de la médullosurrénale. Ce système rend possible des
communications entre le cortex et la médulla.
Nous avons vu que les glucocorticoïdes avaient une influence sur la production d’adrénaline
en stimulant la dernière étape de sa synthèse. Les glucocorticoïdes circulent d’abord dans la
médullosurrénale avant d’atteindre la circulation systémique. L’effet hyperglycémiant des
glucocorticoïdes se trouve donc renforcé par l’adrénaline.
L’adrénaline a également un effet stimulant sur la sécrétion du cortisol par le cortex
surrénalien (Feldman et al., 2015).
30
2. EXPLORATION DES GLANDES SURRÉNALES
PAR IMAGERIE MÉDICALE CHEZ LE CHAT
2.1 Examen radiographique
Chez un chat sain, la radiographie ne permet pas de visualiser les glandes surrénales. En
effet, ce sont des organes de petite taille qui ont une opacité radiographique comparable aux
tissus mous les entourant (Frank, 2013).
En cas d’affections, les glandes surrénales ont parfois un aspect atypique qui peut les
rendre visibles à la radiographie. Ceci est le cas si elles augmentent de taille, en raison de la
présence d’une masse par exemple. Ces différents cas de figure seront présentés lors des
descriptions des maladies concernées, en partie 4.2.3.3 et 4.3.3.4.
Des calcifications surrénaliennes sont parfois observées mais elles ne sont pas
spécifiques. Elles existent chez 33 % des chats âgés sains (Barthez et al., 1998 ; Flood et al.,
1999 ; Ash et al., 2005 ; Franck, 2013)
La radiographie est un examen peu coûteux et accessible, qui présente un intérêt dans la
réalisation d’un bilan d’extension thoracique pré-chirurgical lors d’un diagnostic de tumeur
surrénalienne. Des métastases pulmonaires peuvent parfois être visibles, mais ce n’est pas le
cas si elles sont inférieures à 3 mm (Rijnberk et al., 2001 ; Cross et al., 2012).
2.2 Examen échographique
L’échographie est un outil de plus en plus utilisé en pratique courante pour observer les
organes de la cavité abdominale.
L’examen échographique des surrénales a été pendant longtemps difficile voire jugé
impossible, en raison notamment de la petite taille de cet organe, de son positionnement
profond dans la cavité abdominale, de l’interposition de structures vasculaires et digestives et
d’une échogénicité considérée comme proche des tissus environnants avec le matériel de
l’époque (Barthez et al., 1998).
Grâce aux avancées techniques et aux meilleures connaissances échographiques des
praticiens, l’exploration des glandes surrénales par échographie est aujourd’hui tout à fait
réalisable chez les carnivores domestiques. Elle semble être plus facile chez le chat que chez
le chien (Zimmer et al., 2000).
L’examen échographique présente les avantages d’être non invasif, rapide, ne nécessitant pas
obligatoirement une sédation, et d’être relativement peu coûteux.
Actuellement, il est recommandé d’observer systématiquement les surrénales lors de l’examen
échographique abdominale de routine (Chetboul et al., 2005).
2.2.1 Préparation de l’animal
Il est souhaitable que l’animal soit à jeun de 8 à 12 heures pour éviter une distension de
l’estomac et la présence de gaz au niveau du pylore, ce qui pourraient gêner la visualisation
des surrénales.
31
Il est recommandé de tondre largement l’animal et d’appliquer du gel échographique sur
la zone pour établir un bon contact (sans air) entre la sonde et la peau.
L’examen doit être réalisé dans une pièce calme et sombre, avec une contention manuelle
ferme mais minimale, ceci afin d’éviter au maximum de stresser l’animal (le stress rendant la
lecture des images échographiques difficile). Une sédation n’est pas nécessaire si l’animal est
coopératif.
Le chat est généralement placé en décubitus dorsal, en inclinant légèrement l’animal
vers la droite pour visualiser la surrénale gauche et inversement.
Certains praticiens réalisent l’échographie en plaçant l’animal en décubitus latéral droit, en
posant la sonde latéralement sur le flanc gauche pour examiner la surrénale gauche.
Pour visualiser la surrénale droite, il est possible de placer l’animal en décubitus latéral
gauche, en orientant la sonde échographique crânialement à droite, en arrière de la dernière
côte, ou dans le 12ème ou 11ème espace intercostal (Chetboul et al., 2005).
2.2.2 Protocole d’examen échographique des surrénales
L’examen échographique des glandes surrénales se réalise de préférence avec une sonde
sectorielle, de fréquence comprise entre 7,5 et 10 Mhz, utilisée en mode B temps réel.
Les surrénales peuvent être visualisées selon un plan de coupe longitudinale (grand axe) ou
transversale (petit axe). La figure 12 montre des glandes surrénales saines chez un chat.
(Zimmer et al., 2000 ; Chetboul et al., 2005 ; Combes et al., 2013 ; Frank, 2013).
Pour rechercher les glandes surrénales, il faut se référer aux vaisseaux sanguins les
entourant.
Le point de départ de la recherche des glandes surrénales à l’échographie, est la
distinction entre l’aorte et la veine cave caudale. L’aorte présente des pulsations visibles et
une paroi plus épaisse et moins compressible que celle de la veine cave caudale. Cependant, si
un doute persiste, il est utile d’utiliser le Doppler. Ce dernier présente également un intérêt en
cas de doute sur une coupe de surrénale, car elle peut être interprétée à tort comme étant une
coupe de vaisseau sanguin, l’échogénicité de ces deux organes étant proche.
Pour visualiser la surrénale gauche, il convient d’identifier le pôle crânial du rein
gauche et de repérer l’aorte, puis de suivre son trajet. La surrénale gauche est localisée
crânioventralement à l’artère rénale gauche (et caudalement à l’origine de l’artère
mésentérique crâniale), dans l’espace compris entre le pôle crânial du rein gauche et l’aorte.
Pour visualiser la forme typique de la surrénale en coupe longitudinale, il est parfois
nécessaire d’effectuer une rotation de 10 à 15 degrés de la sonde, dans le sens des aiguilles
d’une montre (plan oblique crâniolatéral à caudomédial), car les glandes ne sont pas
strictement dans le plan sagittal (Barthez et al., 1998 ; Zimmer et al., 2000 ; Chetboul et al., 2005 ;
Combes et al., 2013).
La glande surrénale gauche est plus mobile que la droite, surtout chez le chat, car le rein
gauche est très mobile (Barthez et al., 1998).
La surrénale droite est généralement plus difficile à visualiser que la gauche, car elle est
en position plus crâniale et il y a plus d’interférences gazeuses dues au tube digestif
(duodénum et côlon).
Pour examiner la surrénale droite, il est conseillé de repérer, près du rein droit, la partie
crâniale de la veine cave caudale dans un plan longitudinal. Lors de la recherche de la
surrénale, il est nécessaire de garder sur l’image la veine cave caudale et de déplacer la sonde
dorsolatéralement. La glande se trouve parallèlement à la veine cave caudale, sur sa droite.
32
Par rapport au rein droit, elle se trouve crânialement et médialement au hile rénal droit. Elle
est aussi caudale au processus caudé du foie.
Pour obtenir une coupe « petit axe », il est recommandé de visualiser le rein droit
transversalement ainsi que la veine cave caudale, puis de déplacer la sonde crânialement ou
caudalement (Barthez et al., 1998 ; Zimmer et al., 2000 ; Chetboul et al., 2005 ; Combes et al.,
2013).
Le Doppler permet aussi de visualiser la veine phrénico-abdominale, qui passe ventralement à
chaque glande surrénale (Zimmer et al., 2000 ; Chetboul et al., 2005).
Figure 12 : Images échographiques des glandes surrénales gauche (a) et droite (b) saines d’un
chat européen femelle stérilisée de deux ans (Crédits photographiques : Centre Hospitalier
Universitaire Vétérinaire d’Alfort, Service d’imagerie médicale).
2.2.3 Aspect échographique des glandes surrénales
Pendant l’examen échographique, le manipulateur s’attachera à observer la forme des
surrénales ainsi que leur échogénicité, et leur taille.
2.2.3.1 La forme des surrénales
La forme est un critère subjectif, qui varie entre les manipulateurs, et qui est influencée
par l’exactitude du plan de coupe. Selon les auteurs, les glandes surrénales sont de forme
ovale, bilobée, elliptique, fusiforme ou en forme de haricot (Barthez et al., 1998 ; Zimmer et al.,
2000 ; Combes et al., 2012 ; Combes et al., 2013 ; Combes et al., 2014).
Contrairement au chien, la glande surrénale gauche et celle de droite ont une forme similaire
chez le chat (Chetboul et al., 2005 ; Combes et al., 2013).
2.2.3.2 L’échogénicité des surrénales
Les glandes surrénales sont hypoéchogènes par rapport aux tissus environnants (tissus
fibreux et graisseux rétropéritonéaux) et isoéchogènes par rapport au cortex rénal.
Elles sont entourées d’une fine couche hyperéchogène, correspondant à la graisse les
entourant (Barthez et al., 1998 ; Combes et al., 2013).
Deux zones distinctes sont parfois visualisables au sein des surrénales : un centre
hyperéchogène par rapport à la partie périphérique des glandes.
33
Dans l’étude menée par Zimmer et al. (2000) sur 20 chats sains, six d’entre eux (30 %)
possédaient des surrénales dont deux zones étaient échographiquement distinctes. Dans une
étude plus récente de Combes et al. (2013), il y avait seulement trois chats sur 145 (2 %) chez
lesquels deux zones pouvaient être délimitées.
La correspondance de ces deux zones avec la distinction entre le cortex et la médulla ne peut
pas être établie de façon nette. Des auteurs suggèrent que ces différences d’échogénicité
peuvent être dues à la quantité de graisse entourant les surrénales (Zimmer et al., 2000).
Chez les chats adultes, il est fréquent d’observer au sein d’une ou des deux glandes
surrénales, des foyers hyperéchogènes avec ou sans cône d’ombre associé. Ces foyers sont
souvent interprétés comme étant des calcifications microscopiques au sein des surrénales. Il
est estimé que plus de 30 % des chats adultes sains ont des glandes surrénales minéralisées
Ces calcifications ne semblent pas avoir de conséquence clinique apparente (Frank, 2013).
Dans l’étude de Combes et al. (2013), 9 % des chats sains (8 chats sur 94) présentaient des
foyers hyperéchogènes sans cônes d’ombre associé. Les auteurs suggèrent différentes
hypothèses quant à leur interprétation : il pourrait s’agir de petites calcifications (trop petites
pour créer un cône d’ombre), de dépôt de graisse ou de petites hémorragies. Leur présence
n’est pas associée au sexe, à la race, au poids ni à l’âge des chats.
Un exemple de foyer hyperéchogène est présenté ci-dessous, figure 13.
Figure 13 : Images échographiques (sans (a) ou avec (b) utilisation du Doppler) de la
surrénale droite d’un chat européen mâle castré de six ans, présentant un foyer hyperéchogène
ainsi qu’une hypertrophie surrénalienne (Crédits photographiques : Centre Hospitalier
Universitaire Vétérinaire d’Alfort, Service d’imagerie médicale).
2.2.3.3 La taille des surrénales
Dans les années 2000, Zimmer et al., ont réalisé des mesures échographiques des
glandes surrénales chez 20 chats sains. Leur longueur variait entre 4,5 à 13,7 mm, et leur
largeur entre 2,9 mm et 5,3 mm.
Les auteurs ont comparé ces mesures à celles obtenues in vitro chez des chats euthanasiés
(différents de ceux de l’étude), et ont constaté une variation de moins de 2 mm.
34
Plus récemment, Combes et al. (2014), ont mené une étude consistant à réaliser sept
types de mesure des surrénales à l’échographie. Les avancées techniques ainsi que le
protocole utilisé donnent des résultats plus précis, indiqués au tableau 3.
Les auteurs ont montré que la mesure la plus fiable, qui présente le moins de variations inter
et intra-manipulateur, est la hauteur de la surrénale aussi bien dans le plan sagittal que
transversal.
La longueur et la largeur (dans le plan transverse) sont des mesures présentant un plus haut
taux de variation.
Il ne semble pas exister de différence significative entre la taille de la glande surrénale
gauche et celle de la surrénale droite.
Tableau 3 : Mesures des glandes surrénales d’après l’étude réalisée par Combes et al. (2014)
sur six chats stérilisés (deux mâles et quatre femelles) avec une sonde microconvexe de 8
Mhz. Trois échographies ont été réalisées sur chaque chat à plus d’une heure d’intervalle, par
trois experts différents.
MESURES EN MM
PLAN
SAGITTAL
PLAN
TRANSVERSE
GLANDE SURRÉNALE
DROITE
Intervalle de
Moyenne
confiance
(95 %)
GLANDE SURRÉNALE
GAUCHE
Intervalle de
Moyenne
confiance
(95 %)
Longueur
Hauteur crâniale
Hauteur caudale
11,1
3,6
3,0
9,8-12,5
3,3-4,0
2,7-3,3
10,8
3,3
3,3
9,1-12,4
2,8-3,9
2,7-3,9
Hauteur crâniale
3,6
3,3-3,9
3,4
2,8-4,0
Largeur crâniale
Hauteur caudale
Largeur caudale
4,3
3,3
3,6
3,7-5,0
2,7-3,8
3,1-4,1
4,6
3,4
4,2
4,0-5,1
2,8-3,9
3,6-4,8
La variabilité des résultats des mesures décrites dans les différentes études s’explique
notamment par la qualité de l’équipement, la qualification du manipulateur, la coopération des
animaux, mais aussi par le protocole d’examen échographique choisi.
Il est essentiel d’avoir un protocole strict, répété à chaque examen, pour diminuer au
maximum les facteurs de variabilité.
2.2.4 Facteurs influençant l’aspect échographique des surrénales
Il ne semble pas exister de différence significative dans la taille des glandes surrénales
selon le sexe, la race ni le poids des chats (Zimmer et al., 2000 ; Combes et al., 2013).
2.2.4.1 Effets du statut sexuel
Une différence modérée mais significative dans la taille des glandes surrénales selon le
statut sexuel des chats (castrés ou entiers, que ce soit chez des mâles ou chez des femelles) a
été démontrée par Combes et al. (2013).
Les surrénales avaient une largeur plus importante (en moyenne de 0,3 mm) chez les chats
stérilisés par rapport aux chats entiers (chats sains et malades chroniques sans atteinte
surrénalienne).
35
Javadi et al. (2004) ont montré une augmentation du rapport de l’activité aldostérone sur
rénine chez les chats castrés comparés aux chats entiers. Les auteurs émettent
l’hypothèse suivante : la castration provoque un arrêt de la sécrétion des stéroïdes sexuels par
les gonades, ce qui induit une réduction du rétrocontrôle négatif sur l’hypophyse. Ceci
augmente les sécrétions de LH (hormone lutéinisante) qui induiraient une hausse de
l’expression des récepteurs pour l’angiotensine II au sein des surrénales et donc augmenterait
la production d’aldostérone. Par ailleurs, la LH augmente la production d’hormones sexuelles
au sein des surrénales et induit une hypertrophie de ces glandes (Javadi et al., 2004 ; Combes et
al., 2013).
2.2.4.2 Effets de l’âge
D’après l’étude menée par Combes et al. (2013), la longueur et la forme des glandes
surrénales sont modifiées avec le vieillissement de l’animal : elles sont plus arrondies et leur
longueur diminue (de 0,12 mm en moyenne) chez les chats âgés.
Les auteurs précisent que les effets de la stérilisation et de l’âge des chats sont modérés
et n’entraînent aucune conséquence clinique, ni n’interfèrent dans le diagnostic des maladies
surrénaliennes (Combes et al., 2013).
2.2.4.3 Effets de maladies chroniques non endocriniennes
Combes et al. (2013) ont réalisé une étude prospective sur 94 chats sains et 51 chats
atteints de maladies chroniques non endocriniennes, d’origine inflammatoire ou infectieuse
(insuffisance rénale chronique, gastroentérite, péritonite, etc.), évalués sur une année (2010)
au CHUVA (Centre Hospitalier Universitaire Vétérinaire d’Alfort).
Le but était d’étudier si des différences existaient dans l’aspect échographique et dans la taille
des glandes surrénales, entre les chats de ces deux groupes.
Leurs résultats ont montré qu’il n’existait globalement pas de différence significative, mais
que les chats atteints de maladies chroniques avaient une plus grande gamme de valeurs des
mesures des surrénales par rapport aux chats sains.
Des résultats similaires avaient été obtenus dans une étude antérieure, réalisée sur 24 chats
atteints de maladies non endocriniennes (Zatelli et al., 2007).
Chez 20 % des chats atteints de maladies chroniques (contre 9 % des chats sains), des
foyers d’hyperéchogénicité ont été notés au sein des surrénales, interprétés comme étant des
minéralisations calciques, des dépôts de graisse ou de petites hémorragies (Combes et al.,
2013).
Les auteurs émettent l’hypothèse d’une relation entre ces foyers hyperéchogènes et une
stimulation de l’axe corticotrope par un stress continu, dû à une maladie chronique.
Des études ont montré que ces foyers étaient décrits plus fréquemment chez des chats atteints
d’hyperthyroïdie que chez des chats âgés sains (Combes et al., 2012) ainsi que chez des chats
atteints d’hyperadrenocroticisme (Combes et al., 2013).
2.2.5 Limites de l’examen échographique des surrénales
L’examen échographique des glandes surrénales peut être difficile pour des
manipulateurs inexpérimentés en raison de leur petite taille et de leur localisation. Sa réussite
dépend de la qualité du matériel, de l’expérience de l’opérateur, mais aussi de la coopération
de l’animal (Frank, 2013).
36
L’échographie donne au praticien des informations sur l’aspect structural des glandes
surrénales. Lors d’anomalie, comme la présence d’une masse par exemple, elle ne permet pas
de faire la différence entre une infiltration bénigne ou maligne de la glande (Combes et al.,
2013).
De plus, observer une glande d’aspect normal ne doit pas permettre de conclure à
l’absence de lésions. En effet, elle peut être le siège d’une inclusion néoplasique comme l’ont
démontré certaines études (Ash et al., 2005 ; Javadi et al., 2005 ; Combes et al., 2013).
L’aspect des glandes surrénales varient parfois lorsqu’une atteinte surrénalienne est
présente. Ceci sera présenté dans les monographies des principales maladies surrénaliennes
dans la quatrième partie de cette étude (voir parties 4.2.3.3 et 4.3.3.4).
L’échographie est un outil peu spécifique pour diagnostiquer des atteintes
surrénaliennes. En effet, certaines affections non surrénaliennes peuvent affecter l’aspect des
glandes surrénales. Combes et al. (2013), ont réalisé une étude sur 23 chats hyperthyroïdiens,
en comparant l’aspect échographique de leurs glandes surrénales à celles de 30 chats sains.
Les auteurs ont montré que les chats hyperthyroïdiens présentaient statistiquement des
surrénales de taille augmentée (d’environ 20 %) par rapport à celles des chats sains.
Les hormones thyroïdiennes en excès induiraient une augmentation de la sécrétion en ACTH
et en cortisol.
Une autre étude a montré que des chats atteints d’acromégalie présentaient également une
hypertrophie bilatérale des surrénales, visible à l’échographie (Feldman et al., 2015).
Une hypertrophie surrénalienne n’est donc pas toujours associée à une maladie surrénalienne
(voir tableau 18, partie 4.2.3.3).
L’échographie peut permettre de réaliser des biopsies ou des cytoponctions en cas de
présence de masses surrénaliennes, mais ceci est très rarement effectué en pratique courante,
en raison de la difficulté liée à la taille des glandes, des risques hémorragiques (proximité des
vaisseaux), et des risques d’hypertension artérielle systémique paroxystique (en cas de
phéochromocytome) (Flood, 1999 ; Nyland et al., 2002).
2.3 Les autres moyens d’imagerie
2.3.1 La tomodensitométrie
L’examen tomodensitométrique, appelé également scanner, est une technique
d’imagerie séquentielle utilisant des rayons X. Il permet d’obtenir des coupes transversales
d’un organe, ainsi que sa reconstruction en trois dimensions (grâce à des calculs
mathématiques à partir d’une série de projections en deux dimensions).
Le scanner permet une distinction nette des tissus et des organes, car le contraste obtenu
est bien supérieur à celui de la radiographie. Il n’est pas limité par la présence de gaz digestif,
et il n’y a pas de superposition des structures (Tidwell et al., 1997 ; Keravel et Canivet, 2011).
Des coupes transversales de glandes surrénales, de cinq millimètres d’épaisseur,
peuvent être réalisées entre la dernière vertèbre thoracique et la deuxième vertèbre lombaire
(Tidwell et al., 1997).
Le scanner apporte des informations beaucoup plus précises que la radiographie ou
l’échographie en ce qui concerne la taille, la forme, et la structure des surrénales.
37
Cet examen tomodensitométrique est intéressant pour détecter la présence d’une masse
surrénalienne, d’en connaître sa localisation précise, ses mesures, ses marges et son éventuelle
extension.
Le scanner est un examen sensible pour détecter des masses de petite taille mais il est peu
spécifique.
Un produit de contraste iodé peut être injecté par voie intraveineuse juste avant
l’examen, ce qui permet de mieux distinguer les tissus surrénaliens des vaisseaux sanguins
(Tidwell et al., 1997).
L’observation de l’hypophyse est également intéressante dans l’analyse de l’axe
corticotrope, pour détecter la présence d’une éventuelle masse. L’administration d’un produit
de contraste est nécessaire pour améliorer le contraste. L’hypophyse normal d’un chien ou
d’un chat au scanner est une structure légèrement hyperdense par rapport au thalamus et aux
hémisphères cérébraux (Tidwell et al., 1997).
L’animal est généralement placé en décubitus ventral avec les antérieurs vers l’avant
(examen de l’abdomen) ou vers l’arrière (examen de la tête). Parfois, il peut être placé en
décubitus latéral.
Dans tous les cas, il doit être anesthésié pour garantir une parfaite immobilité. Réaliser un
bilan pré-anesthésique est donc conseillé avant d’effectuer un scanner.
L’examen est rapide en tant que tel (15 à 30 min) mais nécessite une longue préparation
(Keravel et Canivet, 2011).
Le scanner reste peu accessible en pratique quotidienne car il a un coût élevé et présente
certaines contraintes (anesthésie de l’animal, radioprotection). Cependant, il fait partie des
examens à proposer aux propriétaires de patients atteints d’hypercorticisme, car il participe à
établir un diagnostic étiologique (voir partie 4.3.3.4).
2.3.2 L’IRM : Imagerie par Résonance Magnétique
L’IRM est une technique d’imagerie séquentielle utilisant des champs magnétiques.
Elle permet d’obtenir des coupes multiplans (transversales, longitudinales) des organes et des
tissus, en trois dimensions.
L’IRM repose sur les propriétés magnétiques des ions hydrogène. Elle utilise comme
principe la différence de résonance des protons, selon l’environnement aqueux ou lipidique
qui les entoure. L’IRM est un examen moins dangereux pour le manipulateur que le scanner.
La richesse en eau des tissus (qui rend compte de la quantité de protons) détermine leur
aspect à l’IRM. L’air, les os et les tendons apparaîtront noirs, alors que les tissus mous seront
clairs.
Deux types de contrastes sont utilisés : en mode T1, les liquides sont sombres, tandis qu’en
mode T2, ils sont clairs. On utilise le contraste T2 pour identifier des phénomènes
inflammatoires.
Il est possible d’injecter un produit de contraste par voie intraveineuse afin de renforcer le
signal.
L’IRM est plus sensible que le scanner car elle présente un meilleur contraste des tissus
mous. Elle permet une bonne exploration des parenchymes. Elle est recommandée pour
l’analyse de l’hypophyse lors de suspicion d’hypercorticisme d’origine hypophysaire (Tidwell
et al., 1997) (voir partie 4.3.3.4).
38
Le coût élevé (supérieur à celui du scanner), la nécessité d’avoir recours à une
anesthésie générale, le temps d’examen (de 1 à 2h) et la faible accessibilité du matériel, font
de l’IRM un examen peu utilisé en pratique courante (Keravel et Canivet, 2011).
2.3.3 La scintigraphie
La scintigraphie permet une exploration fonctionnelle des tissus. Des éléments
radioactifs ayant une affinité pour les structures tissulaires de l’organe sont utilisés.
Les images scintigraphiques sont produites par le rayonnement gamma, émis par les isotopes,
et détecté in vivo par une gammacaméra. La concentration en composés radioactifs fixés par
les tissus est révélée par l’intensité du rayonnement (Barthez, 2004).
Pour l’examen fonctionnel des surrénales, deux molécules sont utilisées :
- Le I-6B iodométhylnorcholestérol (NP-59), qui se fixe sur le cortex surrénalien.
- Le 131I ou 123I- métaiodobenzylguanidine (mIBG), qui se fixe sur la médullosurrénale.
131
(Tidwell et al., 1997)
La scintigraphie est utile pour identifier la présence de sécrétions anormales
d’aldostérone, de cortisol et d’hormones sexuelles surrénaliennes. Elle permet également
d’explorer les masses surrénaliennes, de les localiser, de réaliser un bilan d’extension et de
contrôler la réussite d’un traitement chirurgical (exérèse d’un phéochromocytome par
exemple) (Tidwell et al., 1997).
Cependant, la scintigraphie présente des inconvénients : les animaux doivent être isolés
le temps que les radiations ionisantes soient terminées. Leurs déchets doivent être gardés
jusqu’à la décroissance de l’activité du radioélément utilisé.
De plus, étudier la sécrétion de cortisol nécessite l’acquisition d’images pendant au moins 15
jours chez le chien. En ce qui concerne la fixation sur les médullosurrénales, un minimum de
24 heures est recommandé (Tidwell et al., 1997).
Cet examen est coûteux et présente parfois des faux négatifs. Ainsi, l’absence de fixation
anormale de mIBG ne permet pas d’infirmer l’hypothèse d’un phéochromocytome.
Les points faibles de la scintigraphie expliquent qu’elle soit très peu utilisée en pratique
courante, malgré le fait que ce soit le seul examen permettant une approche fonctionnelle des
surrénales.
39
40
3. PRINCIPALES ANOMALIES DES GLANDES
SURRÉNALES CHEZ LE CHAT
Les lésions affectant les glandes surrénales chez le chat sont rares mais variées. Les
anomalies du développement, ainsi que les infiltrations non inflammatoires et inflammatoires
seront d’abord abordées, puis, les affections tumorales seront présentées sous leurs aspects
cytologique et histologique.
3.1 Anomalies du développement
3.1.1 Agénésie et hypoplasie congénitale des glandes surrénales
Une agénésie bilatérale des glandes surrénales n’est pas viable, en raison de
l’importance vitale des corticosurrénales. La médullosurrénale n’est pas indispensable à la vie
(Capen, 2007).
Une hypoplasie du cortex surrénalien, notamment des zones fasciculées et réticulées,
survient secondairement à une anomalie de développement de l’hypophyse (anencéphalie,
aplasie hypophysaire et dans certains cas de cyclopie). Dans ce contexte, les
médullosurrénales ne sont pas atteintes (Capen, 2007).
3.1.2 Hyperplasie congénitale des corticosurrénales
L’hyperplasie congénitale des surrénales est une maladie autosomale récessive
héréditaire, résultant d’un déficit en une des enzymes impliquées dans la stéroïdogenèse
(Knighton, 2004).
À l’heure actuelle, seulement deux cas félins ont été décrits dans la littérature. Il s’agit
d’hyperplasie congénitale des corticosurrénales par déficience de la 11-β-hydroxylase
(Knighton, 2004 ; Owens et al., 2012).
Cette enzyme intervient en fin de synthèse du cortisol, comme le montre la figure 14 cidessous.
Son déficit induit une accumulation de précurseurs des corticostéroïdes et une diminution de
la synthèse du cortisol. Un faible taux de cortisol endogène entraîne une perte du rétrocontrôle
négatif sur l’axe hypothalamo-hypophysaire, donc une concentration en ACTH élevée. Cette
production excessive d’ACTH induit une stimulation des corticosurrénales, qui
s’hyperplasient (zones fasciculées et réticulées). Celles-ci produisent davantage de
précurseurs corticostéroïdiens et d’hormones sexuelles, ce qui provoque des perturbations sur
l’organisme.
41
Figure 14 : Intervention de la 11-β-hydroxylase dans la chaîne de synthèse de l’aldostérone et
du cortisol.
Chez les humains, les souris, les rats et les cochons d’Inde, il existe deux isoenzymes de
la 11-β-hydroxylase. Une isoenzyme est responsable de la synthèse du cortisol, et l’autre
permet la synthèse d’aldostérone. Les cochons, les grenouilles et les vaches n’en ont qu’une.
Nous ne savons pas à l’heure actuelle si les chats possèdent une ou deux isoenzymes (Owens et
al., 2012).
L’hyperplasie congénitale des corticosurrénales est la cause majoritaire des ambiguïtés
génitales chez l’Homme, qui provoque une virilisation des femmes. Elle est due à un déficit
en 21-hydroxylase (92-95 %) ou en 11-β-hydroxylase (5-8 %) (Knighton, 2004).
Les deux cas félins décrits dans la littérature font état de chats présentant une polyuropolydipsie ainsi que des ambiguïtés sexuelles.
Owens et al. (2012), ont étudié un chat mâle présentant une absence de testicules externes,
une gynécomastie, un faible gabarit et une peau fine. Au cours d’une laparotomie
exploratrice, les canaux déférents et cordons spermatiques ont été observés mais les testicules
n’ont pas été trouvés. Le passé du chat étant inconnu, l’auteur ne peut pas conclure sur une
absence congénitale de testicules ou s’il y a eu une castration chirurgicale antérieure à la
présentation initiale de l’animal. Le chat présentait également une hypertension artérielle
systémique, une concentration en urée augmentée, ainsi qu’une légère hypernatrémie et une
hyperglobulinémie.
Knighton (2004) a étudié un chat génétiquement femelle, calico de 10 mois, présentant
un pseudohermaphrodisme (existence d’un pénis et d’un scrotum vide, ainsi que des ovaires,
et un utérus). Mise à part une légère lymphocytose, aucune anomalie biochimique n’a été
constatée. Une échographie abdominale a été réalisée. Les deux surrénales, bien que de taille
normale, avaient une forme allongée et une bande hyperéchogène centrale.
42
Dans les deux études, la concentration en ACTH endogène était élevée. Un test de
stimulation à l’ACTH a révélé une diminution de la fonction de production des
glucocorticoïdes, le cortisol n’augmentant pas significativement après l’administration
d’ACTH synthétique.
Des mesures des concentrations sériques en testostérone et autres hormones
corticostéroïdiennes
(prégnénolone,
progestérone,
déhydroépiandrostérone,
17hydroxyprogestérone, androsténédionne) ont été effectuées, révélant des taux compatibles à
ceux présents chez un chat mâle entier, mais bien supérieurs aux valeurs attendues chez une
femelle stérilisée ou chez un mâle castré. Les concentrations en 11-déoxycortisol et la
déoxycorticostérone étaient également élevées, tandis que celles en corticostérone, en
aldostérone et en cortisol étaient faibles. Un déficit en 11-β- hydroxylase a donc été suspecté
dans les deux cas (Knighton, 2004 ; Owens et al., 2012).
Owens et al. (2012), ont réalisé une analyse génétique de leur patient et ont effectivement
trouvé des sites mutés sur le gène codant la séquence de l’enzyme 11-β-hydroxylase.
Le traitement consiste à administrer des glucocorticoïdes pour remplacer le déficit en
cortisol et réduire ainsi la production d’ACTH (en rétablissant un rétrocontrôle négatif sur
l’axe hypothalamo-hypophysaire). La production en précurseurs des hormones
corticostéroïdiennes est donc réduite.
La dose de prednisone est comprise entre 0,2 et 0,8 mg/kg, une fois par jour, par voie orale, ce
qui a permis, dans les deux cas, une résolution clinique. Les concentrations en hormones
corticostéroïdiennes étaient cependant toujours élevées. Owens et al. (2012), ont remplacé la
prednisone par de la prednisolone à 0,62 mg/kg/j, ce qui a entrainé un retour à la normale des
concentrations hormonales.
Chez l’homme, dans les cas sévères, une surrénalectomie bilatérale peut être proposée, avec
une complémentation post-chirurgicale et à vie en minéralo- et en glucocorticoïdes (Knighton,
2004 ; Owens et al., 2012).
L’hyperplasie congénitale des corticosurrénales est une affection à prendre en compte
dans le diagnostic différentiel des chats présentant une ambiguïté sexuelle et/ou ceux atteints
d’hyperandrogénisme (Knighton, 2004).
3.1.3 Tissus corticosurrénaliens ectopiques
On désigne par le terme de tissu surrénalien ectopique, ou accessoire, un tissu formé de
cellules corticosurrénaliennes correctement différenciées, présent dans des localisations
anormales.
Il s’agit le plus souvent de tissus corticosurrénaliens localisés dans la capsule conjonctive
surrénalienne, en région péri-surrénalienne, dans le tissu adipeux péri-rénal, dans la région
para-aortique, dans la cavité pelvienne, le long du tractus urogénital, dans les gonades
(notamment les testicules et le mésorchium), ou intégrés dans des organes abdominaux (foie,
vésicule biliaire, reins, pancréas) (Altera et Miller, 1986 ; Capen, 2007).
En général, il n’y a pas de conséquence fonctionnelle associée, mais il existe de rares
cas chez l’Homme où le tissu corticosurrénalien accessoire est le site d’origine de lésions
hyperplasiques ou néoplasiques (Altera et et Miller, 1986).
Des nodules accessoires de quelques millimètres sont fréquemment observés en
autopsie chez des animaux adultes à âgés. Ils sont présents dans le cortex surrénalien puis
s’évaginent vers la capsule et entourent le tissu adipeux péri-surrénalien ou s’invaginent dans
43
la médullosurrénale. Ils n’ont pas de conséquence fonctionnelle, même s’ils s’hyperplasient
légèrement avec l’âge (Fontaine, 2006 ; Capen, 2007).
Des nodules près des ovaires ont été trouvés lors d’ovario-hystérectomies de routine
chez des chattes en bonne santé. Leur fréquence serait d’environ 2 % (Altera et Miller, 1989).
L’analyse histologique de ces masses révèle la présence de tissu corticosurrénalien
différencié, avec une capsule, associé à du tissu mésonéphrotique rémanent en zone péricapsulaire, ou plus rarement en région capsulaire ou en périphérie du nodule (Altera et Miller,
1989).
L’origine embryologique des corticosurrénales expliquent cette association tissulaire (voir
partie 1.5.1).
Ces nodules mesurent entre 2 et 5 mm de diamètre, ils sont localisés dans le ligament
large, à 1 à 4 cm de l’ovaire. Ils sont lisses, bien délimités, fermes, jaunes-orangées. Ils sont
généralement unilatéraux et unique mais ils peuvent être bilatéraux et multiples (deux
nodules). Ils sont trouvés à droite comme à gauche avec la même fréquence.
Ils n’occasionnent pas de conséquence fonctionnelle mais peuvent perturber le chirurgien lors
d’une ovariectomie (Altera et Miller, 1986).
3.2. Infiltrations non inflammatoires et non tumorales
3.2.1 Minéralisation calcique
Environ 30 % des chats (et seulement moins de 6 % des chiens), présenteraient des
dépôts de sels calciques au sein des surrénales. Les causes de cette minéralisation et de cette
différence entre les espèces sont inconnues (Capen, 2007).
La minéralisation est souvent bilatérale et extensive. Elle se présente généralement sous
forme de multiples nodules fermes, granuleux, jaunes à blancs. Ils s’étendent tout au long du
cortex surrénalien et s’introduisent parfois dans la médulla (Capen, 2007).
L’analyse histologique révèle de larges zones de nécrose associées à ces dépôts minéraux, à
proximité des foyers d’hyperplasie nodulaire de la corticosurrénale (Capen, 2007).
Les minéralisations calciques ne sont généralement pas associées à des signes cliniques.
Elles sont observées lors de radiographies ou échographies abdominales ou au cours
d’autopsies (Capen, 2007).
3.2.2 Amyloïdose
L’amyloïdose désigne une affection caractérisée par le dépôt amorphe de protéines
insolubles et extracellulaires (Sparkes, 2011).
Les protéines amyloïdes sont mises en évidence par analyse microscopique, à l’aide d’une
coloration rouge Congo. Elles apparaîssent colorées en rouge brique et possèdent une
biréfringence vert pomme en lumière polarisée (Sparkes, 2011).
L’amyloïdose des glandes surrénales est inclue dans un processus généralisé. Les dépôts
amyloïdes peuvent être constatés également dans le foie, les reins, la rate, le pancréas,
l’estomac, l’intestin grêle, les glandes thyroïdes et parathyroïdiennes, le cœur ou la langue.
44
Au sein des surrénales, les protéines amyloïdes se déposent généralement uniquement dans le
cortex, et plus particulièrement autour des vaisseaux sinusoïdes de la zone fasciculée (Sparkes,
2011).
L’amyloïdose est généralement secondaire à un processus inflammatoire ou
néoplasique, et n’a pas de conséquence sur la fonction surrénalienne (Capen, 2007 ; Sparkes,
2011).
Les abyssins, les siamois et les orientaux semblent être des races prédisposées à cette maladie.
Les dépôts de protéines amyloïdes peuvent être localisés dans de nombreux organes, mais ils
sont principalement retrouvés dans le foie et les reins chez ces races.
Il s’agit d’une affection incurable (Sparkes, 2011).
3.3 Lésions vasculaires
Une dégénérescence aiguë hémorragique, dans un contexte de stress, peut atteindre les
surrénales.
Chez les nouveau-nés de toutes les espèces, des hémorragies dues au traumatisme de la misebas peuvent apparaître. À l’autopsie, une hémorragie étendue et une dégénérescence précoce
du cortex peuvent être observées (Capen, 2007).
Les toxémies et septicémies induisent des lésions de l’endothélium des capillaires
sinusoïdes, ce qui provoque une hémorragie corticale extensive ou la formation d’hématome
(Capen, 2007).
La télangiectasie, dilatation de petits vaisseaux sanguins, peut apparaître au sein des
surrénales chez des animaux adultes à âgés, à la suite d’une dégénérescence ou d’une perte de
cellules corticales. Elle se présente généralement sous forme de multiples foyers sombres,
près de la jonction corticomédullaire (Capen, 2007).
3.4 Lésions inflammatoires
La concentration d’anti-inflammatoires stéroïdiens (cortisol, corticostérone) est
physiologiquement élevée au sein des corticosurrénales. Les glucocorticoïdes ont des
propriétés immunosuppressives, ce qui induit une faible immunité locale.
La capsule conjonctive forme une barrière contre l’invasion d’un processus inflammatoire
adjacent (Capen, 2007).
Les adrénalites, inflammation des glandes surrénales, peuvent survenir après une
infection bactérienne, parasitaire ou mycosique. Ces agents infectieux induisent une
inflammation, généralement suppurative, et une nécrose des tissus surrénaliens (Spada et al.,
2010).
Des adrénalites nécro-hémorragiques aiguës virales peuvent être induites par des herpès
virus, tel que le virus de la maladie d’Aujeszky. Les lésions sont caractérisées par la présence
de corps d’inclusions intranucléaires virales dans les cellules glandulaires. Le virus induit de
la nécrose et des hémorragies des cortico- et des médullosurrénales. Des lymphocytes et des
macrophages infiltrent les foyers nécrotiques et hémorragiques dans les stades ultimes de
l’infection (Capen, 2007).
45
Une adrénalite s’observe également dans un contexte de septicémie et peut entraîner la
formation d’abcès. Les bactéries Gram négatif, en particulier les coliformes, produisent une
inflammation suppurée. Les emboles bactériens sont localisés dans les capillaires et
provoquent une nécrose focale des surrénales. Ces lésions sont généralement observées à
l’autopsie et à l’analyse histologique (Fontaine, 2006 ; Capen, 2007).
Chez les Hommes et les bovins, la tuberculose induit également des adrénalites pouvant
même être à l’origine d’un hypoadrénocorticisme (Fontaine, 2006).
Une adrénalite granulomateuse mycosique est observée chez le chat et le chien lors
d’infection par Cryptococcus neoformans. Elle est aussi observée lors d’infection par
Histoplasma capsulatum et Coccidioides immitis, dans les pays où ces champignons sont
endémiques (Amérique du Nord et du Sud, Afrique).
Si les granulomes sont multiples, associés à des zones de nécrose et de calcification, ils
peuvent entraîner une destruction précoce des corticosurrénales (Capen, 2007).
Un œdème inflammatoire survient chez des vieux animaux atteints de maladies
infectieuses aiguës. Les glandes surrénales sont élargies et les cellules corticosurrénaliennes
se dissocient et perdent leur réserve lipidique (Capen, 2007).
Les jeunes animaux, dans les mêmes contextes, présentent, eux, des lésions hémorragiques
(Capen, 2007).
3.5 Hyperplasie nodulaire des corticosurrénales
Une hyperplasie nodulaire multifocale corticosurrénalienne, en général bilatérale, est
très fréquente chez les chats âgés. Ces nodules, de moins d’un centimètre à deux centimètres
de diamètre, ne sont pas encapsulés et sont peu compressifs. Ils peuvent investir les trois
zones du cortex surrénalien ou être localisés à la surface de l’organe (probablement à partir de
nodules corticaux accessoires). Un nodule d’hyperplasie de la zone réticulée peut faire
protrusion dans la médullosurrénale, induisant une jonction corticomédullaire irrégulière
(Fontaine, 2006 ; Capen, 2007).
Les nodules d’hyperplasie n’ont, en général, pas de conséquence fonctionnelle.
Les animaux atteints d’hyperplasie corticale qui sont symptomatiques, présentent une
hyperplasie diffuse des corticosurrénales, en général bilatérale. Il s’agit d’une hypertrophie et
d’une hyperplasie des zones fasciculée et réticulée, en réponse à une hypersécrétion autonome
d’ACTH (voir partie 4.3.1.1). Dans ce contexte, les zones glomérulées restent intactes ou sont
très légèrement modifiées.
À l’analyse histologique, les cellules de ces zones ont une organisation physiologique et une
cytologie normales, mais les capillaires sont comprimés (Fontaine, 2006).
Une hyperplasie des zones glomérulées peut survenir en réponse à des troubles
chroniques, tels qu’une hypotension systémique ou une hypoperfusion rénale.
Chez un même animal, il est fréquent d’observer plusieurs types de lésions (par exemple
une hyperplasie nodulaire diffuse et un adénome). L’identification macroscopique en autopsie
peut donc être difficile, et le recours à une analyse histologique est indispensable pour
caractériser ces lésions (Fontaine, 2006).
46
3.6 Lésions tumorales
Les tumeurs surrénaliennes primitives sont très rares chez le chat. Elles constituent,
selon les études, de 0,03 à 0,2 % des néoplasies félines, soit 6 à 7 fois moins que chez les
chiens (Myers, 1997).
On désigne respectivement par le terme d’adénome ou d’adénocarcinome surrénalien
les tumeurs bégnines ou malignes des corticosurrénales. Les tumeurs de la médullosurrénale
sont appelées des phéochromocytomes. Ces derniers sont moins fréquents chez le chat que les
tumeurs corticosurrénaliennes.
Les tumeurs surrénaliennes sont bégnines ou malignes, sécrétantes ou non sécrétantes.
Les affections induites par les tumeurs sécrétantes diffèrent selon la zone de la glande atteinte,
la quantité et le type d’hormones produites. Les tumeurs sécrétantes à l’origine d’affections
telles que le syndrome de Cushing (hypercorticisme spontané) et l’hyperaldostéronisme
primaire seront traitées en détail dans la quatrième partie de ce manuscrit.
Les métastases surrénaliennes provenant de tumeurs primitives d’autres organes sont
rares.
3.6.1. Tumeurs de la corticosurrénale : les adénomes et adénocarcinomes
corticosurrénaliens
Les tumeurs de la corticosurrénale regroupent principalement les adénomes et les
adénocarcinomes. Elles atteignent les cellules de la zone glomérulée ou, moins fréquemment
chez le chat, celles des zones fasciculées et réticulées.
L’étude rétrospective de Myers (1997) reporte la prévalence des tumeurs surrénaliennes chez
les chiens et les chats sur une période de dix ans (167 307 chats entre 1985 et 1996), en se
référant à une base de données vétérinaires (Veterinary medical database).
D’après cette étude, chez le chat, 69 % (18 /26) des tumeurs primitives surrénaliennes sont
des adénomes, et 23 % (6 /26) des carcinomes (Myers, 1997).
3.6.1.1 Physiopathologie
Les tumeurs corticosurrénaliennes peuvent être découvertes fortuitement si elles ne sont
pas sécrétantes (voir partie 3.6.4).
Lorsqu’elles sont actives, elles ont des effets différents selon les couches de la
corticosurrénale atteintes. Lorsqu’il s’agit d’une néoplasie de la zone glomérulée, la tumeur
entraîne un hyperaldostéronisme primaire. Dans ce contexte chez le chat, 50 % sont des
adénomes et 50 % des carcinomes (voir partie 4.2).
Lorsque les zones fasciculées et réticulées de la corticosurrénale sont atteintes, un
hypercorticisme spontané (syndrome de Cushing) se met généralement en place, par la
sécrétion autonome de corticostéroïdes. Il s’agit pour 50 à 66 % d’adénomes et entre 34 et 50
% d’adénocarcinomes (Cross et al., 2012 ; Graves, 2010). Cette affection est décrite en partie
4.3.
Dans de très rares cas, des tumeurs corticosurrénaliennes sécrètent en excès des
hormones sexuelles. La pathologie associée est présentée en parties 4.2.4 et 4.3.5.
Les tumeurs corticosurrénaliennes peuvent également être constatées dans un contexte
de syndrome de néoplasie endocrinienne multiple. Ce syndrome désigne une maladie
génétique induisant une hyperplasie et/ou une néoplasie d’au moins deux tissus endocriniens
(Roccabianca et al., 2006).
47
Chez le chat, un seul cas d’adénome surrénalien fonctionnel (provoquant un
hyperaldostéronisme), associé à un insulinome et un adénome parathyroïdien a été décrit par
Reimer et al. (2005).
3.6.1.2 Diagnostic
Le diagnostic des tumeurs surrénaliennes repose sur des analyses histologiques suite
au retrait, ou à la biopsie, de la glande surrénale atteinte. Lorsque la tumeur est sécrétante, le
diagnostic repose en première intention sur la mise en évidence d’une sécrétion excessive
d’hormones (aldostérone, cortisol, stéroïdes sexuels…). Ces éléments seront décrits en parties
4.2.3 et 4.3.3. Le diagnostic des tumeurs surrénaliennes induisant un excès d’hormones
sexuelles est abordé aux parties 4.2.4 et 4.3.5.3.
3.6.1.3 Données anatomo-pathologiques
Macroscopiquement, les tumeurs corticosurrénaliennes sont généralement de couleur
jaune-orangée, mais peuvent parfois être plus sombres (Immink et al., 1992 ; Capen, 2007 ; Rose
et al., 2007).
• Analyse cytologique
Un examen cytologique peut être effectué à partir d’un prélèvement (en général une
cytoponction à l’aiguille fine d’une masse surrénalienne) réalisé lors d’une chirurgie ou d’une
autopsie. La réalisation d’une cytoponction échoguidée est déconseillée en raison de
complications qui peuvent survenir, connues chez l’Homme notamment (hémorragies,
sécrétion brutale de catécholamines provoquant une crise hypertensive, dissémination de
cellules tumorales, douleur) (Bertazzolo et al., 2014).
Dans l’étude de Bertazzolo et al. (2014), certains prélèvements ont été obtenus de cette façon
(sur des adénomes surrénaliens), sans complications associées. Des études chez le chat
seraient nécessaires pour obtenir une prévalence des risques liés à la biopsie.
La cytologie est utile pour obtenir rapidement un diagnostic, avant l’interprétation
définitive de l’analyse histologique d’une masse surrénalienne ou d’une éventuelle métastase
située sur d’autres organes, et ainsi gérer au mieux la période post-surrénalectomie immédiate
(Bertazzolo et al., 2014).
Bertazzolo et al. (2014), ont réalisé une étude rétrospective sur 21 chiens et 3 chats,
aboutissant à une liste de critères cytologiques (présentés au tableau 4), permettant de
différencier facilement entre une tumeur corticosurrénalienne et une néoplasie
médullosurrénalienne. Les spécialistes en anatomie pathologie qui ont utilisé ces critères ont
différencié correctement à 95 % les tumeurs corticales des tumeurs médullosurrénaliennes.
Les cellules d’une tumeur corticosurrénalienne sont polygonales à rondes, regroupées
entre elles, et présentent un ratio nucléocytoplasmique faible, un noyau uniforme arrondi à
ovale, avec de la chromatine dense et un petit nucléole.
Une hématopoïèse extramédullaire peut être observée au sein des tumeurs
corticosurrénaliennes, avec la présence de mégacaryocytes, de précurseurs des érythrocytes et
de cellules myéloïdes (Bertazzolo et al., 2014).
48
Tableau 4 : Critères cytologiques de différenciation d’une tumeur corticosurrénalienne et
médullosurrénalienne (d’après Bertazzolo et al., 2014).
Critère cytologique
Tumeur corticosurrénalienne
Phéochromocytome
(13 individus)
(7 individus)
Architecture générale
Cellules regroupées à bords
distincts.
Cellules intactes fréquentes.
Cellules en anges ou en cocarde.
Cellules rondes intactes rares.
Ratio
nucléocytoplasmique
Faible.
Élevé.
Cytoplasme
Basophile, vacuolisé.
Granulation fine, coloration bleue
pâle.
Noyau
Nucléole
Autres
Rond à ovale, central à
périphérique, chromatine dense.
Indistinct à proéminent.
- Patron périvasculaire possible.
- Hématopoïèse extramédullaire.
Rond à ovale, chromatine fine.
Indistinct.
Patron périvasculaire possible.
Ces critères ont été établis à partir de 24 animaux dont seulement trois chats. Des études
sur un plus grand nombre de chats seraient intéressantes pour confirmer la fiabilité de ces
caractéristiques tumorales dans l’espèce féline.
La cytologie ne permet pas de conclure sur le caractère malin ou bénin de la tumeur.
Elle s’avère peu utile dans un contexte de néoplasie fonctionnelle, car l’origine cortico ou
médullosurrénalienne est souvent suspectée en regard des signes cliniques et des examens
complémentaires (Bertazzolo et al., 2014).
• Analyse histologique
L’analyse histologique permet d’établir un diagnostic de certitude sur l’origine de la
tumeur.
Les néoplasies corticosurrénaliennes sont des tumeurs épithéliales, classifiées
histologiquement comme étant malignes ou bégnines selon la présence ou l’absence
d’invasion microscopique sur la vascularisation ou les organes adjacents, et la présence ou
l’absence de métastases.
 Les adénomes corticosurrénaliens
Les adénomes corticosurrénaliens sont généralement volumineux, bien délimités et
encapsulés. Ils sont constitués de cellules polygonales à rondes, arrangées en trabécules ou en
nids éparses, soutenues par un fin stroma fibrovasculaire.
Les cellules néoplasiques présentent une grande quantité de granules cytoplasmiques
éosinophiliques. Les noyaux sont ronds à ovales, avec un ou deux nucléoles et une chromatine
dispersée. De rares noyaux binucléés ont été observés, ainsi qu’une légère anisocytose et
anisocaryose. Des figures de mitoses n’ont pas été constatées dans les cas félins décrits dans
la littérature (Capen, 2007 ; Calsyn et al., 2010 ; Lo et al., 2014).
Des thrombi de fibrine, ainsi que des hémorragies focales bordées par des zones de nécrose,
ont été observés (Calsyn et al., 2010).
Ces adénomes sont généralement non infiltrants, mais une compression de la
médullosurrénale est parfois constatée (Fontaine, 2006 ; Calsyn et al., 2010 ; DjajadiningratLaanen et al., 2011)
49
 Les adénocarcinomes corticosurrénaliens
Les carcinomes sont constitués de cellules épithéliales corticales densément regroupées,
parfois disposées en cordons, polygonales, à bords distincts, séparées par un fin stroma
fibrovasculaire.
Le cytoplasme, éosinophilique, est vacuolisé. Les cellules ont un degré de différenciation
variable. Le noyau est rond, avec un nucléole central. L’index mitotique est faible et une
légère anisocaryose et anisocytose sont parfois observées (Rijnberk et al., 2001 ; Declue et al.,
2005 ; Rose et al., 2007 ; Lo et al., 2014).
La tumeur remplace le parenchyme sain par une nécrose extensive centrale. Des zones
d’hémorragie sont parfois présentes (Immink et al., 1992). Elle infiltre le plus souvent les
vaisseaux adjacents, notamment la veine cave caudale, et parfois la capsule surrénalienne
(Rijnberk et al., 2001 ; Declue et al., 2005 ; Rose et al., 2007 ; Lo et al., 2014).
• Analyse immunohistochimique
Les cellules corticosurrénaliennes néoplasiques sont immunonégatives aux anticorps
dirigés contre les protéines marqueurs de tumeur neuroendocrine [chromogranine A et B, leuenképhalines, synaptophysine, PGP 9,5 (Protein gene product 9.5.)] (Reimer et al., 2005 ;
Calsyn et al., 2010).
Les tumeurs sécrétantes sont positives à la substance produite en excès, par exemple à
l’aldostérone (Declue et al., 2005 ; Reimer et al., 2005).
Les tumeurs primitives corticosurrénaliennes sont rares. Elles peuvent induire des
affections graves pour l’organisme (voir parties 4.2 et 4.3). Une surrénalectomie est le
traitement de choix lors de néoplasie surrénalienne (voir partie 5.4).
Les métastases des tumeurs corticosurrénaliennes primitives sont rares. Elles diffusent
principalement par voie hématogène, et sont localisées dans le foie, les poumons ou le
mésentère (Eger et al., 1983 ; Duesberg et al., 1995 ; Rijnberk et al., 2001).
La corticosurrénale peut également être le siège d’autres types de tumeurs, telles que les
myélolipomes. Ce sont des tumeurs bénignes composées essentiellement de cellules adipeuses
et de tissus hématopoïétiques (cellules myéloïdes et lymphoïdes).
L’origine de cette tumeur n’est pas connue mais il semblerait qu’une transformation
métaplasique des cellules corticosurrénaliennes soit en cause (Capen, 2007).
50
3.6.2. Tumeurs de la médullosurrénale : les phéochromocytomes
Les phéochromocytomes sont des tumeurs des cellules de la médullosurrénale.
Ils sont le plus souvent fonctionnels (c’est-à-dire sécrétants), unilatéraux, à croissance lente, et
malins, mais peuvent être parfois bénins. Certains phéochromocytomes ne sont pas sécrétants
mais sont responsables de signes cliniques par la compression des tissus environnants (Maher
et Mcniel, 1997 ; Wimpole et al., 2010 ; Feldman et al., 2015).
Les phéochromocytomes sont rares chez le chat. À l’heure actuelle, neuf cas ont été
publiés dans la littérature. Dans l’étude de Myers (1997), ils constituent 8 % (2 /26) des
tumeurs surrénaliennes primitives chez le chat.
Un cas félin de phéochromocytome extra-surrénalien, appelé paragangliome, a été
décrit. Il s’agit de cellules de la médullosurrénale, sécrétant des catécholamines au sein d’un
tissu situé hors de la surrénale. Dans le cas publié par Patnaik et al. (1990), le paragangliome
était situé près de la glande surrénale et du rein gauches.
Chez les chiens, selon les études, entre 27 et 85 % des phéochromocytomes sont des
découvertes post-mortem (Barthez et al., 1997 ; Maher et Mcniel, 1997).
Il n’y a pas de donnée disponible sur cette prévalence chez les chats, mais certains auteurs ont
diagnostiqué un phéochromocytome dans cette espèce fortuitement, lors de chirurgie ou
d’autopsie (Holzworth et Coffin, 1953 ; Chun et al., 1997 ; Calsyn et al., 2010).
Il est probable que les phéochromocytomes soient sous-diagnostiqués chez le chat, étant
donné que des signes cliniques ne sont pas toujours présents et, s’ils existent, sont non
spécifiques. De plus, le diagnostic est difficile à établir, en raison du manque de tests fiables
utilisables chez les animaux de compagnie.
3.6.2.1 Physiopathologie
Les cellules de la médullosurrénale synthétisent, stockent et sécrètent des
catécholamines, dont l’adrénaline et la noradrénaline (voir partie 1.6.3).
La synthèse des catécholamines par les cellules tumorales se réalise de la même manière que
celle effectuée par les cellules saines de la médullosurrénale (voir partie 1.6.3.1) (Maher et
Mcniel, 1997).
Physiologiquement, un taux cytoplasmique élevé de noradrénaline induit un
rétrocontrôle négatif sur sa propre production, en inhibant la tyrosine hydroxylase, une
enzyme catalysant l’étape limitante de la synthèse des catécholamines (voir figure 10, partie
1.6.3.1) (Fujisawa et Okuno, 2005).
Lors de phéochromocytome, une suppression de ce rétrocontrôle négatif est suspectée,
entraînant une sécrétion excessive des catécholamines.
Il est probable que ces tumeurs possèdent une activité tyrosine hydroxylase anormalement
élevée, ce qui induit une augmentation de la biosynthèse des catécholamines, ou bien, que ces
tumeurs dégradent et métabolisent la noradrénaline à un rythme suffisamment rapide pour
empêcher son accumulation ; il n’y a donc pas de rétrocontrôle négatif (Maher et Mcniel, 1997).
La sécrétion physiologique des catécholamines est régulée par le système nerveux
sympathique (voir partie 1.6.3.3).
51
Contrairement à un tissu médullosurrénalien sain, les phéochromocytomes ne sont pas
innervés. Le mécanisme responsable de la sécrétion des catécholamines par le
phéochromocytome n’est pas bien compris. Une diffusion des granules de stockage, et non
leur exocytose, est suspectée (Maher et Mcniel, 1997 ; Feldman et al., 2015).
La sécrétion des catécholamines par les cellules tumorales survient généralement de
manière épisodique et imprévue. Elle peut faire suite à un stress physiologique, tel qu’une
hypotension, une hypoxie ou une hypoglycémie, ou à un stress exogène (peur, manipulation
de la tumeur lors de chirurgie abdominale, médicaments) (Feldman et al., 2015).
Dans certains cas, dont la cause est inconnue, les phéochromocytomes produisent une quantité
d’hormones constante (Maher et Mcniel, 1997 ; Feldman et al., 2015).
Les phéochromocytomes produisent en excès de la noradrénaline et de l’adrénaline.
Chez l’Homme, ces tumeurs sécrètent parfois de la dopamine ou d’autres peptides tels que la
somatostatine, la calcitonine ou l’ACTH (Maher et Mcniel, 1997).
Les catécholamines ont de multiples conséquences sur l’organisme, par leur action sur
leurs récepteurs, qui sont détaillées au tableau 2, en partie 1.6.3.2.
Leurs effets sur le système cardiovasculaire entraînent une hypertension artérielle,
systémique.
En fonction de la taille de la tumeur, un phéochromocytome peut également provoquer
un effet de masse et comprimer le cortex surrénalien (Maher et Mcniel, 1997 ; Calsyn et al.,
2010 ; Wimpole et al., 2010).
Une invasion tumorale locale sur la vascularisation adjacente a été constatée chez des
chats, ainsi que des adhérences aux organes à proximité de la surrénale, tels que le rein, le
pancréas et l’intestin grêle (Carpenter et al., 1987).
Chez le chien, une néoplasie concomitante au phéochromocytome (atteignant différents
organes endocriniens, tels que l’hypophyse, les surrénales, la thyroïde, ou des organes non
endocriniens, comme les poumons, le foie, la vessie etc.) a été trouvée dans 54 % des cas, lors
d’une étude rétrospective portant sur 61 chiens présentant un phéochromocytome (Barthez et
al., 1997).
Dans l’espèce féline, trois cas de double tumeur ont été publiés. Chun et al. (1997) ont
eu comme patient un chat qui présentait un adénocarcinome périnéal et ont découvert
fortuitement un phéochromocytome. Carpenter et al. (1987) ont diagnostiqué un
phéochromocytome associé à un lymphome, et Holzworth et Coffin (1953), un adénome des
conduits biliaires avec un phéochromocytome découvert à l’autopsie.
Contrairement aux chiens, aucun chat n’a été décrit possédant un phéochromocytome
dans un contexte de syndrome de néoplasie endocrinienne multiple (Maher et Mcniel, 1997).
3.6.2.2 Présentation clinique
• Epidémiologie
Neuf cas de phéochromocytome chez le chat ont été décrits de façon détaillée dans la
littérature et deux ont été seulement cités.
Les patients atteints étaient âgés de 7 à 20 ans, avec une moyenne de 13 ans (Vlaovitch cité par
Lombard, 1940 ; Holzworth et Coffin, 1953 ; Carpenter et al., 1987 ; Patnaik et al., 1990 ; Henry et
al., 1993 ; Chun et al., 1997 ; Gunn-Moore, 2005 ; Calsyn et al., 2010 ; Wimpole et al., 2010).
Une proportion équivalente de mâles et de femelles a été constatée. Ce sont tous des chats
stérilisés. Un seul chat de race (Burmese) présentant un phéochromocytome a été observé
(Gunn-Moore, 2005).
52
• Signes cliniques
Les signes cliniques sont induits par l’excès de production en catécholamines et/ou par
la compression de la masse sur le cortex surrénalien (Maher et Mcniel, 1997).
Les chats atteints de phéochromocytome ne présentent pas toujours de signes cliniques
évidents et peuvent être en bon état général (Henry et al., 1993 ; Chun et al., 1997).
Une polyuro-polydipsie et un abattement sont les signes cliniques les plus fréquemment
constatés (Carpenter et al., 1987 ; Henry et al., 1993).
La polyuro-polydipsie peut être expliquée par la sécrétion excessive de catécholamines [la
noradrénaline inhibe la libération d’ADH par un mécanisme altérant les barorécepteurs (Berl
et al., 1974)], ou se développer secondairement à une insuffisance rénale causée par une
embolie tumorale (Feldman et al., 2015).
Un pelage de mauvaise qualité, une léthargie ou une agitation, des convulsions, une
anorexie, une tachypnée, un épanchement pleural, une insuffisance cardiaque congestive,
ainsi que des vomissements intermittents sont parfois décrits chez le chat (Carpenter et al.,
1987 ; Patnaik et al., 1990 ; Henry et al., 1993 ; Gunn-Moore, 2005 ; Wimpole et al., 2010).
Les chats suspects de phéochromocytomes sont parfois présentés pour un hyphéma
sévère. À l’examen ophtalmologique, des zones focales d’hémorragie et de détachement
rétinien ont été observées, en relation avec une hypertension artérielle systémique (GunnMoore, 2005 ; Wimpole et al., 2010).
À l’examen clinique, une masse abdominale crâniale, près d’un rein, peut être parfois
palpée. Dans de rares cas, une tachycardie et un souffle systolique sont constatés (Carpenter et
al., 1987 ; Patnaik et al., 1990 ; Henry et al., 1993).
Chez la majorité des patients, aucune autre anomalie n’est détectée à l’examen clinique
(Patnaik et al., 1990 ; Henry et al., 1993 ; Chun et al., 1997).
Chez le chien, une cyanose, une épistaxis, une dyspnée, de l’œdème pulmonaire, une
anxiété, des tremblements, une fibrillation ventriculaire et un choc cardiovasculaire sont
d’autres manifestations associées au phéochromocytome.
Ces signes cliniques sont reliés à l’hypertension induite par la production excessive de
catécholamines, par la distension des veines adjacentes ou par l’obstruction, due à une
invasion tumorale, de la veine cave caudale (Maher et Mcniel, 1997).
Les signes cliniques sont souvent intermittents, en raison d’une sécrétion épisodique
des catécholamines par le phéochromocytome. Une désensibilisation progressive des tissus
cibles, due à une stimulation prolongée des récepteurs aux catécholamines, est également
suspectée (Maher et Mcniel, 1997).
Calsyn et al. (2010) ont étudié le seul cas d’un chat atteint d’un adénome surrénalien,
provoquant un hypercorticisme primaire, associé à un phéochromocytome sur la glande
controlatérale, découvert fortuitement.
Les signes cliniques associés étaient plutôt compatibles avec l’adénome surrénalien induisant
un hypercorticisme (pelage hirsute avec zones d’alopécie, abdomen penduleux, amyotrophie
dorsal, souffle systolique parasternal gauche de grade 2/6), mais des effets du
phéochromocytome n’étaient pas exclus.
Cette association de ces deux types de tumeur surrénalienne a déjà été constatée chez le
chien et l’Homme (Barthez et al., 1997). Elle peut être expliquée par l’existence d’une
communication directe entre certaines cellules de la médullosurrénale et celles de la
53
corticosurrénale, par un système d’anastomoses des capillaires (voir partie 1.6.4). Une
cortisolémie élevée active la sécrétion de catécholamines et peut conduire à un processus
néoplasique de la médullosurrénale (Calsyn et al., 2010).
Les signes cliniques lors de phéochromocytome peuvent être subtiles, épisodiques, et
sont non pathognomoniques, rendant la suspicion difficile pour le praticien (Wimpole et al.,
2010 ; Gunn-Moore et Simpson, 2013-c).
Les phéochromocytomes entrent dans le diagnostic différentiel de l’hypertension artérielle
systémique et de la polyuro-polydipsie.
L’utilisation d’analyses biochimiques et urinaires, ainsi que des examens d’imagerie
médicale, permettent de guider dans un premier temps le clinicien face à un diagnostic
différentiel large.
3.6.2.3 Diagnostic
Il est très difficile de suspecter un phéochromocytome chez un chat, en raison de sa
rareté et des signes cliniques non spécifiques voire absents.
Des analyses sanguines de base sont tout d’abord indiquées, puis le recours à l’imagerie
médicale s’avère indispensable pour avancer dans le diagnostic. Cependant, pour obtenir une
forte suspicion de phéochromocytome, des tests endocriniens poussés sont nécessaires, mais
ils sont peu disponibles à l’heure actuelle chez les animaux de compagnie.
Le diagnostic de certitude ne peut s’établir qu’avec une analyse histologique de la tumeur.
• Analyses sanguines et urinaires
L’analyse biochimique ne révèle pas d’anomalie significative en cas de
phéochromocytome.
Occasionnellement, une augmentation des ALAT (Alanines Amino Transférases), de
l’activité sérique de la lactate déshydrogénase, et de la créatinine sont observées. Une
azotémie, une hypertriglycéridémie, une hypokaliémie et une hypercapnie sont parfois
également constatées (Patnaik et al., 1990 ; Henry et al., 1993 ; Chun et al., 1997 ; Wimpole et al.,
2010).
Une mesure de la T4 totale est conseillée, car l’épidémiologie et les signes cliniques liés
à l’hypertension artérielle, peuvent correspondre à une hyperthyroïdie, pathologie fréquente
chez les chats âgés (Wimpole et al., 2010).
L’analyse hématologique est sans anomalie (Henry et al., 1993 ; Chun et al., 1997 ;
Wimpole et al., 2010).
L’analyse d’urine révèle parfois, une densité urinaire diminuée (Henry et al., 1993 ; Chun
et al., 1997 ; Wimpole et al., 2010).
La pression artérielle est parfois très élevée. Un chat suspect de phéochromocytome
décrit par Wimpole et al. (2010), avait une pression artérielle systolique à 360 mmHg
(mesures répétées). La sécrétion de catécholamines par la tumeur peut être épisodique.
Face à une forte suspicion associée à une pression artérielle systolique normale, il est
nécessaire d’effectuer de nouveau ces mesures (Chun et al., 1997).
54
Afin d’explorer les multiples hypothèses diagnostiques compatibles avec le tableau
clinique et les résultats des analyses sanguines et urinaires, des examens d’imagerie sont
préconisés, en particulier une échographie abdominale.
• Examens d’imagerie
Pour diagnostiquer un phéochromocytome, il est nécessaire d’avoir mis en évidence une
tumeur surrénalienne (Calsyn et al., 2010).
La radiographie abdominale peut mettre en évidence une région circonscrite d’opacité
tissulaire dans la région d’un rein (Chun et al., 1997).
Des radiographies thoraciques sont indiquées dans le cadre d’une suspicion de
phéochromocytome pour rechercher d’éventuelles métastases pulmonaires. Un chat ayant un
phéochromocytome a présenté une probable métastase dans le lobe caudal gauche, confirmée
par la réalisation d’un scanner. Il s’agissait d’un carcinome bronchoalvéolaire (Wimpole et al.,
2010).
À l’échographie abdominale, la présence d’une masse hypoéchogène, médiale au pôle
crânial du rein ipsilatéral, peut faire suspecter une tumeur surrénalienne. Cependant, ce n’est
pas la seule cause possible (voir tableau 17, partie 4.2.3.3).
Le patient étudié par Calsyn et al. (2010) atteint d’un phéochromocytome et d’un
adénome surrénalien, présentait une hyperplasie généralisée des deux surrénales. Ceci serait
plus en faveur d’un hypercorticisme d’origine hypophysaire (voir tableau 18, partie 4.2.3.3).
Cependant, il est nécessaire de penser à l’existence de deux tumeurs surrénaliennes isolées,
comme c’était le cas chez ce chat.
L’existence d’une masse surrénalienne à l’échographie, associée à une hypertension
artérielle, doit faire suspecter la présence d’un phéochromocytome. Des tests endocriniens
sont préconisés pour avancer dans le diagnostic, et notamment écarter une tumeur
corticosurrénalienne.
• Tests endocriniens
Des tests classiques de la fonction endocrinienne sont indiqués lors de suspicion de
phéochromocytome dans le cadre d’un diagnostic d’exclusion. Un ratio cortisol sur créatinine
urinaire (RCCU), un test de freination à la dexaméthasone à dose faible, et un test de
stimulation à l’ACTH (voir partie 4.3.3.3) sont conseillés.
Dans le cas d’un phéochromocytome, les résultats ne sont pas compatibles avec un
hypercorticisme, sauf dans le très rare cas d’un adénome surrénalien sécrétant, concomitant à
un phéochromocytome (Calsyn et al., 2010).
 Concentrations plasmatique en adrénaline
La concentration en adrénaline a été mesurée chez un seul chat atteint de
phéochromocytome. Elle était deux fois plus élevée que chez un chat sain, avec une valeur de
0,592 ng/mL. Cinq jours après la surrénalectomie, la concentration en adrénaline avait
diminué d’un facteur dix (0,048 ng/mL) (Henry et al., 1993).
Beckman et Iams (1979), ont mesuré des concentrations en adrénaline chez six chats
sains non stressés et non anesthésiés. La valeur moyenne était de 0,26 ng/mL.
55
Chez trois chats stressés au moment du prélèvement, la moyenne des concentrations en
adrénaline était de 1,23 ng/mL, ce qui est près du double de la valeur obtenue par Henry et al.
(1993) chez leur patient atteint de phéochromocytome (Beckman et Iams, 1979).
D’autres études seraient donc nécessaires chez le chat, afin d’établir un intervalle de
référence chez le chat sain et des valeurs compatibles avec un phéochromocytome.
Le prélèvement sanguin doit être réalisé le plus rapidement possible, avec le minimum
de contention, pour éviter de stresser l’animal, ce qui peut fausser les résultats.
Le sang doit être inséré dans un tube EDTA (Éthylène Diamine Tétra-Acétique), centrifugé et
conservé à -25°C jusqu’à analyse, afin de préserver les catécholamines (Beckman et Iams,
1979).
Ce test n’est actuellement pas disponible dans les laboratoires vétérinaires français.
 Concentrations plasmatiques en métabolites des catécholamines
La métanéphrine et la normétanéphrine sont des dérivés urinaires des catécholamines.
L’adrénaline est métabolisée en métanéphrine, aussi appelé métadrénaline, puis en acide
vanylmandélique. La noradrénaline est transformée en normétanéphrine, nommée également
normétadrénaline, puis en acide vanylmandélique. Le métabolisme des catécholamines est
essentiellement urinaire (voir partie 1.6.3.1) (Maher et Mcniel, 1997).
Chez les humains suspects de phéochromocytome, la mesure des concentrations
plasmatiques en métanéphrine est le test de choix afin de confirmer cette hypothèse (Wimpole
et al., 2010).
Wimpole et al. (2010), ont mesuré les concentrations plasmatiques libres en
métanéphrine et normétanéphrine chez sept chats sains, cinq chats atteints de maladies non
surrénaliennes (insuffisance rénale, hyperthyroïdie, pancréatite, diabète sucré, rupture
vésicale), et chez un chat suspect de phéochromocytome (confirmation par analyse
histologique) après une surrénalectomie. Les résultats de cette étude sont présentés au tableau
5.
Le prélèvement sanguin s’effectue à la veine jugulaire, au premier essai, et doit être
placé dans un tube hépariné puis centrifugé immédiatement. Le plasma est ensuite collecté et
réfrigéré à -20°C, jusqu’à analyse.
Les concentrations plasmatiques libres en métanéphrine et normétanéphrine sont
mesurées par chromatographie en phase liquide à haute performance (HPLC) (Wimpole et al.,
2010).
Le stress induit par le prélèvement sanguin a probablement une influence sur la
concentration plasmatique en métanéphrine et normétanéphrine.
56
Tableau 5 : Concentrations plasmatiques libres en métanéphrine et normétanéphrine chez des
chats sains, atteints de maladies non surrénaliennes et suspect de phéochromocytome
(Wimpole et al., 2010).
Métabolite
mesuré
Concentration
moyenne en
métanéphrine
Concentration
moyenne en
normétanéphrine
Chats sains
(7 individus)
Chats atteints de
maladies non
surrénaliennes
(5 individus)
1 103 pmol/L.
1 548 pmol/L.
(250Ŕ3 300 pmol/L)
(710 Ŕ 4 110 pmol/L)
3 511 pmol/L.
7 662 pmol/L.
(1 160-6 280 pmol/L)
(3 250-11 860 rmol/L)
Chat suspect de
phéochromocytome
(1 individu)
* Post-surrénalectomie :
1 600 pmol/L.
* Post-thoracotomie (1) :
1 220 pmol/L.
* Après le premier cycle de
chimiothérapie : 1 390 pmol/L.
* Post-surrénalectomie :
15 430 pmol/L.
* Post-thoracotomie (1) :
15 200 pmol/L.
* Après le premier cycle de
chimiothérapie :
13 410 pmol/L.
(1) : le chat suspect de phéochromocytome présentait également un carcinome bronchoalvéolaire.
Les concentrations en métanéphrine et normétanéphrine n’ont pas été mesurées chez le
chat suspect de phéochromocytome avant la surrénalectomie, ce qui rend difficile
l’interprétation des valeurs obtenues chez ce chat.
La concentration plasmatique en métanéphrine n’est pas significativement différente
chez les chats sains et ceux atteints d’affections non surrénaliennes.
En revanche, la concentration plasmatique en normétanéphrine est significativement plus
élevée chez les chats malades. Cette augmentation est plus marquée chez le chat suspect de
phéochromocytome que chez ceux ayant une affection non surrénalienne (Wimpole et al.,
2010).
Les auteurs supposent que la métanéphrine est plus sensible que la normétanéphrine aux
influx nerveux sympathiques associés au stress du prélèvement, ou que la tumeur du chat
suspect de phéochromocytome sécrétait davantage de noradrénaline que d’adrénaline.
Le fait que la concentration plasmatique en normétanéphrine reste élevée après la
surrénalectomie et la chimiothérapie peut être expliquée par la présence de micrométastases
qui ne répondent pas au traitement. La localisation, la taille et la malignité du
phéochromocytome sont aussi des facteurs qui ont un impact sur la réponse au traitement, et
potentiellement sur les concentrations plasmatiques en métanéphrine et norépinéphrine
(Wimpole et al., 2010).
D’autres études, avec un plus grand nombre d’individus, seraient nécessaires pour
valider ce test comme une méthode fiable pour diagnostiquer un phéochromocytome chez le
chat, ainsi que pour établir un intervalle de valeurs de référence des concentrations en
catécholamines et de celles de ces métabolites (Maher et Mcniel, 1997 ; Calsyn et al., 2010).
Ce test n’est actuellement pas disponible dans les laboratoires vétérinaires français et
coûte très cher dans les pays où il peut être réalisé.
57
 Mesure de la concentration en inhibine
La concentration sérique en inhibine a été évaluée récemment chez des chiens stérilisés
par Brömel et al. (2013), afin de différencier les tumeurs corticosurrénaliennes des
phéochromocytomes. Cette méthode n’a pas été testée chez le chat.
L’inhibine est une hormone peptidique produite principalement par les cellules de Sertoli chez
les mâles et par les cellules de la granulosa chez les femelles, et, dans une moindre proportion,
par les cellules corticosurrénaliennes.
Chez l’Homme et le chien, en présence d’un hypercorticisme primaire, la concentration
sérique en inhibine est augmentée, contrairement aux individus présentant un
phéochromocytome. Une concentration indétectable en inhibine chez des chiens stérilisés
ayant une tumeur surrénalienne est fortement en faveur d’un phéochromocytome.
La mesure de la concentration sérique en inhibine nécessite une simple prise de sang.
Ce test ne peut pas être interprété chez des animaux entiers (Brömel et al., 2013).
 Autres tests diagnostiques
En médecine humaine, d’autres tests sont développés, dont les caractéristiques sont
indiquées au tableau 6.
Le diagnostic fiable d’un phéochromocytome chez l’Homme est difficile à obtenir, en raison
du manque de spécificité et de sensibilité des tests à disposition, de la faible prévalence de
cette maladie, et de la production épisodique des différents types d’hormones produites par les
phéochromocytomes (Calsyn et al., 2010).
58
Tableau 6 : Tests développés chez l’Homme pour diagnostiquer un phéochromocytome (Chun
et al., 1997 ; Maher et Mcniel, 1997 ; Calsyn et al., 2010 ; Wimpole et al., 2010 ; Gunn-Moore et Simpson,
2013-c ; Bertazzolo et al., 2014).
Test
diagnostique
Mesure
des
concentrations
plasmatiques
des
catécholamines
ou des produits
de dégradation
Mesure des
catécholamines
urinaires et de
leurs
métabolites
Scintigraphie
Ou
Protocole
- Prélèvement sanguin (voir
paragraphe précédent)
- Techniques de mesure :
HPLC, spectroscopie de masse
en
tandem,
dosage
radioimmunologique
ou
immunoenzymoessai.
- Collecter les urines sur 24h,
les acidifier (à pH<3, avec de
l’acide chlorhydrique) et les
réfrigérer.
OU prélèvement unique.
Évaluation
du
ratio
métanéphrine / créatinine.
- Mesure de la consommation,
par la médullosurénale, d’un
isotope radioactif (mIBG,
m
ou
p-flourobenzylguanidine).
Tomographie
par émission de
positons
Test de
suppression des
catécholamines
Tests de
provocation à
l’histamine, la
tyramine, le
métoclopramide,
ou le glucagon
- Mesure à T0 puis à T+3h
après administration IV d’un
α2 agoniste (clonidine), des
concentrations
de
métanephrine
ou
de
normétanephrine et mesure de
la pression artérielle.
- Principe : l’α2 agoniste
diminue,
par
médiation
neurologique, la sécrétion de
catécholamines
par
des
surrénales saines, et réduit la
pression artérielle. Absence de
diminution si phéochromocytome (sécrétion autonome de
catécholamines)
OU
administration
de
phentolamine,
un
alpha
antagoniste adrénergique, qui
diminue la pression artérielle
chez des patients sains.
Administration
de
ces
substances, qui stimulent la
sécrétion des catécholamines
par les phéochromocytomes,
puis mesure du taux de
catécholamines.
Avantages
Inconvénients
Sensibilité
spécificité
élevées.
et
Sensibilité
spécificité
élevées.
et
- Évaluation de
l’activité
fonctionnelle et
de la localisation
de la tumeur.
Révèle
la
présence
de
métastases.
- Non invasif
Permet
de
différencier
un
phéochromocytome
d’une
stimulation
sympathique.
Sensibilité
élevée chez les
humains (97 %).
Faux
négatifs
(sécrétion intermittente
des
catécholamines,
variation du type de
catécholamines produit
par la tumeur)
- Faux positifs (stress)
Faux
négatifs
(excrétion sporadique
des catécholamines si
prélèvement unique,
insuffisance
rénale,
production variable du
type de catécholamine)
- Faux positifs : stress,
exercice, médicaments
- Coût élevé
Utilisation en
médecine
vétérinaire
- Très rare chez le
chien et le chat
Laboratoires
vétérinaires
non
équipés.
Manque
de
références fiables.
Manque
d’intervalle
de
référence
fiable
chez les chiens.
Absence
de
données chez les
chats.
Effectuée
notamment
chez
des chiens dans le
cadre
de
la
recherche (Berry
et al., 2002).
Manque
de
disponibilité.
- Mauvaise spécificité
(67 %). Beaucoup de
faux positifs (sécrétion
épisodique
de
catécholamines, autres
causes d’hypertension)
- Effets secondaires
néfastes
de
l’administration d’un
alpha
agoniste
(hypotension sévère,
choc).
Nécessite
une
surveillance
rapprochée.
N’a jamais été
réalisé chez les
chiens et les chats.
- Non recommandé en
raison d’un risque de
crise hypertensive
potentiellement létale.
N’ont jamais été
réalisés chez les
chiens et les chats.
59
En médecine vétérinaire, ces tests endocriniens ne sont pas développés en pratique
courante. La prévalence des phéochromocytomes diagnostiqués chez le chat est très faible.
Ces examens représentent un coût important, ne sont pas simples à réaliser, ne sont pas
beaucoup demandés, et les caractéristiques intrinsèques de ces tests ne sont pas très bonnes.
La concentration plasmatique en catécholamines et ses métabolites donne des résultats
encourageants chez les chiens et les chats afin de diagnostiquer un phéochromocytome, mais
des études sur un plus grand nombre d’individus seraient nécessaires (Bertazzolo et al., 2014).
Ces mesures seraient utiles en cas de suspicion de phéochromocytome malgré des résultats
non concluant, par exemple en cas d’absence d’identification d’une masse surrénalienne par
imagerie médicale (Maher et Mcniel, 1997).
3.6.2.4 Données anatomo-pathologiques
Macroscopiquement, les phéochromocytomes sont des masses de couleur brune. Ils
peuvent atteindre 7 x 7 x 1,2 cm (Holzworth et Coffin, 1953 ; Carpenter et al., 1987 ; Maher et
Mcniel, 1997 ; Capen, 2007).
• Analyse cytologique
Une cytologie peut être effectuée suite à l’exérèse d’une surrénale lors de chirurgie ou
d’autopsie. La réalisation d’une biopsie échoguidée n’est pas recommandée en raison de
complications qui peuvent survenir (hémorragies, dissémination de cellules tumorales) (Chun
et al., 1997 ; Chetboul et al., 2005).
Bertazzolo et al. (2014), ont établi une liste de critères cytologiques présentés
précédemment au tableau 4 (partie 3.6.1.3), permettant de différencier entre une tumeur
corticosurrénalienne et une néoplasie médullosurrénalienne.
Les cellules d’un phéochromocytome observées lors de l’analyse cytologique forment
une population uniforme. Elles sont arrondies, avec un noyau de grande taille, rond à ovale,
présentant parfois de la chromatine fine agrégée à la périphérie, avec ou sans nucléole. Le
cytoplasme possède des granules basophiles (Chun et al., 1997).
La cytologie permet au praticien non spécialiste en anatomie pathologie, de conclure sur
la présence d’une masse d’origine neuroendocrine. Cependant, elle ne permet pas d’établir le
diagnostic de phéochromocytome avec certitude, ni de conclure sur la malignité ou la
bénignité de la masse (Chun et al., 1997 ; Bertazzolo et al., 2014).
• Analyse histopathologique
L’analyse histologique du tissu surrénalien constitue le diagnostic de certitude d’un
phéochromocytome.
Elle se réalise généralement après surrénalectomie ou lors d’autopsie.
L’analyse histologique d’un phéochromocytome révèle en général une compression du
cortex surrénalien par le tissu néoplasique médullaire, laissant parfois qu’une fine couche de
cellules corticales (Henry et al., 1993).
60
Un phéochromocytome est constitué histologiquement, par des cellules, regroupées en
nids, de forme différente (arrondies, ovales ou polyédriques), séparées par un fin stroma
fibrovasculaire (Carpenter et al., 1987 ; Patnaik et al., 1990 ; Henry et al., 1993 ; Chun et al., 1997 ;
Calsyn et al., 2010).
Le cytoplasme est vacuolisé et contient des granules éosinophiles à basophiles en
quantité modérée. Il n’y a pas d’enclaves lipidiques (Patnaik et al., 1990 ; Fontaine, 2006 ;
Calsyn et al., 2010).
Les noyaux sont ovales à allongés, souvent hyperchromatiques, avec un ou deux
nucléole(s), et de la chromatine disséminée. Un pléomorphisme modéré est généralement
constaté (anisocytose, anisocaryose) (Carpenter et al., 1987 ; Patnaik et al., 1990 ; Henry et al.,
1993 ; Calsyn et al., 2010).
La présence de figures de mitose est observée seulement dans certains cas. Celles-ci peuvent
être nombreuses (trois à quatre par champ à fort grossissement) (Henry et al., 1993), ou
totalement absente (Patnaik et al., 1990 ; Calsyn et al., 2010).
Un cas de paragangliome a été décrit chez un chat par Patnaik et al. (1990). Il s’agissait
d’une masse de 4 x 3,5 x 3 cm, encapsulée, vascularisée, blanche, de consistance molle, près
de la surrénale et du rein gauches.
L’examen histologique a révélé la présence d’un phéochromocytome, comme décrit
précédemment. Cette néoplasie extra-surrénalienne présentait des zones d’hémorragie et de
nécrose, de même que les deux glandes surrénales (Patnaik et al., 1990).
• Analyse immunohistochimique
Une analyse histoimmunochimique est intéressante à réaliser, afin de s’assurer
définitivement de la nature de la tumeur surrénalienne.
Les cellules constituant le phéochromocytome sont immunoréactives aux anticorps dirigés
contre la chromogranine A (une protéine localisée dans les granules de sécrétion des cellules
endocrines), les leu-enképhalines, la synaptophysine et la PGP 9,5 (polypeptides produits par
certains neurones, marqueurs de cellules neuroendocrines).
Elles sont immunonégatives aux anticorps dirigés contre les pancytokératine et l’ACTH.,
utilisés pour marquer une tumeur corticosurrénalienne (Calsyn et al., 2010 ; Wimpole et al.,
2010).
En cas de phéochromocytome associé à un hypercorticisme, un marquage de l’ACTH
est intéressant à réaliser, pour déterminer si une production ectopique d’ACTH par le
phéochromocytome explique la présence de l’hypercorticisme (Calsyn et al., 2010).
L’analyse immunohistochimique du parangliome du seul cas félin décrit montre une
détection de sérotonine dans des granules intracytoplasmiques, suggérant la production de ce
neurotransmetteur par les cellules tumorales (Patnaik et al., 1990).
Chez les chiens, des enképhalines et de la somatostatine ont été détectées dans des
phéochromocytomes. De l’insuline, glucagon, gastrine, et de la cholécystokinine like ont été
trouvés dans un parangangliome localisé dans le tissu péri-surrénalien (Patnaik et al., 1990).
3.6.2.5 Critères de malignité et de bénignité d’une masse médullosurrénalienne
La distinction entre un phéochromocytome bénin ou malin est très difficile à établir.
Chez le chien, plus de 50 % des phéochromocytomes sont malins (Feldman et al., 2015).
61
À notre connaissance, il n’y a actuellement pas de données disponibles chez le chat sur la
malignité des phéochromocytomes.
En médecine humaine, les phéochromocytomes malins sont caractérisés par une nécrose
extensive et sont composé de petites cellules, plus larges et plus lourdes que leurs homologues
bénignes. Certains indicateurs habituels de malignité, tels qu’un noyau atypique avec la
présence de figures de mitose, ne semblent pas toujours être applicables aux
phéochromocytomes (Patnaik et al., 1990 ; Bertazzolo et al., 2014).
Des tumeurs volumineuses, envahissant la vascularisation adjacente et la présence de
métastases seraient plus compatibles avec un phéochromocytome malin (Fontaine, 2006).
Chez le chien, l’index de prolifération spécifique de cycle cellulaire a été utilisé comme
critère de malignité. Il utilise l’expression de la protéine nucléaire Ki-67, analysée par
immunohistochimie. Ce test est très peu disponible dans les laboratoires vétérinaires (Labelle
et al., 2004 ; Bertazzolo et al., 2014).
Dans les cas de phéochromocytomes félins publiés dans la littérature, seul un cas de
métastase pulmonaire a été décrit (Wimpole et al., 2010), et un a été évoqué (Vlaovitch cité par
Lombard, 1940).
Selon les études, de 15 à 30 % des chiens présentant un phéochromocytome ont des
métastases diagnostiquées en autopsie. Elles se situent aux poumons, au foie, à la rate, aux
reins, aux os, au cœur, au pancréas, aux nœuds lymphatiques, ou au système nerveux central
(Barthez et al., 1997 ; Feldman et al., 2015).
Les phéochromocytomes sont des tumeurs rares chez le chat, mais qui sont
probablement sous diagnostiquées, en raison de l’inconstance des signes cliniques, de leur
manque de spécificité, ainsi que de l’absence de test diagnostique fiable réalisable en pratique
courante.
Le traitement de choix en cas de suspicion de phéochromocytome est chirurgical. La
surrénalectomie est détaillée en partie 5.4. L’analyse histologique systématique de la masse
retirée est conseillée afin d’établir un diagnostic de certitude.
Avant la chirurgie, ou si le propriétaire refuse une intervention, un traitement médical est
préconisé (voir partie 5.4.3.3).
La médullosurrénale peut être le lieu d’autres types de tumeurs.
Les neuroblastomes sont des tumeurs neuronales qui proviennent des cellules
neuroectodermiques primitives. Ils sont généralement malins, volumineux, multilobulés, et
peu différenciés. Ils se développent préférentiellement chez les jeunes animaux (Fontaine,
2006 ; Capen, 2007)
Les ganglioneuromes sont des petites tumeurs bégnines composées de cellules ganglionnaires,
bien différenciées.
À notre connaissance, il n’y a pas de données spécifiques publiées traitant de ces
tumeurs chez le chat.
62
3.6.3 Métastases surrénaliennes de tumeurs primitives extra-surrénaliennes
Chez l’Homme, les métastases sont les lésions les plus fréquentes des glandes
surrénales. Elles sont constatées surtout lors de cancer du poumon et du sein, de carcinomes
gastriques, et de mélanomes (Labelle et De Cock, 2005).
Les glandes surrénales sont le quatrième site de métastases de tumeur primitive après les
poumons, le foie et les os. La riche vascularisation sinusoïdale de cet organe explique la
présence de métastases diffusant par voie hématogène (Labelle et De Cock, 2005 ; Fontaine,
2006).
Chez le chien, les métastases surrénaliennes proviennent préférentiellement des
lymphosarcomes, d’hémangiosarcomes, de mélanome malin et de myélome multiple (Myers,
1997).
Les métastases surrénaliennes représentent, selon les études, de 18 à 60 % des lésions
tumorales surrénaliennes chez le chat (Myers, 1997 ; Labelle et De Cock, 2005).
Labelle et De Cock (2005), ont réalisé une étude rétrospective portant sur 81 chats (âge
moyen de 9 ans) ayant une tumeur primitive. Ils ont étudié la présence de métastases
surrénaliennes à l’aide d’analyses histologiques post-mortem.
Le taux moyen de métastases au sein des glandes surrénales est de 15 %.
Les sites des tumeurs primitives constatés dans cette étude sont résumés au tableau 7.
D’autres tumeurs primitives, non citées dans l’étude de Labelle et De Cock (2005)
peuvent métastaser au sein des glandes surrénales. C’est le cas par exemple d’un
adénocarcinome du larynx (Lieberman, 1954), d’un adénocarcinome endométrial (O’Rourke et
Geib, 1970) ou d’un ganglioneurome cardiaque (Kobayashi et al., 2012).
Tableau 7 : Localisations des tumeurs primitives associées à des métastases surrénaliennes
chez le chat (résultats de l’étude de Labelle et De Cock, 2005).
Tumeur primitive
Nombre de cas présentant des
métastases surrénaliennes
Lymphome
Carcinome à cellules transitionnelles
Mélanome
Carcinome folliculaire thyroïdien
Fibrosarcome
7/75 (9,3 %)
2/3
1/1
1/1
1/1
Les lymphomes sont les tumeurs les plus fréquentes chez les chats, ils constituent
l’origine de la majorité des métastases surrénaliennes, qui semblent apparaître tardivement
dans ce contexte (Carpenter et al., 1987 ; Labelle et De Cock, 2005).
Un hypoadrénocorticisme dû à une infiltration tumorale d’un lymphome a été décrit par
Parnell et al. (1999) (voir partie 4.1.1.1).
Dans l’étude de Labelle et De Cock (2005), les métastases surrénaliennes chez le chat
sont bilatérales dans 50 % des cas.
Les cellules néoplasiques sont limitées au cortex surrénalien (50 % des cas), à la
médullosurrénale (30 %), ou envahissent le cortex et la médulla (20 %).
63
L’invasion tumorale est sévère dans 60 % des cas. Des zones de nécrose sont
fréquemment observées au sein des glandes surrénales infiltrées.
Dans 20 % des cas, d’autres organes sont concernés par l’infiltration néoplasique. Lorsque des
métastases sont observées dans les surrénales, en moyenne 4,5 (2 à 7) autres organes sont
atteints, dont les poumons, le foie, les nœuds lymphatiques abdominaux ou thoraciques, les
reins, les intestins ou le pancréas (Labelle et De Cock, 2005).
Lorsqu’une tumeur est diagnostiquée, il est recommandé d’examiner attentivement les
glandes surrénales lors du bilan d’extension, notamment à l’aide de l’imagerie médicale.
Les lésions macroscopiques sont observées seulement dans 8 % des cas. Il est donc conseillé
de réaliser des analyses histologiques des glandes surrénales lors d’autopsie afin d’obtenir un
bilan lésionnel complet (Labelle et De Cock, 2005).
Les métastases surrénaliennes doivent être inclues dans le diagnostic différentiel des
masses surrénaliennes (voir tableau 17, partie 4.2.3.3).
3.6.4 Les incidentalomes
Les incidentalomes surrénaliens sont des masses découvertes fortuitement au sein des
glandes surrénales (Myers, 1997).
Les cas d’incidentalome en médecine vétérinaire sont de plus en plus fréquents, en
raison du développement de l’imagerie médicale en pratique courante, de l’augmentation de
l’espérance de vie (l’apparition de masse surrénalienne augmente avec l’âge) et de la
médicalisation plus importante des animaux (Myers, 1997 ; Bertazzolo et al., 2014).
Il n’y a que très peu de données sur les incidentalomes surrénaliens chez le chat.
La prévalence dans cette espèce n’est actuellement pas connue (Bertazzolo et al., 2014).
Chez l’Homme, la majorité des incidentalomes sont des adénomes corticaux non
hypersécrétoires (Myers, 1997).
Chez les animaux domestiques, les études sont contradictoires. Pour certains auteurs, la
plupart des masses surrénaliennes découvertes fortuitement seraient bénignes et non
fonctionnelles chez des chats sains (Feldman et al., 2015), pour d’autres, les incidentalomes
seraient fréquemment fonctionnels (Bertazzolo et al., 2014).
Des tumeurs corticosurrénaliennes peuvent être inactives, sécréter une trop faible quantité
d’aldostérone ou de cortisol pour induire des signes cliniques, ou produire en excès des
stéroïdes inhabituels, non mesurés en pratique courante (Bertazzolo et al., 2014).
Les incidentalomes peuvent également être non tumoraux. Il peut s’agir notamment de nodule
d’hyperplasie, d’hématome, de kyste ou de granulome (voir le tableau 17, partie 4.2.3.3, qui
présente le diagnostic différentiel d’une masse surrénalienne visualisée à l’échographie).
Il est conseillé de considérer une masse surrénalienne comme tumorale avant d’avoir
prouvé le contraire (Feldman et al., 2015).
L’historique médical est à prendre en compte. Un examen clinique exhaustif et des analyses
complémentaires sont à effectuer (Myers, 1997).
Dans le cadre d’une suspicion de tumeur surrénalienne, il est nécessaire de savoir si celle-ci
est sécrétante. Une néoplasie corticosurrénalienne peut sécréter en excès du cortisol, de
l’aldostérone ou des stéroïdes sexuelles, et une tumeur médullosurrénalienne de l’adrénaline
et de la noradrénaline.
64
Des analyses sanguines, des mesures de la pression artérielle et des tests endocriniens sont
recommandés (RCCU, test de stimulation à l’ACTH, test de freinage à la dexaméthasone à
dose faible, etc.) (voir parties 4.2.3 et 4.3.3) (Feldman et al., 2015).
Une surrénalectomie est indiquée si la masse est fonctionnelle, si elle présente des
caractéristiques de malignité, ou si elle a une taille importante (Bertazzolo et al., 2014 ; Feldman
et al., 2015).
Les critères de malignité de la masse s’apprécient par la taille, l’invasion autour des organes
et des vaisseaux adjacents, et l’identification d’autres masses à l’imagerie (Myers, 1997 ;
Feldman et al., 2015).
Si la masse est de petite taille (< 3cm), avec des critères de bénignité, hormonalement
non active, il est recommandé d’effectuer des contrôles échographiques réguliers, afin de
surveiller la taille et l’extension éventuelle de la masse. Les examens échographiques sont
réalisés tous les 2 à 3 mois après la découverte de l’incidentalome, puis tous les 4 à 6 mois si
la masse n’a pas changé de taille (Feldman et al., 2015).
Une exérèse chirurgicale de ce type d’incidentalome peut être effectuée, mais il faut prendre
en compte l’âge et l’état de santé de l’animal, afin d’évaluer le rapport bénéfice risque d’une
surrénalectomie dans ce contexte.
65
66
4. PRINCIPALES AFFECTIONS SURRÉNALIENNES
OBSERVÉES CHEZ LE CHAT
Les glandes surrénales sont des organes indispensables à la vie. Leur dysfonctionnement
peut induire de graves conséquences sur l’organisme. L’hypoadrénocorticisme primaire,
l’hyperaldostéronisme primaire et l’hypercorticisme spontané, sont des affections très
débilitantes pour l’organisme, qui nécessitent de pouvoir être diagnostiquées précocément afin
de pouvoir les traiter efficacement.
4.1 L’hypoadrénocorticisme primaire
L’hypoadrénocorticisme désigne une déficience de production de minéralocorticoïdes et
de glucocorticoïdes par les corticosurrénales. Il peut être primaire ou secondaire.
L’hypoadrénocorticisme primaire, appelé également « maladie d’Addison », résulte
d’une destruction du cortex surrénalien. Cette affection semble être rare chez le chat : moins
d’une quarantaine de cas a été décrit dans la littérature, depuis sa première description en
1983 par Johnessee et al.
Dans de très rares cas, une déficience de la sécrétion de glucocorticoïdes, avec un
maintien de la production de minéralocorticoïdes, est constatée. On désigne cette affection par
le terme d’ « hypoadrénocorticisme atypique » (voir partie 4.1.4).
L’hypoadrénocorticisme secondaire (ou tertiaire), a lieu en réponse à une diminution de
la sécrétion d’ACTH (ou de CRH). Il se rencontre lors de tumeur, traumatisme, inflammation
ou affection congénitale hypothalamo-hypophysaire.
L’hypocorticisme dit iatrogène est secondaire à l’administration de longue durée de
corticoïdes exogènes ou de progestagènes. Le contexte clinique diffère alors totalement de
celui de l’hypoadrénocorticisme spontané puisque les signes cliniques sont ceux d’une
imprégnation cortisolique de l’organisme (c’est-à-dire ceux d’un syndrome de Cushing)
(Gunn-Moore et Simpson, 2013-a).
Cette baisse de production de CRH et/ou d’ACTH induit une atrophie des zones réticulée et
fasciculée des corticosurrénales, entraînant une diminution de la production de
glucocorticoïdes. La production de minéralocorticoïdes n’est en général pas affectée par la
diminution de la sécrétion d’ACTH, car l’ACTH n’a qu’un rôle mineur sur la production de
minéralocorticoïdes (voir partie 1.6.1.3).
Nous nous intéressons dans cette étude à l’hypoadrénocorticisme primaire.
L’hypoadrénocorticisme atypique sera évoqué en partie 4.1.4.
67
4.1.1 Physiopathologie
4.1.1.1 Étiologie
L’hypoadrénocorticisme primaire est induit par la destruction des trois zones des
corticosurrénales (glomérulée, fasciculée et réticulée).
Il est estimé que plus de 90 % des cellules corticosurrénaliennes doivent être détruites pour
que la maladie soit cliniquement exprimée. Ceci implique une destruction bilatérale des
corticosurrénales, qui est en général progressive (Feldman et al., 2015).
Parmi la quarantaine de chats atteints d’hypoadrénocorticisme primaire décrite dans la
littérature, seuls quatre ont des causes identifiées : Parnell et al. (1999), ont observé deux cas
d’une infiltration des surrénales par un lymphome, qui a conduit à une destruction bilatérale
des corticosurrénales. Brain (1997) et Berger et Reed (1993) ont exposé chacun un cas
d’hypoadrénocorticisme primaire dû à un traumatisme externe (attaque par un chien, accident
de voiture), induisant une hémorragie et/ou un infarctus des deux surrénales.
Chez le chien, la cause majoritaire de l’hypoadrénocorticisme primaire est la destruction à
médiation immunitaire des corticosurrénales. Cela a été suspecté chez le chat, notamment lors
des premiers cas de chats addisoniens, chez qui les examens nécropsique et histologique
révélaient une destruction complète des deux corticosurrénales, qui étaient remplacées par du
tissu conjonctif fibreux, et infiltrées par des lymphocytes et quelques macrophages (Johnessee
et al., 1983 ; Peterson et al., 1989).
Cependant, à l’heure actuelle, la cause de l’hypoadrénocorticisme primaire chez le chat reste
le plus souvent inconnue (Gunn-moore et Simpson, 2013-a).
4.1.1.2 Conséquences d’un hypoadrénocorticisme primaire
L’hypoadrénocorticisme résulte d’une destruction des cortex surrénaliens. La
destruction de la zone glomérulée induit un défaut de synthèse des minéralocorticoïdes, tandis
que celle des zones fasciculées et réticulées entraîne un déficit de production de
glucocorticoïdes.
Les minéralocorticoïdes et les glucocorticoïdes sont vitaux pour l’organisme (voir parties
1.6.1.2 et 1.6.2.2). Leur déficit entraîne de multiples et graves conséquences. Elles sont
résumées sur le schéma de la figure 15.
Une hypoaldostéronémie induit une incapacité à conserver le sodium et l’eau dans
l’organisme, ainsi qu’une rétention du potassium, ce qui entraîne un trouble majeur de
l’homéostasie cellulaire, notamment une hyperkaliémie, et une hypovolémie. L’hypovolémie
entraîne une hypotension et une diminution de la perfusion tissulaire.
Une acidose métabolique apparaît en raison de la diminution de la sécrétion rénale des ions
hydrogène, de la baisse de la résorption rénale des bicarbonates et du chlore, ainsi que de
l’augmentation de la production d’acides, secondaire à la diminution de la perfusion tissulaire
et aux effets directs de l’hypoaldostéronisme (Peterson et al., 1989 ; Feldman et al., 2015).
Un déficit en glucocorticoïdes induit des troubles métaboliques, tels qu’une perturbation
de la néoglucogenèse et du métabolisme lipidique. Les conséquences systémiques sont
multiples et affectent presque tous les organes. Une hypoglycémie, une hypotension et une
anémie sont notamment induites par la diminution de production de glucocorticoïdes (Feldman
et al., 2015).
68
La destruction des corticosurrénales lors d’hypoadrénocorticisme primaire est un
processus graduel. Une insuffisance surrénalienne partielle peut passer inaperçue, mais le
manque de réserve hormonale surrénalienne entraîne une incapacité à répondre aux stimuli de
stress (Gunn-Moore et Simpson, 2013-a).
Figure 15 : Conséquences ioniques et métaboliques d’un hypoadrénocorticisme primaire.
4.1.2 Présentation clinique
4.1.2.1 Épidémiologie
Les chats atteints d’hypoadrénocorticisme primaire sont de tout âge, les cas décrits étant
âgés de 18 mois à 14 ans (Brain, 1997 ; Peterson et al., 1989). Dans l’étude de Peterson et al.
(1989), sur dix chats atteints d’hypoadrénocorticisme primaire, la moyenne d’âge était de 5,8
ans.
Il ne semble pas y avoir de prédisposition sexuelle, contrairement à ce qui est constaté
chez le chien, chez qui environ 70 % des animaux atteints sont des femelles (Gunn-Moore et
Simpson, 2013-a).
La majorité des cas décrits dans la littérature concerne des chats européens stérilisés. La
seule autre race décrite est le British shorthair (Tasker et al., 1999 ; Sicken et Neiger, 2013).
Les données épidémiologiques sont à relativiser en raison du faible nombre de cas
décrits dans les études.
69
4.1.2.2 Signes cliniques
La diminution de production de minéralocorticoïdes et de glucocorticoïdes entraîne, à
long terme, un bouleversement majeur dans l’équilibre de l’organisme.
La destruction du cortex surrénalien étant progressive, l’apparition de signes cliniques
est tardive. Lorsqu’elle s’exprime cliniquement, l’hypoadrénocorticisme primaire est une
pathologie très débilitante pour l’animal.
Dans un premier temps, les signes cliniques sont en général inconstants. Ils diminuent
de façon temporaire à la suite d’un traitement symptomatique (fluidothérapie, corticothérapie)
(Feldman et al., 2015).
Dans certains cas, les propriétaires décrivent une dégradation très brutale de l’état général de
leur animal, qui arrive chez le vétérinaire en état de choc : c’est la crise addisonienne.
(Peterson et al., 1989 ; Tasker et al., 1999 ; Sicken et Neiger, 2013).
Dans l’étude de Peterson et al. (1989), réalisée sur dix chats atteints d’hypoadrénocorticisme
primaire, cinq d’entre eux sont arrivés à la clinique en état de choc avancé. Dans cette même
étude, l’intervalle entre l’apparition des signes cliniques et le diagnostic était très variable, de
5 à 100 jours (avec une moyenne de 28,9 jours).
Les signes cliniques sont très similaires parmi les cas décrits dans la littérature. Ils sont
rapportés au tableau 8 et à la figure 16.
Tableau 8 : Principaux signes cliniques évoqués chez des chats atteints
d’hypoadrénocorticisme primaire (synthèse des travaux de Johnessee et al., 1983 ; Peterson et al.,
1989 ; Berger et Reed, 1993 ; Parnell et al., 1999 ; Tasker et al., 1999 ; Brain, 1997 ; Stonehewer et
Tasker, 2001 ; Kasabalis et al., 2012 ; Sicken et Neiger, 2013).
Prévalence
Signes cliniques
(Nombre de chats présentant le signe
clinique/Nombre de chats étudiés)
Anorexie
Léthargie
Faiblesse musculaire
Perte de poids
Vomissements
Polyuro-polydipsie
Constipation
Adipsie
Dysphagie
100 % (19/19)
95 % (18/19)
89 % (17/19)
84 % (16/19)
42 % (8/19)
21 % (4/19)
11 % (2/19)
5 % (1/19)
5 % (1/19)
Figure 16 : Principaux signes cliniques évoqués
d’hypoadrénocorticisme primaire (données du tableau 4).
70
chez
des
chats
atteints
Les signes cliniques les plus fréquemment observés chez des chats atteints
d’hypoadrénocorticisme primaire sont des signes généraux non spécifiques, tels qu’une
anorexie entraînant une perte de poids, une léthargie associée à une faiblesse musculaire
sévère, ainsi que des vomissements.
La faiblesse musculaire est si prononcée qu’elle entraîne dans un certain nombre de cas
un décubitus prolongé et un refus de tout déplacement (Tasker et al., 1999 ; Kasabalis et al.,
2012 ; Sicken et Neiger, 2013).
Dans les cas où la locomotion est conservée, l’atteinte musculaire peut parfois faire suspecter
un trouble neurologique. Plusieurs auteurs décrivent une ataxie des membres antérieurs ou des
quatre membres (Tasker et al., 1999 ; Kasabalis et al., 2012 ; Sicken et Neiger, 2013).
Un examen neurologique poussé est donc à réaliser pour écarter les causes neurologiques. De
même, un examen orthopédique est recommandé pour exclure les hypothèses ostéoarticulaires pouvant expliquer une faiblesse musculaire (Kasabalis et al., 2012).
L’atteinte musculaire n’est pas clairement expliquée. Les muscles et les nerfs nécessitent des
concentrations appropriées de potassium et de sodium pour l’excitabilité des fibres.
La gravité des désordres ioniques induits par l’hypoaldostéronisme, entraîne un trouble
majeur de l’excitabilité des fibres musculaires. Il est possible que l’hypoperfusion tissulaire,
liée à l’hypotension, ainsi que le déficit simultané en glucocorticoïdes soient également
responsables de l’atteinte musculaire (Stonehewer et Tasker, 2001).
Moins fréquemment, une polyuro-polydipsie (Peterson et al., 1989 ; Stonehewer et Tasker,
2001), une constipation (Tasker et al., 1999 ; Kasabalis et al., 2012), une adipsie (Sicken et Neiger,
2013) et une dysphagie (Stonehewer et Tasker, 2001) ont été constatées chez des chats atteints
d’hypoadrénocorticisme.
Il est à noter que, contrairement à ce qui est observé chez le chien, il n’y a pas de diarrhée
rapportée chez les chats addisoniens (Kasabalis et al., 2012 ; Feldman et al., 2015).
À l’examen clinique, les paramètres vitaux sont souvent altérés, comme le résume le
tableau 9.
Une déshydratation (entre 5 et 10 %) ainsi qu’une hypothermie (entre 32,7 et 37,5°C)
sont très souvent décrits chez des chats atteints d’hypoadrénocorticisme (Parnell et al., 1999 ;
Sicken et Neiger, 2013). Des signes d’hypotension, tels qu’une diminution, voire une absence,
de pouls fémoraux détectables sont également fréquemment observés.
Plus rarement, la palpation abdominale est inconfortable en région crâniale (Peterson et
al., 1989 ; Parnell et al., 1999). Une bradycardie et une tachypnée légères sont parfois
observées. (Peterson et al., 1989 ; Berger et Reed, 1993 ; Sicken et Neiger, 2013).
71
Tableau 9 : Principales anomalies à l’examen clinique observées chez des chats addisoniens
(synthèse des travaux de Johnessee et al., 1983 ; Peterson et al., 1989 ; Berger et Reed, 1993 ; Parnell
et al., 1999 ; Tasker et al., 1999 ; Brain, 1997 ; Stonehewer et Tasker, 2001 ; Kasabalis et al., 2012 ;
Sicken et Neiger, 2013).
Prévalence
Anomalie clinique
Déshydratation
(Muqueuses sèches, pli de peau persistant)
(Nombre de chats présentant l’anomalie
clinique/Nombre de chats étudiés)
89 % (17/19)
Hypothermie
74 % (14/19)
Temps de recoloration capillaire > 3
secondes
47 % (9/19)
Absence ou faiblesse des pouls
fémoraux
37 % (7/19)
Muqueuses pâles
21 % (4/19)
Bradycardie
16 % (3/19)
Palpation abdominale crâniale
inconfortable
16 % (3/19)
Tachypnée
11 % (2/19)
Les signes cliniques exprimés par les chats addisoniens ne sont pas spécifiques. Des
examens complémentaires sont à mettre en œuvre rapidement pour orienter le praticien.
4.1.3 Démarche diagnostique
Le diagnostic différentiel d’un chat anorexique, abattu, ayant des vomissements et
présentant une déshydratation, une hypotension et une hypothermie, est large. Il comprend
notamment une insuffisance rénale aiguë (ou chronique de stade avancé), des affections
gastro-intestinales, endocriniennes ou neuromusculaires (Parnell et al., 1999 ; Kasabalis et al.,
2012).
4.1.3.1 Examens d’orientation
Une analyse des principaux paramètres sanguins ainsi qu’un ionogramme sont
indispensables à réaliser dans un premier temps.
• Ionogramme et mesure des gaz sanguins :
Chez les chats addisoniens, une hyponatrémie associée à une hyperkaliémie est
constatée dans plus de 95 % des cas (100 % des chats ont une hyponatrémie et 95 % une
hyperkaliémie). Dans tous les cas cliniques décrits, le ratio Na/K est toujours diminué. Il est
situé entre 15 et 27 (valeurs de référence situées entre 31 et 39) (Johnessee et al., 1983 ; Sicken
et Neiger, 2013).
L’hyponatrémie et l’hyperkaliémie proviennent de l’hypoaldostéronémie et de ces
conséquences.
72
Un ratio sodium sur potassium inférieur à 27 chez un chat présentant des signes
cliniques évocateurs offre un élément net de suspicion d’un hypoadrénocorticisme primaire.
(Peterson et al., 1989).
Cependant, l’étude rétrospective de Bell et al. (2005) démontre que de multiples affections
peuvent être à l’origine d’un ratio Na/K diminué.
Sur 49 chats présentant un ratio Na/K inférieur à 27, aucun chat n’était atteint
d’hypoadrénocorticisme. Les causes majeures expliquant une diminution du ratio Na/K était,
dans cette étude, des affections gastro-intestinales, urinaires, cardiorespiratoires,
endocriniennes et, dans de très rares cas, une affection oculaire ou cutanée.
Le diagnostic différentiel d’un ratio Na/K diminué est présenté au tableau 10.
Tableau 10 : Diagnostic différentiel d’un ratio Na/K diminué (<27) chez les chats (D’après
Bell et al., 2005 ; Scott-Moncrieff, 2010 ; Feldman et al., 2015).
RATIO NA/K DIMINUÉ (<27)
Affections gastro-intestinales
Affections urinaires
Affections cardio-respiratoires
Affections endocriniennes
Épanchements
Affections hépatiques
Affection du pancréas
Affection génitale
Affection cutanée
Cause médicamenteuse
Cause physiologique
Causes artéfactuelles
- Entérite sévère
- Panleucopénie infectieuse féline
- Perforation duodénale
- Rétrécissement rectal
- Obstruction urétrale
- Insuffisance rénale
- Insuffisance cardiaque congestive
- Thrombo-embolie
- Bronchopneumonie bactérienne
- Contusions pulmonaires
- Hypoadrénocorticisme
- Diabète sucré
- Hyperthyroïdie
- Ascite
- Uroabdomen
- Épanchement pleural
- Chylothorax
- Cirrhose
- Néoplasie
- Pancréatite
- Torsion utérine
- Dermatite atopique
- Triméthoprime sulfaméthoxazole
- Gestation
- Sérum hyperprotéinémique ou hyperlipidémique
- Contamination des tubes EDTA
Une hypochlorémie ainsi qu’une hyperphosphatémie sont également très souvent
constatées chez des chats addisoniens. Elles sont dues à la modification des échanges ioniques
induite par l’hypoaldostéronisme (diminution de la résorption rénale du chlore et de
l’excrétion rénale des ions phosphate) (Johnessee et al., 1983 ; Peterson et al., 1989 ; Berger et
Reed, 1993 ; Tasker et al., 1999 ; Stonehewer et Tasker, 2001 ; Sicken et Neiger, 2013)
La calcémie est parfois modifiée. Elle est augmentée (Peterson et al., 1989 ; Brain, 1997 ;
Kasabalis et al., 2012) ou légèrement diminuée (Tasker et al., 1999).
73
Près de 30 % des chiens addisoniens ont une hypercalcémie, qui serait le résultat d’une
hémoconcentration. Chez le chat, le mécanisme n’est pas connu mais certains auteurs
émettent l’hypothèse d’une diminution de l’excrétion rénale de calcium pour expliquer
l’hypercalcémie parfois constatée (Brain, 1997 ; Feldman et al., 2015).
Chez les chats atteints d’hypoadrénocorticisme, une acidose métabolique est souvent
constatée. Une compensation respiratoire partielle est observée dans certains cas.
À titre d’exemple, Sicken et Neiger (2013), ont constaté chez un chat atteint d’une crise
addisonienne, une forte acidose métabolique, le pH sanguin étant à 7,14 (valeurs de
référence : 7,31-7,39).
Le taux de bicarbonates ainsi que le CO2 total peuvent également être diminués (Peterson et
al., 1989 ; Berger et Reed, 1993).
• Examen biochimique
Une hypoglycémie est parfois constatée. Elle résulte de l’hypocortisolémie (réduction
de la mobilisation du glucose), et de l’anorexie. Le chat addisonien étudié par Kasabalis et al.
(2012), présentait une hypoglycémie sévère à 0,25 g/L (valeurs de référence : 0,71-1,36 g/L),
mais qui n’était pas associée à des signes cliniques typiques d’une hypoglycémie.
L’auteur rappelle qu’une hypoglycémie peut être un signe d’appel d’un
hypoadrénocorticisme, surtout lorsque les paramètres ioniques se normalisent après
l’instauration d’une fluidothérapie.
Dans le cas d’un hypoadrénocorticisme primaire d’origine néoplasique, l’hypoglycémie peut
aussi être expliquée par un syndrome paranéoplasique (Parnell et al., 1999).
Les paramètres hépatiques [PAL (Phosphatases alcalines), ALAT, bilirubinémie totale]
sont augmentés de façon inconstante (Brain, 1997 ; Kasabalis et al., 2012).
Les paramètres rénaux sont augmentés dans plus de 95 % des cas où ils ont été mesurés.
(Johnessee et al., 1983 ; Peterson et al., 1989 ; Brain, 1997 ; Parnell et al., 1999 ; Stonehewer et
Tasker, 2001 ; Kasabalis et al., 2012 ; Sicken et Neiger, 2013)
Les valeurs sont variables. À titre d’exemple, sur les dix chats addisoniens étudiés par
Peterson et al. (1989), tous avaient une urée et une créatinine augmentées, en moyenne, l’urée
était de 1,19 ± 0,35 g/L (valeurs de référence : 0,1-0,64 g/L) et la créatinine de 32 ± 15 mg/L
(valeurs de référence : 5-15 mg/L).
L’azotémie pré-rénale constatée chez les chats atteints d’hypoadrénocorticisme est le
résultat de la diminution de la perfusion rénale due à l’hypovolémie induite par
l’hypoaldostéronisme. Une analyse d’urine est indispensable à réaliser pour interpréter
conjointement les paramètres rénaux à la densité urinaire (Feldman et al., 2015).
 Analyse d’urine
Chez les chats atteints d’hypoadrénocorticisme, la densité urinaire est généralement
diminuée. 60 % des chats addisoniens étudiés par Peterson et al. (1989) avaient une densité
urinaire inférieure à 1,030 (valeur de référence > 1,035).
Dans d’autres études, elle est même inférieure à 1,020 chez certains chats addisoniens (Parnell
et al., 1999 ; Tasker et al., 1999 ; Stonehewer et Tasker, 2001).
La diminution de la capacité à concentrer les urines par le rein est causée par la
diminution du gradient corticomédullaire secondaire à l’hyponatrémie.
74
La déshydratation entraîne une diminution de la volémie et de la pression artérielle, ce qui
stimule la libération d’ADH, hormone qui augmente la résorption d’eau par le rein.
Par effet dilution, l’hyponatrémie et l’hypochlorémie (induites par l’hypoaldostéronisme) sont
exacerbées. À partir d’un certain stade, l’hyponatrémie entraîne une hypo-osmolarité
plasmatique, qui induit une diminution de la libération d’ADH.
Il y a donc production d’une urine diluée malgré l’état de déshydratation de l’organisme.
(Stonehewer et Tasker, 2001 ; Meeking, 2007).
Le reste de l’analyse urinaire est sans anomalie dans tous les cas décrits
d’hypoadrénocorticisme félin.
 Numération formule sanguine – Frottis sanguin
À l’examen sanguin, il n’y a généralement pas d’anomalie. Une légère lymphocytose ou
éosinophilie est parfois constatée (Tasker et al., 1999 ; Sicken et Neiger, 2013). Dans l’étude sur
dix chats addisoniens de Peterson et al. (1989), une lymphocytose légère était observée chez
30 % d’entre eux.
Une anémie arégénérative, normochrome, normocytaire, modérée est parfois constatée
(Peterson et al., 1989 ; Parnell et al., 1999 ; Stonehewer et Tasker, 2001 ; Sicken et Neiger, 2013).
Elle peut apparaître pendant l’hospitalisation, après réhydratation, car une déshydratation peut
masquer une légère anémie. (Parnell et al., 1999 ; Kasabalis et al., 2012 ; Sicken et Neiger, 2013).
L’anémie est secondaire à une aplasie médullaire due à l’hypocortisolémie (Stonehewer et
Tasker, 2001 ; Feldman et al., 2015).
 Electrocardiogramme et mesure de la pression artérielle
Mise à part la bradycardie rencontrée dans 16 % des chats atteints
d’hypoadrénocorticisme (voir tableau 9), il n’y a en général pas d’anomalie à
l’électrocardiogramme (ECG) (Johnessee et al., 1983 ; Parnell et al., 1999 ; Kasabalis et al.,
2012).
À notre connaissance, seul un chat atteint d’hypoadrénocorticisme, décrit dans l’étude de
Peterson et al (1989), présentait une anomalie à l’ECG (compatible avec une contraction
atriale prématurée).
Une hyperkaliémie sévère induit des dysfonctionnements du cœur, tels qu’une
diminution de l’excitabilité myocardique, une augmentation de la période réfractaire et une
diminution de la perfusion tissulaire (cette dernière étant majorée par l’hypovolémie et
l’hyponatrémie) (Feldman et al., 2015).
Chez les chiens addisoniens, de nombreuses anomalies sont observées à l’ECG. Cette
différence avec l’espèce féline n’est pas expliquée clairement. Il est suspecté que le chat
présente une hyperkaliémie moins prononcée que chez le chien. Des anomalies marquées à
l’ECG apparaîtraient si la kaliémie est supérieure à 7,5 mmol/L (Feldman et al., 2015). Or chez
les chats atteints d’hypoadrénocorticisme, la moyenne de la kaliémie est de 5,9 mmol/L
(synthèse des travaux de Johnessee et al., 1983 ; Peterson et al., 1989 ; Berger et Reed, 1993 ; Brain,
1997 ; Parnell et al., 1999 ; Tasker et al., 1999 ; Stonehewer et Tasker, 2001 ; Kasabalis et al., 2012 ;
Sicken et Neiger, 2013)
Il est cependant recommandé de monitorer tout animal suspect d’hypoadrénocorticisme à
l’aide d’un ECG.
La pression artérielle est intéressante à mesurer mais, dans de nombreux cas, celle-ci
n’est pas mesurable, étant donné l’hypotension fréquemment constatée chez les chats
addisoniens (Sicken et Neiger, 2013).
75
 Examens d’imagerie
En cas de crise addisonienne, les examens d’imagerie sont à réaliser uniquement après
stabilisation de l’animal.
Des radiographies thoraciques montrent en général une microcardie, à relier à la
déshydratation et à l’hypovolémie, ainsi que des signes d’hypoperfusion pulmonaire
(Johnessee et al., 1983 ; Peterson et al., 1989 ; Tasker et al., 1999 ; Stonehewer et Tasker, 2001 ;
Sicken et Neiger, 2013).
La radiographie abdominale ne montre pas d’anomalie chez les chats addisoniens (Tasker et
al., 1999 ; Stonehewer et Tasker, 2001 ; Kasabalis et al., 2012).
À notre connaissance, il n’y a pas de description échographique des glandes surrénales chez
des chats addisoniens (Combes et al., 2013).
En conclusion, les examens d’orientation, particulièrement la réalisation d’un
ionogramme et l’analyse des principaux paramètres sanguins sont essentiels à réaliser
rapidement pour connaître notamment le statut électrolytique et acido-basique de l’animal.
Les modifications biochimiques constatées lors d’hypoadrénocorticisme ne sont pas
spécifiques, une insuffisance rénale pouvant donner les mêmes altérations.
En cas de suspicion d’hypoadrénocorticisme (signes cliniques évocateurs, ratio Na/K
diminué, hypochlorémie, hyperphosphatémie, azotémie), le recours à un test endocrinien est
indispensable pour confirmer un hypoadrénocorticisme et mettre en place un traitement
adapté le plus précocement possible.
4.1.3.2 Examens de la fonction endocrinienne
Un test de la fonction endocrinienne est indispensable à réaliser pour confirmer une
suspicion d’hypoadrénocorticisme primaire. Le test de stimulation de la cortisolémie par
l’ACTH est le test de choix dans ce contexte. Il est à réaliser le plus tôt possible lors de la
prise en charge d’un animal suspect d’hypoadrénocorticisme.
 Principe
L’injection d’ACTH synthétique stimule la sécrétion de cortisol par les
corticosurrénales. Dans le cas d’un hypoadrénocorticisme, les corticosurrénales sont détruites
et produisent peu, voire pas, de cortisol. La stimulation par l’ACTH sera alors sans effets sur
la production de glucocorticoïdes. Il en résulte une cortisolémie basale faible, qui n’augmente
pas significativement après l’injection d’ACTH.
 Protocole
Il convient tout d’abord d’obtenir une anamnèse précise du patient, notamment de
savoir si l’animal a reçu des corticoïdes exogènes récemment, car la mesure du cortisol par les
laboratoires ne permet pas toujours de différencier les corticoïdes exogènes de ceux
endogènes (Parnell et al., 1999 ; Meeking, 2007).
Une mesure de la cortisolémie est effectuée à un temps nommé T0. L’injection d’ACTH
synthétique se réalise préférentiellement par voie intraveineuse (IV).
L’injection en intramusculaire n’est pas recommandée car l’absorption du produit est plus
variable, notamment si l’animal est déshydraté. De plus, la voie intraveineuse induit une
élévation plus marquée et prolongée de la cortisolémie (Gunn-moore et Simpson, 2013-a).
La dose d’ACTH synthétique (tétracosactide ou cosyntropine) recommandée est de 0,125 mg
par chat (Kasabalis et al., 2012 ; Sicken et Neiger, 2013)
76
Deux mesures de la cortisolémie sont effectuées, 60 et 120 et/ou 180 minutes après l’injection
(Gunn-moore et Simpson, 2013-a ; Feldman et al., 2015).
Il est recommandé de s’adresser au laboratoire qui réalisera l’analyse afin de réaliser le
protocole le plus adéquat.
Les prélèvements sanguins doivent être effectués sur des tubes héparinés. Ils sont ensuite
centrifugés, puis le plasma est réfrigéré jusqu’à analyse (Feldman et al., 2015).
 Interprétations
Les chats atteints d’hypoadrénocorticisme ont une valeur du cortisol basale inférieure à
20 nmol/L (valeurs de référence : 20-270 nmol/L) (Parnell et al., 1999 ; Tasker et al., 1999 ;
Kasabalis et al., 2012).
Dans l’étude de Peterson et al. (1989) sur dix chats addisoniens, la moyenne de la
cortisolémie basale était de 7 nmol/L (valeurs de référence : 14-138 nmol/L).
Une à deux heures après l’injection d’ACTH de synthèse, les chats sains ont une
cortisolémie comprise entre 138 et 414 nmol/L, et ceux atteints d’hypoadrénocorticisme
spontané présentent des concentrations plasmatiques en cortisol inférieures à 20 nmol/L.
(Peterson et al., 1989 ; Kasabalis et al., 2012 ; Gunn-moore et Simpson, 2013-a).
Dans tous les cas de chats addisoniens décrits dans la littérature, il n’y a pas
d’augmentation significative de la cortisolémie une, deux, voire trois heures après l’injection
d’ACTH synthétique, ce qui constitue le diagnostic de certitude d’un hypoadrénocorticisme.
(Johnessee et al., 1983 ; Peterson et al., 1989 ; Berger et Reed, 1993 ; Parnell et al., 1999 ; Tasker et
al., 1999 ; Brain, 1997 ; Stonehewer et Tasker, 2001 ; Kasabalis et al., 2012 ; Sicken et Neiger, 2013).
À tire d’exemple, dans l’étude de Peterson et al. (1989), la moyenne de la cortisolémie une
heure après stimulation à l’ACTH était de 8 nmol/L (valeurs de référence : 124-359 nmol/L)
et de 10 nmol/L (valeurs de référence : 110-400 nmol/L) deux heures après.
À notre connaissance, aucune étude n’a établie la sensibilité et la spécificité du test de
stimulation de la cortisolémie par l’ACTH chez le chat. Il semblerait présenter une bonne
sensibilité, mais une spécificité moyenne, en ce qui concerne le diagnostic
d’hypoadrénocorticisme primaire.
Une absence d’augmentation de la cortisolémie après stimulation à l’ACTH, dans un contexte
de suspicion d’hypoadrénocorticisme (signes cliniques compatibles, ratio Na/K diminué)
confirme le diagnostic d’hypoadrénocorticisme.
S’il n’y a pas de changement électrolytique et que la suspicion d’hypoadrénocorticisme est
faible, un test positif peut être interprété comme compatible avec un hypoadrénocorticisme
secondaire à une affection hypophysaire ou à une administration de corticoïdes exogènes
(prednisone, prednisolone, hydrocortisone). Des faux positifs peuvent survenir également en
cas de tumeur sécrétant des hormones sexuelles (voir partie 4.3.5.3).
La distinction se réalise par les signes cliniques associés et par l’historique médical du patient
(voir partie 4.3.5.2) (Meeking, 2007 ; Feldman et al., 2015).
Sicken et Neiger (2013), sont les seuls auteurs ayant réalisé une mesure de l’aldostérone
avant puis une heure après l’administration d’ACTH synthétique chez un chat atteint
d’hypoadrénocorticisme. L’aldostéronémie basale et celle obtenue une heure après l’injection
d’ACTH synthétique étaient indétectables, c’est-à-dire inférieures à 55 pmol/L (valeurs de
référence : 150-430 pmol/L).
Seulement quelques données sont disponibles chez le chat sain : Declue et al. (2011), ont
réalisé des mesures de l’aldostéronémie chez sept chats sains avant et après stimulation par de
77
l’ACTH synthétique. L’aldostéronémie moyenne avant administration de cosyntropine était
de 90 ± 70 pmol/L. 60 et 75 minutes après l’injection de cosyntropine (5µg/kg en IV), elle
était respectivement de 227 ± 116 pmol/L et de 208 ± 111 pmol/L.
Cependant, d’après des données récentes chez le chien, il semble que le test de stimulation de
l’aldostérone par l’ACTH est un test peu intéressant à utiliser dans le diagnostic
d’hypoadrenocorticisme, car les valeurs de l’aldostéronémie observées chez des chiens
addisoniens avant et après stimulation par l’ACTH peuvent être similaires à celles mesurées
chez des chiens sains. L’ACTH n’a en effet que peu d’influence sur la libération
d’aldostérone (voir partie 1.6.1.3) (Baumstark et al., 2014).
 Évaluation de la sécrétion de l’ACTH plasmatique endogène
Ce test est utile pour différencier un hypoadrénocorticisme primaire ou secondaire.
 Principe
En cas d’hypoadrénocorticisme primaire, le cortisol endogène basal est faible. Il
n’exerce donc pas de rétrocontrôle négatif sur l’axe corticotrope. La concentration
plasmatique en ACTH est donc élevée.
Au contraire, en cas d’hypoadrénocorticisme iatrogène ou secondaire, la concentration en
ACTH est faible en raison, soit d’une administration prolongée de corticoïdes exogènes
(exerçant un rétrocontrôle négatif sur l’axe corticotrope), soit d’une affection congénitale
hypothalamo-hypophysaire induisant une diminution de la sécrétion d’ACTH.
 Protocole
En raison de la dégradation rapide de l’ACTH dans le sang, les conditions préanalytiques sont strictes. Une prise de sang est réalisée sur un tube EDTA en plastique ou en
silicone. Le prélèvement doit être homogénéisé et réfrigéré immédiatement. La centrifugation
se réalise à 4°C à 5 000 G, pendant 20 minutes. Le plasma est ensuite transféré dans des tubes
en polypropylène et congelé à Ŕ 20°C jusqu’à analyse (Peterson et al., 1989 ; Stonehewer et
Tasker, 2001 ; Gunn-moore et Simpson, 2013-a).
 Interprétation
Les chats atteints d’hypoadrénocorticisme primaire, dont la concentration en ACTH
endogène a été mesurée, ont tous une valeur très élevée par rapport aux chats sains.
À titre d’exemple, 7 chats sur les 10 addisoniens de l’étude de Peterson et al. (1989), ont eu
une mesure de l’ACTH plasmatique dès leur prise en charge. Celle-ci était 10 à 70 fois plus
élevée par rapport à la limite supérieure de référence : elle était en moyenne de 3 767 pg/ml
(500-8 000 pg/mL) (valeurs de référence : 10-125 pg/mL).
Des études plus récentes font également état d’une concentration en ACTH endogène
plasmatique élevée chez les chats addisoniens (Berger et Reed, 1993 ; Brain, 1997 ; Stonehewer et
Tasker, 2001). Dans le cas décrit par Stonehewer et Tasker (2001), elle était de 1 223 pq/mL
(intervalle de référence : 20-80 pg/mL).
Une concentration en ACTH plasmatique supérieure aux valeurs usuelles peut
également suggérer un hypercorticisme d’origine hypophysaire. Cependant, lorsque cette
concentration est très élevée, elle révèle plutôt un hypoadrénocorticisme primaire. La
distinction se réalise essentiellement par la valeur de la cortisolémie et les signes cliniques
associés (voir partie 4.3.2).
78
4.1.4 Cas des hypoadrénocorticismes atypiques
L’hypoadrénocorticisme atypique désigne une déficience en production de
glucocorticoïdes (en raison de la destruction des zones fasciculée et réticulée des
corticosurrénales), mais sans atteinte de la sécrétion de minéralocorticoïdes.
Ainsi, la différence majeure entre un hypoadrénocorticisme typique et atypique réside dans
l’analyse des valeurs des paramètres ioniques et biochimiques. Dans le cas d’un
hypoadrénocorticisme atypique, il n’y a pas de modification du ionogramme. Cette situation
peut se retrouver dans des atteintes primaires ou secondaires des glandes surrénales.
Hock (2011) a décrit le cas d’une chatte Birman de un an atteinte d’un
hypoadrénocorticisme atypique. L’animal présentait des mictions et défécations
inappropriées, une léthargie, une anorexie, des vomissements et une perte de poids.
Les électrolytes étaient dans les valeurs usuelles. Les paramètres biochimiques étaient
normaux excepté une légère augmentation de l’urée. L’hémogramme révélait une anémie et
une leucocytose légères. La densité urinaire était dans les normes.
Après avoir écarté d’autres affections pouvant expliquer les signes cliniques de l’animal
(shunt porto-systémique, péritonite infectieuse féline, hypothyroïdisme congénital), un test de
stimulation à l’ACTH a été réalisé, révélant une cortisolémie basale faible et non modifiée 30
et 60 minutes après l’administration d’ACTH synthétique [cortisol inférieur à 28 nmol/L
(valeurs de référence : 124-414 nmol/L)]
Il a été prescrit de la prednisolone à 0,5 mg/kg, une fois par jour. Après une amélioration
transitoire, le chat a été euthanasié à la suite de la découverte d’un diabète sucré concomitant.
Dans ce cas, l’absence de dosage d’ACTH basal ne permet pas de déterminer s’il s’agissait
d’une hypoadrénocorticisme primaire ou secondaire.
L’hypoadrénocorticisme secondaire résulte d’une diminution de la sécrétion d’ACTH. Il
induit une baisse de la production de glucocorticoïdes par atrophie des zones réticulée et
fasciculée. La production de minéralocorticoïdes n’est pas ou peu modifiée par cette affection
car peu dépendante de la synthèse d’ACTH. Les signes cliniques seront donc les mêmes que
ceux présents lors d’hypoadrénocorticisme primaire atypique. La distinction repose sur un
dosage basal d’ACTH endogène.
Il est à noter que, chez le chat, aucun cas n’a été décrit dans la littérature de déficience
en minéralocorticoïdes sans atteinte de la fonction glucocorticoïde.
L’hypoadrénocorticisme primaire est une affection rare chez les chats. Il induit de
sévères déséquilibres ioniques et biochimiques dans l’organisme, pouvant rapidement
menacer la vie de l’animal.
Les traitements de cette maladie sont décrits en partie 5.1 de cette étude.
79
4.2 L’hyperaldostéronisme primaire félin
L’hyperaldostéronisme est une maladie due à une augmentation de la sécrétion
d’aldostérone par la zone glomérulée du cortex surrénalien. Elle peut être primaire ou
secondaire.
L’hyperaldostéronisme secondaire a lieu en réponse à une stimulation des systèmes
régulateurs, dont le principal est le système rénine-angiotensine. Cela peut être le cas lors
d’une déshydratation, d’une hypotension, d’une hyponatrémie ou encore lors d’insuffisance
rénale ou cardiaque.
Nous nous intéressons dans cette étude à l’hyperaldostéronisme primaire.
L’hyperaldostéronisme primaire, appelé également syndrome de Conn, a été décrit pour
la première fois chez un chat en 1983 par Eger et al.
Depuis, une soixantaine de cas a été rapportée. Il est très probable que cette affection soit
sous-diagnostiquée dans cette espèce, notamment en raison de la difficulté d’établir un
diagnostic de certitude (Djajadiningrat-Laanen et al., 2011).
4.2.1 Physiopathologie
4.2.1.1 Étiologie
L’hyperaldostéronisme primaire se caractérise par une sécrétion autonome
d’aldostérone par la zone glomérulée des corticosurrénales, ce qui conduit à une augmentation
de la concentration plasmatique en aldostérone.
Deux causes sont décrites chez le chat. Il s’agit soit de la présence d’une tumeur
corticosurrénalienne sécrétant de l’aldostérone, soit d’une hyperplasie nodulaire bilatérale de
la zone glomérulée du cortex surrénalien.
L’origine de l’hyperplasie est inconnue, un facteur circulatoire responsable d’un
hyperfonctionnement de la zone glomérulée est suspecté. Un peptide hypophysaire (un
fragment de la pro-opiomélanocortine) a été mis en cause par certains auteurs mais réfuté par
d’autres (Javadi et al., 2005).
L’origine la plus fréquente d’hyperaldostéronisme primaire chez le chat, est
néoplasique. Parmi les tumeurs rencontrées, 50 % sont des adénomes et 50 % des carcinomes.
Le détail des origines de l’hyperaldostéronisme primaire chez la soixantaine de chats
répertoriés dans la littérature, est indiqué au tableau 11.
Un certain nombre de cas ont été diagnostiqués comme étant atteints d’hyperaldostéronisme
primaire sans que la cause soit identifiée (Djajadiningrat-Laanen et al., 2011).
80
Tableau 11 : Les différentes causes identifiées d’hyperaldostéronisme primaire chez le chat.
Cause identifiée
d’hyperaldostéronisme
primaire
Nombre de cas décrits dans la
littérature
Carcinome unilatéral
20
Adénome unilatéral
15
Adénomes bilatéraux
Hyperplasie nodulaire
bilatérale surrénalienne
2
4
Références
Eger et al., 1983 ; Flood et al.,
1999 ; Rijnberk et al., 2001 ;
Ash et al., 2005 ; Declue et al.,
2005 ; Rose et al., 2007 ; Willi
et al., 2012 ; Lo et al., 2014
MacKay et al., 1999 ; Ash et
al., 2005 ; Smith et al., 2012 ;
Willi et al., 2012 ; Lo et al.,
2014
Ash et al., 2005
Javadi et al., 2005 ;
Willi et al., 2012
4.2.1.2 Conséquences d’un hyperaldostéronisme primaire
Un hyperaldostéronisme primaire se manifeste par une sécrétion autonome
d’aldostérone par les corticosurrénales, indépendamment des systèmes régulateurs, tels que le
système rénine-angiotensine et la kaliémie.
Les conséquences d’une élévation de l’aldostéronémie sont principalement une
hypokaliémie et une hypertension artérielle systémique, comme indiqué sur le schéma de la
figure 17.
En effet, l’aldostérone assure une rétention hydrosodée, qui a pour conséquence d’augmenter
la volémie et donc la pression artérielle systémique (voir partie 1.6.1.2). Elle a également un
rôle dans l’augmentation de la résistance périphérique totale.
La réabsorption de sodium se réalise avec un échange équi-ionique de potassium et de
protons. Dans un contexte d’hyperaldostéronisme, il y a donc une augmentation de l’excrétion
potassique dans le tube contourné distal rénal, ce qui conduit à une hypokaliémie, ainsi
qu’une augmentation de l’excrétion de protons d’où une alcalose métabolique.
L’hypertension artérielle systémique et l’hypernatrémie sont des facteurs inhibiteurs de la
sécrétion de rénine, qui est donc diminuée, voire supprimée, lors d’hyperaldostéronisme.
À long terme, un excès de minéralocorticoïdes provoque également une
microangiopathie, une fibrose, ainsi qu’une prolifération de cellules endothéliales et de
cellules musculaires lisses, dans les reins et dans le cœur (Javadi et al., 2005 ; DjajadiningratLaanen et al., 2011).
81
Figure 17 : Schéma des conséquences métaboliques d’un hyperaldostéronisme primaire.
4.2.2 Présentation clinique
4.2.2.1 Épidémiologie
Les chats atteints d’hyperaldostéronisme primaire ont un âge moyen d’environ 13 ans.
Plus précisément, les chats ayant une tumeur surrénalienne, expliquant leur
hyperaldostéronisme primaire, sont âgés de 5 à 20 ans (Flood et al., 1999 ; MacKay et al., 1999 ;
Ash et al., 2005 ; Djajadiningrat-Laanen et al., 2011 ; Lo et al., 2014). Ceux qui présentent une
hyperplasie surrénalienne sont âgés de 11 à 18 ans (Javadi et al., 2005 ; Willi et al., 2012).
Il ne semble pas y avoir de prédisposition raciale. La majorité des cas publiés concerne
des chats domestiques à poils courts. Les autres races rencontrées sont des British shorthair,
Siamois, Burmese, Burmilla, Persan et Tonkinois (Ash et al., 2005 ; Javadi et al., 2005 ;
Djajadiningrat-Laanen et al., 2011).
Il n’y a à priori pas de prédisposition sexuelle, les mâles et les femelles étant touchés en
proportions égales.
Presque tous les cas décrits dans la littérature sont des chats stérilisés (Ash et al., 2005 ; Javadi
et al., 2005 ; Lo et al., 2014).
Les données épidémiologiques de l’hyperaldostéronisme primaire chez le chat sont à
relativiser, en raison du faible nombre de cas décrits dans les études.
82
4.2.2.2 Signes cliniques
Les motifs de consultation les plus fréquemment rencontrés lors d’hyperaldostéronisme,
sont liés à l’hypokaliémie et à l’hypertension artérielle.
Cependant, ces anomalies ne sont pas systématiquement observées. Parfois, les animaux
présentent des signes cliniques très peu spécifiques, comme une anorexie ou une perte de
poids (Javadi et al., 2005).
Les principaux signes cliniques constatés chez les chats atteints d’hyperaldostéronisme
primaire, ainsi que leur explication physiopathologiques et leur prévalence, sont résumés au
tableau 12.
Ils peuvent être légers et épisodiques, ou au contraire sévères et aigus.
 Signes cliniques reliés à une hypokaliémie
L’aldostérone entraîne une fuite rénale de potassium. En cas d’hypersécrétion
d’aldostérone, une hypokaliémie est généralement induite.
Les signes liés à une hypokaliémie sont les plus fréquemment observés chez les chats atteints
d’hyperaldostéronisme primaire. À titre d’exemple, ils sont décrits chez 11 chats sur les 13
hyperaldostéroniens, dans l’étude de Ash et al. (2005).
Une diminution de la concentration plasmatique en potassium a une répercussion sur les
nerfs et les cellules musculaires, provoquant des polymyopathies hypokaliémiques.
En effet, une hypokaliémie induit une hyperpolarisation des membranes des cellules
musculaires, ce qui diminue le seuil d’excitabilité des fibres musculaires. Il s’agit d’un état
réfractaire à la transmission du potentiel d’action, ce qui a pour conséquence une faiblesse
musculaire. Si l’hypokaliémie est chronique et sévère, cela conduit à une hypopolarisation des
cellules musculaires qui provoque une rhabdomyolyse et donc une faiblesse musculaire
intense (Ahn, 1994 ; MacKay et al., 1999).
Cliniquement, une faiblesse musculaire se traduit chez le chat par une ventroflexion de
la tête, une faiblesse ou une raideur des membres (plutôt sur les postérieurs), une difficulté à
sauter, une plantigradie ou une léthargie. Parfois, cela peut aller jusqu’à une parésie flasque,
un décubitus latéral prolongé, ou encore des difficultés respiratoires (Rijnberk et al., 2001 ;
Djajadiningrat-Laanen et al., 2011 ; Lo et al., 2014). Les études rapportent également, de façon
moins fréquente, une dysphagie et des collapsus (Eger et al., 1983 ; Lo et al., 2014).
Selon certains auteurs, une faiblesse musculaire peut apparaître à partir d’une kaliémie
d’environ 2,5 mmol/L (valeurs de référence : 3,3-5,2 mmol/L, en fonction des laboratoires).
Cependant, il ne semble pas y avoir de corrélation entre la valeur de la kaliémie et l’intensité
des signes cliniques (MacKay et al., 1999 ; Djajadiningrat-Laanen et al., 2011).
 Signes liés à une hypertension artérielle systémique
L’aldostérone induit une rétention hydrosodée dans l’organisme, ce qui a pour
conséquence d’augmenter la volémie et donc la pression artérielle systémique.
Chez les chats atteints d’hyperaldostéronisme primaire, cette hypertension se traduit
cliniquement par des troubles oculaires, tels qu’une cécité brutale et/ou des hémorragies
intraoculaires. À l’examen ophtalmologique, une rétinopathie hypertensive peut être mise en
évidence par l’observation du fond d’œil, révélant un décollement de la rétine.
83
Les vaisseaux rétiniens peuvent devenir nettement visibles. Parfois, une mydriase et un
hyphéma sont présents (Flood et al., 1999 ; Rijnberk et al., 2001 ; Ash et al., 2005 ; DjajadiningratLaanen et al., 2011).
Des signes neurologiques tels que des crises, une ataxie, ou un changement de
comportement, associés à l’hypertension, sont parfois observés (Eger et al., 1983). Ils peuvent
provenir d’un œdème nerveux central, d’une hémorragie ou d’une ischémie cérébrale (Mackay
et al., 1999 ; Djajadiningrat-Laanen et al., 2011).
 Anomalies de l’appareil cardio-vasculaire
Chez les chats atteints d’hyperaldostéronisme primaire, des anomalies notées à
l’auscultation cardiaque sont souvent décrites, causées par l’hypertension et/ou
l’hypokaliémie chronique(s). Un souffle systolique gauche (de grade 2 à 3/6), un bruit de
galop, ou des troubles du rythme cardiaque ont été notés. Ces signes sont évocateurs d’une
cardiomyopathie hypertrophique, confirmée dans certains cas par un examen
échocardiographique (Flood et al., 1999 ; MacKay et al., 1999 ; Rijnberk et al., 2001 ; Ash et al.,
2005 ; Rose et al., 2007 ; Lo et al., 2014).
À l’ECG, des anomalies liées à l’hypokaliémie peuvent être constatées (MacKay et al., 1999).
Eger et al. (1983) ont obtenu, chez un chat hyperaldostéronien, un ECG montrant une
diminution de l’amplitude de l’onde T, un segment S-T diminué ainsi qu’une amplitude et une
durée du complexe QRS augmentées. Ces altérations reflètent une diminution généralisée de
la conduction intraventriculaire, liée à la prolongation du potentiel d’action due à
l’hypokaliémie (Eger et al., 1983).
 Autres signes cliniques décrits
Quelquefois, la palpation abdominale révèle une masse présente en partie abdominale
crâniale. Dans les cas décrits, il s’agissait de tumeur surrénalienne (confirmée à l’analyse
histologique) (Mackay et al., 1999 ; DeClue et al., 2005 ; Briscoe et al., 2009).
Une polyuro-polydipsie et une polyphagie sont parfois constatées (Ash et al., 2005 ; Lo et
al., 2014).
Chez un chat étudié par Rose et al. (2007), une diarrhée et une dysorexie étaient notées
mais ce cas présentait un lymphome digestif, en plus d’un carcinome surrénalien.
La prévalence des signes cliniques observés lors d’hyperaldostéronisme, indiquée au
tableau 12, est à relativiser car les chats décrits dans la littérature avec cette affection n’ont
pas tous fait l’objet d’un diagnostic de certitude.
La plupart des travaux sur l’hyperaldostéronisme primaire chez le chat, fait état de cas isolés.
Les études de Ash et al. (2005), Javadi et al. (2005) et de Lo et al. (2014) sont celles
présentant un plus grand nombre de cas, mais aucune ne concerne plus de 13 animaux.
84
Tableau 12 : Principaux signes cliniques évoqués chez des chats atteints
d’hyperaldostéronisme primaire d’après les données des études de Lo et al. (2014) et celles de
la méta-analyse réalisée par Djajadiningrat-Laanen et al. (2011).
Signes cliniques
Faiblesse
musculaire :
ventroflexion
cervicale,
collapsus,
plantigradie, raideur
des membres,
dysphagie
Anomalies
oculaires : cécité
brutale, hémorragies
intraoculaires,
anisocorie
Anomalies
cardiaques :
souffle systolique,
bruit de galop, trouble
du rythme
Présence d’une
masse abdominale
Absence de signe
clinique
Prévalence
Rôle de l’aldostérone
à l’origine des signes
cliniques
Physiopathologie
Excrétion rénale de
potassium
Polymyopathie
hypokaliémique
62 % (31/50)
Rétention hydrosodée
Hypertension
artérielle →
décollement de la
rétine
45 % (13/29)
Rétention hydrosodée
et excrétion rénale de
potassium
Hypertension artérielle,
hypokaliémie →
hypertrophie
myocardique
-
Tumeur surrénalienne
-
-
(%) (Nombre de chats
présentant le signe
clinique/Nombre de chats
étudiés)
39 % (16/41)
7,5 % (3/40)
5 % (2/40)
Les signes cliniques rapportés chez des chats atteints d’hyperaldostéronisme primaire
sont les mêmes quelle que soit l’origine de l’affection (tumorale ou hyperplasie nodulaire).
Cependant, il semble qu’ils ne soient pas présents dans les mêmes proportions.
Les signes évoquant une polymyopathie hypokaliémique sont moins fréquemment observés
dans les cas d’hyperaldostéronisme primaire par hyperplasie surrénalienne que dans ceux
d’origine néoplasique (3 chats sur 11 dans l’étude de Javadi et al. (2005), alors que 6 sur les
11 chats avaient une hypokaliémie).
Au contraire, la rétinopathie hypertensive apparaît être le signe majeur de la présentation des
cas d’hyperaldoséronisme primaire par hyperplasie nodulaire corticosurrénalienne (7 chats sur
11).
D’autres études sur des chats atteints d’hyperplasie nodulaire corticosurrénalienne seraient
nécessaires pour pouvoir confirmer les résultats des travaux de Javadi et al. (2005).
85
4.2.3 Diagnostic
Il est très difficile d’émettre une suspicion d’hyperaldostéronisme primaire au vu des
seuls signes cliniques. En effet, les anomalies évoquées sont non spécifiques et peuvent être
liées à des affections fréquentes chez les chats âgés, telles qu’une insuffisance rénale ou une
hyperthyroïdie.
Ces maladies peuvent aussi être présentes de façon concomitante à un hyperaldostéronisme
primaire, dont certains signes caractéristiques sont communs (hypertension artérielle
systémique, signes de cardiomyopathie, etc.).
Javadi et al. (2005) ont montré que l’hyperaldostéronisme primaire était une cause de
maladie rénale chronique. Trois chats de leur étude présentaient une hyperplasie nodulaire
bilatérale corticosurrénalienne confirmée à l’examen nécropsique. Les analyses histologiques
ont révélé des anomalies rénales, dont une artériosclérose hyaline et une sclérose
glomérulaire, une atrophie tubulaire, ainsi qu’une fibrose interstitielle.
D’autres études font état d’anomalies rénales similaires (Eger et al., 1983 ; Rijnberk et al., 2001).
Une hypokaliémie et une hypertension chroniques induisent, à long terme, des modifications
vasculaires et tissulaires dans le rein (élévation de la pression intraglomérulaire, inflammation
et fibrose rénales) (Eger et al., 1983 ; Javadi et al., 2005).
Une insuffisance rénale peut induire une hypokaliémie et une hypertension systémique, les
deux anomalies les plus fréquemment rencontrées lors d’hyperaldostéronisme primaire.
Il s’avère donc très difficile pour le praticien de savoir si une insuffisance rénale détectée est
la conséquence d’un hyperaldostéronisme primaire, ou si l’insuffisance rénale est primaire
(avec ou sans hyperaldostéronisme secondaire).
Des tumeurs multiples peuvent également coexister. Smith et al. (2012), ont décrit un
chat présentant un adénome surrénalien ainsi que des adénomes thyroïdiens et
parathyroïdiens.
Eger et al. (1983), ont eux, étudié un chat présentant un carcinome surrénalien ainsi qu’un
adénome pancréatique. Dans ces travaux, les signes cliniques étaient très variés, augmentant
la difficulté de suspecter un hyperaldostéronisme primaire.
L’association d’une faiblesse musculaire et de signes d’hypertension systémique évoque
un hyperaldostéronisme. Il est alors nécessaire de réaliser des examens complémentaires pour
étayer cette hypothèse.
4.2.3.1 Examens d’orientation
 Examen biochimique
Un examen biochimique standard est nécessaire pour évaluer notamment les paramètres
rénaux et hépatiques. Une mesure de la thyroxinémie est également recommandée chez les
chats âgés présentant des signes compatibles avec une hyperthyroïdie.
- Mesure de la kaliémie
La réalisation d’un ionogramme chez un chat atteint d’hyperaldostéronisme révèle
généralement une hypokaliémie. Dans 88 % des cas atteints d’hyperaldostéronisme primaire,
répertoriés dans les travaux de Djajadiningrat-Laanen et al. (2011), une hypokaliémie a été
constatée (35 chats sur 40).
86
Au début de l’évolution de la maladie, celle-ci peut être très légère voire absente. Dans
les cas de tumeurs surrénaliennes, l’hypokaliémie constatée est modérée à sévère, tandis que
lors d’hyperplasie, elle serait plus légère (Javadi et al., 2005).
Le tableau 13 indique des intervalles de valeurs de la kaliémie chez des chats dont le
diagnostic d’hyperaldostéronisme est certain (par examen histologique des surrénales).
Tableau 13 : Valeurs de la kaliémie observée chez des chats atteints d’hyperaldostéronisme
primaire.
Valeurs du potassium chez des chats
atteints d’hyperaldostéronisme primaire
d’origine tumorale
Valeurs du potassium chez des chats
atteints d’hyperaldostéronisme primaire
d’origine hyperplasique
(Ash et al., 2005)
(Javadi et al., 2005)
Sur 13 chats :
Sur 3 chats :
1,9-3,2 mmol/L (moyenne : 2,5 mmol/L)
Valeurs de référence : 4-5,5 mmol/L
2,3-3,4 mmol/L (moyenne : 2,8 mmol/L)
Valeurs de référence : 3,4-5,2 mmol/L
Une hypokaliémie peut être causée par une augmentation de pertes en potassium, une
réduction des apports en potassium, ou bien par un mécanisme de translocation cellulaire.
Le diagnostic différentiel d’une hypokaliémie est présenté au tableau 14.
Tableau 14 : Diagnostic différentiel de l’hypokaliémie chez le chat (d’après Harvey et Refsal,
2013 ; Flood et al., 1999 ; Hébert et Bulliot, 2010).
Par réduction de l’absorption
potassique
Par augmentation des pertes en
potassium
Par translocation intracellulaire
Par mutation génétique
Hypokaliémie
- Anorexie
- Fluidothérapie intraveineuse avec une quantité de potassium
inadéquate
Pertes gastro-intestinales :
* Vomissements
* Diarrhées
Pertes urinaires :
* Insuffisance rénale chronique : pyélonéphrite chronique
* Acidose tubulaire rénale
* Augmentation de la diurèse
* Diurèse post-obstructive
* Syndrome de Fanconi
* Glycosurie rénale
* Diabète acido-cétosique
* Hyperaldostéronisme primaire
* Médicaments : diurétiques (furosémide, thiazide)
* Régime alimentaire acidifiant causant une néphropathie
Alcalose métabolique
Hyperthyroïdie
Insulinothérapie
Polymyopathie hypokaliémique du Burmese (maladie
génétique récessive) (Mason, 1988).
La cause la plus fréquente d’une hypokaliémie spontanée chez le chat est une
insuffisance rénale chronique (Flood et al., 1999). La persistance d’une hypokaliémie malgré
une supplémentation potassique, est un facteur de suspicion d’un hyperaldostéronisme.
87
Cependant, un chat présentant une normokaliémie mais ayant des signes d’hypertension
systémique, doit aussi être suspecté d’être atteint d’un hyperaldostéronisme.
Certains auteurs ont mesuré la clairance urinaire potassique fractionnée (FEK+). Ce test
est utile pour prouver que l’hypokaliémie est due à une augmentation de la kaliurèse.
Chez deux chats hyperaldostéroniens (carcinomes surrénaliens), la FEK+ était de 53 et de 83
% (valeur de référence < 6 %), ce qui confirme une perte rénale potassique importante (Flood
et al., 1999 ; Rose et al., 2007).
- Mesures des autres électrolytes
La concentration en sodium est généralement dans les normes ou faiblement augmentée.
Une légère hypernatrémie a été reportée chez seulement trois chats atteints
d’hyperaldostéronisme primaire (Flood et al., 1999 ; MacKay et al., 1999 ; Ash et al., 2005).
Du fait des effets de l’aldostérone, on pourrait s’attendre à une hypernatrémie significative.
D’après certains auteurs, son absence s’explique par l’augmentation concomitante du volume
d’expansion extracellulaire, et par l’effet du peptide atrial natriurétique (Ash et al., 2005 ;
Declue et al., 2005 ; Rose et al., 2007).
Chez des chats hyperaldostéroniens, une hypomagnésémie, hypochlorémie et une hypo
ou hyperphosphatémie sont parfois constatées (Rijnberk et al., 2001 ; Declue et al., 2005 ; Javadi
et al., 2005 ; Rose et al., 2007 ; Djajadiningrat-Laanen et al., 2011). Dans les études où elle a été
mesurée, la calcémie était dans les normes (Javadi et al., 2005).
- Mesure du pH sanguin
Une alcalose métabolique est souvent présente. Elle est liée à l’augmentation de
l’échange ionique, due à l’aldostérone, entre le sodium d’une part et les protons et le
potassium d’autre part. Il en résulte une excrétion urinaire de protons.
À titre d’exemple, Rijnberk et al. (2001), ont obtenu un pH de 7,420 (valeurs de référence :
7,206-7,369) et un excès de bases de -1.4 mmol/L (valeurs de référence : -10 à -4 mmol/L).
- Mesure des créatines kinases (CK)
Chez les chats présentant une polymyopathie hypokaliémique, la concentration en
créatines kinases est généralement élevée. Les lésions musculaires provoquées par
l’hypokaliémie, expliquent cette augmentation (MacKay et al., 1999 ; Djajadiningrat-Laanen et
al., 2011).
Les concentrations en créatines kinases sont très variables. Dans l’étude de Ash et al. (2005)
sur les 11 chats hyperaldostéroniens dont la mesure des CK a été effectuée, 10 d’entre eux
présentaient des concentrations augmentées, comprises entre 209 et 56 240 UI/L, avec une
moyenne de 6 837 UI/L (valeur de référence < 120 UI/L). Ces dix chats montraient des signes
de polymyopathie, contrairement au onzième dont la concentration en CK était dans les
normes.
- Mesure des paramètres hépatiques
Les ALAT et ASAT (aspartate aminotransférase) sont parfois modérément augmentées
chez les chats hyperaldostéroniens, probablement à cause des lésions musculaires liées à
l’hypokaliémie. Une affection hépatique peut toutefois être présente de façon concomitante
(Flood et al., 1999 ; MacKay et al., 1999).
88
- Mesure de la glycémie
Chez les chats hyperaldostéroniens, une augmentation de la glycémie est parfois notée
(Flood et al., 1999 ; Rose et al., 2007 ; Djajadiningrat-Laanen et al., 2011).
Un excès d’aldostérone provoquerait une résistance à l’insuline et une altération du
fonctionnement des cellules béta du pancréas (Sowers et al., 2009).
- Mesures de l’urémie et de la créatinémie
L’urémie et la créatinémie sont élevées chez plus de 50 % des chats atteints
d’hyperaldostéronisme primaire (Ash et al., 2005 ; Djajadiningrat-Laanen et al., 2011).
Javadi et al. (2005) ont montré que le système rénine-angiotensine-aldostérone a un rôle
pathogène dans la progression d’une maladie rénale. Six chats suivis sur le long terme
(suspects d’hyperaldostéronisme primaire) avaient une urémie et une créatinémie qui
augmentaient au cours du temps.
Nous avons vu qu’il est parfois difficile de différencier si une insuffisance rénale était
primaire ou secondaire à un hyperaldostéronisme.
Une analyse urinaire est alors intéressante à effectuer. Une densité urinaire dans les normes,
constatée chez des chats atteints d’hyperaldostéronisme primaire, indique que le rein à la
capacité de concentrer les urines (Ash et al., 2005).
 Examen hématologique
Dans les cas étudiés, il n’y a généralement pas d’anomalie hématologique identifiée
(Flood et al., 1999 ; Ash et al., 2005 ; Rose et al., 2007).
MacKay et al. (1999) ont décrit un chat hyperaldostéronien présentant une légère anémie
régénérative. Les auteurs suspectent une hémorragie abdominale de faible intensité ou une
anémie relative, par dilution de la masse érythrocytaire secondaire à l’hypervolémie (mais
cela n’est pas compatible avec le caractère régénératif de l’anémie).
 Mesure de la pression artérielle
Chez les chats hyperaldostéroniens, une hypertension est très souvent notée.
Sur 47 chats hyperaldostéroniens ayant eu une mesure de la pression artérielle systémique, 39
étaient hypertendus, soit 83 % (Djajadiningrat-Laanen et al., 2011 ; Lo et al., 2014).
Dans l’étude récente de Lo et al. (2014), 8 sur les 10 chats hyperaldostéroniens avaient une
pression artérielle systolique supérieure à 180 mmHg. Elle est supérieure à 200 mmHg chez 6
sur 11 de l’étude de Javadi et al. (2005).
La mesure de la pression artérielle systémique est généralement réalisée à l’aide d’un
Doppler ou d’une technique oscillométrique, à l’artère radiale (Javadi et al., 2005 ;
Djajadiningrat-Laanen et al., 2011).
Tous les cabinets vétérinaires ne sont malheureusement pas équipés, ce qui participe au sousdiagnostic de l’hyperaldostéronisme primaire chez le chat.
Le diagnostic différentiel de l’hypertension artérielle systémique est très large. Il est
présenté au tableau 15.
Les causes les plus fréquentes chez le chat âgé sont l’insuffisance rénale et l’hyperthyroïdie.
89
Tableau 15 : Diagnostic différentiel de l’hypertension artérielle systémique chez le chat
(d’après Hébert et Bulliot, 2010).
Diagnostic différentiel de l’hypertension artérielle systémique
Origine cardio-vasculaire
Origine rénale
Origine endocrinienne
Origine néoplasique
Autres origines
Idiopathique
- Anémie
- Hyperviscosité sanguine
- Polyglobulie
- Fistule artério-veineuse
- Coarctation de l’aorte
- Insuffisance rénale chronique :
* Amyloïdose
* Glomérulosclérose
* Pyélonéphrite
* Néphrite interstitielle chronique
* Glomérulonéphrite
* Polykystose rénale
* Sténose de l’artère rénale
* Thrombo-embolie de l’artère rénale
* Infarctus rénal
- Hyperthyroïdie
- Hyperaldostéronisme primaire
- Hypercorticisme
- Hyperoestrogénisme
- Diabète sucré
- Phéochromocytome
- Néoplasies intracrâniennes
- Perfusion inadaptée
- Hypercalcémie
- Obésité
- Toxémie de gestation
- Hypertension idiopathique
Sur 31 chats hypertendus et hyperaldostéroniens, 27 présentaient en même temps une
hypokaliémie (Djajadiningrat-Laanen et al., 2011).
L’association d’une hypertension non expliquée et d’une hypokaliémie est en faveur d’un
hyperaldostéronisme primaire. Il est alors nécessaire d’avoir recours à d’autres examens
complémentaires, permettant d’étayer une suspicion d’hyperaldostéronisme.
4.2.3.2 Examens permettant d’évaluer un hyperaldostéronisme primaire
 Mesure de l’aldostéronémie
La mesure de la concentration en aldostérone plasmatique permet d’objectiver un
hyperaldostéronisme, mais elle ne permet pas de conclure sur son caractère primaire ou
secondaire. Elle est accessible en pratique courante.
Chez les 13 chats présentant une néoplasie corticosurrénalienne, étudiés dans les
travaux de Ash et al. (2005), tous avaient une concentration plasmatique en aldostérone
augmentée. La valeur moyenne était de 5 820 pmol/L (877-14 653 pmol/L) (valeurs de
référence : 150-430 pmol/L).
90
Javadi et al. (2005) ont étudié 11 chats suspects d’hyperaldostéronisme primaire par
hyperplasie corticosurrénalienne. Quatre d’entre eux avaient une concentration en aldostérone
plasmatique élevée, avec une moyenne de 1 030 pmol/L (750-1 670 pmol/L) (valeurs de
référence : 110-540 pmol/L), et deux chats présentaient une aldostéronémie dans les valeurs
hautes (530 et 540 pmol/L).
La différence dans le niveau d’intensité de l’augmentation de l’aldostéronémie entre les
chats atteints d’hyperaldostéronisme d’origine tumorale et ceux d’origine non tumorale
(hyperplasie bilatérale nodulaire) est expliquée par certains auteurs.
Cette différence serait le résultat d’une persistance d’un niveau d’activité du système rénineangiotensine dans le cas d’une hyperplasie bilatérale surrénalienne, tandis que les tumeurs
sécrétantes inhiberaient complètement le système régulateur rénine-angiotensine (Javadi et al.,
2005).
Dans un contexte physiologique, la kaliémie est un facteur important de régulation de la
sécrétion d’aldostérone. Une hypokaliémie freine la sécrétion d’aldostérone et entraîne donc
une diminution de l’aldostéronémie.
Ainsi, chez un chat hypokaliémique, une légère augmentation de l’aldostéronémie, voire une
valeur dans les limites hautes de référence, doit être considérée comme inappropriée et un
hyperaldostéronisme doit être suspecté (Djajadiningrat-Laanen et al., 2011).
Une hypertension et une insuffisance rénale peuvent augmenter la concentration
plasmatique d’aldostérone (hyperaldostéronisme secondaire à une activation du système
rénine angiotensine) mais l’augmentation n’est en général pas aussi marquée que celle ayant
lieu lors d’un hyperaldostéronisme primaire (Flood et al., 1999).
Une description d’un cas canin fait état d’une affection par excès de minéralocorticoïdes
associée à une aldostéronémie basse. Il s’agit de cas de tumeurs surrénaliennes sécrétant de la
11-désoxycorticostérone, un intermédiaire métabolique de l’aldostérone. La stéroïdogenèse
s’arrête à ce stade, il n’y a donc pas de production d’aldostérone. Cet intermédiaire exerce une
activité minéralocorticoïde, induisant les mêmes signes cliniques que lors
d’hyperaldostéronisme primaire (Reine et al., 1999).
À notre connaissance, aucun cas similaire n’a été rapporté à l’heure actuelle chez le chat.
L’aldostéronémie ne doit pas être interprétée seule, car une valeur élevée peut signer un
hyperaldostéronisme secondaire. Pour pouvoir conclure sur le caractère primaire de
l’hyperaldostéronisme, il est nécessaire de réaliser d’autres examens complémentaires.
 Mesure de l’activité rénine plasmatique
La mesure de l’activité rénine plasmatique est un test de choix pour confirmer ou
infirmer le caractère primaire d’un hyperaldostéronisme. Malheureusement, il n’est que peu
accessible et n’est pas disponible à l’heure actuelle en France.
La mesure de l’activité rénine plasmatique renseigne sur le niveau d’activité du système
rénine-angiotensine. Un chat présentant une aldostéronémie et une activité rénine plasmatique
élevées, est suspect d’être atteint d’hyperaldostéronisme secondaire, car, dans ce cas,
l’hyperaldostéronisme est une conséquence d’une augmentation de l’activité du système
rénine-angiotensine.
91
Au contraire, si le chat présente une hyperaldostéronémie associée à une activité rénine
plasmatique très faible ou normale, cela indique que la sécrétion d’aldostérone se réalise sans
stimulation du système régulateur rénine-angiotensine. Les cellules de la zone glomérulée des
corticosurrénales sécrètent de façon autonome de l’aldostérone, ce qui signe le caractère
primaire de l’affection.
Malheureusement, la mesure de l’activité rénine plasmatique est complexe à réaliser. Il
est nécessaire de prélever au moins 4 mL de sang, dans un tube EDTA. L’échantillon doit être
centrifugé à froid (4°C) pendant 10 minutes puis gardé congelé à -25°C pendant le transport.
Le prélèvement doit être rapidement traité. Le temps d’analyse est long et les laboratoires
obtiennent des valeurs très différentes, ce qui rend les comparaisons difficiles à réaliser.
(Rijnberk et al., 2001 ; Djajadiningrat-Laanen et al., 2011).
Des faux positifs peuvent être dus à des mauvaises conditions de conservation du
prélèvement. Une élévation en activité rénine plasmatique peut également provenir d’un stress
(par la libération de catécholamines) ou de l’administration de médicaments tels que des bétabloquants ou des inhibiteurs de l’enzyme de conversion de l’angiotensine (IECA). Un régime
salé est également susceptible d’influencer la valeur (Jensen et al., 1997 ; Rijnberk et al., 2001).
La synthèse de rénine peut être diminuée lorsque le patient présente une insuffisance rénale.
Chez des chats sains, elle diminue avec l’âge et la stérilisation (Javadi et al., 2004).
 Mesure du ratio aldostérone/activité rénine plasmatique (RAAR)
Un ratio aldostérone sur activité rénine RAAR plasmatique élevé oriente vers un
hyperaldostéronisme primaire, car il indique une sécrétion d’aldostérone autonome.
Les travaux de Javadi et al. (2005) décrivent 11 chats ayant un hyperaldostéronisme
primaire d’origine non tumorale. Comme cité précédemment, seulement quatre d’entre eux
avaient une hyperaldostéronémie, mais le ratio aldostérone sur l’activité rénine plasmatique
était élevé à normal chez les 11 chats, indiquant un hyperaldostéronisme primaire.
Si le RAAR est dans les normes, il n’est pour autant pas possible d’exclure un
hyperaldostéronisme primaire (Djajadiningrat-Laanen et al., 2011).
Dans l’idéal, les mesures de la concentration plasmatique en aldostérone et celle de l’activité
rénine plasmatique devraient être répétées pour augmenter la fiabilité des résultats obtenus.
 Mesure du ratio aldostérone/créatinine urinaire (RACU)
Le RAAR n’est pas aisé à réaliser et à interpréter car l’accès à la mesure de l’activité
rénine plasmatique est très limité. Ce test peut également donner des faux positifs.
La mesure du ratio aldostérone sur créatinine urinaire est une alternative intéressante.
Une augmentation du RACU est en faveur d’un hyperaldostéronisme primaire.
Le chat excrète une petite quantité d’aldostérone dans les urines. Le RACU donne une idée de
la concentration en aldostérone sur une période plus longue que ce que permet une mesure
sanguine ponctuelle.
L’échantillon urinaire est facile à réaliser, il n’a pas besoin d’être gardé au froid.
Cependant, les valeurs obtenues chez des chats sains sont très variables et recoupent en partie
celles des chats atteints. Il n’est donc pas aisé de définir un seuil qui permettrait de confirmer
ou d’infirmer une suspicion d’hyperaldostéronisme primaire.
Il y a également un manque d’études sur le sujet (Djajadiningrat-Laanen et al., 2011).
Cependant, le RACU semble être intéressant à évaluer à la suite d’un test dynamique testant
la fonction minéralocorticoïde.
92
 Test dynamique de la fonction minéralocorticoïde
Tester de manière dynamique la fonction minéralocorticoïde a pour principe
d’administrer un traitement qui supprime la mise en place du système rénine-angiotensine. La
réponse au traitement est évaluée par la mesure du RACU. Plusieurs molécules peuvent être
utilisées.
Djajadiningrat-Laanen et al. (2008) ont montré que l’administration d’acétate de
fludrocortisone réduisait le RACU chez des chats sains, alors qu’il ne le diminuait pas chez un
chat atteint d’hyperaldostéronisme primaire.
L’acétate de fludrocortisone a été administré par voie orale à la dose de 0,05 mg/kg, deux fois
par jour, pendant quatre jours, à 15 chats sains. Leur RCAU était diminué de 44 à 97 % (en
moyenne de 78 %).
Chez un chat atteint d’un carcinome sécrétant de l’aldostérone, ayant reçu le même traitement
que celui administré aux chats sains, le RCAU était dans l’intervalle de référence. Il n’était
pas diminué par l’administration d’acétate de fludrocortisone.
Des études sur un plus grand nombre de chats atteints d’hyperaldostéronisme primaire
seraient intéressantes pour établir les caractéristiques intrinsèques de ce test, car des faux
négatifs existent.
Les auteurs ont également administré, à d’autres chats, du chlorure de sodium (à la dose
de 0,25g/kg, toutes les 12 heures, par voie orale, pendant quatre jours) mais cela n’a pas eu
d’effet significatif sur le RCAU de 22 chats sains.
Le tableau 16 résume les principales modifications obtenues lors des examens
complémentaires d’orientation et lors de tests endocriniens, pouvant être constatées chez des
chats atteints d’hyperaldostéronisme primaire.
Tableau 16 : Récapitulatif des modifications biochimiques et endocriniennes les plus
fréquemment observées en cas d’hyperaldostéronisme primaire chez le chat.
Modification constatée
Pathogénie
Augmentation de l’aldostéronémie
RACU augmenté ou RACU constant après un
test de suppression de la fonction
minéralocorticoïde
Sécrétion autonome par des cellules tumorales
corticosurrénaliennes ou par une hyperplasie des
corticosurrénales
Diminution de l’activité rénine plasmatique
Hypokaliémie
Hypertension artérielle systémique
Augmentation des CK
Alcalose métabolique
Augmentation de l’urémie et de la créatinémie
Augmentation des ASAT et ALAT
Hyperglycémie
Rétrocontrôle négatif de l’aldostérone sur le
système rénine-angiotensine
Excrétion rénale de potassium induite par
l’aldostérone
Augmentation de la volémie (rétention hydrosodée induite par l’aldostérone)
Lésions musculaires liées à l’hypokaliémie
Excrétion de protons liée à la résorption sodique
Insuffisance rénale primaire ou secondaire à
l’hyperaldostéronisme
Lésions musculaires dues à l’hypokaliémie ou
affection hépatique concomitante
Résistance à l’insuline
Lorsque les examens complémentaires révèlent une hyperaldostéronémie, des examens
d’imagerie sont à envisager pour évaluer l’aspect des glandes surrénales.
93
4.2.3.3 Examens d’imagerie
Dans un contexte d’hyperaldostéronisme, les examens d’imagerie peuvent permettre de
suspecter l’origine de l’affection.
La visualisation de l’aspect des surrénales conditionne le choix thérapeutique. En cas de
présence de masse(s) surrénalienne(s), l’imagerie permet de réaliser un bilan d’extension,
indispensable avant une éventuelle intervention chirurgicale.
Cependant, les examens d’imagerie ne permettent pas toujours de conclure. Seul
l’examen histologique constitue un diagnostic de certitude.
 La radiographie
Une masse surrénalienne est rarement visible à la radiographie. Elle peut l’être lorsque
la taille de la masse est élevée (Mackay et al., 1999 ; Declue et al., 2005).
Mackay et al. (1999) décrivent une aire de densité radiographique augmentée, crânialement
au rein gauche, compatible avec une masse. À l’histologie, il s’agissait d’un adénome
surrénalien de 3,5 x 3 x 2,5 cm.
Plusieurs études décrivent une cardiomégalie, chez des chats hyperaldostéroniens (Flood et al.,
1999 ; Rijnberk et al., 2001 ; Declue et al., 2005 ; Rose et al., 2007)
 L’échographie abdominale
L’échographie est l’examen d’imagerie de choix à réaliser dès lors qu’une suspicion
d’hyperaldostéronisme est établie.
Elle permet, dans certains cas, de mettre en évidence la présence d’une masse
surrénalienne. Son échogénicité est variable, parfois décrite comme étant hyperéchogène par
rapport à la glande surrénale (Rose et al., 2007), hypoéchogène (Ash et al., 2005) ou hétérogène
dans son échogénicité (Mackay et al., 1999 ; Rijnberk et al., 2001). Elle peut être bilobée (Rose et
al., 2007), déplacer le rein, (Briscoe et al., 2009) ou le comprimer (Eger et al., 1983).
La figure 18 présente des images échographiques d’un chat suspect d’hyperaldostéronisme
primaire d’origine tumorale.
Dans l’étude de Ash et al. (2005), les 11 chats hyperaldostéroniens chez qui une
échographie a été réalisée, montraient une augmentation unilatérale de la taille d’une
surrénale. Six d’entre eux présentaient également une masse surrénalienne, mesurant entre 1 x
1 cm à 3,5 x 2,5 cm.
94
Figure 18 : Images échographiques de la surrénale droite d’un chat de 16 ans suspect
d’hyperaldostéronisme primaire d’origine tumorale (masse hétérogène, irrégulière, de 2 cm de
diamètre). Le flux dans la veine cave est turbulent (Crédits photographiques : Centre Hospitalier
Universitaire Vétérinaire d’Alfort, Service d’imagerie médicale).
En présence d’une masse, il est important d’examiner les vaisseaux adjacents,
notamment à l’aide du Doppler. En effet, une masse sur la surrénale droite envahit parfois la
veine phrénicoabdominale et/ou la veine cave caudale (Flood et al., 1999 ; Ash et al., 2005 ;
Declue et al., 2005 ; Rose et al., 2007).
Un thrombus peut également être présent dans la veine phrénicoabdominale et/ou au sein de
la veine cave caudale, obstruant jusqu’à 50 % de la lumière du vaisseau (Flood et al., 1999 ;
Declue et al., 2005 ; Rose et al., 2007).
L’invasion d’une tumeur dans la veine cave caudale ou la présence d’un thrombus, ne sont
parfois pas visibles à l’examen échographique. Elles font partie des complications constatées
lors d’hyperaldostéronisme, qui doivent être notifiées aux propriétaires.
La glande controlatérale peut apparaître saine en apparence ou non identifiable.
Cependant, un aspect sain d’une surrénale ne signifie pas qu’elle n’est pas le siège d’une
infiltration tumorale, comme l’ont montré Ash et al. (2005). L’échographie d’un chat de leur
étude était en faveur d’un adénome unilatéral, mais l’examen histologique post-mortem,
réalisé 13 jours plus tard, a révélé la présence d’un adénome bilatéral.
L’échographie permet également de visualiser les autres organes abdominaux et
notamment le foie, qui peut être le siège de métastases (Eger et al., 1983).
L’examen échographique présente des limites de sensibilité et de spécificité.
Une tumeur de taille suffisante pour induire un hyperaldostéronisme primaire peut être de
taille insuffisante pour être détectée à l’échographie (Ash et al., 2005).
À l’inverse, une tumeur visible à l’échographie ne signifie pas qu’elle sécrète en excès de
l’aldostérone. Le tableau 17 indique les autres causes possibles, pouvant expliquer la présence
d’une masse surrénalienne.
En cas d’hyperplasie surrénalienne, de subtiles anomalies sont détectables mais elles
peuvent être difficiles à observer. Il s’agit d’une augmentation de l’échogénicité des
95
surrénales, ou de la présence de zones de calcifications en plus grande quantité, ou encore
d’un épaississement et/ou d’un arrondissement d’un des pôles d’une ou des surrénales.
Parfois, il n’y a aucun changement visible, ce qui ne permet pas au praticien d’exclure une
affection surrénalienne (Combes et al., 2012 ; Javadi et al., 2005). À titre d’exemple, deux chats
sans anomalie visible à l’échographie (ni au scanner), présentaient en réalité une hyperplasie
nodulaire bilatérale (diagnostic histologique) (Javadi et al., 2005).
Le tableau 18 indique les causes possibles d’une hypertrophie bilatérale visible à
l’échographie.
Tableau 17 : Diagnostic différentiel de la visualisation de masse(s) surrénalienne(s) à
l’échographie (Chetboul et al., 2005 ; Combes et Saunders, 2014).
Origine de masses surrénaliennes visibles à l’échographie
Néoplasies sécrétantes
Néoplasies non sécrétantes
Masses bénignes
- Adénome ou carcinome corticosurrénalien
- Phéochromocytome
- Métastases
- Adénome non sécrétant
- Carcinome non sécrétant
- Hématome
- Nodule d’hyperplasie
- Lipome
- Kyste
- Granulome
- Abcès
Tableau 18 : Diagnostic différentiel de la visualisation d’une hypertrophie surrénalienne à
l’échographie (Combes et Saunders, 2014).
Origine d’une hypertrophie surrénalienne visible à l’échographie
Origine surrénalienne
- Hypercorticisme
- Hyperaldostéronisme
- Hyperplasie congénitale
- Phéochromocytome associé à un adénome
surrénalien (Calsyn et al., 2010)
Origine non surrénalienne
- Hyperthyroïdie
- Acromégalie
 La scintigraphie
Dans la partie 2.3.3, nous avons vu que la scintigraphie est une méthode fonctionnelle
d’évaluation des surrénales.
Chez les chats atteints d’hyperaldostéronisme primaire, il est conseillé d’administrer de
la dexaméthasone pour augmenter la spécificité de la NP-59. En effet, ce corticoïde exerce un
rétrocontrôle négatif sur la sécrétion d’ACTH. Cela accentue la consommation de la NP-59
dans la zone glomérulaire, qui est ACTH-indépendante (Tidwell et al., 1997).
Très peu d’études sur le bénéfice de la scintigraphie, dans le cadre d’affections
surrénaliennes chez les carnivores domestiques, ont été réalisées.
96
4.2.3.4 Démarche diagnostique
Le schéma de la figure 19 résume la conduite à tenir face à des signes évocateurs
d’hyperaldostéronisme.
Une forte suspicion peut être établie en cas d’hypertension artérielle systémique associée à
une hypokaliémie réfractaire au traitement.
Il est nécessaire, dans un premier temps, de réaliser des examens biochimiques (ionogramme,
mesures sanguines de l’urée, de la créatinine, du glucose, des fructosamines, de la thyroxine)
ainsi qu’une analyse d’urine. Dans un second temps, il convient d’effectuer des mesures de
l’aldostéronémie, ainsi que des examens d’imagerie.
L’examen histologique permet de déterminer la nature de la lésion (adénome, carcinome ou
hyperplasie).
Les caractéristiques cytologiques et histologiques des tumeurs surrénaliennes ont été
présentées à la partie 3.6.1.3.
Si cela n’est pas réalisable, l’amélioration clinique et biochimique (notamment la mesure de
l’aldostéronémie) après le retrait d’une masse surrénalienne confirme la suspicion
d’hyperaldostéronisme primaire (Djajadiningrat-Laanen et al., 2011).
Figure 19 : Conduite à tenir face à un chat présentant des signes évocateurs
d’hyperaldostéronisme.
Afin d’exclure un hyperaldostéronisme secondaire, l’idéal est de mesurer l’activité
rénine plasmatique. Si ce test n’est pas disponible, il convient d’exclure les maladies pouvant
97
conduire à un hyperaldostéronisme secondaire (insuffisances rénale, cardiaque, hépatique), à
l’aide d’examens complémentaires adaptés.
Les signes cliniques peuvent également orienter le clinicien (par exemple des œdèmes liés à
une hypoalbuminémie ou à une hypovolémie et/ou une hyponatrémie, avec une kaliémie dans
les normes) mais ils ne permettent pas de conclure avec certitude (Ahn, 1994 ; MacKay et al.,
1999).
Les traitements médicaux et chirurgicaux de l’hyperaldostéronisme primaire sont
indiqués dans la dernière partie de cette étude, parties 5.2 et 5.4.
L’hyperaldostéronisme primaire chez le chat est probablement une affection sousdiagnostiquée. En effet, les signes cliniques évocateurs ne sont pas spécifiques, les mesures de
la kaliémie et celle de la pression artérielle ne sont pas systématiquement réalisées en pratique
courante, et les examens testant la fonction minéralocorticoïde présentent des défauts de
sensibilité et de spécificité (Djajadiningrat-Laanen et al., 2011).
4.2.4 Cas d’hyperaldostéronisme associé à un hyperprogestéronisme
Deux études chez le chat font état d’un hyperaldostéronisme associé à un
hyperprogestéronisme (Declue et al., 2005 ; Briscoe et al., 2009).
Dans ces rares cas (deux chats), le tableau clinique se confond avec celui rencontré lors
d’hypercorticisme (voir partie 4.3.2).
Les animaux présentaient une tumeur surrénalienne : un carcinome dans l’étude de Declue et
al. (2005), une tumeur dont la nature n’a pas pu être identifiée (par refus du propriétaire) dans
celle de Briscoe et al. (2009).
Les auteurs émettent deux hypothèses concernant l’hypersécrétion concomitante
d’aldostérone et de progestérone. Il s’agirait soit d’une tumeur sécrétant de l’aldostérone et de
la progestérone, soit d’une tumeur sécrétant uniquement de la progestérone. Or, cette hormone
est un intermédiaire intervenant dans la synthèse de l’aldostérone, la production de ce
minéralocorticoïde augmenterait donc par voie de conséquence (voir partie 1.6.1.1).
Parmi les signes d’hyperprogestéronisme, des anomalies proches de celles constatées
lors d’hypercorticisme sont observées, c’est-à-dire : un diabète sucré secondaire, une polyuropolydipsie, une polyphagie, des troubles cutanés (dont une alopécie symétrique, de la
séborrhée, une peau fragile et sèche, des comédons, un poil clairsemé), et une distension
abdominale. De plus, une concentration élevée en progestérone peut provoquer et/ou renforcer
la faiblesse musculaire due à l’hypokaliémie. Des signes d’hypertension sont également
parfois présents (Declue et al., 2005 ; Briscoe et al., 2009).
L’hyperprogestéronémie est mise en évidence avant et après un test de stimulation à
l’ACTH (la cortisolémie, elle, est dans les normes ou diminuée).
Le fait que les cellules tumorales excrètent un excès de progestérone et non de cortisol peut
être causé par un défaut d’enzymes dans ces cellules (il n’y a pas de transformation de
progestérone en cortisol), ou bien par la présence d’un excès de cortisol libre (la progestérone
se lie de façon compétitive aux protéines de liaison du cortisol), qui exerce un rétrocontrôle
négatif sur l’axe corticotrope (Declue et al., 2005 ; Briscoe et al., 2009).
Le traitement recommandé dans ce contexte est abordé en partie 5.3.4.
98
4.3 L’hypercorticisme spontané félin
L’hypercorticisme spontané, ou syndrome de Cushing, est une affection rare chez le
chat. À l’heure actuelle, moins de 100 cas ont été rapportés dans la littérature (Valentin et al.,
2014).
Un hypercorticisme peut être secondaire à un traitement à long terme à base de
glucocorticoïdes. Les chats présentent moins d’effets secondaires aux corticoïdes exogènes en
comparaison aux chiens, ce qui explique que l’hypercorticisme iatrogène soit une affection
rare. Cette différence est expliquée par certains auteurs par une faible densité de récepteurs
aux glucocorticoïdes dans la peau et le foie du chat, et par une diminution de l’affinité de
liaison à ces récepteurs, par rapport à celle du chien (Ferasin, 2001 ; Lowe et al., 2008 ; Graves,
2010).
Nous nous intéressons dans cette étude à l’hypercorticisme spontané chez le chat.
4.3.1 Physiopathologie
4.3.1.1 Étiologie
Dans 80 à 85 % des cas d’hypercorticisme spontané, des tumeurs hypophysaires sont à
l’origine de l’hypercorticisme (hypercorticisme secondaire). Ce sont majoritairement des
adénomes, de la pars intermedia ou de la pars distalis, sécrétant de l’ACTH (tableau 19).
Entre 59 et 70% des tumeurs hypophysaires provoquant un hypercorticisme chez le chat sont
macroscopiques (Feldman et al., 2015).
Ces tumeurs induisent une hyperplasie bilatérale des zones fasciculée et réticulée des
corticosurrénales, entraînant un excès de sécrétion de cortisol (Graves, 2010 ; Cross et al.,
2012).
Dans environ 15 à 20 % des cas, l’hypercorticisme est causé par une tumeur
surrénalienne, sécrétant de façon autonome des corticostéroïdes, principalement du cortisol
(hypercorticisme primaire). Selon les auteurs, entre 50 et 66 % des tumeurs surrénaliennes
sont des adénomes et entre 34 et 50 % des adénocarcinomes (tableau 19) (Graves, 2010 ; Cross
et al., 2012 ; Nelson et Feldman, 2015).
Le schéma de la figure 20 présente les deux causes principales d’hypercorticisme
spontané chez le chat.
Tableau 19 : Étiologies de l’hypercorticisme spontané chez le chat.
Cause d’hypercorticisme
spontané identifiée
Tumeurs hypophysaires
Adénome
Adénocarcinome
Références
Valentin et al., 2014 ; Immink et al., 1992 ; Brown et
al., 2012 ; Cross et al., 2012 ; Nelson et al., 1988 ;
Meij et al., 2001 ; Meiji et al., 2004 ; Fracassi et al.,
2007 ; Spada et al., 2010 ; Sharman et al., 2013
Valentin et al., 2014 ; Nelson et al., 1988 ; Kimitsuki et
al., 2014
Tumeurs surrénaliennes
Adénome unilatéral
Adénocarcinome unilatéral
Valentin et al., 2014 ; Immink et al., 1992 ; Duesberg
et al., 1995 ; Nelson et al., 1988
Valentin et al., 2014 ; Immink et al., 1992 ; Nelson et
al., 1988
99
L’hypercorticisme s’observe parfois dans un contexte de syndrome de néoplasie
endocrinienne multiple. Ce syndrome désigne une maladie génétique induisant une
hyperplasie et/ou une néoplasie d’au moins deux tissus endocriniens (Roccabianca et al., 2006).
Roccabianca et al. (2006), ont décrit deux chats présentant un adénome hypophysaire ainsi
qu’un carcinome pancréatique et une hyperplasie des thyroïdes et des parathyroïdes. Un
carcinome hépatique était également présent chez un des deux chats.
Dans ces deux cas, les exons 1-8 du gène menin (associé à la mutation responsable de cette
maladie chez l’homme), ont été séquencés. L’analyse génétique révèle une homologie de 93
% avec les séquences de ce gène chez l’Homme, et les acides aminés correspondant possèdent
une similitude de 98 % (Roccabianca et al., 2006).
4.3.1.2 Conséquences d’un hypercorticisme
L’hypercorticisme spontané induit dans la plupart des cas une hypercortisolémie
chronique, ou, dans de rares cas, une sécrétion excessive d’hormones stéroïdiennes (voir
partie 4.3.5).
Le cortisol a de nombreux effets sur l’organisme, comme indiqué dans la partie 1.6.2.2. Il a
notamment une action catabolisante, et présente un antagonisme avec l’insuline, ce qui
explique les principales modifications ayant lieu lors d’hypercorticisme.
Les glucocorticoïdes ont un effet hyperglycémiant, qui serait plus élevé chez le chat
que chez le chien (Lowe et al., 2008).
Le cortisol diminue la consommation périphérique de glucose, en inhibant le transport de
glucose par les récepteurs GLUT 4 (insulino-dépendants) à travers les membranes cellulaires
des muscles squelettiques, cardiaques et des cellules adipeuses (Nelson et al., 1988 ; Lowe et al.,
2008).
Les glucocorticoïdes augmentent la production hépatique de glucose, en stimulant l’enzyme
limitante de la glucogénogenèse (la phosphoénolpyruvate carboxylase), et en inhibant la
glycogène phosphorylase. Ils stimulent aussi la protéolyse, ce qui produit des acides aminés,
qui sont des substrats pour la gluconéogenèse.
Les glucocorticoïdes inhibent également la sécrétion d’insuline par les cellules béta du
pancréas (Nelson et al., 1988 ; Lowe et al., 2008).
L’excès de corticoïdes à long terme entraîne une hyperglycémie chronique, et donc une
résistance à l’insuline, qui induit un diabète sucré secondaire de type II (Nelson et al., 1988 ;
Lowe et al., 2008).
Les glucocorticoïdes diminuent la prolifération des kératinocytes et des fibroblastes, ce
qui entraîne une diminution de la production de collagène. Ils diminuent également la
production d’acide hyaluronique, d’élastine, ainsi que des lipides épidermiques, provoquant
une perte d’eau transépidermique. Il en résulte une atrophie dermique et épidermique. La peau
s’amincit, perd en élasticité, se déchire et cicatrise mal.
L’effet immunosuppresseur des corticoïdes explique la présence de dermatoses infectieuses
secondaires.
100
Rappel du fonctionnement physiologique de l’axe corticotrope
Figure 20 : Schéma illustrant les deux causes possibles de l’hypercorticisme spontané félin.
Hypercorticisme d’origine hypophysaire
Hypercorticisme d’origine surrénalienne
101
4.3.2 Présentation clinique
4.3.2.1 Épidémiologie
La plupart des chats atteints d’hypercorticisme spontané sont d’âge moyen à âgé. Les
cas décrits ont entre 4 et 17 ans, avec une moyenne d’environ 11 ans (Duesberg et al., 1995 ;
Cross et al., 2012 ; Valentin et al., 2014).
Il ne semble pas y avoir de prédisposition raciale (Cross et al., 2012 ; Gunn-moore et Simpson,
2013-b). Parmi les chats de race décrits, les études font état de Maine Coon, de Burmese et de
Siamois (Duesberg et al., 1995 ; Brown et al., 2012 ; Valentin et al., 2014)
Une prédisposition sexuelle est parfois constatée. Environ 60 % des cas félins étudiés sont des
femelles (Immink et al., 1992 ; Cross et al., 2012).
Il s’agit, dans la majorité des cas, d’animaux castrés.
Les données épidémiologiques sont à relativiser car il existe peu d’études sur le sujet et
la plupart des travaux concerne un faible nombre de chats.
4.3.2.2 Signes cliniques
Dans les cas décrits d’hypercorticisme spontané, le motif de consultation le plus
fréquent est lié à un diabète sucré non équilibré (Nelson et al., 1988 ; Duesberg et al., 1995 ;
Valentin et al., 2014).
Environ 90 % des chats diagnostiqués comme étant atteints d’hypercorticisme spontané
présentent en même temps un diabète sucré (équilibré ou non) (Cross et al., 2012 ; Valentin et
al., 2014).
Les signes les plus fréquemment constatés liés au développement d’un diabète sucré, sont une
polyuro-polydipsie et une polyphagie.
La polyuro-polydipsie est en général modérée à sévère. Meji et al. (2004) évoque une prise de
boisson de 130 mL/kg/j (valeur de référence < 100 mL/kg/j).
Elle est causée majoritairement par l’état d’hyperglycémie chronique, induisant une
glycosurie qui entraîne un appel d’eau, et donc une polyurie, qui est compensée par une
polydipsie (Feldman et Nelson, 2000).
Parfois, une plantigradie est observée, conséquence d’une neuropathie diabétique.
La polyphagie apparaît, entre autres causes, en raison du déficit en insuline, qui inhibe le
centre de la faim localisé dans l’hypothalamus.
Les anomalies dermatologiques sont les signes cliniques les plus fréquemment observés
lors d’hypercorticisme spontané (Valentin et al., 2014).
Une hyperfragilité cutanée est souvent décrite. Le pelage est en mauvais état, la peau est fine,
fragile, inélastique et sujette aux déchirures et aux ecchymoses. Une alopécie symétrique et
une absence de repousse des poils après une tonte sont rapportées (follicules pileux en phase
télogène). La peau peut être pigmentée, présenter des comédons, des squames et de la
séborrhée (Nelson et al., 1988 ; Immink et al., 1992 ; Meij et al., 2004 ; Roccabianca et al., 2006 ;
Valentin et al., 2014). Une « queue de rat » est parfois visible (Chiaramonte et Greco, 2007).
Des abcès ou fistules sur les membres ont été constatés par certains auteurs (Immink et al.,
1992).
102
Moins fréquemment, les chats atteints peuvent présenter une perte de poids, une
amyotrophie, un changement de comportement (dépression), une faiblesse voire une
léthargie, ainsi qu’une détresse respiratoire par faiblesse des muscles respiratoires (Nelson et
al., 1988 ; Cross et al., 2012 ; Kimitsuki et al., 2013).
L’abdomen est distendu et une masse abdominale peut être palpée (Immink et al., 1992).
Une hépatomégalie est constatée dans environ 30 % des cas (Duesberg et al., 1995).
Des déficits neurologiques (marche en cercle, mydriase bilatérale, vocalises continues,…)
peuvent apparaître en raison d’une compression des centres nerveux par une tumeur
hypophysaire (Fracassi et al., 2007 ; Spada et al., 2010 ; Benchekroun et al., 2012 ; Kimitsuki et al.,
2014).
L’hypercorticisme est une affection très débilitante pour l’animal. Le tableau 20 résume
les principaux signes cliniques constatés lors de cette maladie.
Les prévalences indiquées se basent sur l’étude rétrospective de Valentin et al. (2014). Elle
porte sur 30 chats atteints d’hypercorticisme spontané confirmé par analyse histologique.
Cette étude est celle qui comprend le plus grand nombre de cas confirmés, les autres travaux
concernant moins de 10 animaux.
Tableau 20 : Principaux signes cliniques observés lors d’hypercorticisme spontané félin,
explications physiopathologiques et prévalence (D’après Valentin et al., 2014).
Signe clinique
Anomalies cutanées
Peau fine
Alopécie
Lacération de la peau
Pelage terne,
séborrhéique, squames
Polyuro-polydipsie
Polyphagie
Amyotrophie
Distension abdominale
Léthargie
Perte de poids
Rôle du cortisol
Pathogénie
Augmentation du
catabolisme
protéique.
Diminution de la synthèse de
collagène, d’acide
hyaluronique, d’élastine, de
lipides épidermiques.
Diabète sucré secondaire :
Glycosurie → polyurie →
Antagonisme de
polydipsie compensatoire.
l’insuline →
Diabète sucré secondaire :
diabète sucré
absence d’inhibition du centre
secondaire.
de la faim par déficit
d’insuline.
Augmentation du catabolisme protéique.
Redistribution des masses graisseuses
(accumulation de la graisse mésentérique),
relâchement musculaire, hépatomégalie.
Affection débilitante à long terme
(amyotrophie, asthénie)
Diabète sucré : diminution du
Antagonisme de
stockage et baisse d’utilisation
l’insuline →
du glucose, des acides aminés
diabète sucré
et des acides gras par les tissus
secondaire.
périphériques.
Prévalence
(%, nombre de
chats)
100 % (30/30)
70 % (21/30)
60 % (18/30)
57 % (17/30)
43 % (4/30)
87 % (26/30)
70 % (21/30)
67 % (20/30)
67 % (20/30)
47 % (14/30)
47 % (14/30)
103
Brown et al. (2012), ont décrit une présentation atypique d’hypercorticisme d’origine
hypophysaire.
Le chat étudié présentait initialement uniquement une hypertension sévère (cécité brutale par
détachement bilatéral de la rétine et mydriase bilatérale), avec une pression artérielle
systolique de 300 mmHg (mesurée au Doppler, valeurs de référence : 118-150 mmHg).
Un mois plus tard, l’animal a présenté une polyuro-polydipsie et trois mois plus tard, des
anomalies dermatologiques (absence de repousse de poils). L’aldostéronémie n’était pas
augmentée.
Les glucocorticoïdes ont indirectement un effet hyperosmotique, qui induit une augmentation
du volume d’expansion cellulaire (Lowe et al., 2008), mais le mécanisme expliquant cette
hypertension marquée n’est pas démontré. Les auteurs émettent plusieurs hypothèses, dont la
saturation de l’enzyme 11-β-hydroxystéroïde-déshydrogénase-2, qui permet au cortisol de se
lier aux récepteurs des minéralocorticoïdes et donc d’exercer un effet similaire à l’aldostérone
(Brown et al., 2012).
Par ailleurs, les glucocorticoïdes augmentent la concentration en endothéline 1, un puissant
vasoconstricteur. Les corticoïdes et l’ACTH peuvent aussi potentialiser l’influence de
vasoconstricteurs endogènes dont la noradrénaline et l’angiotensine II (Brown et al., 2012).
4.3.2.3 Maladies concomitantes
Dans la majorité des cas d’hypercorticisme spontané félin, des maladies concomitantes
sont présentes, ce qui complique le diagnostic.
Le tableau 21 et la figure 21 exposent les affections les plus fréquemment constatées chez les
chats ayant un hypercorticisme spontané.
Tableau 21 : Principales maladies concomitantes observées lors d’hypercorticisme spontané
(D’après Valentin et al., 2014).
Maladie concomitante
Diabète sucré
Infections bactériennes
(Pyodermites, infections du tractus
urinaire, infections des voies respiratoires
supérieures, cholangio-hépatite,..)
Insuffisance rénale chronique
Pancréatite
Affections cardiaques
Aucune maladie concomitante
Prévalence
90 % (27/30)
53 % (16/30)
36 % (11/30)
30 % (9/30)
10 % (3/30)
3 % (1/30)
Figure 21 : Principales maladies concomitantes observées lors d’hypercorticisme spontané
(données du tableau 21).
104
Plusieurs études font état de différentes tumeurs présentes simultanément chez un même
chat, ce qui peut rendre la suspicion d’un hypercorticisme spontané difficile à émettre.
Certains auteurs ont décrit des chats atteints de tumeurs endocriniennes multiples. Dans les
cas rapportés, il s’agissait d’une tumeur surrénalienne ou hypophysaire associée à un
carcinome pancréatique, et d’une tumeur hypophysaire associée à un carcinome thyroïdien
(avec une thyroxinémie dans les normes) (Roccabianca et al., 2006 ; Valentin et al., 2014).
Deux chats atteints d’un double adénome hypophysaire ont été décrits. Ils présentaient
simultanément un adénome somatotrope (sécrétant des hormones de croissance) et un
adénome corticotrope (sécrétant de l’ACTH) (Meij et al., 2004 ; Sharman et al., 2013).
4.3.3 Diagnostic
4.3.3.1 Diagnostics différentiels
Diagnostiquer un hypercorticisme spontané chez un chat est difficile. La suspicion doit
être établie face à un animal présentant un diabète sucré associé à des anomalies
dermatologiques.
Le diagnostic d’hypercorticisme spontané est en général établi entre 0 et 24 mois (en
moyenne 4 mois) après celui du diabète sucré (Valentin et al., 2014).
Tout chat présentant un diabète non équilibré avec une dose supérieure à 0,5-1 UI/kg toutes
les 12 heures, doit conduire le praticien à rechercher une cause de résistance à l’insuline, dont
un hypercorticisme (Cross et al., 2012).
Le diagnostic différentiel de la résistance à l’insuline est indiqué au tableau 22.
Tableau 22 : Diagnostic différentiel de la résistance à l’insuline (D’après Hébert et Bulliot,
2010 ; Cross et al., 2012 ; Gunn-moore et Simpson, 2013-b).
Diagnostic différentiel d’une mauvaise réponse à l’insulinothérapie
• Causes liées à l’insulinothérapie
• Causes liées à une autre affection
Causes endocriniennes
Processus infectieux et inflammatoires
• Administrations de médicaments
- Mauvaise technique d’administration
- Fréquence d’administration et/ou doses inadaptées
- Insuline inactive ou diluée
- Défaut d’absorption
- Anticorps anti-insuline en excès
- Insuffisance du pancréas exocrine
- Insuffisance rénale
- Insuffisance hépatique
- Insuffisance cardiaque
- Obésité
- Hyperthyroïdie
- Acromégalie
- Hypercorticisme
- Tumeur sécrétant des hormones sexuelles
- Pancréatite chronique
- Affections dentaires
- Affections uro-génitales
- Corticothérapie
- Administration de progestatifs
105
4.3.3.2 Examens d’orientation
 Examen biochimique
Dans plus de 80 % des cas de chats présentant un hypercorticisme spontané, des
anomalies attribuées au développement du diabète sucré sont constatées.
Les animaux présentent une hyperglycémie, une hypercholestérolémie et une légère
augmentation des alanines aminotransférases (Feldman et Nelson, 2000 ; Cross et al., 2012).
Le diabète sucré est objectivé par une augmentation de la concentration en fructosamines.
L’augmentation des phosphatases alcalines est rare chez le chat, contrairement aux
chiens atteints d’un syndrome de Cushing. En effet, le chat ne possède pas d’isoenzyme des
phosphatases alcalines induite par les glucocorticoïdes et la demi-vie de leurs phosphatases
alcalines est courte (Nelson et al., 1988).
L’augmentation des ALAT et des ASAT est souvent expliquée par la présence
simultanée d’une affection hépatique (Cross et al., 2012).
Une augmentation de l’azotémie est fréquemment constatée. Le lien avec
l’hypercorticisme spontané est difficile à établir, cette augmentation pouvant être due au
diabète sucré secondaire ou à une insuffisance rénale intrinsèque concomitante.
Les chats sont moins sujets à l’hypertension due à l’hypercorticisme que les chiens.
Dans l’étude de Valentin et al. 19 % (3/16) des chats étaient hypertendus, sans qu’aucun signe
clinique lié à une hypertension systémique ne soit visible.
Moins fréquemment, une hypokaliémie, une hypochlorémie, une hypocalcémie ainsi
qu’une hyperglobulinémie et une hypothyroxinémie sont notées (Immick, 1992 ; Valentin et al.,
2014).
 Examen hématologique
À l’examen hématologique, une légère anémie est constatée dans 48 % (13/27) des
chats étudiés par Valentin et al. (2014).
Un leucogramme de stress est parfois décrit, avec une lymphopénie, une neutrophilie et une
éosinopénie (Nelson et al., 1988 ; Feldman et Nelson, 2000).
 Analyse urinaire
La densité urinaire est généralement supérieure à 1,020 (Nelson et al., 1988 ; Feldman et
Nelson, 2000 ; Gunn-moore et Simpson, 2013-b). Il est suspecté que les corticoïdes auraient
moins d’effets sur la libération d’ADH chez le chat que chez le chien (Lowe et al., 2008 ; Cross
et al., 2012).
En raison du diabète sucré, une glycosurie et une protéinurie sont généralement observées à
l’analyse urinaire (Roccabianca et al., 2006 ; Cross et al., 2012).
20 % (3/15) des chats étudiés par Valentin et al. (2014) présentaient une culture bactérienne
urinaire positive, par la présence de germes aérobies.
Le diagnostic d’hypercorticisme spontané est souvent tardif chez le chat, en raison des
modifications biochimiques (liées pour la plupart au développement d’un diabète), qui
apparaîssent tardivement.
Pour confirmer une suspicion d’hypercorticisme spontané, il est nécessaire d’effectuer des
tests permettant d’évaluer la fonction endocrinienne des glandes surrénales.
106
4.3.3.3 Diagnostic de l’hypercorticisme spontané
La recherche d’un hypercorticisme spontané se réalise en deux temps.
Des examens dont le but est d’établir un diagnostic d’hypercorticisme sont d’abord réalisés,
puis un diagnostic étiologique de l’hypercorticisme est ensuite recherché.
Le tableau 24 (p. 115 et 116) résume l’ensemble des tests endocriniens disponibles dans un
contexte de suspicion d’hypercorticisme.
 Ratio cortisol sur créatinine urinaire (RCCU)
 Principe
Le cortisol urinaire est le reflet de la concentration en cortisol libre pendant une certaine
période de temps. La sécrétion de cortisol étant pulsatile, une valeur ponctuelle de la
cortisolémie ne renseigne pas sur l’intensité de l’imprégnation en cortisol de l’organisme.
Le RCCU normal des chats est élevé par rapport à celui des chiens, malgré une beaucoup plus
faible excrétion urinaire des glucocorticoïdes. Ceci est expliqué par un taux de filtration
glomérulaire rénale plus élevé et/ou par une réabsorption rénale basse du cortisol libre chez le
chat par rapport au chien (Goossens et al., 1995).
 Protocole
Les urines doivent être collectées par les propriétaires, le matin, dans l’environnement
calme et habituel du chat, quelques jours après la visite chez le vétérinaire. Ce protocole est
important à respecter pour éviter toute augmentation de la cortisolémie liée au stress de
l’animal.
L’échantillon est collecté en s’équipant d’une litière non absorbante, soit un jour soit sur deux
ou trois jours consécutifs. Les urines ne doivent pas être contaminées et sont gardées au
réfrigérateur en attendant d’être envoyées au laboratoire (Chiaramonte et Greco, 2007 ; Cross et
al., 2012).
Si plusieurs échantillons ont été prélevés, le manipulateur réalise la moyenne des RCCU
obtenus pour chaque prélèvement.
 Interprétations
Un ratio normal est compris entre 2.10-6 et 36.10-5(Goossens et al., 1995 ; Graves, 2010).
Il est en moyenne de 13.10-6 d’après une étude réalisée par Goossens et al. (1995) sur 42 chats
sains.
Les chats atteints d’hypercorticisme spontané ont un RCCU élevé, en moyenne de 122.10-6
(Goossens et al., 1995).
Cependant, le RCCU est un test peu spécifique. En effet, une augmentation du ratio peut
être associée à un stress ainsi qu’à des maladies non surrénaliennes, notamment le diabète
sucré et l’hyperthyroïdisme (Cross et al., 2012).
Une augmentation du RCCU avec l’âge a été constatée par certains auteurs (Goossens et al.,
1995) mais réfutée par d’autres (Cauvin et al., 2003).
Si le RCCU est dans les valeurs usuelles, un hypercorticisme peut être exclu, mais s’il
est augmenté, il est nécessaire de réaliser un autre test pour confirmer la suspicion
d’hypercorticisme spontané.
107
 Test de suppression à la dexaméthasone à dose faible.
 Principe
La dexaméthasone est un glucocorticoïde de synthèse qui exerce un rétrocontrôle sur la
sécrétion de CRH et d’ACTH, ce qui induit une diminution de la sécrétion de cortisol par les
corticosurrénales. Son intérêt est de ne pas être dosé lors du dosage du cortisol et donc de ne
pas interférer avec les résultats des tests réalisés.
Une tumeur surrénalienne sécrétant du cortisol de façon autonome freine l’axe
corticotrope par l’effet feed-back négatif. La sécrétion d’ACTH est alors déjà réprimée par le
cortisol endogène. L’administration de dexaméthasone n’aura donc pas ou très peu
d’influence sur la sécrétion d’ACTH et donc sur celle du cortisol. La cortisolémie après le test
sera donc similaire à celle obtenue avant l’administration de dexaméthasone.
Une tumeur hypophysaire corticotrope sécrète de l’ACTH de manière autonome et
provoque ainsi une augmentation de la sécrétion de cortisol par les corticosurrénales. Le
rétrocontrôle négatif n’est pas actif en raison de l’autonomie de sécrétion de la tumeur. La
sécrétion d’ACTH et la cortisolémie ne seront donc pas modifiées après l’administration de
dexaméthasone.
 Protocole
Une mesure de la cortisolémie est réalisée à l’instant noté T0. L’administration de
dexaméthasone se réalise par voie intraveineuse stricte. Elle est dosée à 0,1 mg/kg.
Des mesures de cortisolémie sont effectuées à T0 +4h et T0 +8h. Entre les prélèvements, le
chat devra être laissé dans une pièce calme et ne pas subir d’autres examens (Gunn-moore et
Simpson, 2013-b)
La dose de dexaméthasone utilisée chez le chat est dix fois plus élevée que celle
administrée aux chiens lors de test de freinage à la dexaméthasone à dose faible.
En effet, Smith et Feldman (1987) ont montré que 15 à 20 % des chats sains ne répondaient
pas au freinage de la dexaméthasone dosée à 0,01 mg/kg.
Une dose plus élevée augmente donc la sensibilité du test chez les chats (Smith et Feldman,
1987 ; Duesberg et al., 1997)
 Interprétations
Les chats sains ont une cortisolémie inférieure à 38 nmol/L huit heures après
l’administration de dexaméthasone (Gunn-moore et Simpson, 2013-b).
Les chats dont la cortisolémie est supérieure à 45 nmol/L après le test, sont suspects d’être
atteints d’hypercorticisme (Cross et al., 2012).
Le test est sensible. Valentin et al. (2014) ont étudié 28 chats ayant un hypercorticisme
spontané et sur lesquels un test de freinage à la dexaméthasone à dose faible a été réalisé. 27
d’entre eux (96 %) n’ont pas présenté une cortisolémie diminuée huit heures après l’injection
de dexaméthasone.
Des faux négatifs peuvent cependant exister (Valentin et al., 2014).
 Stimulation à l’ACTH
 Principe
L’injection d’ACTH synthétique stimule la sécrétion de cortisol par les
corticosurrénales. Dans le cas d’hypercorticisme spontané, la cortisolémie post-stimulation
par l’ACTH sera alors excessive.
108
Le test de stimulation à l’ACTH est le seul permettant de diagnostiquer les cas
d’hypercorticisme iatrogène. En effet, dans le cas d’un hypercorticisme induit par
l’administration prolongée de corticoïdes, la cortisolémie est très diminuée par rapport aux
valeurs de référence, avant et après l’injection d’ACTH, car l’axe corticotrope est réprimé par
le rétrocontrôle négatif exercé par les glucocorticoïdes exogènes donnés en excès (Ferasin,
2001).
 Protocole
Une mesure de la cortisolémie est effectuée à un temps nommé T0. L’injection d’ACTH
synthétique (tétracosactide) se réalise préférentiellement par voie intraveineuse.
La voie intramusculaire peut être utilisée mais l’injection en intraveineuse est préférée car elle
induit une élévation plus marquée et prolongée de la cortisolémie (Gunn-moore et Simpson,
2013-b).
La dose d’ACTH synthétique recommandée est de 0,125 à 0,25 mg par chat.
Deux mesures de la cortisolémie sont effectuées, minimum 30 et 60 minutes après l’injection.
En général, il est conseillé de les réaliser une et deux heures après l’administration d’ACTH
synthétique (Gunn-moore et Simpson, 2013-b ; Valentin et al., 2014).
Une étude de Declue et al. (2011), sur sept chats sains a démontré qu’il était possible
d’utiliser une dose plus faible d’ACTH synthétique (cosyntropine), de 5 µg/kg par voie
intraveineuse. Il n’y avait pas de différence avec les résultats des stimulations effectuées avec
les 125 µg/chat habituellement administrés. Cependant, aucune étude avec ce dosage sur des
chats atteints d’hypercorticisme n’a été réalisée.
 Interprétations
Une à deux heures après l’injection d’ACTH de synthèse, les chats sains ont une
cortisolémie comprise entre 138 et 414 nmol/L et ceux atteints d’hypercorticisme spontané
présentent des concentrations plasmatiques en cortisol supérieures à 525 nmol/L.
Si la cortisolémie post-injection est basse, le chat peut être atteint d’un hypercorticisme
iatrogène, d’une tumeur sécrétant des hormones sexuelles ou d’un hypoadrénocorticisme.
La distinction se réalise par les signes cliniques associés et l’historique médical du patient
(corticothérapie).
En cas de doute, le test de stimulation à l’ACTH peut être répété en mesurant cette fois les
hormones sexuelles (progestérone, 17-hydroxyprogestérone, œstradiol, testostérone) (Gunnmoore et Simpson, 2013-b).
Le test de stimulation à l’ACTH est peu sensible. Dans l’étude de Valentin et al. (2014),
les résultats des tests de stimulation à l’ACTH étaient compatibles avec un hypercorticisme
spontané seulement dans 56 % des cas (9/16 chats), alors que tous les chats ont eu une analyse
histologique qui a confirmé la présence d’un hypercorticisme spontané.
La spécificité de ce test est meilleure. Selon les calculs réalisés par les auteurs de l’étude, elle
est, à 30 et à 60 min post-injection, respectivement de 89 % et 86 % (Valentin et al., 2014).
En raison de ces caractéristiques, la stimulation à l’ACTH est un test à recommander
uniquement dans le cadre d’une vérification d’une suspicion d’hypercorticisme iatrogène, si le
patient a reçu des traitements à base de corticoïdes dans son passé.
109
Le RCCU et le test de freinage à la dexaméthasone à dose faible sont les deux tests qui
permettent au clinicien de se conforter dans une suspicion d’hypercorticisme spontané.
Le test de stimulation à l’ACTH est le seul permettant d’écarter un hypercorticisme iatrogène.
Une fois effectué, l’étape suivante est de connaître l’origine de l’hypercorticisme spontané
(hypophysaire ou surrénalienne).
4.3.3.4 Diagnostic étiologique de l’hypercorticisme spontané
 Test de freinage à la dexaméthasone à dose forte
 Principe
Le principe est le même que celui du test de freinage à la dexaméthasone à dose faible,
mais l’utilisation d’une forte dose provoque une inflexion transitoire de la sécrétion d’ACTH
par les tumeurs hypophysaires ayant gardé une sensibilité à l’ACTH (Gunn-moore et Simpson,
2013-b ; Feldman et al., 2015).
 Protocole
L’injection de dexaméthasone se réalise à la dose 1 mg/kg par voie intraveineuse.
La cortisolémie est mesurée aux temps T0, T0+4h et T0+8h après l’injection (Gunn-moore et
Simpson, 2013-b).
 Interprétations
Si, à T0+4h ou à T0+8h, une diminution de plus de 50 % de la cortisolémie basale est
constatée, une tumeur hypophysaire peut être suspectée.
Si ce n’est pas le cas, il n’y a pas de freination. L’origine de l’hypercorticisme peut être
surrénalienne ou hypophysaire. En effet, jusqu’à 50 % des tumeurs hypophysaires sont
résistantes à des doses élevées de dexaméthasone et ne répondent pas au freinage.
Il y a un manque d’études chez le chat concernant la spécificité et la sensibilité de ce test
(Cross et al., 2012).
 Autre protocole : freinage du RCCU par la dexamethasone à dose forte
Un protocole à réaliser chez les propriétaires a été proposé par Goossens et al. (1995),
pour augmenter la fiabilité du test en réduisant le stress de l’animal.
Les propriétaires récoltent des échantillons d’urine du matin de leur chat au jour 1 et au jour 2
puis, leur administre trois doses de dexaméthasone par voie orale (à 0,1 mg/kg/dose) à 8h
d’intervalle. Un troisième échantillon urinaire est collecté le matin du jour 3. Les RCCU des 3
échantillons sont ensuite analysés.
La moyenne des deux premiers RCCU donne la valeur basale et confirme ou non la présence
d’un hypercorticisme.
Si le RCCU du jour 3 est inférieur à 50 % de la valeur basale, le test est positif, une suspicion
de tumeur hypophysaire peut être établie.
Si le test est négatif, le praticien ne peut pas conclure quant à l’origine de l’hypercorticisme
(Goossens et al., 1995).
110
 Évaluation de la sécrétion de l’ACTH endogène basale
 Principe
En cas de tumeur surrénalienne sécrétant du cortisol en excès, l’axe corticotrope est
réprimé par l’effet feed-back négatif exercé par le cortisol. La concentration plasmatique en
ACTH sera donc effondrée. Au contraire, en cas de tumeur hypophysaire, elle sera élevée
(Cross et al., 2012).
 Protocole
Une prise de sang doit être réalisée sur un tube EDTA en plastique ou en silicone. Le
prélèvement doit être homogénéisé et réfrigéré immédiatement. La centrifugation se réalise à
froid (Gunn-moore et Simpson, 2013-b).
 Interprétation
Une concentration en ACTH plasmatique supérieure à 45 pg/mL suggère un
hypercorticisme d’origine hypophysaire.
Si elle est inférieure à 10 pg/mL, le patient peut être sain ou atteint d’un hypercorticisme
d’origine surrénalien.
Si la concentration en ACTH plasmatique est comprise entre 10 et 45 pg/mL, le praticien ne
peut pas conclure (Gunn-moore et Simpson, 2013-b).
Dans l’étude de Valentin et al. (2014), huit chats, dont la concentration en ACTH a été
mesurée, présentaient une tumeur hypophysaire. Parmi les huit, sept d’entre eux (88 %)
avaient une concentration plasmatique en ACTH augmentée, avec une valeur moyenne de 865
pg/mL (28,8-1 250 pg/mL).
En cas de résultats incompatibles avec une tumeur hypophysaire, il faudrait refaire le test ou
s’aider d’autres examens complémentaires. En effet, des faux négatifs sont possibles car
l’ACTH est sécrétée de façon épisodique (Cross et al., 2012).
 Concentration plasmatique en précurseurs de l’ACTH
 Principe
L’ACTH est formé par l’hypophyse à partir de la pro-ACTH, elle-même issue de la proopiomélanocortine (POMC). Les tumeurs hypophysaires de grande taille (peu différenciées)
sécrétent des précurseurs de l’ACTH.
 Protocole
Une prise de sang sur tube EDTA doit être réalisée. Le sang est centrifugé
immédiatement à 4°C, à 500 G pendant huit minutes. Le plasma est ensuite transféré dans un
tube plastique, qu’il faut garder congelé à Ŕ 80°C jusqu’à l’analyse (Benchekroun et al., 2012).
À l’heure actuelle, le kit OCTEIA POMC, nécessaire pour réaliser cette mesure, n’est plus
commercialisé.
 Interprétations
Benchekroun et al. (2012), ont étudié neuf chats atteints d’hypercorticisme d’origine
hypophysaire, dont le diagnostic a été effectué sur la base des signes cliniques, d’absence de
freinage au test de la dexaméthasone à 0,1 mg/kg, des valeurs dans les normes d’IGF-1
111
(Insulin-like growth factor-1), ce qui rend peu probable une acromégalie, et des résultats du
scanner.
Les auteurs ont mesuré la concentration en POMC et pro-ACTH sur ces chats ainsi que sur 30
chats sains ou atteints d’affections non surrénaliennes.
89 % (8/9) des chats atteints d’hypercorticisme d’origine hypophysaire ont une concentration
en précurseurs en ACTH supérieure ou égale à 229 pmol/L. Au scanner, six chats sur neuf
présentaient une hypophyse de taille augmentée.
Tous les chats non atteints d’hypercorticisme spontané avaient une concentration plasmatique
en précurseurs en ACTH inférieure à 100 pmol/L.
Mesurer la concentration plasmatique en POMC et en pro-ACTH semble être un test
adapté au diagnostic d’hypercorticisme d’origine hypophysaire.
Cependant, des études sur un plus grand nombre de chats ainsi que sur des chats dont le
diagnostic histologique est réalisable, seraient nécessaires pour confirmer les caractéristiques
de ce test.
 Examens d’imagerie
- La radiographie
Chez les chats atteints d’hypercorticisme spontané, la radiographie peut révéler des
changements non spécifiques tels qu’une augmentation de la disposition de la graisse
mésentérique (ce qui donne un bon contraste), ou une hépatomégalie (Nelson et al., 1988 ;
Duesberg et al., 1995 ; Tidwell et al., 1997).
Occasionnellement, une masse dans la région des surrénales est identifiée (Nelson et al., 1988 ;
Duesberg et al., 1995)
- L’échographie abdominale
Une modification symétrique de la forme et de la taille (qui est augmentée) des
surrénales est en faveur d’un hypercorticisme d’origine hypophysaire. Elles sont
hypoéchogènes par rapport à des surrénales normales (Chetboul et al., 2005).
Une augmentation unilatérale de la taille d’une surrénale, avec une atrophie de la glande
controlatérale, est en faveur d’une tumeur surrénalienne.
Un épaississement des corticosurrénales permet parfois de distinguer le cortex hypoéchogène
de la médulla hyperéchogène (Chetboul et al., 2005).
Certains auteurs définissent un seuil pour objectiver la symétrie des surrénales. Elles seront
considérées comme symétrique en taille si la différence entre le diamètre maximal de la plus
grande glande et de la plus petite n’excède pas plus de 20 % (Benchekroun et al., 2012).
Un rapport longueur sur épaisseur supérieur à 30 % suggère une hypertrophie surrénalienne
(Chetboul et al., 2005).
La sensibilité de l’échographie pour différencier l’hypercorticisme d’origine
hypophysaire et celui d’origine surrénalien est évaluée à 93 % par Valentin et al. (2014).
Les auteurs ont étudié les échographies réalisées par des spécialistes en imagerie médicale sur
30 chats, dont le diagnostic d’hypercorticisme a été confirmé par un examen histologique.
Leurs résultats sont indiqués au tableau 23.
112
Tableau 23 : Résultats de l’aspect échographique des glandes surrénales chez des chats
atteints d’hypercorticisme spontané d’origine hypophysaire ou surrénalien (D’après Valentin et
al., 2014).
Aspect échographique des
surrénales
Hypertrophie bilatérale
Surrénales de taille normale
Hypertrophie unilatérale
Tumeurs hypophysaires
(27 chats)
22
3
2
- Glande controlatérale de
taille normale
- Glande controlatérale de
taille diminuée
- Glande controlatérale non
visualisée
Masse identifiable
1
Tumeurs surrénaliennes
(3 chats)
2
1
-
1
1
-
-
1
En cas de visualisation de masse surrénalienne, il est important de chercher à savoir si
celle-ci envahit les structures vasculaires voisines, car cela a un impact sur la faisabilité du
traitement chirurgical et sur le pronostic.
Les diagnostics différentiels de la visualisation d’une masse ou d’une hypertrophie
surrénalienne ont été présentés en partie 4.2.3.3, aux tableaux 17 et 18.
Des anomalies sur d’autres organes abdominaux peuvent également être visibles à
l’échographie. Un élargissement du foie, d’aspect hyper ou hypoéchogène, est observé dans
47 % (14/30) des cas d’hypercorticisme spontané, des signes de pancréatite (augmentation de
taille, hyperéchogénicité, présence de nodules) dans 27 % (8/30) et des anomalies rénales
(hyper ou hypoéchogénicité corticale, reins polykystiques, dilatation pyélique) dans 30 %
(9/30) des cas (Valentin et al., 2014).
De la boue biliaire et des signes de cholestase intrahépatique par dilatation des canaux
biliaires sont également parfois visualisés (Chetboul et al., 2005).
- L’examen tomodensitométrique et l’imagerie par résonance magnétique
Le scanner et l’IRM ont de très bonnes sensibilité et spécificité dans le diagnostic des
tumeurs hypophysaires. Valentin et al. (2014) ont identifié une tumeur hypophysaire sur
chacun des neuf chats ayant eu un scanner ou une IRM et dont le diagnostic histologique a
confirmé l’hypercorticisme spontané d’origine hypophysaire.
D’après l’étude sur huit chats sains menée par Tyson et al. (2005), la largeur moyenne de
l’hypophyse est de 5,2 mm (4,1-6 mm) et la hauteur de 3,1 mm (2,8-3,6 mm).
Une hypophyse de taille supérieure à 3,7 mm de hauteur peut être considérée comme
anormale (Tyson et al., 2005).
Dans l’étude de Benchekroun et al. (2012), sept chats sur neuf atteints d’hypercorticisme
d’origine hypophysaire avaient une hypophyse de taille augmentée [8 mm de hauteur en
moyenne (6-27 mm)].
113
Les macroadénomes hypophysaires apparaîssent hyperdenses par rapport au parenchyme
voisin. Leur taille peut aller jusqu’à 18,6 mm (largeur) x 10,4 mm (hauteur) (Spada et al.,
2010 ; Kimitsuki et al., 2014).
L’IRM est également plus fiable pour visualiser les petites tumeurs hypophysaires
(Chiaramonte et Greco, 2007).
4.3.3.5 Démarche diagnostique
Face à des signes cliniques évocateurs (signes cutanés, diabète sucré non contrôlé, etc.),
il convient de suspecter un hypercorticisme.
La figure 22 présente une proposition de conduite à tenir pour rechercher cette affection.
La sensibilité et la spécificité de chaque test étant imparfaites et mal connues chez le chat, il
est nécessaire de combiner plusieurs tests pour conforter une suspicion d’hypercorticisme
spontané.
Le diagnostic définitif est généralement établi par analyse histologique d’une masse
surrénalienne ou hypophysaire. L’étude histopathologique des tumeurs surrénaliennes a été
présentée dans la partie 3.6.1.3.
Figure 22 : Conduite à tenir face à un chat présentant des signes évocateurs
d’hypercorticisme.
Les traitements médicaux et chirurgicaux de l’hypercorticisme spontané seront abordés
dans la dernière partie de cette étude (parties 5.3, 5.4, et 5.5).
114
Tableau 24 : Tests endocriniens disponibles pour conforter une suspicion d’hypercorticisme spontané, puis d’en établir sa cause.
Test
Principe
Le cortisol urinaire est le
reflet de l’intensité de
l’imprégnation en cortisol de
l’organisme.
RCCU
Test de freinage
à la
dexaméthasone
à dose faible
La dexaméthasone réprime
l’axe
corticotrope
donc
diminue la sécrétion de
cortisol endogène.
Lors
d’hypercorticisme
spontané,
l’injection
de
dexaméthasone ne modifie
pas la cortisolémie (axe
corticotrope inactivé par l’effet
feed-back négatif du cortisol en
excès)
Stimulation par
l’ACTH
L’ACTH synthétique stimule
la sécrétion de cortisol par
les corticosurrénales. En cas
d’hypercorticisme spontané,
la stimulation par l’ACTH
est excessive. [Glande(s)
surrénale(s)
hypertrophiée(s)]
En cas d’hypercorticisme
iatrogène, l’axe corticotrope
est réprimé.
Protocole
Interprétations et conduite à tenir
DIAGNOSTIC D’HYPERCORTICISME SPONTANÉ
- Urines collectées par les - RCCU de 2.10-6 - 36.10-6 →
propriétaires, le matin, dans hypercorticisme spontané peut être
l’environnement calme et exclu.
habituel du chat, quelques - RCCU compris entre 36.10-6 et
jours après la visite chez le 36.10-5 → ininterprétable
vétérinaire.
- RCCU > 36.10-5
→
Urines
gardées
au hypercorticisme probable → Réaliser
réfrigérateur avant envoie au un test de freinage à la
laboratoire.
dexaméthasone à dose faible.
- Mesure de la cortisolémie à - Cortisolémie < 38 nmol/L ou
T0.
cortisolémie diminuée d’au moins 50
- Injection de dexaméthasone % de la cortisolémie initiale à T0+4h
par voie intraveineuse à 0,1 et à T0+8h→ hypercorticisme
mg/kg.
spontané exclu.
- Mesures de la cortisolémie - Cortisolémie stable à T0+4h et à
à T0 +4h et T0 +8h.
T0+8 ou cortisolémie > 45 nmol/L
Entre les prélèvements, le après le test → hypercorticisme
chat doit être laissé dans une probable → rechercher l’étiologie de
pièce calme, sans autre l’hypercorticisme.
intervention.
- Mesure de la cortisolémie à Cortisolémie 1 à 2h post-injection
T0.
d’ACTH synthétique :
Injection
d’ACTH * Entre 138 et 414 nmol/L → chats
synthétique (tétracosactide) sains.
par voie intraveineuse, à la * > 525 nmol/L → hypercorticisme
dose de 0,125 à 0,25 mg par spontané probable.
chat.
* < 138 nmol/L → hypercorticisme
- Mesures de la cortisolémie iatrogène probable.
1 et 2 heures après l’injection *
<
20
nmol/L
→
d’ACTH synthétique.
hypoadrénocorticisme probable (voir
partie 4.1.3.2)
Avantages
Inconvénients
Bonne Mauvaise
sensibilité.
spécificité.
- Absence de
stress pour le
chat.
- Faible coût.
- Non invasif.
- Très bonne Spécificité
sensibilité.
moyenne.
- Test long.
Stress
de
l’animal (prises
de
sang,
environnement
inhabituel).
Bonne
spécificité.
- Permet de
diagnostiquer un
hypercorticisme
iatrogène.
- Test rapide.
Mauvaise
sensibilité.
Stress
de
l’animal (prises
de
sang,
environnement
inhabituel).
115
Test de freinage
à la
dexaméthasone
à dose forte
Concentration
plasmatique
basale de
l’ACTH
endogène
Concentration
plasmatique en
POMC et proACTH
116
DIAGNOSTIC ETIOLOGIQUE DE L’HYPERCORTICISME SPONTANÉ
Même principe que celui du - Mesure de la cortisolémie à A T0+4h ou à T0+8h :
test de freinage à la T0.
- Diminution de plus de 50 % de la
dexaméthasone à dose faible, - Injection de dexaméthasone cortisolémie basale → suspicion
mais
certaines
tumeurs à 1 mg/kg par voie d’hypercorticisme
d’origine
hypophysaires gardent une intraveineuse.
hypophysaire.
sensibilité à l’ACTH et - Mesures de la cortisolémie - Absence de freinage → suspicion
peuvent freiner à des doses à T0+4h et T0+8h.
d’hypercorticisme
d’origine
fortes.
hypophysaire ou surrénalienne →
Protocole avec le RCCU
autre test à effectuer.
Échantillons
urinaires
récoltés le matin par les Avec le RCCU :
propriétaires sur deux jours.
- RCCU du jour 3 < 50 % RCCU
- Administration de 3 doses basal → suspicion de tumeur
de dexaméthasone par voie hypophysaire.
orale (à 0,1 mg/kg/dose) à 8h - Si RCCU ≥ 50 % RCCU basal→
d’intervalle.
conclusion impossible.
- Récolte d’urine au jour 3
- Échantillons gardés au
réfrigérateur jusqu’à analyse.
En
cas
de
tumeur Prise de sang sur un tube Concentration
en
ACTH
surrénalienne,
l’axe EDTA en plastique.
plasmatique :
corticotrope est réprimé par Le prélèvement doit être * > 45 pg/mL → suspicion
l’effet feed-back négatif du homogénéisé et réfrigéré d’hypercorticisme
d’origine
cortisol. La concentration immédiatement.
hypophysaire.
plasmatique en ACTH sera La centrifugation se réalise à * > 500 pg/mL → suspicion
effondrée.
froid.
d’hypocorticisme primaire (voir
En
cas
de
tumeur
partie 4.1.3.2)
hypophysaire,
elle
sera
* Si < 45 pg/mL→ pas de conclusion
élevée.
possible → réaliser d’autres tests.
Une tumeur hypophysaire Prise de sang sur tube EDTA, Concentration en précurseurs en
sécrétant de l’ACTH en centrifugation à 4°C. Le ACTH :
excès sécrète également plasma est ensuite transféré * > 229 pmol/L → suspicion
davantage de précurseurs en dans un tube plastique, puis d’hypercorticisme
d’origine
ACTH.
gardé congelé à Ŕ 80°C hypophysaire.
jusqu’à l’analyse.
* < 100 pmol/L → pas de conclusion.
- Test
permettant de
suspecter une
origine
hypophysaire à
l’hypercorticisme.
Avec
RCCU :
réduction
stress
l’animal
Mauvaise
sensibilité.
- Test long.
- Si mesures
sanguines : stress
de
l’animal
(prises de sang,
environnement
le inhabituel).
du
de
Bonne - Prélèvement et
spécificité.
conditionnement
- Prélèvement complexes.
rapide.
Bonne
spécificité.
- Prélèvement
rapide.
- Kit de dosage
indisponible
à
l’heure actuelle.
Manque
d’études.
4.3.4 Cas particulier : association d’un hypercorticisme d’origine
hypophysaire et d’une toxoplasmose généralisée
Spada et al. (2010), ont décrit le cas d’un chat de 12 ans ayant un hypercorticisme
spontané, dû à un macroadénome hypophysaire, associé à une toxoplasmose généralisée
(confirmés par analyses histologiques post-mortem).
Le chat présentait des signes suggérant un hypercorticisme (polyuro-polydipsie, lésions
cutanées) ainsi que des signes neurologiques évocateurs d’un syndrome vestibulaire (marche
en cercle, tête penchée, ataxie) et d’une atteinte centrale (déficit proprioceptif ipsilatéral).
Les auteurs pensent que les signes neurologiques étaient probablement dus à la toxoplasmose,
car le scanner n’avait pas mis en évidence de compression des structures cérébrales par
l’adénome hypophysaire, et l’analyse nécropsique avait révélé des lésions encéphaliques dues
au parasite.
L’hypercorticisme spontané aurait, par l’effet immunosuppresseur du cortisol, permis une
réactivation de l’infection latente de Toxoplasma gondii.
Les auteurs recommandent en cas de signes neurologiques associés à un hypercorticisme
spontané, d’inclure des maladies infectieuses, telles que la toxoplasmose, dans le diagnostic
différentiel (Spada et al., 2010).
4.3.5 Hypercorticisme atypique : cas de tumeurs surrénaliennes sécrétant
des stéroïdes sexuels
4.3.5.1 Étiologie, épidémiologie et physiopathologie
Les tumeurs surrénaliennes sécrétant des hormones sexuelles stéroïdiennes en excès
sont très rares chez le chat. Moins de dix cas ont été décrits dans la littérature.
Ces tumeurs affectent plutôt les chats âgés (7-15 ans), sans prédisposition sexuelle ni
raciale (Boord et Griffin, 1999 ; Rossmeisl et al., 2000 ; Boag et al., 2004 ; Declue et al., 2005 ;
Briscoe et al., 2009 ; Millard et al., 2009 ; Quante et al., 2009 ; Meler et al., 2011).
Des carcinomes surrénaliens sont le plus fréquemment en cause, (Boord et Griffin, 1999 ;
Rossmeisl et al., 2000 ; Declue et al., 2005 ; Meler et al., 2011) dont un carcinome bilatéral (Quante
et al., 2009). Un adénome surrénalien a également été décrit (Millard et al., 2009).
La zone réticulée des corticosurrénales sécrète de la progestérone et des androgènes
(androstènedione notamment), qui sont les précurseurs de la testostérone et de l’œstradiol
(voir figure 14, partie 3.1.2) (Boag et al., 2004).
Chez les chats sains, la part surrénalienne dans la concentration systémique en hormones
sexuelles, notamment la progestérone, est négligeable. La majorité des hormones sexuelles est
en effet produite par les tissus gonadiques.
L’excès de sécrétion d’hormones sexuelles (androgènes, testostérone, œstrogène,
progestérone) par la zone réticulée des corticosurrénales, est causé par une tumeur
surrénalienne sécrétant soit des stéroïdes sexuels soit leurs précurseurs, ou par une altération
de la stéroïdogenèse (déficience enzymatique) (Millard et al., 2009).
Une augmentation de la conversion périphérique des précurseurs pourrait également expliquer
une augmentation de la concentration en hormones sexuelles chez des animaux stérilisés mais
cela n’a pas été décrit chez le chat à notre connaissance.
119
Chez le furet, une augmentation de la production de stéroïdes sexuels par les
corticosurrénales, sans augmentation de la cortisolémie, est une affection bien décrite. Il s’agit
en général d’une hyperplasie nodulaire surrénalienne, qui survient lors de stérilisation
précoce. La perte de sécrétion des hormones sexuelles par les gonades induit une absence de
rétrocontrôle sur l’axe gonadotrope, ce qui entraîne une augmentation de sécrétion de LH, et
donc une stimulation de la libération d’hormones sexuelles par les surrénales (Meler et al.,
2011).
Chez le chat, il n’y a pas de cas d’hyperoestrogénisme causé par une surproduction
surrénalienne d’origine non tumorale (Johnson, 2013).
4.3.5.2 Signes cliniques
Les signes cliniques varient en fonction du type d’hormones sexuelles produit en excès
par les surrénales. Une augmentation de la progestérone mime un hypercortisolisme, tandis
qu’une augmentation en androstènedione, testostérone et/ou oestradiol a un effet marqué sur
le comportement de l’animal.
Dans certains cas, un carcinome surrénalien produit en excès de la progestérone (Boord
et Griffin, 1999 ; Rossmeisl et al., 2000 ; Declue et al., 2005 ; Quante et al., 2009).
Cette hormone sexuelle est un précurseur du cortisol (voir figure 8, partie 1.6.2.1).
Elle a la capacité de se lier aux protéines de transport du cortisol, ce qui induit une
augmentation du cortisol libre dans le plasma.
La progestérone cause un antagonisme avec l’insuline, ce qui explique l’apparition d’un
diabète secondaire lors d’hyperprogestéronisme (Reed et Gunn-Moore, 2013).
En raison de cette physiopathogénie, les signes cliniques constatés lors de tumeurs
surrénaliennes sécrétant de la progestérone en excès, sont les mêmes que ceux présents lors
d’hypercorticisme spontané d’origine hypophysaire ou surrénalien.
La présence d’un diabète non équilibré et des signes associés (polyuro-polydipsie notamment)
ainsi que des anomalies dermatologiques (alopécie, peau fragile, démodécie) sont les signes
les plus fréquemment observés lors d’hyperprogestéronisme.
Des troubles cardiaques sont également constatés (souffle, bruits de galop) (Rossmeisl et al.,
2000 ; Declue et al., 2005 ; Quante et al., 2009 ; Briscoe et al., 2009).
Un hyperprogestéronisme associé à un hyperaldostéronisme a été décrit dans deux études,
comme indiqué en partie 4.2.4 (Declue et al., 2005 ; Briscoe et al., 2009).
En cas d’augmentation des concentrations d’androstènedione et/ou de testostérone et
d’oestradiol, les signes cliniques qui prédominent sont des changements comportementaux
(agressivité envers les autres animaux ou envers le maître), et l’émission d’urine odorante en
jet (Millard et al., 2009 ; Meler et al., 2011).
Un élargissement de la face, une perte de poids ainsi qu’un épaississement de la peau sont
aussi parfois constatés (Millard et al., 2009). Chez les femelles, une hyperplasie vulvaire peut
être observée (Boag et al., 2004).
Meler et al. (2011), ont décrit le cas d’une chatte stérilisée de 15 ans présentant des
comportements d’œstrus (vocalisations, léchage vulvaire, frottement de la tête,..) survenant de
façon cyclique, ainsi qu’une agressivité et une perte de poids. Elle était atteinte d’un
carcinome surrénalien sécrétant des hormones sexuelles. La cyclicité n’est pas expliquée, les
auteurs émettent l’hypothèse de l’intervention de la photopériode (sécrétion de mélatonine).
120
Lors de comportement sexuel chez des animaux stérilisés, le diagnostic différentiel de
ces cas d’hypercorticisme atypique comprend une rémanence ovarienne, une ectopie des
tissus gonadiques, une acromégalie, une hyperthyroïdie et des troubles du comportement.
La rémanence ovarienne étant l’hypothèse la plus probable, elle doit être recherchée en
premier lieu, par laparotomie exploratrice (Boag et al., 2004) et/ou par un test de stimulation à
l’hCG (Hormone chorionique gonadotrope) (Meler et al., 2011).
4.3.5.3 Diagnostic
L’approche diagnostique est initialement la même que celle décrite lors de suspicion
d’un hypercortiscime classique.
Lors du test de stimulation à l’ACTH, si la cortisolémie est dans les normes ou diminuée, il
convient de réitérer le test en mesurant la concentration plasmatique en cortisol, progestérone,
œstradiol, testostérone et androstènedione.
Il est important d’exclure une hypercortisolémie spontané pour pouvoir conclure sur une
augmentation pathologique des concentrations en hormones sexuelles. En effet, chez des chats
sains, l’ACTH induit une augmentation concomitante de progestérone et de cortisol. La
progestérone et la 17-alpha-hydroxyprogestérone sont des précurseurs obligatoires du cortisol
(voir figure 8 partie 1.6.2.1) (Reed et Gunn-Moore, 2013).
Dans les cas de tumeurs surrénaliennes sécrétant des hormones sexuelles, la
cortisolémie n’est pas augmentée voire diminue après l’injection d’ACTH synthétique. En
effet, les hormones sexuelles en excès exercent un rétrocontrôle négatif sur l’axe corticotrope,
ce qui induit une diminution de la sécrétion de cortisol par les corticosurrénales.
De plus, la progestérone se lie aux protéines de transport du cortisol, ce qui entraîne une
augmentation du cortisol libre plasmatique (sans modification de la concentration en cortisol
plasmatique totale), qui exerce lui aussi un rétrocontrôle négatif sur l’axe corticotrope. La
cortisolémie est donc effondrée après un test de stimulation à l’ACTH.
En revanche, les taux de progestérone et/ou de testostérone et/ou d’androstènedione et/ou
d’œstradiol sont augmentés (Rossmeisl et al., 2000 ; Millard et al., 2009 ; Quante et al., 2009).
À titre d’exemple, le tableau 25 présente les résultats obtenus par Millard et al. (2009) sur un
chat atteint d’un adénome surrénalien sécrétant des hormones sexuelles, confirmé à l’analyse
histopathologique.
121
Tableau 25 : Concentrations en hormones stéroïdiennes obtenues dans l’étude de Millard et
al. (2009) sur un chat atteint d’un adénome surrénalien, avant et après un test de stimulation à
l’ACTH [25 µg/kg de cosyntropine (CORTROSYN ND), par voie intramusculaire].
Concentration plasmatique basale
(T0)
Cortisol
Androsténédione
Testostérone
17-hydroxyprogestérone
Progestérone
Œstradiol
Aldostérone
Dans les normes : 42,6 ng/mL
(Références : 9,8 ng/mL -59 ng/mL)
Concentration plasmatique à
T0+30min et à T0+60min
Diminuée : 50 ng/mL et 38,5
ng/mL
(Références : 95 ng/mL -183 ng/mL)
Augmentée : > 100 ng/mL
Augmentée : > 100 ng/mL
(Références : 0 ,7 ng/mL-5,5 ng/mL)
(Références : 5,2 ng/mL - 28 ng/mL)
Augmentée : 10,4 ng/mL
Augmentée : 8,6 ng/mL et
8,9 ng/mL
(Références : 0,2 ng/mL -0,5 ng/mL)
Augmentée 4,24 ng/mL
(Références : 0,08 ng/mL - 0,30 ng/mL)
Augmentée 1,98 ng/mL
(Références : 0,06 ng/mL - 0,70 ng/mL)
Dans les normes : 70,2 pg/mL
(Références : 39 pg/mL - 79 pg/mL)
(Références : 0,25 ng/mL - 0,50 ng/mL)
Augmentée : 4,91 ng/mL et
4,57 ng/mL
(Références : 0,2 ng/mL - 1,6 ng/mL)
Dans les normes : 2, 77 ng/mL et 2,22
ng/mL
(Références : 0,9 ng/mL - 4,6 ng/mL)
Dans les normes : 70,2 pg/mL et
65,7 pg/mL
(Références : 38 pg/mL -70 pg/mL)
Dans les normes : 37,5 pg/mL
58,9 pg/mL et 69,5 pg/mL
(Références : 11,3 pg/mL Ŕ
294,3 pg/mL)
(Références non établies)
L’échographie abdominale permet d’évaluer l’aspect des glandes surrénales.
Une masse (Boord et Griffin, 1999 ; Rossmeisl et al., 2000 ; Millard et al., 2009) ou une
hypertrophie uni ou bilatérale (Boag et al., 2004 ; Quante et al., 2009 ; Meler et al., 2011) peuvent
être visibles.
Après retrait chirurgical de la masse, l’analyse histopathologique permet d’obtenir un
diagnostic de certitude. Un marquage immunohistochimique est utile pour confirmer le type
d’hormone sécrété par la tumeur (Rossmeisl et al., 2000).
Le traitement de ces cas d’hypercorticisme atypique sera évoqué à la partie 5.3.4.
122
5. TRAITEMENTS ET PRONOSTIC DES
PRINCIPALES MALADIES SURRÉNALIENNES
CHEZ LE CHAT
Les affections surrénaliennes sont des maladies graves qui nécessitent un traitement
médical sur le long terme, voire à vie, et/ou une intervention chirurgicale.
Une surrénalectomie est indiquée dans certains cas d’hypercorticisme spontané et
d’hyperaldostéronisme primaire. C’est une intervention lourde, comportant des risques
importants, et qui nécessite, en amont, une stabilisation médicale de l’animal.
Les traitements médicaux des insuffisances surrénaliennes, de l’hyperaldostéronisme
primaire, et de l’hypercorticisme spontané sont décrits dans un premier temps, puis, dans un
second temps, les traitements chirurgicaux et leurs indications sont exposés.
5.1 Traitements médicaux
corticosurrénalienne
de
l’insuffisance
L’hypoadrénocorticisme est une affection rare chez les chats, causée par la destruction
bilatérale des corticosurrénales. Il induit une diminution de production de minéralocorticoïdes
et de glucocorticoïdes, qui entraîne de profonds déséquilibres ioniques et biochimiques dans
l’organisme (voir partie 4.1.2). L’hypoadrénocorticisme peut constituer une urgence vitale en
cas d’apparition d’une crise addisonienne. Il est indispensable de réaliser rapidement les
examens complémentaires nécessaires (voir partie 4.1.3). Le pronostic est en effet très bon si
un traitement adapté est précocement mise en place, mais peut être sombre en cas de
diagnostic tardif.
5.1.1 Prise en charge d’une crise addisonienne
5.1.1.1 Gestes et traitements d’urgence
Une crise addisonienne est caractérisée par un état de choc hypovolémique décompensé
associé à une hypotension, des déséquilibres ioniques et une acidose métabolique.
Une insuffisance pré-rénale sévère se met en place, qui peut aboutir rapidement à la mort de
l’animal.
Les buts du traitement en urgence sont de restaurer la volémie, corriger les troubles
électrolytiques et le déséquilibre acido-basique, ainsi qu’administrer une source de
glucocorticoïdes.
• La fluidothérapie
La base de la thérapeutique d’urgence est la mise en place d’une fluidothérapie
agressive, afin de rétablir la volémie et de corriger les troubles électrolytiques, essentiellement
123
l’hyponatrémie et l’hyperkaliémie. Il est conseillé d’utiliser du NaCl 0,9 %, qui ne contient
pas de potassium et davantage de sodium que les autres fluides (Meeking, 2007).
La voie intraveineuse est fortement recommandée. Toutefois, si la pose d’un cathéter
n’est pas réalisable, une fluidothérapie par voie sous-cutanée peut être effectuée, à 50 mL/kg
en quelques heures (Kasabalis et al., 2012).
Le débit de perfusion en intraveineuse doit être élevé, il est recommandé qu’il soit environ de
40 mL/kg/h pendant les premières heures, jusqu’à ce que le volume circulatoire soit rétabli.
Le débit est ensuite diminué à 60 mL/kg/j, puis la fluidothérapie est arrêtée lorsque les valeurs
des électrolytes sont dans les normes et que l’animal est capable de maintenir sa propre
hydratation (Peterson et al., 1989 ; Stonehewer et Tasker, 2001 ; Gunn-Moore et Simpson, 2013-a).
• Traitements spécifiques des déséquilibres biochimiques
Si une hyperkaliémie sévère (> 6,5 mEq/L) est présente et ne diminue pas avec la
fluidothérapie, il est nécessaire de diminuer la kaliémie par d’autres moyens pour éviter de
potentiels effets cardiotoxiques. Pour cela, de l’insuline à 0,25 - 0,5 UI/kg, par voie
intraveineuse, peut être administrée (Meeking, 2007 ; Scott-Moncrieff, 2010).
L’insuline favorise l’entrée du potassium dans les cellules, ce qui induit une baisse de la
kaliémie dans les 15 à 30 minutes et dure jusqu’à six heures après l’administration (Meeking,
2007). L’insuline ayant une action hypoglycémiante, il est nécessaire de toujours ajouter une
source de glucose simultanément à l’administration d’insuline. Du glucose 25 % à 2 g/unité
d’insuline apportée, ou une perfusion continue à débit constant (CRI) de 5 % de glucose
pendant six heures, doit être administré, à ajuster en fonction de la glycémie. Ce paramètre
est à régulièrement contrôler en cas d’administration d’insuline (Meeking, 2007 ; ScottMoncrieff, 2010).
En cas d’hypoglycémie, un bolus de 50 % de glucose à 0,5 - 1 mL/kg peut être
administré par voie intraveineuse lente, ou recourir à une perfusion glucosée, par exemple du
NaCl 0,9 % avec 40 % glucose, à 6 mL/kg/h (Greco, 2007 ; Sicken et Neiger, 2013).
Si des anomalies à l’ECG sont présentes, du gluconate de calcium à 10 % peut être
utilisé en tant qu’agent cardioprotecteur, à la dose de 0,3 à 1 mg/kg, par voie intraveineuse sur
20 minutes. Le gluconate de calcium antagonise les effets de l’hyperkaliémie sur l’excitation
cardiaque mais ne diminue pas la kaliémie. Ses effets apparaîssent entre deux et cinq minutes
après le début de l’injection, et durent entre 30 et 60 minutes. Il est recommandé de mettre
l’animal sous ECG pendant toute la durée de l’administration (Meeking, 2007 ; Sicken et Neiger,
2013).
Lors d’acidose sévère (pH < 7,1, bicarbonates < 12 mEq/L), il est nécessaire
d’administrer du bicarbonate de sodium. Ce dernier favorise l’entrée du potassium dans la
cellule, ce qui permet également d’accélérer la baisse de la kaliémie (Scott-moncrieff, 2010 ;
Sicken et Neiger, 2013).
La dose de bicarbonate de sodium à administrer est fonction du déficit en bicarbonate de
l’animal, selon la formule suivante :
Bicarbonates à administrer (mL) = 0,3 x Poids de l’animal (kg) x [24 Ŕ HCO3- mesuré chez l’animal]
Il est recommandé d’administrer d’abord un quart de la dose calculée par la formule
précédente. L’administration doit être lente afin d’éviter une alcalose métabolique, une
hypokaliémie, une hypocalcémie, une hypercapnie et une acidose paradoxale intracellulaire
124
ou une acidose du système nerveux central, qui peut être à l’origine d’arrêts respiratoires
(Sicken et Neiger, 2013). En raison de ces complications, le bicarbonate de sodium est à
administrer uniquement en cas d’acidose grave, menaçant la vie du patient.
• Supplémentation en glucocorticoïdes en urgence
Il est conseillé d’administrer un glucocorticoïde à courte durée d’action, idéalement
après avoir réalisé un test de stimulation à l’ACTH.
Le phosphate sodique de dexaméthasone apparaît être le corticoïde de choix, car il a une
activité glucocorticoïde huit à dix fois supérieure à celle de la prednisolone (Meeking, 2007).
De plus, il n’interfère pas avec le test de stimulation à l’ACTH (une seule injection ne
déprime pas l’axe hypothalamo-hypophysaire).
La dose recommandée est de 1 mg/kg (0,1 - 2 mg/kg) par voie intraveineuse (Scott-Moncrieff,
2010 ; Gunn-Moore et Simpson, 2013-a).
Du succinate de prednisolone sodique à 1 - 2 mg/kg par voie intraveineuse, un bolus de 2 - 4
mg/kg d’hydrocortisone par voie intraveineuse, ou de l’acétate de désoxycorticostérone à 0,51 mg/ j par voie intramusculaire sont des alternatives à la déxaméthasone (Peterson et al.,
1989 ; Scott-Moncrieff, 2010).
De fortes doses de glucocorticoïdes sont à éviter, même en urgence, afin de diminuer le risque
d’effets secondaires tels que des ulcères gastriques (Meeking, 2007).
• Supplémentation en minéralocorticoïdes en urgence
La supplémentation en minéralocorticoïdes n’est pas une urgence car la fluidothérapie
corrige momentanément les troubles ioniques.
Certains auteurs attendent le résultat du test de stimulation à l’ACTH, qui confortera une
suspicion d’hypoadrénocorticisme, avant de complémenter en minéralocorticoïdes. D’autres
initient le traitement le plus tôt possible, lorsque les signes sont fortement évocateurs d’une
maladie d’Addison. Stonehewer et Tasker (2001), ont administré directement de l’acétate de
fludrocortisone à 0,01 mg/kg, par voie orale, deux fois par jour.
Chez les chiens, il a été constaté qu’une correction trop rapide de l’hyponatrémie peut
se révéler dangereuse, induisant une myélinolyse centro-pontique. Cette affection est
caractérisée notamment par une perception sensorielle diminuée et une tétraplégie, qui
peuvent être pris, à tort, pour des signes d’hypoadrénocorticisme. Lorsque la natrémie évolue
brutalement, le cerveau n’a pas le temps de s’ajuster aux changements de l’environnement
liquidien et électrolytique, ce qui provoque un stress osmotique sur les cellules cérébrales.
Pour éviter ces complications, il est recommandé de ne pas corriger l’hyponatrémie trop
rapidement, avec un maximum de 10 mEq/L par jour (Brady et al., 1999).
À notre connaissance, aucune complication de ce type n’a été démontrée chez le chat
parmi les études dans lesquelles les patients addisoniens ont été supplémentés immédiatement
en minéralocorticoïdes (Stonehewer et Tasker, 2001). Le faible nombre de cas concernés invite à
rester prudent. Il reste donc préférable de supplémenter en minéralocorticoïdes uniquement
après avoir stabilisé l’animal, et que les valeurs ioniques soient stabilisées par la
fluidothérapie.
• Mesures de réchauffement
Il est fréquent qu’une hypothermie soit présente lors d’hypoadrénocorticisme. Des
mesures de réchauffement font partie de la thérapeutique d’urgence (Parnell et al., 1999 ;
Tasker et al., 1999 ; Sicken et Neiger, 2013).
125
5.1.1.2 Conduite à tenir en urgence
La conduite à tenir en urgence face à une forte suspicion d’hypoadrénocorticisme
primaire est résumée sur le schéma de la figure 23.
Figure 23 : Conduite à tenir face à une suspicion de crise addisonienne.
Une surveillance rapprochée est essentielle. Dans la mesure du possible, il est
recommandé de réaliser un ionogramme et une mesure des gaz sanguins toutes les trois heures
jusqu’à stabilisation des paramètres électrolytiques, avoir un ECG en continu, et prendre
régulièrement la température (Sicken et Neiger, 2013).
Après stabilisation de l’animal, des radiographies du thorax et de l’abdomen et/ou une
échographie abdominale peuvent être réalisées, pour écarter des hypothèses entrant dans le
diagnostic différentiel établi à partir des éléments cliniques et biochimiques.
Parnell et al. (1999) ont étudié deux chats atteints d’hypoadrénocorticisme dû à un lymphome.
Les auteurs recommandent par conséquent de réaliser une échographie abdominale lorsque le
diagnostic d’hypoadrénocorticisme est établi.
126
5.1.1.3 Évolution après les traitements d’urgence
L’amélioration clinique est rapide chez les chats addisoniens. L’activité et l’appétit
augmentent, l’animal devient normotherme et normohydraté entre 24 heures et six jours selon
les études (Stonehewer et Tasker, 2001 ; Kasabalis et al., 2012).
En quatre à dix jours, la résolution des signes cliniques est complète (Tasker et al., 1999 ;
Kasabalis et al., 2012).
Les paramètres ioniques et sanguins, ainsi que la capacité à concentrer les urines par le rein,
se normalisent entre 24 heures et six jours (Stonehewer et Tasker, 2001 ; Kasabalis et al., 2012).
Selon certains auteurs, les chats répondraient plus lentement aux traitements que les
chiens (de trois à cinq jours comparés à un à deux jour(s) chez les chiens) (Peterson et al.,
1989) mais cela est contredit par d’autres études (Stonehewer et Tasker, 2001).
Dans l’étude de Peterson et al. (1989), trois chats sur dix addisoniens ont été
euthanasiés deux à cinq jours après la présentation initiale, en raison d’une mauvaise réponse
aux traitements.
5.1.2 Traitement de l’hypoadrénocorticisme sur le long terme
Après stabilisation de l’animal par les traitements d’urgence, une thérapie
médicamenteuse quotidienne est nécessaire pour supplémenter l’animal en minéralo- et
glucocorticoïdes.
5.1.2.1 La supplémentation en minéralocorticoïdes
La complémentation en minéralocorticoïdes se réalise par l’administration d’acétate de
fludrocortisone, par voie orale. La dose conseillée est comprise entre 0,025 et 0,15 mg/chat,
une à deux fois par jour (Tasker et al., 1999 ; Kasabalis et al., 2012 ; Sicken et Neiger, 2013).
En cas de difficulté à administrer les médicaments par voie orale, une injection par voie
intramusculaire de pivalate de désoxycorticostérone (DOCP), à 2,2 mg/kg tous les 25 jours,
est réalisable (Peterson et al., 1989 ; Gunn-Moore et Simpson, 2013-a).
Le dosage d’acétate de fludrocortisone doit être réévalué tous les 7 à 15 jours pendant la
période initiale du traitement, après évaluation des concentrations sériques en électrolytes. Par
la suite, des contrôles réguliers (bilans clinique et sanguin) sont fortement recommandés
(Peterson et al., 1989 ; Stonehewer et Tasker, 2001).
La nécessité de recourir à une alimentation supplémentée en sel est controversée. Elle
pourrait éventuellement être envisagée si la dose de fludrocortisone nécessaire à stabiliser
l’animal est très élevée. Les aliments industriels contiennent suffisamment de sel, ce qui fait
qu’à l’heure actuelle, la supplémentation sodique n’est pas conseillée dans la plupart des cas
d’hypoadrénocorticisme (Tasker et al., 1999 ; Stonehewer et Tasker, 2001).
5.1.2.2 La supplémentation en glucocorticoïdes
La complémentation en glucocorticoïdes se réalise par l’administration, par voie orale,
de prednisolone. La dose conseillée est comprise entre 0,2 et 0,3 mg/kg, une à deux fois par
jour (Kasabalis et al., 2012 ; Sicken et Neiger, 2013).
Le dosage de la prednisolone doit être régulièrement ajusté pour trouver la dose efficace la
plus faible possible. La quantité est diminuée progressivement en fonction de l’état clinique
127
de l’animal (une polyuro-polydipsie peut apparaître quelques mois après le début de la
corticothérapie) (Kasabalis et al., 2012 ; Sicken et Neiger, 2013).
Kasabalis et al. (2012), ont ainsi stabilisé leur patient addisonien avec de la prednisolone à 0,2
mg/kg uniquement deux jours par semaine.
Si une administration par voie orale n’est pas réalisable, il est envisageable d’utiliser de
l’acétate de méthyl prednisolone, par voie intramusculaire, à une injection par mois à 10
mg/chat (Peterson et al., 1989). Ceci est à éviter dans la mesure du possible, car il est suspecté
que cela prédispose au diabète sucré à long terme (Gunn-Moore et Simpson, 2013-a).
Dans de très rares cas, l’administration de prednisolone n’est pas nécessaire et la seule
supplémentation en minéralocorticoïdes permet de stabiliser l’animal. La fludrocortisone a en
effet un pouvoir glucocorticoïde élevé, dix fois plus que l’hydrocortisone par exemple
(Stonehewer et Tasker, 2001).
5.1.3 Pronostic
Si le traitement adapté est mis en place rapidement, le pronostic est favorable. GunnMoore et Simpson (2013-a) ont eu un patient qui est toujours vivant dix ans après la
présentation initiale. Les autres études décrivent des chats addisoniens en vie et en bon état
général un à trois ans après l’apparition des signes cliniques (Peterson et al., 1989 ; Tasker et al.,
1999 ; Stonehewer et Tasker, 2001 ; Kasabalis et al., 2012 ; Sicken et Neiger, 2013).
Berger et Reed (1993), ont décrit un chat atteint d’hypoadrénocorticisme d’origine
traumatique. Deux mois après l’instauration des traitements, ceux-ci ont été arrêtés, sans
rechute de l’animal. Un test de stimulation à l’ACTH a été effectué 11 mois après la
présentation initiale de l’animal. La cortisolémie basale était dans les normes mais celles
obtenues après administration d’ACTH étaient toujours faibles. Les paramètres ioniques et
sanguins étaient dans les normes et le chat présentait un bon état général sans traitement. Il y a
eu une reprise de la fonction surrénalienne chez ce chat.
Les deux chats décrits par Parnell et al. (1999), ayant un hypoadrénocorticisme dû à un
lymphome, ont été euthanasiés 12 et 30 jours après le début du traitement en raison du
mauvais pronostic. La chimiothérapie n’a pas été initiée. La résolution de
l’hypoadrénocorticisme causé par un lymphome, après chimiothérapie, n’est pas connue chez
le chat, mais elle est défavorable chez les humains (Parnell et al., 1999).
Les auteurs rappellent qu’en cas de non réponse à la chimiothérapie initiée après la
découverte d’un lymphome, il est intéressant de réaliser un test de stimulation à l’ACTH pour
vérifier le fonctionnement des corticosurrénales (Parnell et al., 1999).
Une bonne observance de l’administration quotidienne des médicaments par les
propriétaires est fondamentale pour stabiliser et maintenir une bonne qualité de vie de
l’animal. Ces derniers doivent avoir mesuré l’importance des traitements et être conscients du
coût associé à une médicalisation à vie de leur animal. Une surveillance régulière chez le
vétérinaire, est fortement recommandée.
128
5.2 Traitements médicaux de l’hyperaldostéronisme
primaire
L’hyperaldostéronisme primaire se manifeste par une sécrétion autonome d’aldostérone
par les corticosurrénales, due majoritairement à une tumeur surrénalienne. Il entraîne une
hypertension artérielle systémique et une hypokaliémie, qui ont de multiples conséquences sur
l’organisme (voir partie 4.2.2).
Une surrénalectomie est, en général, le traitement de choix pour obtenir une rémission
complète (dont les modalités seront traitées en partie 5.4).
Le traitement médical est indispensable en cas de contre-indications chirurgicales, et souvent
nécessaire en amont de l’intervention, pour stabiliser l’animal et offrir davantage de chances
de réussite au traitement chirurgical.
5.2.1 Thérapeutique médicale
Le traitement médical de l’hyperaldostéronisme primaire a pour but d’antagoniser
l’aldostérone produit en excès, et de corriger l’hypokaliémie et/ou l’hypertension artérielle.
 Correction de l’hypokaliémie
La supplémentation en potassium s’effectue en administrant du gluconate de potassium,
aux doses de 0,5 à 1,5 mmol/kg, deux fois par jour, par voie orale (Flood et al., 1999 ; Ash et al.,
2005).
Si l’hypokaliémie est sévère, c’est-à-dire inférieure à 2,5 mmol/L (référence : 4 - 5,5
mmol/L), une supplémentation par voie intraveineuse peut être réalisée. Elle se réalise par une
fluidothérapie à base de NaCl 0,9 %, complémentée en chlorure de potassium à 20 à 40
mmol/L pendant 24 heures (Ash et al., 2005). Le débit, initialement de 0,5 mmol/kg/h, peut être
augmenté à 1 - 1,5 mmol/kg/h si la kaliémie est inférieure à 2,5 mmol/L.
L’emploi d’un ECG en continu est recommandé pendant toute la durée de la complémentation
en potassium.
La supplémentation potassique permet une résolution des signes cliniques liés à
l’hypokaliémie (polymyopathies) et une augmentation de la kaliémie, mais celle-ci ne se
normalise pas. Une hypokaliémie persiste généralement lors de traitements uniquement
médicamenteux (Ash et al., 2005). Rijnberk et al. (2001) ont administré jusqu’à 2 mmol/chat,
six fois par jour, pendant deux semaines, sans parvenir à obtenir une kaliémie dans les
normes.
Un cas de normalisation de la kaliémie après trois mois de traitement médical a été décrit par
Flood et al. (1999) avant que la surrénalectomie ne soit réalisée.
 Antagonisme de l’aldostérone
La spironolactone est un antagoniste compétitif de l’aldostérone. Elle possède une plus
grande affinité que l’aldostérone pour les récepteurs des minéralocorticoïdes dans les tubules
rénaux distaux. Les doses recommandées sont de 2 à 4 mg/kg, une à deux fois par jour, par
voie orale (Flood et al., 1999 ; Ash et al., 2005 ; Briscoe et al., 2009 ; Djajadiningrat-Laanen et al.,
2011).
129
La dose peut être augmentée, sous contrôle de la kaliémie, jusqu’à 4 mg/kg. Au-delà, il y a un
risque d’anorexie, de diarrhée et de vomissements (Djajadiningrat-Laanen et al., 2011).
Des effets secondaires du traitement à la spironolactone ont été décrits chez des Main Coon
atteints de cardiomyopathie hypertrophique, se manifestant par une dermatite faciale sévère
(MacDonald et al., 2008).
 Correction de l’hypertension
Malgré l’utilisation d’un antagoniste de l’aldostérone, il est très fréquent qu’une
hypertension persiste et qu’il soit nécessaire de recourir à un hypotenseur.
La molécule de choix est l’amlodipine, qui bloque les canaux calciques des muscles lisses
vasculaires, ce qui diminue la résistance vasculaire. Elle a donc un effet hypotenseur par son
action vasodilatatrice.
Elle est utilisée aux doses de 0,125 à 0,25 mg/kg, une à deux fois par jour, par voie orale
(Ash et al., 2005 ; Rose et al., 2007 ; Djajadiningrat-Laanen et al., 2011).
Dans l’étude de Ash et al. (2005), 2 sur les 13 chats hyperaldostéroniens étudiés avaient une
hypertension réfractaire au traitement hypotenseur.
Un inhibiteur de l’enzyme de conversion de l’angiotensine, tel que l’énalapril ou le
bénazépril, a aussi été utilisé comme hypotenseur par certains auteurs. Il agit en bloquant la
formation de l'angiotensine II, molécule responsable d'une vasoconstriction et d’une
stimulation de l’aldostérone. Les IECA sont utilisés à la dose de 0,25 à 1 mg/kg/j, par voie
orale (Flood et al., 1999 ; Rinjnverk, 2001 ; Briscoe et al., 2009).
5.2.2 Pronostic
Chez les chats non traités, le temps de survie est de 1,5 à 4 mois (Smith et al., 2012).
Le pronostic d’un traitement uniquement médical n’est pas favorable. Le temps de survie
varie de 2,5 à 32 mois après la présentation initiale. Les animaux sont décédés ou ont été
euthanasiés en raison principalement d’une insuffisance rénale chronique. Une affection
thromboembolique ou une hypertension réfractaire peuvent également causer la mort des
patients (Eger et al., 1983 ; Flood et al., 1999 ; Ash et al., 2005).
Lorsqu’elle est indiquée, une surrénalectomie permet d’augmenter nettement le temps
de survie. Le traitement chirurgical de l’hyperaldostéronisme sera abordé à la partie 5.4
130
5.3 Traitements
spontané
médicaux
de
l’hypercorticisme
L’hypercorticisme spontané se manifeste par une production excessive de cortisol, en
raison d’un fonctionnement exacerbé des zones fasciculées et réticulées des corticosurrénales.
Il est causé par des tumeurs, principalement hypophysaires, et plus rarement surrénaliennes.
L’hypercorticisme spontané est une affection très débilitante pour l’animal, qui est exposé à
des maladies concomitantes variées (diabète sucré, affections cutanées, etc.) (Voir partie
4.3.2).
Le traitement de l’hypercorticisme d’origine hypophysaire est principalement médical et
palliatif, mais une intervention chirurgicale peut parfois être envisagée. Lors
d’hypercorticisme dû à des tumeurs surrénaliennes, le traitement chirurgical est généralement
préféré.
5.3.1 Thérapeutique médicale
Le but du traitement médical est de bloquer la production de glucocorticoïdes, produits
en excès en cas d’hypercorticisme spontané. Il est utilisé à long terme ou afin de stabiliser
l’animal avant une surrénalectomie.
Différentes molécules capables de bloquer la chaîne de synthèse des glucocorticoïdes ont été
utilisées chez le chat. Le trilostane (VÉTORYL ND) a une autorisation de mise sur le marché
vétérinaire pour le traitement de l’hypercorticisme chez le chien. Depuis sa sortie, il est
désormais devenu le traitement le plus utilisé chez le chat atteint d’hypercorticisme spontané.
• Le trilostane
Le trilostane apparaît être la molécule efficace la plus sûre à utiliser.
C’est un inhibiteur enzymatique de la stéroïdogenèse. Il bloque de façon réversible la 3-béta
hydroxystéroïde déshydrogénase (qui transforme la prégnénolone en progestérone) et donc
inhibe la synthèse des corticostéroïdes par les glandes surrénales (voir figure 8, partie 1.6.2.1).
Mellette Keith et al. (2013), ont réalisé une étude rétrospective sur 15 chats atteints
d’hypercorticisme spontané, traités par du trilostane. 87 % d’entre eux présentent une
amélioration clinique après une à quatre semaines de traitement. Chez 66 % des chats atteints
d’hypercorticisme et de diabète, le besoin en insuline a diminué, en moyenne de 36 % en deux
mois après le début du traitement.
La dose de trilostane utilisée était de 10 à 30 mg/chat une fois par jour, et jusqu’à 10
mg/chat deux fois par jour, par voie orale. Dans 14 % des cas, une augmentation de la dose a
dû être réalisée en raison principalement d’une persistance des signes cliniques. Elle
concernait tous des chats diabétiques.
Quelques effets secondaires sont parfois observés tels qu’une anorexie (réversible en
diminuant la dose de trilostane), une perte de poids (40 % dans l’étude de Mellette Keith et al.
2013), une infection du tractus urinaire (33 %), une léthargie (20 %), une affection rénale
chronique (20 %), une pancréatite (13 %) et une hypocortisolémie (0,06 %). Il est difficile de
connaitre la part réelle du trilostane dans le développement de ces signes cliniques. En effet,
l’âge de l’animal et la présence de multiples maladies concomitantes apparaissant avec
131
l’hypercorticisme spontané, peuvent également expliquer l’apparition de ces symptômes
(Neiger et al., 2004 ; Brown et al., 2012 ; Mellette Keith et al., 2013).
Dans l’étude de Valentin et al. (2014), neuf chats atteints d’hypercorticisme d’origine
hypophysaire traités au trilostane (à une dose comprise entre 0,5 et 12 mg/kg, une à deux fois
par jour, par voie orale) n’ont pas eu d’effets secondaires rapportés et présentaient une nette
amélioration clinique. Cependant, d’autres études montrent des résultats plus mitigés, avec
une persistance de signes cliniques de l’hypercorticisme ainsi qu’une dose d’insuline
inchangée (Neiger et al., 2004).
Il est recommandé d’effectuer un test de stimulation à l’ACTH entre 10 et 14 jours
après le début du traitement (et quatre à six heures après l’administration de trilostane)
(Mellette Keith et al., 2013 ; Valentin et al., 2014). Les résultats de ce test sont améliorés chez 87
% des chats après une à six semaines de traitement au trilostane (Mellette Keith et al., 2013).
Il est également conseillé de suivre l’évolution du poids, des signes cliniques, des paramètres
biochimiques et hématologiques, notamment les électrolytes et la glycémie, afin d’ajuster
éventuellement la dose de trilostane pour en administrer la plus petite dose efficace possible.
Il est ensuite recommandé de réévaluer l’animal 30 et 90 jours après le début du traitement,
puis tous les 90 jours (Mellette Keith et al., 2013 ; Valentin et al., 2014).
Chez les chiens, l’administration à long terme [un à deux an(s)] de trilostane peut
affecter la sécrétion d’aldostérone, et entraîner un hypoadrénocorticisme. La dose de trilostane
est à surveiller et à diminuer le cas échéant (Braddock et al., 2003). À notre connaissance, ceci
n’a pas été décrit chez le chat.
• La métyrapone
La métyrapone est un inhibiteur enzymatique de la biosynthèse des corticostéroïdes
(elle agit sur la 11-β hydroxylase). Il n’y a que très peu d’études sur son emploi chez le chat.
Elle a été utilisée à la dose de 43 ou 65 mg/kg, deux fois par jour, par voie orale, avec une
efficacité variable (Moore et al., 2000 ; Feldman et Nelson, 2000 ; Valentin et al., 2014). Cette
molécule a provoqué une sévère hypoglycémie chez un chat diabétique après le début du
traitement (Feldman et Nelson, 2000).
Ce produit n’a pas d’AMM vétérinaire en France et il est difficile d’accès.
• Le kétoconazole
Le kétoconazole est un antimycosique, qui a la capacité d’inhiber la synthèse des
stéroïdes s’il est employé à hautes doses. Il bloque le cytochrome P450, responsable de la
synthèse des stéroïdes surrénaliens et sexuels, et antagonise les récepteurs aux
glucocorticoïdes.
Les résultats sont variables. Feldman et Nelson (2000) ont utilisé le kétoconazole à la dose de
30 mg/kg/j en deux prises quotidiennes, par voie orale, sur cinq chats atteints
d’hypercorticisme spontané. Trois ont répondu faiblement au traitement, un a développé une
thrombocytopénie induisant l’arrêt du traitement, et le dernier chat n’a pas présenté
d’amélioration avec cette molécule.
132
• Le mitotane (o,p’DDD)
Contrairement aux autres molécules, le mitotane n’agit pas sur la chaîne de synthèse du
cortisol. C’est une molécule cytotoxique qui détruit sélectivement les zones réticulées et
fasciculées des glandes surrénales, et donc diminue la production de corticoïdes en excès.
Chez les chats sains, le mitotane a un effet suppresseur sur la production de corticoïdes
uniquement chez 50 % des chats (Feldman et Nelson, 2000).
Les doses qui ont été utilisées chez le chat sont comprises entre 40,5 et 150 mg/kg/j (Feldman
et Nelson, 2000 ; Valentin et al., 2014). Le produit est lipophile, il nécessite donc d’être
administré dans de la graisse et d’être suivi par un repas.
Les effets sont variables, certains auteurs ne constatent pas d’amélioration au bout de 90
jours de traitement, d’autres observent une amélioration clinique durable (Feldman et Nelson,
2000 ; Valentin et al., 2014). Ce produit n’a pas d’AMM vétérinaire en France.
• La sélégiline
La sélégiline (L-deprenyl) est un inhibiteur de la monoamine oxydase de type B. Elle
inhibe la dégradation des amines, dont la dopamine. Une concentration élevée en dopamine
inhibe la sécrétion d’ACTH par le lobe intermédiaire, ce qui est souhaité lors de la présence
d’un adénome hypophysaire.
Chez le chien, son efficacité semble faible, de l’ordre de 20 % (Reusch et al., 1999).
Sharman et al. (2013) ont utilisé la sélégiline à la dose de 5 puis 10 mg/chat/j, chez un chat
atteint de tumeur hypophysaire induisant une acromégalie et un diabète sucré concomitant.
Les auteurs n’ont pas constaté d’effets de la sélégiline sur l’évolution du diabète sucré malgré
une légère amélioration des signes cliniques liés à l’acromégalie.
En conclusion, le trilostane semble être la molécule la plus efficace, avec le minimum
d’effets secondaires, utile pour traiter médicalement les chats atteints d’hypercorticisme
spontané. Son emploi est récent chez le chat. Le manque de recul et d’études sur ses effets à
plus long terme nécessite une surveillance rapprochée des chats sous traitement.
5.3.2 Utilisation de la radiothérapie
Lors d’hypercorticisme dû à une tumeur hypophysaire de grande taille (macroadénome),
une radiothérapie peut être proposée dans le but d’obtenir une ablation ou une réduction de
taille de la tumeur.
Elle permet généralement d’améliorer les signes cliniques, mais la guérison complète n’est
que très rarement constatée car la radiothérapie aurait peu d’effets sur la sécrétion d’ACTH
par la tumeur.
Au début de son utilisation chez le chat atteint d’hypercorticisme d’origine
hypophysaire, la radiothérapie n’avait pas abouti à une amélioration clinique du patient
(Nelson et al., 1988). Depuis, cette technique a été utilisée avec succès chez des chats atteints
de troubles neurologiques et/ou d’acromégalie avec un diabète sucré concomitant, dus à une
tumeur hypophysaire. Elle a permis une réduction de la taille, voire une disparition de la
tumeur, ainsi qu’une amélioration, voire une résolution, du diabète et de l’acromégalie
(Goossens et al., 1998 ; Kaser-Hotz et al., 2002 ; Mayer et al., 2006 ; Valentin et al., 2014).
133
La radiothérapie se réalise avec du cobalt-60, à une dose totale de 36 à 48 Gy, divisée
en 10 à 12 fractions de 3,5 à 4 Gy, trois jour par semaine, pendant quatre semaines. Chaque
séance de radiothérapie nécessite une anesthésie générale (Goossens et al., 1998 ; Kaser-Hotz et
al., 2002).
Sellon et al. (2009) ont mis en place un autre protocole, en exposant 11 chats présentant
une tumeur hypophysaire et ayant des signes neurologiques associés ou non à une
acromégalie ou à un hypercorticisme, avec un diabète sucré concomitant. Ils ont utilisé une
unique dose de radiation de 15 à 20 Gy à l’aide d’un accélérateur linéaire. Seulement trois cas
sur les 11 ont nécessité une deuxième voire une troisième dose. Les auteurs ont constaté une
amélioration nette des signes cliniques et l’absence d’effets secondaires.
Le gain de temps (unique anesthésie, courte hospitalisation) et la diminution du coût de ce
protocole sont des avantages. Des études sur un plus grand nombre de cas seraient
intéressantes à réaliser.
Les effets secondaires de la radiothérapie qui sont parfois observés sont une alopécie,
une atrophie de l’épiderme, un changement de couleur du poil, une otite externe bilatérale,
une cataracte bilatérale, une perte de vision et une nécrose focale de la zone irradiée (KaserHotz et al., 2002 ; Mayer et al., 2006).
La radiothérapie semble être la meilleure solution lorsqu’un hypercorticisme spontané
est dû à une tumeur hypophysaire (Valentin et al., 2014). Cependant, actuellement, le coût, la
durée (trois semaines minimum) et la disponibilité de ce traitement limitent son utilisation.
Le traitement médical des chats atteints d’hypercorticisme nécessite des contrôles
cliniques et biochimiques réguliers. Les affections concomitantes sont également à prendre en
charge de manière spécifique (diabète sucré, infections bactériennes, affection rénale ou
cardiaque, etc.), en ajustant régulièrement les doses selon les résultats du traitement spécifique
de l’hypercorticisme.
5.3.3 Pronostic
Sans traitement, le pronostic d’un hypercorticisme spontané est sombre. La plupart des
chats non traités meurent ou sont euthanasiés dans le mois suivant le diagnostic (Nelson et al.,
1988). L’hypercortisolémie chronique provoque des dysfonctionnements immunitaires,
cardiovasculaires et rénaux, qui conduisent à la mort des chats non traités (Feldman et Nelson,
2000 ; Gunn-Moore et Simpson, 2013-b).
Les chats atteints d’hypercorticisme spontané traités uniquement par thérapie médicale
survivent quelques mois voire quelques années. Le temps de survie après le début du
traitement est en moyenne d’environ 18 mois (Mellette Keith et al., 2013 ; Guun-Moore, 2013-b ;
Valentin et al., 2014).
À titre d’exemple, dans l’étude de Mellette Keith et al. (2013), la moyenne de survie des chats
atteints d’hypercorticisme spontané traités au trilostane est de 617 jours (80-1 278 jours),
après le début du traitement.
60 % des chats de cette étude ont été euthanasiés, principalement à cause d’une insuffisance
rénale, conséquente au développement de la maladie et des affections concomitantes, de l’âge
134
de l’animal, du traitement au trilostane ou d’une combinaison de tous ces facteurs, dont il est
difficile d’individualiser la part de chacun (Mellette Keith et al., 2013 ; Valentin et al., 2014).
Le traitement médical a un pronostic réservé. Il dépend notamment de l’observance du
propriétaire à administrer les médicaments à leur animal et d’un suivi régulier chez le
vétérinaire.
Le traitement médical est indispensable si une contre-indication chirurgicale est présente, et il
est recommandé avant une intervention afin de stabiliser l’animal. Lorsqu’une
surrénalectomie peut être réalisée, le traitement chirurgical est conseillé car il est de meilleur
pronostic que le traitement uniquement médical. Les techniques et résultats de la
surrénalectomie sont traités en partie 5.4.
5.3.4 Traitements d’un hypercorticisme atypique
Les tumeurs surrénaliennes sécrétant des hormones sexuelles stéroïdiennes en excès
induisent différents types de maladies. Si la progestérone est excessivement sécrétée, un
hypercorticisme atypique est induit (voir partie 4.3.5.2). Dans de très rares cas, un
hyperaldostéronisme peut être associé à un hyperprogestéronisme, mais les signes cliniques
qui prédominent miment un hypercortisolisme (voir partie 4.2.4)
Une production excessive d’androsténedione, de testostérone et/ou d’œstradiol entraîne des
modifications comportementales (voir partie 4.3.5.2).
Le traitement de choix des tumeurs surrénaliennes est la surrénalectomie, dont la
gestion est détaillée en partie 5.4.
La chirurgie est un traitement efficace chez des chats présentant un carcinome ou un adénome
surrénalien sécrétant des hormones sexuelles (Boord et Griffin, 1999 ; Millard et al., 2009 ; Meler
et al., 2011).
La surrénalectomie a permis une amélioration des signes cliniques en 24 heures à 15 jours
selon les cas, et une résolution clinique totale en 24 heures à huit semaines (Millard et al.,
2009 ; Meler et al., 2011).
Les concentrations en stéroïdes sexuels diminuent deux à quatre semaines après la chirurgie.
Certaines hormones présentent toujours un taux élevé après un test de stimulation à l’ACTH
réalisé quatre semaines post-chirurgie. Cela peut être dû à des faux positifs, notamment à des
réactions croisées. En général, les concentrations en stéroïdes sexuels sont dans les valeurs de
référence deux mois après la surrénalectomie (Meler et al., 2011).
Avant la chirurgie, ou si une intervention n’est pas possible, un traitement médical est
indiquée.
En cas d’hyperprogestéronémie associée à un hypercorticisme, de l’aminoglutéthimide
peut être utilisée, à la dose de 6 mg/kg, deux fois par jour, par voie orale (Rossmeisl et al.,
2000).
Cette molécule est un inhibiteur de la cholestérol desmolase, l’enzyme responsable de la
conversation du cholestérol en prégnénolone (voir figure 14, partie 3.1.2). L’interruption dans
la chaîne de synthèse des stéroïdes étant précoce, l’action de l’aminoglutéthimide induit une
diminution de la synthèse des œstrogènes, des androgènes, des glucocorticoïdes et des
minéralocorticoïdes.
Le traitement médical a été effectué entre un et deux mois, en pré-chirurgical ou en
traitement au long court. Il a permis une amélioration clinique rapide, une diminution voire un
135
arrêt du besoin en insuline exogène chez des chats qui présentaient un diabète sucré
concomitant, ainsi que d’obtenir un résultat normal au test de stimulation à l’ACTH réalisé 16
jours après le début du traitement (Rossmeisl et al., 2000 ; Feldman et al., 2015).
Chez un chat mâle étudié par Feldman et al. (2015), un élargissement des glandes mammaires
a été constaté après le début du traitement. Il serait dû à une diminution rapide des
concentrations plasmatiques en progestérone, ce qui stimule la synthèse et la sécrétion de
prolactine (Feldman et al., 2015).
Une rechute quatre semaines après le début du traitement a été constatée chez un chat
(Rossmeisl et al., 2000).
Actuellement, il n’y a pas suffisamment d’études permettant d’obtenir une dose efficace
et de connaitre les potentiels effets secondaires de la molécule.
En médecine humaine, l’aminoglutéthimide est utilisée chez des patients atteints
d’hypercorticisme spontané d’origine surrénalienne avant une surrénalectomie. Les effets
secondaires observés sont une légère anorexie, des nausées et des éruptions cutanées
(Rossmeisl et al., 2000).
En raison du refus d’une chirurgie par les propriétaires, du trilostane a été utilisé
pendant six mois chez une femelle présentant une production excessive en hormones
stéroïdiennes (Boag et al., 2004).
Cet inhibiteur enzymatique induit une diminution de la synthèse des précurseurs des
œstradiols et de la testostérone, entraînant, par conséquent, une réduction des concentrations
de ces hormones (voir partie 5.3.1).
La dose utilisée est la même qu’en cas d’hypercorticisme spontané classique, c’est-àdire de 30 mg/chat, par voie orale, une fois par jour.
Le traitement a permis une amélioration des signes cliniques au bout d’un mois de traitement
(réduction de l’agressivité et de l’odeur urinaire, amélioration de la qualité du poil, réduction
de l’hyperplasie vulvaire). L’amélioration s’est poursuivie pendant six mois, sans effets
secondaires observés, puis, une rechute clinique a été constatée, induisant l’euthanasie de
l’animal (Boag et al., 2004).
Les concentrations plasmatiques des hormones sexuelles ont été régulièrement évaluées,
et présentaient des valeurs élevées, malgré l’amélioration clinique constatée. Les auteurs
suspectent un artefact, ou des réactions croisées concernant l’oestradiol et la testostérone avec
les précurseurs de la chaîne de synthèse des stéroïdes (Boag et al., 2004).
136
5.4
Traitement
chirurgical
surrénaliennes néoplasiques
des
affections
Lors d’hyperaldostéronisme primaire ou d’hypercorticisme spontané, la thérapie
médicale, détaillée dans les parties 5.2 et 5.3, est uniquement symptomatique.
Le traitement étiologique d’une tumeur surrénalienne est l’exérèse chirurgicale de la masse,
voire de la totalité de la glande surrénale concernée.
En cas d’hypercorticisme d’origine hypophysaire, un traitement chirurgical sur l’hypophyse
peut être envisagé, mais celui-ci est actuellement peu développé. Il sera abordé en partie 5.5.
Une surrénalectomie bilatérale est plus communément effectuée dans ce contexte.
La surrénalectomie est une opération à risques, qui comporte des complications per et
post-opératoires fréquentes, mais elle est efficace et permet le plus souvent une résolution
clinique.
5.4.1 Indications de la surrénalectomie
Une surrénalectomie unilatérale est le traitement de choix en cas de tumeur
surrénalienne sécrétante, en l’absence de métastases et d’invasion tumorale vasculaire.
Il peut s’agir de traiter un adénome ou un adénocarcinome, induisant un hyperaldostéronisme
primaire ou un hypercorticisme spontané, ou un phéochromocytome.
Lors de traitements uniquement médicaux en présence d’un processus néoplasique des
surrénales, il y a un risque d’augmentation de la taille de la tumeur, d’extension vasculaire
néoplasique, de développement de métastases ou encore de rupture de la tumeur, induisant
une hémorragie intra-abdominale (Smith et al., 2012).
La réalisation d’une surrénalectomie, dans un contexte tumoral (adénome, adénocarcinome
surrénalien ou phéochromocytome), a été curative dans de nombreux cas (Calsyn et al., 2010 ;
Lo et al., 2014).
La surrénalectomie bilatérale est indiquée pour traiter un hypercorticisme d’origine
hypophysaire, compte tenu de l’accès limité à une hypophysectomie (voir partie 5.5) et au
pronostic réservé lors de traitement médical (voir partie 5.3.3).
Dans ce contexte, cette intervention chirurgicale n’est pas curative, mais permet d’agir sur les
conséquences provoquées par une tumeur hypophysaire sur le fonctionnement des surrénales.
5.4.2 Contre-indications de la surrénalectomie
Une intervention chirurgicale n’est pas indiquée en cas de présence de métastases, en
raison du pronostic sombre du temps de survie de l’animal, et de contre-indications
anesthésiques (Djajadiningrat-Laanen et al., 2011 ; Lo et al., 2014).
Une surrénalectomie est déconseillée en cas de tumeur bilatérale associée à une invasion
néoplasique de la vascularisation, en raison d’une augmentation des risques per et postopératoires. Le pronostic de survie est plus réservé, notamment à cause d’une anesthésie de
plus longue durée (Flood et al., 1999 ; Djajadiningrat-Laanen et al., 2011 ; Lo et al., 2014).
137
Cependant, certains auteurs ont décrit des cas de rémission complète après le retrait d’une
tumeur surrénalienne envahissant la vascularisation adjacente, notamment de la veine cave
caudale (Rose et al., 2007).
L’âge de l’animal n’est pas une contre-indication en soit. Si l’état du patient le permet,
une exérèse d’une surrénale peut être pratiquée à tout âge. Flood et al. (1999), ont opéré avec
succès un chat de 21 ans, qui a survécu un an après la surrénalectomie.
La réalisation d’une surrénalectomie ainsi que les suivis post-opératoires réguliers
nécessaires représentent un coût financier important. Les propriétaires doivent en être
conscients avant d’accepter la chirurgie.
5.4.3 Prise en charge pré-opératoire
5.4.3.1 Bilan d’extension
Avant l’intervention chirurgicale, le chirurgien doit connaître le plus précisément
possible l’aspect de la tumeur. Il s’agit d’évaluer sa localisation précise, sa taille, et son
éventuelle extension, par des moyens d’imagerie médicale.
Un bilan d’extension doit être réalisé avant l’opération, afin d’explorer la présence de
métastases, notamment dans les poumons et le foie.
Il permet également d’évaluer l’existence d’un envahissement, par la masse surrénalienne, de
la veine phrénicoabdominale et/ou de la veine cave caudale. Un embole, pouvant obstruer
jusqu’à 50 % de la lumière du vaisseau, peut être parfois constaté (Eger et al., 1983 ; Flood et
al., 1999 ; Ash et al., 2005 ; Declue et al., 2005 ; Rose et al., 2007).
Il n’y a actuellement pas d’études chez le chat qui comparent la meilleure méthode pour
diagnostiquer une invasion tumorale des vaisseaux adjacents, qui passe parfois inaperçue
avant l’intervention chirurgicale.
Chez les chiens, il a été montré que l’échographie abdominale a une sensibilité de 100 % et
une spécificité de 96 % concernant le diagnostic d’une invasion tumorale de la lumière de la
veine cave caudale, tandis que le scanner a une sensibilité de 92 % mais une spécificité de 100
% (Schultz et al., 2009 ; Davis et al., 2012)
Si l’animal est suffisamment stable pour être anesthésié, un scanner est à recommander afin
d’obtenir un bilan d’extension le plus précis possible, en particulier thoracique.
5.4.3.2 Stabilisation médicale du patient
Une stabilisation du patient est fondamentale avant une intervention chirurgicale, pour
diminuer les risques de complications per et post-opératoires pouvant s’avérer fatales pour
l’animal.
En cas de surrénalectomie effectuée en raison d’un hypercorticisme spontané, il est
fortement conseillé de traiter médicalement l’animal, à l’aide notamment de trilostane (voir
partie 5.3.1), jusqu’à ce que les lésions cutanées soient résolues. S’il existe, le diabète sucré
concomitant doit être contrôlé avant l’intervention (Chiaramonte et Greco, 2007 ; Brown et al.,
2012).
Dans les cas décrits dans la littérature, les chats atteints d’hyperaldostéronisme devant
subir une surrénalectomie sont stabilisés médicalement pendant une à cinq semaines avant
l’intervention chirurgicale. Le traitement consiste en une supplémentation potassique,
138
l’administration d’un antagoniste de l’aldostérone et éventuellement d’un hypotenseur (voir
partie 5.2.1) (Mackay et al., 1999 ; Ash et al., 2005 ; Javadi et al., 2005 ; Rose et al., 2007 ; Smith et
al., 2012).
Dans un contexte de suspicion de phéochromocytome, des alpha- bloquants peuvent être
prescrits dès que le diagnostic de phéochromocytome est établi, et pendant au moins dix jours
avant la chirurgie. Ils permettent de réduire l’hypertension artérielle en diminuant les effets
provoqués par une vasoconstriction chronique (Fossum et Caplan, 2012 ; Gunn-Moore et
Simpson, 2013-c).
5.4.3.3 Préparation pré-opératoire du patient
Le jour de la chirurgie, il est conseillé de réaliser des analyses hématologiques et
biochimiques (notamment mesurer la kaliémie, la natrémie et la glycémie), afin de s’assurer
de la stabilité du patient. Des corrections sont à effectuer en cas d’anomalies électrolytiques
ou de troubles de la glycémie. Une analyse urinaire est recommandée, notamment chez les
chats atteints d’hypercorticisme spontané, plus sujets à des infections urinaires cliniquement
silencieuses (Fossum et Caplan, 2012).
● Surrénalectomie dans un contexte d’hyperaldostéronisme primaire
Lors d’hyperaldostéronisme primaire, la concentration sérique en potassium est le
paramètre le plus important à contrôler avant la chirurgie. Afin de maintenir une kaliémie
dans les normes pendant la durée de l’intervention chirurgicale, il est conseillé d’administrer
du chlorure de potassium par voie intraveineuse, à 0,08-0,25 mmol/kg/h, avant l’anesthésie de
l’animal (Ash et al., 2005).
● Surrénalectomie dans un contexte d’hypercorticisme spontané
Si le patient est diabétique, affection constatée chez plus de 90 % des chats atteints
d’hypercorticisme (voir partie 4.3.2.3), de l’insuline à action intermédiaire, ou à longue
action, doit être administrée, à 50 % de la dose usuelle du matin (Duesberg et al., 1995 ;
Feldman et Nelson, 2000).
Des antibiotiques en prophylaxie sont indiqués car les animaux atteints
d’hypercorticisme présentent un défaut d’immunité et sont prédisposés aux infections (voir
partie 4.3.2.3) (Duesberg et al., 1995 ; Fossum et Caplan, 2012).
L’administration d’un anticoagulant en pré-opératoire peut être bénéfique car ces
patients sont plus sujets aux thromboembolies. En effet, l’hypercorticisme induit une
augmentation des facteurs de coagulation plasmatique ainsi que de la prothrombine,
entraînant un état d’hypercoagulabilité (Duesberg et al., 1995 ; Feldman et Nelson, 2000)
De l’héparine à 50 UI/kg, toutes les trois heures, par voie sous-cutanée, permet d’agir en
prévention. Cependant, les risques hémorragiques sont accrus par ce traitement, qui est donc
controversé avant une surrénalectomie (Moissonnier, 2006).
Il est nécessaire de contrôler les facteurs de risque de thromboembolie, tels qu’une phlébite
(par exemple à cause d’un cathéter veineux de longue durée), une hypertension artérielle ou
une obésité (Duesberg et al., 1995).
139
En raison de troubles de la cicatrisation constatés chez des chats atteints
d’hypercorticisme, Niessen et al. (2013), conseillent d’administrer une dose de trilostane et de
vitamine A en pré-opératoire.
Si la tumeur surrénalienne est volumineuse ou si un risque d’hémorragie est suspecté, il
peut être utile de prévoir une poche de transfusion sanguine (Watson et Herrtage, 1998 ;
Moissonnier, 2006).
Lors de surrénalectomie bilatérale, en cas d’hypercorticisme spontané d’origine
hypophysaire, une supplémentation en glucocorticoïdes est recommandée à l’induction ou à
partir du moment où le chirurgien travaille sur les surrénales, car l’exérèse des deux glandes
provoque un effondrement brutal de la cortisolémie, entraînant un stress important pour
l’organisme. Elle se réalise sous forme d’une CRI d’hydrocortisone (à 625 µg/kg/h) ou
d’injection intraveineuse de dexaméthasone à 0,1-0,2 mg/kg, à continuer en post-opératoire,
jusqu’à ce que le patient puisse avaler (relais par des glucocorticoïdes par voie orale par la
suite) (Duesberg et al., 1995 ; Watson et Herrtage, 1998 ; Feldman et Nelson, 2000 ; Niessen et al.,
2013).
Des minéralocorticoïdes sont parfois administrés en pré-opératoire en cas de
surrénalectomie bilatérale. Ils peuvent être donnés sous forme de désoxycortone, à 0,2 mg/kg,
par voie intramusculaire ou d’acétate de fludrocortisone, à 0,1 mg/chat, par voie orale
(Duesberg et al., 1995 ; Moissonnier, 2006). Cependant, une hypokaliémie post-opératoire peut
être induite après une supplémentation pré-opératoire trop importante en minéralocorticoïdes
(Duesberg et al., 1995).
● Surrénalectomie dans un contexte de phéochromocytome
La gestion chirurgicale des phéochromocytomes requière une attention particulière.
Ces tumeurs provoquent une tachycardie et une hypertension artérielle systémique (voir partie
3.6.2.1).
La fréquence cardiaque ainsi que la pression artérielle doivent être normalisées avant la
chirurgie.
Afin de réduire l’hypertension artérielle, des alpha-bloquants peuvent être prescrits. La
phénoxybenzamine est un antagoniste non sélectif, non compétitif alpha adrénergique, et à
longue durée d’action, utilisable à la dose de 0,5 mg/kg, deux fois par jour, par voie orale.
Cependant, ce médicament n’est pas disponible en France. De la prazosine peut être utilisé en
substitut, à la dose de 0,5 à 2 mg/kg, deux à trois fois par jour, par voie orale. C’est un
antagoniste compétitif sélectif alpha 1. Ces molécules permettent de diminuer le nombre de
crises hypertensives en per-opératoire (Maher et Mcniel, 1997 ; Fossum et Caplan, 2012 ; Gunn et Simpson, 2013).
En cas de forte hypertension, de l’amlodipine peut être ajoutée au traitement, à 0,6 mg/chat/j,
par voie orale (Wimpole et al., 2010).
Des bêta-bloquants, comme le propranolol, à 0,15-1,2 mg/kg, toutes les 8 à 12 heures, par
voie orale, permettent de réduire l’hypertension, la tachycardie et les arythmies (Chun et al.,
1997 ; Gunn-Moore et Simpson, 2013-c). Le propranolol, comme tous les médicaments à activité
bêta 2, ne doit pas être utilisé seul car il peut causer une hypertension artérielle dangereuse en
inhibant la vasodilatation induite par les récepteurs bêta au niveau des muscles squelettiques.
Il doit donc être administré uniquement après des alpha-bloquants, lorsque la pression
artérielle systémique est dans les normes (Chun et al., 1997 ; Fossum et Caplan, 2012).
En cas d’arythmie, de la lidocaïne peut également être utilisée, à 0,25-0,75 mg/kg par voie
intraveineuse lente (Hébert, 2005).
140
5.4.3.4 Anesthésie
Comme pour toute intervention chirurgicale, le patient devra être à jeun au moins 12
heures avant l’opération (Feldman et Nelson, 2000).
La prémédication se réalise en général par du diazépam, à 0,2 mg/kg par voie
intraveineuse, ou par du midazolam, à 0,2 mg/kg par voie intraveineuse ou intramusculaire.
Ces molécules sont à associer à un analgésique, tel que la morphine, à 0,1-0,2 mg/kg par voie
intraveineuse ou à 0,2-0,4 mg/kg en intramusculaire (Fossum et Caplan, 2012).
L’induction s’effectue par du propofol, à 2-4 mg/kg, par voie intraveineuse.
Le maintien de l’anesthésie est réalisé par de l’isoflurane ou du sévoflurane. La gestion
de la douleur en per-opératoire est réalisée par l’administration de fentanyl ou de morphine
(Ash et al., 2005 ; Fossum et Caplan, 2012).
Chez des patients suspects de phéochromocytomes, certaines molécules sont contreindiquées en raison de leurs effets cardiaques et/ou sur la pression artérielle systémique. C’est
le cas des barbituriques (thiopental), de l’acépromazine, de l’atropine, du glycopyrrolate, de
la xylazine, de la médétomidine, de la démédétomidine, de la kétamine, de l’halotane, ainsi
que des phénothiazines (Chun et al., 1997 ; Moissonnier, 2006 ; Fossum et Caplan, 2012).
La surveillance anesthésique est fondamentale. Les paramètres vitaux (fréquences
cardiaque et respiratoire, pression sanguine, température), ainsi qu’un suivi ECG et une
estimation du temps de recoloration capillaire (TRC) sont indispensables à évaluer
régulièrement au cours de l’anesthésie. Une analyse des gaz sanguins est recommandée dans
la mesure du possible (Fossum et Caplan, 2012).
Dans l’étude de Lo et al. (2014), réalisée sur dix chats atteints d’hyperaldostéronisme
primaire ayant subi une surrénalectomie par laparotomie ventrale médiane, le temps moyen
d’anesthésie (de l’intubation à l’extubation) était compris entre une et un peu plus de cinq
heures, avec une moyenne de 3h30.
Une fluidothérapie par voie intraveineuse doit être initiée avant l’induction et continuée
tout au long de l’anesthésie.
Lors de phéochromocytome, le débit de perfusion est à ajuster au cours de la chirurgie. La
manipulation de la tumeur et le risque de dispersion des catécholamines, induisent des
modifications homéostatiques et cardiaques, qui entraînent une baisse de la volémie
(Moissonnier, 2006 ; Fossum et Caplan, 2012).
Une tonte large de l’abdomen et une asepsie de la zone tondue sont préconisées, comme
pour toute laparotomie.
5.4.4. Techniques chirurgicales
Une surrénalectomie peut être réalisée pour traiter un hypercorticisme spontané, un
hyperaldostéronisme primaire, ou un phéochromocytome.
L’exérèse d’une surrénale permettant une guérison d’un hypercorticisme spontané
d’origine surrénalienne, a été décrit pour la première fois chez un chat par Swift et Brown en
1976. L’animal a survécu deux ans après la chirurgie.
141
Le premier cas réussi de surrénalectomie comme traitement d’un hyperaldostéronisme
primaire chez un chat, est décrit par MacKay et al. en 1999. L’animal a survécu au moins 20
mois après l’intervention.
L’exérèse d’une surrénale présentant un phéochromocytome a été réalisée avec succès chez
un chat pour la première fois par Henry et al. (1993). L’animal était en bonne santé trois
semaines après l’opération.
La surrénalectomie est une opération complexe, notamment en raison d’une hémostase
difficile à assurer. En effet, lors de tumeur surrénalienne, une abondante néovascularisation se
met en place à partir des vaisseaux péritonéaux, et rend difficile l’identification de la propre
vascularisation surrénalienne (Chun et al., 1997 ; Moissonnier, 2006).
L’exérèse de la glande surrénale est plus facile à réaliser à gauche qu’à droite, car la surrénale
gauche est plus accessible, étant plus caudale par rapport à la surrénale droite (Moissonnier,
2006).
Les adénomes et adénocarcinomes surrénaliens sont parfois volumineux, induisant un
déplacement caudal du rein, et peuvent être calcifiés (Moissonnier, 2006).
La surrénalectomie peut se réaliser par trois techniques différentes : par laparotomie
ventrale médiane, qui est la méthode la plus largement utilisée à l’heure actuelle, par
laparotomie par le flanc, et par laparoscopie.
Le tableau 26 (p.148) résume les avantages et inconvénients de chacune de ces techniques.
Dans tous les cas, en raison de l’accès difficile aux surrénales, il est conseillé d’avoir à
sa disposition des lunettes-loupe, ainsi qu’un bon éclairage, afin de mieux visualiser le site
opératoire (Moissonnier, 2006).
5.4.4.1 Surrénalectomie par laparotomie ventrale médiane
La surrénalectomie se réalise majoritairement par laparotomie ventrale médiane, afin
d’exposer les deux surrénales et de visualiser les autres organes abdominaux (MacKay et al.,
1999 ; Ash et al., 2005 ; Javadi et al., 2005 ; Fossum et Caplan, 2012 ; Lo et al., 2014).
• Surrénalectomie unilatérale sans atteinte vasculaire
Les principales étapes de la surrénalectomie par laparotomie ventrale médiane, sans
invasion tumorale vasculaire, sont résumées sur la figure 24.
142
Figure 24 : Principales étapes d’une surrénalectomie simple (sans atteinte vasculaire) par
laparotomie ventrale médiane (Moissonnier, 2006 ; Calsyn et al., 2010 ; Fossum et Caplan, 2012).
- Placer le chat en décubitus dorsal.
- Réaliser une incision ventrale médiane de
l’appendice xyphoïde à 2-4 cm caudalement à
l’ombilic. Inciser le péritoine.
- Placer des écarteurs auto-statiques de Balfour →
Exposition et observation des viscères abdominaux.
- Rétracter le foie, la rate et l’estomac crânialement,
le rein caudalement, et la veine cave caudale
médialement, à l’aide d’écarteurs manuels de
Deaver. À droite : rétracter ventromédialement le
duodénum descendant et pousser les viscères
abdominaux vers la gauche [cf. schéma b)]
- Appliquer des compresses à laparotomie
humidifiées pour protéger les organes abdominaux
rétractés.
- Exposer la surrénale concernée (elle est craniomédiale au rein ipsilatéral), en disséquant avec
précaution le tissu adipeux autour du rein, à l’aide
d’une pince de Babcock.
- Identifier les vaisseaux rénaux et l’uretère, pour ne
pas léser ces structures.
- Identifier la veine phrénico-abdominale sur la face
ventrale de la surrénale, et rechercher la présence
d’éventuel(s) embole(s).
- Palper avec précaution la veine cave caudale →
Rechercher la présence d’éventuel(s) embole(s).
- Traitement des emboles éventuels : cf. paragraphe
suivant.
- Ligaturer la veine phrénicoabdominale, à l’aide de
LIGACLIPS®, puis sectionner entre les ligatures.
- Réaliser une dissection mousse de la surrénale des
tissus adjacents [cf. schéma c)]
- Réaliser l’hémostase des vaisseaux surrénaliens
par électro-coagulation à la pince bipolaire, par des
agrafes hémostatiques ou par une dissection mousse
à la compresse ou aux cotons-tiges stériles, en
fonction de la taille des vaisseaux.
- Réaliser l’exérèse de la surrénale. /!\ Laisser la
capsule
conjonctive
surrénalienne
intègre.
Prélèvement pour analyse histologique.
- Vérifier l’hémostase
- Réaliser un flush de l’abdomen avec de la solution
physiologique stérile.
- Réaliser une fermeture conventionnelle.
a) Étapes d’une surrénalectomie
laparotomie médiane ventrale.
simple
par
b) Exposition de l’espace rétropéritonéal droit
(d’après Smith et Waldron, 1993).
c) Visualisation de la glande surrénale droite après section
de la veine phrénicoabdominale droite (d’après Fossum et
Caplan, 2012).
143
En cas de visualisation insuffisante des surrénales, il est possible de réaliser une incision
additionnelle, en paracostale, du côté de la glande surrénale concernée. Il s’agit d’inciser le
fascia du muscle droit de l’abdomen, ainsi que les fibres musculaires de l’oblique externe,
l’oblique interne et du transverse. La fermeture de la paroi abdominale doit alors être
commencée à la jonction des incisions ventrale et paracostale. Une suture de chaque couche
musculaire, avec un surjet simple à l’aide de fils résorbables, est conseillée (Fossum et Caplan,
2012).
La ligature des vaisseaux surrénaliens ne se fait généralement pas à la main en raison de
l’accès difficile à la zone. Lors de cette étape, il faut veiller à ne pas léser la vascularisation
rénale.
La dissection de la surrénale atteinte est une étape délicate. Il est nécessaire de
maintenir la capsule conjonctive intègre pour ne pas disséminer des cellules tumorales dans la
cavité péritonéale (Calsyn et al., 2010 ; Fossum et Caplan, 2012).
L’isolement de la vascularisation surrénalienne, ainsi que la recherche et le traitement
d’éventuels emboles dans les veines phrénico-abdominales et dans la veine cave caudale, sont
à réaliser avant la manipulation de la tumeur surrénalienne, afin d’éviter une dissémination de
cellules tumorales, une libération importante de catécholamines, et un détachement, puis un
départ dans la circulation générale des emboles (Moissonnier, 2006 ; Fossum et Caplan, 2012).
L’analyse de la surrénale retirée est fortement conseillée pour connaitre la nature de la
masse ou du tissu pathologique surrénalien (voir parties 3.6.1.3 et 3.6.2.4).
Un prélèvement systématique du foie, même si celui-ci paraît sain, est recommandé, en
vue d’une analyse histologique, car cet organe peut être le siège de métastases de tumeur
surrénalienne (Fossum et Caplan, 2012).
• Surrénalectomie et invasion tumorale vasculaire
Dans l’étude rétrospective de Lo et al. (2014), s’intéressant à dix chats atteints
d’hyperaldostéronisme ayant subi une surrénalectomie unilatérale, une invasion vasculaire
était présente chez 7 chats sur 10, soit dans la veine phrénicoabdominale (5/7), soit dans la
veine cave caudale (2/7).
La majorité des emboles tumoraux pénètre dans la veine cave caudale par les veines phrénicoabdominales (Moissonnier, 2006).
Rose et al. (2007), ont été les premiers à réaliser avec succès chez un chat, une
surrénalectomie ainsi qu’une veinotomie de la veine cave caudale. Leur patient présentait un
carcinome surrénalien droit ainsi qu’un embole dans la veine cave caudale, conduisant à un
envahissement intraluminal de 15 millimètres.
La surrénalectomie lors d’invasion tumorale vasculaire se réalise obligatoirement par
laparotomie ventrale médiane. Les premières étapes de la chirurgie sont les mêmes que celles
présentées sur la figure 24. Une occlusion temporaire de la veine obstruée est nécessaire.
Dans le cas décrit par Rose et al. (2007), elle était de huit minutes.
La veine doit être isolée puis clampée au point d’entrée de la veine phrénicoabdominale (à
l’aide d’une pince de Satinsky), ou garrotée à l’aide de tourniquets de Rumel et de tresses
ombilicales, appliqués autour de la veine cave caudale, crânialement et caudalement à la
jonction de la veine phrénicoabdominale.
144
Elle est ensuite incisée longitudinalement, jusqu’à ce que l’embole puisse être retiré, sans
déchirer la paroi veineuse.
La veine est suturée par un surjet simple ou des points simples ou en U, à l’aide de fil
irrésorbable, monobrin, de décimal 0,5 à 1, tels que du polypropylène (Rinjnberk, 2001 ;
Moissonnier, 2006 ; Rose et al., 2007).
Une hypothermie délibérée a été induite pour la première fois chez le chat par Rose et
al. (2007), afin de protéger les organes vitaux d’une diminution de distribution d’oxygène en
raison de l’occlusion temporaire de la veine cave caudale.
L’hypothermie a été induite par de l’air froid et l’utilisation d’eau froide circulant dans des
sacs prévus à cet effet. La température était maintenue de 30 à 32°C (suivie par un
thermomètre œsophagien).
Le réchauffement progressif a été réalisé sous anesthésie générale, pour empêcher le
développement d’arythmies cardiaques dues à l’hypothermie et pour prolonger les effets
protecteurs de l’hypothermie.
L’auteur conseille néanmoins la réalisation d’autres études chez le chat pour garantir
l’efficacité et la sureté de cette méthode.
Avant le cas décrit par Rose et al. (2007), Rijnberk et al., en 2001, avaient retiré une
extension tumorale présente dans la veine cave, dans un contexte d’hyperaldostéronisme dû à
une tumeur surrénalienne gauche. Des complications post-opératoires (congestion veineuse,
insuffisance rénale) sont survenues en raison d’une sténose de la veine cave caudale,
conduisant à la mort de l’animal.
Si la partie de la paroi de la veine retirée est petite, la suture de la veine cave caudale ne
semble pas réduire de façon importante le diamètre de la lumière du vaisseau, ne provoquant
donc pas de sténose (Rose et al., 2007).
Depuis Rose et al. (2007), d’autres auteurs ont réalisé avec succès l’exérèse d’une
tumeur surrénalienne, avec un retrait de l’invasion tumorale présente dans la veine
phrénicoabdominale ou dans la veine cave caudale (Lo et al., 2014).
Parfois, la tumeur surrénalienne s’étend à d’autres organes, nécessitant une résection
partielle des organes touchés (le pancréas par exemple), ce qui rend le pronostic plus sombre
(Lo et al., 2014).
• Surrénalectomie bilatérale
La surrénalectomie bilatérale est indiquée chez des chats présentant un hypercorticisme
d’origine hypophysaire (Watson et Herrtage, 1998 ; Feldman et Nelson, 2000 ; Calsyn et al., 2010 ;
Brown et al., 2012 ; Valentin et al., 2014).
Un animal ayant subi une surrénalectomie bilatérale devra recevoir un traitement
médical post-chirurgical à vie, pour supplémenter l’organisme en minéralo- et
glucocorticoïdes, comme pour un animal atteint d’hypoadrénocorticisme (voir partie 5.1).
Les propriétaires doivent en être conscients avant d’accepter la chirurgie, étant donné la
nécessité d’une bonne observance de l’administration des médicaments et le coût qui leur est
associé.
Les étapes chirurgicales sont les mêmes que celles citées sur la figure 24. Elles sont à
réaliser de chaque côté. Une attention particulière sera portée à l’hémostase et au rinçage de la
cavité abdominale (Calsyn et al., 2010).
145
5.4.4.2 Surrénalectomie par le flanc : approche rétropéritonéale
Cette méthode chirurgicale, dont les étapes sont indiquées à la figure 25, n’est en
général pas conseillée chez le chat en raison de nombreux inconvénients (voir tableau 26).
Cependant, du fait d’une incision cutanée réduite, elle peut être envisagée en cas de trouble de
la cicatrisation, ou de la présence d’une peau très fragile, comme c’est parfois le cas chez des
chats atteints d’hypercorticisme spontané (Niessen et al., 2013).
Figure 25 : Principales étapes d’une surrénalectomie par le flanc (d’après Fossum et Caplan,
2012).
- Chat placé en décubitus latéral du côté opposé à la
glande surrénale qui sera retirée.
- Incision caudalement à la 13ème côte, d’une dizaine
de centimètres, dorsal à ventral, jusqu’à 3 cm de la
ligne blanche [voir schéma b)].
- Incisions individuelles des muscles abdominaux.
- Rétracter le rein ventralement, à l’aide d’écarteurs
manuels → Exposition de la surrénale.
- Dissection de la surrénale dans le tissu adipeux
autour du rein, à l’aide d’une pince de Babcock .
- Ligature
puis
section
de
la
veine
phrénicoabdominale et des différents vaisseaux
surrénaliens [voir schéma c)].
- Exérèse de la surrénale. Prélèvement pour analyse
histologique.
- Fermeture conventionnelle.
b) Lieu d’incision lors de surrénalectomie par le flanc
(d’après Fossum et Caplan, 2012).
a) Étapes de la surrénalectomie par le flanc.
c) Exérèse de la glande surrénale droite après section de la
veine phrénico-abdominale droite (d’après Fossum et
Caplan, 2012).
146
5.4.4.3 Surrénalectomie par laparoscopie
En 2012, Smith et al., ont réalisé pour la première fois chez un chat, une
surrénalectomie par voie endoscopique. Il s’agissait de retirer un adénome gauche surrénalien
qui induisait un hypercorticisme primaire. Le patient a survécu près de quatre ans après la
chirurgie.
Cette méthode est indiquée en cas de tumeur surrénalienne unilatérale, sans invasion
tumorale vasculaire ni présence de métastase. La dimension de la tumeur, ainsi que ses
relations anatomiques avec les autres organes et la vascularisation adjacente, sont à prendre en
compte avant de décider de choisir cette méthode opératoire.
Cette technique est également contre-indiquée en cas d’hypertension, d’arythmies sévères et
de masse de petite (< 3 cm) ou de large (> 6cm) taille (Fossum et Caplan, 2012).
La surrénalectomie par laparoscopie nécessite du matériel spécialisé et l’expérience du
chirurgien en endoscopie et en chirurgie abdominale.
C’est la méthode standard utilisée chez les patients humains atteints d’hypercorticisme
d’origine surrénalienne (Smith et al., 2012).
Le chat est positionné en décubitus latéral du côté opposé à la glande qui sera retirée.
L’utilisation d’un coussin sous l’animal pour soulever la colonne vertébrale permet
d’améliorer la visualisation de la région surrénalienne, en déplaçant ventralement le
duodénum et le foie.
Trois ou quatre ouvertures sont nécessaires pour placer la caméra (position sub-ombilicale),
les instruments chirurgicaux et un rétracteur (positions paracostales ventrale et caudale au
rein, ou en partie crâniale et caudale de l’abdomen) (Adin et Nelson, 2012 ; Smith et al., 2012).
La surrénalectomie par endoscopie semble réduire la morbidité, notamment en
diminuant le temps anesthésique. Dans le cas décrit par Smith et al. (2012), la chirurgie a duré
60 minutes et le temps total d’anesthésie était de moins de trois heures (165 minutes), ce qui
représente 45 minutes de moins que la moyenne du temps anesthésique indiquée par Lo et al.
(2014) lors de surrénalectomie par laparotomie médiane.
Chez l’Homme et les chiens, cette technique diminue la morbidité, la durée
d’hospitalisation, la douleur et le temps de convalescence, par comparaison avec une
laparotomie classique (Smith et al., 2012)
D’autres études chez le chat seraient nécessaires pour confirmer ces données.
147
Tableau 26 : Avantages et inconvénients des trois techniques chirurgicales permettant de
réaliser une surrénalectomie (Moissonnier, 2006 ; Fossum et Caplan, 2012 ; Smith et al., 2012).
Technique de
surrénalectomie
Laparotomie
ventrale médiane
Laparotomie par
le flanc (approche
rétropéritonéale)
Laparoscopie
Avantages
Inconvénients
- Visualisation des deux glandes
surrénales et des organes abdominaux
par une seule incision.
- Seule approche permettant de
réaliser une veinotomie en cas
d’embole.
- Meilleur accès à la surrénale
concernée.
- Taille de l’incision réduite →
Diminution de la tension cutanée.
- Tension sur la peau (en cas
d’hypercorticisme, la peau est fragile)
→ Risque accru de déhiscence de
plaie.
- Absence de visualisation de la
glande surrénale controlatérale.
- Visualisation réduite des organes
abdominaux.
- Nécessite deux incisions en cas de
surrénalectomie bilatérale.
- Contre-indiquée en cas d’embole ou
de thrombus vasculaire.
- Temps de chirurgie, et donc - Contre-indiquée en cas d’invasion
d’anesthésie, réduits.
tumorale ou de thrombus vasculaire,
- Incisions cutanées minimales → de tumeur de petite (< 3 cm) ou de
Réduction de la tension cutanée.
grande (> 6cm) taille.
- Déconseillée chez des patients
atteints d’hypertension artérielle ou
d’arythmies sévères.
- Nécessite un matériel et une
expérience du chirurgien spécifiques.
- Manque d’études et de recul sur le
sujet chez le chat.
La laparotomie ventrale médiane semble, à l’heure actuelle, la méthode la plus indiquée
chez les chats. Dans l’avenir, la laparoscopie pourrait être une méthode de plus en plus
utilisée pour réaliser l’exérèse d’une glande surrénale chez le chat.
5.4.4.4 Complications per-opératoires
La surrénalectomie est une opération délicate qui doit être réalisée par des chirurgiens
expérimentés. Elle comporte des risques importants, pouvant engager le pronostic vital du
patient.
Les principales complications per-opératoires observées sont présentées au tableau 27.
Peu d’études ont été réalisées sur les effets de la surrénalectomie chez le chat. La prévalence
indiquée dans ce tableau reprend les observations de Lo et al. (2014), qui ont mené une étude
rétrospective récente sur dix chats atteints d’hyperaldostéronisme et ayant subi une
surrénalectomie unilatérale.
148
Tableau 27 : Principales complications per-opératoires lors de surrénalectomie (d’après Lo et
al., 2014).
Complication observée
Hypotension
Hémorragie légère
Hémorragie sévère
Arythmie ventriculaire
Prévalence dans l’étude rétrospective
de Lo et al. (2014) sur 10 chats
100 % (10/10)
50 % (5/10)
20 % (2/10)
10 % (1/10)
L’hypotension est la complication la plus fréquemment constatée au cours de
l’intervention. Elle répond généralement aux traitements (augmentation du débit de perfusion,
administration de colloïdes, etc.) (Henry et al., 1993 ; Calsyn et al., 2010 ; Lo et al., 2014).
L’hypotension est parfois sévère en cas de surrénalectomie effectuée dans un contexte de
phéochromocytome. À titre d’exemple, dans le cas décrit par Henry et al. (1993), la pression
artérielle systolique a chuté brutalement, passant de 180 à 45 mmHg au moment du retrait de
la glande surrénale concernée. Elle a été maintenue au cours de la chirurgie autour de 70
mmHg à l’aide d’une perfusion de dopamine, mais une augmentation du débit de perfusion
aurait été préférable. En effet, chez les patients ayant un phéochromocytome, la
vascularisation est parfois désensibilisée aux effets des agents vasoactifs (Henry et al., 1993 ;
Maher et Mcniel, 1997).
Cette hypotension brutale n’est pas toujours observée lors de phéochromocytome (Chun et al.,
1997 ; Wimpole et al., 2010).
Pour traiter les arythmies per-opératoires, des bêta-bloquants de courte action sont
indiqués, tels que l’esmolol, à 200-500 µg/kg, par voie intraveineuse en bolus sur une minute,
ou en CRI à 25-200 µg/kg/min (Fossum et Caplan, 2012 ; Gunn-Moore et Simpson, 2013-c).
L’hémorragie de la veine cave caudale est une complication fréquente lors de
surrénalectomie, potentiellement létale. Elle survient lors de la dissection des adhérences entre
la tumeur surrénalienne et le vaisseau (Ash et al., 2005 ; Lo et al., 2014).
La surrénalectomie est une opération délicate mais qui ne s’accompagne pas toujours
d’incident per-opératoire. Dans les travaux de Duesberg et al. (1995), sur les dix chats de
l’étude ayant subi une surrénalectomie, aucune complication per-opératoire n’a été observée.
5.4.5 Prise en charge post-opératoire
5.4.5.1 Surveillance et traitements médicaux post-opératoires
Une analgésie est nécessaire, par exemple à l’aide de morphine, à 0,1-1 mg/kg, par voie
intraveineuse, toutes les quatre heures (Fossum et Caplan, 2012).
La fluidothérapie (perfusion de Ringer Lactate) est à adapter selon l’état clinique de
l’animal et sa capacité à boire seul. Elle peut être supplémentée en potassium selon les
résultats des ionogrammes (Duesberg et al., 1995 ; Flood et al., 1999 ; Declue et al., 2005).
Un hématocrite ainsi qu’un ionogramme sont à effectuer deux à six fois par jour en
période post-opératoire immédiate, afin de contrôler l’absence d’hémorragie et d’insuffisance
149
surrénalienne (Watson et Herrtage, 1998 ; Feldman et Nelson, 2000 ; Calsyn et al., 2005 ; Javadi et
al., 2005 ; Moissonnier, 2006).
Une analyse biochimique, mesurant notamment les paramètres rénaux et la glycémie,
est à effectuer pour vérifier l’absence d’insuffisance rénale aiguë et d’hypo ou
d’hyperglycémie (Rijnberk et al., 2001 ; Rose et al., 2007 ; Smith et al., 2012).
La pression artérielle et la température sont des paramètres à également contrôler
régulièrement dans la période post-opératoire immédiate.
En cas d’hypercorticisme dû à une tumeur surrénalienne unilatérale, la glande
controlatérale est atrophiée et ne produit pas assez de glucocorticoïdes pour les besoins de
l’organisme. Lors de surrénalectomie unilatérale, des glucocorticoïdes sont donc à administrer
après la chirurgie (par exemple à l’aide de dexaméthasone à 0,25 mg/kg/j par voie
intraveineuse), et doivent être diminués progressivement pendant six semaines. Cela
correspond au temps nécessaire à la glande surrénale restante pour reprendre une production
de glucocorticoïde adaptée (Declue et al., 2005 ; Niessen et al., 2013).
Un test de stimulation à l’ACTH est intéressant à effectuer 24 à 72 heures après la
surrénalectomie, ainsi que quelques semaines après l’intervention, afin d’évaluer le
fonctionnement de la glande surrénale restante, et ainsi pouvoir ajuster la dose de
glucocorticoïdes à administrer (Watson et Herrtage, 1998 ; Niessen et al., 2013).
Les propriétaires doivent être avertis des signes cliniques faisant suspecter une crise
addisonienne pour pouvoir amener leur animal chez le vétérinaire au plus vite le cas échéant
(voir partie 4.1.2) (Niessen et al., 2013).
Lors de surrénalectomie bilatérale, une perfusion d’hydrocortisone, commencée en
début de chirurgie, est continuée jusqu’à ce que l’animal puisse déglutir. Un relais par des
glucocorticoïdes oraux est ensuite effectué. De la prednisolone, entre 0,2 et 0,5 mg/kg, une à
deux fois par jour, ou de l’hydrocortisone à 0,5 mg/kg, une fois par jour, peuvent être
administrés (Brown et al., 2012 ; Niessen et al., 2013). Une injection d’acétate de
méthylprednisolone par voie intramusculaire, à 10-20 mg/chat, une fois par mois, à vie, est
une alternative au traitement par voie orale (Chiaramonte et Greco, 2007).
Des minéralocorticoïdes sont à administrer en cas de surrénalectomie bilatérale. De
l’acétate de fludrocortisone est généralement utilisé, à 0,01 à 0,02 mg/kg, une à deux fois par
jour (selon les résultats du ionogramme), ou une injection par voie sous-cutanée ou
intramusculaire de DOCP, à 2,2 mg/kg tous les 25 jours, à vie (Feldman et Nelson, 2000 ;
Chiaramonte et Greco, 2007 ; Calsyn et al., 2010 ; Brown et al., 2012).
Chez les chats diabétiques, l’insuline est à ajuster en fonction des valeurs de glycémie,
en général la dose ne dépasse pas 2,2 UI/kg deux fois par jour (Watson et Herrtage, 1998 ;
Declue et al., 2005 ; Brown et al., 2012 ; Gunn-Moore et Simpson, 2013-b).
Selon certains auteurs, un régime alimentaire riche en sodium peut être indiqué pendant
plusieurs semaines après la surrénalectomie réalisée dans un contexte d’hyperaldostéronisme
primaire. Ceci afin d’éviter une hyperkaliémie résultant d’une suppression chronique de
sécrétion d’aldostérone par la surrénale restante (Djajadiningrat-Laanen et al., 2011).
Il est nécessaire d’effectuer des contrôles cliniques et biochimiques réguliers, ainsi que
des échographies abdominales, pour ajuster les doses des traitements médicaux, prévenir
d’éventuelles complications et évaluer l’aspect de la glande surrénale controlatérale.
150
5.4.5.2 Complications post-opératoires
Les complications post-opératoires d’une surrénalectomie ne sont pas les mêmes en
fonction de la maladie en cause.
En cas d’hypercorticisme spontané par exemple, l’excès de glucocorticoïdes entraîne des
troubles de la cicatrisation. Des déhiscences de plaie sont constatées par certains auteurs
(Feldman et Nelson, 2000 ; Chiaramonte et Greco, 2007).
Le tableau 28 résume les complications post-opératoires immédiates observées lors
d’études sur des chats ayant subi une surrénalectomie (uni ou bilatérale). Les informations sur
la période post-opératoire n’étant pas toujours exhaustives, les prévalences indiquées sont à
relativiser.
Tableau 28 : Complications post-opératoires observées dans les 15 jours maximum suivant
l’intervention, chez 50 chats ayant subi une surrénalectomie uni ou bilatérale (synthèse des
travaux de Henry et al., 1993 ; Duesberg et al., 1995 ; Chun et al., 1997 ; Watson et Herrtage, 1998 ;
Flood et al., 1999 ; MacKay et al., 1999 ; Rijnberk et al., 2001 ; Ash et al., 2005 ; DeClue et al.,
2005 ; Javadi et al., 2005 ; Rose et al., 2007 ; Calsyn et al., 2010 ; Brown et al., 2012 ; Smith et al.,
2012 ; Willi et al., 2012 ; Lo et al., 2014).
Prévalence
Complication observée
(Nombre de chats présentant la
complication observée/50 chats)
Anémie
Léthargie
Septicémie
Anorexie
Déchirure cutanée
Hémorragie
Hypotension
Pancréatite
Tromboembolie
Vomissement
Dysphagie
Infection respiratoire
Hyperthermie
Œdème pulmonaire
Constipation
Aucune complication constatée
20 % (10/50)
16 % (8/50)
12 % (6/50)
10 % (5/50)
10 % (5/50)
8 % (4/50)
8 % (4/50)
8 % (4/50)
8 % (4/50)
4 % (2/50)
4 % (2/50)
4 % (2/50)
2 % (1/50)
2 % (1/50)
2 % (1/50)
40 % (20/50)
40 % des 50 chats ayant subi une surrénalectomie ne présentent pas de complications
post-opératoires. La plupart des autres complications (notamment la léthargie et l’anorexie) se
résout spontanément, ou grâce à un traitement symptomatique, quelques jours après la
chirurgie. La surrénalectomie est donc une technique relativement sûre.
Les complications les plus sévères sont des hémorragies, une thromboembolie et un
choc septique.
Il est primordial d’être attentif aux signes pouvant faire suspecter une hémorragie
intra-abdominale dans les heures qui suivent l’opération, ainsi que d’effectuer des
hématocrites régulièrement (Rijnberk et al., 2001 ; Ash et al., 2005). En cas de suspicion
d’hémorragie, il est nécessaire d’effectuer une seconde laparotomie pour trouver la source du
saignement. Si celle-ci n’est pas trouvée, une transfusion et/ou l’application d’un bandage
151
compressif sont conseillés. Il est donc préférable, dans la mesure du possible, de prévoir une
poche de transfusion (Chun et al., 1997 ; Watson et Herrtage, 1998 ; Ash et al., 2005 ; Lo et al.,
2014).
Une hémorragie per ou post-opératoire semble être plus fréquente lors de
surrénalectomie effectuée pour traiter un hyperaldostéronisme primaire, plutôt que lors
d’hypercorticisme ou de phéochromocytome. L’explication de cette observation est inconnue.
Elle ne semble pas être reliée au type de tumeur, ni à la présence éventuelle d’une invasion
vasculaire ni d’hypertension artérielle pré-opératoire (Djajadiningrat-Laanen et al., 2011).
Un arrêt cardiaque brutal peut survenir dans les jours suivant la surrénalectomie. La
cause de la mort n’est pas toujours connue mais une thromboembolie est souvent suspectée
(Duesberg et al., 1995 ; Declue et al., 2005).
Certains chats présentent une détresse respiratoire après une surrénalectomie. Une
thromboembolie pulmonaire, secondaire à un thrombus dans la veine cave caudale, est
suspectée ou constatée à l’autopsie
L’hypercorticisme induit un état d’hypercoagulabilité qui accroit le risque de
thromboembolie. La présence d’un thrombus dans la veine cave caudale peut aussi être
secondaire à la manipulation chirurgicale (Duesberg et al., 1995 ; Chun et al., 1997).
Des insuffisances surrénaliennes après surrénalectomie ont été évoquées par certains
auteurs. Une mauvaise observance de l’administration des médicaments par les propriétaires
est généralement en cause (Duesberg et al., 1995 ; Feldman et Nelson, 2000).
Une hyperkaliémie et/ou une hyponatrémie, pouvant faire suspecter un hypoadrénocorticisme
dans un contexte évocateur, ont été observées dans certains cas plusieurs semaines après la
chirurgie. Elles ont été corrigées par une augmentation de la dose de supplémentation en
minéralocorticoïdes (Feldman et Nelson, 2000 ; Brown et al., 2012 ; Harvey et Refsal, 2013).
Une pancréatite peut survenir dans les semaines suivant l’opération, notamment en
raison d’un traumatisme iatrogène du pancréas pendant la chirurgie (Moissonnier, 2006).
Elle se résout généralement par traitement symptomatique (Brown et al., 2012).
Les anomalies biochimiques parfois observées après une surrénalectomie sont une
hypoglycémie (Duesberg et al., 1995 ; Rose et al., 2007), répondant au traitement (perfusion
glucosée), une légère azotémie et une augmentation des ALAT (Flood et al., 1999), une
hypokaliémie ou une hyperkaliémie associée à une hyponatrémie (Duesberg et al., 1995 ;
Watson et Herrtage, 1998) et une acidose métabolique (Lo et al., 2014). Les traitements
symptomatiques corrigent généralement rapidement ces désordres biochimiques.
L’hypokaliémie post-chirurgicale parfois observée peut être expliquée par une augmentation
de l’excrétion urinaire en potassium. Cette hausse peut être due à un excès de supplémentation
en minéralocorticoïdes, ou à une modification des échanges cellulaires potassiques médiés par
l’insuline (Duesberg et al., 1995).
5.4.6 Pronostic après une surrénalectomie
Si l’animal survit à la période post-chirurgicale immédiate, le pronostic vital après une
surrénalectomie est très bon.
Les patients sortent de la clinique généralement entre deux et cinq jours après la chirurgie
(Flood et al., 1999 ; Javadi et al., 2005 ; Wimpole et al., 2010).
152
• Lors d’hyperaldostéronisme primaire
La kaliémie et la pression artérielle systémique se normalisent entre 39 heures et 15
jours post-chirurgie (Rose et al., 2007 ; Lo et al., 2014)
Une légère hypokaliémie récurrente a été constatée deux mois après la chirurgie par certains
auteurs, interprétée comme le résultat d’une hyperplasie progressive de la glande surrénale
restante. Une supplémentation orale en potassium est alors indiquée (1 mmol/L, deux fois par
jour) (Javadi et al., 2005).
La concentration plasmatique en aldostérone diminue rapidement 28 à 48 heures après
la chirurgie, et peut atteindre des taux inférieurs aux valeurs usuelles, par exemple à 28
pmol/L (intervalle de référence : 194Ŕ388 pmol/L) (Declue et al., 2005 ; Javadi et al., 2005).
Les signes cliniques disparaissent entre 6 et 15 jours (absence de myopathie, meilleure
vision) (Lo et al., 2014). Cependant, lorsque des examens ophtalmologiques ont été effectués,
l’amélioration de la vision constatée par les propriétaires ne se traduisait pas par une guérison
des lésions oculaires. Le détachement rétinien (avec ou sans hémorragie) persistait, ou des
signes de dégénérescence rétinienne étaient présents, malgré une pression artérielle
systémique dans les normes (Flood et al., 1999 ; Javadi et al., 2005). Ceci peut suggérer la
présence d’une séquelle d’un hyperaldostéronisme primaire avec une hypertension artérielle
systémique intermittente, ou une conséquence d’un dysfonctionnement rénal (Flood et al.,
1999).
Le traitement médical pour traiter l’hyperaldostéronisme est arrêté quelques jours après
la chirurgie et n’est plus nécessaire par la suite (Flood et al., 1999 ; Ash et al., 2005 ; Lo et al.,
2014).
Lorsque l’animal survit à la période post-opératoire immédiate, le temps de survie est
généralement élevé. Dans l’étude de Lo et al. (2014), sur dix chats atteints
d’hyperaldostéronisme primaire et ayant subi une surrénalectomie unilatérale, huit d’entre eux
ont survécu à la chirurgie. Le temps de survie moyen est de 3,5 ans (1 297 jours, intervalle : 2
- 1 582 jours).
Lorsqu’elle est connue, la mort est attribuée principalement à une insuffisance rénale
(Ash et al., 2005 ; Lo et al., 2014). D’autres causes ont été décrites comme un lymphome
intestinal (Rose et al., 2007), une septicémie survenue 44 jours après la chirurgie (Ash et al.,
2005), une cardiomyopathie avec présence d’un thrombus aortique, ou un carcinome à cellules
squameuses (Javadi et al., 2005 ; Lo et al., 2014).
Dans certains cas, une euthanasie a été pratiquée en raison d’une anorexie, d’une faiblesse ou
de la présence d’une masse en région abdominale crâniale (Ash et al., 2005).
• Lors d’hypercorticisme spontané
La réponse à une surrénalectomie, uni ou bilatérale, est bonne si l’animal survit à la
période post-opératoire immédiate (Watson et Herrtage, 1998).
Il semble que l’hypercorticisme d’origine surrénalien ait un meilleur pronostic qu’un
hypercorticisme d’origine hypophysaire (Feldman et Nelson, 2000).
La résolution des signes cliniques (disparition de la polyuro-polydipsie, repousse du
poil) et de l’hypertension artérielle, ainsi que la normalisation des paramètres électrolytiques
sont généralement constatées dans les deux à quatre mois après la chirurgie (Swift et Brown,
1976 ; Nelson et al., 1988 ; Duesberg et al., 1995 ; Chiaramonte et Greco, 2007 ; Brown et al., 2012).
153
Le diabète sucré se résout chez certains chats, plusieurs mois après la chirurgie. Lorsque ce
n’est pas le cas, le besoin en insuline est en général diminué, d’un facteur trois chez quelques
chats (Nelson et al., 1988 ; Duesberg et al., 1995 ; Chiaramonte et Greco, 2007 ; Brown et al., 2012).
Deux chats ont présenté une rechute clinique, 10 et 12 mois après avoir subi une
surrénalectomie unilatérale. Un hypercorticisme primaire a été diagnostiqué et un adénome a
été découvert sur la glande surrénale restante. Après une nouvelle surrénalectomie, les
animaux ont vécu encore 1,5 et 2 ans respectivement (Nelson et al., 1988 ; Duesberg et al., 1995).
Dans l’étude de Duesberg et al. (1995), sur dix chats atteints d’un hypercorticisme
spontané et ayant subi une surrénalectomie, la médiane de survie est de 12 mois (3 à plus de
30 mois).
Deux chats ont survécu plus de trois ans après une surrénalectomie bilatérale, dont un a vécu
cinq ans après l’intervention (Watson et Herrtage, 1998 ; Brown et al., 2012).
Les patients décèdent d’une insuffisance rénale 3 à 47 mois post-chirurgie (Duesberg et
al., 1995 ; Brown et al., 2012 ; Valentin et al., 2014), d’une thromboembolie aortique de cinq
semaines à 44 mois après l’opération (Duesberg et al., 1995 ; Smith et al., 2012), ou d’une
septicémie cinq semaines post-intervention (Duesberg et al., 1995).
• Lors de phéochromocytome
Lors de phéochromocytome, le pronostic après une surrénalectomie est variable (GunnMoore et Simpson, 2013-c).
Il y a trop peu de cas décrits dans la littérature pour déterminer un pronostic précis. Chez
l’Homme, il dépend de la taille et de l’activité de la tumeur, et de son extension (Maher et
Mcniel, 1997).
L’opération chirurgicale est un acte curatif qui permet une résolution des signes
cliniques (polyuro-polydipsie) et de l’hypertension artérielle dans certains cas. (Henry et al.,
1993 ; Calsyn et al., 2010 ; Wimpole et al., 2010).
Parfois une rechute est constatée, avec la présence d’une hypertension artérielle
chronique, qui nécessite un traitement hypotenseur. Ceci a déjà été décrit chez des patients
humains. La cause n’est pas connue à l’heure actuelle (Wimpole et al., 2010 ; Gunn-Moore et
Simpson, 2013-c).
Le temps de survie a atteint trois ans chez un chat (Henry et al., 1993 ; Calsyn et al., 2010 ;
Wimpole et al., 2010).
La supplémentation en glucocorticoïdes post-chirurgicale est diminuée progressivement,
et peut être arrêtée dans les deux mois après l’opération, si l’état de l’animal est satisfaisant
(Henry et al., 1993 ; Wimpole et al., 2010).
Un mois après la surrénalectomie, un chat a été traité par de la chimiothérapie.
Celle-ci s’est effectuée avec de la vincristine à 0,15 mg/chat, par voie intraveineuse, ainsi que
de la cyclophosphamide, à 50 mg/chat, par voie orale, une fois toutes les deux semaines,
pendant huit semaines Les effets secondaires observés ont été une léthargie et un manque
d’appétit. L’animal était en bonne santé 18 mois après la première présentation (Wimpole et al.,
2010).
La concentration plasmatique en adrénaline diminue fortement après exérèse du
phéochromocytome. À titre d’exemple, elle est passée de 0,592 ng/mL (valeurs de référence :
0,26-0,29 ng/mL) avant la chirurgie, à 0,048 ng/mL cinq jours après, soit 12 fois moins, chez
un chat décrit par Henry et al. (1993).
154
D’autres patients n’ont pas survécu à l’exérèse d’un phéochromocytome. Un chat a été
euthanasié 24 heures après l’intervention, en raison d’une thromboembolie pulmonaire,
secondaire à un thrombus présent dans la veine cave caudale (Chun et al., 1997). D’autres ont
été euthanasiés en raison de la présence d’un lymphome ou d’une pyélonéphrite (Carpenter et
al., 1987).
• Facteurs influençant le temps de survie
Lo et al. (2014), ont réalisé une étude portant sur dix chats atteints
d’hyperaldostéronisme traités par une surrénalectomie unilatérale.
Les auteurs ont montré qu’un seul facteur était impliqué dans le temps de survie des patients.
Il s’agit du temps d’anesthésie (de l’intubation à l’extubation), plus précisément si ce dernier
est inférieur ou non à quatre heures. Chaque heure d’anesthésie en plus augmenterait le
danger de mort per ou post-opératoire d’un facteur 8,7.
Les chats dont l’anesthésie a duré moins de quatre heures ont une durée de survie de 1 329
jours en moyenne, tandis que ceux dont l’anesthésie a duré plus de quatre heures ont eu un
temps de survie en moyenne de seulement 10 jours.
Le type de tumeur (adénome ou adénocarcinome), ni le côté de la surrénale opérée
(droite ou gauche) ne paraissent avoir un impact sur le temps de survie chez les chats (Ash et
al., 2005 ; Lo et al., 2014).
Le pronostic est également fortement dépendant de la compétence du propriétaire à
administrer les traitements à son animal, ainsi que de celle du vétérinaire pour assurer un suivi
régulier et prévenir d’éventuelles complications (Duesberg et al., 1995 ; Feldman et Nelson,
2000).
La surrénalectomie est un traitement de choix pour les tumeurs surrénaliennes
sécrétantes. La chirurgie est efficace, mais nécessite une équipe et une structure médicale
spécialisées, en raison de la complexité de l’intervention et des complications per et postopératoires pouvant engager le pronostic vital de l’animal.
La gestion médicale pré, per, et post-opératoire est essentielle pour augmenter les chances de
réussite de l’intervention.
155
5.5 Traitement chirurgical par hypophysectomie de
l’hypercorticisme d’origine hypophysaire
L’hypercorticisme d’origine hypophysaire est causé par la présence d’un adénome, ou
moins fréquemment d’un adénocarcinome, se développant dans la pars distalis ou la pars
intermedia de l’adénohypophyse (voir partie 4.3.1.1).
À l’heure actuelle, pour soigner cette affection, un traitement médical (voir partie 5.3.1)
ou une surrénalectomie bilatérale, avec un traitement de substitution à vie (voir partie 5.4.5.1)
est réalisé. Ces traitements ne sont pas étiologiques. Une augmentation de taille de la tumeur
hypophysaire, pouvant conduire à l’apparition de signes neurologiques et/ou d’une cécité, ou
le développement de métastases, peuvent survenir quelques mois après le début du traitement
(Feldman et Nelson, 2000 ; Chiaramonte et Greco, 2007).
Le traitement étiologique consiste à retirer la tumeur. Une hypophysectomie est
généralement réalisée, plutôt que l’exérèse uniquement de la masse. C’est le traitement de
choix pour guérir la maladie de Cushing d’origine hypophysaire chez l’Homme.
Cette opération est très complexe et nécessite une équipe et du matériel spécialisés.
En médecine vétérinaire, elle est peu développée à l’heure actuelle, mais pourrait être de plus
en plus utilisée à l’avenir, en raison du succès de cette technique observée chez certains chats.
5.5.1 Prise en charge pré-opératoire
Une hypophysectomie est une opération difficile, qui nécessite une équipe spécialisée
dans plusieurs domaines, notamment un neurochirurgien, des anesthésistes, un imageur et un
endocrinologue, ainsi qu’une structure de soins intensifs développée.
Un scanner ou un IRM de l’hypophyse est à réaliser avant l’intervention, pour que le
chirurgien puisse connaitre le plus précisément possible la taille et la localisation de la tumeur
(Meij et al., 2001).
Il est important d’effectuer une évaluation approfondie de l’état clinique de l’animal
afin de rechercher toute maladie concomitante à l’hypercorticisme spontané, notamment un
diabète sucré et une maladie rénale.
Stabiliser l’animal avant l’intervention est nécessaire pour qu’une anesthésie générale puisse
être supportée, et cela permet de diminuer le risque de mortalité per et post-opératoire (Meij et
al., 2001).
L’hypophysectomie est contre-indiquée pour des animaux reproducteurs, en raison de
l’infertilité que ce traitement entraîne (Fossum et Caplan, 2012).
Avant la chirurgie, une administration de desmopressine, de thyroxine et de
glucocorticoïdes (CRI intraveineuse d’hydrocortisone) est conseillée par certains auteurs,
pour assurer une meilleure convalescence (Niessen et al., 2013).
Chez les chats diabétiques, l’insuline doit être administrée le matin du jour de la
chirurgie, à la moitié de la dose habituelle (Meij et al., 2001 ; Niessen et al., 2013).
156
La fluidothérapie se réalise par une perfusion de Ringer lactate, à 50 mL/kg/h, à réguler
en fonction de la pression systémique.
En cas de présence d’une large masse hypophysaire, avec un risque d’augmentation de la
pression intracrânienne, le débit de perfusion doit être restreint au besoin d’entretien (Meij et
al., 2001 ; Fossum et Caplan, 2012).
Une antibioprophylaxie est en général entrepris avant la chirurgie. Elle s’effectue par
l’administration d’amoxicilline-acide clavulanique, à 20 mg/kg, par voie intraveineuse (Meij et
al., 2001).
L’anesthésie utilisée se compose d’une prémédication avec de la médétomidine à 0,1
mg/kg par voie intramusculaire, une induction avec du propofol à 5 mg/kg par voie
intraveineuse, et un maintien de l’anesthésie par de l’isoflurane (Meij et al., 2001).
Un analgésique doit être administré, tel qu’un morphinique. Meij et al. (2001), ont utilisé du
sufentanil par voie intraveineuse, à 2,5 µg/kg/h.
Une surveillance étroite des paramètres vitaux tout au long de la chirurgie est fortement
recommandée.
5.5.2. Techniques chirurgicales
L’hypophysectomie chez le chat se réalise par une approche transsphénoïdale.
L’hypophysectomie est une opération complexe qui nécessite des compétences
particulières, notamment la maitrise de l’anatomie de la région hypophysaire.
L’utilisation d’un microscope et d’un bon éclairage sont recommandés.
Le résumé des étapes de cette intervention est présenté à la figure 26.
L’hypophyse est une petite glande localisée à la base du crâne, dans une cavité osseuse,
la selle turcique, située dans l’os sphénoïde (Fossum et Caplan, 2012).
157
Figure 26 : Principales étapes de l’hypophysectomie par voie transsphénoïdale (Meij et al.,
2001 ; Fossum, 2002).
- Chat en décubitus sternal, tête inclinée au-dessus
du niveau du cœur (meilleure visualisation et
réduction de la pression intracrânienne), bouche
maintenue grande ouverte. Table inclinée de 40°
vers le haut [(voir schéma b) chez un chien]
- Nettoyer la région oropharyngée à l’aide d’un
antiseptique.
Placer
une
compresse
dans
l’oropharynx (éviter les écoulements dans le larynx).
- Palper les processus hamulaires [voir schéma c)]
- Incision du palais mou dans le plan médian, entre
les processus hamulaires, à l’aide d’un bistouri
électrique ou d’une lame froide, sur 3 centimètres.
- Écarter le palais mou à l’aide d’écarteurs
autostatiques de Gelpi, ou de fils de traction.
- Incision de la muqueuse oronasale dans le plan
médian, à l’aide d’un bistouri électrique, puis
l’écarter latéralement, à l’aide d’un élévateur à
périoste → Exposition de l’os sphénoïde.
- Forage de l’os sphénoïde à l’aide d’une fraise de 4
mm, jusqu’à visualisation de l’hypophyse [voir
schéma d)]. /!\ sinus veineux latéraux.
- Hémostase de l’os spongieux avec une cire à os.
Rincer la région avec du serum physiologique stérile
entre chaque forage → Exposition de la fosse
pituitaire.
- Ouverture dans l’os cortical avec un micro-crochet.
Agrandir l’ouverture avec un trépan ou une curette
→ Exposition de l’hypophyse et des sinus veineux.
- Incision en croix de la dure mère avec un bistouri
(lame de 11) → Protrusion de l’hypophyse.
- Dissection des attaches de l’hypophyse avec la
selle turcique, à l’aide d’un micro-crochet.
- Exérèse de l’hypophyse avec une fine pince.
Prélèvement pour analyse histologique.
- Exploration de la selle turcique avec une canule
d’aspiration pour vérifier que l’hypophysectomie
soit totale.
- Placer une compresse absorbante en gélatine dans
la selle turcique (pour limiter les écoulements de
sang et de LCS). Trou de forage comblé par de la
cire à os.
- Suture du palais mou en deux plans : un plan
profond fermé par un surjet simple, avec un fil
résorbable tressé de polyglactine 3-0 (VICRYL
ND), et un plan superficiel fermé par des points
simples avec le même fil.
b) Positionnement de l’animal (D’après
Fossum, 2002).
c) Incision du palais mou après repérage des processus
hamulaires (D’après Smith et Waldron, 1993).
a) Étapes de l’hypophysectomie par voie transsphénoïdale.
d) Forage de l’os sphénoïde (D’après
Fossum, 2002).
158
La suture du palais mou est une étape qui doit être réalisée avec beaucoup d’attention
chez le chat, car des déhiscences de plaie sont relativement fréquentes (Meij et al., 2001).
Une cryohypophysectomie a été réalisée avec succès pour traiter des chats atteints
d’acromégalie mais, à notre connaissance, elle n’a jamais été utilisée pour guérir un
hypercorticisme spontané.
Elle se caractérise par l’application d’azote liquide sur l’hypophyse pendant une trentaine de
secondes. Cette technique présenterait l’avantage de détruire les tissus néoplasiques, y
compris ceux s’étendant hors de la selle turcique, tout en épargnant les tissus sains (AbramsOgg et al., 1993 ; Blois et Holmberg, 2008).
Dans tous les cas décrits dans la littérature, il n’y a pas eu de complications peropératoires chez des chats atteints d’hypercorticisme spontané ayant subi une
hypophysectomie. Une hémorragie des sinus caverneux est une complication théoriquement
possible lors de cette chirurgie (Meij et al., 2001 ; Meij et al., 2004).
5.5.3 Complications post-opératoires
La complication la plus importante est liée à la cicatrisation du palais mou. Les chats
atteints d’hypercorticisme cicatrisent mal. Après une hypophysectomie, une déhiscence du
palais mou et la présence d’une fistule oro-nasale persistante ont été constatées chez des chats
(Meij et al., 2001).
Cette mauvaise cicatrisation du palais mou entraîne l’apparition de rhinites purulentes
chroniques, des infections nasales récurrentes, ainsi que des affections de l’oreille moyenne
(Meij et al., 2001).
Une diminution de la quantité de production de larmes, pouvant conduire à une
kératoconjonctivite sèche, est également une complication observée après l’exérèse de
l’hypophyse. Elle est attribuée à une neurapraxie du nerf grand pétreux (une branche du nerf
facial), induisant un déficit sécrétoire des glandes lacrymales (Meij et al., 2001).
Elle est réversible en trois semaines environ, ce qui correspond au temps de récupération de la
fonction nerveuse. Un traitement symptomatique est mise en place en cas de
kératoconjonctivite sèche (vitamine A, chloramphénicol, cyclosporine) (Meij et al., 2001).
La réalisation d’un test de Schirmer est conseillée avant et le lendemain de la chirurgie (Meij
et al., 2001 ; Cross et al., 2012).
Dans l’étude de Meij et al. (2001), sur sept chats atteints d’hypercorticisme ayant subi
une hypophysectomie, deux n’ont pas survécu à la période post-opératoire immédiate (décès à
un et 15 jours après la chirurgie). Ils présentaient une urémie et une déshydratation, ainsi que,
selon les cas, une hypoglycémie, une diarrhée, une apnée ou des troubles neurologiques.
Certains cas décrits dans la littérature n’ont eu aucune complication dans la période
post-opératoire immédiate (Meij et al., 2001 ; Meij et al., 2004).
L’hypophyse est le lieu de synthèse de diverses hormones, telles que l’ACTH, la TSH,
la GH (Hormone de croissance), la FSH (Hormone Folliculostimulante) et la LH, ainsi que le
site de libération de l’ADH.
En raison du retrait de l’intégralité de l’hypophyse, d’autres complications sont à craindre,
telles qu’un diabète insipide, une hypothyroïdie ou une insuffisance surrénalienne.
Une supplémentation hormonale à vie est nécessaire pour éviter le développement de ces
affections.
159
5.5.4 Prise en charge post-opératoire
La période post-opératoire immédiate doit être effectuée dans une structure de soins
intensifs équipée. Une surveillance rapprochée des fonctions vitales est nécessaire, ainsi que
la réalisation d’analyses sanguines (ionogramme, glycémie, concentrations en urée et
créatinine) et des mesures de pression artérielle, au moins à trois reprises pendant les
premières 48 heures (Meij et al., 2001).
La kaliémie et la natrémie augmentent généralement en post-opératoire immédiat, mais les
valeurs restent dans les normes (Meij et al., 2001).
Une analgésie est à mettre en place, par exemple à l’aide de buprénorphine, à 0,3 µg/kg
par voie intraveineuse, toutes les huit heures (Meij et al., 2001).
La fluidothérapie, avec une éventuelle complémentation glucosée et/ou potassique, est à
adapter en fonction des résultats des paramètres électrolytiques et sanguins (Meij et al., 2002 ;
Cross et al., 2012).
Une antibiothérapie est recommandée, pendant 10 à 14 jours post-opératoires. Elle se
réalise généralement avec de l’amoxicilline-acide clavulanique, à 20 mg/kg par voie
intraveineuse au cours de l’hospitalisation post-opératoire, puis à 12,5 mg/kg par voie orale,
deux fois par jour, lorsque l’animal sort de la clinique (Meij et al., 2001).
La substitution en hormones est à initier immédiatement après la chirurgie, voire dès
l’exérèse de l’hypophyse. Elle est à continuer tout au long de la vie de l’animal (Meij et al.,
2001).
De l’hydrocortisone à 1 mg/kg, par voie intraveineuse, toutes les six heures permet
d’assurer une supplémentation en glucocorticoïdes (Meij et al., 2001 ; Fossum et Caplan, 2012).
Dès que l’animal peut déglutir, la supplémentation hormonale se réalise par voie orale. De
l’acétate de cortisone, à 1 mg/kg deux fois par jour est prescrit, puis, sur une période de quatre
semaines, la dose est progressivement diminuée, jusqu’à atteindre 0,25 mg/kg deux fois par
jour. De la prednisolone à 0,1-0,2 mg/kg/j ou de l’hydrocortione à 0,5 mg/kg/j peuvent
également être administrés (Meij et al., 2001 ; Niessen et al., 2013).
L’induction de diabète insipide est temporaire chez la plupart des patients (Niessen et al.,
2013). Il n’est généralement pas clinique en raison de l’administration systématique en postopératoire d’un analogue de la vasopressine. La desmopressine est donnée sous forme d’une
goutte dans le cul-de-sac conjonctival (préparation intranasale à 100 µg/mL), deux à trois fois
par jour, pendant deux à trois semaines (Meij et al., 2001 ; Cross et al., 2012).
La prise de boisson doit être encouragée le plus rapidement possible après la chirurgie,
afin de favoriser le retour à un équilibre électrolytique (Meij et al., 2001).
Une fois l’animal sorti d’hospitalisation, le comportement dipsique du chat est à surveiller par
le propriétaire, qui doit mesurer la prise de boisson pendant au moins quatre semaines postchirurgie. Si une polyurie persiste après l’arrêt de desmopressine, le traitement est à
reprendre. Elle peut être due à une perturbation de la libération de vasopressine et/ou à une
résistance à l’ADH (Meij et al., 2001).
Aucun des cinq chats en rémission étudiés par Meij et al. (2001) n’a nécessité un traitement à
la desmopressine après les deux semaines habituelles post-hypophysectomie.
De la thyroxine, à 10-20 µg/kg-15, deux fois par jour, est également administrée par
voie orale, à vie (Meij et al., 2001 ; Fossum et Caplan, 2012).
160
Chez les chats diabétiques, la dose d’insuline à administrer est fonction de la glycémie,
qui doit être suivie très régulièrement en période post-opératoire immédiate.
Chez deux chats, il y a eu une rémission complète du diabète sucré entre un et cinq mois après
l’hypophysectomie (Meij et al., 2001 ; Meij et al., 2004).
L’animal peut sortir de l’hôpital dès qu’il est stabilisé, qu’il mange et boit
spontanément, en général entre deux et sept jours après la chirurgie (Meij et al., 2001 ; Meij et
al., 2004).
Évaluer la fonction endocrinienne avec des tests adaptés (concentration plasmatique en
thyroxine, tests de la fonction surrénalienne : voir partie 4.3.3.3) est conseillé tous les quatre à
six mois (Meij et al., 2002).
5.5.5 Pronostic après une hypophysectomie
Dans l’étude de Meij et al. (2001), sept chats atteints d’hypercorticisme, dû à un
adénome hypophysaire, ont subi une hypophysectomie.
Cinq sur sept sont vivants six mois après la chirurgie. Deux d’entre eux sont morts dans les
deux semaines suivant l’intervention. L’un d’un lymphome intestinal associé à une
myocardite, et l’autre d’une polykystose rénale associée à une fibrose hépatique et
pancréatique, ainsi qu’une nécrose corticocérébrale.
Il est nécessaire d’avoir recherché les maladies concomitantes avant d’effectuer une
hypophysectomie, pour adapter le traitement pré et post-opératoire, mais aussi pour donner
une estimation du pronostic au propriétaire (Cross et al., 2012).
Cependant, certaines affections peuvent avoir été masquées par les conséquences de
l’hypercorticisme spontané, et sont découvertes seulement après la chirurgie (Meij et al., 2001).
Un chat a été euthanasié six mois après la chirurgie, en raison d’une anorexie et d’une
anémie (dont les origines n’ont pas pu être déterminées) et un autre huit mois après
l’intervention à cause d’infections nasales récurrentes dues à des déhiscences partielles du
palais mou (Meij et al., 2001).
Une rémission chez les cinq autres chats de l’étude de Meij et al. (2001) a été constatée
deux mois après la chirurgie. La polydipsie et la polyphagie ont disparu, le poil a repoussé et
le ratio RCCU a diminué.
Le diabète a été résolu chez deux chats sur les quatre diabétiques, quatre semaines et cinq
mois respectivement après la chirurgie. Après l’exérèse de l’hypophyse, la gluconéogenèse et
la résistance à l’insuline diminuent fortement, d’où un besoin en insuline exogène réduit voir
absent (Meij et al., 2004 ; Niessen et al., 2013).
Un scanner a été réalisé chez trois de ces patients, 7 à 18 semaines après l’hypophysectomie.
Aucune rémanence hypophysaire n’a été observée.
Deux chats ont survécu au moins 15 et 46 mois après la chirurgie.
Un animal a rechuté 19 mois après la chirurgie, en présentant des signes
d’hypercorticisme. Un scanner a été réalisé sept semaines après l’hypophysectomie, et a
révélé la présence d’un tissu, probablement hypophysaire, au centre de la fosse pituitaire.
Aucun traitement n’a été mis en place et le chat est décédé neuf mois plus tard.
161
Le taux de récidive augmente avec le temps. Cela peut s’expliquer par la présence de cellules
corticotropes fonctionnelles dans la selle turcique, par une transformation néoplasique des
cellules corticotropes, ou par la présence de cellules résiduelles de la tumeur hypophysaire
(Meij et al., 2002).
L’observance du traitement médical ainsi que des suivis réguliers chez le vétérinaire
sont fondamentaux. Lorsque l’animal est diabétique, la dose d’insuline doit être ajustée très
régulièrement dans les jours à semaines post-opératoires.
Un chat est décédé brutalement deux semaines après une hypophysectomie en raison, très
probablement, d’une crise d’hypoglycémie après avoir reçu une dose d’insuline, sans avoir eu
d’alimentation et possiblement sans avoir reçu un substitut de glucocorticoïdes (Meij et al.,
2004 ; Niessen et al., 2013).
L’hypophysectomie est une opération curative, réalisée avec succès chez des chats
atteints d’hypercorticisme d’origine hypophysaire, ainsi que chez des chats atteints
d’acromégalie (Meij et al., 2002 ; Meij et al., 2010 ; Niessen et al., 2013).
C’est une intervention chirurgicale complexe, qui nécessite une équipe spécialisée et
expérimentée, ainsi que du matériel d’imagerie médicale avancé. Cette opération représente
un coût important, qui est majoré à long terme par la nécessité d’un traitement médical postopératoire, tout au long de la vie de l’animal.
Des suivis réguliers chez le vétérinaire sont fondamentaux pour ajuster les doses des
différentes molécules, et pour évaluer l’état général du patient afin de prévenir le plus
précocement possible d’éventuelles rechutes.
Le succès de l’opération réside essentiellement dans les compétences du chirurgien et la
qualité de l’unité de soins intensifs. Sur le long terme, l’observance de l’administration du
traitement par les propriétaires conditionnent le temps de survie de l’animal.
À l’heure actuelle, peu de vétérinaires ont la capacité de réaliser cette opération. Le
succès obtenu chez plusieurs chats est encourageant, d’autant plus que des moyens d’imagerie
médicale (scanner, IRM) se développent de plus en plus.
Cependant, d’autres études seraient nécessaires pour évaluer les effets à long terme chez des
chats atteints d’hypercorticisme d’origine hypophysaire. Des travaux seraient à réaliser chez
le chat pour pouvoir comparer le bénéfice d’une hypophysectomie en comparaison avec le
traitement médical de cette affection et avec la surrénalectomie bilatérale.
162
CONCLUSION
Les affections des glandes surrénales chez le chat sont rares mais variées.
Elles sont principalement dues à des dysfonctionnements des corticosurrénales ; la pathologie
médullosurrénalienne étant limitée aux phéochromocytomes, qui sont exceptionnels dans
l’espèce féline.
La pathologie surrénalienne est rare chez les chats, mais de plus en plus de cas sont rapportés
ces dernières années, laissant penser que les troubles corticosurrénaliens seraient plus présents
que ce qui est communément admis. Actuellement, l’hyperaldostéronisme primaire puis
l’hypercorticisme spontané sont les affections surrénaliennes les plus fréquentes chez le chat.
Les affections surrénaliennes semblent être sous-diagnostiquées dans l’espèce féline, ce
qui est probablement lié aux difficultés pour établir un diagnostic. Les signes cliniques sont
généralement peu spécifiques et les examens permettant d’établir un diagnostic de certitude
ne sont pas toujours facilement accessibles pour le praticien.
Le développement de l’imagerie médicale chez les vétérinaires, notamment de l’échographie,
offre de nouvelles perspectives pour établir une suspicion de trouble surrénalien. Certains
tests biologiques ne sont pas encore disponibles en France, mais pourraient l’être dans
l’avenir.
Les affections surrénaliennes cliniquement exprimées sont des maladies graves, pouvant
rapidement engager le pronostic vital de l’animal. Elles nécessitent un traitement médical sur
le long terme et/ou une intervention chirurgicale.
La surrénalectomie est le traitement de choix face à des tumeurs surrénaliennes sécrétantes,
mais elle nécessite une équipe chirurgicale expérimentée car cette opération est délicate et
potentiellement source de graves complications.
Le pronostic de survie est généralement bon si l’animal survit à la période post-chirurgicale
immédiate, ce qui est conditionné par une bonne gestion médicale pré, per et post-opératoire.
163
164
BIBLIOGRAPHIE
ABRAMS-OGG ACG, HOLMBERG DL, STEWART WA, CLAFFEY FP. (1993).
Acromegaly in a cat: diagnosis by magnetic resonance imaging and treatment by
cryohypophysectomy. Can. Vet. J., 34, 682-685.
ADIN CA, NELSON RW. (2012). Adrenal glands. In : TOBIAS KM, JOHNSTON SA
(editors). Veterinary surgery small animal. Vol. 2., St Louis, Saunders, 2033-2042.
AHN A. (1994). Hyperaldosteronism in cats. Semin. Vet. Med. Surg. (Small Anim.), 9, 153157.
ALTERA KP, MILLER LN. (1986). Recognition of feline parovarian nodules as ectopic
adrenocortical tissue. J. Am. Vet. Med. Assoc., 189, 71-72.
ASH RA, HARVEY AM, TASKER S. (2005). Primary hyperaldosteronism in the cat: a series
of 13 cases. J. Feline Med. Surg., 7, 173-182.
BARONE R. (1996). Anatomie comparée des mammifères domestiques. Tome 5 : Angiologie.
Paris, Vigot. 904 p.
BARTHEZ P. (2004). Médecine nucléaire chez les animaux de compagnie. EMC-Vét., 1, 191198.
BARTHEZ PY, MARKS SL, WOO J, FELDMAN EC, MATTEUCCI M. (1997).
Pheochromocytoma in dogs: 61 cases (1984-1995). J. Vet. Intern. Med., 11, 272-278.
BARTHEZ PY, NYLAND TG, FELDMAN EC. (1998). Ultrasonography of the adrenal
glands in the dog, cat, and ferret. Vet. Clin. North Am. Small Anim. Pract., 28, 869-685.
BAUMSTARK ME, SIEBER-RUCKSTUHL NS, MÜLLER C, WENGER M, BORETTI FS,
REUSCH CE, et al. (2014). Evaluation of aldosterone concentrations in dogs with
hypoadrenocorticism. J. Vet. Intern. Med., 28, 154-159.
BECKMAN DL, IAMS SG. (1979). Circulating catecholamines in cats before and after lethal
head injury. Proc. Soc. Exp. Biol. Med., 160, 200-202.
BELL R, MELLOR DJ, RAMSEY I, KNOTTENBELT C. (2005). Decreased sodium :
potassium ratios in cats : 49 cases. Vet. Clin. Pathol., 34, 110-114.
BENCHEKROUN G, DE FORNEL-THIBAUD P, DUBORD M, DOSSIN O, FRACASSI F,
RANNOU B, et al. (2012). Plasma ACTH precursors in cats with pituitary-dependent
hyperadrenocorticism. J. Vet. Intern. Med., 26, 575-581.
BERGER SL, REED JR. (1993). Traumatically induced hypoadrenocorticism in a cat. J Am
Hosp Ass, 29, 337-339.
165
BERL T, CADNAPAPHORNCHAI P, HARBOTTLE JA, SCHRIER RW. (1974).
Mechanism of suppression of vasopressin during alpha-adrenergic stimulation with
norepinephrine. J. Clin. Invest., 53, 219-227.
BERRY CR, DEGRADO TR, NUTTER F, GARG PK, BREITSCHWERDT EB,
SPAULDING K, et al. (2002). Imaging of pheochromocytoma in 2 dogs using p-[18F]
fluorobenzylguanidine. Vet. Radiol. Ultrasound, 43, 183-186.
BERTAZZOLO W, DIDIER M, GELAIN ME, ROSSI S, CRIPPA L, AVALLONE G, et al.
(2014). Accuracy of cytology in distinguishing adrenocortical tumors from
pheochromocytoma in companion animals. Vet. Clin. Pathol., 43, 453-459.
BLOIS SL, HOLMBERG D. (2008). Cryohypophysectomy used in the treatment of a case of
feline acromegaly. J. Small Anim. Pract., 49, 596-600.
BOAG AK, NEIGER R, CHURCH DB. (2004). Trilostane treatment of bilateral adrenal
enlargement and excessive sex steroid hormone production in a cat. J. Small Anim. Pract., 45,
263-266.
BOORD M, GRIFFIN C. (1999). Progesterone secreting adrenal mass in a cat with clinical
signs of hyperadrenocorticism. J. Am. Vet. Med. Assoc., 214, 666-669.
BRADDOCK JA, CHURCH DB, ROBERTSON ID, WATSON ADJ. (2003). Trilostane
treatment in dogs with pituitary-dependent hyperadrenocorticism. Aust. Vet. J., 81, 600-607.
BRADY CA, VITE CH, DROBATZ KJ. (1999). Severe neurologic sequelae in a dog after
treatment of hypoadrenal crisis. J. Am. Vet. Med. Assoc., 215, 222-225.
BRAIN PH. (1997). Trauma-induced hypoadrenocorticism in a cat. Aust. Vet. Pract., 27, 178181.
BRISCOE K, BARRS VR, FOSTER DF, BEATTY JA. (2009). Hyperaldosteronism and
hyperprogesteronism in a cat. J. Feline Med. Surg., 11, 758-762.
BRÖMEL C, NELSON RW, FELDMAN EC, MUNRO CJ, KASS PH, VICO AE, et al.
(2013). Serum inhibin concentration in dogs with adrenal gland disease and in healthy dogs. J.
Vet. Intern. Med., 27, 76-82.
BROWN AL, BEATTY JA, LINDSAY SA, BARRS VR. (2012). Severe systemic
hypertension in a cat with pituitary-dependent hyperadrenocorticism. J. Small Anim. Pract.,
53, 132-135.
CALSYN JD, GREEN RA, DAVIS GJ, REILLY CM. (2010). Adrenal pheochromocytoma
with contralateral adrenocortical adenoma in a cat. J. Am. Anim. Hosp. Assoc., 46, 36-42.
CAPEN CC. (2007). Endocrine glands. In : MAXIE MG. (editor). Pathology of domestic
animals. Vol 3. 5th ed., Philadelphia, Saunders-Elsevier, 325-428.
166
CARPENTER JL, ANDREWS LK, HOLZWORTH J. (1987). Tumors and tumor-like lesions.
In : HOLZWORTH J. (editor). Diseases of the cat. Medicine and surgery. Philadelphia, W.B.
Saunders Company, 406-596.
CAUVIN AL, WITT AL, GROVES E, NEIGER R, MARTINEZ T, CHURCH DB. (2003).
The urinary corticoid : creatinine ratio (UCCR) in healthy cats undergoing hospitalisation. J.
Feline Med. Surg., 5, 329-333.
CHASTAIN CB, GANJAM VK. (1986). Clinical Endocrinology of companion animals.
Philadelphia, Lea and Febiger, 568 p.
CHETBOUL V, BUREAU-AMAGLIO A, TESSIER-VETZEL D, POUCHELON JL. (2005).
Examen échographique des surrénales. In : Échographie et doppler du chien et du chat. Paris,
Masson, 187-207.
CHIARAMONTE D, GRECO DS. (2007). Feline adrenal disorders. Clin. Techn. Small Anim.
Pract., 22, 26-31.
CHUN R, JAKOVLJEVIC S, MORRISON WB, DENICOLA DB, CORNELL KK. (1997).
Apocrine gland adenocarcinoma and pheochromocytoma in a cat. J. Am. Anim. Hosp. Assoc.,
33, 33-36.
COMBES A, SAUNDERS JH. (2014). Ultrasonographic examination of the feline adrenal
glands : A review. Revue vétérinaire clinique, 49, 1-12.
COMBES A, VANDERMEULEN E, DUCHATEAU L, PEREMANS K, DAMINET J,
SAUNDERS J. (2012). Ultrasonographic measurements of adrenal glands in cats with
hyperthyroidism. Vet. Radiol. Ultrasound, 53, 210-116.
COMBES A, PEY P, PAEPE D, ROSENBERG D, DAMINET S, PUTCUYPS I et al. (2013).
Ultrasonographic appearance of adrenal glands in healthy and sick cats. J. Feline Med. Surg.,
15, 445-457.
COMBES A, STOCK E, VAN DER VEKENS E, DUCHATEAU L, VAN RYSSEN B,
SAUNDERS JH. (2014). Ultrasonographical examination of feline adrenal glands: intra- and
inter-observer variability. J. Feline Med. Surg., 16, 937-942.
COMBRISSON H. (2011). Glandes endocrines. Polycopié. École Nationale Vétérinaire
d’Alfort, Unité pédagogique de physiologie-thérapeutique, 60 p.
CORDONNIER N, FONTAINE JJ. (2005). Histologie. Le système endocrine. Polycopié.
École Nationale Vétérinaire d’Alfort, Unité pédagogique d’histologie et d’anatomie
pathologique, 35 p.
CROSS E, MORELAND R, WALLACK S. (2012). Feline pituitary-dependent
hyperadrenocorticism and insulin resistance due to a plurihormonal adenoma. Top. Compan.
Anim. Med., 27,8-20.
DAVIS MK, SCHOCHET RA, WRIGLEY R. (2012). Ultrasonographic identification of
vascular invasion by adrenal tumors in dogs. Vet. Radiol. Ultrasound, 53, 442-445.
167
DECLUE AE, BRESHEARS LA, PARDO ID, KERL ME, PERLIS J, COHN LA. (2005).
Hyperaldosteronism and hyperprogesteronism in a cat with an adrenal cortical carcinoma. J.
Vet. Intern. Med., 19, 355-358.
DECLUE AE, MARTIN LG, BEHREND EN, COHN LA, DISMUKES DI, LEE HP. (2011).
Cortisol and aldosterone response to various doses of cosyntropin in healthy cats. J. Am. Vet.
Med. Assoc., 238, 176-182.
DJAJADININGRAT-LAANEN SC, GALAC S, CAMMELBEECK SE, VAN LAAR KJ,
BOER P, KOOISTRA HS. (2008). Urinary aldosterone to creatinine ratio in cats before and
after suppression with salt or fludrocortisone acetate. J. Vet. Intern. Med., 22, 1283-1288.
DJAJADININGRAT-LAANEN SC, GALAC S, KOOISTRA S. (2011). Primary
hyperaldosteronism expanding the diagnostic net. J. Feline Med. Surg., 13, 641-650.
DRAZNER FH. (1987). Small Animal Endocrinology. New York, Churchill Livingstone, 508
p.
DUESBERG CA, NELSON RW, FELDMAN EC, VADEN SL, SCOTT-MONCRIEFF CR.
(1995). Adrenalectomy for treatment of hyperadrenocorticism in cats: 10 cases (1988-1992).
J. Am. Vet. Med. Assoc., 207, 1066-1070.
DYCE KM, SACK WO, WENSING CJG. (2002). Textbook of veterinary anatomy. 3rd ed.
Philadelphia, Saunders, 840 p.
EGER CE, ROBINSON WF, HUXTABLE CRR. (1983). Primary aldosteronism (Conn’s
syndrome) in a cat ; a case report and review of comparative aspects. J. Small Anim. Pract.,
24, 293-307.
FELDMAN EC, NELSON RW. (2000). Acromegaly and hyperadrénocorticisme in cats : a
clinical perspective. J. Feline Med. Surg., 2, 153-158.
FELDMAN EC, NELSON RW, REUSCH CE, et al. (2015). Canine and feline endocrinology
and reproduction. 4rth ed. St Louis, Elsevier Saunders, 669 p.
FERASIN L. (2001). Iatrogenic hyperadrenocorticism in a cat following a short therapeutic
course of methylprednisolone acetate. J. Feline Med. Surg., 3, 87-93.
FLOOD SM, RANDOLPH JF, GELZER ARM, REFSAL K. (1999). Primary
hyperaldostéronisme in two cats. J. Am. Anim. Hosp. Assoc., 35, 411-416.
FONTAINE JJ. (2006). Lésions des glandes endocrines. Polycopié. École Nationale
Vétérinaire d’Alfort, Unité pédagogique d’histologie et d’anatomie pathologique, 54 p.
FOSSUM TW. (2002). Surgery of the endocrine system. In : Small animal surgery. 2nd ed.,
Paris, St Louis, Missouri, Mosby, 487-530.
FOSSUM TW, CAPLAN ER. (2012). Surgery of the endocrine system. In : Small animal
surgery. 4th ed., St Louis, Amsterdam, Elsevier, 633-684.
168
FRACASSI F, MANDRIOLI L, DIANA A, HILBE M, GRINWIS G, GANDINI G. (2007).
Pituitary macroadenoma in a cat with diabetes mellitus, hypercortisolism and neurological
signs. J. Vet. Med. A., 54, 359-363.
FRANK PM. (2013). The peritoneal space. In : THRALL DE. (editor). Textbook of Veterinay
Diagnostic Radiology. 6th ed., St Louis, Elsevier-Saunders, 659-678.
FUJISAWA H, OKUNO S. (2005). Regulatory mechanism of tyrosine hydroxylase activity.
Biochem. Biophys. Res. Commun., 338, 271-276.
GOOSSENS MMC, MEYER HP, VOORHOUT G, SPRANG EPM. (1995). Urinary
excretion of glucocorticoids in the diagnosis of hyperadrénocorticisme in cats. Domest. Anim.
Endocrinol., 12, 355-362.
GOOSSENS MMC, FELDMAN EC, NELSON RW, THEON AP, KOBLIK PD, ELLIOTT
DA et al. (1998). Cobalt 60 irradiation of pituitary gland tumors in three cats with
acromegaly. J. Am. Vet. Med. Assoc., 213, 374-376.
GOY-THOLLOT I, ARPAILLANGE C. (2000). Anatomie et physiologie des glandes
surrénales. Point Vét., 31, 63-64.
GRAVES TK. (2010). Hypercortisolism in Cats (Feline Cushing’s Syndrome). In :
ETTINGER S, FELDMAN EC. (editors). Textbook of veterinary internal medicine. 7th ed.
Edinburgh, Elsevier Saunders, 1840-1847.
GRECO DS. (2007). Hypoadrenocorticism in small animals. Clin. Techn. Small Anim. Pract.,
22, 32-35.
GUNN-MOORE D. (2005). Feline endocrinopathies. Vet. Clin. North Am. Small Anim.
Pract., 35, 171-210.
GUNN-MOORE D, SIMPSON K. (2013-a). Hypoadrenocorticism in cats. In : RAND J,
BEHREND EN. (editors). Clinical endocrinology of companion animals. Ames, Iowa, WileyBlackwell, 22-27.
GUNN-MOORE D, SIMPSON K. (2013-b). Hyperadrenocorticism in cats. In : RAND J,
BEHREND EN. (editors). Clinical endocrinology of companion animals. Ames, Iowa, WileyBlackwell, 71-79.
GUNN-MOORE D, SIMPSON K. (2013-c). Pheochromocytoma in cats. In : RAND J,
BEHREND EN. (editors). Clinical endocrinology of companion animals. Ames, Iowa, WileyBlackwell, 137-142.
HARVEY AM, REFSAL KR (2013). Primary hyperaldosteronism. In : RAND J, BEHREND
EN, GUNN-MOORE D. (editors). Clinical endocrinology of companion animals. Ames,
Iowa, Wiley-Blackwell, 115-127.
HÉBERT F. (2005). Guide pratique des urgences canines et félines. Paris, Med’Com éditions,
256 p.
169
HÉBERT F, BULLIOT C. (2010). Guide pratique de médecine interne chien, chat et NAC.
Paris, Med’Com editions, 752 p.
HENRY JC, BREWER WG Jr, MONTGOMERY RD, GROTH AH Jr, CARTEE RE,
GRIFFIN KS. (1993). Adrenal pheochromocytoma. J. Vet. Intern. Med., 7, 199-201.
HOCK CE. (2011). Atypical hypoadrenocorticism in a Birman cat. Can. Vet. J., 52, 893-896.
HOLZWORTH J, COFFIN DL. (1953). Pancreatic insufficiency and diabetes mellitus in a
cat. Cornell Vet., 43, 502-512.
HULLINGER RL, ANDRISANI OM. (2006). Endocrine system. In : EURELL, JA.,
FRAPPIER BL. (editors). Dellmann's Textbook of veterinary histology. 6th ed., Oxford,
Blackwell Publishing, 298-319.
IMMINK WF, VAN TOOR AJ, VOS JH, VAN DER LINDE-SIPMAN JS, LUBBERINK
AA. (1992). Hyperadrenocorticism in four cats. Vet. Q., 14, 81-85.
JAVADI S, SLINGERLAND LI, VAN DE BEEK MG, BOER P, BOER WH, MOL JA et al.
(2004). Plasma renin activity and plasma concentrations of aldosterone, cortisol,
adrenocorticotropic hormone, and α-melanocyteŔstimulating hormone in healthy cats. J. Vet.
Intern. Med., 18, 625-631.
JAVADI S, DJAJADININGRAT-LAANEN SC, KOOISTRA HS, VAN DONGEN AM,
VOORHOUT G, VAN SLUIJS FJ, et al. (2005). Primary hyperaldosteronism, a mediator of
progressive renal disease in cats. Domest. Anim. Endocrinol., 28, 85-104.
JENSEN JL, HENIK RA, BROWNFIELD M, ARMSTRONG J. (1997). Plasma renin
activity and angiotensin I and aldosterone concentrations in cats with hypertension associated
with chronic renal disease. Am. J. Vet. Res., 58, 535-540.
JOHNESSEE JS, PETERSON ME, GILBERTSON SR. (1983). Primary hypoadrenocorticism
in a cat. J. Am. Vet. Med. Assoc., 183, 881-882.
JOHNSON CA. (2013). Estrogen-and androgen-related disorders. In : RAND J, BEHREND
EN, GUNN-MOORE D. (editors). Clinical endocrinology of companion animals. Ames,
Iowa, Wiley-Blackwell, 467-486.
JOHNSTON DE. (1988). Glandes endocrines. Adrénalectomie chez le chien. In : BOJRAB
MJ, CRANE SW, ARNOCZKY SP. Techniques actuelles de chirurgie des petits animaux.
Vol.2. 2ème éd, Paris, Vigot, 3-6.
KASABALIS D, BODINA E, SARIDOMICHELAKIS MN. (2012). Severe hypoglycaemia
in a cat with primary hypoadrenocorticism. J. Feline Med. Surg., 14, 755-758.
KASER-HOTZ B, ROHRER CR, STANKEOVA S, WERGIN M, FIDEL J, REUSCH C.
(2002). Radiotherapy of pituitary tumours in five cats. J. Small Anim. Pract., 43, 303-307.
KERAVEL O, CANIVET S. (2011). Guide pratique du scanner en médecine et chirurgie
vétérinaire canine et féline. Paris, Med’com Editions, 152 p.
170
KIMITSUKI K, BOONSRIROJ H, KOJIMA D, PARK CH. (2014). A case report of feline
pituitary carcinoma with hypercortisolism. J. Vet. Med. Sci., 76, 133-138.
KNIGHTON EL. (2004). Congenital adrenal hyperplasia secondary to 11-β-hydroxylase
deficiency in a domestic cat. J. Am. Vet. Med. Assoc., 225, 238-241.
KOBAYASHI R, OHSAKI Y, YASUNO K, OGIHARA K, KASAI T, CHAMBERS JK, et
al. (2012). A malignant and metastasizing feline cardiac ganglioneuroma. J. Vet. Diagn.
Invest., 24, 412-417.
LABELLE P, DE COCK HE. (2005). Metastatic tumors to the adrenal glands in domestic
animals. Vet. Pathol., 42, 52-58.
LABELLE P, KYLES AE, FARVER TB, DE COCK HE. (2004). Indicators of malignancy of
canine adrenocortical tumors: histopathology and proliferation index. Vet. Pathol., 41, 490497.
LIEBERMAN LL. (1954). Feline adenocarcinoma of the larynx with metastasis to the adrenal
gland. J. Am. Vet. Med. Assoc., 125, 152-154.
LO AJ, HOLT DE, BROWN DC, SCHLICKSUP MD, ORSHER RJ, AGNELLO KA.
(2014). Treatment of aldosterone-secreting adrenocortical tumors in cats by unilateral
adrenalectomy: 10 cases (2002-2012). J. Vet. Intern. Med., 28, 137-143.
LOMBARD C. (1940). Les cancers et tumeurs du chat. Rec. Méd. Vét., 116, 193-212.
LOWE AD, CAMPBELL KL, GRAVES T. (2008). Glucocorticoids in the cat. Vet.
Dermatol., 19, 340-347.
MACDONALD KA, KITTLESON MD, KASS PH, WHITE SD. (2008). Effect of
spironolactone on diastolic function and left ventricular mass in Maine Coon cats with
familial hypertrophic cardiomyopathy. J. Vet. Intern. Med., 22, 335-341.
MACKAY AD, HOLT PE, SPARKES AH. (1999). Successful surgical treatment of a cat
with primary aldosteronism. J. Feline Med. Surg., 1, 117-122.
MAHER ER Jr, MCNIEL EA. (1997). Pheochromocytoma in dogs and cats. Vet. Clin. North
Am. Small Anim. Pract., 27, 359-380.
MARTIN PA, CRUMP MH. (2003). The adrenal gland. In : PINEDA MH, DOOLEY MP
(editors). McDonald’s veterinary endocrinology and reproduction. 5th ed. Ames, Iowa, 165200.
MASON K. (1988). A hereditary disease in burmese cats manifested as an episodic weakness
with head nodding and neck ventroflexion. J. Am. Anim. Hosp. Assoc., 24, 147-151.
MAYER MN, GRECO DS, LARUE SM. (2006). Outcomes of pituitary tumor irradiation in
cats. J. Vet. Intern. Med., 20, 1151-1154.
171
MEEKING S. (2007). Treatment of Acute Adrenal Insufficiency. Clin. Techn. Small Anim.
Pract., 22, 36-39.
MEIJ BP, VOORHOUT G, VAN DEN INGH TS, RIJNBERK A. (2001). Transsphenoidal
hypophysectomy for treatment of pituitary-dependent hyperadrenocorticism in 7 cats. Vet.
Surg., 30, 72-86.
MEIJ BP, VOORHOUT G, RIJNBERK A. (2002). Progress in transsphenoidal
hypophysectomy for treatment of pituitary-dependent hyperadrenocorticism in dogs and cats.
Mol. Cell. Endocrinol., 197, 89-96.
MEIJ BP, VAN DER VLUGT-MEIJER RH, VAN DEN INGH TS, RIJNBERK A. (2004).
Somatotroph and corticotroph pituitary adenoma (double adenoma) in a cat with diabetes
mellitus and hyperadrenocorticism. J. Comp. Pathol., 130, 209-215.
MEIJ BP, AURIEMMA E, GRINWIS G, BUIJTELS JJ, KOOISTRA HS. (2010). Successful
treatment of acromegaly in a diabetic cat with transsphenoidal hypophysectomy. J. Feline
Med. Surg., 12, 406-410.
MELER EN, SCOTT-MONCRIEFF JC, PETER AT, BENNETT S, RAMOS-VARA J,
SALISBURY SK, et al. (2011). Cyclic estrous-like behavior in a spayed cat associated with
excessive sex-hormone production by an adrenocortical carcinoma. J. Feline Med. Surg., 13,
473-478.
MELLETT KEITH AM, BRUYETTE D, STANLEY S. (2013). Trilostane therapy for
treatment of spontaneous hyperadrenocorticism in cats: 15 cases (2004-2012). J. Vet. Int.
Med., 27, 1471-1477.
MILLARD RP, PICKENS EH, WELLS KL. (2009). Excessive production of sex hormones
in a cat with an adrenocortical tumor. J. Am. Vet. Med. Assoc., 234, 505-508.
MOISSONNIER P. (2006). Exérèse des glandes surrénales chez le chien et le chat. Point Vét.,
37, 116-119.
MOORE LE, BILLER DS, OLSEN DE. (2000). Hyperadrenocorticism treated with
metyrapone followed by bilateral adrenalectomy in a cat. J. Am. Vet. Med. Assoc., 217, 691694.
MYERS NC. (1997). Adrenal incidentalomas. Diagnostic workup of the incidentally
discovered adrenal mass. Vet. Clin. North Am. Small Anim. Pract., 27, 381-399.
NEIGER R, WITT AL, NOBLE A, GERMAN AJ. (2004). Trilostane therapy for treatment of
pituitary-dependent hyperadrenocorticism in 5 cats. J. Vet. Intern. Med., 18, 160-164.
NELSON RW, FELDMAN EC, SMITH MC. (1988). Hyperadrenocorticism in cats: seven
cases (1978-1987). J. Am. Vet. Med. Assoc., 193, 245-250.
NIESSEN SJ, CHURCH DB, FORCADA Y. (2013). Hypersomatotropism, acromegaly, and
hyperadrenocorticism and feline diabetes mellitus. Vet. Clin. North Am. Small Anim. Pract.,
43, 319-350.
172
NYLAND TG, MATTOON JS, HERRGESELL EJ, WISNER ER. (2002). Adrenal glands. In
: Small animal diagnostic ultrasound. 2nd ed., Philadelphia, W.B. Saunders company, 196206.
O'ROURKE MD, GEIB LW. (1970). Endometrial adenocarcinoma in a cat. Cornell Vet., 60,
598-604.
OWENS SL, DOWNEY ME, PRESSLER BM, BIRKENHEUER AJ, CHANDLER DW,
SCOTT-MONCRIEFF JC. (2012). Congenital adrenal hyperplasia associated with mutation
in an 11β-hydroxylase-like gene in a cat. J. Vet. Intern. Med., 26, 1221-1226.
PARNELL NK, POWELL LL, HOHENHAUS AE, PATNAIK AK, PETERSON ME.
(1999). Hypoadrenocorticism as the primary manifestation of lymphoma in two cats. J. Am.
Vet. Med. Assoc., 214, 1208-1211.
PATNAIK AK, ERLANDSON RA, LIEBERMAN PH, WELCHES CD, MARRETTA SM.
(1990). Extra-adrenal pheochromocytoma (paraganglioma) in a cat. J. Am. Vet. Med. Assoc.,
197, 104-106.
PETERSON ME, GRECO DS, ORTH DN. (1989). Primary hypoadrenocorticism in ten cats.
J. Vet. Intern. Med., 3, 55-58.
PETERSON ME, RANDOLPH JF, MOONEY CT. (1994). Endocrine disease. In :
SHERDING RG (editor). The cat : diseases and clinical management. Vol.2. 2nd ed. New
York, Churchill Livingston, 1403-1506.
QUANTE S, SIEBER-RUCKSTUHL N, WILHELM S, FAVROT C, DENNLER M,
REUSCH C. (2009). Hyperprogesteronismus infolge bilateraler nebennierenrindenkarzinome
bei einer katze mit diabetes mellitus. Schweiz. Arch. Tierheilk., 151, 437-442.
REED N, GUNN-MOORE D. (2013). Primary functioning adrenal tumors producing signs
similar to hyperadrenocorticism including atypical syndromes in cats. In : RAND J,
BEHREND EN. (editors). Clinical endocrinology of companion animals. Ames, Iowa, WileyBlackwell, 80-85.
REIMER SB, PELOSI A, FRANK JD, STEFICEK BA, KIUPEL M, HAUPTMAN JG.
(2005). Multiple endocrine neoplasia type I in a cat. J. Am. Vet. Med. Assoc., 227, 101-104.
REINE NJ, HOHENHAUS AE, PETERSON ME, PATNAIK AK. (1999).
Deoxycorticosterone-secreting adrenocortical carcinoma in a dog. J. Vet. Intern. Med., 13,
386-390.
REUSCH CE, STEFFEN T, HOERAUF A. (1999). The efficacy of L-deprenyl in dogs with
pituitary-dependent hyperadrenocorticism. J. Vet. Intern. Med., 13, 291-301.
RIJNBERK A, VOORHOUT G, KOOISTRA HS, VAN DER WAARDEN RJ, VAN SLUIJS
FJ, IJZER J, et al. (2001). Hyperaldosteronism in a cat with metastasised adrenocortical
tumour. Vet. Q., 23, 38-43.
173
ROCCABIANCA P, RONDENA M, PALTRINIERI S, POCACQUA V, SCARPA P,
FAVERZANI S, et al. (2006). Multiple endocrine neoplasia type I-like syndrome in two cats.
Vet. Pathol., 43, 345-352.
ROSE SA, KYLES AE, LABELLE P, PYPENDOP BH, MATTU JS, FOREMAN O, et al.
(2007). Adrenalectomy and caval thrombectomy in a cat with primary hyperaldosteronism. J.
Am. Anim. Hosp. Assoc., 43, 209-214.
ROSSMEISL JH, SCOTT-MONCRIEFF JCR, SIEMS J, SNYDER PW, WELLS A,
ANOTHAYANONTHAN L, et al. (2000). Hyperadrenocorticism and hyperprogesteronemia
in a cat with an adrenocortical adenocarcinoma. J. Am. Anim. Hosp. Assoc., 36, 512-517.
SCHULTZ R, WISNER E, JOHNSON E, MACLEOD JS. (2009). Contrast-enhanced,
computed tomography as a preoperative indicator of vascular invasion from adrenal masses in
dogs. Vet. Radiol. Ultrasound, 50, 625-629.
SCOTT-MONCRIEFF JCR. (2010). Hypoadrenocorticism. In : ETTINGER S, FELDMAN
EC. (editors). Textbook of veterinary internal medicine. 7th ed. Edinburgh, Elsevier Saunders,
1847-1857.
SELLON RK, FIDEL J, HOUSTON R, GAVIN PR. (2009). Linear-accelerator-based
modified radiosurgical treatment of pituitary tumors in cats: 11 cases (1997-2008). J. Vet.
Intern. Med., 23, 1038-1044.
SHARMAN M, FITZGERALD L, KIUPEL M. (2013). Concurrent somatotroph and
plurihormonal pituitary adenomas in a cat. J. Feline Med. Surg., 15, 945-952.
SICKEN J, NEIGER R. (2013). Addisonian crisis and severe acidosis in a cat : a case of
feline hypoadrenocorticism. J. Feline Med. Surg., 15, 941-944.
SMITH MC, FELDMAN EC. (1987). Plasma endogenous ACTH concentrations and plasma
cortisol responses to synthetic ACTH and dexamethasone sodium phosphate in healthy cats.
Am. J. Vet. Res., 48, 1719-1724.
SMITH MM, WALDRON DR. (1993). Atlas of approaches for general surgery of the dog
and cat. Philadelphia, W.B Saunders Company, 398 p.
SMITH RR, MAYHEW PD, BERENT AC. (2012). Laparoscopic adrenalectomy for
management of a functional adrenal tumor in a cat. J. Am. Vet. Med. Assoc., 241, 368-372.
SOWERS JR, WHALEY-CONNELL A, EPSTEIN M. (2009). The emerging clinical
implications of the role of aldosterone in the metabolic syndrome and resistant hypertension.
Ann. Intern. Med., 150, 776-783.
SPADA E, PROVERBIO D, GIUDICE C, DIGIANCAMILLO M, LODI M, PEREGO R.
(2010). Pituitary-dependent hyperadrenocorticism and generalised toxoplasmosis in a cat with
neurological signs. J. Feline Med. Surg., 12, 654-658.
SPARKES A. (2011). Amyloidosis. In : NORSWORTHY GD. (editor). The feline patient. 4th
ed, Ames, Wiley-Blackwell, 14-15.
174
STONEHEWER J, TASKER S. (2001). Hypoadrenocorticism in a cat. J. Small Anim. Pract.,
42, 186-190.
SWIFT GA, BROWN RH. (1976). Surgical treatment of Cushing's syndrome in the cat. Vet.
Rec., 99, 374-375.
TASKER S, MACKAY AD, SPARKES AH. (1999). A case of feline primary
hypoadrenocorticism. J. Feline Med. Surg., 1, 257-260.
TIDWELL AS, PENNINCK DG, BESSO JG. (1997). Imaging of adrenal gland disorders.
Vet. Clin. North Am. Small Anim. Pract., 27, 237-354.
TYSON R, GRAHAM JP, BERMINGHAM E, RANDALL S, BERRY CR. (2005). Dynamic
computed tomography of the normal feline hypophysis cerebri (glandula pituitaria). Vet.
Radiol. Ultrasound, 46, 33-38.
VALENTIN SY, CORTRIGHT CC, NELSON RW, PRESSLER BM, ROSENBERG D,
MOORE GE, et al. (2014). Clinical findings, diagnostic test results, and treatment outcome
in cats with spontaneous hyperadrénocorticisme : 30 cases. J. Vet. Intern. Med., 28, 481-487.
WATSON PJ, HERRTAGE ME. (1998). Hyperadrenocorticism in six cats. J. Small Anim.
Pract., 39, 175-184.
WILLI B, KOOK PH, QUANTE S, BORETTI F, SIEBER-RUCKSTUHL NS, GREST P, et
al. (2012). Primärer hyperaldosteronismus bei katzen. Schweiz. Arch. Tierheilk., 154, 529537.
WIMPOLE JA, ADAGRA CF, BILLSON MF, PILLAI DN, FOSTER DJ. (2010). Plasma
free metanephrines in healthy cats, cats with non-adrenal disease and a cat with suspected
phaeochromocytoma. J. Feline Med. Surg., 12, 435-440.
ZATELLI A, D’IPPOLITO P, FIORE I, ZINI E. (2007). Ultrasonographic evaluation of the
size of the adrenal glands of 24 diseased cats without endocrinopathies. Vet. Rec., 160, 658660.
ZIMMER C, HÖRAUF A, REUSCH C. (2000). Ultrasonographic examination of the adrenal
gland and evaluation of the hypophyseal-adrenal axis in 20 cats. J. Small Anim. Pract.,
41,156-60.
175
176
LES PRINCIPALES AFFECTIONS DES
GLANDES SURRÉNALES ET LEURS
TRAITEMENTS CHEZ LE CHAT
PANIZO Mylène
Résumé
Ce travail présente une étude bibliographique des principales affections des glandes surrénales
et leurs traitements chez le chat.
La pathologie surrénalienne est dominée par les dysendocrinies corticosurrénaliennes
(hypercortisme spontané, hyperaldostéronisme et hypoadrénocorticisme primaires). Ce sont
des affections rares chez le chat, mais qui semblent être sous-diagnostiquées car mal connues
dans cette espèce.
Cette étude permet au clinicien d’obtenir des données récentes sur les caractéristiques
épidémio-cliniques des principales affections surrénaliennes, sur les outils de diagnostic à
disposition du vétérinaire praticien, ainsi que sur les traitements médico-chirurgicaux, afin de
pouvoir prendre en charge précocement et efficacement un chat atteint d’un trouble
surrénalien.
Mots-clés
MALADIE DES GLANDES SURRÉNALES / ENDOCRINOLOGIE / DIAGNOSTIC /
SURRÉNALECTOMIE / HYPOPHYSECTOMIE / CARNIVORE DOMESTIQUE / CHAT
Jury :
Président : Pr.
Directeur : Pr. Hélène COMBRISSON
Assesseur : Dr. Ghita BENCHEKROUN
MAIN DISEASES OF ADRENAL GLAND AND
THEIR TREATMENTS IN CATS
PANIZO Mylène
Summary
This study submits a bibliographical survey of the main adrenal diseases and their treatments
in cats.
The pathology of adrenal diseases are dominated by adrenocortical disorders (primary
hyperadrenocorticism, hyperaldosteronism, hypoadrenocorticism). They are uncommon
diseases and are probably underdiagnosed because they are poorly known in this species.
This study allows the clinician to access recent data about epidemio-clinic features on the
main adrenal diseases, as well as on diagnostic tools available to veterinarians and on
medico-surgical treatments, in order to take care of a cat affected by adrenal disorder
promptly and effectively.
Keywords
ADRENAL DISEASE / ENDOCRINOLOGY / DIAGNOSIS / ADRENALECTOMY /
HYPOPHYSECTOMY / DOMESTIC CARNIVOROUS / CAT
Jury
President : Pr.
Director : Pr. Hélène COMBRISSON
Assessor : Dr. Ghita BENCHEKROUN