1 table des matieres introduction
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TABLE DES MATIERES INTRODUCTION .......................................................................................................................................... 6 PREMIERE PARTIE : ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE............................................................................... 9 INTRODUCTION ........................................................................................................................................ 10 1 - LA RAGE ............................................................................................................................................... 10 1.1 - Epidémiologie descriptive ............................................................................................................... 10 1.1.1 - Cas cliniques, espèces affectées et répartition géographique ........................................................................10 1.1.1.1 - Individus en captivité..........................................................................................................................10 1.1.1.2 - Individus en liberté .............................................................................................................................11 1.1.2 - Séroprévalences, populations concernées et répartition géographique ..........................................................12 1.1.2.1 - Individus en captivité..........................................................................................................................12 1.1.2.2 - Individus en liberté .............................................................................................................................12 1.2 - Virologie......................................................................................................................................... 13 1.2.1 - Caractéristiques du virus ............................................................................................................................13 1.2.2 - Pathogénie.................................................................................................................................................15 1.2.3 - Réponse immunitaire .................................................................................................................................16 1.3 - Epidémiologie analytique appliquée aux Félidés sauvages............................................................... 18 1.3.1 - Souches virales isolées chez les Félidés sauvages........................................................................................18 1.3.2 - Sources et transmission chez les Félidés sauvages.......................................................................................18 1.3.2.1 - Sources...............................................................................................................................................18 1.3.2.2 - Transmission ......................................................................................................................................19 1.3.3 - Réceptivité et facteurs de risque .................................................................................................................20 1.3.3.1 - Facteurs intrinsèques...........................................................................................................................20 1.3.3.2 - Facteurs extrinsèques ..........................................................................................................................20 1.3.3.2.1 - Contexte épidémiologique............................................................................................................20 1.3.3.2.2 - Mode de vie.................................................................................................................................20 1.3.3.2.3 - Comportement .............................................................................................................................20 1.4 - Etude clinique ................................................................................................................................. 21 1.4.1 - Symptômes et examens complémentaires...................................................................................................21 1.4.1.1 - Symptômes chez le chat domestique....................................................................................................21 1.4.1.2 - Symptômes chez les Félidés non domestiques......................................................................................22 1.4.2 - Lésions......................................................................................................................................................23 1.4.2.1 - Lésions chez le chat domestique..........................................................................................................23 1.4.2.2 - Lésions chez les Félidés non domestiques............................................................................................23 1.4.3 - Moyens diagnostiques et interprétation .......................................................................................................23 1.4.4 - Traitement.................................................................................................................................................24 1.5 – Prophylaxie et législation ............................................................................................................... 25 1.5.1 - Prophylaxie sanitaire..................................................................................................................................25 1.5.2 - Prophylaxie médicale.................................................................................................................................26 1.5.2.1 - Vaccination des Carnivores domestiques .............................................................................................26 1.5.2.2 - Vaccination des Félidés non domestiques ............................................................................................26 1.5.3 - La rage : législation sanitaire......................................................................................................................27 2 - LE CORYZA ........................................................................................................................................... 30 2.1 - Epidémiologie descriptive ............................................................................................................... 30 2.1.1 - Cas cliniques, espèces affectées et répartition géographique ........................................................................30 2.1.1.1 - Individus en captivité..........................................................................................................................30 2.1.1.2 - Individus en liberté .............................................................................................................................32 2.1.2 - Séroprévalences, populations concernées et répartition géographique ..........................................................32 2.1.2.1 - Individus en captivité..........................................................................................................................32 2.1.2.2 - Individus en liberté .............................................................................................................................32 2.2 - Virologie......................................................................................................................................... 34 2.2.1 - Caractéristiques du virus ............................................................................................................................34 2.2.1.1 - Herpesvirus ........................................................................................................................................34 2.2.1.2 - Calicivirus..........................................................................................................................................34 2.2.2 - Pathogénie.................................................................................................................................................34 2.2.2.1 - Calicivirus..........................................................................................................................................34 2.2.2.2 - Herpesvirus ........................................................................................................................................35 2.2.3 - Réponse immunitaire .................................................................................................................................35 2.3 - Epidémiologie analytique appliquée aux Félidés sauvages............................................................... 36 1 2.3.1 - Souches virales isolées chez les Félidés sauvages........................................................................................36 2.3.2 - Sources et transmission chez les Félidés sauvages.......................................................................................37 2.3.3 - Réceptivité et facteurs de risque .................................................................................................................38 2.3.3.1 - Facteurs intrinsèques...........................................................................................................................38 2.3.3.1 1 - Age et état de santé ......................................................................................................................38 2.3.3.1.2 - Espèce.........................................................................................................................................38 2.3.3.2 - Facteurs extrinsèques ..........................................................................................................................39 2.3.3.2 1 - Captivité et mode de vie...............................................................................................................39 2.3.3.2.2 - Géographie ..................................................................................................................................39 2.3.3.2.3 - Comportement .............................................................................................................................40 2.3.3.2.4 - Temps de contact .........................................................................................................................40 2.4 - Etude clinique ................................................................................................................................. 41 2.4.1 - Symptômes et examens complémentaires ...................................................................................................41 2.4.1.1 - Symptômes chez le chat domestique....................................................................................................41 2.4.1.2 - Symptômes chez les Félidés non domestiques......................................................................................41 2.4.2 – Lésions chez les Félidés non domestiques ..................................................................................................43 2.4.3 - Moyens diagnostiques et interprétation .......................................................................................................43 2.4.4 - Traitement.................................................................................................................................................44 2.5 - Prophylaxie..................................................................................................................................... 45 2.5.1 - Prophylaxie sanitaire..................................................................................................................................45 2.5.2 - Prophylaxie médicale.................................................................................................................................46 2.5.2.1 - Vaccination des chats domestiques ......................................................................................................46 2.5.2.2 - Vaccination des Félidés non domestiques ............................................................................................46 2.5.2.2.1 - Innocuité des vaccins ...................................................................................................................46 2.5.2.2.2 - Protocoles vaccinaux chez les félidés non domestiques .................................................................47 2.5.2.2.3 - Efficacité des vaccins...................................................................................................................48 2.5.2.2.4 - Immunité passive et vaccination des nouveaux-nés .......................................................................49 2.5.2.2.5 - Doses de vaccins administrées......................................................................................................50 3 - LA LEUCOSE FELINE .............................................................................................................................. 52 3.1 - Epidémiologie descriptive ............................................................................................................... 52 3.1.1 - Cas cliniques, espèces affectées et répartition géographique ........................................................................52 3.1.1.1 - Individus en captivité..........................................................................................................................52 3.1.1.2 - Individus en liberté .............................................................................................................................53 3.1.2 - Séroprévalences, populations concernées et répartition géographique ..........................................................54 3.1.2.1 - Individus en captivité..........................................................................................................................54 3.1.2.2 - Individus en liberté .............................................................................................................................54 3.2 - Virologie......................................................................................................................................... 56 3.2.1 - Caractéristiques du virus ............................................................................................................................56 3.2.2 - Pathogénie.................................................................................................................................................57 3.2.3 - Réponse immunitaire .................................................................................................................................60 3.3 - Epidémiologie analytique appliquée aux Félidés sauvages............................................................... 61 3.3.1 - Souches virales isolées chez les Félidés non domestiques............................................................................61 3.3.2 - Sources et transmission chez les Félidés non domestiques ...........................................................................61 3.3.3 - Réceptivité et facteurs de risques................................................................................................................62 3.4 - Etude clinique ................................................................................................................................. 63 3.4.1 - Symptômes et examens complémentaires ...................................................................................................63 3.4.1.1 - Symptômes chez le chat domestique....................................................................................................63 3.4.1.2 - Symptômes chez les Félidés non domestiques......................................................................................64 3.4.2 - Lésions......................................................................................................................................................64 3.4.3 - Moyens diagnostiques et interprétation .......................................................................................................65 3.4.4 - Traitement.................................................................................................................................................67 3.5 - Prophylaxie..................................................................................................................................... 68 3.5.1 - Prophylaxie sanitaire..................................................................................................................................68 3.5.2 - Prophylaxie médicale.................................................................................................................................69 3.5.2.1 - Vaccination des chats domestiques ..........................................................................................................69 3.5.2.2 - Vaccination des Félidés non domestiques.................................................................................................69 4 - LA PANLEUCOPENIE .............................................................................................................................. 72 4.1 - Epidémiologie descriptive ............................................................................................................... 72 4.1.1 - Cas cliniques, espèces affectées et répartition géographique ........................................................................72 4.1.1.1 - Individus en captivité..........................................................................................................................72 4.1.1.2 - Individus en liberté .............................................................................................................................76 4.1.2 - Séroprévalence, populations concernées et répartition géographique............................................................76 4.1.2.1 - Individus en captivité ..............................................................................................................................76 4.1.2.2 - Individus en liberté .................................................................................................................................77 4.2 - Virologie......................................................................................................................................... 80 4.2.1 - Caractéristiques du virus ............................................................................................................................80 2 4.2.2 - Pathogénie.................................................................................................................................................81 4.2.3 - Réponse immunitaire .................................................................................................................................81 4.3 - Epidémiologie analytique appliquée aux Félidés sauvages............................................................... 83 4.3.1 - Souches isolées chez les Félidés sauvages...................................................................................................83 4.3.2 - Sources et transmission chez les Félidés sauvages.......................................................................................84 4.3.3 - Réceptivité et facteurs de risques................................................................................................................85 4.3.3.1 - Facteurs intrinsèques...........................................................................................................................85 4.3.3.1 1.- Groupe taxonomique....................................................................................................................85 4.3.3.1.2 - Age .............................................................................................................................................86 4.3.3.1.3 - Sexe ............................................................................................................................................86 4.3.3.2 - Facteurs extrinsèques ..........................................................................................................................87 4.3.3.2 1 - Mode de vie.................................................................................................................................87 4.3.3.2.2.-. Comportement ............................................................................................................................87 4.3.3.2.3 - Environnement ............................................................................................................................87 4.4 - Etude clinique ................................................................................................................................. 88 4.4.1 - Symptômes et examens complémentaires ...................................................................................................88 4.4.1.1.-. Symptômes chez le chat domestique...................................................................................................88 4.4.1.2.-. Symptômes chez les Félidés non domestiques.....................................................................................90 4.4.2 - Lésions......................................................................................................................................................93 4.4.2.1 - Forme neurologique (Ataxie cérébelleuse) ...........................................................................................93 4.4.2.2 - Forme entérique..................................................................................................................................94 4.4.3 - Moyens diagnostiques et interprétation .......................................................................................................95 4.4.4 - Traitements................................................................................................................................................97 4.5 - Prophylaxie..................................................................................................................................... 98 4.5.1 - Prophylaxie sanitaire..................................................................................................................................98 4.5.2 - Prophylaxie médicale.................................................................................................................................99 4.5.2.1 - Protocoles de vaccination....................................................................................................................99 4.5.2.2 - Doses de vaccins administrées...........................................................................................................102 4.5.2.3 - Vaccins vivants atténués et vaccins inactivés: sécurité et efficacité .....................................................102 4.5.2.4 - Immunité maternelle et vaccination des nouveaux-nés........................................................................105 CONCLUSION............................................................................................................................................107 DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE...............................................................................108 INTRODUCTION .......................................................................................................................................109 1 - MATERIELS ET METHODES .................................................................................................................. 109 1.1 - Vaccins utilisés ............................................................................................................................. 109 1.1.1 - Vaccination contre la calicivirose féline (calicivirus).................................................................................109 1.1.1.1 - Caractéristiques du vaccin.................................................................................................................109 1.1.1.2 - Efficacité du vaccin chez le chat domestique......................................................................................110 1.1.1.3 - Sécurité du vaccin chez le chat domestique........................................................................................110 1.1.2 - Vaccination contre la rhinotrachéite féline (herpesvirus félin type 1) .........................................................110 1.1.2.1 - Caractéristiques du vaccin.................................................................................................................110 1.1.2.2 - Efficacité du vaccin chez le chat domestique......................................................................................110 1.1.2.3 - Sécurité du vaccin chez le chat domestique........................................................................................111 1.1.3 - Vaccination contre la panleucopénie féline (parvovirus félin) ....................................................................111 1.1.3.1 - Caractéristiques du vaccin.................................................................................................................111 1.1.3.2 - Efficacité du vaccin chez le chat domestique......................................................................................111 1.1.3.3 - Sécurité du vaccin chez le chat domestique........................................................................................111 1.1.4 - Vaccination contre la rage féline (Rhabdovirus, genre Lyssavirus sérotype 1) ............................................112 1.1.4.1 - Caractéristiques du vaccin.................................................................................................................112 1.1.4.2 - Efficacité du vaccin chez le chat domestique......................................................................................112 1.1.4.3 - Sécurité du vaccin chez le chat domestique........................................................................................112 1.1.5 - Vaccination contre la leucose féline (Retrovirus, Oncornavirus type C) .....................................................113 1.1.5.1 - Caractéristiques du vaccin.................................................................................................................113 1.1.5.2 - Efficacité du vaccin chez le chat domestique......................................................................................113 1.1.5.3 - Sécurité du vaccin chez le chat domestique........................................................................................114 1.1.6 - Protocole vaccinal....................................................................................................................................115 1.2 - Animaux........................................................................................................................................ 115 1.2.1 - Choix des animaux ..................................................................................................................................115 1.2.2 - Constitution des lots.................................................................................................................................118 1.2.3 - Tests préliminaires...................................................................................................................................118 1.2.4 - Prélèvements sanguins .............................................................................................................................118 1.2.5 - Suivi clinique des animaux vaccinés.........................................................................................................119 1.3 - Titrages sérologiques .................................................................................................................... 119 1.3.1 - Titrage des anticorps neutralisants contre la rage.......................................................................................119 3 1.3.2 - Titrage des anticorps neutralisants contre la calicivirose............................................................................120 1.3.3 - Titrage des anticorps neutralisants contre la rhinotrachéite ........................................................................120 1.3.4 - Titrage des anticorps neutralisants contre la panleucopénie........................................................................121 1.3.5 - Titrage des anticorps neutralisants contre la leucose ..................................................................................121 1.4 - Epreuves virulentes ....................................................................................................................... 122 2 - RESULTATS ......................................................................................................................................... 123 2.1 - Suivi clinique des animaux vaccinés .............................................................................................. 123 2.1.1 - Résultats de l’examen clinique local .........................................................................................................125 2.1.2 - Résultat de l’examen clinique général.......................................................................................................125 2.1.3 - Symptômes et traitement des animaux malades pendant l’étude.................................................................126 2.1.4 - Symptômes et traitement des animaux malades avant la première injection vaccinale.................................127 2.2 - Sérologies ..................................................................................................................................... 127 2.2.1 - Vaccination contre la leucose féline..........................................................................................................127 2.2.1.1 - Recherche de l’antigène p27 avant vaccination ..................................................................................127 2.2.1.2 - Titrage en anticorps anti-p45 avant vaccination..................................................................................127 2.2.1.3 - Titrage en anticorps anti-p45 à J42 ....................................................................................................127 2.2.2 - Vaccination contre la rage ........................................................................................................................127 2.2.2.1 - Réponse immunitaire chez les tigres ..................................................................................................128 2.2.2.1.1 - Titres à J0..................................................................................................................................128 2.2.2.1.2 - Réponse à J42............................................................................................................................128 2.2.2.1.3 - Réponse à J400..........................................................................................................................128 2.2.2.2 - Réponse immunitaire chez les lions ...................................................................................................129 2.2.2.2.1 - Titres à J0..................................................................................................................................129 2.2.2.2.2 - Réponse à J42............................................................................................................................129 2.2.2.2.3 - Réponse à J400..........................................................................................................................129 2.2.2.3 - Comparaison Tigres - Lions ..............................................................................................................130 2.2.2.3.1 - Animaux du lot A ......................................................................................................................130 2.2.2.3.2 - Animaux du lot B.......................................................................................................................130 2.2.3 - Vaccination contre la calicivirose .............................................................................................................130 2.2.3.1 - Réponse immunitaire chez les tigres ..................................................................................................131 2.2.3.1.1 - Titres à J0..................................................................................................................................131 2.2.3.1.2 - Réponse à J42............................................................................................................................131 2.2.3.1.3 - Réponse à J400..........................................................................................................................131 2.2.3.2 - Réponse immunitaire chez les lions ...................................................................................................132 2.2.3.2.1 - Titres à J0..................................................................................................................................132 2.2.3.2.2 - Réponse à J42............................................................................................................................132 2.2.3.2.3 - Réponse à J400..........................................................................................................................132 2.2.4 - Vaccination contre la rhinotrachéite..........................................................................................................133 2.2.4.1 - Réponse immunitaire chez les tigres ..................................................................................................133 2.2.4.1.1 - Titres à J0..................................................................................................................................133 2.2.4.1.2 - Réponse à J42............................................................................................................................133 2.2.4.1.3 - Réponse à J400..........................................................................................................................133 2.2.4.2 - Réponse immunitaire chez les lions ...................................................................................................134 2.2.4.2.1 - Titres à J0..................................................................................................................................134 2.2.4.2.2 - Réponse à J42............................................................................................................................134 2.2.4.2.3 - Réponse à J400..........................................................................................................................134 2.2.5 - Vaccination contre la panleucopénie.........................................................................................................135 2.2.5.1 - Réponse immunitaire chez les tigres ..................................................................................................135 2.2.5.1.1 - Titres à J0..................................................................................................................................135 2.2.5.1.2 - Réponse à J42............................................................................................................................135 2.2.5.1.3 - Réponse à J400..........................................................................................................................135 2.2.5.2 - Réponse immunitaire chez les lions ...................................................................................................136 2.2.5.2.1 - Titres à J0..................................................................................................................................136 2.2.5.2.2 - Réponse à J42............................................................................................................................136 2.2.5.2.3 - Réponse à J400..........................................................................................................................136 2.2.5.3 - Comparaison Tigres - Lions ..............................................................................................................137 3 - DISCUSSION......................................................................................................................................... 138 3.1 - Efficacité des vaccins .................................................................................................................... 138 3.1.1 - Vaccination contre la leucose féline (vaccin Leucogen®)...........................................................................138 3.1.2. Vaccination contre la rage (vaccin Rabigen mono®) ...................................................................................139 3.1.2.1 - Efficacité chez les tigres....................................................................................................................139 3.1.2.1.1 - Réponse sérologique ..................................................................................................................139 3.1.2.1.2 - Protection induite par le vaccin...................................................................................................139 3.1.2.2 - Efficacité chez les lions.....................................................................................................................140 3.1.2.2.1 - Réponse sérologique ..................................................................................................................140 3.1.2.2.2 - Protection induite par le vaccin...................................................................................................140 4 3.1.2.3 - Comparaison Tigre-Lion ...................................................................................................................140 3.1.3. Vaccination contre la calicivirose (vaccin Feligen CRP®) ...........................................................................141 3.1.3.1 - Efficacité chez les tigres....................................................................................................................141 3.1.3.1.1 - Réponse sérologique ..................................................................................................................141 3.1.3.1.2 - Protection induite par le vaccin...................................................................................................142 3.1.3.2 - Efficacité chez les lions.....................................................................................................................142 3.1.3.2.1 - Réponse sérologique ..................................................................................................................142 3.1.3.2.2 - Protection induite par le vaccin...................................................................................................143 3.1.4. Vaccination contre la rhinotrachéite (vaccin Feligen CRP®)........................................................................144 3.1.4.1 - Efficacité chez les tigres....................................................................................................................144 3.1.4.1.1 - Réponse sérologique ..................................................................................................................144 3.1.4.1.2 - Protection induite par le vaccin...................................................................................................145 3.1.4.2 - Efficacité chez les lions.....................................................................................................................145 3.1.4.2.1 - Réponse sérologique ..................................................................................................................145 3.1.4.2.2 - Protection induite par le vaccin...................................................................................................146 3.1.5. Vaccination contre la panleucopénie (vaccin Feligen CRP®).......................................................................147 3.1.5.1 - Efficacité chez les tigres....................................................................................................................147 3.1.5.1.1 - Réponse sérologique ..................................................................................................................147 3.1.5.1.2 - Protection induite par le vaccin...................................................................................................148 3.1.5.2 - Efficacité chez les lions.....................................................................................................................148 3.1.5.2.1 - Réponse sérologique ..................................................................................................................148 3.1.5.2.2 - Protection induite par le vaccin...................................................................................................149 3.2 - Innocuité....................................................................................................................................... 150 3.2.1 - Réactions locales .....................................................................................................................................150 3.2.2 - Réactions générales..................................................................................................................................150 3.2.3 - Influence des vaccins chez les animaux malades .......................................................................................151 CONCLUSION............................................................................................................................................152 ANNEXES ...................................................................................................................................................160 REFERENCES BIBLIOGRAPHIES..........................................................................................................185 5 INTRODUCTION La prophylaxie regroupe l'ensemble des mesures destinées à empêcher l'apparition, la propagation ou l'aggravation d'une maladie (117). La prophylaxie sanitaire vise à éliminer la transmission puis les causes de maladie (agents biologiques, agents physico-chimiques,…), c'est-à-dire l'infection, par des mesures principalement hygiéniques. La prophylaxie médicale vise à éliminer la maladie en augmentant la résistance de l'animal par des moyens médicaux, mais sans éliminer nécessairement la circulation du virus. Cette prophylaxie médicale comporte plusieurs composantes (117) : - - l'immunoprophylaxie active, ou vaccination, qui repose sur la stimulation active du système immunitaire par l'introduction d'antigènes des agents infectieux, l'immunoprophylaxie passive, qui résulte du transfert passif d'éléments immunitaires (anticorps) vers un individu non immun, la chimioprévention qui correspond à l'administration de substances médicamenteuses à des sujets exposés à la contagion, la chimioprophylaxie qui correspond à l'administration de substances médicamenteuses à des sujets contaminés. On distingue donc la prophylaxie de la thérapie, qui concerne, elle, l'administration de médicaments (chimiothérapie) ou des vaccins (thérapie vaccinale) chez des individus présentant les symptômes de la maladie (34). Ces moyens thérapeutiques ou prophylactiques sont aujourd'hui couramment utilisés en médecine des carnivores domestiques et commencent à se développer en médecine des espèces sauvages. Parmi celles-ci, les Félidés représentent un groupe important quantitativement, en captivité comme en liberté, et qualitativement par la nature souvent fragile et menacée de la plupart des espèces. Les félidés appartiennent à l'ordre des Carnivora, famille des Feloidea, sous famille des Felidae (103) et la plupart de leurs représentants sont présents en parc zoologique et font souvent l'objet de programmes d'élevages internationaux qui visent à préserver les espèces menacées d'extinction. La vaccination des Félidés non domestiques occupe une place importante dans la médecine préventive en parc zoologique (2, 14, 41, 42, 82, 98, 118, 130). La taille, le comportement, la faible expression clinique des maladies, l’agressivité et le caractère dangereux de ces espèces rendent souvent le diagnostic et le traitement des maladies délicates (98, 121). L’observation des symptômes est souvent difficile (animaux inapprochables sans anesthésie générale, comportement de fuite et d’isolement dans les enclos de grande surface…) et l’examen clinique souvent biaisé par les effets de l’anesthésie. Une fois le diagnostic posé, le traitement de ces espèces pose à son tour problème, lorsque l’approche est difficile (98, 121). L’administration des médicaments reste réalisable à distance (seringues hypodermiques, fusils à air comprimés…) mais de nombreux gestes thérapeutiques et de suivis cliniques sont souvent irréalisables (pesées régulières, soins locaux, nursing, prise de température,…). La médecine préventive (mise en quarantaine, 6 vermifugation, vaccination…) prend alors toute son importance, et la vaccination y occupe une place réelle. De nombreuses études rapportent des descriptions, diagnostiques et traitements de diverses infections, virales ou bactériennes, chez les espèces sauvages. Ces rapports de cas cliniques ponctuels, souvent éparses, ou ces études de synthèse plus larges constituent aujourd'hui les seules sources d'information disponibles sur la pathologie des espèces sauvages, de plus en plus étudiée mais encore mal connue (31, 32, 41, 53, 62, 121, 132, 143, 152, 159). Les Félidés non domestiques, par exemple, sont sensibles à de nombreux agents pathogènes, viraux ou bactériens, communs au chat domestique (2, 39, 75, 97, 110, 121, 132, 143, 154, 159) et en particulier le virus de la panleucopénie féline (FPV dans le texte), le virus rabique, le virus de la leucose féline (FeLV dans le texte), et les virus du coryza (Herpesvirus (FHV dans le texte) et Calicivirus (FCV dans le texte)). De nombreux cas ont été rapportés chez ces espèces dans la littérature et la mortalité consécutive à ces infections ne semble pas négligeable, surtout chez les jeunes de moins d’un an (39, 75, 121, 143). Peu d’études ont été réalisées sur la réponse immunitaire aux vaccins utilisés contre ces maladies, ni sur leurs potentiels effets secondaires. La quantité de vaccin à utiliser selon le poids de l’animal reste aussi incertaine, tout comme la fréquence des vaccinations. Les protocoles utilisés sont souvent empiriques, controversés et diffèrent significativement d’un parc zoologique à l’autre. L'utilisation de vaccins vivants atténués est souvent jugée comme risquée en l'absence d'étude d'innocuité sur l'espèce considérée et le débat entre vaccins à agents atténués et vaccins à agents inactivés reste d'actualité (8, 42, 82, 102, 130, 141, 154). La dose à employer reste controversée, certains préférant multiplier les doses en fonction du poids de l'animal (42, 43, 143), d'autres considérant l'effet immunogène d'un vaccin comme indépendant de la quantité administrée (8, 20, 120). Dans un cadre plus large, les parcs zoologiques et les réserves naturelles jouent aujourd’hui un rôle dans la préservation de certaines espèces en voie de disparition. La connaissance de l’incidence et l’impact de ces maladies infectieuses dans les populations sauvages ou semi-captives sont des points essentiels à la sauvegarde de cette faune. Les projets de réintroductions d'espèces ou d'individus, dans certaines régions menacées, prennent aujourd'hui largement en considération les risques infectieux inhérents à ces pratiques (introduction d'individus immunologiquement naïfs ou introduction d'agents pathogènes dans des populations naïves) (52, 72, 96, 106, 135, 156, 157). L’étude de la vaccination est donc importante, à la fois pour son application sur des individus captifs, dans certains cas sur des groupes d'animaux sauvages et dans des programmes de réintroductions d'espèces sauvages. Cette étude est composée de deux volets. Nous étudierons, dans une première partie bibliographique, chacun de ces cinq virus chez les Félidés non domestiques, en détaillant les aspects épidémiologiques, virologiques, cliniques, nécropsiques et prophylactiques de chacune des maladies. Une seconde partie présentera une étude expérimentale, réalisée sur un groupe de tigres et de lions captifs, visant à étudier la réponse immunitaire de ces animaux après vaccination. Cette étude a été réalisée à l’aide d’un vaccin à agent inactivé contre la rage (Rabigen Mono®), de vaccins à 7 agents vivants atténués contre la panleucopénie, la calicivirose et la rhinotrachéite féline (Feligen® CR/P) et d’un vaccin produit par génie génétique contre la leucose féline (Leucogen®). Ces trois vaccins sont produits par les laboratoires VIRBAC (Laboratoires VIRBAC France S.A., BP 447, 06515 Carros Cedex). L'étude a pour but d’évaluer l’efficacité et la sécurité des vaccins sur ces espèces et de comparer les effets de l’utilisation d’une dose vaccinale simple (dose chat) et d’une double dose vaccinale. 8 PREMIERE PARTIE : ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE 9 Introduction La rage, le coryza, la leucose et la panleucopénie ont été largement étudiés chez le chat domestique (Felis catus). Les connaissances cliniques, épidémiologiques et virologiques de ces maladies ont permis, grâce à la mise en œuvre de mesures prophylactiques et médicales, d'en maîtriser efficacement l'évolution au niveau de l'individu et au niveau des populations de chats en France. Parallèlement au développement de cette médecine d'animaux domestiques, des observations cliniques, des études virologiques et épidémiologiques, des tentatives de prophylaxie et de traitement ont été menées chez les Félidés non domestiques afin de connaître plus précisément l'effet de ces virus chez ces espèces sauvages, en milieu naturel ou en captivité. 1 - La rage La rage féline est causée par un virus neurotrope appartenant à la famille des Rhabdoviridae, genre Lyssavirus, sérotype 1, responsable d’une encéphalomyélite fatale (153). Le virus de type 1 est présent partout dans le monde excepté quelques régions et pays (Japon, Grande-Bretagne, Nouvelle Zélande, Antarctique et quelques îles des Caraïbes) (65, 111, 153, 162). La France est aujourd'hui considérée comme indemne de rage. Toutes les espèces poïkilothermes sont sensibles, à divers degrés, à la rage, ce qui fait de cette maladie une affection contagieuse à de nombreuses espèces et une zoonose, responsable de la mort d’environs 40 000 personnes par an dans le monde (111, 162). 1.1 - Epidémiologie descriptive Le virus de la rage n’est pas spécifique d’une espèce et peut théoriquement affecter tous les Mammifères (111, 162). Des cas confirmés d’infection par le virus rabique de Félidés sauvages ont été rapportés. La rage est reconnue comme une maladie toujours grave chez les Félidés non domestiques, en captivité comme en liberté. Les études épidémiologiques sont plus rares chez les Félidés non domestiques, la maladie semble cependant endémique dans certaines populations sauvages. 1.1.1 - Cas cliniques, espèces affectées et répartition géographique 1.1.1.1 - Individus en captivité Un des premiers cas reconnus de rage sur un Félidé non domestique captif a été rapporté par Frye en 1968 (44). L’auteur décrit les signes de la maladie sur un Ocelot (Felis pardalis) capturé au Pérou et vendu en Californie. Les symptômes sont apparus trois semaines après une vaccination antirabique à base de tissu nerveux inactivé par le phénol. Le diagnostic a été établi par mise en évidence du virus dans les glandes salivaires par immunofluorescence (44). L'auteur ne détaille cependant pas les hypothèses étiologiques de cette infection : contamination dans le milieu naturel de l'animal ou défaut d'inactivation de la préparation. Ce cas, rapporté par l'auteur comme un cas de rage contracté en milieu naturel reste cependant douteux 10 et a fort probablement été lié à un défaut d'inactivation du virus vaccinal (attenuation non adaptée à l'espèce). Un cas de rage avait été diagnostiqué un an auparavant chez un léopard (Panthera pardus) captif importé en Grande-Bretagne et qui aurait probablement été contaminé dans son milieu naturel (65). Ces deux Félidés appartiendraient donc aux cas de rage contractée en milieu naturel ou de façon iatrogène, mais exprimée seulement une fois en captivité. D’autres cas, notamment chez le Lion (Panthera leo), ont été décrits. Dans un safari parc, à Renuka (Inde), Singh (90) rapporte la mort de deux lionnes à 10 jours d’intervalle. Le diagnostic de rage a été confirmé par l’autopsie et l’analyse histologique de l’encéphale, mettant en évidence des corps de Négri (90). Trois autres cas en Inde ont été décrits chez des lions en captivité (123). Les trois lions présentaient les signes caractéristiques de la maladie (morsures et excitation contre les barreaux de l'enclos et les arbres, anorexie, hypersalivation, paralysie…), et des corps de Négri ont été observés dans l'encéphale de l'un d'entre eux (123). Le Lynx d’Europe (Lynx lynx) est lui aussi sensible au virus de la rage : la maladie a été diagnostiquée chez cette espèce en Tchécoslovaquie par identification du virus par immunofluorescence et inoculation (78). 1.1.1.2 - Individus en liberté Les cas de rage rapportés chez les Félidés non domestiques les plus anciens remontent à plus de 80 ans : la maladie a été diagnostiquée en 1923 sur un puma (Felis concolor). Dès les années 50, des cas de rage sur des Félidés non domestiques en liberté sont décrits : - - en Inde, chez deux tigres (Panthera tigra) trouvés morts dans leur milieu naturel et dont l’analyse de l’encéphale permet de mettre en évidence des corps de Négri (65, 77) ; en Afrique, chez le Chat à pieds noirs (Felis nigrippes) et le Chat sauvage d’Afrique (Felis sylvestris lybica) (65, 91) ; en Europe et en Amérique du nord chez un lynx (Lynx lynx) (6, 65); en Amérique du nord chez le Lynx roux (Felis rufus) (65, 152) ; Dans une étude sur des encéphales d’animaux morts en liberté dans le parc d’Etosha en Namibie (Sud ouest de l’Afrique), Berry (12) met en évidence la maladie chez quatre lions non captifs. Trois ans auparavant, Bwangamoi (21) rapporte le premier cas chez le Lion en liberté, en diagnostiquant la maladie par mise en évidence de corps de Négri dans l’encéphale d’une lionne de 7 ans, euthanasiée dans le parc de Naérobie au Kenya (Afrique de l’Est). La rage a été diagnostiquée chez le Chat sauvage (Felis sylvestris) au Moyen Orient et en Europe (65, 127). En ex-URSS, la maladie a touché au moins 17 chats sauvages et 4 lynx d'Europe (Lynx lynx) (78). En Amérique latine, des cas ont été rapportés chez le Puma (Felis concolor) et le Lynx d'Europe (127). 11 1.1.2 - Séroprévalences, populations concernées et répartition géographique 1.1.2.1 - Individus en captivité Aucune étude sérologique n’a, à notre connaissance, été réalisée chez des groupes de Félidés captifs. 1.1.2.2 - Individus en liberté Peu de travaux épidémiologiques ont, à notre connaissance, été réalisés sur des Félidés non domestiques en liberté. L’étude d’Artois (3) sur 3 chats sauvages (Felis sylvestris) trouvés morts dans l’Est de la France a mis en évidence l’absence d’anticorps antirabiques chez ces trois individus. Une étude sérologique réalisée sur une population de Lynx roux (Lynx rufus) aux Etats-Unis a permis de mettre en évidence des titres élevés en anticorps antirabiques sur 5 de 27 individus prélevés (65). Des études de prévalence de la maladie existent cependant, basées sur des cas cliniques observés ou des analyses post-mortem d’encéphales d’individus trouvés morts (12, 81, 91). La rage est considérée comme enzootique en Afrique australe (91) mais les Félidés sauvages ne semblent jouer qu’un rôle mineur dans la circulation du virus. Les quelques cas de Félidés sauvages vecteurs de rage sont surtout rencontrés au sud de la Namibie et au nord de la province du Cap (Afrique du sud), où, associés à la Genette (Genetta genetta), ils dépassent le nombre de cas observés chez le chien, le chat ou la mangouste (91). En Floride, la rage est considérée comme enzootique dans les populations sauvages de Panthère (Felis concolor coryi) (126). L’étude de Berry (12) menée sur 6 190 animaux trouvés morts entre 1975 et 1990 en Namibie rapporte 115 cas de rage (7 par an en moyenne, 2% des cas de mortalité). L’infection semble donc endémique en Namibie, avec des épisodes d’épidémie (61 cas en 1983). Cette maladie n’est cependant pas une cause importante de mortalité, comme peut l’être le charbon bactéridien, présenté dans cette même étude (12). Huit espèces, herbivores comme carnivores, et parmi eux le Lion, semblent concernées. Pour six d'entre elles, l’habitat est connu pour être dissimulé, ce qui entraîne une sous-estimation des cas. Seuls quatre cas ont été diagnostiqués sur des lions, ce qui représente 3,5% des cas de rage diagnostiqués (12). La prévalence de la maladie est donc faible chez le Lion et ne semble pas jouer un rôle majeur pour cette espèce dans cette région. Au Rwanda (Centre Est de l’Afrique) (81), les Félidés sauvages ne constituent pas non plus l’espèce principalement concernée par la rage. La genette (appartenant au groupe des Félidés) et le chacal (Canis aureus) sont chez les espèces sauvages, les hôtes les plus souvent rencontrés, mais de loin inférieurs en nombre aux chiens et chats (81). 12 Conclusion Des cas de rage ont donc été diagnostiqués avec certitude sur de nombreuses espèces de Félidés en liberté dans diverses régions du monde. En captivité, la maladie a été observée chez le Léopard en Grande-Bretagne, l’Ocelot en Amérique du Nord (ou en liberté en Amérique du sud), le Lion en Inde, le Lynx d’Europe en Tchécoslovaquie, le Chat sauvage au Moyen-orient, le Lynx et le Puma en Amérique latine. Bien que la maladie soit endémique dans pratiquement toutes les régions du monde, les Félidés non domestiques ne sont pas reconnus comme réservoirs ni vecteurs principaux de la rage (21, 39, 91, 127, 145, 153, 154). Comme chez les Carnivores domestiques, le genre Felis est plus rarement atteint que le genre Canis. Cependant ces espèces restent sensibles au virus rabique ; le virus existe et circule dans des populations de Félidés et peut dans certains cas être une menace exogène pour des individus ou des groupes captifs ou en liberté (65, 154). 1.2 - Virologie La rage est connue comme maladie depuis l'Antiquité (111, 145). De nombreux travaux, initiés par Galtier puis Pasteur à la fin du XIXème siècle, ont permis de mieux comprendre les particularités et la pathogénie du virus rabique. 1.2.1 - Caractéristiques du virus Le virus de la rage appartient à la famille des Rhabdoviridés, divisée en quatre genres, dont le genre Lyssavirus comprenant plusieurs sérotypes (ou génotypes) (104, 111, 145, 162). Ces sérotypes concernent certaines espèces animales et souvent l'Homme. Les espèces affectées et leur répartition géographique sont détaillées dans le tableau suivant (104): 13 Sérotype 1 - Virus de la rage Distribution Monde entier sauf Océanie, Japon, Antarctique, Europe occidentale 2 - Virus Lagos bat Nigéria, République Centrafricaine, Afrique du Sud, Egypte, Zimbabwe, Guinée, Sénégal, Ethiopie 3 - Virus Mokola Nigéria, République Centrafricaine, Zimbabwe, Cameroun, Ethiopie 4 - Virus Duvenhage Afrique du Sud, Zimbabwe 5 - Lyssavirus européen Europe de chauves-souris de type 1 (EBL1) 6 - Lyssavirus européen Suisse, Pays-bas, de chauves-souris de type Royaume-uni 1 (EBL2) 7 - Lyssavirus australien Australie de chauves-souris (ABL) Espèces atteintes Homme, carnivores domestiques et sauvages, chauves-souris insectivores et hématophages Chauves-souris frugivores, chat, chien Homme, chien, chat, musaraignes, Rongeurs Homme, chauves-souris insectivores Homme, chauves-souris insectivores, mouton, fouine Homme, chauves-souris insectivores Homme, chauves-souris insectivores Le virus le plus répandu en Europe est le sérotype 1, responsable de la rage vulpine et des Carnivores domestiques, observée en France jusqu'en 1998. Ce virus est composé au centre d’une nucléocapside hélicoïdale formée d’un brin linéaire unique d’ARN et d’unités de structures protéiques (111, 145, 153, 162). Cette nucléocapside est entourée d’une enveloppe lipoprotéique, hérissée de spicules glycoprotéiques de surface (54, 111, 145). Le virus antirabique est sensible à de nombreux agents physiques dont la chaleur (inactivé à 50°C pendant 15 minutes), la lumière et les rayons ultra-violets (111, 145, 153, 162). Il est également inactivé par divers agents chimiques (éther, chloroforme, ammoniums quaternaires, eau de Javel, savon, formol, acide phénique…) (145, 153, 162). Le virus résiste bien à la glycérine et à la putréfaction (isolement post-mortem possible). Le même virus touche les différentes espèces de mammifères domestiques ou sauvages, dont les Félidés (145, 154) Les diverses souches virales présentent des variations qualitatives de pouvoir pathogène, traduites par un tropisme particulier pour une espèce animale (145). Ce tropisme est créé, entretenu ou modifié par passages successifs du virus sur une même espèce animale, aboutissant à la sélection génétique de « biotypes » de pouvoir pathogène spécifique (145, 153). A ces différentes souches spécialisées correspondent de nombreux réservoirs épidémiologiques différents (145, 162). Chaque espèce est très sensible à un biotype spécifique et peu sensible au biotype d’une autre espèce (145, 153). 14 Les deux antigènes majeurs du virus présentent un intérêt particulier : - - la protéine de la nucléocapside (protéine N), antigène interne commun à toutes les souches de virus rabique et caractéristique du genre Lyssavirus (145), la glycoprotéine majeure d’enveloppe (glycoprotéine G), commune à tous les virus de la rage de type 1, mais distincte de la glycoprotéine des autres virus du genre Lyssavirus. On distingue de ce fait les 7 sérotypes cités ci-dessus (déterminés par la spécificité antigénique de leur glycoprotéine d’enveloppe) (111, 145, 153, 162). Les virus rabiques sont regroupés dans le sérotype 1 (145). Les virus des trois autres sérotypes sont à l'origine de maladies assimilées à la rage chez l’Homme et les animaux (virus Lagos bat (sérotype 2), virus Moloka (sérotype 3), virus Duvenhage (sérotype 4)) (111, 145, 153, 162). Les sérotypes EBL1 et EBL2 concernent l'Homme, les chauves souris, le mouton et la fouine pour EBL2. Le virus ABL n'est décrit qu'en Australie. Ces sérotypes peuvent ensuite être divisés en sous-groupes, appelés « variants » reconnus par des techniques de laboratoires fines (anticorps monoclonaux, carte génomique) (127, 145, 153), permettant de distinguer les souches modifiées des souches sauvages et, pour ces dernières, des variations liées à leur origine géographique (127, 145, 162). L’existence de « variants » selon les espèces cibles et les régions géographiques est un élément important à prendre en compte dans le choix des souches vaccinales (162). Les souches virales sauvages sont couramment appelées « rage des rues » ou « rage citadine », et montrent des pouvoirs pathogènes variables selon l’espèce hôte et la charge virale, par opposition aux souches « fixes » utilisées en laboratoire pour la production de vaccins (145, 162). La protection croisée après vaccination entre ces sérotypes est variable entre sérotype 1 et EBL (selon la souche vaccinale utilisée) et absente entre Mokola et sérotype 1 et entre Lagos bat et sérotype 1. 1.2.2 - Pathogénie La virulence du virus rabique est conditionnée par la présence d’arginine en position 333 sur la glycoprotéine G, reconnue responsable de la pathogénicité du virus (145, 162). Après fusion de l’enveloppe virale et de l’enveloppe cellulaire, la réplication du virus s’opère dans le cytoplasme de la cellule cible (111). La polymérase virale permet la transcription de l’ARN viral. Les protéines ainsi produites servent ensuite à la synthèse de nouveaux brins d’ARN (111). Les diverses protéines structurales des virions sont synthétisées et assemblées dans le cytoplasme (111). Chaque virion est ensuite complété par la membrane cellulaire qui formera la future enveloppe virale, par bourgeonnement (111, 162). Ces étapes de la réplication sont à l’origine d’inclusions cytoplasmiques éosinophiles (corps de Negri) dans les cellules infectées (111). 15 Le virus pénètre dans l’organisme à la faveur d’une solution de continuité (traumatisme, morsure) et se multiplie dans les tissus locaux (muscles en particulier) (145, 162). Dans l’estomac, le virus est inactivé par le pH acide ; il peut cependant se multiplier dans la cavité buccale et infecter théoriquement un animal par voie orale (153). Cependant ce mode de contamination est très rarement observé, car les animaux montrent une très faible sensibilité au virus par cette voie (153). Le virus diffuse ensuite de proche en proche par les cellules musculaires infectées jusqu’à atteindre une terminaison nerveuse dans laquelle il pénètre en s’attachant sur des récepteurs membranaires, dont ceux à acétylcholine (111, 145, 153, 162). Une fois dans le nerf, le virus rabique est transporté passivement vers les centres nerveux où il se multiplie de neurones en neurones (111, 145, 153, 162). Après plusieurs multiplications (responsables des premiers troubles du comportement), le virus parcourt les nerfs de façon centrifuge (septinévrite) et les signes nerveux apparaissent de proche en proche (rétine, cornée, glandes salivaires, peau…) (111, 145, 153, 162). Tous les tissus, nerveux et épithéliaux, sont ensuite infectés et sont le siège de multiplications virales (ganglions nerveux, nerfs, plexus nerveux, cortex cérébral, glandes salivaires, cornée, graisse, peau, muscles sous-cutanés…) aboutissant à des lésions inflammatoires et lytiques des cellules touchées (complétées par l’action d’anticorps cytolytiques) (111, 145, 153, 162). Le bourgeonnement viral intense à travers les membranes cellulaires des cellules apicales des glandes salivaires est à l’origine de l’excrétion du virus dans la salive (111, 153, 162). L’infection par le virus rabique peut toucher toutes les espèces poïkilothermes et aboutit dans la quasi-totalité des cas à la mort de l’animal (111, 145). Quelques infections peuvent montrer une pathogénie différente ; ces cas restent cependant exceptionnels (145, 153) : - - contamination et multiplication du virus sans signes cliniques ni excrétion virale (cas observé dans l'infection des Chiroptères par l'EBL), contamination et multiplication du virus sans signes cliniques mais avec excrétion virale dans la salive, infection clinique suivie d’une guérison, infection non mortelle mais laissant des séquelles (paralysie), infection latente, réveillée par une agression de l’organisme (froid, choc vaccinal, gestation…). Quelques rares cas de résistance au virus ont été observés chez le chat et le chien (54, 162). 1.2.3 - Réponse immunitaire L’immunité à médiation humorale est principalement dirigée par la glycoprotéine d’enveloppe, qui porte les épitopes responsables de la synthèse d’anticorps neutralisants (54, 111, 145). L’immunité à médiation cellulaire joue un rôle complémentaire de l’immunité humorale et dans les phénomènes immunopathologiques (145). Des épitopes des 16 glycoprotéines d’enveloppe et des nucléoprotéines sont impliqués dans cette réponse immunitaire cellulaire (111, 145). Bien que les protéines rabiques soient hautement immunogènes, aucune réponse humorale ou cellulaire n’est détectée durant le déplacement du virus depuis le site de morsure vers le système nerveux central (111, 153). Cette faible réaction de l’organisme dans les stades précoces de l’infection pourrait être due au peu d’antigènes circulants, le virus étant séquestré dans les cellules musculaires et nerveuses (111), ou à un effet immunodépresseur du virus (153). Des taux très élevés en anticorps neutralisants peuvent ensuite être retrouvés chez les individus présentant les signes cliniques de la maladie (162). Cependant, 50% d’entre eux meurent avant de présenter des taux d’anticorps décelables (153). La réponse immunitaire humorale et cellulaire ne débute réellement que lorsque le virus est rejeté dans le secteur intercellulaire, c'est-à-dire après sa multiplication dans le système nerveux central (153). Des taux élevés en anticorps neutralisants (par vaccination) avant ou au moment de l’infection se sont révélés très efficaces lors du contact avec le virus (153, 162). Le virus est neutralisé efficacement par injection d’immunoglobuline pendant les premiers stades de l’infection (base du traitement précoce de la maladie) (111). Conclusion Le virus rabique est un virus à ARN sensible aux principaux agents physico-chimiques et auquel tous les mammifères sont sensibles, bien que certains biotypes et variants se distinguent selon les espèces et les régions géographiques. Ce virus neurotrope touche primairement les cellules nerveuses et secondairement les tissus épithéliaux. L'issue est quasiment toujours fatale dans l'espèce cible. La réponse immunitaire n'est jamais assez rapide et importante pour juguler l'infection. Les anticorps neutralisants sont cependant efficaces lorsqu'ils sont présents avant l'infection. La connaissance de ces caractéristiques virales et pathogéniques permet d'étudier et de déterminer les principaux éléments de l'épidémiologie analytique du virus rabique chez les Félidés sauvages. 17 1.3 - Epidémiologie analytique appliquée aux Félidés sauvages Des études ou observations de terrain ont permis de définir, ou supposer parfois, certains éléments d'épidémiologie analytique du virus rabique chez les Félidés non domestiques (souches virales, sources et modes de transmission, facteurs de réceptivité). 1.3.1 - Souches virales isolées chez les Félidés sauvages Le virus isolé par Frye (44) chez un ocelot capturé en Amérique du sud, identifié par immunofluorescence après inoculation à des souris, s’est révélé être une souche du virus classique de la rage canine (ou « rage citadine » ou « des rues »), virus de type 1. 1.3.2 - Sources et transmission chez les Félidés sauvages 1.3.2.1 - Sources Les réservoirs de la rage (pour ce qui concerne le Lyssavirus, sérotype 1) varient selon les régions du monde ; cependant, dans aucune zone, les Félidés ne constituent un réservoir de la maladie (91, 127, 145, 153, 154). Les principaux réservoirs sauvages pouvant jouer un rôle de source virale pour les Félidés sauvages sont : - le Renard roux (Vulpes vulpes) en Europe occidentale, centrale, et de l’est, en zones tempérées d’Asie et au Canada (Ontario) (153, 154, 162), - le Renard gris (Urocyon cinereoargentus), le Raton laveur (Procyon lotor) dans certaines régions d’Amérique du nord (153, 154, 162), - le Renard polaire (Alopex lagopus) au Groenland et dans les régions arctiques de l’Amérique et de l’Asie (153, 154), - l'Otocyon (Otocyon megalotis) en Afrique du sud (154), - la Mouffette (Mustela mephitis) au Canada et aux Etats-Unis (Californie) (153, 154), - le Loup (Canis lupus) dans quelques régions d’Iran (154), - la Mangouste fauve (Cynictis penicillata) aux Caraïbes, en Inde et Afrique australe (123, 153, 154, 162), - le Chacal (Canis aureus, adustus et mesomelas) en Afrique et Asie (153, 154), - le Coyote (Canis latrans) dans certaines régions d’Amérique du nord (154), - la Chauve-souris vampire (Desmodus rotundus) en Amérique du sud (154). Les autres espèces, bien que n’étant pas réservoir principal de la maladie, sont considérées comme "vecteurs" potentiels du virus. En Afrique australe, par exemple (91, 127), bien que les cas observés soient rares, de nombreux Félidés sauvages sont considérés comme vecteurs potentiels de la rage : le Serval (Felis serval), le Caracal (Caracal caracal), le Léopard d’Afrique orientale (Panthera pardus suahelica), le Léopard d’Afrique centrale (P. p. shortridgei), le Léopard d’Afrique du sud (P ; p. melanotica), le Chat à pieds noirs (Felis nigripes) et le Chat sauvage 18 d’Afrique (Felis sylvestris lybica). Enfin pour la plupart des pays, les chiens errants, potentiellement "vecteurs" du virus, constituent toujours un risque important de transmission de la maladie, notamment à l’Homme. Le chien domestique est d’ailleurs considéré comme réservoir à part entière en Amérique latine. 1.3.2.2 - Transmission La rage est transmise principalement par la salive, par morsure, ou contact d’une plaie avec de la salive et dans une moindre mesure in utero et par consommation alimentaire de l’encéphale (111, 145, 162). La salive est virulente dès la fin de la phase d’incubation, avant l’apparition des symptômes (2, 127, 145, 153, 154). Cependant, chez le chien on considère que le virus est présent dans la salive, 3 jours avant l’apparition des symptômes dans 80% des cas, 4 à 5 jours avant dans 15% des cas, et 5 à 8 jours avant dans seulement 5% des cas (145). Un animal excréteur du virus doit donc présenter les symptômes de la maladie dans les 10 jours suivant le début de cette excrétion (111). Cette notion est particulièrement importante dans l’épidémiologie de la rage et dans le suivi des animaux mordeurs et suspects de rage (145). La probabilité de contamination d’un autre animal ou de l’Homme après morsure est donc proche de 0% si l’animal mordeur ne présente aucun signe de la maladie 15 jours après la morsure (145). La maladie peut donc être introduite chez des Félidés en captivité ou en liberté par contact avec des individus sauvages malades ou excréteurs présymptômatiques en liberté, des individus nouvellement introduits ou des animaux domestiques errants, lors de contacts rapprochés. Dans le cas rapporté sur un lion en captivité en Inde (90), Shing retient comme source virale hypothétique les renards et chacals rodant autour du parc zoologique. Le deuxième lion infecté a pu contracter la maladie par le premier lion ou par ces mêmes animaux errants. Dans les trois cas décrits par Rao (123) sur des lions captifs, la présence d'une Mangouste morte dans l'enclos laisse suspecter une transmission du virus par cet animal, réservoir de la rage en Inde. La maladie aurait ensuite était transmise par morsure entre les individus du même enclos (123). Dans l’étude de Berry (12) en Namibie, l’auteur montre le lien entre une épidémie de rage de 1977 à 1982 sur des grands Koudous d’élevage (Tragelaphus strepsiceros), survenue dans la région et qui s’est ensuite propagée sur les populations de Koudous sauvages en 1983-1984 (espèce la plus représentée dans les cas de mortalité de rage en Namibie (55% des cas)). Quatre cas de rage sur les lions entre 1975 et 1990 ont été diagnostiqués sur des animaux morts à la même époque (1983-1984) et dans le même secteur que les groupes de Koudous atteints (zone Est du parc), là où la densité de Koudous est la plus importante. L’hypothèse la plus probable de transmission du virus au lion est donc celle d’une contamination par le tissu nerveux et par effraction des muqueuses par les os broyés lors de la consommation de ces proies. Les lions ont également pu se contaminer entre eux par la salive ou par morsure lors des repas. Le Koudou enragé devient, de plus, une proie vulnérable et facile pour le lion, qui s’infecte alors par consommation alimentaire. 19 1.3.3 - Réceptivité et facteurs de risque 1.3.3.1 - Facteurs intrinsèques Tous les mammifères sont sensibles à la rage, à différents degrés (111, 127, 145, 153). La réceptivité varie selon l’espèce animale et la souche virale (145). Les Félidés sauvages sont donc théoriquement moins sensibles au virus rabique dans les régions où les réservoirs sont constitués par les Canidés et les Viverridés. Les individus jeunes sont souvent plus sensibles au virus (145). Le taux de létalité reste cependant toujours voisin de 100% et il faut donc toujours rester méfiant face à un Félidé suspect, même si celui-ci n’est ni réservoir principal de la souche, ni âgé. 1.3.3.2 - Facteurs extrinsèques 1.3.3.2.1 - Contexte épidémiologique Le contexte épidémiologique est bien sûr le premier critère de risque à prendre en compte (154). Le risque est présent dans la majorité des pays et en cas d’introduction ou de déplacements d’animaux sauvages provenant de zones d’endémie. Même les pays dits "indemnes" de rage ne sont indemnes que de la "maladie" et pas forcément de virus du genre Lyssavirus. 1.3.3.2.2 - Mode de vie Les animaux captifs en parc zoologique peuvent être considérés comme moins exposés au virus, car protégés par les barrières et les fossés qui les isolent (39). Le virus est très peu résistant dans le milieu extérieur et un contact rapproché est toujours nécessaire à sa transmission (145) (sauf lorsque la salive a été déposée depuis peu de temps sur un objet ou une carcasse). Le risque n’est cependant jamais nul, notamment en cas d’animaux errants malades et d’enclos mal protégés ou encore en Amérique du sud où les Chauvessouris vampires accèdent aux enclos. Selon certains auteurs (55) il existe un risque particulier en parc zoologique, dû à la concentration d’espèces différentes toutes sensibles au même virus, si celles-ci sont en contact étroit. Le mode de vie solitaire des Félidés sauvages en liberté et leur capacités de défense ou de fuite importantes contre les attaques d’autres animaux peuvent aussi expliquer la faible prévalence de la maladie chez ces espèces et constituent ainsi un facteur indirect de non exposition au virus (65, 91). 1.3.3.2.3 - Comportement Dans son étude en Namibie, Berry (12) ne met pas en évidence de relation statistique entre la saison sèche (période de malnutrition, de baisse des défenses immunitaires, de vulnérabilité plus importante) et la mortalité par la rage. Le comportement de chasse et de consommation des proies par les lions semble être un facteur de risque supplémentaire pour cette espèce. En effet les lions étranglent et étouffent leur proie avant de la consommer et il existe donc un contact étroit entre 20 la langue, les muqueuses et les yeux du lion (voies de pénétration) et la salive de la proie (source virale) (12). Conclusion Chez les Félidés sauvages, il est donc admis que les sources et modes de transmission du virus rabiques sont les mêmes que celles connues pour les Carnivores domestiques. Les espèces réservoirs sont assez variées selon les régions du monde. Tout contact rapproché avec un animal excréteur du virus doit donc être considéré comme un risque non négligeable de transmission de la maladie, en milieu naturel comme en captivité. Dans ce dernier cas, la protection des enclos contre les mammifères sauvages ou errants est un facteur primordial à prendre en compte dans la protection contre l'infection virale. Préalablement à ces mesures prophylactiques, la connaissance des aspects cliniques et diagnostiques de la maladie reste nécessaire et complémentaire. 1.4 - Etude clinique Le développement de la médecine vétérinaire d'espèces sauvages captives ou non a permis l'observation de cas cliniques de rage chez les Félidés non domestiques et de ce fait, la description de signes cliniques, de lésions d'autopsie et de résultats de tests diagnostiques chez ces espèces. 1.4.1 - Symptômes et examens complémentaires Plusieurs facteurs conditionnent le temps d’incubation, l’apparition et la gravité des symptômes : la virulence de la souche chez l’hôte infecté, la charge virale inoculée, la distance entre la morsure et le système nerveux central, la sensibilité de la victime (162). L’incubation de la maladie peut durer de quelques semaines à quelques mois, avec des variations très importantes, pouvant atteindre parfois plusieurs années (111, 145, 162). Le taux de létalité est toujours de 100% (2, 127, 145, 153), la mort intervient généralement entre 2 et 14 jours après l’apparition des symptômes (111). 1.4.1.1 - Symptômes chez le chat domestique Les symptômes incluent toujours un dysfonctionnement du système nerveux central et périphérique, avec cependant des variations selon la souche virale et l’hôte (162). Deux formes de la maladie sont décrites (147, 111). La forme « furieuse » est caractérisée par des modifications du comportement habituel, alternant périodes de 21 calme et phases d’excitation, suivies d’une période d’agitation nette, avec accès de fureur et agressivité, modification de la voie, hypersalivation, mydriase, photophobie, hyperesthésie et troubles de la déglutition (spasmes des muscles pharyngés empêchant l’animal de boire, considérée à tort au début comme une "hydrophobie" chez l'animal, comme elle existe chez l'Homme) (111, 127, 147, 153, 162). La mort survient rapidement après une phase de paralysie des membres et des mâchoires et de coma (111, 147, 162). La forme « paralytique » est caractérisée par une paralysie, s’étendant d’emblée rapidement à tous les nerfs d’origine bulbaire (147). D’autres symptômes moins caractéristiques peuvent être observés : anorexie, troubles digestifs, dyspnée (127, 153). Les chats domestiques développent plus fréquemment la forme furieuse de la maladie (irritabilité, réaction vive aux stimuli visuels et sonores, prurit, hallucinations, morsures…) (54). Après cette phase, au bout de cinq jours environ, la forme paralytique peut être observée (paralysie des extrémités, incoordination, paraparésie, paralysie générale, coma et mort) (54). 1.4.1.2 - Symptômes chez les Félidés non domestiques Knap (77) décrit la maladie chez le tigre par une anorexie, agitation soudaine et des feulements ou au contraire par un abattement anormal. Les symptômes neurologiques semblent peu nets. La mort survient en 4 à 5 jours après une phase de paralysie. Les trois cas de rage sur des lions captifs en Inde (123) étaient associés au développement d’un comportement violent (attaques et morsures contre les enclos, les arbres et les autres lions) ou d'une paralysie progressive, de rugissements anormaux, d'anorexie, de halètement et d'une nervosité anormale, d'une protrusion de la langue et d'un ptyalisme (123). La mort est survenue dans ces trois cas entre 2 et 5 jours après l'apparition des signes cliniques (123). La lionne observée par Bwangamoi (21), présentait une paralysie du cou ; les réactions et la vue étaient conservées à l’approche de l’Homme mais l’animal ne pouvait plus se déplacer. Ces symptômes étaient comparables à ceux observés lors de fractures vertébrales, ce qui avait d’ailleurs motivé l’euthanasie de l’animal. Singh (90) décrit chez un lion captif un comportement anormal, des attaques violentes et fréquentes envers ses congénères et les surveillants, une agressivité anormale et importante. L’animal a été retrouvé mort 24 heures après l’apparition des symptômes. Le second lion atteint est décrit comme un animal furieux, attaquant ses congénères et se jetant violemment contre les grilles. Une salivation importante ainsi que des blessures aux dents et aux lèvres sont également rapportées chez cet individu. L’animal présentait, de plus, une hypersensibilité aux bruits et des rugissements rauques. Vingt-quatre heures après l’apparition des symptômes, l’animal présentait une parésie, une anorexie et une paralysie laryngée. La mort est survenue 4 jours après l’apparition des premiers signes. Le lion était cachectique et complètement paralysé. Des symptômes semblables sont décrits par Frye chez un ocelot (44) : ataxie croissante durant six jours jusqu’à la paralysie complète, hypersalivation importante et déshydratation. L’animal n’a cependant montré aucun signe d’agressivité et est mort en 5 jours. Il s’agissait vraisemblablement de la forme paralytique de la maladie (44). 22 Chez le Lynx (Lynx lynx), Kolar (78) décrit une longue phase de troubles digestifs (diarrhée) suivie de trois jours d'anorexie. Un changement brutal de comportement, caractérisé par une agressivité anormale, a ensuite été observé. L'animal présentait aussi une ataxie et une incapacité à poursuivre ses proies sans tomber. Les signes musculaires regroupaient des contractures de la mâchoire lorsque l'animal saisissait ses proies, un trismus des muscles de la mâchoire, un strabisme et des écoulements de salive, suivis d'une paralysie générale et de la mort de l'animal (78) 1.4.2 - Lésions 1.4.2.1 - Lésions chez le chat domestique L’autopsie ne révèle généralement, chez les carnivores domestiques, aucune lésion macroscopique pathognomonique (153). Des lésions de polioencéphalomyélite non purulente sont le plus souvent rencontrées (162). Des signes de bagarres et de morsures peuvent être observés, ainsi que des corps étrangers dans l’estomac (90, 153). Les lésions pathognomoniques relèvent de l’histologie : corps d’inclusions intracytoplasmiques dans les neurones (corps de Negri) (111, 127, 153, 162). Les signes d’inflammation du système nerveux central sont, de façon assez paradoxale, modérés, avec peu d’effet cytopathologique et non caractéristiques de la maladie (œdème cérébral, congestion méningée, dégénérescence neuronale …) (111, 127, 153, 162). 1.4.2.2 - Lésions chez les Félidés non domestiques Chez les trois lions décrits par Rao (123), des signes de méningites non suppuratives et des manchons périvasculaires ont été observés à l’autopsie. Bwangamoi (21) décrit chez la lionne une infiltration lymphocytaire de l’encéphale et de nombreuses lésions non spécifiques (entérite, néphrite, congestion pulmonaire et splénique, parasitisme important). Des signes indirects de l’agressivité générée par l’infection sont aussi rapportés (90) : hématomes, blessures de la trachée, cicatrices sur la peau… Dans tous les cas de félidés non domestiques analysés en histologie (12, 21, 77, 90, 121) des corps de Negri (inclusions éosinophiliques intracytoplasmiques) ont été mis en évidence dans les cellules de l’encéphale. Bwangamoi (21) constate cependant que chez la lionne autopsiée, les corps de Négri semblent se localiser préférentiellement dans les cellules de Purkinje, comme chez les herbivores, et non pas dans les cellules de l’hippocampe comme chez les carnivores. Rao (123) observe cependant bien ces corps de Négri dans les cellules de l'hippocampe d'un des lions autopsiés. 1.4.3 - Moyens diagnostiques et interprétation Aucun test diagnostic n’est réalisé sur animal vivant avant l’apparition des symptômes (127, 153, 154). L’isolement du virus dans la salive peut théoriquement être tenté (162) mais représente un risque bien trop important pour le manipulateur pour être réalisé en pratique. Les recherches d’anticorps antirabiques sont dans la grande majorité des cas infructueuses (absence de production d'anticorps due à la vitesse d'évolution de la maladie). Elles n’ont d’utilité que dans le contrôle de 23 l’immunité post-vaccinale (145, 162). De plus, 50% des animaux infectés meurent sans montrer de taux d’anticorps décelables (153). Aucun signe clinique et aucune lésion macroscopique n’a de valeur spécifique de la maladie (145). Le changement de comportement et les signes de paralysie sur un animal vivant, le mauvais état général, la maigreur, les signes indirects d’agressivité (blessures, hématomes…) et les lésions d’encéphalomyélite sur l’animal mort doivent toujours faire suspecter une infection par le virus rabique (145, 162). Il est toujours important de prendre en compte le contexte épidémiologique et les risques de morsures préalables (162). Les seules lésions spécifiques de la maladie sont les corps de Negri, observés à l’examen de l’encéphale après la mort de l’animal, dans les cornes d’Ammon, cellules pyramidales et ganglionnaires, après coloration spécifique (77, 111, 127, 145, 153, 162). L’encéphale une fois prélevé doit être fixé dans du formol à 10% (54). C’est cette méthode qui a été généralement utilisée dans les cas décrits chez les Félidés sauvages (Lion (12, 21, 90, 121), Tigre (77)). D’autres techniques de laboratoire sont aussi utilisées en complément ou à part entière : inoculation à des souris (54, 77, 121, 162) ou à des cultures cellulaires de neuroblastomes (21), tests immunoenzymatiques sur tissu nerveux (127, 145, 153), immunofluorescence directe mettant en évidence les antigènes du virus dans le tissu infecté (corne d’Ammon, glandes salivaires) (54). Cette dernière méthode a été utilisée chez un lynx d’Europe (78) et un ocelot (44). Les techniques d’immunofluorescence, d’inoculation et les tests immunoenzymatiques fournissent d’excellents résultats (145). La recherche de corps de Négri est plus longue et des faux négatifs peuvent survenir (notamment sur les animaux sacrifiés ou si le prélèvement a été fixé trop tardivement). Il faut de plus bien distinguer les corps de Négri des autres formations ou inclusions rencontrées chez des individus sains ou infectés par un autre virus (145, 153, 162). De nouvelles techniques, par PCR, permettent aujourd’hui de détecter la présence d’ARN viral dans l’encéphale infecté (111). Ces techniques sont beaucoup plus sensibles que les techniques traditionnelles et permettent de détecter le virus dans des cas très particuliers (animaux enterrés, salive ou biopsie cutanée pour un diagnostic ante mortem chez l’Homme) (111). L’utilisation d’anticorps monoclonaux permet aujourd’hui de distinguer avec précision les différents sérotypes de Lyssavirus (162). 1.4.4 - Traitement La maladie est mortelle à 100% et l’animal malade constitue un risque majeur vis à vis des autres animaux et de l’Homme (111, 162). C’est pourquoi aucun traitement n’est mis en œuvre chez l’animal atteint (54, 162, 152). Chez l’Homme les traitements les plus élaborés ont tous été des échecs, sauf pour trois cas de guérison, discutables pour certains (145). 24 Conclusion Les symptômes décrits chez les Félidés sauvages sont semblables à ceux observés chez les chats ou chiens domestiques (127, 145, 153). Les Félidés non domestiques présentent des signes de rage furieuse ou de rage paralytique et alternent des phases de repos avec des phases d’irritabilité et d’excitation violentes. Mise à part une répartition parfois différente des lésions histologiques dans l'encéphale, les lésions observées à l'autopsie et l'histopathologie des Félidés sauvages restent logiquement semblables à celles des chats domestiques. Ces lésions identiques corroborent d'ailleurs la similitude des signes cliniques observés. Les méthodes de diagnostic classiques sont appliquées avec succès chez les Félidés non domestiques. Aucun traitement de la maladie ne doit être tenté, seules des mesures prophylactiques peuvent permettre d'éviter la contamination et la diffusion de la maladie. 1.5 – Prophylaxie et législation Les connaissances épidémiologiques, cliniques et virologiques sur la rage, accumulées sur les Félidés sauvages, permettent d'établir ou d'adapter certaines mesures prophylactiques afin de lutter contre l'apparition de cette maladie. 1.5.1 - Prophylaxie sanitaire Le but de la prophylaxie sanitaire est d’éviter l’introduction, dans un groupe de Félidés non domestiques captifs ou en liberté, d’un individu en incubation ou malade de rage. La mise en quarantaine est un des moyens utilisés pour détecter, par la survenue des symptômes, un individu infecté avant son départ ou après son arrivée (145). L’incubation pouvant être longue, la mise en quarantaine de plusieurs mois, allant de trois mois à un an selon les risques, est souvent conseillée (2, 44, 77, 145, 154). De la même manière, tout animal ayant été en contact avec un animal suspect ou confirmé doit être isolé (118). Durant la surveillance vétérinaire, en cas de suspicion de la maladie ou de doute, l’abattage doit être envisagé en fonction des contacts préalables avec un être humain, de la valeur économique et écologique de l’espèce, des possibilités de mise en quarantaine et de surveillance vétérinaire, du statut immunitaire de l’animal exposé et de l’animal suspecté (12, 118). L’animal doit alors être sacrifié et son encéphale analysé (12). L’origine de l’animal doit être précisément connue ainsi que le statut endémique de la maladie dans la région de provenance (154). Il faut toujours proscrire l’introduction d’un individu provenant d’une zone à risque dans un groupe captif ou en liberté (2). 25 En milieu naturel indemne de rage, le principe consistant à diminuer fortement la densité de population de l’espèce vecteur sur une zone large autour d’un pays ou d’une région à protéger semble insuffisant pour empêcher l’extension de la rage (145). En milieu infecté, il faut toujours tenter de réduire la densité de population de l’espèce responsable de la transmission du virus, en la faisant descendre audessous du seuil de densité permettant la transmission du virus (145, 155). Il faut toujours prendre en compte le coût et l’impact écologique et biologique de telles mesures (145, 153, 155). Cependant celles-ci ne sont jamais efficaces à 100% et doivent être reconduites chaque année (145, 155). En parc zoologique, tous les moyens doivent être mis en œuvre pour empêcher l’introduction dans les enclos d’animaux potentiellement infectés, sauvages ou errants (grillages, clôtures hautes et profondes dans le sol, palissades électriques, surveillance des enclos) (55) ainsi que les animaux de visiteurs (interdiction ou tenue en laisse, muselière) (2, 145). Le contrôle des chauves-souris (sauvages ou exotiques captives) doit aussi être mis en œuvre, en raison des risques de transmission théoriquement possibles du virus EBL (104). A ces mesures sanitaires doivent être associées des mesures de prophylaxie médicale. 1.5.2 - Prophylaxie médicale 1.5.2.1 - Vaccination des Carnivores domestiques De nombreux types de vaccins existent dans le monde (145, 147) : vaccins à virus vivant modifié ou vaccins à virus inactivé, préparés à partir de tissu nerveux, de virus avianisé, de culture cellulaire ou par génie génétique. Ils sont utilisés selon l’espèce cible (Homme, renard, chien, bovins…) et la législation du pays (la France n’autorise par exemple que l’emploi de vaccins à virus inactivés chez les animaux domestiques). La vaccination des chats à l’aide de vaccins à agent vivant atténué s’est souvent révélée dangereuse (infection rabique post-vaccinale, douleur à l’injection intramusculaire) (54). Dans les vaccins commercialisés en France, la valence "rage" est généralement présentée sous forme liquide (avec adjuvant) et est associée à d'autre valences à virus atténués lyophilisés (147). Elle peut aussi être lyophilisée avec la valence "panleucopénie", remise en suspension ensuite avec une forme liquide des valences "coryza" (147). La vaccination comprend une injection unique de primo-vaccination pour les vaccins adjuvés, 2 injections à 15 jours au moins et 30 jours au plus avec les vaccins non adjuvés (147). Les rappels sont ensuite annuels (147). 1.5.2.2 - Vaccination des Félidés non domestiques La vaccination est conseillée sur les Félidés non domestiques en zone endémique ou menacée (2, 32, 58, 82, 116, 118, 121, 145) en captivité comme en liberté, en cas de risque de contacts (échanges d’animaux, public en contact avec les animaux…) (39, 43, 153) et pour des animaux à forte valeur écologique ou économique (116). En ce qui concerne les vaccins à agents inactivés, les animaux sont vaccinés à partir de trois mois. Un rappel annuel est préconisé. Peu de données existent sur l’efficacité et 26 la sécurité du vaccin antirabique chez les Félidés non domestiques (39, 55, 82, 118) et il n’existe pas de vaccins homologués pour les Carnivores non domestiques (153). Haigh (58) rapporte les résultats d'un essai de vaccin à agents inactivés utilisé en double dose sur un lynx (Lynx lynx) et deux lions (Panthera leo). Les animaux ont montré une réponse immunitaire positive 30 jours après l'injection vaccinale (augmentation significative des titres en anticorps dosés par séroneutralisation). Aucun effet secondaire n'a été observé (58). Bien que les vaccins à agents vivants modifiés soient considérés par certains comme sûrs et efficaces (55), ce sont généralement les vaccins à agents inactivés, considérés comme plus sûrs, qui sont utilisés et recommandés pour les espèces non domestiques (32, 39, 55, 58, 82, 116, 118, 153). Des cas d’infections vaccinoinduites ont été observés chez des Carnivores sauvages (Coyote (Canis latrans), Raton laveur (Procyon lotor), Moufette (Mustela mephitis)) (42, 145). Les mêmes protocoles que ceux utilisés chez les Félidés domestiques sont pratiqués généralement sur les Félidés sauvages en captivité : primo vaccination vers 4-6 mois et rappels annuels (32, 121). La vaccination est, de plus, pratiquée sur tout nouvel individu après la mise en quarantaine. Cependant l’efficacité des vaccins n’ayant pas été évaluée, il faut toujours avoir un doute sur la protection conférée par la vaccination (82). Les voies intramusculaire, intradermique et sous-cutanée montrent la même efficacité chez le chien (55). La vaccination par voie orale n'est pour l'instant réalisée que sur les populations de renards sauvages, à l'aide de vaccins vivants spécialement sélectionnés pour ne pas être virulents chez les autres espèces (145). 1.5.3 - La rage : législation sanitaire Tous les cas de rage humaine sont d'origine animale. La maladie, une fois déclarée cliniquement, est toujours mortelle (145). Ces éléments font de la rage une zoonose majeure. La rage est en France une Maladie Légalement Réputée Contagieuse (MLRC) chez toutes les espèces animales (145). Afin de lutter contre la rage, toute importation de Carnivores, sauvages ou domestiques, est interdite en France métropolitaine (Arrêtés du 2 novembre 1957 et du 17 août 1964) (145). Des dérogations particulières sont accordées : - - à l'importation de chiens et chats. Ces animaux doivent avoir un certificat de vaccination antirabique en cours de validité et être âgés de plus de trois mois, à l'importation de visons d'élevage. Les animaux doivent avoir un certificat de santé attestant le bon état général de l'animal et sa provenance d'une exploitation indemne depuis plus de 6 mois de maladies contagieuses et distante de plus de 20 km de tout foyer de rage, à l'importation de Carnivores non domestiques. Une dérogation spéciale peut être accordée sur demande. La classification de la rage parmi les MLRC induit des mesures particulières quant au diagnostic de la maladie (145) : - le diagnostic ne peut être réalisé que dans des laboratoires agréés, 27 - - l'expédition des prélèvements ne peut être réalisée que par un Laboratoire Départemental Vétérinaire ou éventuellement par les vétérinaires praticiens dans les départements dépourvus de tels laboratoires, les prélèvements et colis d'expédition, réalisées par les DSV, doivent répondre à certaines règles très précises (réalisation des prélèvements, conditionnement, commémoratifs, identification…) Des conduites à tenir particulières sont indiquées vis-à-vis des animaux enragés, suspects, mordeurs, contaminés ou "éventuellement contaminés" (145) : - - - - les animaux reconnus enragés doivent être déclarés au maire, abattus sans délai et un prélèvement en vue de diagnostic expérimental doit être réalisé. Le diagnostic une fois confirmé donne lieu à un arrêté de déclaration d'infection et une déclaration de zone atteinte de rage, si l'animal est d'origine autochtone, les animaux suspects ou mordeurs font l'objet d'une déclaration obligatoire au maire et d'une mise sous surveillance des services vétérinaires par arrêté préfectoral, les animaux mordeurs sont placés sous la surveillance d'un vétérinaire sanitaire, les animaux sauvages autochtones font l'objet d'un abattage immédiat en cas de morsure et les cadavres soumis à un diagnostic de la maladie, les animaux contaminés (Carnivore en contact avec un animal enragé, ou tout animal sensible mordu ou griffé par un animal enragé) font l'objet d'une déclaration obligatoire et dans certains cas d'un abattage immédiat (absence de vaccination à jour, absence de tatouage), les animaux "éventuellement contaminés" (animal en contact avec un animal suspect, ou en contact éventuel avec un animal enragé) font l'objet d'une déclaration obligatoire et d'une mise sous surveillance vétérinaire sous la responsabilité des Services Vétérinaires. Toutes ces mesures doivent logiquement s'appliquer aux Félidés non domestiques (carnivores et sensibles au virus) en captivité en France et à tous ceux importés en parcs zoologiques français. La législation française prévoit la vaccination et l'identification obligatoire (145) : - des Carnivores domestiques de plus de trois mois introduits en France, des chiens et des chats participant à une exposition au public en zone infectée ou en zone indemne pour ceux qui proviennent d'un département infecté ou d'un pays étranger non indemne depuis plus de trois ans, - des chiens et chats en zone infectée. Cependant, le récent statut "indemne" de la France concernant la rage a pour conséquence des modifications en cours de cette législation (disparition des zones infectées). Pour les animaux importés, la vaccination n'est légalement reconnue qu'après une primovaccination effectuée selon les dispositions réglementaires françaises (145) : 28 - vaccin inactivé homologué réalisé par un docteur vétérinaire détenteur du mandat sanitaire, vaccination après l'âge de trois mois. Conclusion La rage, en tant que zoonose, est soumise à une législation précise et stricte. Toutes ces dispositions légales sanitaires doivent s'appliquer à la vaccination des Félidés sauvages captifs ou importés (espèces sensibles, présentation au public, importation des zones non indemnes, circulation d'animaux par les cirques, échanges d'animaux entre parc zoologiques…). Les mesures de prophylaxie sanitaire et médicale appliquées aux Félidés non domestiques prennent alors toute leur importance. 29 2 - Le coryza Le coryza est un syndrome infectieux, très contagieux, d’origine virale, caractérisé cliniquement par un syndrome fébrile suivi d’une inflammation des voies respiratoires, de la conjonctive et de la cavité orale (1, 84, 108). Deux agents viraux sont responsables du coryza félin (1, 54, 84, 108) : - le virus de la rhinotrachéite féline ou herpes virus félin de type 1 (FHV), le calicivirus félin (FCV). D'autres agents pathogènes peuvent parfois être impliqués dans la maladie, de façon primitive (Chlamydophila felis, Reovirus félin), ou secondaire (Chlamydophila psittaci, Pasteurella, Bordetella bronchiseptica, Mycoplasma spp…) (54, 84). Le coryza est une infection fréquente chez le chat domestique, surtout en collectivité ; la vaccination permet un contrôle assez satisfaisant de la maladie (84). 2.1 - Epidémiologie descriptive Toutes les espèces appartenant à la famille des Felidae sont supposées sensibles à la maladie (66, 107, 108). L’infection par le FHV et le FCV a été décrite chez de nombreuses espèces de Félidés non domestiques et semble fréquente chez ces espèces (15, 16, 121). Les titrages en anticorps neutralisants contre ces deux virus se sont révélés positifs dans certaines études sur des populations sauvages ou captives. 2.1.1 - Cas cliniques, espèces affectées et répartition géographique 2.1.1.1 - Individus en captivité Le premier cas d’infection par le FHV d’un Félidé sauvage diagnostiqué avec certitude a été décrit par Thompson (144) en 1971 sur des guépards (Acinonyx jubattus) captifs en parc zoologique en Grande-Bretagne. L’isolement du virus FHV et son identification (observation des effets cytopathogènes et identification par microscopie électronique) ont été réalisés à partir d’écouvillons nasal, oculaire et buccal de trois guépards dont un ne présentait aucun symptôme de la maladie (animal considéré comme porteur sain du virus). Le second cas de rhinotrachéite féline, avec isolement du virus FHV, a été rapporté en 1977 sur des Panthères nébuleuses (Neofelis nebulosa) en captivité aux Etats-Unis (Missouri) (16). Quatre de ces animaux ont présenté des symptômes de la maladie, le diagnostic a été confirmé pour l’un d’entre eux par isolement et identification du virus FHV à partir d’un écouvillon nasal. Dans ce même parc, en 1984, le virus a été isolé à partir des sécrétions oculaires d’une femelle Guépard de 1 an et, 3 ans plus tard, sur une biopsie d’un ulcère cutané sur un de ses petits de 7,5 mois (70). En Allemagne (146), une épidémie de rhinotrachéite (avec isolement et identification du virus (effets cytopathogènes et séroneutralisation)) est rapportée dans un groupe de panthères nébuleuses (Neofelis nebulosa) en parc zoologique, ainsi qu'un cas d’isolement du virus dans les amygdales d’un lion mort après 30 l’apparition de symptômes nerveux (149) (l’isolement du virus est considéré dans ce cas comme indépendant des symptômes observés, l’animal était donc porteur sain et cliniquement atteint d’une autre maladie). Chez le Guépard, un épisode d’infection par le FHV d’un groupe semi-captif en élevage en Afrique du Sud est décrit par Van Vurren (149) : 18 animaux, bien que vaccinés annuellement à l’aide d’un vaccin vivant atténué FHV-1 et FCV, ont montré des signes de la maladie, confirmée pour 5 d’entre eux par des titres élevés en anticorps anti-FHV et anti-FCV (test IFA positifs, très supérieurs aux tests effectués sur les individus sains vaccinés) et pour 10 d’entre eux par écouvillonnage nasal, mise en culture et observation d’effets cytopathogènes caractéristiques du FHV. Au parc zoologique de Dresde (Allemagne), 5 cas d’infection par le FHV sont décrits et confirmés (isolement et identification du virus) par Ulrich (150) dans un groupe de panthères nébuleuses (Neofelis nebulosa). De nombreux autres cas d’infections par le FHV, diagnostiqués par l’observation de symptômes caractéristiques de la maladie sont décrits chez des Félidés captifs, notamment chez : - le Guépard (Acinonyx jubatus) aux Etats-Unis (120), en Russie (79) et en Allemagne (151), le Chat doré de Temminck (Felis temmincki) aux Etats-Unis (120), le Serval (Felis servals) aux Etats-Unis (120), le Lynx roux (Felis rufus) aux Etats-Unis (120), la Panthère des neiges (once) (Panthera uncia) aux Etats-Unis (143), la Panthère nébuleuse (Neofelis nebulosa) aux Etats-Unis (143), en Allemagne (150) le Jaguar aux Etats-Unis (143), le Léopard d’Asie aux Etats-Unis (143), le Léopard d'Afrique (Panthera pardus) aux Etats-Unis (82, 143), le Puma (Puma concolor) aux Etats-Unis (82, 143), le Léopard amurien (Panthera pardus orientalis) (151), le Léopard de perse (Panthera pardus ssp) (151), le Léopard de Chine (Panthera pardus ssp) (151), le Tigre (Panthera tigris) (151, 66), le Lion (Panthera leo) (66, 151), le Chat manul (Otocolobus manul) aux Etats-Unis (120), l’Ocelot (Leopardus pardalis) (82), le Chat léopard (Prionailurus bengalensis) (82), le Chat pêcheur (Prionailurus viverrinus) (82), Le Chat sauvage en Ecosse (93). Les cas d’infections par le calicivirus (FCV) sont moins nombreux (151). Sabine (128) isole le virus FCV chez deux jeunes guépards, d’après des écouvillons du nez, des yeux et de la langue. Les animaux présentaient un jetage, des écoulements oculaires et des lésions érythémateuses sur la langue. Les titres en anticorps neutralisants trois semaines après le début de l’infection se révèlent très élevés (128). L'isolement du virus FCV a permis son inoculation à un groupe de chatons qui 31 ont ensuite développé les symptômes et les lésions macroscopiques et microscopiques de la maladie (87). Kadoï (71) décrit une épidémie de FCV dans un groupe de lions (17 individus touchés sur 24) et de tigres de Sibérie (7 individus sur 13) en captivité. Les animaux présentaient des lésions vésiculaires sur la langue et le nez. Le virus a pu être isolé à partir d'un prélèvement sur un des lions et les différents tests utilisés ont permis de le classer parmi les Caliciviridae (71). La calicivirose a également été diagnostiquée par l’observation seule des symptômes chez un tigre de Sibérie captif (71, 85), le Lion (85) et le Guépard (32). 2.1.1.2 - Individus en liberté Il n’existe pas, à notre connaissance, de cas cliniques décrits d’infections par le FCV ou le FHV sur des Félidés non domestiques en liberté (136, 149). Il est cependant admis que toutes les espèces de Félidés sont sensibles aux virus et susceptibles de présenter des signes d’infection (15, 39, 41, 82, 85, 125). Les observations cliniques ont toujours été faites en captivité, mais des titrages sérologiques élevés ont été observés sur des Félidés en liberté. 2.1.2 - Séroprévalences, populations concernées et répartition géographique 2.1.2.1 - Individus en captivité Aucune étude sérologique n’a, à notre connaissance, été réalisée chez des groupes de Félidés captifs. De nombreuses études ont, à l’inverse, été réalisées sur diverses populations sauvages en liberté dans le monde. 2.1.2.2 - Individus en liberté L’étude menée par Spencer (139) sur 66 lions en liberté contrôlée au parc Etosha (Namibie) a révélé la présence d’anticorps anti-FHV chez 67% des individus testés et l’absence d’anticorps anti-FCV chez ces mêmes animaux. Au parc Kruger (Afrique du sud), l’étude de Spencer (136) sur 32 lions en liberté a montré que 91% des animaux présentaient des anticorps anti-FHV et aucun ne présentait d’anticorps antiFCV. Une étude similaire (60) a été menée en Afrique de l’Est (Tanzanie) pendant 7 ans sur 310 lions en liberté (parc du Serengeti, Cratère Ngorongoro, lac Manyara) : 82% des lions du parc du Serengeti étaient positifs au FCV, aucun des animaux des deux autres zones ne l’était. Tous les lions des trois zones présentaient des anticorps anti-FHV. La détection de protéines virales (test de western-blot) a, de plus, permis de mettre en évidence la présence du virus dans les cellules des animaux. Pour le FHV comme pour le FCV, les taux d’anticorps augmentent avec l’âge (signe de réinfections successives ou d’infections chroniques). Il s’agit de la première mise en évidence d’anticorps anti-FCV sur des lions en liberté. Ces mêmes données sérologiques (60, 136, 139) ont ensuite été analysées statistiquement par Packer et coll (115) sur une plus longue période (étude de la population des lions du parc du Serengeti et du cratère Ngorongoro pendant 30 ans et prélèvements sanguins sur une période de dix ans (1984-1994)). Cette analyse, 32 prenant en compte les titres en anticorps, l'âge, le sexe et l'habitat des animaux, a permis de mettre en évidence le statut endémique de l'infection par le FHV dans ces populations. L'auteur met aussi en évidence deux épidémies de calicivirose, se terminant en 1985 et 1990, apparues même en situation de faible densité de population et ayant eu un impact significatif sur la mortalité des jeunes individus (115). En France (Lorraine), un titrage d’anticorps anti-FHV et anti-FCV a été réalisé sur cinq chats sauvages en liberté et trois trouvés morts (3). Deux des huit chats présentaient des anticorps anti-FHV et 3 sur 5 des anticorps anti-FCV. Aux Etats-Unis, Roelke (125) réalise une étude sur la population de Puma de Floride (Felis concolor coryi) à partir de 74 prises de sang d’animaux adultes (20 mâles, 18 femelles) sur 3 ans. Les résultats se révèlent négatifs pour le virus de la rhinotrachéite mais positifs au calicivirus pour 56% des animaux. Les lynx du même écosystème présentaient des anticorps anti-FHV. En Californie, une enquête sérologique effectuée sur 58 pumas en liberté a montré 19% d’animaux positifs au FHV et 17% d’animaux positifs au FCV (116). Les taux, bien que positifs, étaient cependant en majorité très faibles et signaient ainsi une exposition ancienne au virus. Les chats porteurs chroniques montrent, en effet, souvent des taux élevés en anticorps. Ce fut le cas dans cette étude pour un seul individu. L’étude de Mochizuki (101) a montré l’absence d’anticorps anti-FHV chez une population de Chats iriomotes (Prionailurus iriomotensis) (ïle Iriomote, Japon). Des anticorps anti-FCV ont cependant été détectés chez 80% des individus. Conclusion Des anticorps anti-FHV ont donc été mis en évidence chez le Lion en Namibie, en Tanzanie et en Afrique du sud, chez le Chat sauvage en France et chez le Puma aux Etats-unis. Des anticorps anti-FCV ont été mis en évidence chez le Lion en Tanzanie (parc du Sérengeti uniquement), chez le Chat sauvage en France, chez le Puma en Californie et en Floride, et chez le Chat Iriomote en Asie. Tous ces titrages d’anticorps ont été réalisés sur des individus apparemment en bonne santé (ou morts), sans signes cliniques de la maladie. Les taux d’anticorps détectés révèlent donc une exposition antérieure au virus et une guérison après une éventuelle phase clinique. Les deux maladies (rhinotrachéite et calicivirose) semblent donc endémiques dans certaines régions du monde et dans certaines populations de Félidés non domestiques en liberté. L’impact de ces maladies sur les populations reste cependant difficile à évaluer mais leur caractère parfois mortel en font une menace potentielle sur les populations de Félidés sauvages (93, 116, 125, 136). L’infection par le FHV et le FCV pourrait de plus jouer un rôle sur la mortinatalité et les avortements et créer ainsi une menace potentielle sur des petites populations isolées de Félidés (3, 125, 136). L'expression clinique de la maladie a été observée chez plusieurs espèces de félidés non domestiques, mais uniquement en captivité. 33 2.2 - Virologie Le calicivirus et le virus de la rhinotrachéite appartiennent à deux familles distinctes. La connaissance de leurs caractéristiques structurales et pathogéniques permet de comprendre les effets proches de ses deux virus, pourtant très différents, sur l'organisme. 2.2.1 - Caractéristiques du virus 2.2.1.1 - Herpesvirus Le virus de la rhinotrachéite est un Herpesvirus de type 1, appartenant à la famille des Herpesviridae, sous-famille des Alphaherpesvirinae (112). Il est constitué d’une nucléocapside polypeptidique contenant un ADN double brin, entouré d’un tégument protéique et d’une enveloppe lipoprotéique, contenant de nombreuses glycoprotéines initiant le processus infectieux (1, 84, 108). Il est possible de trouver des particules virales sans enveloppe lorsque les virions sont libérés par cytolyse (1, 60, 108). Le virus est fragile dans le milieu extérieur (survie de 24 heures) et facilement détruit par les principaux agents antiseptiques (éther, chloroforme, eau de Javel, agents oxydants) (1, 84, 108). Le virus de la rhinotrachéite féline ne présente qu’un seul sérotype à travers le monde (54, 111). L’ADN code pour la synthèse de protéines nécessaires à la réplication du virus, et pour des protéines structurales (108). 2.2.1.2 - Calicivirus Le calicivirus félin est un virus à ARN mono brin, contenu dans une capside polypeptidique et non enveloppé, appartenant à la famille des Caliciviridae, genre Vesivirus (107, 160). Il est plus résistant que l’Herpesvirus (une semaine dans le milieu extérieur, résistance à certains désinfectants mais pas à l’eau de Javel) (15, 54, 57, 84). Le calicivirus présente différentes souches, d’antigénicité et de pathogénicité sensiblement variables (54). Dans la nature, les souches de virus sauvages peuvent varier sensiblement, en particulier quant à leur pouvoir pathogène (84, 107, 160). Plusieurs sérotypes ont été isolés, les protections croisées entre ces sérotypes sont variables (87). 2.2.2 - Pathogénie 2.2.2.1 - Calicivirus Lors de la réplication dans le cytoplasme de la cellule infectée, l’ARN mono brin est traduit en protéines structurales (capside) et non structurales (ARN polymérase, protéase, protéines de fonction inconnue (107)). Les brins d’ARN sont parallèlement répliqués en série et s’associent aux protéines pour former les virions dans le cytoplasme de la cellule, qui seront expulsés par cytolyse (107). Après pénétration par voie ORL, le calicivirus provoque des lésions des épithéliums respiratoires et oculaires, généralement limitées à l’appareil respiratoire supérieur. Les épisodes de virémie sont limités et rares sauf dans les cas d’affections de l’appareil respiratoire profond (84). L’atteinte de la cavité orale est très 34 fréquente (84). Toutes ces lésions sont fréquemment observées chez le chaton. Chez le chat adulte, l’infection peut être complètement asymptomatique ou de façon plus générale, moins sévère qu’avec le FHV (84). 2.2.2.2 - Herpesvirus Après s’être fixé à la membrane cellulaire par l’intermédiaire des glycoprotéines d’enveloppe, le virus pénètre par fusion ou par endophagocytose dans la cellule où débute la réplication (108). L’ADN viral est ensuite libéré et intègre le nucléus de la cellule cible (108). L’ADN viral est alors transcrit en ARN viral initiant la synthèse protéines de transcription et de structure (108). Parallèlement, l’ADN viral est répliqué et intégré dans les futurs virions (108). Les virions s’entourent ensuite de leur enveloppe (couche interne de la membrane cellulaire) et sont expulsés de la cellule par cytolyse ou exocytose (108). Les phénomènes de réplication entraînent la formation de corps d’inclusion intranucléaires spécifiques, reconnaissables après coloration de tissus infectés ou de cultures cellulaires infectées (108). Le virus peut dans certains cas rester à l’état quiescent dans les cellules et sa réplication réactivée à la faveur d’un stress ou d’une maladie intercurrente (108). Après pénétration par voie ORL, l’Herpesvirus provoque une cytolyse, progressant de proche en proche dans les cellules de l’appareil respiratoire supérieur (nez, larynx, trachée) ; la nécrose est particulièrement sévère dans l’épithélium sinusal (1, 84). Les lésions concernent principalement la sphère ORL et parfois les conjonctives oculaires (84, 111). La mortalité est faible (84). La maladie une fois jugulée, le virus peut rester à l’état quiescent dans l’organisme et être réactivé ultérieurement (84). 2.2.3 - Réponse immunitaire L’immunité humorale induite par le FHV est caractérisée par une synthèse d’anticorps neutralisant peu importante et limité dans le temps (1, 84). Une infection expérimentale n’induit qu’une synthèse modérée et transitoire (2 mois) d’anticorps neutralisants (84). De plus, on observe dans les conditions naturelles d’infection, des cas fréquents de réactivation virale chez d’anciens malades, signe de l’insuffisance de protection conférée par la réaction immunitaire sérologique (1, 84). L’immunité humorale induite par le calicivirus semble, dans les conditions expérimentales, efficace et protectrice dans le temps (84). Cependant, dans les conditions naturelles, de nombreux chats demeurent longtemps excréteurs du virus après guérison clinique (30 jours à plusieurs années) (84, 107). Chez 33% des chats, l’infection par FCV devient persistante et asymptomatique (116). Certains parviennent quand même à éliminer définitivement le virus (84). 35 Conclusion Les deux virus du coryza, bien que de structures différentes, présentent de grandes similitudes sur le plan pathogénique et immunitaire. La connaissance de ces caractéristiques virales et pathogéniques permet d'étudier et de déterminer les principaux éléments de l'épidémiologie analytique de ces virus chez les Félidés sauvages. 2.3 - Epidémiologie analytique appliquée aux Félidés sauvages Des études ou observations de terrain ont permis de définir, ou supposer parfois, certains éléments d'épidémiologie analytique des virus du coryza chez les Félidés non domestiques (souches virales, source et modes de transmission, facteurs de réceptivité). 2.3.1 - Souches virales isolées chez les Félidés sauvages L’isolement et l’identification d'un virus Herpes sur un guépard n’ont pas montré de différences importantes entre ce virus (nommé ChHV) et le FHV-1 du chat domestique (70, 133). Le virus ChHV était auparavant considéré comme distinct du FHV. Des études plus approfondies du virus isolé (70, 133) ont permis de mettre en évidence : - une morphologie en microscopie électronique identique à celle des Herpesvirus, des caractéristiques antigéniques semblables à celles du FHV-1 (par séroneutralisation anti-FHV-1), des effets cytopathogènes caractéristique des alphaherpesvirus, une homologie des protéines virales avec celles du FHV-1 par électophorèse, une grande homologie de l'ADN viral avec le FHV-1, après hybridation ADN, quelques fragments d'ADN différents de celui du FHV-1 après une électrophorèse après action des enzymes de restriction (endonucléase) (Southern blot). Le ChHV peut donc être considéré comme une souche très proche du FHV-1 (133). Sabine (128) isole et identifie un virus similaire aux Caliciviridae connus chez le chat. L'identification était basée sur l'observation des effets cytopathogènes, l'observation des particules virales au microscope électronique, la résistance du virus à certains environnements physico-chimiques (pH, température, éther…) et le titrage en anticorps neutralisants de l'animal. Love (87) parvient plus tard à transmettre ce virus du guépard à un groupe de chats qui développent alors la maladie (hyperthermie, pneumonie, glossite ulcérative et conjonctivite), transmettent le virus à des animaux sains et présentent des lésions caractéristiques à l'autopsie. Le virus du guépard n'est cependant pas neutralisé par trois sérums félins produits contre trois sérotypes connus chez le chat (87). Le calicivirus isolé chez le guépard semble donc être un sérotype particulier à cette espèce (87). 36 De la même façon, Kadoï (71) isole un Calicivirus chez un lion atteint de lésions vésiculeuses sur la langue. Les divers tests virologiques utilisés (effets cytopathogènes sur culture cellulaire, typage des acides nucléiques, stabilité aux solvants, à la chaleur et aux variations de pH, taille des virions, morphologie en microscopie électronique, analyse des protéines virales par test immuno-blot, infection expérimentale à des chatons, tests de séroneutralisations) ont permis de définir le virus comme un Calicivirus avec cependant deux différences majeures avec le calicivirus félin du chat domestique : la présence de deux composants formant la protéine de capside majeure (au lieu d'un composant unique chez le virus du chat domestique), distinctes par test immuno-blot et l'absence de neutralisation du virus par des sérums anti-calicivirus félins classiques (souches F4, F14, F22 et F23). Ici encore, l'auteur conclut à la présence de nouveaux sérotypes ou biotypes de Calicivirus (71). De façon générale, les virus FHV impliqués sont considérés comme proches de ceux du chat domestique, qui est le plus souvent incriminé comme principale source du virus chez les Félidés non domestiques (41). Le FCV semble lui parfois plus spécifique à certaines espèces (Guépard (128), Lion (71)) dans les formes cliniques caractérisées par une glossite érythémateuse ou vésiculeuse. Comme chez le chat, on considère que le FHV, le FCV et Chlamydophila felis sont le plus souvent associés dans la maladie (41). 2.3.2 - Sources et transmission chez les Félidés sauvages La source virale est principalement représentée par les animaux malades excréteurs. D'autres sources, moins évidentes, doivent cependant être toujours considérées, et notamment : - les excréteurs intermittents d’Herpesvirus (par réactivation de l’infection, surtout pendant la gestation ou la lactation) (1, 84), les porteurs sains excréteurs (excrétion oropharyngée) du calicivirus chez d’anciens malades (2, 9, 41, 84, 121, 125, 143, 160), La transmission de l’Herpesvirus est essentiellement directe, par contact entre les muqueuses (relation mère/chatons) ou par les sécrétions nasales et oculaires (1, 84, 108). Le réservoir principal de l'agent pathogène est constitué par les chats domestiques (1). Une transmission indirecte peut parfois être observée en collectivité, par le matériel et le personnel (1, 108). La transmission du calicivirus peut être directe, par contact entre individus, par aérosols et par les sécrétions de l’animal infecté (54, 107, 160), ou indirecte (via le matériel d’élevage ou l’Homme) (84, 107). Les cas cliniques observés en captivité sont souvent expliqués par un contact préalable avec des chats domestiques errants, malades ou porteurs sains, puis par transmission entre Félidés non domestiques du même groupe (16, 70, 116, 121, 125, 146, 149). Dans certains parcs zoologiques, la maladie, contractée à partir des chats errants, est considérée comme latente et réactivée à la faveur d'un stress, d'une mauvaise alimentation, d'un mauvais environnement (146). En liberté aussi, Spencer 37 (136) émet l’hypothèse d’une transmission du virus aux lions par des chats domestiques introduits dans le parc quatre ans auparavant. Dans d’autres cas, la maladie semble plutôt endémique et sans lien avec la population de chats domestiques. Dans le cas des panthères nébuleuses infectées par le virus au zoo de Dresde (150), seuls 18% des chats domestiques de la ville présentaient des anticorps FHV, ce qui, selon l’auteur, ne peut pas représenter une source virale significative et une menace pour les Félidés non domestiques. Junge (70) décrit chez un jeune guépard une forme cutanée ulcérative, forme rare de la maladie. La transmission du virus aux cellules cutanées est expliquée dans ce cas par une contamination directe des pourtours des yeux (sièges des lésions) depuis une infection virale oculaire, suivie d’une contamination des lieux de léchage (queue et membres) atteints eux aussi. Un Herpesvirus de type 1 avait été isolé sur la mère du jeune guépard atteint, 3 ans auparavant, à partir d’écoulements oculaires pendant la phase clinique de la maladie. Cette femelle, considérée comme excrétrice du virus, aurait été dans ce cas une source probable du virus. Le caractère hautement contagieux des virus est mis en évidence par Boever (16) qui rapporte une épidémie dans un groupe de panthères nébuleuses (Neofelis nebulosa) n’ayant de contacts entre eux que pendant les repas. Dans le cas de l’épidémie décrite par Van Vurren (149) sur 18 guépards, l’auteur avance comme hypothèse, une transmission du virus par contact direct entre individus et par contact indirect avec les mouches, les récipients alimentaires et les soigneurs animaliers. L’environnement chaud et humide aurait favorisé ici la survie du virus dans le milieu extérieur. De la même manière, Sabine (128) décrit la propagation du virus depuis deux guépards malades dans un groupe de 10 guépards, tous atteints en une dizaine de jours. 2.3.3 - Réceptivité et facteurs de risque 2.3.3.1 - Facteurs intrinsèques 2.3.3.1 1 - Age et état de santé Les jeunes animaux, particulièrement les nouveaux-nés, ainsi que les individus débilités ou immunodéprimés sont plus sensibles au virus et présentent des signes plus sévères de la maladie. 2.3.3.1.2 - Espèce Une épidémie en parc zoologique (143) a touché des panthères des neiges (Panthera uncia), des panthères nébuleuses (Neofelis nebulosa), des jaguars (Panthera onca), des léopards d’Asie et d’Afrique et des pumas (Felis concolor). Malgré une exposition certaine au virus, les lions, tigres et ocelots n’ont pas développé la maladie. Ces espèces sont cependant quand même considérées comme sensibles au virus mais la sensibilité semble variable. Theobald (142, 143) évoque une sensibilité importante au virus chez les individus du genre Felis (Félidés de petite taille) et une sensibilité variable et une atteinte moins sévère chez les individus du genre Panthera (Félidés de grande taille). Le 38 guépard est connu comme étant une espèce à faible diversité génétique. Ce monomorphisme génétique concerne le Complexe Majeur d'Histocompatibilité de classe I (133, 137) et l’observation fréquente du coryza chez cet animal pourrait s’expliquer par une susceptibilité particulière à développer la maladie et les formes rares observées par Junge (70) (ulcérations cutanées). 2.3.3.2 - Facteurs extrinsèques 2.3.3.2 1 - Captivité et mode de vie Les cas observés sur les guépards semi-captifs par Van vurren (149) permettent à l’auteur de décrire une influence possible de la captivité sur la sensibilité au virus. Les guépards sont tombés malades malgré des conditions apparemment adéquates et confortables, sans stress environnemental ni pression démographique particuliers. On peut alors supposer que la semi-captivité, impliquant des activités physiques réduites, l’absence de proies à chasser, mais toujours un contact potentiel avec d’autres animaux, peut être à l’origine d’une maladaptation à l’environnement, une susceptibilité plus importante aux infections (149). Cette hypothèse reste valable pour toutes les autres maladies infectieuses. La captivité est un facteur de risque à ne pas négliger. Ces virus étant principalement transmis par contact direct entre individus, le risque d’infection augmente en captivité car la densité d’animaux est souvent plus importante qu’en milieu naturel (154), principalement chez les Félidés, qui présentent à l'état sauvage un mode de vie solitaire ou en groupes de petite taille. Paul-Murphy (116) explique d’ailleurs la faible prévalence du FHV et du FCV chez le Puma en liberté par le mode de vie solitaire de cet animal. 2.3.3.2.2 - Géographie L’étude menée par Hofmann-Lehmann (60) sur trois groupes de lions en Tanzanie permet de mettre en évidence le rôle de l’habitat dans la propagation du virus. Seuls les animaux du parc du Sérengeti présentaient des anticorps anti-FCV. L’habitat adéquat et l’environnement optimal que trouvent les lions de l’autre groupe, vivant dans le cratère de Ngorongoro, conduit à une quasi absence de migration des animaux vers d’autres zones très proches, comme le parc du Serengeti, ce qui limite alors les transmissions du virus. Entre la région du lac Manyara (dont la population était elle aussi indemne de FCV) et le parc du Serengeti, aucune connexion directe n’existe. Les animaux ont donc peu de chance de migrer entre ces deux zones. Ces particularités géographiques permettent d’expliquer en partie l’isolement des animaux porteurs dans le parc du Serengeti. Une autre explication, plus difficile à prouver scientifiquement, serait une progressive diminution de la sensibilité des individus du cratère Ngorongoro au virus, causée par l’isolement de ce groupe et la baisse de diversité génétique, contrairement aux lions du parc Serengeti. Cependant, selon l’auteur (60), on peut aussi se demander si cet isolement géographique et génétique n’aurait pas entraîné à l’inverse, une plus grande vulnérabilité des individus face au virus (manque d’exposition au virus, absence d’anticorps neutralisants…). 39 Dans son étude sur le Puma en Floride, Roelke (125) ne met pas en évidence de lien entre la présence d’anticorps, l'âge, le sexe, ni la région géographique. 2.3.3.2.3 - Comportement Le mode de transmission des virus et l’existence de porteurs chroniques impliquent que les interactions sociales entre individus d’un même groupe et entre les mères et les jeunes favorisent la transmission de la maladie (125). Pour les nouveaux-nés, le risque est élevé car les contacts avec la mère sont très proches et la réactivation du FHV est fréquente chez les femelles gestantes et en lactation (116). 2.3.3.2.4 - Temps de contact Un contact prolongé avec la source d’infection (mère et ses petits par exemple) favorise le risque de transmission et pourrait être à l’origine de formes rares de la maladie, comme les ulcérations cutanées provoquées par le FHV. Cette forme particulière de l’infection, décrite chez le Guépard (70), concernait effectivement une jeune femelle restée en contact longtemps avec sa mère porteuse du virus. La jeune femelle a présenté successivement des signes de conjonctivite (à trois semaines), des ulcères cornéens (à un mois) et des ulcères cutanés à trois et quatre mois. Son frère, séparé de la mère à l’âge de deux mois, avait présenté lui aussi des signes de conjonctivite et d’ulcères cornéens, mais avait rapidement guéri après la séparation. Les nouveaux-nés des deux portées suivantes, séparées de leur mère dès leur cinquième jour, n’ont montré aucun signe de la maladie. La durée d’exposition et les réinfections successives semblent donc jouer un rôle important dans la sensibilité au virus et la sévérité des symptômes. Conclusion Chez les Félidés sauvages, les souches, sources et modes de transmission des virus du coryza semblent les mêmes que celles connues pour les Félidés domestiques. Tout contact direct ou indirect avec un animal excréteur du virus doit donc être considéré comme un risque non négligeable de transmission de la maladie, en milieu naturel comme en captivité. La grande contagiosité du virus et la présence d'individus excréteurs sains doivent induire des mesures strictes et suivies de prophylaxie médicale et sanitaire chez les Félidés sauvages en captivité. La connaissance des aspects cliniques et diagnostiques de la maladie reste un élément préalable nécessaire et complémentaire de ces mesures prophylactiques 40 2.4 - Etude clinique L'étude de cas cliniques impliquant des Félidés sauvages en captivité a permis de déterminer les principaux symptômes et lésions de la maladie et l'efficacité des techniques de diagnostic chez ces espèces. 2.4.1 - Symptômes et examens complémentaires 2.4.1.1 - Symptômes chez le chat domestique Les virus de la rhinotrachéite féline et de la calicivirose se multiplient dans les cellules épithéliales de l’appareil respiratoire haut et les conjonctives (1, 108, 121). Chez les chats domestiques (70, 84), après une période d’incubation courte (2 à 6 jours pour le FHV, 2 à 4 jours pour le FCV) (54, 107, 108), la maladie est caractérisée cliniquement par un syndrome fébrile et une anorexie, puis, à des degrés divers selon l’agent causal, par une inflammation des premières voies respiratoires (rhinite congestive, prurit nasal, éternuements, jetage muco-purulent, ronflements, toux), de la conjonctive (conjonctivite, épiphora muco-purulent, blépharospasme, photophobie), éventuellement de la cavité orale (glossite, stomatite, ptyalisme, ulcères sur la langue, le palais ou les lèvres) (70, 84). La maladie évolue soit vers la guérison, soit vers un passage à la chronicité, rarement vers la mort (84). La distinction clinique des deux maladies est souvent impossible mais quelques caractères particuliers de chacun des agents viraux peuvent être soulignés : - - Une infection par le FHV est plus souvent caractérisée par une atteinte sévère de l’état général (fièvre, anorexie, perte de poids) et de l’appareil respiratoire supérieur, une conjonctivite bilatérale, un chémosis, une dyspnée, une toux, une hypersalivation et un jetage oculaire et nasal très importants (54, 108). Les cas d’avortement existent mais semblent plutôt dus à l’état fébrile (108). L’infection par FCV est suspectée en cas d’atteinte modérée de l’état général et de l’appareil respiratoire, associés à une stomatite dominante (ulcères du palais, de la langue et du pharynx), une conjonctivite moyenne, un jetage peu abondant, une absence de toux, une pneumonie et éventuellement une diarrhée et des vomissements (54, 84, 107, 121). La maladie dure environ 10 jours (9). Ces affections peuvent ensuite être compliquées par des infections bactériennes secondaires (formes chroniques de la maladie, sinusite et rhinite chronique) (84). 2.4.1.2 - Symptômes chez les Félidés non domestiques On retrouve généralement ces mêmes symptômes chez les Félidés non domestiques et le plus fréquemment l’anorexie, l’abattement (seuls signes de syndrome fébrile chez ces animaux où la prise de température est souvent impossible), le jetage, la dyspnée et les écoulements oculaires mucco-purulents, les éternuements, la salivation, la déshydratation et l’amaigrissement (9, 10, 15, 41, 60, 121, 143, 144; 150, 152). Le jetage est un symptôme toujours présent, l’abattement peut dans certains cas être absent (15). Les ulcères sur le nez, la langue et la muqueuse orale sont souvent rapportés et peuvent parfois être dominants par 41 rapport aux affections de l’appareil respiratoire haut, même en cas d’infection par le FHV seul (15, 48). Les kératites à herpèsvirus peuvent être observées chez les jeunes (150). Des examens virologiques et épizoologiques ont permis d’affirmer que l’affection longtemps nommée « stomatite ulcérative des Félidés » correspondait en fait à l’infection par l’Herpesvirus félin de type 1 (48). Les complications et infections secondaires sont souvent caractérisées par une dyspnée, une broncho-pneumonie, une kératite ulcérative associée à une opacification de la cornée (9, 10, 41, 60, 121, 143, 150). La maladie reste souvent chronique chez les espèces non domestiques en captivité (2). Lors d’infection par le FHV, les symptômes peuvent être plus sévères et plus prolongés chez les Félidés sauvages (7 à 21 jours) (15, 41). Dans l’épizootie de rhinotrachéite décrite par Van Vurren (149) chez 18 guépards, divers signes sont observés : jetage, écoulements oculaires, hypersalivation, anorexie, rhinite ulcérative et conjonctivite ulcérative. Deux cas de pneumonie sont également décrits. Un individu a présenté une ulcération de la langue associée à une hypersalivation et une inappétence, sans jetage nasal. On retrouve ces mêmes symptômes chez le Tigre (77) et la Panthère nébuleuse (146). Toujours chez le Guépard, Sabine (128) décrit lors d’une infection par le FCV une dépression, une anorexie, une hyperthermie et des écoulements oculaires séreux, associés à des lésions érythémateuses coalescentes sur la langue. Tous ces symptômes sont cependant variables (dans leur fréquence et leur intensité). Ils peuvent être associés de diverses façons et ne sont pas toujours présents simultanément (15). Des cas de jetages hémorragiques associés à une infection par le FHV ont été rapportés chez le Lion (121), le Guépard (16), et la Panthère nébuleuse (146), des avortements chez le Léopard (15). Junge (70) décrit la maladie, suspectée chez deux jeunes guépards (un mâle et une femelle), qui présentaient à l’âge de trois semaines un jetage muqueux bilatéral et à un mois des ulcères cornéens bilatéraux. L’auteur ne parvient cependant pas à isoler le virus. A l’âge de trois mois la femelle présentait des lésions en plaque des bords palpébraux qui ont rétrocédé et laissé place à des ulcères cutanés multiples de 1 à 10 mm de diamètre sur le museau, le menton, l’extrémité de la queue et la face latérale d’un membre. Ces ulcères ont persisté et se sont étendus. Les biopsies cutanées ont permis d’isoler un Herpesvirus félin de type 1. Ces cas de lésions cutanées ulcératives liées à une infection par le FHV ont rarement été décrits chez le chat domestique. Plus couramment, le virus a été isolé chez le Guépard après des signes de conjonctivite, de rhinite et une hyperthermie (40°C) (144). Les chats sauvages observés par Mc Orist (93) présentaient des symptômes semblables : jetage nasal et oculaire mucco-purulent. Les examens complémentaires sont non spécifiques et n’apportent pas d’éléments très intéressants dans l’orientation du diagnostic. Un examen sanguin peut révéler une leucopénie initiale suivie d’une leucocytose due aux infections secondaires et parfois une anémie modérée (16, 41). La maladie est rarement mortelle chez le chat domestique ; elle peut le devenir chez les Félidés sauvages, car les problèmes d’anorexie et de déshydratation sont 42 plus difficiles à résoudre (perfusion et gavage difficiles) et le diagnostic est souvent plus tardif (approche difficile de l’animal, examens cliniques rapprochés moins fréquents…) (15, 41, 121). De plus, les pneumonies dues au FCV associé à des surinfections bactériennes peuvent être mortelles (41). Le taux de létalité est généralement plus élevé chez les jeunes, surtout de moins de 10 semaines (30% chez les nouveaux-nés de chats domestiques comme d’espèces non domestiques) (85, 125) et chez les individus débilités ou immunodéprimés. Boever (15) évalue le taux de létalité, chez les Félidés non domestiques atteints de coryza, à 25%, essentiellement à cause des difficultés de diagnostic précoce et de traitement chez ces espèces. 2.4.2 – Lésions chez les Félidés non domestiques Diverses lésions sont observées à l’examen anatomopathologique des Félidés sauvages. L’émaciation et la déshydratation de la carcasse sont fréquemment présentes et sont les conséquences de l’anorexie (généralement responsable de la mort) (16, 41). L’examen extérieur du cadavre permet de noter la présence de croûtes purulentes ou des exsudats sanguinolents sur le nez, les yeux, une hyperhémie, des ulcérations et des zones d’exsudats mucco-purulents et nécrotiques des muqueuses nasales et orales (16, 41). L’inspection des organes et des cavités révèlent généralement des lésions de rhinite catarrhale, d’œdème de la trachée, d’inflammation du larynx, de la trachée et des bronches (souvent envahis d’un exsudat muqueux et hémorragique), d’emphysème pulmonaire, de congestion et fibrose pulmonaire (16, 121). L’examen histologique révèle la présence d’inclusions acidophiles intranucléaires dans les cellules de la muqueuse nasale, trachéale et de la membrane nictitante (41). Les lésions de pneumonie et d’emphysème pulmonaire peuvent être confirmées par l’histologie (16, 41). 2.4.3 - Moyens diagnostiques et interprétation Les divers moyens de diagnostic de la maladie ont été utilisés avec succès chez les Félidés non domestiques. L’observation des symptômes caractéristiques (conjonctivite-rhinite-stomatite), et du caractère hautement contagieux de la maladie, suffisent à poser le diagnostic de coryza (54, 84, 121, 152). Il est difficile de distinguer les deux agents viraux cliniquement (85, 107). Une augmentation du titre en anticorps neutralisants sanguins, chez les individus non vaccinés, peut aussi compléter l’examen clinique et orienter le diagnostic (15, 54, 111, 121, 128). L’examen de prélèvements de muqueuse nasale et trachéale permet d’observer des inclusions acidophiles intranucléaires en cas d’infection par le FHV (1, 11, 15, 41, 108). L’identification du virus en cause peut être effectuée, par mise en culture cellulaire (à partir d’écouvillons nasaux, oculaires et oropharyngés) et séroneutralisation, pour confirmer le diagnostic (15, 70, 84, 111, 121, 128). Le virus 43 est détecté par immunofluorescence directe sur des prélèvements de muqueuse nasale et conjonctivale et par biopsie des amygdales (1, 107, 160) mais ces techniques sont rarement utilisées en pratique. 2.4.4 - Traitement Le traitement du coryza chez les Félidés non domestiques doit théoriquement être le même que celui effectué chez le chat. Ce traitement symptomatique a pour but d’améliorer le confort de l’animal, d’apporter un soutien à l’organisme et de lutter contre l’anorexie, la déshydratation et les infections secondaires (2, 15, 32, 84, 121, 143, 149, 152). L’antibiothérapie est donc indispensable et comprend l’administration parentérale de tétracycline, d'amoxicilline, ou de gentamicine par aérosol (15, 41, 54, 77, 84, 121, 146, 152). Ce traitement antibiotique est généralement associé à un traitement anti-inflammatoire (qui permet de lutter contre la rhinite et l’hyperthermie) et des mucolytiques (15, 54, 84). Les soins locaux sont tout aussi importants : drainage et nettoyage des sécrétions purulentes, du nez, des yeux, des ulcères, injections sous-conjonctivales d’antibiotiques, administration de collyres… (15, 84). Ces derniers soins, appelés « nursing », quotidiens et nécessitant un contact avec l’animal, sont difficiles voire impossibles à réaliser chez les Félidés non domestiques. Ils constituent cependant un élément essentiel du traitement, en permettant de soulager l’animal, de favoriser la respiration, d’éviter les surinfections et de rétablir l’odorat nécessaire à la reprise de l’alimentation. Le maintien des statuts hydrique, électrolytique et énergétique est un volet du traitement indispensable (41, 84, 121, 143, 152). L’animal doit au plus vite retrouver une alimentation et une prise de boisson normales. C’est pourquoi il est recommandé, chez les Félidés sauvages, de forcer l’alimentation, de donner des proies fraîches et appétantes et de gaver l’animal si besoin (2, 15, 16, 41, 42, 121). Les cas de mortalité sont plus élevés chez ces espèces car les traitements de soutien à l’organisme ne sont pas souvent réalisables (16, 121). Dans les cas les plus graves d’anorexie, certains ont préféré anesthésier l’animal et le nourrir par sonde gastrique (15, 16, 41, 42). Une solution plus invasive consiste à poser une sonde de pharyngostomie et des cathéters intraveineux afin de réalimenter et de perfuser l’animal, en cage de contention ou sous anesthésie générale deux fois par jour (15, 16, 41, 152). L’animal doit si possible être isolé dans un endroit chaud et propre (15). Divers traitements, souvent assez proches et plus ou moins complets, ont montré leur efficacité chez les Félidés sauvages : antibiotiques durant deux semaines chez des guépards (149); pénicilline et polyvitamines B toujours dans un groupe de guépards (128); prednisolone, oxytétracycline, complexe vitaminique et réhydratation sous-cutanée chez des panthères nébuleuses (146); antibiotiques, expectorants, complexe vitaminique, fluides par voie parentérale et nourriture par sonde stomacale chez des panthères nébuleuses (16). Les résultats des traitements restent variables et dépendent de la charge virale, du développement des infections secondaires bactériennes, de l’état de santé de l’animal, de ses capacités à éliminer le virus et surtout de la reprise rapide de l’alimentation. Sur les quatre panthères nébuleuses soignées par Boever (16), trois sont mortes malgré l’administration d'un traitement complet et intense. Seule une 44 panthère a survécu. Celle-ci était la seule à montrer une reprise précoce de l’alimentation (dès le cinquième jour) et n’avait ensuite présenté aucun signe d’aggravation de la maladie (16). Le retour de l'alimentation spontanée est un facteur primordial de guérison chez les espèces sauvages. Les cas cliniques décrits chez ces espèces montrent toujours une évolution positive dès la fin de l'anorexie (146). Conclusion Les symptômes décrits chez les Félidés sauvages sont semblables à ceux observés chez les chats domestiques. Les Félidés non domestiques présentent cependant parfois des signes particuliers de la maladie (ulcérations cutanées) (70). Le diagnostic est souvent aisé et basé sur les signes cliniques, si l'animal peut être observé de près régulièrement. Les méthodes de diagnostic classiques sont appliquées avec succès chez les Félidés non domestiques. Le traitement de la maladie reste cependant complexe car principalement basé sur des soins rapprochés et quotidiens, difficiles à réaliser chez ces espèces. D'où un taux de mortalité plus élevé que chez le chat domestique chez qui la maladie est plus souvent bénigne. Les mesures prophylactiques ont alors une importance réelle en permettant d'éviter la contamination et la diffusion de la maladie. 2.5 - Prophylaxie Les connaissances épidémiologiques, cliniques et virologiques sur le coryza des Félidés non domestiques, permettent d'établir ou d'adapter certaines mesures prophylactiques afin de lutter contre l'apparition de cette maladie dans les populations sauvages ou captives. 2.5.1 - Prophylaxie sanitaire L’existence d’excréteurs intermittents de l’Herpesvirus et de porteurs sains de Calicivirus rend difficiles et illusoires les méthodes de prophylaxie sanitaires (41, 84). Une attention particulière doit être portée sur les individus guéris de la maladie puis vaccinés mais qui peuvent toujours être excréteurs (41). Les excréteurs chroniques excrètent en réalité de faibles charges virales et sont, selon certains auteurs, moins dangereux que les symptomatiques (85). Ce statut médical particulier ne doit pas pour autant être négligé et ces individus doivent dans tous les cas être considérés comme source potentielle des virus. Les mesures de prophylaxie sanitaire doivent être effectuées, en association avec une prophylaxie médicale. Ses principaux points en sont l’isolement des malades 45 (84, 85, 121, 149) et des nouveaux individus non vaccinés (la durée de quarantaine doit être d’au moins une semaine) (84, 85), le nettoyage régulier des récipients alimentaires, la désinfection (eau de Javel) des récipients et du matériel en contact avec les malades (84, 149) et la mise en place d’un vide sanitaire en cas de diagnostic de la maladie (84). Afin de ne pas favoriser la circulation du virus, il est préférable de nourrir et soigner en dernier les animaux malades isolés et de changer de vêtements après contact avec les malades (84, 149). Il est indispensable d’écarter les jeunes et même de les élever artificiellement s’ils ne sont pas sevrés. La maladie est en effet plus sévère et parfois mortelle chez les individus de bas âge (2). Tout contact avec les chats errants doit être évité. Ceci n’est possible que pour les animaux captifs, pour lesquels des enclos fermés, des grillages et une surveillance des parcs peuvent être réalisés (121). Il est, de plus, intéressant de limiter le stress et le confinement des animaux en captivité, afin de réduire le risque de développement de la maladie. Toutes ces mesures de prophylaxie sanitaire restent impossibles à réaliser sur de grandes populations en liberté (85), si ce n'est celle d'éviter l'introduction d'individus porteurs du virus dans des populations sauvages. A ces mesures sanitaires doivent être associées des mesures de prophylaxie médicale. 2.5.2 - Prophylaxie médicale 2.5.2.1 - Vaccination des chats domestiques Divers vaccins contre le coryza, associant toujours les virus de la rhinotrachéite et de la calicivirose, sont commercialisés en France (54, 147): - des vaccins à virus vivant atténué, un vaccin à virus inactivé. Ces vaccins peuvent être présentés séparément ou associés à d'autres valences (chlamydiose, panleucopénie, rage) (147). Les vaccins vivants semblent cependant plus efficaces que les vaccins inactivés (54, 147). Chez le chat, deux injections de primo-vaccination à trois semaines d'intervalle, à partir de 8 semaines et un rappel annuel sont effectués quelle que soit la nature du vaccin (84, 147). Divers protocoles de vaccination sont décrits chez les Félidés non domestiques. 2.5.2.2 - Vaccination des Félidés non domestiques 2.5.2.2.1 - Innocuité des vaccins Bien que les vaccins inactivés soient préférés chez les Félidés sauvages, les vaccins vivants modifiés ont été utilisés chez ces espèces sans problèmes particuliers (41, 97) notamment chez le Guépard (82, 137, 138), le Chat sauvage européen (Felis sylvestris), le Chat des sables (Felis margarita thinobia), le Chat manul (Otocolobus manul), le Lynx du canaca (Lynx lynx canadensis), le Lynx roux (Lynx rufus), le Chat doré de Temminck (Profelis temmincki), le Chat léopard indien 46 (Prionailurus bengalensis), le Chat léopard de l'Amur (Prionailurus bengalensis euptilura), le Chat pêcheur (Prionailurus viverrinas), le Chat margay (Leopardus wiedi), le Jaguaroundi (Herpailurus jagouaroundi), le Puma (Puma concolor), le Léopard des neiges (Uncia uncia), le Léopard africain (Panthera pardus), le Jaguar (Panthera onca), le Tigre du Bengal (Panthera tigris tigris), le Tigre blanc du Bengal (Panthera tigris tigris), le Tigre de Sibérie (Panthera tigris altaica) et le Lion (Panthera leo) (82). Les vaccins à agents inactivés ont également été utilisés sans problème particulier chez la plupart de ces espèces et aussi chez la Panthère nébuleuse (Neofelis nebulosa) et le Serval (Felis serval). Dans toutes les études réalisées, aucun vaccin n’a été à l’origine de réactions adverses ou d’effets secondaires néfastes, chez le jeune comme chez l’adulte (10, 20, 41, 82, 137, 138, 151). L’innocuité et la sécurité des vaccins inactivés ou vivants modifiés contre le coryza semblent donc être très bonnes chez les Félidés non domestiques. Cependant, quelques réactions secondaires graves ou infections induites par l’utilisation de vaccins vivants modifiés, notamment par léchage et pénétration du vaccin par voie orale (2), ont été rapportées chez le chat domestique (2, 15), et chez certains Félidés sauvages (infection vaccino-induite) (42, 121). Une réaction anaphylactique a été observée sur un jaguar du Brésil femelle (Panthera onca plaustrix), morte trois heures après l'administration intramusculaire d'un vaccin à agent inactivé contre le coryza et la panleucopénie (73). L'autopsie a révélé un œdème sévère du larynx dont l'ouverture était entièrement occluse, associé à une atélectasie pulmonaire généralisée, sans infiltration cellulaire à l'histologie (73). Deux hypothèses sont alors émises par l'auteur : la présence d'une "charge" antigénique plus massive dans les vaccins à agents inactivés entraînant une réaction immunitaire parfois excessive, ou une hypersensibilité aux adjuvants du vaccin, développée à la suite des vaccinations annuelles successives antérieures réalisées sur l'animal en question (73). Une précaution particulière doit donc être prise lors de l’utilisation de vaccins à agents vivants comme inactivés, particulièrement chez les espèces à forte valeur biologique et celles pour lesquelles aucune étude d’innocuité n’a été réalisée (42, 85, 121). 2.5.2.2.2 - Protocoles vaccinaux chez les Félidés non domestiques Les protocoles classiquement recommandés chez les Félidés non domestiques par divers auteurs sont assez proches. Chez le jeune, une primo-vaccination est recommandée dès l’âge de 6-8 semaines (66, 121) (ou 9 semaines (15)) suivie de nouvelles injections toutes les 3-4 semaines (59, 66, 121) (ou toutes les deux semaines (15, 32)) jusqu’à l’âge de 16 semaines à l’aide d’un vaccin à agent inactivé par voie intramusculaire ou souscutanée (59, 66, 121). Un rappel annuel ou bisannuel (selon le risque infectieux et l’incidence de la maladie) est ensuite réalisé avec un vaccin à virus vivant modifié ou inactivé (15, 121). 47 Chez les adultes vaccinés, nouvellement introduits dans un groupe, un rappel annuel ou bisannuel est recommandé (vaccin à agent vivant modifié ou inactivé par voie intramusculaire ou sous-cutanée) (2, 121). Chez les adultes de statut inconnu ou non vaccinés, deux injections à 3-4 semaines d’intervalle à l’aide d’un vaccin à agent inactivé (voie IM ou SC) suivies rappel annuel ou bisannuel à l’aide d’un vaccin à agent vivant modifié ou inactivé (15, 121) sont préconisés. Si le risque est important et l'immunité conférée par le vaccin trop courte, une vaccination tous les six mois est préconisée (152). 2.5.2.2.3 - Efficacité des vaccins Le pouvoir protecteur de la vaccination contre le FHV et le FCV semble fortement contesté, ou, au mieux, n’être que temporaire, selon certains auteurs (41, 99, 146, 149), et, au contraire, parfaitement efficace pour d’autres (2, 85, 121, 151). Il semble cependant, dans la majorité des cas, que les titres en anticorps avec des vaccins inactivés sont de courte durée : des rappels de vaccination doivent être effectués tous les 3 mois dans les zones à risque (41, 99, 149). Dans les cas de lésions conjonctives et cutanées décrites par Junge sur de jeunes guépards (70), la mère (porteuse latente du virus) et la portée malade avaient été vaccinées régulièrement à l’aide d’un vaccin inactivé, dont l’efficacité peut ici être discutée. De la même façon, la description d’une épidémie de FHV dans un groupe de guépards vaccinés par Van Vurren (149) remet en cause l’efficacité ou la longévité de la vaccination (vaccin vivant atténué dans ce cas). Il semble donc que des infections avec des charges virales importantes, ou une exposition chronique au virus peuvent résister à l’immunité induite par la vaccination et provoquer l’apparition des symptômes de la maladie, ou encore que la durée de protection induite par les vaccins ne soit que temporaire chez les animaux vaccinés annuellement (41, 70, 149). Les possibilités de protection croisée entre la souche vaccinale FCV et les diverses souches virales infectieuses possibles restent discutées : faible selon certains auteurs (136), réelle pour d’autres (82). Enfin, les porteurs guéris puis vaccinés peuvent encore être excréteurs (41, 70). Spencer (137) réalise une étude importante de vaccination sur 82 guépards adultes captifs. Les animaux sont vaccinés annuellement à l’aide d’un vaccin à virus vivants modifiés contre la rhinotrachéite et la calicivirose. Le taux d’anticorps antiFHV a augmenté pour la moitié d’entre eux un mois après le rappel de vaccination. Quelques individus ont montré une baisse d’anticorps et le reste des animaux n’a pas montré d’évolution significative des titres sérologiques. Pour le FCV, les taux d’anticorps des trois-quarts des animaux ont augmenté, quelques uns ont diminué, le reste n’a pas montré d’évolution. La même étude l’année suivante a montré une augmentation d’anticorps significative chez 69% des animaux pour le FHV, 50 % pour le FCV. Une baisse des titres a été observée 6 mois plus tard pour l’ensemble des guépards (FHV et FCV). Le vaccin a montré une très bonne sécurité d’emploi chez cette espèce et semble avoir provoqué une réponse sérologique chez les individus testés. 48 L’étude décrite par Laughlin (82) a été menée sur 224 félidés exotiques de 19 espèces différentes avec un vaccin FHV-FCV à virus vivants modifiés. Tous les animaux ont reçu deux injections intramusculaires à 4 semaines d’intervalle. Pour certaines espèces, des témoins non vaccinés ont été gardés. Des prises de sang régulières ont été réalisées afin d’évaluer les titres en anticorps. Une augmentation significative des titres a été observée et aucune réaction adverse au vaccin n’a été notée. Les taux d’anticorps obtenus ont été considérés comme protecteurs face à une infection. Les individus témoins non vaccinés n’ont pas été atteints pas le virus vaccinal injectés chez leurs congénères. L’auteur recommande une primovaccination à 8 semaines avec des rappels à 12 et 16 semaines puis des rappels annuels. L’étude de Wack (151) d’un vaccin inactivé sur des guépards est la plus longue sur ce sujet. Chez les nouveaux-nés vaccinés à 8 semaines, les titrages d’anticorps contre les deux virus baissent progressivement avec le temps Ils ne sont plus protecteurs pour certains individus dès 28 semaines et pour près de 50% d’entre eux à 40 semaines. L’auteur préconise donc une injection de rappel dès 28 semaines, après le début d’un protocole de primo-vaccination intensif (injection toutes les 2 semaines de 8 à 16 semaines d’âge). Chez les adultes vaccinés annuellement, 50% d'entre eux ne sont plus protégés au bout de 6 mois. Une vaccination de rappel est donc conseillée tous les 6 mois, surtout dans les zones à risques (151). Des essais de vaccination à l’aide d’un vaccin à agent inactivé (deux injections intramusculaires à 11 jours d’intervalle) sur des lions et pumas en captivité, ont montré une augmentation significative des taux d’anticorps pendant au moins six mois (9, 143). La protection reste cependant hypothétique, basée sur la comparaison avec les titres protecteurs connus chez le chat, car les infections expérimentales ne peuvent être réalisées chez ces espèces (valeurs écologique et économique trop importantes). 2.5.2.2.4 - Immunité passive et vaccination des nouveaux-nés L’immunité passive transmise par une femelle vaccinée à ses petits a été étudiée par Spencer (138) et par Wack (151). Dans la première étude (138), le sang de dix guépards nouveaux-nés a été prélevé toutes les deux semaines, de 4 à 12 semaines d’âge. Les mêmes prélèvements ont été effectués sur les mères respectives. Les dix nouveaux-nés ont ensuite été vaccinés à l’aide d’un vaccin FHV-FCV à virus vivants modifiés et une prise de sang a été effectuée un mois après. Le pourcentage de transmission d’anticorps de la mère vers son jeune (via le colostrum) a été calculé de la façon suivante : (Titre moyen d’anticorps des jeunes d’une portée / Titre de la mère) x 100 49 Les trois portées ont montré une baisse des taux en anticorps continue pour la calicivirose, une baisse pour la rhinotrachéite chez une portée, une augmentation pour la deuxième et une stabilité pour la dernière (probablement dues à une exposition naturelle au virus (cas de maladie et chats errants signalés)). Les titres les plus bas ont été observés à 10-12 semaines pour les anticorps anti-FCV. Le pourcentage de transmission d’anticorps maternels était de 59% pour le FCV et 50% pour le FHV. La vaccination avec le vaccin vivant modifié à présenté les meilleurs résultats (augmentation importante des titres en anticorps) lorsqu’elle a été réalisée à 12 semaines. L’auteur conseille un âge de primo-vaccination de 12 semaines chez les nouveaux-nés de mère vaccinée (138). Wack (151) a quant à lui étudié les effets d'un vaccin inactivé sur 11 guépards nouveaux-nés, élevés jusqu’à l’âge de huit semaines avec leur mère, vaccinée un an auparavant avec un vaccin inactivé. Des prises de sang régulières ont été effectuées jusqu’à 64 semaines. A l'âge de huit semaines, tous les jeunes guépards reçoivent 1 mL de vaccin inactivé, puis quatre autres doses simples toutes les deux semaines pour un groupe (A), et deux doubles doses à 4 semaines d’intervalle pour l’autre groupe (B). Les résultats de cette étude révèlent, pour le Calicivirus et l’Herpèsvirus, une moyenne des titres du groupe A supérieure à B et une meilleure protection chez les individus du groupe A, dont les taux d’anticorps sont le plus souvent et le plus longuement supérieurs au titre considéré comme protecteur chez le chat (contrairement au groupe B dont les titres en sont le plus souvent inférieurs). Le protocole A, plus intensif, donne donc des titres en anticorps supérieurs et protecteurs plus longtemps. Parmi les nouveaux-nés du groupe A et B, plusieurs individus montraient des titres détectables en anticorps FCV et FHV à 8 semaines, avant la première injection vaccinale. Ces anticorps sont considérés comme des anticorps maternels, transmis par le colostrum aux nouveaux-nés. Ces titres continuent de baisser pendant les premières semaines suivant les injections de vaccin, jusqu’à des titres très bas : - à 10-12 semaines pour les anticorps FCV (10-12 semaines également dans l’étude de Spencer (138), 10-14 semaines chez le chat), - à 8-14 semaines pour les anticorps FHV (10-12 semaines dans l’étude de Spencer (138), 9 semaines chez le chat). Ces résultats sont donc assez semblables selon les études et les espèces ; la primo-vaccination semble réalisable vers 10-12 semaines chez les jeunes nés de femelles vaccinées. 2.5.2.2.5 - Doses de vaccins administrées Il est, selon certains auteurs, conseillé de doubler ou tripler la dose de vaccin FHV-FCV chez les Félidés de grande taille. Cependant, l’étude de Bush (20) réalisée avec un vaccin inactivé sur 10 lions (Panthera leo), 5 tigres du Bengal (Panthera tigris), 4 panthères nébuleuses (Neofelis nebulosa), 2 lynx roux (Lynx rufus), 2 servals (Felis serval), 2 pumas (Felis concolor) et 2 jaguars (Panthera onca) n’a montré aucune différence significative dans les moyennes d’anticorps et dans les titrages à 9 mois entre les divers protocoles utilisés (1 dose une fois, 1 dose 2 fois à 50 4 semaines, double dose 2 fois à 4 semaines, 1 dose 3 fois à 4 semaines, double dose 3 fois à 4 semaines). Conclusion Selon la grande majorité des auteurs, la vaccination contre le coryza des Félidés en parc zoologique reste fortement préconisée, en raison de la répartition mondiale de la maladie, sa grande contagiosité et la présence de porteurs sains excréteurs du virus (2, 15, 41, 83, 85, 99, 121, 146, 151, 154). La vaccination reste la seule alternative au contrôle de la maladie. Celle-ci semble cependant difficile à réaliser sur les groupes sauvages en liberté (soins et isolement des individus malades impossibles, porteurs sains excréteurs…) (85). 51 3 - La leucose féline Le virus de la leucose féline appartient à la famille des Retroviridae, sous-famille des Oncornavirinae (54). Le virus (FeLV) est responsable d'une immunodépression sévère, pouvant être associée au développement de tumeurs principalement lymphoïdes (83, 110). Bien que certains chats résistent à l'infection, nombre d'entre eux succombe de maladies tumorales ou infectieuses secondaires (83, 110). 3.1 - Epidémiologie descriptive Le FeLV est une maladie fréquente chez le chat domestique. La prévalence globale de l'infection est proche de 20% en France et chez les chats malades, près de 30% d'entre eux sont atteints par le FeLV (35). La première description de la maladie a été faite chez le chat en 1964 en Ecosse. Un débat existe sur la sensibilité des Félidés non domestiques au virus leucémogène félin (41, 95, 121). De plus, tous les cas publiés de Félidés sauvages présentant des lymphosarcomes se sont révélés FeLV négatifs (41, 95). Cependant, un résultat négatif ne permet pas d’exclure une infection par le FeLV dans le cas d’une maladie tumorale, car l’antigénémie n’est dans ce cas présente que dans la moitié des cas (35). Des études tentent de montrer que les Félidés non domestiques, autres que ceux du genre Felis, ne posséderaient pas la séquence d’ADN nécessaire à la réplication du virus leucémogène et des autres rétrovirus (121). Il n’y aurait de plus pas de liens évidents entre leucémie, lymphosarcome et infection par le FeLV chez les Félidés sauvages (121). Cependant, des cas d’infection par le FeLV ont été rapportés chez des Félidés sauvages, avec dans certains cas, isolement du virus. 3.1.1 - Cas cliniques, espèces affectées et répartition géographique 3.1.1.1 - Individus en captivité Les cas rapportés d’infection de Félidés sauvages captifs par le FeLV sont peu nombreux. Quelques cas cliniques, sur des individus captifs ont cependant été décrits. Meric (95) décrit un cas chez un puma, jeune adulte de 14 mois chez un propriétaire privé dans le Minnesota (USA). Le diagnostic a été posé à partir de l’examen clinique, l’autopsie et des tests sérologiques (Test antigénique FeLV positif) mais sans isolement du virus (non effectué). Deux tigres, dans le même habitat que le puma, présentaient des titres élevés en anticorps FeLV et FOCMA mais un test antigénique ELISA négatif, signes d’exposition antérieure au FeLV. Un groupe de chats des sables (Felis margarita) en parc zoologique a développé des maladies pouvant être liées à une infection par le FeLV et s’est révélé positif au test antigénique ELISA FeLV (95). Chez le Guépard (18, 19), un cas d’infection a été publié sur un individu de 3 ans et demi en captivité en parc zoologique dans l’Oregon (Etats-Unis). Le diagnostic a été posé à la vue d’un tableau clinique infectieux non spécifique et des résultats de tests sérologiques positifs (Antigène, test ELISA). Deux autres guépards du même 52 groupe présentaient des tests antigéniques ELISA positifs 3 mois auparavant et deux autres avaient des résultats douteux. Trois autres guépards captifs, en Namibie se sont révélés positifs au test FeLV (Ag) et l'un d’entre eux est mort de maladie lymphoproliférative (113). L'isolement du virus a été réalisé sur une culture de fibroblastes testiculaires provenant d'un chat léopard (Felis bengalensis), en contact avec des chats domestiques chez un propriétaire privé (124). Après l'obtention d'une lignée cellulaire de fibroblastes d'origine testiculaire, les auteurs ont réussi à isoler une souche de virus FeLV sous-groupe A, détectable par microscopie électronique, transmissible à d'autres cultures cellulaires, dont celles de fibroblastes de Lion, Tigre et Ocelot ainsi qu'à des chatons domestiques (ayant ensuite développés une virémie et une immunodépression) et neutralisée par contact avec un sérum anti-FeLV (124). L'ARN isolé a, de plus, montré 100% d'hybridation avec le génome d'un virus de vaccin homologue (124). Des cas de FeLV ont aussi été rapportés chez le Léopard et le Tigre, mais sans isolement du virus ni tests sérologiques positifs dans les cas où ces examens ont été réalisés (121). 3.1.1.2 - Individus en liberté L’infection par le virus leucémogène félin n’a, à notre connaissance, été décrite chez des Félidés non domestiques en liberté que chez deux espèces : le Chat sauvage européen (Felis sylvestris) et le Puma (Felis concolor). Les travaux de Boid et coll. (17, 93) ont permis de mettre en évidence la présence d’antigènes FeLV sur deux chats sauvages en liberté en Grande Bretagne (Ecosse) (Test ELISA FeLV positifs) et d’isoler sur un individu positif le virus leucémogène félin après mise en culture cellulaire. Cette étude sur le Chat sauvage est à l’origine de la première mise en évidence d’une infection par le FeLV d’un Félidé non domestique en liberté dans son milieu naturel. L’animal ne présentait cependant aucun symptôme de la maladie (93). Des lésions de maladie lymphoproliférative ont été rapportées sur un autre chat sauvage trouvé mort sur une route, mais l’isolement du virus a été négatif (93). Cependant, en cas de maladie lymphoproliférative due au FeLV, 50% des individus se révèlent négatifs à ce test (faux négatifs) (35). Un cas de FeLV a été diagnostiqué sur un puma sauvage aux Etats-Unis (Californie) (68). Il s’agit du premier cas décrit sur un animal en liberté en Amérique du nord. Le diagnostic a été posé à partir de l’examen clinique, de l’autopsie, des tests sérologiques (Ag p27 positif), des tests immunohistochimiques sur glandes salivaires, moelle osseuse et ganglions. Une culture cellulaire des cellules mononuclées sanguines a de plus été positive à la recherche de l’antigène P27, preuve d’une réplication du virus dans les cellules (68). Il n’existe, à notre connaissance, pas de cas rapportés d’infection par le FeLV sur des individus sauvages en liberté en Afrique (113) ou en Asie. 53 3.1.2 - Séroprévalences, populations concernées et répartition géographique Il existe peu de données sur les taux d’anticorps FeLV et la présence d’antigènes du virus sur des populations de félidés non domestiques. 3.1.2.1 - Individus en captivité Aux Etats-Unis, une étude menée dans 87 parcs zoologiques, a révélé la présence de 11 individus positifs au test antigénique ELISA. Sur les 11 animaux, 7 ont été testés négatifs quelques temps plus tard, (3 n'ont pas été retestés et un chat Margay (Felis wiedii) est mort de vieillesse sans présenter de symptômes pouvant évoquer une maladie induite par le virus) (75). Une étude similaire en Europe (89) sur 124 individus de 12 espèces en captivité en parc zoologique, n’a révélé aucun individu positif au test antigénique ELISA et deux guépards positifs à la détection d’anticorps spécifiques du virus. Ces deux animaux avaient cependant été préalablement vaccinés. 3.1.2.2 - Individus en liberté En Europe, l’étude menée par Boid (17) sur 23 chats sauvages dans le centre et l’ouest de l’Ecosse n’a permis de mettre en évidence que deux individus positifs au test de détection de l’antigène p27 (test ELISA). Aux Etats-Unis (116, 125), deux études réalisées sur 58 pumas (Felis concolor) en liberté (34 femelles, 22 mâles, 2 non rapportés) dans trois zones géographiques distinctes de la Californie et sur 38 pumas en Floride ont montré qu’aucun animal testé ne présentait l’antigène p27 du virus (100% de négatifs au test antigénique FeLV ELISA). En Afrique, les diverses études menées (60, 113, 139) n’ont pas montré de présence du virus dans les populations sauvages du Botswana sur des populations de Lions (31 individus), de Léopards (18 individus) et de Guépards (4 guépards) dans différentes zones du territoire, ni en Tanzani sur des Lions en liberté (études sur 311 individus), ni en Namibie sur 66 Lions en liberté. En Asie, les chats sauvages de l’Ile Iriomote se sont tous révélés négatifs aux tests de détection de l’antigène p27 (101). De même, aucun anticorps n’a été détecté (101). Ces diverses études démontrent qu’en parc zoologique comme en milieu naturel, l’affection n’a pas de prévalence importante et significative, surtout si on considère la possibilité de faux positifs. En Europe comme en Afrique, la maladie ne semble pas endémique et ne semble pas jouer de rôle important dans les populations de Félidés non domestiques. Le virus semble complètement étranger aux grands Félins en milieu naturel. Les études de terrain en Afrique peuvent cependant être biaisées (113), car les individus sont souvent choisis parmi les animaux chassés en safari ou capturés pour 54 des problèmes de prédation sur l’élevage d’herbivores. Il s’agit donc presque toujours de mâles adultes en bonne santé, ce qui n’est pas représentatif des populations existantes (113). Le fait de ne pas retrouver d’antigène FeLV chez ces espèces révèle une absence d’exposition au virus et doit donc laisser supposer que ces animaux ne possèdent pas non plus d’anticorps spécifiques. Les populations concernées doivent donc être considérées comme très vulnérables en cas d’introduction du virus (116). Conclusion Bien que le virus ne soit pas reconnu comme agent pathogène majeur chez les Félidés sauvages et que la maladie soit considérée comme non endémique dans les populations en captivité ou en liberté (39, 75), l’infection d’espèces sauvages par le FeLV semble possible. La maladie a été diagnostiquée, en captivité, chez plusieurs espèces. En liberté, l’isolement du virus a été effectué sur le Chat sauvage en Ecosse et le Puma aux Etats-Unis. Il est donc envisageable que des Félidés sauvages en liberté soient porteurs de la maladie et que le virus leucémogène Félin circule en milieu sauvage chez certaines espèces, ce qui représente une menace potentielle sur les populations concernées. Les cas restent cependant isolés, les études menées sur les populations sauvages ne montrent généralement pas de tests antigéniques positifs ni de cas cliniques groupés, avec maladies induites par le virus (18, 68, 75). Cette liste n’est sûrement pas exhaustive et ne concerne que les cas publiés, sur lesquels des examens approfondis ont été réalisés. La maladie est considérée comme rare chez les Félidés non domestiques (66). De nombreux arguments laissent donc penser que l’infection des Félidés non domestiques par le virus FeLV est possible : le contact fréquent et parfois étroit d’espèces non domestiques en captivité avec des chats domestiques, la capacité d’espèces du genre Felis à s’hybrider avec des chats domestiques et la sensibilité des cultures cellulaires de fibroblastes de Tigre, d'Ocelot et de Lion à une infection expérimentale par le virus FeLV (124). La leucose est d'ailleurs aujourd'hui classée parmi les maladies émergentes chez les Félidés sauvages (75). 55 3.2 - Virologie Le virus de la leucose féline a été découvert en 1964, avec comme principale caractéristique, sa capacité à induire des cancers. La découverte ultérieure du virus d'immunodéficience acquise de l'Homme a accéléré les recherches sur le FeLV appartenant comme le VIH à la famille des Retrovirus et ayant lui aussi des propriétés immunodépressive majeures (35). 3.2.1 - Caractéristiques du virus Le FeLV est un virus de la famille des Retroviridae, sous-famille des Oncornavirus de type C, genre gammarétrovirus (35, 54, 112). Les rétrovirus sont des virus à ARN, possédant une enzyme particulière, la transcriptase inverse, capable de transformer un brin d’ARN en ADN complémentaire (35, 54, 83, 110). Le provirus ainsi formé est alors capable de pénétrer dans le nucléus de la cellule infectée et de s’intégrer dans sa propre chaîne d’ADN (54). Les Oncornavirus présentent une activité oncogénique. Ces virus sont capables de générer la formation de tumeurs (35, 54, 83). La morphologie du FeLV permet de le classer dans les Oncornavirus de type C (35). Le FeLV est sensible aux principaux solvants lipidiques et détergents, ainsi qu'à la sécheresse et à la chaleur (83). Au microscope électronique, le FeLV présente une forme sphérique et mesure 100 à 110 nm de diamètre (35, 54, 110). Sa structure est simple et se divise en trois parties (35, 54) : - La nucléocapside : située au centre de la particule virale, la nucléocapside protège le matériel génétique viral (brin simple d’ARN) et la transcriptase inverse. Toutes ces structures (ARN, transcriptase inverse et nucléocapside) forment le noyau. La nucléocapside est formée de l’agencement de trois protéines différentes, la p10, p15(C) et p27 (35, 54, 83). La protéine p27 est considérée comme l’antigène spécifique de groupe car elle est commune à toutes les différentes souches du virus. Elle est produite en grande quantité pendant la multiplication du virus et peut être détectée à l’état libre dans le milieu extracellulaire comme le sang (35, 54). - Le manteau interne : cette structure entoure la nucléocapside et est composée d’un type unique de protéine, la p12 (35, 54, 83). - L’enveloppe : structure externe du virus, cette enveloppe entoure le manteau interne et joue un rôle essentiel dans la reconnaissance moléculaire et permet l’infection spécifique de cellules cibles par le virus. Cette enveloppe est issue de la membrane cytoplasmique des cellules infectées, elle est principalement composée de glycoprotéines (la gp 70 en majorité), portées par des protéines appelées p15(E) (35, 54). 56 - La gp70 est appelée antigène majeur d’enveloppe et initie l’ensemble du processus infectieux (35, 54, 83). Les variations de structure de cette glycoprotéine permettent de distinguer trois sousgroupe : A, B et C (35, 54, 75, 83, 110). Seul le sous-groupe A possède un rôle infectieux. Il est retrouvé chez 100% des chats malades et est considéré comme le précurseur des sous-groupes B et C, retrouvés respectivement dans 50% et 1% des cas. Le FeLV A peut se répliquer in vitro dans les cellules de chats uniquement, contrairement aux sous-groupes B et C, capables de se répliquer in vitro dans des cellules de chien, de cobaye et d’Homme (35, 83). Les sous-groupes B et C sont moins facilement transmissibles mais présentent un pouvoir pathogène plus important et induisent des virémies plus persistantes (75). Ils sont toujours retrouvés en association avec le sous groupe A (35, 54, 75). Par conséquent, seul le sous-groupe A est capable de provoquer la formation d’anticorps protecteurs efficaces. Les sous-groupes B et C induisent des anticorps spécifiques qui ne neutralisent pas le virus A, à l’origine de l’ensemble du processus infectieux (35, 54). La gp70 est issue de la glycolisation d’une protéine, nommée p45, dans la cellule hôte (54). Cette protéine porte l’épitope complémentaire des récepteurs cellulaires et permet ainsi au virus de se fixer sur les cellules cibles (54). Ce même épitope porte, de plus, les déterminants antigéniques induisant la production d’anticorps neutralisants (54). - La p15(E) est appelée antigène mineur d’enveloppe et forme des spicules portant la gp70 (35, 83). Cette protéine possèderait des propriétés immunosuppressives, propriétés conservées même lorsque le virus est inactivé (35, 54). - L’antigène FOCMA (Feline Oncornavirus Associated Cell Membrane Antigen) est un antigène viro-induit. Il apparaît sur les membranes des cellules transformées par le virus et correspond à une forme particulière de la gp70 sous-groupe C (35, 54). - L’ARN viral est composé de trois gènes : le gène "gag" codant pour la synthèse des protéines de la nucléocapside, le gène "pol" codant pour la transcriptase inverse, le gène "env" codant pour les glycoprotéines d’enveloppe (35, 110, 112). Chaque virion est diploïde (110, 112) 3.2.2 - Pathogénie La réplication débute grâce aux gp70, qui permettent au virus de reconnaître les cellules (cellules épithéliales et hématopoïétiques, principalement les lymphocytes) et de s’attacher à leur membrane (35, 54, 110). Débute ensuite le processus typique de synthèse de protéines du rétrovirus : après transformation de l’ARN viral en ADN intégré dans le génome de la cellule hôte, les virions sont synthétisés par la cellule cible elle-même, à partir de l’ADN viral (35, 54, 83, 110). L’assemblage des diverses structures protéiques et génomiques virales dans le cytoplasme de la cellule se 57 termine par l’expulsion des virions, par bourgeonnement de la membrane cellulaire, formant ainsi la nouvelle enveloppe virale (35, 83, 110) : ARN viral Transcription (transcriptase inverse), réplication Provirus ADN Intégration au génome cellulaire (ADN) Transcription ADN en ARN Synthèse de protéines virales Formation du virus par bourgeonnement L’intégration de l’ADN viral au génome de la cellule infectée assure la pérennité du virus chez son hôte. Sans stimulation externe ou lors de réaction immunitaire suffisante, le virus peut donc se maintenir à l’état latent pour une période indéterminée (35, 54). Les cellules épithéliales sont généralement « utilisées » pour la synthèse de nouveaux virions. Les cellules haematopoïétiques sont au contraire souvent victimes de dégénérescence à l’origine d’affections non tumorales ou subissent une transformation tumorale (35, 110). La membrane des cellules infectées présente alors de nouveaux antigènes, comme l’antigène FOCMA traduisant la transformation tumorale de la cellule (54). La dégénérescence des cellules immunitaires entraîne une immunodépression. Le virus atteint les lymphocytes T CD4+ et CD8+, les lymphocytes B et les cellules myeloïdes (110). On observe alors chez les chatons, une atrophie du thymus et une lymphopénie majeure (35, 110). Les chats adultes présentent une diminution de la multiplication des lymphocytes et de la réponse à médiation humorale, une réduction de l’activité des lymphocytes T Helpers, une hypocomplémentémie due à la p15E, une absence presque totale de la production d’interféron et une déplétion de la région paracorticale des nœuds lymphatiques (35, 110). La pathogénie du virus FeLV n’est pas connue chez les Félidés non domestiques mais il est admis que le virus est, comme chez le chat, à l’origine du développement 58 de maladies tumorales et d’infections FeLV dépendantes (25). Après une exposition orale ou nasale, le virus se multiplie localement (amygdales et nœuds lymphatiques de la tête et du cou), puis son passage dans le sang (transporté par les lymphocytes et macrophages) est à l’origine d’une virémie transitoire (35, 54, 83). Une multiplication massive a ensuite lieu dans la rate et le système lymphatique, avant d’atteindre la moelle osseuse et l’intestin (35, 54). Sa multiplication dans ces organes (polynucléaires et plaquettes) est suivie d’une virémie persistante et d’une multiplication du virus dans les épithéliums glandulaires et muqueux (glandes salivaires, digestives, appareils respiratoire et urinaire) un à deux mois après l’infection (35, 54; 83). Les animaux sont alors excréteurs du virus (35, 83). Chez le chat domestique trois types de situation sont décrites, selon les réactions de défense de l’organisme (35, 54, 83) : - - animaux "régresseurs" : - 40% des individus infectés s’opposent à l’atteinte médullaire du virus et à l’installation d’une virémie persistante, grâce à une réponse immunitaire rapide et efficace (35, 54, 83, 110). Le virus est éliminé et une immunité protectrice contre une nouvelle infection s’installe (35, 54). Ces animaux ne présentent aucune virémie ni aucun signes cliniques (35, 54, 83). - 30% des chats infectés présentent une virémie transitoire avec quelques signes cliniques (hyperthermie, adénomégalie ou leucopénie) rapidement réversibles, grâce à une réponse immunitaire rapide (35, 54, 83). Ces animaux sont appelés " régresseurs ". Un cas de virémie transitoire a été décrit sur une panthère nébuleuse (Neofelis nebulosa) (24). Après avoir présenté un test IFA positif associé à une neutrophilie et une adénomégalie, l'animal a été isolé et mis en observation avec un traitement antibiotique. Deux semaines plus tard, les tests ELISA et IFA étaient négatifs. Trois semaines plus tard, ces mêmes tests étaient toujours négatifs. Le taux d'anticorps neutralisants et anti-FOCMA, trace de la virémie antérieure, étaient significativement élevés (1/150 et 1/64 respectivement) (24). - Une partie de ces individus (15%), chez lesquels la moelle osseuse est atteinte, n’éliminent pas le virus et restent porteurs latents. Ils constituent un groupe de « faux régresseurs » ou « infectés latents » (35, 54, 83, 147). L’infection peut être réactivée à la faveur d’une baisse des défenses immunitaires (chat âgé, traitement aux corticoïdes, stress) (35). Les 30% restants sont appelés « progresseurs ». Incapables de se défendre efficacement contre le virus, ils développeront les maladies induites dans un délai de 3 à 36 mois (35, 83, 110). 80% d’entre eux meurent dans les trois ans (54). Ces animaux sont virémiques persistants et excrètent le virus dans le milieu extérieur (35). 59 3.2.3 - Réponse immunitaire La réponse immunitaire est un élément crucial dans le développement et l’expression de la maladie, mais ses mécanismes ne sont toujours pas complètement connus (54). La réponse immunitaire à médiation humorale comprend : - la sécrétion d’anticorps neutralisants dirigés contre l’antigène d’enveloppe gp70, protégeant ainsi les cellules cibles contre l’infection virale (54, 83, 110). Seule la souche virale A est capable d’induire la production d’anticorps neutralisants protecteurs (54). Ces anticorps ne protègent cependant pas l’animal contre la transformation tumorale des cellules (35). - La sécrétion d’anticorps dirigés contre l’antigène p27. Ces anticorps n’ont cependant aucun rôle protecteur contre l’infection et forment des complexes immuns à l’origine d'une glomérulonéphrite, en cas de virémie persistante (35, 54, 110). - La sécrétion d’anticorps dirigés contre l’antigène viro-induit FOCMA. Les anticorps anti-FOCMA jouent un rôle important dans l’immunosurveillance anticancéreuse (35, 54). Le rôle précis de ces anticorps n’est pas clairement démontré mais les études épidémiologiques montrent un faible taux d’anticorps anti-FOCMA chez les chats développant les formes cancéreuses ou leucémiques de la maladie (54). Les chats "régresseurs" présentent des taux d’anticorps neutralisants et antiFOCMA élevés et persistants (54, 110). Le transfert passif de ces anticorps protège les chats contre les infections naturelles et expérimentales (54). Au contraire, les individus "progresseurs" ne présentent pas d’immunité humorale suffisante (110). La réponse immunitaire à médiation cellulaire comprend la production de lymphocytes T cytotoxiques, dont le rôle est peu connu. Leur rôle serait important dans la guérison de la maladie, comme le montre l’observation de chats résistants qui ne présentent pas d’anticorps neutralisants, ou encore la guérison de chats virémiques après l’infection de cellules T prélevées sur des chats immuns (54). Ces moyens de défenses (lymphocytes T et macrophages) n’ont cependant rien de spécifique, ils peuvent réduire la réplication virale et détruire les cellules infectées (35). Enfin, l’immunodépression induite par le FeLV est immunologique fréquente et intense, à ne pas négliger (35). une conséquence 60 Conclusion Le virus de la leucose féline est sans doute le virus animal le mieux connu et le mieux décrit, à cause de sa relation étroite avec le virus d'immunodéficience acquise humain (VIH). Ce dernier appartient en effet à la même famille (Rétrovirus) mais à la sousfamille des Lentivirus. Les recherches en pathologie comparée ont donc permis de connaître très précisément ce virus félin. La connaissance de ces caractéristiques virales et pathogéniques chez le chat domestique permet d'étudier et de déterminer les principaux éléments de l'épidémiologie analytique de ces virus chez les félidés sauvages. 3.3 - Epidémiologie analytique appliquée aux Félidés sauvages L'étude des quelques cas d'infections par le FeLV a permis de définir certains éléments d'épidémiologie analytique du virus leucémogène félin chez les Félidés non domestiques (souches virales, source et modes de transmission, facteurs de réceptivité). 3.3.1 - Souches virales isolées chez les Félidés non domestiques La souche virale isolée sur le chat sauvage en liberté en Grande Bretagne (Ecosse) était un Oncornavirus sous-groupe A (17) identique à celui du chat domestique. Il est fortement probable que les cas d'infection chez les Félidés sauvages soient dus aux mêmes souches virales que celles du chat domestique. 3.3.2 - Sources et transmission chez les Félidés non domestiques La transmission du virus s’opère via les fluides de l’organisme et principalement la salive au cours d’un contact direct ou par transmission verticale in utero (17, 54, 68, 75, 83, 110, 158). Une transmission par les puces ou les transfusions sanguines semble possible (110). La principale menace est constituée par les individus virémiques progresseurs asymptomatiques, qui excrètent le virus tout en présentant un bon état général (35, 54). Dans tous les cas étudiés d’infections par le FeLV de Félidés sauvages, le chat domestique, réservoir de la maladie, est paru avec certitude ou forte présomption comme la source la plus probable de contamination (17, 68, 75, 95). Le puma et les deux tigres captifs rapportés par Meric (95) morts ou malades du FeLV vivaient dans une maison avec un chat qui présentait des symptômes de maladies FeLV dépendantes, ainsi que des titres élevés en anticorps FeLV et FOCMA. Les tests antigéniques ELISA et IFA étaient négatifs. Il en résulte une exposition antérieure au virus, probablement à l’origine de la transmission aux autres Félidés par contact direct. L’étude de Boid (17) sur les chats sauvages conclut à une transmission par un 61 chat domestique ou un autre chat sauvage en liberté. Chats sauvages et chats domestiques peuvent s’hybrider ; la transmission du virus est donc théoriquement possible par cette voie (75). En ce qui concerne le puma en liberté diagnostiqué en Californie (68), l’hypothèse la plus probable reste le contact par consommation alimentaire avec un chat domestique infecté. Le puma se trouvait, en effet, dans une zone habitée, en ville, et des restes de chat avaient été retrouvés dans les estomacs d’autres individus chassés. 3.3.3 - Réceptivité et facteurs de risques Si l'on considère le chat domestique comme principale source du virus FeLV pour les Félidés non domestiques, la prévalence de la maladie chez le chat et l’augmentation des possibilités de contact entre ces animaux sont des facteurs de risques importants (75). L’age et l’état de santé sont aussi des facteurs de risque à prendre en compte; les individus jeunes (moins de 8 semaines chez le chat domestique) ou immunodéprimés sont plus vulnérables (54). Les cas rapportés concernent effectivement des individus jeunes, de 14 mois (95) et 3 ans (18, 68). Le mode de vie doit aussi être considéré : le risque est moindre pour un animal en liberté que pour un animal en captivité. Le risque le plus important concerne les Félidés sauvages vivant chez un propriétaire privé, en habitation et jardin, avec des chats domestiques du même foyer ou errants (75). Pour un individu en liberté, la destruction de l’habitat naturel peut aussi être à l’origine d’une augmentation des risques de contacts avec des chats domestiques. Le cas des pumas en Californie illustre bien ce problème entre expansion démographique et conservation des zones sauvages où vit l’espèce (68). La nourriture et les zones vertes en ville attirent les pumas, ce qui, associé à la chute des populations de cerfs, pousse certains individus à se rapprocher des villes pour trouver de la nourriture, dont les chats. Cette diversification des proies et de l’habitat peut être source de développement du FeLV dans cette espèce (68). Conclusion La connaissance de l'épidémiologie analytique du FeLV chez les Félidés sauvages permet de supposer un rôle très important des chats domestiques infectés dans la transmission du virus. Ceci explique en partie la faible prévalence de la maladie en milieu sauvage, où les contacts entre Félidés non domestiques et chat errants sont plus rares qu'en captivité. La grande contagiosité du virus et le caractère parfois mortel de la maladie doivent induire des mesures strictes et suivies de prophylaxie médicale et sanitaire chez les Félidés non domestiques en captivité. La connaissance des aspects cliniques et diagnostiques de la maladie reste un élément préalable nécessaire et complémentaire de ces mesures prophylactiques 62 3.4 - Etude clinique Le FeLV a la particularité de se multiplier dans les cellules épithéliales et hématopoïétiques. Dans ces dernières, il est à l’origine de dégénérescence cellulaire, favorisant le développement d’affections diverses (infections virales, bactériennes, parasitaires), ou de transformations tumorales de ces cellules (35, 83, 110). Les symptômes et lésions provoquées par le virus ont été décrites chez les Félidés sauvages et les moyens de diagnostic utilisés chez le chat semblent pouvoir être appliqués chez ces espèces. 3.4.1 - Symptômes et examens complémentaires 3.4.1.1 - Symptômes chez le chat domestique Les symptômes liés à une infection par le FeLV sont variés (54, 110). Environ 85% de la mortalité est due aux conséquences de l’immunosuppression (maladies non néoplasiques), 15% au développement de tumeurs (35, 54). Les maladies non néoplasiques sont la conséquence de l’altération des cellules immunocompétantes et s’observent chez les individus infectés chroniques (54, 110). Ces animaux deviennent très sensibles aux infections secondaires et développent des affections chroniques et résistantes aux traitements. Ces infections secondaires (50% des maladies non tumorales) comprennent chez le chat domestique : - des infections virales : péritonite infectieuse féline, panleucopénie, rhinotrachéites…(35, 54, 83, 110) - des infections bactériennes : stomatites chroniques ulcératives, gingivites, ulcères buccaux, pyodermites, pneumonies, cystites… (35, 54, 83, 110) - des maladies parasitaires : toxoplasmose, hémobartonelloses (35, 54, 83, 110). Les jeunes individus présentent généralement un syndrome caractérisé par une léthargie, une anorexie, une atrophie du thymus et d'autres structures lymphoïdes, une lymphopénie et meurent rapidement d’infections secondaires (54). Les anémies représentent 25% des maladies non tumorales liées au FeLV (54). Elles sont dues à une hémolyse viro-induite ou à une atteinte de la moelle osseuse (pancytopénie) (35, 54, 83). Les autres maladies non tumorales comportent des glomérulonéphrites, des polyarthrites chroniques, des avortements, une infertilité, des syndromes neurologiques particuliers (ataxies, anomalies de la pupille…), des uvéites et des anémies hémolytiques (35, 54, 83, 110). Ces affections sont probablement d’ordre immunopathologique (35, 110). Les néoplasies comprennent les affections lymphoprolifératives et principalement le lymphosarcome, sous différentes formes (mésentérique et/ou digestif, médiastinal, multicentrique, rénal, ou nerveux) (5, 54, 83, 110). Les leucémies sont beaucoup 63 moins fréquentes (35, 54). Les tumeurs myéloprolifératives sont plus rares et concernent la transformation tumorale des autres lignées cellulaires (cellules souches, lignée rouge, lignée plaquettaire) (35, 110). 3.4.1.2 - Symptômes chez les Félidés non domestiques Les symptômes de la maladie n’ont été décrits que chez le Puma (21, 68, 95) et le Guépard (18, 19, 21). Les deux pumas étudiés (68, 95) ont présenté des symptômes communs : anémie non régénérative et déshydratation, anorexie et perte de poids, léthargie et abattement (dans un des cas en alternance avec des phases d’excitation). D’autres symptômes et résultats d’examens complémentaires, particuliers à chacun des deux cas, semblent plutôt liés à des infections secondaires à l’infection par le FeLV : diarrhée, insuffisance rénale, anomalies des paramètres biochimiques sanguins, ulcères linguaux infectés (68), pétéchies sur la peau et les muqueuses, hématurie, hémopéritoine, leucopénie, thrombocytopénie et hypoplasie généralisée de la moelle osseuse (95). Le tableau clinique et les résultats des examens complémentaires montrent donc des affections myélosuppressives (95), conséquences d’un processus néoplasique de la moelle osseuse et des atteintes et infections secondaires de divers organes. Il s’agirait donc d’une affection et d’une pathogénie semblables à celles observées chez le chat et d’évolution rapide et souvent mortelle une fois les symptômes apparus (1 heure à 5 jours). Chez le Guépard (18, 19), des symptômes très proches sont retrouvés : abattement, anorexie, procidence de la troisième paupière, déshydratation, amaigrissement, leucocytose. Ce même animal était malade de péritonite infectieuse féline l’année précédente. 3.4.2 - Lésions Les lésions observées lors des autopsies des Félidés sauvages sont similaires à celles observées chez le chat : - des lésions liées à la thrombocytopénie (95) (hémorragies pulmonaires, cardiaques, intestinales, vésicales et des nœuds lymphatiques), - des lésions d’infections secondaires de divers organes (68) (ulcères infectés sur la langue, gastrite, néphrite et présence de spirochètes dans les reins (forte suspicion de leptospirose), pneumonie interstitielle, hépatite, parasitisme important (ténia, sarcocystes dans les muscles, trichostrongylose (95)). Ces lésions semblent être le résultat d’infections secondaires opportunistes sur un organisme au système immunitaire faible, - des lésions d’atteinte des organes du système immunitaire, myélosuppressives ou lymphoproliphératives : ganglions périphériques et mésentériques hyperplasiés, corticales tuméfiées et pâles (68), rate de taille augmentée, hyperplasie folliculaire de la pulpe blanche, érythrophagocytose et hémosidérose suggérant une hémolyse extravasculaire (68), hyperplasie 64 lymphoïde de la moelle osseuse et du thymus (68), ou hypoplasie de la moelle osseuse (95). Il est intéressant de constater que l’on retrouve dans ces études des symptômes et des lésions semblables à ceux généralement observés chez le chat infecté (35, 75) : - des maladies liées à l’immunodépression induite par le virus (68, 95) : les stomatites et pneumonies font partie des infections bactériennes les plus représentées chez le chat (35) ; la PIF, maladie virale, est corrélée au FeLV dans 20 à 60% des cas (18, 35) ; un parasitisme important (ténia, sarcocystes, trichostrongylose (95)), peut aussi résulter d’une baisse des défenses immunitaires, - des syndromes dégénératifs liés au FeLV (68, 95): anémies non régénératives très fréquemment rencontrées chez le chat; panleucopénie, associée à des symptômes d’abattement, de gastro-entérite et de thrombocytopénie, souvent décrits chez le chat, - des maladies lymphoprolifératives viro-induites : hyperplasie lymphoïde de la moelle osseuse, thymus, rate et ganglions périphériques, affections souvent rencontrées chez le chat. 3.4.3 - Moyens diagnostiques et interprétation Le diagnostic ne peut être établi qu’en associant un diagnostic clinique (anémie, stomatite, polyadénite…) à une mise en évidence expérimentale de la maladie (2, 35, 41, 75). Le test diagnostic de choix est le test ELISA de détection de l’antigène p27 (protéine de capside du virus) dans le milieu extra-cellulaire (35, 54, 75, 83, 110). Ce test est effectué sur plasma, sérum, sang total, larmes et salive (35, 54, 75). La mise en évidence de cet antigène caractérise l’état d’antigénémie ; elle est donc corrélée avec une infection virale et une transmission potentielle du virus (35). Ce test est très fiable et très sensible. Il témoigne de la présence du virus, à l’état actif ou quiescient (35). Les faux positifs sont aujourd’hui rares avec les tests ELISA. Si la prévalence est faible, les faux positifs sont plus nombreux et il faut alors tester à nouveau et compléter par un test IFA (75). Cependant, dans les cas de formes tumorales de la maladie, ce test n’est pas considéré comme fiable, car l’antigène p27 est fréquemment masqué dans ces formes et 50% des individus peuvent se révéler négatifs (35, 147). Le test antigénique ELISA a été utilisé avec succès chez les Félidés non domestiques, même si certains cas faux positifs ont été observés, notamment chez des panthères de Floride (Felis concolor corvi) préalablement vaccinées contre la rage (réaction croisée entre les anticorps d'origine murine contenus dans le test ELISA et les anticorps "anti-souris" induits par le vaccin anti-rabique élaboré sur encéphale de souris) (86). 65 Le test d’immunofluorescence indirecte (IFA) détecte l’antigène p27 dans le cytoplasme des leucocytes et plaquettes (35, 54, 83, 110). La positivité de ce test révèle une infection de la moelle osseuse et une multiplication virale en cours (83). Les tests IFA sont moins sensibles que le test ELISA, qui peut détecter de très faibles quantités d’antigène p27 sériques, même en l’absence de virémie (35). Certains individus, dits discordants, peuvent être ELISA positifs et IFA négatifs. Cet état peut traduire l’une des trois situations suivantes (35) : - un début d’infection, avant la phase de virémie la fin d’une infection une infection latente, le virus se multipliant très peu un test ELISA faux positif. Le test de détection d’anticorps neutralisants anti-gp70 (antigène d’enveloppe), par immunofluorescence ou par ELISA, témoigne d’une exposition de l’animal au virus (54, 75). Il s’agit soit d’une infection ancienne guérie, soit d’une infection latente. Enfin, un autre test d’immunoflurescence permet la recherche d’anticorps antiFOCMA (Felin Oncornavirus – associated Cell Membrane Antigen), néo-antigènes viro-induit présent à la surface des cellules ayant subit une transformation tumorale par le FeLV (54). Ces tests de détection d’anticorps sont une indication complémentaire d’exposition au virus et permettent de compléter l’interprétation de tests antigéniques irréguliers ou contradictoires. Des méthodes de laboratoires plus spécialisées permettent d’isoler le virus sur culture cellulaire de cellules mononuclées (détection de p27) ou par l’action d’anticorps monoclonaux anti-p27 sur des coupes de glandes salivaires, moelle osseuse et nœuds lymphatiques (54, 68) Le diagnostic expérimental est donc délicat et l’interprétation des résultats doit être faite avec prudence (35) : - Chez un animal malade, un résultat positif à l’antigène p27 permet de conclure à l’existence d’une maladie induite par le FeLV. Un résultat négatif permet d’exclure une infection par le FeLV sauf dans le cas d’une maladie tumorale pour laquelle l’antigénémie n’est plus présente que dans la moitié des cas. - Chez un animal sain, un résultat ELISA p27 positif peut traduire une virémie permanente (un nouveau test positif 6 à 8 semaines plus tard peut alors le confirmer), une virémie transitoire (un nouveau test négatif 6 à 8 semaines plus tard (2) et un taux d’anticorps diminuant avec le temps peuvent le confirmer) ou un état de latence (le taux d’anticorps reste élevé avec le temps). - Un résultat négatif sur un animal sain peut signifier une absence de contact avec le virus, une guérison après infection, le tout début d’une infection ou un portage latent. Un second test 6 à 8 semaines après et un dosage d’anticorps 66 permettent de préciser le diagnostic. Un animal p27 négatif et anticorps antigp70 positif est considéré comme non contagieux au moment du test mais l’état de latence est toujours à suspecter et une virémie toujours possible ultérieurement. 3.4.4 - Traitement Il n’existe pas de traitement de la leucose féline (35, 41, 54, 154). Seuls un soutien des fonctions vitales de l’organisme (perfusion, réchauffement, sondes d’alimentation…) et un traitement symptomatique ou étiologique des infections secondaires (antibiotiques, antimycotiques, antiparasitaires, anti-inflammatoires…) peuvent être effectués (35, 54). L’animal malade est toujours excréteur et doit donc être totalement isolé de ses congénères (35, 54). Une chimiothérapie peut éventuellement être tentée dans les cas de lymphosarcomes et peut parfois entraîner une rémission de quelques années chez certains chats (54, 83). Le traitement comprend du cyclophosphamide, de la vincristine et de la prednisolone (35, 54). Il doit être arrêté rapidement en cas de neutropénie (provoquée par le cyclophophamide) (54). Ce même traitement peut être utilisé dans les cas de leucémies (54). Dans tous les cas, les résultats sont souvent faibles et les rémissions de courte durée (35, 54). Le traitement des anémies est aussi peu efficace. Il comprend l’apport de solutés hydroélectriques, des transfusions sanguines et des suppléments minéraux (fer, cobalt) éventuellement associés à une chimiothérapie (corticoïdes, cyclosphophamide, methotrexate) (54). Briggs (18, 19) obtient de bons résultats chez un guépard (guérison de l’affection secondaire et pas de récidive à 20 mois) en associant perfusions, injections d’un complexe vitaminique B, amoxicilline (15 jours) et prednisolone en corticothérapie à jours alternés sur 5 semaines. L’animal a présenté un test FeLV négatif à trois mois, et peut être considéré comme régresseur. Etant donné la gravité de la maladie, l’évolution souvent mortelle et le risque important de transmission à d’autres individus en milieu naturel comme en captivité, le traitement est souvent illusoire et même déconseillé si l’animal ne peut être strictement isolé du groupe (35). 67 Conclusion Les symptômes décrits chez les Félidés sauvages sont donc semblables à ceux observés chez les chats domestiques. Aucun signe clinique n'est cependant pathognomonique de la maladie et les techniques de diagnostic de laboratoire doivent être analysées avec précaution et réflexion pour chacun des cas. Le traitement de la maladie reste cependant complexe car principalement basé sur des soins rapprochés et quotidiens, difficiles à réaliser chez ces espèces. Il n'existe aucun traitement étiologique de l'infection. De nouveaux principes actifs et notamment l'interféron, sont aujourd'hui utilisés en essais cliniques chez le chat domestique. Les mesures prophylactiques restent à ce jour les seuls moyens efficaces de lutte contre le FeLV et elles doivent être appliquées aux Félidés non domestiques. 3.5 - Prophylaxie Les connaissances épidémiologiques, cliniques et virologiques sur le FeLV chez les Félidés non domestiques, permettent d'établir ou d'adapter certaines mesures prophylactiques afin de lutter contre l'apparition de cette maladie dans les populations sauvages ou captives. 3.5.1 - Prophylaxie sanitaire Afin de lutter contre l'introduction du virus dans un groupe de Félidés captifs, certaines mesures prophylactiques strictes doivent être respectées. Les moyens de prophylaxie sanitaire suivant peuvent être mis en œuvre en parc zoologique et en réserve naturelle lorsqu’il est techniquement possible de le faire : - - Contrôle des populations de chats errants proches des Félidés sauvages en captivité (25, 75). Renforcement des clôtures, barrières, fossés et enclos protégeant les animaux captifs. Contrôle des individus sauvages en liberté proches des zones habitées par l’Homme. Tests de dépistages systématiques (Test antigénique ELISA) sur les nouveaux individus en parc zoologique et lors de translocation ou de réintroduction d’animaux en milieu naturel (2, 25). Tests de dépistages (ELISA ou IFA) réguliers sur les populations captives (158). Répéter les tests au bout de trois mois afin de détecter les individus en incubation (35). Mise en quarantaine de trois mois des nouveaux individus avec surveillance vétérinaire et tests de dépistages (2 tests déparés de 3 mois). (25, 35). Isolement ou élimination des animaux malades ou FeLV positif (18, 35, 83). 68 - Désinfection des locaux (35). Dépistage de tous les individus du même groupe si un animal malade est suspecté (2). Lors de la réintroduciton d'espèces dans une population sauvage, des mesures draconiennes doivent être entreprises, car la plupart des enquêtes épidémiologiques révèlent l'existence de populations naïves chez lesquelles aucun antigène viral ni aucun anticorps n'a pu être mis en évidence. Ces populations sont donc considérées comme très fragiles face à l'introduction d'un tel virus. Les individus introduits en milieu sauvage doivent donc être préalablement dépistés à l'aide de tests sérologiques et cliniques et toute suspicion doit interdire le transfert de l'animal vers une population sauvage. A ces mesures sanitaires doivent être associées des mesures de prophylaxie médicale. 3.5.2 - Prophylaxie médicale 3.5.2.1 - Vaccination des chats domestiques Différents vaccins sont disponibles en France contre la leucose (35, 147) : - des vaccins à virus complet inactivé non adjuvés, des vaccins à virus complet inactivé adjuvés, des vaccins sous-unité adjuvés, des vaccins adjuvés produits par génie génétique. Tous ces vaccins suivent le même protocole d'utilisation : 2 injections en primovaccination à partir de 8-10 semaines, suivies d'un rappel annuel (35). 3.5.2.2 - Vaccination des Félidés non domestiques On connaît peu de chose sur l’efficacité des vaccins FeLV chez les Félidés sauvages (75). Deux études ont permis d’évaluer l’innocuité et l’efficacité du vaccin chez ces espèces. L’étude de Briggs (18, 19) en 1986 a été effectuée sur 15 guépards en captivité. Une première prise de sang a permis de montrer que tous les individus étaient négatifs au test ELISA (Ag p27). Les 15 guépards ont été vaccinés avec 2 mL (double dose) d’un vaccin sous-unité (contentant la gp70 et le FOCMA) par voie intramusculaire, suivi d’un premier rappel à 2-3 semaines. Les 15 guépards ont reçu en plus une nouvelle dose de 2 mL deux mois plus tard. Les réactions secondaires ont été minimes : quatre guépards présentent une tuméfaction des nœuds lymphatiques mandibulaires après la vaccination, sans conséquence sur la respiration ni l’alimentation ; un animal présente un abattement quatre jours après la seconde injection. Aucun signes locaux ni boiterie ne sont observés. Trois semaines après ces trois injections, 6 animaux sont choisis au hasard. Un titrage d’anticorps (FOCMA) et d’anticorps FeLV (anti gp70 ELISA) est réalisé et montre pour les 15 individus, une augmentation significative de ces anticorps (18). Les taux observés 69 sont considérés comme protecteurs face à une infection naturelle. L’étude montre donc une bonne tolérance et une bonne activité du vaccin utilisé pour cette espèce, après trois injections double dose de vaccin, bien qu’une comparaison avec les individus non vaccinés du même parc n’ait pas été réalisée (l’exposition naturelle, bien que très peu probable, reste théoriquement possible). En 1988, CITINO (25) teste un vaccin sur trois tigres du Bengal (Panthera tigris tigris) adultes, deux tigres blancs juvéniles et trois servals (Felis serval) adultes, tous captifs. Tous ces animaux étaient en bonne santé et testés négativement au FeLV (test IFA). Les tigres sont vaccinés avec 1 mL (dose simple) d’un vaccin sous-unité par voie intra-musculaire, 2 fois à 3 semaines d’intervalle et reçoivent une troisième dose deux mois et demi après la seconde. Une prise de sang et un titrage sont réalisés avant la vaccination, à chaque vaccination et 3 semaines après chaque vaccination (titrage de l’anticorps anti-gp70 et de l’antigène FOCMA). Tous les individus de cette étude étaient FOCMA et gp70 négatifs avant la primo-vaccination. Trois semaines après la troisième vaccination, 7 animaux sur 8 sont gp70 positifs et les 8 individus sont FOCMA positifs. L'augmentation des titres est significative. Une exposition naturelle au virus est exclue car trop improbable selon l’auteur. Aucune réaction indésirable au vaccin n’est observée. Les tests IFA sont négatifs un an plus tard, ce qui permet d’exclure une infection par le virus durant la protection conférée par le vaccin. Un seul tigre a présenté une faible réponse (mais considérée comme protectrice quand même). L’hypothèse avancée est un problème génétique lié à son albinisme partiel. Un serval a présenté une baisse du taux d’anticorps anti gp70, après avoir bien réagi à la troisième injection. L’animal est mort un mois plus tard, de troubles cardiaques. L’hypothèse avancée est une mauvaise réaction immunitaire liée à l’affaiblissement de l’état général. Le vaccin peut donc être considéré comme ayant une bonne sécurité et une bonne activité. La mesure des taux de gp70 et FOCMA permet d’évaluer le pouvoir immunogène du vaccin. Trois injections d'une dose simple (1 mL) semblent suffisantes pour induire des taux d’anticorps très élevés. Ces deux études (18, 19, 25) sont cependant critiquées et controversées par certains auteurs (75). La protection conférée par le vaccin testé ne s'est pas révélée satisfaisante chez le chat domestique. En absence d'épreuve virulente, il est donc difficile de juger de l'état de protection des Félidés sauvages vaccinés (75). Chez le chat, les vaccins FeLV vivants modifiés sont considérés comme dangereux en cas de gestation, les vaccins inactivés sont sans danger (121). L’efficacité des vaccins contre la Leucose reste variable selon le type de vaccin utilisé. La réelle protection est inconnue car les épreuves virulentes ne sont pas réalisables. L’innocuité du vaccin chez les Félidés non domestiques semble bonne dans les quelques études réalisées. De façon générale, la vaccination est justifiée dans les populations captives si une infection est suspectée (18). Elle doit être associée aux tests de dépistages et à un isolement des malades (18). Les caractéristiques de la maladie rendent sa prévention nécessaire en parc zoologique (25, 75). 70 La gravité de la maladie et son caractère mortel, la valeur des espèces concernées, souvent menacées d’extinction imposent la nécessité d’utiliser les moyens adéquats pour la détection du virus, la mise en quarantaine, le contrôle des populations de chats domestiques et la vaccination si le risque existe (25). Les tests doivent être réalisés régulièrement et de façon répétée sur les animaux de zoo et les nouveaux arrivants (75). Conclusion Des mesures de prophylaxie sanitaires strictes et principalement basées sur l'isolement des Félidés malades et la protection des animaux contre les chats errants, doivent être mises en place en parc zoologique afin de lutter contre la leucose. La vaccination reste un élément prophylactique complémentaire. Certains vaccins sous-unités semblent efficaces et sûrs chez les Félidés sauvages. Cependant la protection conférée par ce type de vaccin chez le chat domestique est controversée (75). 71 4 - La panleucopénie La panleucopénie est une maladie causée par un parvovirus (109, 112, 161). La maladie a longtemps été décrite, sans en connaître l’agent étiologique, sous différentes appellations : agranulocytose spontanée, entérite infectieuse féline, panleucopénie maligne, feline distemper, ataxie du chaton (8, 13). Responsable de troubles digestifs ou neurologique, elle peut être fatale surtout chez les jeunes individus (109, 161). La panleucopénie est souvent considérée comme l'affection virale la plus importante chez les Félidés non domestiques (152). 4.1 - Epidémiologie descriptive Divers cas cliniques de panleucopénie ont été rapportés chez les Félidés non domestiques, laissant apparaître une sensibilité très répandue au virus chez ces espèces. 4.1.1 - Cas cliniques, espèces affectées et répartition géographique 4.1.1.1 - Individus en captivité La description de la maladie chez les Félidés sauvages débute dès les années 30, sans connaître l'agent impliqué (64). La maladie est décrite chez de nombreuses espèces non domestiques, mais les confusions ou distinctions entre maladies (entérite, influenza, panleucopénie, agranulocytose…) sont fréquentes et les agents mis en causes ne sont pas connus (64, 69). Hyslop (64) décrit en 1955 la maladie, sous le nom d'entérite féline, chez un lynx (Lynx lynx) et son petit de deux mois et chez un guépard de huit mois ayant probablement contracté la maladie à partir d'un chat domestique vivant avec eux (64). L'agent infectieux (non décrit à cette époque) est transmis avec succès à deux chats domestiques, après inoculation d'extraits de rate du guépard mort (64). La mise en évidence du virus chez un jeune léopard (Panthera pardus) de 9 mois par Johnson en 1964 (69) dans un parc zoologique en Grande-Bretagne constitue le premier isolement ayant permis de décrire les caractéristiques du virus de la panleucopénie féline (isolement sur culture cellulaire à partir de la rate du léopard mort) (69). Bien que la maladie ait été décrite chez le chat et qu'une l'implication d'un virus ait fortement été suspectée, les tentatives d'isolement de l'agent pathogène chez le chat s'étaient jusqu'alors toutes soldées par un échec (69). Le virus a été isolé par la suite chez de nombreuses autres espèces non domestiques captives de la famille des Félidés. Associé aux signes cliniques de la maladie, le diagnostic a pu être posé avec certitude chez certaines espèces (isolement du virus, séquence d'ADN par sonde PCR..). Chez d’autres espèces, le diagnostic n’a pu être posé que sur l’observation des signes cliniques, l’autopsie et l’analyse histologique des tissus sans isolement du virus (non effectué ou non identifié) et donc sans certitude. Le tableau n° 1 présente les espèces de félidés sauvages captifs chez lesquelles un diagnostic ou une suspicion d'infection par le virus de la panleucopénie ont été rapportés (la technique de diagnostic est précisée pour chacun des cas). 72 Espèce Léopard (Panthera pardus) Panthère nébuleuse (Neofelis nebulosa) Léopard des neiges (Panthera uncia) Lion (Panthera leo) Moyens diagnostiques Isolement, histopathologie, signes cliniques Référence 69, 56 Signes cliniques, autopsie, histologique, 122 corps d'inclusions cellulaires 134 Inoculation d'extraits de foie, rate et tube digestif à des chatons. Développement de la maladie et séroneutralisation in vitro. Isolement du virus 8 Isolement, histopathologie 8, 125, 143 ELISA (fèces), autopsie, sérologie Signes cliniques, autopsie, histologie 36 37 Signes cliniques, autopsie, histologique, 122 corps d'inclusions cellulaires Infection expérimentale de chatons à partir 23 d'extraits de rate et de ganglions, immunoélectrophorèse (antisérum parvovirus canin) ; Virus antigénétiquement proche de la panleucopénie féline ou de la parvovirose canine (les tests d’immuno-électrophorèse utilisés ne permettant pas de distinguer les deux virus) Corps d'inclusions cellulaires, inhibition de 100 l'hémagglutination avec anticorps monoclonaux, sérologie, PCR (gènes codant pour les protéines de capsule) Corps d'inclusions cellulaires après mise en 141 culture d'extraits d'intestins et de rate. Inhibition des effets cytopathogène par les anticorps anti-FPV chat domestique. Résistant à l'éther. Tableau n°1:: diagnostic de la panleucopénie chez diverses espèces de Félidés non domestiques. 73 Jaguar (Panthera onca) Jaguarondi (Felis yagourundi) Puma (Felis concolor) Isolement 39, 82, 151 Histopathologie, signes cliniques Signes cliniques Isolement 8 120 151 Signes cliniques Sérologie, histopathologie, isolement 8, 120 8 Isolement 39, 82 Signes cliniques 120 Signes cliniques 125 Lynx roux (Lynx Histopathologie 39 rufus) Histopathologie 53 Signes cliniques 120 Signes cliniques 125 Signes cliniques 120 Lynx d'Europe Signes cliniques 120 (lynx lynx) Transmission de l'agent par inoculation à des 64 chats domestiques Signes cliniques 8 Ocelot (Felis Histopathologie 39 pardalis) Signes cliniques 120 Chat léopard Histopathologie 39 indien (Felis bengalensis) Histopathologie, signes cliniques 8 Signes cliniques 53, 120, Tableau n°1(suite) : diagnostic de la panleucopénie chez diverses espèces de Félidés non domestiques. 74 Chat doré de Temminck (Profelis temmincki) Chat à pieds noirs (Felis nigrippes) Chat margay (chat tigre) (Felis wiedii, Felis maracaja) Chat sauvage (Felis silvestris) Caracal (Felis caracal) Serval (Felis serval) Guépard (Acinonyx jubatus) Signes cliniques 120 Clinique 53 Histopathologie 39 isolement Isolement du virus, clinique, autopsie 39 8, 120 Signes cliniques 120 Signes cliniques 8, 120 Isolement du virus et identification par PCR 140 Isolement du virus, signes cliniques Tigre de Sibérie Clinique et examens sanguins (Panthera tigris altaica) Tigre du Bengal Isolement (Panthera tigris tigris) Signes cliniques, hémagglutination d'un prélèvement de fécès (identification d'un parvovirus) Signes cliniques Tigre blanc Signes cliniques, autopsie, histologique, (Panthera tigris corps d'inclusions cellulaires tigris) 64, 148 53 82, 120, 125, 143 49 19, 53 122 Tableau n°1 (suite) : diagnostic de la panleucopénie chez diverses espèces de Félidés non domestiques. 75 4.1.1.2 - Individus en liberté Jusqu’en 1988, aucun cas de panleucopénie n’a été publié sur des Félidés sauvages en liberté. La maladie était alors considérée comme propre aux individus captifs. Depuis, quelques cas ont été diagnostiqués avec certitude chez des Félidés en liberté ou en semi-liberté. Steinel (140) isole et identifie le virus à partir d’un prélèvement de tube digestif chez un chat sauvage africain (Felis lybica) provenant d’Afrique du Sud. L’animal vivait en semi-liberté et est décédé rapidement après avoir montré des signes d’entérite aiguë (140). Le virus a aussi été isolé chez un puma dans le Colorado (Etats-Unis) et a été responsable de la mort d’un autre puma dans le Wyoming (Etats-Unis) (8, 125). Dans ce dernier cas, le virus a été identifié par microscopie électronique et histologie (8, 125). Le virus de la panleucopénie a été une cause de mortalité naturelle sporadique chez le Lynx roux (Lynx rufus) en Californie et a été impliqué dans une épidémie localisée dans une population de Lynx roux (Lynx rufus) en Floride (8). En milieu semi-captif (élevages en semi-liberté), la maladie est une menace réelle sur les Guépards en Afrique du sud (27). Sur un puma capturé en liberté, un titrage sérologique a révélé un taux en anticorps FPV. L'animal, âgé de 10 semaines, présentait des signes neurologiques. L’autopsie n'a cependant montré que des lésions non spécifiques ne pouvant pas faire écarter l’hypothèse d’infection in utéro par le virus de la panleucopénie (139). La maladie a donc été décrite en grande majorité chez des individus captifs (102, 136, 141). Les cas observés en milieu naturel restent moins fréquents (102). En ce qui concerne les animaux non captifs, trois hypothèses peuvent être avancées : une absence de circulation du virus dans le milieu sauvage, liée au mode de vie solitaire et non grégaire des félidés sauvages (64), une mort rapide après l’infection et un comportement sauvage limitant l’observation des individus malades (64, 141), ou encore le manque d’études et d’observations de terrain sur les espèces concernées. Cependant, une épidémie ne pourrait pas passer inaperçue dans une population sauvage, étant donné le caractère contagieux, mortel et flamboyant de ce virus (158). Selon certains auteurs (64, 141) la maladie n’existerait que chez le chat et n’apparaîtrait chez les Félidés non domestiques que lors de conditions anormales (confinement, contact avec des chats errants). 4.1.2 - Séroprévalence, populations concernées et répartition géographique 4.1.2.1 - Individus en captivité Aucune étude sérologique n’a, à notre connaissance, été réalisée chez des groupes de félidés captifs. De nombreuses études ont, à l’inverse, été réalisées sur diverses populations sauvages en liberté dans le monde. 76 4.1.2.2 - Individus en liberté Diverses études sérologiques sur des individus sauvages ont permis d’établir, de façon non exhaustive, la prévalence du virus dans certaines régions géographiques. Au japon, Mochizuki (101) met en évidence l’absence d’anticorps FPV sur une population de Chats Iriomote (Prionailurus iriomotensis). Sachant que les anticorps persistent longtemps après une infection et la guérison de la maladie et qu’ils apparaissent rapidement lors d’une infection même au stade sub-clinique, l’auteur conclut à une absence du virus dans cette population. De la même manière, Spencer (139) ne met en évidence aucun titrage positif sur une population de lions en liberté dans le parc Etosha (Namibie, Afrique sud ouest). Ces populations naïves sont donc jugées comme très fragiles face à une éventuelle infection (8, 101, 139). Considérant que le chat domestique reste le réservoir principal de la maladie, certains auteurs affirment que le virus ne circule pas dans les populations sauvages ; la panleucopénie ne toucherait pas les Félidés sauvages non captifs (102). Cette théorie est cependant contredite par certaines études ayant mis en évidence des taux d’anticorps significatifs dans des populations sauvages ou semi-captives (cf tableau n° 2). 77 Référence 136 8 60 116 Région Kruger Parc (Afrique du Sud) Etat de New York (Etats-Unis) Tanzani (Afrique de l’Est) Californie (EtatsUnis) Floride (EtatsUnis) Espèce étudiée Lion (Panthera leo) Bobcat (Lynx rufus) Lions (Panthera leo) Puma Prévalence FPV (%) 84% 21% 68% 93% 78% Panthère de Floride (Felis concolor coryl) Tableau 2 : Prévalence des individus séropositifs contre la panleucopénie dans certaines populations sauvages 125, 126 Parmi les individus positifs, certains présentent des anticorps à des titres considérés comme protecteurs chez le chat (60, 125). Le risque d’épizootie est alors considéré comme faible dans ces populations (125). Dans tous les cas étudiés, aucun animal positif à la panleucopénie ne présentait les symptômes de la maladie. La maladie est cependant considérée comme endémique dans les populations présentant une séroprévalence élevée (60, 116). Les cas de séropositivité dans une population sauvage sont révélateurs d’expositions régulières au virus, d’une infection subclinique ou de gravité moyenne suivie d’une guérison. Ces mêmes données sérologiques (60, 136, 139) ont ensuite été analysées statistiquement par Packer et coll (115) sur une plus longue période (étude de la population des lions du parc du Serengeti et du cratère Ngorongoro pendant 30 ans et prélèvements sanguins sur une période de dix ans (1984-1994)). Cette analyse, prenant en compte les titres en anticorps, l'âge, le sexe et l'habitat des animaux, a permis de mettre en évidence le statut endémique de l'infection par le FPV dans ces populations et la présence d'épidémies régulières durant les années 80, se terminant en 1977, 1985 et 1992, apparues en situation de forte densité de population (115). L’impact de la maladie sur les populations sauvages est difficile à évaluer (8, 115, 136). Les animaux atteints souffrant de fièvre et d'abattement, vont instinctivement chercher à se cacher et mourir sans que l’on retrouve la carcasse (8). Les carcasses d’animaux morts sont ensuite rapidement éliminées dans la chaîne alimentaire et ne sont pas retrouvées dans la nature. Le diagnostic clinique ou nécropsique est donc souvent difficile à réaliser et l’impact démographique est donc inconnu (8, 125, 136). Le radio-traking serait plus efficace que la recherche à l’aveugle des cas cliniques ou des individus morts pour déterminer le réel impact sur la population (8). Dans son étude rétrospective sur la population de Lions du parc du Serengeti et du cratère Ngorongoro, Packer (115) ne parvient pas non plus à mettre en évidence l'impact 78 des épizooties ou endémies des maladies sur la santé, la survie et la fécondité de la population. La mortalité de 0 à 6 mois est cependant considérée comme élevée chez toutes les espèces de Félidés (estimée à 50-70% chez la Panthère de Floride (125)). Une étude citée par Roelke (125) présente l’impact de l’introduction du virus de la panleucopénie dans une population de chats sur une île dans le but de maîtriser cette population. Une baisse de fécondité et de densité des chats a été mise en évidence sans aucune observation d’individus malades. L’hypothèse avancée serait qu’une épizootie annuelle pendant la période des naissances peut toucher les jeunes sans que l’on observe d’adultes malades. Cette même hypothèse est transposable à toute population de Félidés (125). L’impact de la maladie sur le taux de survie à la naissance ne serait donc pas négligeable dans les populations sensibles où la maladie est considérée comme endémique (125). En cas de réelle épizootie sur une population ayant des titres d’anticorps faibles, la chute de la population serait massive et rapide (125, 136) et elle ne pourrait passer inaperçue ; la présence du virus de façon enzootique au sein de la population reste une menace réelle en cas de déséquilibre ponctuel (introduction massive du virus, augmentation de virulence, autres maladies, baisse des ressources alimentaires, introduction d’animaux…). Ce cas a été observé sur une population de lynx radiotraqués en Floride (Etats-unis) (61% de mortalité) (125). Dans les populations présentant des titres protecteurs en anticorps, une épizootie réelle peut passer inaperçue et ne pas affecter la population si elle ne touche que quelques petits groupes naïfs dispersés (8, 125). Les enquêtes sérologiques restent cependant difficiles à analyser, en raison des risques de réactions croisées entre différents parvovirus (MEV, FPC, CPV, RPV, BFPV), tous très proches, mais de souches différentes, spécifiques ou parfois communes à différentes espèces (8). Ces sérologies ne prennent, de plus, pas en compte des anticorps potentiellement présents,d’une souche propre à une espèce mais encore non identifiée (8). Conclusion Le virus de la panleucopénie féline semble donc pouvoir atteindre une grande partie des espèces de Félidés non domestiques en captivité. Selon la majorité des auteurs, toutes les espèces de Félidés sont sensibles au virus (2, 60, 82, 97, 120, 143). Les cas rapportés de panleucopénie recouvrent de nombreux pays : Inde, Etats-Unis, Namibie, Japon, Australie… (23, 36, 100, 122, 140, 141). Les études sérologiques laissent fortement suspecter une circulation du virus dans le milieu naturel, sans pour autant avoir provoqué d'épizooties importantes. 79 4.2 - Virologie L'étude du virus de la panleucopénie féline a permis de placer rapidement cet agent dans la famille des Parvoviridae et de regrouper ainsi plusieurs maladies connues mais considérées auparavant comme distinctes les unes des autres. La grande hétérogénéité des sous-groupes et souches virales de parvovirus rend assez complexe leur classification. 4.2.1 - Caractéristiques du virus Le virus de la panleucopénie féline appartient à la famille des Parvoviridae, sousfamille des Parvovirinae, genre Parvovirus (8, 69, 109, 161). Cette famille est divisée en plusieurs sous-groupes : - virus de la panleucopénie féline (parvovirus félin) (FPV), virus de l’entérite du vison (MEV), parvovirus du renard bleu (BFPV), parvovirus du raton laveur (RPV), parvovirus canin (CPV, CPV-2), parvovirus du chien viverrin (Nyctereutes procyonoides) (RDPV). Le parvovirus félin est un virus à ADN, résistant dans le milieu extérieur plusieurs mois (jusqu’à un an) en milieu tempéré (84, 121, 154) résistant à la congélation et à la sécheresse (139), au chloroforme, aux ammoniums quaternaires, à l’éther et au phénol (121, 161). Il est détruit par l’eau de Javel (hypochlorite de sodium 0,175%). Le virus peut, de plus, rester de façon latente dans l’organisme pendant un an (154). L’ADN est contenu dans une capside composée de deux types protéiques (VP1 et VP2) et ne possède pas d’enveloppe (8, 161). Les variations des protéines de capsides (VP1 et VP2) des parvovirus déterminent la spécificité du virus pour son espèce cible (FPV, CPV…), bien que des infections croisées soient possibles entre de nombreuses espèces (8). Ces variations peuvent être mises en évidence par l’utilisation d’anticorps monoclonaux (8). Le FPV et le CPV-2 sont deux parvovirus pathogènes chez le chien, le chat et de nombreuses espèces sauvages. Leur génome est homologue à 98% (8, 140). Le FPV a été le premier mis en évidence et atteint le chat. Le CPV-2 a été découvert plus tard et atteint le chien; il semble fortement provenir d’une mutation du FPV (8, 140, 161). Le FPV ne se multiplie in vitro que sur des cellules félines et in vivo que chez le chat. Le CPV-2 peut lui se multiplier in vitro sur des cellules canines et félines mais uniquement chez le chien in vivo (8, 109, 140, 161). La spécificité de l’hôte est déterminée par 6 nucléotides codant pour les protéines de capside. Les variations de structure de ces protéines facilitent la réplication dans les cellules canines et rendent impossible la réplication sur les cellules félines (8, 140). Dans la nature, le virus de la panleucopénie féline (FPV) ne présente que très peu de variations antigéniques (8) contrairement au CPV chez qui deux nouveaux types antigéniques ("variants") ont été ensuite mis en évidence en 1991 (8, 140, 161) : le CPV-2a et CPV-2b. Ces virus peuvent atteindre le chien et le chat, contrairement au 80 CPV-2 et ils ont progressivement remplacé CPV-2 dans le monde. Aux USA et en Allemagne, 5% des cas de FPV chez les chats sont en réalité dus à CPV-2a ou CPV-2b (8, 140). Ces variations antigéniques n’ont cependant pas eu de conséquences sur l’immunité induite par les souches vaccinales (8). De la même façon, le parvovirus du vison serait issu du parvovirus félin, ce qui peut expliquer les infections croisées parfois observées chez ces espèces (109). Chez un renard roux sauvage, un séquençage d’ADN a révélé la présence d’une séquence génétique intermédiaire entre FPV et CPV-2, ce qui pourrait laisser supposer un rôle des Carnivores sauvages dans l’évolution de FPV en CPV (8, 140). Les analyses phylogénétiques, basées sur la séquence d’ADN et la structure de la VP1, ont permis de séparer deux grands groupes de parvovirus (8) : - le groupe FPV contenant le FVP, le BFPV, le RPV et MEV, le groupe CPV contenant le CPV et le RDPV. 4.2.2 - Pathogénie La réplication du FPV a lieu dans le noyau des cellules infectées (109). Le virus ne possédant aucune protéine de réplication ni de transcription, ni les gènes codant pour ces éléments, il nécessite le matériel et les fonctions cellulaires des phases S et G2 de la mitose (109). C’est pourquoi le virus présente une affinité particulière pour les cellules en mitose active et à taux de multiplication élevé (8, 84, 109). Après inhalation ou ingestion, le virus se multiplie dans l’oropharynx, le nasopharynx et les amygdales (8, 84, 109). Après une phase de virémie d’un à trois jours (transporté par les lymphocytes), il se multiplie dans les nœuds lymphatiques, le thymus et le pharynx puis rapidement dans les plaques de Peyer, la rate et la moelle osseuse, où il entraîne une lymphocytolyse responsable d’une panleucopénie (destruction des cellules souches de la lignée blanche) (8, 84, 109, 161). Toutes les lignées cellulaires de la moelle osseuse peuvent cependant être atteintes, la panleucopénie est alors associée à une anémie. Le virus envahit et se multiplie parallèlement dans les entérocytes (épithélium des cryptes du tube digestif) (8, 54, 84, 109) ou dans les cellules de la couche granuleuse du cervelet lors d’infection périnatale (84, 109, 161). 4.2.3 - Réponse immunitaire Les parvovirus présentent un pouvoir immunogène puissant (8). L’immunité humorale (anticorps neutralisants dirigés contre la protéine de capside) observée chez les individus guéris est complète et durable et stimulée par des expositions répétées au virus (8, 161). Un possible effet immunodépresseur du parvovirus est suspecté ; il ne serait cependant que mineur et transitoire (8). Les taux d’anticorps sont décelables 4 à 6 jours après l’infection, parallèlement au développement des signes cliniques (8, 109, 161). La neutralisation rapide du virus abouti à une baisse importante de particules virales décelables dans les tissus et les fèces 7 à 9 jours après l’infection (8). 81 Lors d'une réponse immunitaire rapide et puissante, la guérison est durable, le virus est éliminé et les anticorps restent producteurs contre de nouvelles infections (2). Cependant, dans certains cas, le virus continue d'être excrété plusieurs semaines après la guérison (8, 13, 143, 154), ou reste présent à l'état latent dans l'organisme et peut être excrété par des individus porteurs sains (8, 84, 154). La présence de nombreuses réactions croisées entre parvovirus de groupes différents rend l’interprétation des taux d’anticorps sériques très difficile, spécialement pour les espèces chez qui un parvovirus spécifique n’a pas encore été mis en évidence (8). Par exemple, le MEV et le FPV peuvent tous deux infecter le Vison et/ou le chat, bien qu’étant plus virulents chez leur espèce cible (8). Les tests de séroneutralisation ne permettent pas de différencier ces deux virus (109, 161). Le FPV et le RPV peuvent également tous deux infecter le Raton laveur (161). Conclusion Les caractéristiques virales et pathogéniques du FPV sont aujourd'hui bien connues. Cependant, les possibilités d'infections croisées et la diversité des souches impliquées, associées à la grande résistance du virus, rendent les mesures de lutte contre la maladie parfois difficiles. La connaissance de l'épidémiologie analytique de cette affection est alors un élément important préalable à la mise en place de traitements et de mesures de prophylaxie. 82 4.3 - Epidémiologie analytique appliquée aux Félidés sauvages L'étude des cas cliniques observés a permis de déterminer les souches virales impliquées dans la panleucopénie chez les Félidés sauvages, ainsi que leur mode de transmission et les facteurs de risques existants. 4.3.1 - Souches isolées chez les Félidés sauvages Le virus semble commun à tous les Félidés (121, 152). In vitro, le virus isolé chez un lion est neutralisé par un antisérum lapin préparé contre le virus du chat (141). Ces virus semblent donc très proches antigénétiquement et ne semblent pas pouvoir être différenciés (120, 136, 141). Montali (102) confirme que les virus isolés chez les Félidés non domestiques sont très proches du FPV du chat domestique, avec cependant quelques différences antigéniques mises en évidence par des anticorps monoclonaux. Des études plus récentes mettent en évidence le rôle du virus CPV dans la maladie chez certains Félidés non domestiques (8, 140). Steinel (140) étudie des prélèvements (fèces ou tissus digestifs) de divers animaux d’espèces différentes. La présence d’antigène de parvovirus dans les selles est révélée par immunochromatographie et extraction-inoculation à des cultures cellulaires. L’extraction d’ADN depuis les selles et les tissus digestifs permet un séquençage après amplification par PCR. Des guépards (captifs en Namibie et aux Etats-Unis), un tigre de Sibérie (captif en Allemagne), un chat sauvage africain (non captif en Afrique du sud) et des Canidés non domestiques ont été testés. Ces animaux présentaient des signes de la maladie (fièvre, anorexie, vomissement, diarrhée). Les résultats ont permis de mettre en évidence la présence du FPV chez le chat sauvage africain, de CPV-2b chez les cinq guépards et un CPV-2a chez le tigre. Les tests par immunochromatographie à partir des fèces étaient positifs sauf pour un guépard (140). Barker rapporte lui aussi l'isolement d'un CPV-2b chez un lynx (Felis rufus) (8). Toutes ces analyses ont montré des résultats de séquençage de l’ADN proches des types FPV, CPV-2a et 2b et aucun résultat de type CPV-2, ce qui confirme l’hypothèse que ce virus ait disparu et ait été remplacé progressivement par 2a et 2b. Aucun séquençage intermédiaire entre FPV et CPV n’a été observé, le rôle des Carnivores sauvages dans ces mutations reste donc incertain. On considère qu’un animal sensible à 2a l’est aussi pour 2b. Dans les cas de Félidés étudiés ici par Steinel (140), le chat sauvage africain, animal le plus proche du chat domestique (hôte à 95% de FPV et 5% de CPV-2a ou 2b) s’est révélé positif à FPV, alors que les grands Félidés testés (Tigre, Guépard) ont en majorité (86%) montré une infection par CPV 2a ou 2b. Il semblerait donc que ce groupe de Félidés soit plus sensible au CPV qu’au FPV. Ces grands Félins sont, de la même manière, sensibles à la maladie de Carrée, contrairement aux petits félidés. Mochizuki (100) a cependant isolé et identifié génétiquement un FPV chez un lion (Panthera leo). Cette sensibilité particulière est à prendre en compte dans le cas 83 d’espèces captives en zones endémiques. Il faut alors considérer les dangers provenant des chats errants mais aussi des chiens des visiteurs. Il semblerait, en effet, que les animaux en parc zoologique attrapent la maladie par l’intermédiaire des chiens. La vaccination des grands Félins contre le parvovirus canin peut donc être envisagée (140). Dans cette même étude (140), les Félidés de Namibie et des Etats-Unis étaient atteint par CPV-2b, ce qui semble en relation avec les études de prévalence de ce virus dans les populations de chiens dans ces pays (70-90% de CPV-2b). L’analyse réalisée chez le tigre provenant d’Allemagne a révélé un type CPV-2a, type prédominant chez le chien dans ce pays (140). Les guépards positifs à CPV avaient été vaccinés avec un vaccin à agent inactivé contre FPV. Il semble donc qu’il n’y ait pas ou peu de protection croisée avec CPV. Chez le chat domestique, des vaccins vivants à agents modifiés FPV ont montré une réaction croisée contre CPV-2b, mais aucune donnée n’existe avec un vaccin à agent inactivé. Au zoo de Bâle (Suisse), la vaccination de Félidés avec un vaccin à agent inactivé CPV-2 a montré une bonne tolérance (140). 4.3.2 - Sources et transmission chez les Félidés sauvages La transmission du virus s’opère de cinq façons (109, 154, 161) : - - par contact direct avec un animal malade, sub-clinique ou un porteur sain encore excréteur (plusieurs semaines après guérison (8, 54, 84, 121, 143, 152, 154)), par contact indirect avec le personnel, du matériel, des litières, gamelles ou aliments souillés (2, 8, 102, 125), par contact indirect avec des fèces, de l’urine et autres sécrétions contaminées (2, 8, 54, 84, 102, 121, 125, 143, 154), par passage transplacentaire (121), par des insectes piqueurs (102, 121). Le mode de transmission le plus souvent incriminé est la voie féco-orale (8). Les risques de contamination sont donc réels, même pour des animaux à mode de vie isolé comme les Félidés sauvages, car les contacts indirects sont fréquents (sources d’eau, excréments sur le sol, proies mortes…). Les Félidés captifs sont le plus infecté par contact direct ou indirect avec des chats errants (36, 53, 97, 100, 102, 120, 136, 142, 154). La transmission entre Félidés captifs est ensuite rapide. D’autres espèces sont considérées comme réservoirs sauvages : le Lynx, le Vison, le Renard gris, le Raton laveur, le Renard roux, l'Otarie (125). L’absence d’observation de la maladie en milieu naturel et la grande similitude entre les souches isolées avec celle du chat domestique, laisse penser que les chats errants restent la principale source d’infection pour les Félidés captifs non domestiques (120). Dans l’étude de Studdert (141) lors d’une épizootie chez des lions captifs, plusieurs hypothèses sont envisagées : le contact avec un chat errant excréteur du 84 virus, un retour de virulence du vaccin vivant utilisé précédemment ou la présence d’une souche enzootique chez le lion ayant entraîné une épizootie « normale ». L’hypothèse enzootique semble peu probable pour l’auteur car la maladie est fulgurante et mortelle le plus souvent. Il est difficile de ne pas la remarquer dans une population captive (141). L’hypothèse du chat errant est difficile à retenir dans ce cas car une double barrière entoure le parc et aucun chat n’a été observé. Cependant, les nombreux mouvements d’animaux entre le parc et l’extérieur peuvent favoriser l’introduction du virus, après contact avec un chat, virus qui deviendrait alors enzootique dans le parc et responsable d’une épizootie à la faveur d’un déséquilibre (stress, alimentation, habitat…) (141). C’est l’hypothèse vaccinale qui est ici retenue. Il a en effet été prouvé que le contact avec un animal vacciné, surtout s’il présente une infection respiratoire, peut transmette le virus, qui après plusieurs transferts peut montrer un retour de virulence (141). Cette hypothèse doit donc toujours être envisagée (101, 141). Chez les animaux captifs, les contacts "à la chaîne" entre animaux permettent d'expliquer les nombreux cas et la vitesse de diffusion du virus. Ce fut le cas dans la série d'entérite féline décrite par Hyslop (64) chez un particulier : un chat domestique, malade, a transmis le virus à un jeune lynx de six mois par contact direct (jeux, bagarres…), puis à un second jeune lynx de deux mois (de façon indirecte par les sécrétions et excréments). Les contacts rapprochés entre ce jeune lynx et ses parents, puis de façon indirecte entre ces derniers et un guépard ont abouti à la mort rapide de tous ces animaux détenus dans la même maison (64). Dans son étude en Afrique du Sud, Spencer (136) explique la séroprévalence importante du virus (84%) chez les lions, par l’introduction de chats domestiques quatre ans auparavant dans le parc. Aucune étude à l’époque n’avait cependant été réalisée sur ces animaux. Dans une seconde étude, réalisée cette fois en Namibie (139), l’auteur met en évidence une prévalence de 0% sur la population de lions. Le nombre de chats présents est estimé à une dizaine pour ce parc, contre 200 pour le parc d’Afrique du sud, ce qui appuie l’hypothèse du chat errant comme source de contamination (139). Fix (36) étudie les fèces de chats errants trouvés autour des enclos de Félidés captifs malades de panleucopénie. Les fèces se révèlent positifs au test ELISA FPV. Aucun changement d’environnement ni aucun transfert d’animaux, n’appuie une autre hypothèse. 4.3.3 - Réceptivité et facteurs de risques 4.3.3.1 - Facteurs intrinsèques 4.3.3.1 1.- Groupe taxonomique Tous les Félidés sont sensibles à la maladie (120, 152), les Canidés ne le sont théoriquement pas (42). Cependant, Artois (2) rapporte la mort de trois chiens de brousse morts de parvovirose féline au zoo de Mulhouse. Le Lion a autrefois été considéré comme résistant à la forme classique de la maladie (64, 102, 121). En effet les formes neurologiques ont été souvent décrites 85 dans cette espèce, à la fois chez l’adulte (forme convulsive) (37) et le nouveau-né (" maladie des étoiles ") (83). Une résistance particulière du Lion au virus de la panleucopénie expliquerait, selon certains auteurs, le développement de formes atypiques de la maladie (37, 83, 121). Certaines épizooties en parcs zoologiques ont, de plus, parfois épargné cette espèce alors que les autres Félidés étaient touchés (83, 102, 121). Cette théorie est controversée par certains auteurs (102). Cette apparente résistance peut, en effet, survenir lors d’études sur des groupes importants et d’espèces variées de Félidés en captivité. Une immunité naturelle active peut parfois apparaître, à la suite d’infections subcliniques répétées (102). On retrouve d’ailleurs des anticorps chez certains individus sans signes cliniques (102). Ces individus semblent alors résistants à la maladie. Il est donc nécessaire de connaître le réel statut immunitaire des animaux concernés pour pouvoir distinguer " résistance " et " protection " contre le virus (102). Cependant, la forme in utero, responsable d’une ataxie cérébelleuse chez les nouveaux-nés (" maladie des étoiles "), semble fréquente chez le Lion, alors qu’elle est rare chez le chat (83). L’espèce jouerait donc ici un rôle particulier dans l’expression de la maladie (83). Il en est de même pour la forme nerveuse de la maladie observée chez l'adulte plus fréquemment chez les Félidés non domestiques et qui laisserait supposer une expression particulière de l'infection chez ces espèces (36, 37, 39, 143). Dans le cas des Félidés étudiés par Steinel (140), le chat sauvage africain s’est révélé positif à FPV, alors que les grands Félidés (tigres, guépards) ont montré une infection par CPV 2a ou 2b. Il semblerait donc que les grands félins soient plus sensibles à CPV qu’à FPV, sans que l’auteur puisse en trouver l’explication. 4.3.3.1.2 - Age Les animaux sont réceptifs quel que soit l’âge (84). L’expression clinique de la maladie est plus sévère chez les jeunes, chez lesquels le taux de mortalité peut atteindre 90%, surtout en cas de stress, d’infection bactérienne ou d’infestation parasitaire (54, 84, 125). Chez le chat adulte, la maladie peut être asymptomatique. Dans l’épizootie décrite dans une population captive de lions par Mochizuki (100), les jeunes individus sont atteints en plus grand nombre que les adultes du même groupe. La forme entérique concerne particulièrement les adultes. Les nouveaux-nés développent quant à eux, un syndrome d’ataxie cérébelleuse. Les Félidés de trois mois présentent souvent une forme convulsive et épileptique de la maladie (121). 4.3.3.1.3 - Sexe Roelke (125) et Spencer (139), dans leurs études chez la Panthère de Floride et le Puma en Californie respectivement, ne mettent pas en évidence de lien entre la séroprévalence de la maladie et le sexe. 86 4.3.3.2 - Facteurs extrinsèques 4.3.3.2 1 - Mode de vie Les groupes et individus nés en zoo sont des populations naïves, isolées des individus non captifs et donc fortement sensibles au virus (102). Le mode de vie isolé des Félidés sauvages en liberté peut expliquer la faible prévalence de la maladie dans le milieu naturel (64). Au contraire, les contacts étroits entre individus de même espèce ou d'espèces différentes, en parc zoologique et parfois chez les particuliers (64), favorisent la transmission du virus. 4.3.3.2.2.-. Comportement Les relations mères/jeunes représentent un mode de transmission facile du virus et constituent ainsi un facteur de risque important. Le léchage des petits, la proximité entre la portée et les fèces d'une mère malade favorisent la transmission du virus. Ce mode de transmission a été observé chez le Tigre en captivité (49). 4.3.3.2.3 - Environnement Roelke (125), dans son étude chez la Panthère de Floride, met en évidence un lien entre la séroprévalence de la maladie et le lieu géographique (séroprévalence significativement différente selon le lieu géographique des prélèvements) (125). Cette étude permet de mettre en évidence des différences entre les habitats étudiés et de définir ainsi quelques caractéristiques environnementales favorisant le développement, la survie et la transmission du virus. Dans un des deux parcs étudiés, la végétation est dense et importante, l’environnement est marécageux (l’autre parc présente plus de prairies). Les animaux utilisent alors les routes et empruntent donc tous les mêmes chemins. Les risques de contacts entre individus augmentent, ainsi que les contacts avec les fèces et l'urine. De plus, la large couverture végétale permet de protéger indirectement le virus dans un milieu chaud et humide, à l'abri de la lumière du soleil. Le virus survit alors facilement dans l’environnement (125). Des différences existent aussi entre le nombre d’hôtes potentiels selon l’habitat. Les titres élevés en anticorps peuvent ainsi s’expliquer par une circulation du virus entre individus et dans l’environnement (125). Ces contacts répétés donnent des titres en anticorps semblables à ceux mesurés chez des chats vaccinés régulièrement (125). Une dernière explication pourrait être une virulence et une antigénicité différentes selon les souches des deux habitats, induisant des réactions immunitaires différentes et des titres différents en anticorps (125). De plus, des petites populations isolées, comme celles étudiées par l’auteur (125), pourraient conduire à une baisse de diversité génétique et à une augmentation de sensibilité à la maladie, provoquant alors des morts rapides, chez des jeunes, sans que l’on observe alors d’individus malades. L’étude réalisée par Hofmann-Lehmann (60) en Tanzanie sur des populations de lions permet, elle aussi, de décrire des caractéristiques géographiques propices au développement et à la transmission de la maladie. Les titres en anticorps sont 87 différents entre les animaux du parc du Sérengeti et le cratère de Ngorongoro. Une explication est donnée par le peu de déplacements des animaux au sein du cratère, contrairement aux plaines du Sérengeti, favorables aux mouvements de nombreuses proies migratrices et individus d’espèces sensibles (contacts nombreux et fréquents entre animaux du parc et avec des individus extérieurs) (60). Dans cette même étude (60), de 1985 à 1986, une augmentation transitoire des titres en anticorps est observée au Sérengeti. Il y aurait eu, selon l’auteur, une épidémie transitoire et limitée. Aucune modification significative n’est remarquée à Ngorongoro, ce qui laisse supposer que l’épidémie n’a pas pu se répandre, grâce aux barrières naturelles formées par le cratère (60). Les caractéristiques géographiques de l’habitat semble donc ici encore jouer pleinement leur rôle. A l’inverse, les études réalisées dans différents lieux géographiques présentant des caractéristiques semblables ne mettent pas en évidence de lien entre l’habitat et la prévalence de la maladie (139). Conclusion Le virus de la panleucopénie féline a été isolé et identifié chez les Félidés sauvages. Le rôle du parvovirus canin ne semble cependant pas négligeable chez ces espèces. Les sources de virus restent principalement représentées par le chat domestique (ou le chien lors d'infection par le CPV). Le mode de vie et l'environnement semblent intervenir de façon importante dans la circulation du virus en milieu sauvage. 4.4 - Etude clinique L'étude de cas cliniques impliquant des Félidés sauvages en captivité a permis de déterminer les principaux symptômes et lésions de la maladie et l'efficacité des techniques de diagnostic chez ces espèces. 4.4.1 - Symptômes et examens complémentaires 4.4.1.1.-. Symptômes chez le chat domestique La distribution des lésions et la manifestation des signes cliniques sont donc liées aux taux de renouvellement des différentes populations cellulaires et concernent donc souvent le tissu intestinal, lymphoïde, fœtal et la moelle osseuse (54). La période d’incubation est de 4-5 jours (161). Les symptômes peuvent varier selon l’âge : atteinte préférentielle du cervelet en cas d’infection péri-partum, des cellules du système réticulo-endothélial chez le chaton de quelques semaines, contrairement à l’adulte chez qui les entérocytes seront les plus atteints (84). A tout âge, le tissu lymphoïde est touché (109). 88 La forme suraiguë de la maladie s’observe chez les jeunes de 2 à 3 mois (84). Caractérisée par l’état « thyphique » (anorexie, hyperthermie (> 40°C), prostration) elle se termine souvent par la mort de l’animal (84, 109, 161). La forme aiguë apparaît après une incubation de 24 heures. L’animal présente une phase d’état typhique, associée, après 48 heures, à des vomissements, une diarrhée très liquide, responsable d’une déshydratation intense et rapide (84, 109, 161). Une hypothermie est ensuite observée (84). La leucopénie s’amorce dès la phase prodromique (état typhique). Les neutrophiles, puis les lymphocytes disparaissent progressivement (84). Les examens sanguins révèlent souvent des valeurs inférieures à 3 000 cellules/mm3, voire dans les cas les plus graves, inférieures à 100 cellules/mm3 (84, 109). Après une semaine, si l’animal résiste à l’infection, une phase de leucocytose est généralement observée (84). Une forme bénigne ou inapparente existe chez l’adulte ou chez le jeune infecté par des souches peu virulentes (54, 84). Les symptômes précédents sont observés mais sur une courte durée et de façon modérée. L’existence d’individus sérologiquement positifs sans antécédents pathologiques et non vaccinés laisse suspecter l’existence d’une forme inapparente de l’infection (84). Par analogie avec l’action d’autres parvovirus, une infection in utero pourrait engendrer des avortements (84). Lors d’infection néonatale (avant 3 semaines), on observe un développement cérébral anormal (8). Généralement, toute la portée est atteinte (84). Le virus se multiplie dans les cellules de la couche externe de l’épithélium germinal du cervelet, provoquant des lésions responsables de dysplasie ou d'hypoplasie de cet organe (8). Les individus atteints présentent une ataxie, des tremblements intentionnels de la tête, une dysmétrie, une hypermétrie et des oscillations du corps (8, 84). Les symptômes peuvent parfois régresser mais l’hypermétrie demeure (84). L’infection in utero peut aussi causer une mort fœtale, une résorption ou une mort néonatale (8, 54). Cette infection in utero pourrait, de plus, induire une hypoplasie thymique responsable de la mort de l’animal par maladie infectieuse avant l’âge d’un mois (97). 89 4.4.1.2.-. Symptômes chez les Félidés non domestiques Les descriptions de la maladie chez les Félidés non domestiques présentent généralement un tableau clinique proche de celui des chats domestiques. Chez les Félidés sauvages, de manière générale, on observe des vomissements, des diarrhées souvent mucco-hémorragique, des déséquilibres hydroélectriques et une déshydratation sévère, avec fièvre, abattement, apathie et anorexie (78, 36, 39, 60, 97, 102, 120, 121, 142, 143, 152). Selon certains auteurs, la lymphopénie et la diarrhée peuvent être moins évidentes en début de maladie (39, 120). Elle reste, selon d’autres, très marquée (pouvant atteindre 200 leucocytes/mm3) et caractéristique de la maladie (2, 121, 143, 152) et peut être associée à une anémie (97, 121). Les premières cellules atteintes sont les lymphocytes et les cellules de la moelle osseuse (39), suivies de l’épithélium digestif (nécrose et ulcération). Ces lésions, dégénératives, précèdent des infections secondaires bactériennes ou virales et des infestations parasitaires (8, 39). Les taux de morbidité et de létalité sont toujours élevés (97, 143). La mort est de plus rapide, après l’apparition des symptômes (quelques jours). Des formes suraiguës avec mort subite de l’animal sont aussi évoquées (102). Les cas de guérison restent occasionnels. Les symptômes décrits lors d’observations cliniques chez des Félidés non domestiques sont donc proches de ceux observés chez le chat (cf tableau n°3): 90 Espèce Léopard (Panthera pardus) de 9 mois Leopard (Panthera pardus) de 9 mois Léopard (Panthera pardus) Lion (Panthera leo) de 3-6 mois Lions (Panthera leo) jeunes Lion (Panthera leo) adulte Lions (Panthera leo) de 1,5 à 18 mois Symptômes à prédominance digestive Anorexie, vomissements blancs et muqueux pendant 48h, abattement, léthargie, hyperthermie et mort Hyperthermie, anorexie, abattement et mort en 36 heures Anorexie, vomissements mucco-sanguinolants, diarrhée hémorragique, mort en 1 à 2 jours Anorexie, vomissements mucco-sanguinolants, diarrhée hémorragique, mort en 1 à 2 jours Anorexie, vomissements, diarrhée, fatigue, leucopénie Diarrhée hémorragique Abattement, anorexie, vomissements, diarrhée, leucopénie (800 leucocytes/mm3), ataxie et mort en 20 heures Diarrhée aiguë, déshydratation, amaigrissement Lynx roux (Felis rufus) adulte Lynx (Lynx lynx) de 2 mois Prostration, vomissements, muqueuses pâles, polypnée, hyperthermie, mort en 24 heures Lynx (Lynx lynx) adulte Prostration, vomissements, hyperthermie et mort en 6-8 jours Guépard (Acinonyx Anorexie, diarrhée, fièvre, vomissements, jubatus) adutes absence de leucopénie Guépard (Acinonyx Anorexie, vomissements, douleurs abdominales, jubatus) de 8 mois mort en 5 jours Tigre de Sibérie (Panthera Diarrhée, leucopénie (450 leucocytes/mm3) tigris altaica) Tigre (Panthera tigris) Anorexie, vomissements mucco-sanguinolants, diarrhée hémorragique, mort en 1 à 2 jours Tigre (Panthera tigris) Affaiblissement, anorexie, dépression, selles molles teintées de sang, hyperthermie, mort en 2 jours Chat sauvage africain Entérite et mort rapide (Felis lybica) Réf. 69 134 122 122 100 23 141 53 64 64 140 64 53 122 49 140 Tableau n°3: Symptômes observés chez les Félidés non domestiques atteints de panleucopénie. 91 Les formes neurologiques de la maladie semblent plus fréquentes chez les Félidés adultes que chez le chat adulte, signe d'une possible sensibilité particulière au virus, selon certains auteurs. Quelques cas ont été décrits chez des Félidés sauvages présentant les signes suivants (cf tableau n°4): Espèce Léopard (Panthera pardus) Léopard des neiges (Panthera uncia) adulte Symptômes à prédominance nerveuse associés ou non à des signes digestifs Convulsions et ataxie Référence 120 36 Faiblesse, abattement, fèces hémorragiques, hyperthermie (40°C), lymphopénie, anémie, ataxie, port de tête incliné, tremblements des paupières et de la tête, mort en 7 jours Lionne (Panthera leo) Convulsions répétées commençant par 37 adute une hyperesthésie et des tremblements suivis de contractures et de tremblements de la mâchoire. Ces signes évoluent en crises chroniques de 1 à 3 minutes. Aucune hyperthermie ni d’autres symptômes. Abattement important entre les crises, dont la fréquence augmente. Mort au bout de 5 jours. Lionne (Panthera leo) de 6 Convulsion et mydriase, lymphopénie 37 mois et éosinopénie. Mort en 4 jours Tigre (Panthera tigris) Convulsions et ataxie 102 Tableau n°4: Signes neurologiques observés chez des Félidés non domestiques atteints de panleucopénie. Ces individus présentent ici une forme atypique de la maladie, dans laquelle les signes neurologiques prédominent. Les convulsions ne sont pas des symptômes caractéristiques de la maladie chez le chat domestique, même dans la forme néonatale. Une pathogénie particulière du virus dans cette espèce reste suspectée (37). Une maladie neurologique, appelée « maladie des étoiles » a longtemps été décrite chez les lionceaux (83). Cette affection, qui touche essentiellement les jeunes individus, est caractérisée par une ataxie cérébelleuse parfois associée à des crises épileptiformes. Les animaux lèvent la tête et dirigent leur regard vers le ciel (83). L’ataxie apparaît dès les premiers jours après la naissance. La croissance de ces animaux est lente. Des crises épileptiformes sont observées chez des lionceaux de plus de 3 mois. Elles sont souvent déclenchées par l’énervement, la peur, les jeux ou des déplacements brutaux (83). Des lésions du cervelet (aplatissement, compression, engagement dans le trou occipital) sont observées chez les jeunes 92 morts, les individus mort-nés ainsi que les fœtus suspects (83). Les études de populations captives ont permis d’éliminer l’hypothèse d’une maladie héréditaire. Le comportement alimentaire dans la nature, la supplémentation des mères en captivité et l’absence d’autres lésions à l’autopsie ont permis d’exclure l’hypothèse d’une avitaminose A. La mise en culture de tissus de nouveaux-nés morts de la maladie a permis de mettre en évidence des signes de « souffrance cellulaire » et des inclusions cellulaires de type virales (83). L’hypothèse retenue aujourd’hui est celle d’une infection in utero par le FPV, à l’origine d’une maladie proche de l’ataxie cérébelleuse du chaton viro-induite par cette infection chez les chattes gestantes (83, 102, 121). L’infection des lionnes par le virus de la panleucopénie pendant la gestation est donc fortement suspectée. L’infection des jeunes aurait alors lieu par voie transplacentaire ou juste après la naissance (83). Ici encore, l’infection par le FPV semble prendre une forme clinique particulière chez les Félidés non domestiques et particulièrement chez le Lion (83, 102, 121). 4.4.2 - Lésions 4.4.2.1 - Forme neurologique (Ataxie cérébelleuse) L’autopsie des chatons domestiques atteints de la forme neurologique met en évidence une réduction du volume cérebelleux (84). A l’examen histologique, l’écorce cérébelleuse présente une désorganisation et une dégénérescence : les trois couches cellulaires constituant la couche grise (couche des grains, cellules de Purkinje et couche moléculaire) montrent une raréfaction considérable et un agencement cellulaire anarchique (cellules de Purkinje) (84, 109, 161). On retrouve dans la forme neurologique, chez les fœtus, mort-nés et nouveauxnés des Félidés non domestiques, des lésions similaires : - un aplatissement du cervelet avec une compression dans sa partie postérieure (83, 121) un engagement du cervelet de quelques millimètres à quelques centimètres dans le foramen magnum (trou occipital) (83) une hydrocéphalie d’importance variable (légère à très accusée) (83, 121) Et de façon plus inconstante : - un épaississement de la protubérance occipitale interne (83) une déformation du foramen magnum (83) une raréfaction de l’ivoire dentaire (83) Certaines formes neurologiques particulières (convulsions) observées chez des Félidés sauvages adultes se sont traduites à l’examen histologique par une infiltration mononucléaire des méninges (chez des lionnes présentant aussi des lésions du tube digestif) (37). 93 4.4.2.2 - Forme entérique Dans la forme entérique classique, rencontrée chez le chat adulte, les lésions sont représentées par : - un intestin vide, dilaté et oedématié (84, 109, 161), - une muqueuse épaissie et inflammée (84, 109, 161), - des nœuds lymphatiques, surtout mésentériques, hémorragiques (84, 109, 161). hypertrophiés et Histologiquement, l’épithélium des cryptes et des villosités est touché. L’élément le plus caractéristique est l’aplasie médullaire. Les nœuds lymphatiques, la rate et le thymus présentent, eux aussi, une déplétion marquée en lymphocytes (109, 161). Des inclusions éosinophiliques intranucléaires dans les entérocytes peuvent être observées entre le 5ème et le 11ème jour (84, 109). On retrouve des lésions macroscopiques et microscopiques semblables chez les Félidés sauvages atteints de cette forme intestinale de la maladie, avec de façon générale : - une déplétion lymphoïde de la rate et des nœuds lymphatiques (37, 122), une nécrose des cryptes de Lieberkühn, une déplétion lymphoïde et congestion de la sous-muqueuse digestive (37, 39, 120, 122), des inclusions éosinophiles intranucléaires des entérocytes (39, 69, 100, 120, 121), une hyperhémie iléale et jéjunale dans les formes aiguës (143), des nœuds lymphatiques mésentériques hémorragiques et oedématiés (8, 64, 69, 100, 120, 121, 122, 143), parfois réduits en taille (8), une atrophie du thymus chez les jeunes individus (8), un exsudat digestif fibrineux, catarrhal et hémorragique (8, 64, 120, 121, 122, 143), des cryptes digestives dilatées et infiltrées par des neutrophiles (8, 120, 143), du mucus et des débris nécrotiques dans les cryptes intestinales (8, 121, 122), une nécrose et une atrophie des villosités intestinales (8, 120, 122, 143), une congestion de la muqueuse gastrique et intestinale et un épaississement de la paroi digestive (64, 69, 100, 120, 122), une déshydratation (8, 122), des poumons congestionnés et oedématiés (8, 37), une moelle osseuse pâle et gélatineuse et une déplétion cellulaire (8, 69, 100), une vacuité de l’estomac et du tube digestif (120). De façon plus spécifique, certaines de ces lésions ont été décrites chez des espèces pour lesquelles un diagnostic de certitude a été posé : - chez une panthère noire (134) après une phase rapide d’hyperthermie et d’abattement ayant entraîné la mort de l’animal, Singh décrit une entérite catarrhale avec hémorragies focales du petit intestin associées à une 94 inflammation fibrineuse du colon, des ganglions mésentériques hypertrophiés et congestionnés, un foie, des poumons, reins et méninges congestionnés, ainsi que des pétéchies et des ecchymoses sur l’endocarde. A l’histologie, on note une desquamation et une nécrose de l’épithélium stomacal, des cryptes intestinales dilatées, une dégénérescence cellulaire des entérocytes, une raréfaction lymphoïde des ganglions, et une gliose, une satellitite et une neuronophagie au niveau de l’encéphale. - Chez des lions (23, 37, 100, 141), divers auteurs décrivent une entérite fibrineuse (141) ou hémorragique (23, 100), avec une muqueuse digestive épaissie (23, 100, 141), un jéjunum et un iléon à paroi épaissie et rigide (100, 141) avec une muqueuse, recouverte de fibrine et sévèrement inflammée (141), ainsi qu'une déshydratation sévère (23) associée à une maigreur dans les formes non aiguës (23). L’histologie confirme une dégénérescence et une nécrose fibrineuse extensive de la muqueuse stomacale et intestinale (100, 141), associées à des inclusions intracellulaires (100), à la présence de nombreux débris cellulaires et de mucus dans les cryptes (100) et à une déplétion cellulaire de la moelle osseuse (100). - Chez le Léopard des neiges (36), Fix décrit une bronchopneumonie purulente avec infiltration interstitielle diffuse (E coli, Klebsiella pneumoniae), des cryptes intestinales hyperplasiées, avec débris cellulaires et une neutrophilie, une déplétion en lymphocytes des ganglions et de la rate. Chez un second individu, un exsudat mucco-hémorragique recouvre l’intestin grêle, les ganglions mésentériques sont oedématiés et de petite taille. A l’histologie, les cryptes présentent les mêmes lésions déjà décrites et une déplétion lymphoïde sévère de la rate et des ganglions est observée. La moelle osseuse présente une hypoplasie lymphoïde. Des inclusions intracytoplasmiques (maladie de Carré) sont visibles au microscope électronique sur le poumon mais sans isolement du virus. 4.4.3 - Moyens diagnostiques et interprétation Les symptômes et lésions précédemment décrites (et particulièrement l’hyperthermie, la prostration, la leucopénie, la gastro-entérite et les lésions intestinales) permettent d’orienter avec forte suspicion le diagnostic de la maladie chez les Félidés non domestiques (39, 84). La leucopénie n’est cependant pas un signe pathognomonique de la maladie, et une leucocytose peut d’ailleurs être observée parfois (54). Le contexte épidémiologique est également un élément intéressant à prendre en compte. (84). La sérologie est réalisable et complète l’ensemble des éléments diagnostiques, si l’on connaît le statut vaccinal de l’animal (39, 84, 100). La séroconversion est bien sûr plus fiable, mais le taux d’anticorps est rapidement élevé, dès le début de la maladie (8, 161). L’antigène viral peut être détecté par immunofluorescence directe sur tissus infectés (161). 95 L’isolement du virus reste la technique permettant un diagnostic de certitude (8). Le virus peut être isolé à partir de fèces ou d’urine (test ELISA, hémagglutination, microscopie électronique ou isolement sur culture cellulaire) (8, 36, 54, 161). Cet isolement peut se révéler négatif si les prélèvements sont effectués plus de 5 jours après l’apparition des symptômes, période à laquelle les anticorps commencent à neutraliser le virus (8). Selon Montali (102) et Spencer (121) les tests de séroneutralisation et d’inhibition de l’hémaglutination ne peuvent être utilisés de façon fiable car de nombreuses réactions croisées existent entre parvovirus affectant les mammifères (parvovirus félin, parvovirus canin, parvovirus des mustélidés ou du Raton laveur (Procyon lotor)). Les tests d’hémaglutination à partir de prélèvements de selles peuvent être utilisés s’ils sont corrélés à l’examen clinique, pour repérer un parvovirus et le distinguer d’une autre infection virale digestive (102). Cet isolement doit être complété par une analyse biologique, antigénique et génétique du virus (8). Toutes ces techniques d'isolement du virus ou de recherche de l'antigène peuvent cependant s'avérer négatives malgré l'infection virale. En effet, après l’infection la réponse immunitaire est rapide (4-5 jours); après 7-9 jours, le virus devient alors difficile à détecter dans le milieu intérieur et extérieur (selles et tissus) (8). La présence d’inclusions éosinophiles intranucléaires, notamment dans les entérocytes, est un signe important dans l’établissement du diagnostic post-mortem (39, 141). Cependant la mise en évidence des inclusions est difficile car elles n’apparaissent qu’après 5 jours (après l’apparition des symptômes) et la mort survient généralement plus rapidement (84). De plus, ces corps d’inclusion semblent disparaître dès le début des phénomènes de dégénérescence et après la mort de l'animal (64, 134). La numération leucocytaire permet de mettre en évidence une panleucopénie. Une leucopénie avec des taux de leucocytes inférieurs à 4 000 associée à une neutropénie et aux symptômes cliniques précédemment cités, sont considérés comme pathognomoniques de l’infection chez le chat domestique (84). Cependant, nombre de cas ayant été diagnostiqués chez les espèces non domestiques sur la simple observation des symptômes et parfois des lésions d’autopsie, une certitude du diagnostic reste toujours discutable. Si l’on considère que des variations des symptômes, des formes de la maladie, du virus lui-même sont toujours possibles chez d’autres espèces que le chat ou que des tableaux cliniques proches peuvent être causés par d’autres virus, alors ces critères cliniques et lésionnels ne sont pas suffisants et seul un isolement du virus ou l’examen histopathologique ou une cinétique d’anticorps peuvent permettre de poser un diagnostic de panleucopénie (42). Le premier isolement du virus, par Johnson (69) chez un léopard, a été réalisé par inoculation à des chats domestiques qui ont développé la maladie et par observation des effets cytopathogènes sur culture cellulaire. Studdert (141) pose un diagnostic de certitude chez un lion après observation des inclusions intra-cellulaires caractéristiques (chez le chat), observation de la résistance du virus à l’éther et par neutralisation du virus isolé dans les intestins par un antisérum (lapin) destinés au virus connu chez le chat. 96 Le diagnostic de certitude a également était posé, chez une panthère noire (134), par inoculation d’extraits de foie, de rate et de tube digestif à des chatons. Ces derniers ont rapidement présenté un abattement et une leucopénie ainsi qu’une séroneutralisation du virus in vitro par leur sérum (134). Des identifications plus fines du virus peuvent être réalisées : des sondes PCR permettant de détecter l’ADN viral dans les tissus (109), inhibition de l'hémagglutination à l'aide d'anticorps monoclonaux, amplification et identification des gènes codant pour les protéines de capsules par PCR. Ces techniques ont été utilisées chez le Lion par Mochizuki (100) et ont permis d'identifier le FPV. 4.4.4 - Traitements Seul un traitement symptomatique de la panleucopénie et un traitement de soutien à l’organisme sont envisageables (8, 39, 54, 84, 121, 143). Le maintien de l’équilibre hydro-électrique en est le point le plus important. Perfuser l’animal (Ringer lactate) est donc essentiel (8, 54, 84, 121, 143). Les pertes liquidiennes peuvent être limitées à l’aide d’anti-diarrhéiques. Associés au réchauffement de l’animal, ces traitements de soutien n’ont pour seul but que de maintenir l’animal dans le meilleur état général possible et de permettre aux défenses immunitaires de juguler l’infection. Une diète complète est préconisée les deux premiers jours, afin de limiter les vomissements et la multiplication cellulaire des entérocytes nécessaire à la réplication virale (54). Les infections secondaires sont fréquentes à cause des lésions intestinales provoquées par le virus et l’affaiblissement des défenses immunitaires de l’animal (54). Une antibiothérapie à large spectre est donc indispensable, administrée par voie parentérale tant que les troubles digestifs persistent (8, 39, 54, 84, 121, 143) Parallèlement des pansements et désinfectants intestinaux sont administrés (84). Le pronostic s’assombrit significativement si aucun signe de guérison n’est observé après 5-6 jours (8). Malgré tous les traitements, le taux de létalité reste élevé (60 à 90%) (13). La mise en pratique de ces traitements est rendue plus difficile chez les Félidés non domestiques. La taille, les risques pour les manipulateurs, le caractère sauvage et la dangerosité de certaines espèces rendent très difficiles la mise en place de perfusions et l’administration bi ou tri-quotidienne de médicaments. Seules les espèces de petite taille ou les individus très affaiblis ou familiers peuvent recevoir ces traitements. Quelques tentatives de traitement, souvent infructueuses, ont été rapportées chez des Félidés non domestiques. Les convulsions et tremblements chez des lions, suspects de la forme neurologique de la maladie, ont pu être contrôlés par des administration de diazépam (VALIUM®) et phénobarbital (37). De nombreux traitements de la forme digestive, associant antibiotiques, anti-inflammatoires, vitamines, perfusions, ont souvent été infructueuses (36, 49, 64). 97 Les difficultés d’observation, d’approches et d’examens cliniques de ces espèces entraînent souvent un diagnostic tardif de la maladie. Les traitements, entrepris alors tardivement, sont souvent sans succès et la mort des individus atteints est souvent rapide. Conclusion Les troubles digestifs et l'état fébrile prédominent dans le tableau clinique des Félidés sauvages atteints de panleucopénie. Les formes nerveuses paraissent cependant plus fréquentes et particulières chez ces espèces, par rapport au chat domestique. Les lésions d'autopsie restent assez typiques et permettent d'orienter facilement le diagnostic. Le traitement de la maladie est souvent vain chez les Félidés non domestiques, par manque de traitements intensifs, lourds et répétés, difficilement réalisables chez ces espèces. 4.5 - Prophylaxie 4.5.1 - Prophylaxie sanitaire La prophylaxie sanitaire de la panleucopénie féline est souvent illusoire, étant donnée la forte résistance du virus dans le milieu extérieur (84). Une désinfection des locaux est cependant impérative (84, 102, 121), à l’aide d’agents virucides, d’eau de Javel (hypochlorite de sodium à 6%), de formaldéhyde ou de glutaraldéhyde (8, 54, 84, 102). Les récipients d’alimentation des animaux malades doivent être détruits, le gros matériel désinfecté, les instruments et outils stérilisés (8, 125). Des pédiluves doivent être placés autour des locaux contenant les individus malades ou suspects (8, 102). Les enclos et à fortiori les parcs peuvent difficilement être désinfectés efficacement. Il est alors conseillé de changer de groupe taxonomique (2) mais il faut alors prendre garde aux risques d’infections croisées. S’il est décidé de les soigner, les individus doivent être strictement isolés des autres animaux (121). Les règles de marche en avant doivent être respectées : nourrir les malades en dernier ou par une équipe distincte de soigneurs, ne pas retourner au contact des animaux sains après les soins aux animaux malades… En cas d’arrivée de nouveaux animaux au sein d’une population (captive ou en liberté), une quarantaine d’au moins 30 jours est conseillée, associée à une surveillance médicale des animaux (8, 102, 154). 98 Il est, de façon général, impératif de réduire les risques d’infection, surtout pour les jeunes en phase de transition entre immunité maternelle et vaccination (8). Les isoler reste parfois la seule solution en cas de suspicion de contexte épidémiologique particulier (8). Il faut limiter tout risque d’infection avant 5 mois (8). Toutes les précautions doivent être prises contre l’intrusion de chats errants, de chiens et de ratons laveurs dans les enclos d’animaux sensibles captifs (8, 102). Certains auteurs recommandent l’euthanasie des chats errants malades proches des enclos (53). A ces mesures sanitaires doivent être associées des mesures de prophylaxie médicale. 4.5.2 - Prophylaxie médicale Il existe en France de nombreux vaccins contre la panleucopénie féline. La valence "panleucopénie" (P) est souvent mélangée sous forme lyophilisée, aux valences "rhinotrachéite" (H ou R) et " calicivirose" (C) (147). Tous les vaccins commercialisés en France sont des vaccins à agents vivants atténués (147). La valence P atténuée peut être lyophilisée en présence des valences H et C lorsqu’elles sont atténuées (147). Elle est présentée séparément des autres valences lorsqu’elles sont inactivées, ces dernières lui servent de solvant (147). 4.5.2.1 - Protocoles de vaccination La vaccination chez le chat est très efficace et a permis une baisse très importante de l’incidence de la maladie en France (54, 84). Les vaccins à virus inactivés et vivants modifiés sont disponibles chez le chat. Les vaccins à agents vivants ont cependant montré une réaction immunitaire plus rapide et plus importante (54). Le chat domestique est vacciné entre 8 et 10 semaines, quel que soit le type de vaccin (84). Une seconde injection à 15 quinze jours d’intervalle est pratiquée lorsque l'on emploie un vaccin à agent inactivé (et éventuellement une 3ème en zone d’enzootie), 1 mois plus tard avec un vaccin vivant modifié. Un premier rappel à un an est pratiqué, suivi de rappels annuels pour les vaccins à agents inactivés ou bisannuels pour les vaccins à agents vivants (84, 147). Une injection supplémentaire d’urgence est conseillée lors d’enzootie (84). Le vaccin à agent inactivé à l’avantage de réduire le risque d’introduction d’un autre agent (virus, protozoaire ou bactérie), de pouvoir être utilisé chez la femelle gestante mais nécessite une absence totale d’anticorps maternels pour être efficace (84). Les vaccins à virus vivants permettent de provoquer une réaction immunitaire intense et peuvent être utilisés en présence d’une faible quantité d’anticorps maternels. Ils sont cependant contre-indiqués chez les femelles gestantes (84). Chez les Félidés non domestiques, la vaccination est généralement considérée comme efficace (2, 39, 42, 99), bien que certaines études, chez de jeunes Félidés, se soient révélées peu probantes (56). La vaccination des femelles gestantes avec un vaccin à virus vivant est toujours contre-indiquée en raison des risques de malformation du cortex cérébral et d’hypoplasie cérébelleuse du nouveau-né (8, 39, 42, 120, 143, 151). Divers protocoles de vaccination ont été proposés et sont regroupés dans le tableau n° 5. 99 Auteur Fowler Réf Age 39, 42, 43 Nouveaux-nés Nouveaux-nés Adultes Adultes capturés pour transfert ou traitement Miller Montali 99 102 Nouveau-né Théobald 143 Nouveau-né Statut immunitaire sans colostrum ou de statut maternel inconnu colostrum de mère vaccinée (avec vaccin à agent vivant ou inactivé) Protocole vaccinal Vaccination avec un vaccin à agent inactivé à 2, 4, 8, 12 semaines et dernière injection à 16 semaines avec un vaccin à agent vivant ou inactivé, puis un rappel annuel avec un vaccin à agent inactivé ou vivant, ou vaccination avec un vaccin à agent vivant atténué à 4, 8, 12 et 16 semaines. Vaccination avec un vaccin à agent inactivé à 8, 12 et 16 semaines et rappel annuel avec un vaccin à agent inactivé ou vivant. connu Une injection d’un vaccin à agent vivant ou inactivé à leur arrivée puis rappel annuel. inconnu Une injection d’un vaccin inactivé à leur arrivée puis rappel annuel (vaccin inactivé ou vivant). connu Une injection de vaccin à agent vivant atténué ou inactivé. Vaccin à agent inactivé toutes les 2 semaines, de 8 à 16 semaines, premier rappel à 6 mois suivi de rappels annuels. sans colostrum avec colostrum Primo-vaccination à 6 semaines et tous les mois jusqu’à 16 semaines, dernière dose à la maturité, rappel annuel. La vaccination commence à 10 semaines. Tableau n°5: protocoles de vaccination des Félidés non domestiques contre la panleucopénie 100 Auteur Réf Quesenberry Laughlin 121 82 Age Nouveau-né < 8 semaines Statut immunitaire sans colostrum ou de statut maternel inconnu Protocole vaccinal Vaccin à agent inactivé à 2 semaines puis toutes les 2-3 semaines jusqu’à 16 semaines (voie intramusculaire ou sous-cutanée). Un rappel annuel est effectué à l’aide d’un vaccin vivant modifié ou inactivé. Wack 151 Nouveau-né colostrum de mère vaccinée Les nouveaux-nés de mère vaccinée reçoivent un vaccin à agent inactivé à 8-10 semaines puis toutes les 3-4 semaines jusqu’à 16 semaines. Un rappel annuel est effectué à l’aide d’un vaccin à agent vivant modifié ou inactivé. Adulte connu Rappel tous les ans et les femelles un rappel avant la gestation. Adulte inconnu Vaccination à l'arrivée et premier rappel 3-4 semaines après à l’aide d’un vaccin à agent inactivé. Nouveau-né inconnu Vaccination toutes les 2 semaines, de 8 à 16 semaines. Adultes connu Rappel annuel ou tous les 6 mois si le risque est important. Nouveau-né colostrum de mère vaccinée Primo vaccination à 6-9 semaines. Nouveau-né sans colostrum ou de statut maternel inconnu Primo-vaccination dès 2 semaines. Rappels toutes les 2 à 4 semaines jusqu'à 20 semaines. Adultes connus Rappels annuels. (Guépard) Barker 8 Réf = référence bibliographique "connu" = vaccination à jour Tableau n°5: protocoles de vaccination des Félidés non domestiques contre la panleucopénie 101 Selon certains auteurs (42), l’utilisation d’un vaccin vivant atténué ne nécessiterait pas de rappels annuels. Des injections de rappels sont toutefois préconisées tous les 2 ou 3 ans, ou à la faveur d’une capture de l’animal. Le protocole de Wack (151) a donné des titres en anticorps protecteurs, pendant 64 semaines, similaires à ceux observés chez le chat domestique et plus élevés qu’avec des injections espacées de 4 semaines (bien que ce dernier protocole ait fourni aussi des titres considérés comme protecteurs). Lorsque le suivi des animaux est imprécis ou pour les individus à statut immunitaire inconnu, il est parfois recommandé de profiter d’une capture ou d’une anesthésie pour administrer un rappel du vaccin (43, 125, 143). 4.5.2.2 - Doses de vaccins administrées En ce qui concerne les doses, Fowler (42) préconise d’injecter 3 à 5 fois la dose chat chez les grands Félins selon leur taille. Le sujet reste controversé. Des doses de 2 à 35 mL ont été utilisées, selon les pays et les vétérinaires (43, 143). Il est parfois empiriquement admis de doubler ou d'augmenter la dose pour les animaux de grande taille (32, 97, 143, 152). Certains auteurs recommandent d’administrer 2mL de vaccin pour 4kg de poids vif, sans dépasser 40 mL (143), ou 2 mL/4,5kg sans dépasser 10 mL (59) ou encore 1, 20 ou 30 mL selon la taille de l'animal (142). Cependant aucune étude n’a permis de corréler la dose avec la taille, le titre en anticorps ou la persistance de l’immunité (42) Ces dosages sont discutés par certains auteurs (120, 143), particulièrement lors de l’utilisation de vaccins à agents vivants atténués. Bush (20) montre dans son étude sur 27 Félidés non domestiques adultes, l’absence de différence significative entre les moyennes des titres en anticorps d’animaux vaccinés (vaccin à agent inactivé) avec des doses simples, doubles ou triples. La persistance des anticorps 7 à 9 mois après la vaccination est également comparable et semble donc indépendante de la dose vaccinale initiale. L’efficacité antigénique et la nature des adjuvants laissent penser, selon certains auteurs (8), que doubler ou tripler les doses n’est pas nécessaire avec des vaccins à virus inactivés et encore moins pour les vaccins à virus vivants. 4.5.2.3 - Vaccins à virus vivants atténués et vaccins à virus inactivés: sécurité et efficacité Les premières études de vaccins contre la panleucopénie chez les Félidés non domestiques débutent dès les années 70, avec l'étude de Gray (51). Les premiers résultats sont peu concluants, seul un tiers des 30 animaux vaccinés montrent une augmentation des titres en anticorps 14 jours après la vaccination et les deux tiers 6 mois après (51). Les risques liés à l’emploi de vaccins à agents vivants atténués contre la panleucopénie restent controversés, hormis chez les femelles gestantes et les jeunes de moins de quatre semaines, chez lesquels leur emploi reste déconseillé. Selon certains auteurs les vaccins à agents vivants atténués induisent une forte 102 réaction immunitaire et ne montrent aucun danger lors de leur utilisation chez les Félidés non domestiques (8, 43, 102, 120, 130, 137). Spencer montre dans son étude (137) l’efficacité et l’innocuité d’un vaccin à agents vivants atténués utilisé sur 82 guépards adultes. Même si certains individus ne réagissent pas au vaccin, cette étude révèle une augmentation significative de la moyenne globale en anticorps, un mois après la vaccination, un titre moyen considéré comme protecteur et une absence d’effets secondaires sur cette espèce. Toujours chez le Guépard, Spencer (138) montre l’innocuité d’un vaccin à virus vivant atténué utilisé chez 10 jeunes dès l’âge de 10 semaines. De la même manière, Laughlin (82) montre l’efficacité et l’innocuité d’un vaccin à agent vivant atténué sur 224 individus de 19 espèces différentes (le Guépard , le Chat européen, le Chat des sables, le Chat manul, le Lynx du Canada, le Lynx roux, le Chat doré de Temminck, le Chat léopard indien, le Chat léopard de l'Amur, le Chat pêcheur, le Chat margay, le Jaguaroundi, le Puma, le Léopard des neiges, le Léopard africain, le Jaguar, le Tigre du Bengal, le Tigre blanc du Bengal, le Tigre de Sibérie et le Lion). Deux injections à 4 semaines d’intervalle permettent d’obtenir des titres en anticorps protecteurs. Aucune réaction adverse au vaccin n’est observée, ni aucune transmission du virus au lot témoin non vacciné. Behlert (11) rapporte une innocuité complète de deux vaccins à agents vivants utilisés chez deux jaguars, trois pumas, quatre tigres, deux ocelots et huit lions. Les taux d'anticorps ont fortement augmenté 14 jours après la vaccination, bien que trois jeunes lions aient présenté des titres significativement plus bas que les autres animaux. L'auteur émet l'hypothèse d'une moindre sensibilité du lion au virus de la panleucopénie (11). Des vaccins à agents inactivés, testés par Wack (151) sur un groupe de guépard (Acinonyx jubatus) et par Bush (20) sur des lions, des tigres du Bengal, des panthères nébuleuses, des lynx roux, des servals, des pumas et des jaguars, se sont révélés sûrs et efficaces (augmentation significative et durable des taux en anticorps, sauf chez les individus déjà immunisés). D'autres vaccins, à agents inactivés ou atténués, n'ont, à l'inverse, pas donné de résultats significatifs chez le Lion, la Panthère noire ou le Serval (56). Les souches utilisées, les adjuvants et les caractéristiques du vaccin (concentration, mode de fabrication…) jouent ici un rôle important dans les différents résultats obtenus selon les études. A l’inverse, certains auteurs préfèrent rester prudents, en l’absence de données plus précises sur l’innocuité des vaccins à agents vivants chez toutes les espèces de Félidés sauvages (154). Des résultats parfois néfastes ont été observés lors de l’utilisation de ces vaccins chez le chat domestique (retour de virulence dans un groupe de chats ayant une infection de l'appareil respiratoire) (39), chez un Chat sauvage mort quelques jours après la vaccination (130) et chez le Lynx roux, sensible à certaines souches atténuées (154). Lors d'une infection virale chez un animal sauvage captif préalablement vacciné spécifiquement contre le virus en cause, trois sources de contaminations peuvent être envisagées (120, 141) : 103 - - une souche virale spécifique, différente de la souche vaccinale, naturellement endémique dans la population concernée, un échec de la vaccination (absence de pouvoir immunogène ou inhibition par les anticorps maternels chez les nouveaux-nés) et un contact avec un individu infecté excréteur (chat errant), un retour de virulence de la souche vaccinale. La présence d'une souche virale différente du FPV, à l'état endémique dans les populations de Félidés non domestiques ne semble pas aujourd'hui exister, en milieu naturel (141). L'interprétation des infections observées sur des animaux vaccinés repose donc essentiellement sur des échecs de vaccination ou des retours de virulence (141). Certaines souches vaccinales peuvent être transmises par contact entre chats, notamment en cas d'infection respiratoire, et présenter, après plusieurs transferts successifs, un retour de virulence (141). Ces deux théories entravent les caractéristiques fondamentales d'un vaccin : l'efficacité (absence de protection) ou la sécurité (retour de virulence). Elles peuvent être appliquées aux échecs supposés de certaines vaccinations : - Un cas d’inefficacité d'un vaccin vivant atténué a été rapporté chez des lionnes fortement suspectées d’infection par le virus de la panleucopénie (diagnostic histologique, mais sans isolement du virus) et morte après avoir présenté des symptômes principalement neurologiques (37). Les formes inhabituelles de la maladie chez certaines espèces de Félidés non domestiques laissent supposer la présence de souches particulièrement virulentes ou des sensibilités particulières de ces espèces (37). - Studdert (141) rapporte un possible retour de virulence d’un virus vaccinal vivant atténué chez deux lions, morts de la forme digestive de la panleucopénie (diagnostic histologique et antigénique). Les deux lions avaient été vaccinés 10 et 16 semaines avant de mourir. - Fix (36) rapporte le cas de deux léopards des neiges (Panthera uncia) morts après avoir présenté des signes digestifs et nerveux de la maladie. Le diagnostic repose dans ce cas sur l'observation des signes cliniques, des résultats d'histopathologie, de sérologie et de tests antigéniques ELISA réalisés sur les fèces. Les léopards avaient été régulièrement vaccinés à l'aide d'un vaccin à agent vivant atténué. - Gutzwiller (56) rapporte un cas de panleucopénie chez une Panthère noire, régulièrement vaccinée. L’utilisation des vaccins vivants peut donc sembler, selon certains auteurs, risquée en l’absence d’études plus approfondies (141, 154). L’innocuité des vaccins à virus inactivés a, elle, toujours été observée (20, 140, 143, 151, 154). A notre connaissance, aucune réaction adverse n’a été rapportée avec ce type de vaccin, chez l’adulte, hormis un cas de réaction anaphylactique rapportée chez un jaguar brésilien femelle (Panthera onca plaustrix) (8), morte trois heures après l'administration intramusculaire d'un vaccin à agent inactivé contre le 104 coryza et la panleucopénie (73). L'autopsie a dans ce cas révélé un œdème sévère du larynx dont l'ouverture était entièrement occluse, associé à une atélectasie pulmonaire généralisée, sans infiltration cellulaire à l'histologie (73). Deux hypothèses sont alors émises par l'auteur : la présence d'une "charge" antigénique plus massive dans les vaccins à agents inactivés entraînant une réaction immunitaire parfois excessive, ou une hypersensibilité aux adjuvants du vaccin, développée à la suite des vaccinations annuelles successives antérieures (73). Chez le jeune, un cas de myélite post-vaccinale a été rapporté lors de la vaccination d’un groupe de 34 tigres (80). Cette complication a, selon l’auteur, été traitée efficacement à l’aide d’antibiotiques et de vitamines. 4.5.2.4 - Immunité maternelle et vaccination des nouveaux-nés Peu d’études ont été réalisées sur la transmission d’anticorps contre la panleucopénie de la mère vers sa portée. L'étude de Gray (51) sur un groupe de Félins captifs est la première à mettre en évidence chez les Félidés non domestiques la transmission d'anticorps maternels à la portée chez les femelles vaccinées (51). La mort par la panleucopénie de jeunes servals captifs à l’âge de 14-16 semaines, alors qu’ils avaient été vaccinés à 6, 8 et 10 semaines laisse raisonnablement penser que la transmission de l’immunité maternelle (vérifiée sur les adultes) a pu jouer un rôle néfaste vis-à-vis de cette vaccination (120). Spencer (138), dans une étude réalisée chez le Guépard, a déterminé un taux de transmission d’anticorps maternels par le colostrum de 78% pour la panleucopénie (comparable aux résultats chez le chat (72%)). La portée ayant le mieux réagi suite à l’injection d’un vaccin contre la panleucopénie a été vaccinée à 12 semaines. L’augmentation du titre moyen en anticorps était plus faible ou non significative chez les portées vaccinées à 10 semaines. Le titre moyen en anticorps des portées a progressivement baissé entre 4 et 12 semaines, sauf dans une portée pour laquelle l’auteur suspecte un contact passager avec le virus. Il est donc préconisé de débuter la primo-vaccination à l’âge de 12 semaines chez les nouveaux-nés ayant reçu le colostrum d’une mère immunisée et par conséquent la vaccination des femelles avant la gestation (avec un vaccin inactivé) est tout à fait conseillée (8, 121, 138, 143, 151). Wack (151) met lui aussi en évidence des anticorps chez de jeunes guépards de 8 semaines élevés avec leur mère vaccinée. En l’absence de signes cliniques de la maladie, ces anticorps sont considérés comme issus d’un transfert par le colostrum (151). La moyenne la plus basse en anticorps est observée, selon les portées, à 10 semaines et 16 semaines, ce qui corrobore les résultats de Spencer (10 semaines) et ceux effectués chez le chat domestique (12 à 16 semaines) (120, 151). De façon générale, la vaccination des jeunes doit par précaution être poursuivie jusqu’à au moins 16 semaines afin d’éviter tout risque d’interaction avec les anticorps maternels (120). Afin d’éviter une immunité d’origine maternelle trop importante et trop prolongée dans le temps, certains auteurs recommandent une vaccination annuelle des 105 femelles destinées à la reproduction et non pas de nombreux rappels à la faveur des captures et anesthésies (120). Ceci permettrait de ne pas risquer des échecs de vaccination chez les jeunes ayant reçu le colostrum de leur mère hyper-immune (120). Chez le chat domestique, il existe une période de quelques jours, pendant laquelle les anticorps maternels sont encore présents chez le chaton, sans pour autant être protecteurs contre l’infection mais en quantité suffisamment importante pour s’opposer à la réaction vaccinale (8). Le risque reste donc important à cette période. Des études plus précises devraient permettre de définir cette période critique chez les Félidés non domestiques. Conclusion Etant donnée la gravité de la maladie, chez le jeune comme chez l’adulte, et les difficultés de traitement, la vaccination contre la panleucopénie reste fortement recommandée en parc zoologique (8, 42, 82, 97, 99, 102, 121, 137, 140, 151, 154). La plupart des études montrent un risque minime et une bonne réponse immunitaire. Dans le management des populations sauvages, le rôle et la menace de la maladie sont variables (8). La vaccination, difficile à réaliser sur des individus en liberté, n’est préconisée que pour des espèces de grande valeur écologique ou lors d’un risque réel sur de petits groupes connus et des populations circonscrites (8). 106 Conclusion La rage, le coryza, la panleucopénie et la leucose ont été diagnostiqués chez différentes espèces de Félidés sauvages captifs. Dans le milieu naturel, des titres en anticorps neutralisants significatifs ont été mis en évidence contre ces mêmes maladies et la panleucopénie, la rage et la leucose ont été observées chez des Félidés en liberté. Les Félidés non domestiques sont donc sensibles à ces cinq virus. Les cas observés en milieu naturel peuvent, de plus, être sous-estimés par la difficulté à observer ces espèces sauvages, à fortiori malades, qui se cachent le plus souvent. La principale source de contamination en milieu captif est représentée par les chats errants pour les animaux captifs. En parc zoologique, les Félidés sont généralement vaccinés en routine contre la panleucopénie et le coryza, parfois contre la rage et la leucose. Des controverses existent cependant quant à la fréquence de vaccination, l’âge, les protocoles et doses à employer. L’efficacité et l’innocuité des vaccins n’ont pas encore été démontrées pour tous les vaccins et le pouvoir protecteur reste incertain en l'absence d'épreuves virulentes expérimentales (41, 151). Certains individus vaccinés ont développé des maladies contre lesquelles ils étaient censés être protégés. De façon générale, l'utilisation d'un vaccin hors AMM n'assure jamais de garanties totales d'efficacité ni de sécurité (8). Le recueil des cas cliniques observés reste cependant limité aux pays dans lesquels des études approfondies sont réalisées (pays anglo-saxons principalement). Un biais existe donc et les maladies qui nous intéressent peuvent être sousdiagnostiquées tant que des études ne s'y intéressent pas. Les cas non publiés sont aussi nombreux et donc non recensés dans la littérature. Ceci est particulièrement vrai pour la leucose ou des maladies devenues assez courantes (coryza, panleucopénie). Le diagnostic et le traitement de ces maladies sont, dans tous les cas, difficiles (symptômes souvent peu évidents et tardifs, approche et manipulation dangereuse, traitements compliqués sur des espèces non domestiquées). La prophylaxie prend alors toute sa place dans la médecine des Félidés non domestiques et reste la seule à pouvoir laisser espérer un état sanitaire et médical satisfaisant des Félidés captifs, souvent engagés dans des programmes internationaux d'élevage et de protection. En milieu naturel, la prophylaxie peut être envisagée dans les programmes de translocation et de réintroduction d'espèces. Les vaccins contre les cinq maladies virales étudiées ici, sont nombreux. Notre étude s'est intéressée plus particulièrement aux vaccins Feligen CRP®, Leucogen® et Rabigen mono® commercialisés par les Laboratoires VIRBAC. L'étude de leur efficacité et de leur innocuité, chez les Tigres et les Lions, permettra d'en envisager l'utilisation chez les Félidés sauvages. 107 DEUXIEME PARTIE : ETUDE EXPERIMENTALE 108 Introduction La vaccination des Félidés non domestiques est depuis longtemps pratiquée dans les parcs zoologiques, sans réelle connaissance des effets protecteurs ou nocifs des vaccins utilisés. Des problèmes de dosage du vaccin sont aussi posés, à cause des variations de poids importantes entre les espèces. Par empirisme, les espèces lourdes sont vaccinées en utilisant 1, 2 ou 4 fois la dose préconisée chez le chat domestique, selon les pays et selon les vétérinaires. Les effets protecteurs du vaccin, le niveau et la durée de la réaction immunitaire de l’organisme sont souvent méconnus. Cette étude, réalisée chez deux espèces, le Tigre et le Lion, a deux objectifs: évaluer la réponse sérologique des félidés sauvages à la vaccination contre le coryza, la panleucopénie, la rage et la leucose chez le Tigre et le Lion, et évaluer l’intérêt de pratiquer des doubles doses vaccinales chez les grands Félins, en comparant les taux d’anticorps induits par une simple et une double dose vaccinale. 1 - Matériels et méthodes Cette étude a été basée sur la vaccination d’un groupe de Félidés sauvages (Tigres et Lions) en captivité, à l’aide de vaccin contre la panleucopénie, la rhinotrachéite, la calicivirose, la rage et la leucose. Un titrage des anticorps neutralisants a ensuite été réalisé pour déterminer la réponse immunitaire des animaux testés au vaccin. 1.1 - Vaccins utilisés Les vaccins suivants, mis au point et commercialisés par les laboratoires VIRBAC, ont été utilisés dans cette étude : - Feligen® CR/P associant les valences « calicivirus », « herpesvirus » et « parvovirus » sous forme lyophilisée. La préparation est remise en suspension avant injection dans un solvant (eau distillée ou forme liquide du vaccin Rabigen Mono®) (147). - Rabigen Mono® contenant la valence « rage », présenté sous forme liquide et servant de solvant pour le Feligen (147). - Leucogen® contenant la valence « leucose », présenté sous forme liquide, injecté séparément des autres valences (54, 147). 1.1.1 - Vaccination contre la calicivirose féline (calicivirus) 1.1.1.1 - Caractéristiques du vaccin Le vaccin utilisé dans cette étude contre le calicivirus félin est le Feligen® CRP/R (Laboratoires VIRBAC), vaccin à souche vivante atténuée. Le vaccin contient la souche virale F9, produite sur cellules pulmonaires de chat et atténuée par passages successifs sur cellules rénales de chat (54). Le titre de ce vaccin est compris entre 105 DICP50/mL et 107 DICP50/mL (54). 109 1.1.1.2 - Efficacité du vaccin chez le chat domestique L’efficacité du vaccin a été mise en évidence sur un lot de chatons de 8-9 semaines, vaccinés à l’aide de deux injections séparées de 3 semaines (54). La première injection a induit une augmentation rapide du taux d’anticorps, la seconde injection a permis aux chatons de maintenir un taux élevé d’anticorps neutralisants pendant au moins 52 semaines (54). Après une épreuve virulente (FCV) réalisée à 52 semaines par voie intra-nasale, les chats vaccinés ont gardé un bon état général et n’ont présenté aucun signe de la maladie et une excrétion virale faible et transitoire, contrairement à un groupe témoin non vacciné (54). Une étude visant à comparer l'efficacité du vaccin à virus vivant atténué Feligen® par rapport à un vaccin à virus inactivé adjuvé a mis en évidence, sur le plan humoral, une activité inférieure de ce dernier chez le chat domestique (4). 1.1.1.3 - Sécurité du vaccin chez le chat domestique La sécurité du vaccin a été testée en injectant 10 fois la dose normale à des chatons de 8-9 semaines et en les mettant en contact ensuite avec un lot de chatons non vaccinés (54). Trois semaines après l’injection, aucun chaton vacciné n’a montré de signes de la maladie, ni de leucocytose. Les chatons non vaccinés n’ont montré aucune séroconversion après 21 jours de contact, aucune hypoplasie du thymus et aucun isolement du virus n’a pu être réalisé à partir de prélèvements des amygdales, de la trachée, de mucus nasal et du petit intestin (54). La souche virale vivante atténuée utilisée dans le vaccin ne présente donc pas de danger pour le chat, ni aucun risque de transmission à des individus non vaccinés (54). 1.1.2 - Vaccination contre la rhinotrachéite féline (herpesvirus félin type 1) 1.1.2.1 - Caractéristiques du vaccin Le vaccin utilisé dans cette étude contre la rhinotrachéite féline est le Feligen® CRP/R (Laboratoires VIRBAC), vaccin à virus vivant atténué. Le vaccin contient la souche virale F2, produite sur cellules pulmonaires de chat et atténuée par passages successifs sur cellules rénales de chat (54). Le titre de ce vaccin est compris entre 105 DICP50/mL et 107 DICP50/mL (54). 1.1.2.2 - Efficacité du vaccin chez le chat domestique L’efficacité du vaccin a été mise en évidence sur un lot de chatons de 8-9 semaines, vaccinés à l’aide de deux injections séparées de 3 semaines (54). La première injection a induit une augmentation rapide du taux d’anticorps, la seconde injection a permis aux chatons de maintenir un taux élevé d’anticorps neutralisants pendant au moins 52 semaines (54). Après une épreuve virulente (FHV) réalisée à 52 semaines par voie intra-nasale, les chats vaccinés ont gardé un bon état général et n’ont présenté que de faibles signes locaux de la maladie (aucun signe général), ainsi qu’une excrétion virale faible et transitoire, contrairement au groupe témoin non vacciné (54). 110 Une étude visant à comparer l'efficacité du vaccin à virus vivant atténué Feligen® par rapport à un vaccin à virus inactivé adjuvé a mis en évidence, sur le plan humoral, une activité inférieure de ce dernier chez le chat domestique (4). 1.1.2.3 - Sécurité du vaccin chez le chat domestique La sécurité du vaccin a été testée en injectant 10 fois la dose normale à des chatons de 8-9 semaines et en les mettant en contact ensuite avec un lot de chatons non vaccinés (54). Trois semaines après l’injection, aucun chaton vacciné n’a montré de signes de la maladie, ni de leucocytose. Les chatons non vaccinés n’ont montré aucune séroconversion après 21 jours de contact, aucune hypoplasie du thymus et aucune isolation du virus n’a pu être réalisée à partir de prélèvements des amygdales, de la trachée, de mucus nasal et du petit intestin (54). La souche virale vivante atténuée utilisée dans le vaccin ne présente donc pas de danger pour le chat, ni aucun risque de transmission à des individus non vaccinés (54). 1.1.3 - Vaccination contre la panleucopénie féline (parvovirus félin) 1.1.3.1 - Caractéristiques du vaccin Le vaccin utilisé dans cette étude contre la panleucopénie féline est le Feligen® CRP/R (Laboratoires VIRBAC), vaccin vivant atténué. Le vaccin contient la souche virale LR 72, produite sur cellules pulmonaires de chat et atténuée par passages successifs sur cellules rénales de chat (54). Le titre de ce vaccin est compris entre 103,7 DICP50 et 105,7 DICP50 par ampoule (54). 1.1.3.2 - Efficacité du vaccin chez le chat domestique L’efficacité du vaccin a été mise en évidence sur un lot de chatons de 8-9 semaines, vaccinés à l’aide de deux injections séparées de 3 semaines (54). La première injection a induit une augmentation rapide du taux d’anticorps, la seconde injection a permis aux chatons de maintenir un taux élevé d’anticorps neutralisants pendant au moins 52 semaines (54). Après une épreuve virulente réalisée à 52 semaines par voie intra-péritonéale, les chats vaccinés ont gardé un très bon état général et n’ont présenté aucun signe de la maladie, ni aucune panleucopénie, contrairement au groupe témoin non vacciné (54). 1.1.3.3 - Sécurité du vaccin chez le chat domestique La sécurité du vaccin a été testée en injectant 100 fois la dose normale à des chatons de 8-9 semaines (54). Trois semaines après l’injection, aucun chaton vacciné n’a montré de signes de la maladie. Tous ont montré une prise de poids normale et une température rectale quotidienne normale (54). La souche virale vivante atténuée utilisée dans le vaccin ne présente donc pas de danger pour le chat (54). Le retour de virulence de la souche utilisée dans le vaccin a été évalué par administration intra-nasale du virus excrété dans les fèces de chats ayant reçu 10 fois la dose vaccinale. Cette expérimentation a permis de démontrer l’absence de retour de virulence et donc la bonne stabilité de la souche virale, après quatre passages successifs chez le chat domestique (54). 111 1.1.4 - Vaccination contre la rage féline (Rhabdovirus, genre Lyssavirus sérotype 1) 1.1.4.1 - Caractéristiques du vaccin Le vaccin utilisé dans cette étude contre la rage est le Rabigen Mono® (Laboratoires VIRBAC), vaccin à virus inactivé, monovalent, présenté sous forme liquide en doses individuelles de 1 mL. Le vaccin est préparé à partir de la souche Pasteur VP 12 (issue d’encéphale de vache) (54). Cette souche est adaptée aux cellules de lignée continue BHK21C13 et produite sur ces mêmes cellules (45, 54). Le vaccin est inactivé à l’aide de β-propiolactone, afin d’éviter tout risque de rage vaccino-induite chez l’animal (54). Le vaccin contient un adjuvant (hydroxyde d’aluminium) afin d’augmenter la réponse immunitaire (54). Le vaccin présente une activité supérieure à 5 UI par dose (l’activité minimale préconisée par la Pharmacopée Européenne est de 1 UI par dose) (54). 1.1.4.2 - Efficacité du vaccin chez le chat domestique L’efficacité du vaccin antirabique Rabigen mono® a été mise en évidence sur un lot de chatons de 12-13 semaines, vaccinés à l’aide d’une injection unique de vaccin par voie sous-cutanée (54). Aucun animal ne présentait d’anticorps antirabiques avant l’injection. Quatre semaines après cette injection, tous les chats présentaient un titre en anticorps supérieur à 8 UI/mL (54). L’Organisation Mondiale de la Santé exige un titre minimal de protection supérieur à 0,5 UI/mL après vaccination (54). Les chats vaccinés présentent donc une séroconversion et un titre élevé en anticorps après une administration unique du vaccin (54). Une épreuve virulente (à l’aide d’extrait de glandes salivaires de renards morts de rage) a été réalisée trois ans après une injection unique du vaccin suivi d’un rappel à 1 an sur un groupe de chats (45). Tous les chats ont présenté une séroconversion 30 jours et 3 ans après la primo-vaccination, ainsi que des titres élevés en anticorps (moyennes de 5,32 UI/mL à 1 mois et 10,5 UI/mL à 3 ans) (45). Soixante jours après l’épreuve virulente, aucun chat n’a montré de signes de la maladie, ni aucun test diagnostic post-mortem positif (45). L’association de ce vaccin aux vaccins contre le coryza, la panleucopénie (Feligen CRP®, Laboratoire VIRBAC) et la leucose (Leucogen®, Laboratoire VIRBAC) s’est révélée tout aussi efficace (46, 54). 1.1.4.3 - Sécurité du vaccin chez le chat domestique La sécurité du vaccin a été mise en évidence après injection d’une dose simple sur 98 chats (54). Mis à part un prurit léger et transitoire, aucune réaction adverse n’a été observée sur les animaux vaccinés (54). L’administration d’une dose double de vaccin n’a provoquée aucun signe de maladie, aucune augmentation significative de température, et n’a pas modifié la prise de poids des jeunes chats vaccinés (54). Seule une induration légère de la peau, réversible, au site d’injection a pu être notée (54). 112 1.1.5 - Vaccination contre la leucose féline (Retrovirus, Oncornavirus type C) 1.1.5.1 - Caractéristiques du vaccin Le vaccin utilisé dans cette étude contre la leucose féline est le Leucogen® (Laboratoires VIRBAC), vaccin adjuvé, premier vaccin contre un retrovirus obtenu par génie génétique (54, 92). Ce vaccin contient une protéine unique, la p45 (partie non glycosique de la gp70, sous-groupe A), exprimée par Escherichia coli (54). Le choix d’utiliser la p45 sous-groupe A est fondé sur plusieurs observations (54) : - - la prépondérance du sous-groupe A dans l’ensemble du processus infectieux, la prépondérance des anticorps anti-A dans la réponse immunitaire, le rôle neutralisant et protecteur des anticorps induits par la gp70 sous groupe A. Ces anticorps masquent les sites d’attache du virus, empêchant ainsi l’infection cellulaire, la nécessité de séparer la gp70 de son support protéique p15, responsable d’effets immunosuppresseurs. Un millilitre de vaccin est composé de molécules recombinantes (102μg +/- 5), de gel d’hydroxyde d’aluminium (0,1 mL), d’adjuvant purifié Quil A (10 μg) et d’excipient (qsp 1,1mL +/- 0,1). L’hydroxyde d’aluminium et le Quil A jouent le rôle d’adjuvant, ils sont associés à l’antigène p45 et stimulent la production d’IgG (54, 92). La synthèse de la protéine p45 est réalisée par génie génétique. Après avoir identifié la séquence d’ADN codant pour la gp70, celle-ci est extraite et incluse dans un vecteur (plasmide). Le vecteur est ensuite incorporé dans une bactérie Escherichia coli (54, 92). Grâce à sa nature procaryote, E. coli ne synthétise ensuite qu’une protéine non glycosylée, la p45. De nombreuses étapes de purification permettent ensuite de concentrer de façon sélective la protéine p45, en éliminant tout élément bactérien (54, 92). 1.1.5.2 - Efficacité du vaccin chez le chat domestique De nombreuses expérimentations, menées sur des chatons vaccinés selon différents protocoles, ont permis de mettre en évidence l’efficacité du vaccin Leucogen® après des épreuves virulentes expérimentales (26, 45, 46, 54, 61, 67, 92). Ces essais ont permis de révéler des taux de protection vaccinale élevés et des caractéristiques importantes du vaccin : - le vaccin Leucogen® permet d’induire un taux de protection significatif (entre 80% et 100% des animaux vaccinés) contre une infection intra-péritonéale et oronasale (absence de virémie et absence de signes cliniques) (35, 46, 54, 67) ; 113 - l’association du vaccin Leucogen® au vaccin Feligen® CRP n’affecte pas l’efficacité du Leucogen® (54) ; - l’association du vaccin Leucogen® au vaccin Feligen® CRP n’affecte pas l’efficacité du vaccin contre la panleucopénie (P) (54) ; - l’association du vaccin Leucogen® au vaccin Feligen® CRP augmente la réponse immunitaire contre la calicivirose et la rhinotrachéite (CR) (54) ; - l’association du vaccin Leucogen® au vaccin Rabigen mono® n’affecte pas l’efficacité respective des deux vaccins (46) ; - certains vaccins inactivés testés n’induisent pas de protection significative contre l’infection expérimentale par le FeLV par voie intra-péritonéale (67) ; - le vaccin Leucogen® induit une protection croisée contre les différents sousgroupe du virus FeLV (FeLV A, B et C) (54) ; - le vaccin Leucogen® induit une protection significative chez les chats FIV positifs (61) ; - les chats vaccinés à l’aide de 2 injections intramusculaires de Leucogen® et placés en contact étroit avec des individus virémiques pendant trois ans restent protégés contre l’infection et cela même sans rappel vaccinal. Il en est de même pour des chats FIV positifs vaccinés contre le FeLV (61). Des études de terrains, sur des chats vaccinés et en contacts avec des individus virémiques ont permis de montrer que (54) : - 95% des chats séronégatifs avant la vaccination ont montré une séroconversion (injections sous-cutanées) ; - tous les chats p27 négatifs l’étaient toujours un après la vaccination, malgré les contacts avec des individus virémiques ; - le taux d’anticorps induits par une double injection du vaccin est resté pendant un an supérieur ou égal aux taux d’anticorps post-vaccinaux chez 76% des chats testés; - le rappel de vaccination à l’aide d’une dose de Leucogen® induit une réponse humorale significative chez les chats vaccinés et ce quel que soit le vaccin préalablement utilisé (vaccin Leucogen® ou vaccins inactivés). 1.1.5.3 - Sécurité du vaccin chez le chat domestique Le vaccin Leucogen® est hautement purifié et ne contient que la protéine p45, et aucun autre élément viral ou bactérien (54). Une étude menée sur un groupe de chats ayant reçu une double ou une triple dose sous-cutanée ou intra-musculaire de vaccin n’a révélé aucun effet secondaire local ou général sur une période de 15 semaines (54). En association avec le vaccin Feligen® CRP (10 doses de vaccin), 114 une double dose de Leucogen® n’a montré aucun effet secondaire néfaste chez le chat sur une période de 3 mois (54). Sur le terrain, une étude menée sur 1 127 cas n’a révélé aucun effet secondaire important, si ce n’est un cas d’hypersensibilité traité symptomatiquement, et quelques cas de troubles digestifs (1,4% des cas), de fatigue et d'anorexie passagères (3,8% des cas) et d’apparition de nodules transitoires au point d’injection (1,4% des cas) (26). Le vaccin Leucogen® présente donc une efficacité et une innocuité satisfaisantes. Son utilisation chez le chat comprend deux injections en primo-vaccination, séparées de 2 à 4 semaines, et suivies d’un rappel annuel (35). 1.1.6 - Protocole vaccinal Deux protocoles de vaccination ont été mis en place dans cette étude : un protocole A (concernant les animaux du lot A) et un protocole B (concernant les animaux du lot B). Protocole A : dose chat Les tigres et lions du lot A reçoivent à J0, une dose unique (dose chat) de Feligen® CRP et Rabigen Mono®, mélangés dans la même seringue, par voie souscutanée au niveau de la scapula et une dose unique de Leucogen®, séparément, par voie sous-cutanée au niveau de l’épaule. Trois semaines plus tard, à J21, les animaux reçoivent une dose "chat" de Feligen® CRP et une dose "chat" de Leucogen®. La vaccination contre le coryza, la panleucopénie et la leucose comprend donc deux injections à trois semaines d’intervalle, la vaccination antirabique ne comprend qu’une seule injection. Protocole B : double dose Les tigres et lions du lot B reçoivent à J0, une double dose de Feligen® CRP et Rabigen Mono®, mélangés dans la même seringue par voie sous-cutanée au niveau de la scapula et une double dose de Leucogen®, séparément, par voie sous-cutanée au niveau de l’épaule. Trois semaines plus tard, à J21, les animaux reçoivent une double dose de Feligen® CRP et une double dose de Leucogen®. Le lieu d’injection des vaccins a été noté afin de pouvoir repérer précisément les réactions locales post-vaccinales. 1.2 - Animaux 1.2.1 - Choix des animaux Dix-neuf grands Félins du parc animalier " Planète Sauvage " de Port-Saint-Père (44, France) ont été utilisés dans cette étude : 8 tigres et 11 lions. Ces deux espèces vivent dans deux enclos séparés, herbus et de grande surface, dans lesquels ils sont sortis pendant la journée. 115 L’enclos des tigres possède une marre dans laquelle les animaux peuvent boire et se baigner. L'enclos des lions ne possède pas de point d'eau. Les enclos sont entièrement murés. La nuit, les animaux sont rentrés en cages de 9 m2, dans le même bâtiment. Les cages des tigres sont séparées de celles des lions par un couloir de 3 mètres de large. Les cages ne sont pas définies par individu au départ, chaque animal change de cage tous les jours. Cependant, les cages des lions ne servent jamais aux tigres, et inversement. Tous les animaux sont nourris à l’aide de viande fraîche (vache, bœuf) et de carcasses entière (poulets, lapins…). Le nom, le sexe, l’espèce, les dates de naissance et d’entrée dans le parc sont regroupés dans le tableau n°6. Avant d’être inclus dans l’étude, les animaux ont été examinés cliniquement à J-21 et tous présentaient un bon état général. Aucun animal n’avait présenté d’affections graves les mois précédents. L’âge des tigres était compris entre 7 et 9 ans. Les huit tigres étaient des mâles, 6 castrés et 2 entiers. Leur poids a été estimé à 150-180 kg. L’âge des lions était compris entre 2 et 7 ans (4 ans en moyenne). Le groupe des lions était composé de 4 mâles, 2 castrés et 2 entiers, et 7 femelles. Leur poids a été évalué à 120 kg pour les femelles et 180 kg pour les mâles. Les animaux nés au parc n'avaient jamais été vaccinés auparavant (individus nés après 1992). Les individus introduits dans le parc avaient un passé vaccinal inconnu mais n'ont en tout cas pas été vaccinés depuis leur acquisition en 1992. Il est pratiquement certain que les tigres n'ont jamais été vaccinés avant leur acquisition. Un doute existe pour le tigre n°7 (Torque) qui aurait pu être vacciné une fois avant 1992. Les lions n° 14, 16 et 19 n'étant pas nés au parc, leur passé vaccinal reste inconnu. Il est possible qu'ils aient été vaccinés avant 1992. 116 NOM DATE DE NAISSANCE DATE D'ENTREE SEXE GROUPE DANS L'ETUDE TIGRE (7) TIGRE (4) TIGRE (8) TIGRE (1) TIGRE (3) TIGRE (5) TIGRE (6) TIGRE (2) TORQUE FEUFOLET MOZART SPOK SOLO TITUS ALDO DOG 01/01/1989 01/01/1991 01/01/1991 01/01/1991 01/01/1991 01/01/1991 01/01/1991 01/01/1991 27/03/1992 18/04/1992 18/04/1992 18/04/1992 18/04/1992 18/04/1992 18/04/1992 18/04/1992 Mâle castré Mâle entier Mâle entier Mâle castré Mâle castré Mâle castré Mâle castré Mâle castré BT AT BT BT AT AT BT AT LION (14) LION (19) LION (16) LION (15) LION (9) LION (18) LION (13) LION (10) LION (17) LION (11) LION (12) LEA CLEO TAIGA MALIKA ANGIO AXEL CLOE LULU TAQUINE THEO TATOO 01/07/1991 01/07/1991 01/07/1991 26/06/1994 07/10/1994 07/10/1994 08/09/1995 30/10/1996 16/06/1996 16/06/1996 16/06/1996 22/04/1992 22/04/1992 22/04/1992 26/06/1994 07/10/1994 07/10/1994 08/09/1995 30/10/1996 16/06/1996 16/06/1996 16/06/1996 Femelle Femelle Femelle Femelle Mâle entier Femelle Femelle Mâle entier Femelle Mâle castré Mâle castré BL BL AL AL BL BL AL AL BL BL AL ESPECE (N°) Tableau n°6: descriptif des animaux inclus dans l'étude 117 1.2.2 - Constitution des lots Les animaux ont été répartis en 4 groupes (cf tableau n°6): - un lot de tigres recevant une dose simple (dose chat) de vaccin à la primovaccination et au premier rappel (AT), un lot de tigres recevant une double dose de vaccin à la primo-vaccination et au premier rappel (BT), un lot de lions recevant une dose simple de vaccin à la primo-vaccination et au premier rappel (AL), un lot de lions recevant une double dose de vaccin à la primo-vaccination et au premier rappel (BL) Ces quatre groupes sont réunis en deux lots : - le lot A (animaux soumis au protocole A : dose chat de vaccin) = AT + AL le lot B (animaux soumis au protocole B : double dose de vaccin) = BT + BL La répartition des animaux dans les groupes s’est effectuée de façon aléatoire par tirage au sort parmi les femelles, les mâles castrés et les mâles entiers. Chaque groupe était donc composé d’un même nombre de mâles entiers, de mâles castrés et de femelles sauf un groupe de lions comprenant une femelle supplémentaire. La répartition a été la suivante : - Groupe AL : 3 femelles (n° 13, 15, 16), 1 mâle entier (n°10), 1 mâle castré (n°12) Groupe BL : 4 femelles (n°14, 17, 18, 19), 1 mâle entier (n°9), 1 mâle castré (n°11) Groupe AT : 3 mâles castrés (n°2, 3, 5), 1 mâle entier (n°4) Groupe BT : 3 mâles castrés (n°1, 6, 7), 1 mâle entier (n°8) 1.2.3 - Tests préliminaires Une première prise de sang a été effectuée avant la vaccination, à J0, afin de réaliser un test de dépistage de la leucose (FeLV), par mise en évidence de l’anitgène p27 et du virus d’immunodéficience féline (FIV) (Test ELISA FeLV/FIV). 1.2.4 - Prélèvements sanguins Tous les prélèvements sanguins nécessaires aux titrages sérologiques ont été réalisés sur animal vigile, sans anesthésie. Les Félins ont été capturés dans un sabot de contention de 4 mètres de long et 1 mètre de large, dont une des parois était mobile. Une fois l’animal bloqué dans le sabot, le membre postérieur était extrait entre deux barreaux. Les prises de sang ont été effectuées à la veine saphène interne ou externe selon la facilité d’accès. La pression des barreaux contre le membre, tenu en extension à l’aide d’une corde, a permis la compression de la veine en amont. Chaque prélèvement a été réalisé après rasage et désinfection du site. Le sang a été prélevé sur tube sec. Chaque animal a été capturé et prélèvé une fois avant la première injection vaccinale (J0) puis à J21, avant la seconde injection vaccinale, puis à J42, J150 et 118 J400. Chaque prélèvement représente 20 mL de sang. Après le prélèvement sanguin, les tubes ont été placés dans une couveuse à la température de 30°C pendant 30 minutes, afin de favoriser la formation du caillot sanguin. Une fois le sang coagulé, les tubes ont été centrifugés à 3 000 tours/minute pendant 15 minutes et le sérum prélevé à la seringue. Chaque sérum a ensuite été placé dans un tube sec et congelé à -18°C avant d’être envoyé en emballage réfrigéré pour analyse. Chaque tube a été identifié par un numéro. Les analyses ont donc été effectuées en aveugle. Les prélèvements sanguins ont été réalisés par lot de 6 ou 7 animaux sur une matinée par semaine. Les 19 félidés de l’étude ont donc été prélevés sur trois semaines à chaque fois. 1.2.5 - Suivi clinique des animaux vaccinés Tous les animaux inclus dans l’étude ont été vermifugés à l’aide de deux injections d’ivermectine (IVOMEC ND, 200 µg/kg, IM), la première à trois semaines avant la première injection vaccinale et une à J0. Pendant les 421 jours de l’étude, des examens cliniques réguliers ont été réalisés sur chacun des Félins suivis. Tous les signes cliniques observés ont été reportés sur une fiche clinique individuelle (cf annexes 1 et 2). Le suivi médical comprenait un examen clinique local réalisé visuellement à distance (douleur après injection, prurit après injection, induration – tuméfaction du site d’injection, autres signes) et un examen clinique général (température, appétit, comportement, écoulement oculaire, écoulement nasal, toux, vomissements, consistance des selles, symptômes cutanés généraux, autres symptômes généraux). Pour des raisons techniques et de sécurité, la prise de température n’a pu être réalisée pendant l’étude. Les symptômes observés entre J0 (juste après l’injection du vaccin) et J21 (avant la seconde injection) ont été reportés dans la colonne J0. Les symptômes observés entre J21 (après la seconde injection) et J42 ont été reportés dans la colonne J21. Les symptômes observés après J42 ont été reportés dans la colonne J42. A chaque observation clinique, la date et la durée des symptômes ont été précisées. 1.3 - Titrages sérologiques Les titrages sérologiques ont été basés sur la recherche et le dosage des anticorps neutralisants par diverses techniques de laboratoire (Immunofluorescence indirecte, inhibition des effets cytopathogènes, ELISA). 1.3.1 - Titrage des anticorps neutralisants contre la rage Le titrage des anticorps antirabiques a été réalisé par l'AFSSA Nancy. Le suivi sérologique a été réalisé par dosage des anticorps antirabiques par technique de séroneutralisation sur cellule (Rapid Fluorescent Focus Inhibition Test). Les résultats sont exprimés en Unités Internationales par mL (UI/mL) après comparaison avec un sérum de référence délivré par l'Organisation Mondiale de la Santé (46). 119 1.3.2 - Titrage des anticorps neutralisants contre la calicivirose Le titrage en anticorps anti-calicivirus a été réalisé par inhibition des effets cytopathogènes. Sur une plaque de microtitrage de 96 puits, 50 microlitres de sérum sont dilués au 1/8 dans un milieu L15 Mac Coy à 0% de SFB (sérum de foetus bovin). Puis des dilutions sériées de raison 2 sont effectuées (1/8 au 1/256) sous un volume final de 200 µl. Des quantités égales de sérum dilué sont mélangées à des quantités égales de calicivirus félin (100 à 502 DICP50 /200 µl). Le mélange sérum + calicivirus est ensuite incubé pendant 1 heure à 36,5°C +/-1°C en atmosphère humide à 5% de CO2. Le virus infectieux résiduel est titré sur cellules CRFK distribué sur une plaque de microtitrage de 96 puits après 6 jours à 36°5 +/-1°C en atmosphère humide à 5% de CO2. L'analyse des données a été effectuée comme suit : Le titre de séroneutralisation correspond à la dernière dilution de sérum qui neutralise les virus et est calculé selon la méthode de Spearman et Kärber. - Les chats sont considérés négatifs quand le titre est inférieur à 100.9 (seuil de détection). - 1.3.3 - Titrage des anticorps neutralisants contre la rhinotrachéite Le titrage en anticorps anti-herpesvirus a été réalisé par inhibition des effets cytopathogènes. Sur une plaque de microtitrage de 96 puits, 200 microlitres de sérum sont dilués au 1/2 dans un milieu L15 Mac Coy à 0% de SFB. Des dilutions sériées de raison 2 sont ensuite effectuées (1/2 au 1/64) sous un volume final de 200 µl. Des quantités égales de sérum dilué sont mélangées à des quantités égales de virus de la rhinotrachéite (100 à 502 DICP50/réaction). Le mélange sérum + herpesvirus est ensuite incubé pendant 1 heure à 36,5°C +/-1°C en atmosphère humide à 5% de CO2 puis à 4°C +/-2°C. Le virus résiduel est titré sur cellules CRFK distribué sur une plaque de microtitrage de 96 puits après 6 jours à 36°5 +/-1°C en atmosphère humide à 5% de CO2. L'analyse des données a été effectuée comme suit : - Le titre de séroneutralisation correspond à la dernière dilution de sérum qui neutralise les virus et est calculé selon la méthode de Spearman and Kärber. - Les chats sont considérés négatifs quand le titre est inférieur à 100.3 (seuil de détection). 120 1.3.4 - Titrage des anticorps neutralisants contre la panleucopénie Le titrage en anticorps anti-parvovirus a été réalisé par test ELISA. Sur une plaque de microtitrage de 96 puits, 50 microlitres de sérum sont dilués au 1/5 dans un milieu L15 Mac Coy à 0% de SFB. Puis des dilutions sériées de raison 5 sont effectuées (1/5 au 1/15625) chacune dans un volume final de 200 µl. Des quantités égales de sérum dilué sont mélangées à des quantités égales de virus de la panleucopénie (100 à 502 DICP50 /réaction). Le mélange sérum + parvovirus félin est ensuite incubé pendant 1 heure à 36,5°C +/-1°C en atmosphère humide à 5% de CO2. Le virus résiduel est mélangé (50 μL) à une suspension de cellules CRFK au 1/6 dans 200μL de milieu L15 Mac Coy à 0% de SFB distribué sur une plaque de microtitrage de 96 puits (6 puits par dilution) et mis en incubation pendant 6 jours à 36°5 +/-1°C en atmosphère humide à 5% de CO2. Les plaques sont ensuite fixées avec de l'alcool absolu, incubées 20 minutes à température ambiante dans de l'alcool, puis lavées avec du PBS Mérieux (solution tampon de sels de phosphate) avant une incubation dans du PBS Mérieux pendant 10 minutes à température ambiante. 100 µl d'IgG anti-parvovirus souris sont ensuite ajoutés dans chaque puit et incubés pendant 1 heure à 36,5°C+/-1 en atmosphère humide à 5% de CO2. Les plaques sont à nouveau lavées avec du PBS Mérieux puis 100µl de conjugués (antiIgG de souris couplés à la peroxydase dilué au 1/1000) sont ajoutés dans chaque puit et incubé 1 heure à 36°5 +/-1°C en atmosphère humide à 5% de CO2. La plaque est alors lavée avec du PBS Mérieux et révélée par coloration avec un substrat spécifique. L'analyse des données a été effectuée comme suit : - Le titre de séroneutralisation correspond à la dernière dilution de sérum qui neutralise les virus et est calculé selon la méthode de Spearman and Kärber. - Les chats sont considérés négatifs quand le titre est inférieur à 100.7 (seuil de détection). 1.3.5 - Titrage des anticorps neutralisants contre la leucose Le titrage en anticorps anti-FeLV a été réalisé par test ELISA (26). Un volume de 0,1 mL de protéine recombinante (1 μg/mL) dans du PBS est placé dans chaque puits de plaques de microtitrage de 96 puits pendant 18 heures à 4°C. Les plaques sont lavées deux fois avec du PBS. Tous les puits sont remplis de 0,15 mL de diluant (sérum de chèvre à 10% dans du PBS) pendant 1 heure à température ambiante (20-22°C). Les plaques sont ensuite lavées 4 fois à l’aide de Tween-20 à 0,05%. Des dilutions en séries au 1/5 des sérums sont ensuite effectuées dans 0,1mL de diluant, et mises en incubation pendant 2 heures à température ambiante. Les plaques sont ensuite lavées 4 fois à l’aide de Tween-20 à 0,05% et incubées avec 0,1 mL de conjugué par puits (anticorps secondaires : immunoglobulines préparées 121 sur chèvre, puis purifiées, marquées et couplés à la peroxydase) pendant 1 heure à température ambiante. Une nouvelle série de 4 lavages à l’aide de Tween-20 à 0,05% est réalisé, suivi de 2 lavages à l’eau. Les plaques sont ensuite révélées par coloration avec un substrat spécifique (tetraméthylbenzidine). Les titres sont déterminés par les dilutions entraînant une absorbance supérieure de 0,3 du puits témoin (contenant le sérum en incubation sans antigène). 1.4 - Epreuves virulentes Aucune épreuve virulente après vaccination n'a été réalisée sur les tigres et lions de l'étude. La valeur écologique et économique de ces espèces a empêché une telle expérimentation. 122 2 - Résultats 2.1 - Suivi clinique des animaux vaccinés Les résultats du suivi clinique des animaux vaccinés sont regroupés dans le tableau n° 7. 123 Suivi clinique J0 J21 (CRP/R/Leuc) J42 (CRP/Leuc) Examen clinique local score = 0 score = 1 score = 2 score = 3 score = 0 score = 1 score = 2 score = 3 score = 0 score = 1 score = 2 score = 3 Douleur après injection Prurit après injection Induration (tuméfaction) Autres signes locaux 19/19 19/19 19/19 19/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 19/19 19/19 19/19 19/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 19/19 19/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 nm 19/19 19/19 19/19 19/19 19/19 19/19 19/19 19/19 18/19 nm 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 nm 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 nm 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 1/19 nm 18/19 18/19 19/19 19/19 19/19 17/19 19/19 19/19 19/19 nm 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 1/19 0/19 0/19 0/19 nm 1/19 1/19 0/19 0/19 0/19 1/19 0/19 0/19 0/19 nm 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 nm 18/19 18/19 19/19 19/19 19/19 18/19 18/19 18/19 18/19 nm 1/19 1/19 0/19 0/19 0/19 0/19 1/19 1/19 1/19 nm 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 1/19 0/19 0/19 0/19 nm 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 0/19 Examen clinique général Température rectale Appétit Comportement Ecoulement occulaire Ecoulement nasal Toux Vomissements Consistance des selles Symptômes cutanés généraux Autres sym ptôm es généraux nm : non mesuré J0 : après la première injection vaccinale et avant la seconde injection vaccinale J21 : entre la seconde injection vaccinale et J42 J42 : 3 semaines après la seconde injection et jours suivants Tableau 7 : suivi clinique des 19 animaux vaccinés. Le tableau présente le nombre d'individus présentant les symptômes décrits, selon les scores précédement établis (scores = 0, 1, 2 ou 3) et le temps après vaccination (J0, J21, J42). 124 2.1.1 - Résultats de l’examen clinique local L’examen clinique local réalisé quotidiennement entre J0 et J42 n’a rien révélé d’anormal chez les animaux du groupe A comme du groupe B. Aucun animal (0/19 (0%)) n’a présenté de douleur, ni de prurit après l’injection et aucune induration du site d’injection n’a été observée. Les 19 animaux n’ont montré aucun autre signe local. 2.1.2 - Résultat de l’examen clinique général La grande majorité des animaux n’a pas présenté de signes cliniques généraux pendant la période d’observation clinique (de J0 à J60). Quelques tigres et lions ont présenté des symptômes peu spécifiques, souvent modérés et transitoires, répondant rapidement à un traitement symptomatique : - Température : la prise de température n’a pas été réalisée pour des raisons de sécurité. - Appétit : à J0, aucun animal ne présentait de modification de l’appétit. A J21 et J42, 94,7% des animaux (18/19) avaient un appétit normal. Une lionne (n°14) a présenté une anorexie à J34 et une baisse d’appétit à J42. - Comportement : à J0, aucun animal ne présentait de modification du comportement. A J21 et J42, 94,7% des animaux (18/19) avaient un comportement normal. Une lionne (n°14) a présenté une phase de prostration à J34. Un tigre (n°4) a présenté une période d’agitation (léchage de l‘extrémité de la queue) pendant trois jours à J42. - Ecoulement oculaire et nasal : aucun animal n’a présenté d’écoulement oculaire ou nasal. - Toux : aucun animal n’a présenté de toux. - Vomissements : à J0, aucun animal ne présentait de vomissements. A J21, 89,5% des animaux (17/19) ne présentaient pas de vomissements. Une lionne (n°14) présentait à J33 et J34 des vomissements en dehors des repas et un lion (n°10) a présenté des vomissements après les repas, à J40. A J42, 94,7 % des animaux (18/19) ne présentaient pas de vomissements. Un lion (n°12) présentait des vomissements hémorragiques en dehors des repas de J51 à J58. - Consistance des selles : à J0 et J21, aucun animal ne présentait de modification de la consistance des selles. A J42, 94,7% des animaux (18/19) présentaient des selles de consistance normale. Un cas de selles molles accompagnées de méléna a été observé chez un lion (n°12) à J51. - Symptômes cutanés généraux : à J0 et J21, aucun symptôme cutané n’a été observé chez les 19 animaux vaccinés. A J42, un tigre (n°4) présentait un prurit et un léchage de l‘extrémité de la queue pendant trois jours. 125 - Autres symptômes généraux : A J0, 94,7% des animaux (18/19) ne présentaient pas de symptômes généraux. Une lionne (n°17) a mis bas (entre J18 et J20) un lionceau mort-né et deux lionceaux n’ayant pas survécus les jours suivants. A J21, aucun animal ne présentait de signes généraux. A J42, une lionne (n°18) présentait une plaie à une griffe du membre antérieur droit, aucun autre animal ne présentait de symptômes particuliers. Aucun signe clinique des maladies contre lesquelles les animaux avaient été vaccinés n’a été observé durant les 52 semaines suivant la vaccination. 2.1.3 - Symptômes et traitement des animaux malades pendant l’étude Six animaux, signalés précédemment, ont montré des signes d’affections diverses pendant l’étude. - Le tigre n°4, mâle de 7 ans, a montré à J42 un léchage de l’extrémité de la queue, pendant trois jours, probablement dû à une plaie. Les symptômes ont régressé rapidement sans traitement médical. - Le lion n°10, mâle de 2 ans, a montré des vomissements après les repas, à J40. Les symptômes ont régressé rapidement sans traitement médical. - Le lion n°12, mâle castré de 2 ans, a présenté à J50, des vomissements hémorragiques, des selles molles et du méléna. L’animal à reçu des antibiotiques (amoxycilline, DUPHAMOX®), des antihémorragiques (Etamsylate, HEMOCED®), des anti-inflammatoires (flunixine, FINADYNE®) et a été mis à la diète 3 jours puis nourri à la viande rouge uniquement. Cinq jours plus tard, quelques vomissements hémorragiques ont été observés, le lion a été mis à la diète. Les vomissements ont cessé à J58. - La lionne n°14, femelle de 7 ans, a présenté à J34, une anorexie, une prostration et des vomissements. Ces symptômes ont été reliés à une métrite ; l’animal avait mis bas en juillet. L’animal a reçu un traitement antibiotique (amoxycilline, DUPHAMOX®). L’appétit et l’état général sont redevenus normaux au bout d’une douzaine de jours. - La lionne n°17, femelle de 2 ans, a, entre J18 et J20, une mise bas anormale, avec un lionceau mort-né et deux lionceaux morts quelques temps après la naissance. La lionne n’a reçu aucun traitement médical. - La lionne n°18, femelle de 4 ans, a présenté une plaie à l’antérieur droit. Cette blessure a cicatrisé rapidement, à l’aide d’une désinfection locale et d’un traitement antibiotique (amoxycilline, DUPHAMOX®). 126 2.1.4 - Symptômes et traitement des animaux malades avant la première injection vaccinale Deux animaux présentaient des signes de maladie ou de blessure à J0, avant la première injection de vaccin. - La lionne n°18, femelle de 4 ans, présentait un état fébrile et des vomissements blanchâtres et mousseux. L’animal a reçu des antibiotiques (amoxycilline, DUPHAMOX®), des anti-inflammatoires (flunixine, FINADYNE®) et des protecteurs hépatiques (cholérétiques, ORNIPURAL®). Les symptômes ont régressé dès le lendemain. - Le tigre n°6, mâle castré de 7 ans, présentait à J0, avant l’injection vaccinale, un hématome à l’épaule gauche. Ces animaux ont été maintenus dans l’étude et n’ont par la suite montré aucun signe de maladie. 2.2 - Sérologies 2.2.1 - Vaccination contre la leucose féline 2.2.1.1 - Recherche de l’antigène p27 avant vaccination Les résultats du test ELISA, visant à mettre en évidence l’antigène p27 avant la première injection vaccinale ont tous été négatifs, pour l’ensemble des animaux testés (tigres et lions) (Annexe 3). 2.2.1.2 - Titrage en anticorps anti-p45 avant vaccination Le dosage des anticorps anti-p45 avant la première injection vaccinale (J0) s’est révélé négatif pour l’ensemble des animaux testés (tigres et lions) (Annexe 4). 2.2.1.3 - Titrage en anticorps anti-p45 à J42 Le dosage des anticorps anti-p45 trois semaines après la seconde injection de primo-vaccination (J42) s’est révélé négatif pour l’ensemble des animaux testés du lot A comme du lot B (Annexe 4). 2.2.2 - Vaccination contre la rage Les titrages en anticorps antirabiques sont exprimés en unités internationales par millilitre (UI/mL). Ces résultats sont présentés dans les annexes 5, 9, 10, 17, 18. Le titrage de la vaccination antirabique est effectué selon un protocole international, et toujours exprimé en UI/mL (Unités Internationales). Selon les recommandations de l'OMS, la protection contre l'infection virale est déterminée par un taux en anticorps supérieur à 0,5 UI/mL. Cependant, il est communément admis 127 et prouvé qu'un taux supérieur à 0,1 UI/mL assure une protection complète contre le virus rabique (45, 54). 2.2.2.1 - Réponse immunitaire chez les tigres 2.2.2.1.1 - Titres à J0 A J0, avant vaccination, tous les tigres (du lot A comme du lot B) présentent des taux en anticorps antirabiques nuls (< 0,02 UI/mL) ou considérés comme négligeables (≤ 0,04 UI/mL). Il n'existe pas de différence significative entre les titres des lots A et B à J0 (p=0,85, test de Mann-Whitney). 2.2.2.1.2 - Réponse à J42 A J42, tous les tigres (du lot A comme du lot B) présentent des titres supérieurs au seuil de protection (0,5 UI/mL). La moyenne des titres est de 1,51 UI/mL (S=1,02) pour le lot A, et 1,91 UI/mL (S=1,28) pour le lot B. A J42, il n'existe pas de différence significative entre les titres des tigres du lot A et ceux du lot B (p=0,56, test de Mann-Whitney). Entre J0 et J42, les taux en anticorps augmentent de façon évidente. Il existe une différence significative entre les titres à J0 et à J42 pour le lot A comme pour le lot B (P=0,018, test de Mann-Whitney). 2.2.2.1.3 - Réponse à J400 Pour les tigres du lot A à J400, trois animaux montrent des titres inférieurs à 0,5 UI/mL (tigres n°2, n°4, n°5), un seul tigre présente un titre supérieur à 0,5 UI/mL. Les trois tigres pourraient donc être considérés comme non protégés, selon les seuils préconisés par l'OMS. Cependant, tous les tigres présentent des titres très supérieurs à 0,1 UI/mL (moyenne = 0,53 UI/mL, S=0,28), et peuvent raisonnablement être toujours considérés comme protégés contre l'infection rabique à J400. Pour les tigres du lot B à J400, un individu présente un taux d'anticorps inférieur à 0,5 UI/mL (tigre n°6), trois tigres présentent un titre supérieur à 0,5 UI/mL. Cependant, tous les tigres présentent des titres très supérieurs à 0,1 UI/mL (moyenne = 0,66 UI/mL, S=0,3), et peuvent, pour les raisons précédemment citées, être considérés comme protégés contre l'infection rabique à J400. A J400, il n'existe pas de différence significative entre les titres des tigres du lot A et ceux du lot B (p=0,66, test de Mann-Whitney). En considérant les normes de l'OMS, il est possible de distinguer 3 individus sur 4 non protégés à J400 dans le groupe A, et 1 individu sur 4 non protégé dans le groupe B. Cette différence n'est cependant pas significative et peut être due au hasard, à cause du faible nombre d'individus testés (p=0,48, Test de Fisher). 128 Pour les tigres du lot A, entre J42 et J400, trois individus montrent une baisse des titres en anticorps, et un individu présente une augmentation du titre. La baisse des titres entre J42 et J400 pour le lot A est à la limite de la significativité (p=0,057, test de Mann-Whitney). Pour les tigres du lot B, entre J42 et J400, trois individus montrent une baisse des titres en anticorps, et un individu présente un taux d'anticorps stable. La baisse des titres entre J42 et J400 pour le lot B est significative (p=0,028, test de MannWhitney). 2.2.2.2 - Réponse immunitaire chez les lions 2.2.2.2.1 - Titres à J0 A J0, avant vaccination, tous les lions (du lot A comme du lot B) présentent des taux en anticorps antirabiques nuls (< 0,02 UI/mL) ou considérés comme négligeables (≤ 0,05 UI/mL). Seul un animal présente un titre de 0,14 UI/mL. Il n'existe pas de différence significative entre les titres des lots A et B à J0 (p=0,44, test de Mann-Whitney). 2.2.2.2.2 - Réponse à J42 A J42, tous les lions (du lot A comme du lot B) présentent des titres supérieurs au seuil de protection (0,5 UI/mL). La moyenne des titres est de 11,8 UI/mL (S=4,70) pour le lot A, et 6,9 UI/mL (S=2,14) pour le lot B. A J42, il n'existe pas de différence significative entre les titres des lions du lot A et ceux du lot B (p=0,09, test de Mann-Whitney). Entre J0 et J42, les taux en anticorps augmentent de façon évidente. Il existe une différence très significative entre les titres à J0 et à J42, pour le lot A comme pour le lot B (P=0,006 et p=0,005 respectivement, test de Mann-Whitney). 2.2.2.2.3 - Réponse à J400 Pour les lions du lot A à J400, un individu montre un taux d'anticorps inférieur à 0,5 UI/mL (lion n°15, 0,42 UI/mL), les quatre autres animaux présentent des titres supérieurs à 0,5 UI/mL. Le lion n°15 pourrait donc être considéré comme non protégé, selon les seuils préconisés par l'OMS. Cependant, tous les lions du lot A présentent des titres très supérieurs à 0,1 UI/mL (moyenne = 2,9 UI/mL, S=2,3) et peuvent raisonnablement être toujours considérés comme protégés contre l'infection rabique à J400. Pour les lions du lot B à J400, un individu présente un taux d'anticorps inférieur à 0,5 UI/mL (lion n°9, 0,32 UI/mL), les cinq autres lions présentent des titres supérieurs à 0,5 UI/mL. Cependant, tous les lions présentent des titres très supérieurs à 0,1 UI/mL (moyenne = 1,74 UI/mL, S=1,31) et peuvent, pour les raisons précédemment citées, être considérés comme protégés contre l'infection rabique à J400. 129 A J400, il n'existe pas de différence significative entre les titres des lions du lot A et ceux du lot B (p=0,40, test de Mann-Whitney). En considérant les normes de l'OMS, il est possible de distinguer 1 individu sur 5 non protégé à J400 dans le groupe A, et 1 individu sur 6 non protégé dans le groupe B. Cette différence n'est pas significative (p=1, Test de Fisher). Les cinq individus du lot A montrent une baisse des titres en anticorps, entre J42 et J400. La baisse des titres est significative (p=0,014, test de Mann-Whitney). Les six lions du lot B, montrent une baisse des titres en anticorps, entre J42 et J400. La baisse des titres est très significative (p=0,0046, test de Mann-Whitney). 2.2.2.3 - Comparaison Tigres - Lions 2.2.2.3.1 - Animaux du lot A L'étude des titres en anticorps des tigres et des lions du lot A permet de mettre en évidence : - une absence de différence significative entre les titres à J0 (P>0,99, test de Mann-Whitney), - une différence significative entre les titres des lions et les titres des tigres à J42 (P=0,013, test de Mann-Whitney), les titres des lions étant plus élevés que ceux des tigres, - une absence de différence significative entre les titres des lions et les titres des tigres à J400 (P=0,08, test de Mann-Whitney). 2.2.2.3.2 - Animaux du lot B L'étude des titres en anticorps des tigres et des lions du lot B permet de mettre en évidence : - une absence de différence significative entre les titres à J0 (P=0,47, test de Mann-Whitney), - une différence significative entre les titres des lions et les titres des tigres à J42 (P=0,013, test de Mann-Whitney), les titres des lions étant plus élevés que ceux des tigres, - une absence de différence significative entre les titres des lions et les titres des tigres à J400 (P=0,07, test de Mann-Whitney). 2.2.3 - Vaccination contre la calicivirose Les titrages en anticorps anti-calicivirus sont exprimés en 10x. Ces résultats sont présentés dans les annexes 6, 11, 12, 19, 20. L'analyse statistique a été réalisée à partir des log de chacun de ces résultats. 130 2.2.3.1 - Réponse immunitaire chez les tigres 2.2.3.1.1 - Titres à J0 A J0, avant vaccination, tous les tigres (du lot A comme du lot B) présentent des anticorps contre le calicivirus. La moyenne des titres du lot A (Log des titres) est de 2,01 (S=0,72), celle du lot B de 1,89 (S=0,80). Il n'existe pas de différence significative entre les titres des lots A et B à J0 (p=0,56, test de Mann-Whitney). 2.2.3.1.2 - Réponse à J42 Hormis le tigre n°3 (lot A), tous les tigres (du lot A comme du lot B) présentent des titres en anticorps à J42. La moyenne des titres du lot A (Log des titres) est de 1,54 (S=1,23), celle du lot B de 1,49 (S=0,54). A J42, il n'existe pas de différence significative entre les titres des tigres du lot A et ceux du lot B (p>0,99, test de Mann-Whitney). Entre J0 et J42, les taux en anticorps baissent pour tous les tigres du lot A, et baissent ou stagnent pour ceux du lot B. Il n'existe pas de différence significative entre les titres à J0 et à J42 pour les individus du lot A comme pour ceux du lot B (p=0,39 et p=0,38 respectivement, test de Mann-Whitney). 2.2.3.1.3 - Réponse à J400 Tous les tigres montrent des taux d'anticorps à J400. La moyenne des titres du lot A (Log des titres) est de 1,81 (S=0,62), celle du lot B de 1,92 (S=0,82). Il n'existe pas de différence significative entre les titres du lot A et ceux du lot B à J400 (p=0,29, test de Mann-Whitney). Pour les tigres du lot A, entre J42 et J400, trois individus sur les quatre montrent une augmentation des titres en anticorps et un individu présente une diminution du titre. Il n'existe cependant pas de différence significative entre les taux à J42 et J400 pour les tigres du lot A (p=0,56, test de Mann-Whitney). Pour les tigres du lot B, entre J42 et J400, trois individus sur les quatre montrent une augmentation des titres en anticorps, et un individu présente une diminution du titre. Il n'existe cependant pas de différence significative entre les taux à J42 et J400 pour les tigres du lot B (p=0,56, test de Mann-Whitney). 131 2.2.3.2 - Réponse immunitaire chez les lions 2.2.3.2.1 - Titres à J0 A J0, avant vaccination, 5 lions sur 10 présentent des anticorps contre le calicivirus. La moyenne des titres du lot A (Log des titres) est de 0,35 (S=0,48), celle du lot B de 0,79 (S=0,76). Il n'existe pas de différence significative entre les titres des lots A et B à J0 (p=0,26, test de Mann-Whitney). 2.2.3.2.2 - Réponse à J42 A J42, 8 lions sur 11 présentent des titres en anticorps. Les trois lions présentant des titres nuls à J42 (lions n°9, 13, 15) ne présentaient pas non plus d'anticorps à J0. La moyenne des titres du lot A (Log des titres) est de 0,70 (S=0,89), celle du lot B de 1,64 (S=1,47). A J42, il n'existe pas de différence significative entre les titres des lions du lot A et ceux du lot B (p=0,2, test de Mann-Whitney). Entre J0 et J42, pour les lions du lot A, les taux en anticorps baissent pour un individu, augmentent pour un individu et stagnent pour trois individus. Il n'existe pas de différence significative entre les titres à J0 et à J42 pour les individus du lot A (P=0,50, test de Mann-Whitney). En éliminant les lions du lot A qui présentaient déjà des anticorps à J0 (lions n°12 et 16), on constate qu'un seul individu montre une réaction sérologique et les deux autres ne montrent toujours aucun anticorps. Cette variation n'est pas significative (p=0,32, Test de Mann-Whitney). Entre J0 et J42, pour les lions du lot B, les taux en anticorps augmentent pour trois individus, diminuent pour un individu et stagnent pour un individu. Il n'existe pas de différence significative entre les titres à J0 et à J42 pour les individus du lot B (P=0,35, test de Mann-Whitney). En éliminant les lions du lot B qui présentaient déjà des anticorps à J0 (lions n°11, 14, 18), on constate qu'un seul individu montre une réaction sérologique, le second lion ne montre toujours aucun anticorps. Cette variation n'est pas significative (p=0,32, Test de Mann-Whitney). 2.2.3.2.3 - Réponse à J400 Tous les lions montrent des taux d'anticorps à J400. La moyenne des titres du lot A (Log des titres) est de 1 (S=0,42), celle du lot B de 1,22 (S=0,50). Il n'existe pas de différence significative entre les titres du lot A et ceux du lot B à J400 (p=0,27, test de Mann-Whitney). 132 Pour les lions du lot A, entre J42 et J400, deux individus montrent une baisse des titres en anticorps, et trois individus une augmentation du titre. Il n'existe cependant pas de différence significative entre les taux à J42 et J400 pour les lions du lot A (p=0,40, test de Mann-Whitney). Pour les lions du lot B, entre J42 et J400, trois individus montrent une augmentation des titres en anticorps, deux présentent une diminution, et le titre stagne pour l'un d'entre eux. Il n'existe cependant pas de différence significative entre les taux à J42 et J400 pour les tigres du lot B (p=0,63, test de Mann-Whitney). 2.2.4 - Vaccination contre la rhinotrachéite Les titrages en anticorps anti-herpesvirus sont exprimés en 10x. Ces résultats sont présentés dans les annexes 7, 13, 14, 21, 22. L'analyse statistique a été réalisée à partir des log de chacun de ces résultats. 2.2.4.1 - Réponse immunitaire chez les tigres 2.2.4.1.1 - Titres à J0 A J0, avant vaccination, tous les tigres du lot A et trois des quatre tigres du lot B présentent des anticorps contre l'herpesvirus. La moyenne des titres du lot A (Log des titres) est de 0,62 (S=0,25), celle du lot B de 0,41 (S=0,29). Il n'existe pas de différence significative entre les titres des lots A et B à J0 (p=0,38, test de Mann-Whitney). 2.2.4.1.2 - Réponse à J42 Tous les tigres du lot A comme du lot B présentent des titres en anticorps à J42. La moyenne des titres est de 1,55 (S=0,20) pour le lot A et 1,44 (S=0,25) pour le lot B. A J42, il n'existe pas de différence significative entre les titres des tigres du lot A et ceux du lot B (p=0,56, test de Mann-Whitney). Entre J0 et J42, les taux en anticorps augmentent pour tous les tigres du lot A et du lot B. Il existe une différence significative entre les titres à J0 et à J42 pour les individus du lot A comme pour ceux du lot B (p=0,02, test de Mann-Whitney). 2.2.4.1.3 - Réponse à J400 Tous les tigres montrent des taux d'anticorps à J400. La moyenne des titres est de 1,15 (S=0,23) pour le lot A et 1,04 (S=0,31) pour le lot B. Il n'existe pas de différence significative entre les titres du lot A et ceux du lot B à J400 (p>0,99, test de Mann-Whitney). Pour les tigres du lot A, tous les titres diminuent entre J42 et J400, Il existe une différence significative entre les taux à J42 et J400 (p=0,02, test de Mann-Whitney). 133 Pour les tigres du lot B, tous les titres diminuent entre J42 et J400. Cette baisse est cependant moins significative que celle du lot A (p=0,13, test de Mann-Whitney). 2.2.4.2 - Réponse immunitaire chez les lions 2.2.4.2.1 - Titres à J0 A J0, avant vaccination, tous les lions (lot A et lot B) présentent des anticorps contre l'herpesvirus. La moyenne des titres est de 1 (S=0,25) pour le lot A et 0,98 (S=0,31) pour le lot B. Il n'existe pas de différence significative entre les titres des lots A et B à J0 (p>0,99, test de Mann-Whitney). 2.2.4.2.2 - Réponse à J42 A J42, tous les lions présentent des titres en anticorps. La moyenne des titres est de 1,4 (S=0,26) pour le lot A et 1,48 (S=0,27) pour le lot B. Il n'existe pas de différence significative entre les titres des lions du lot A et ceux du lot B (p=0,78, test de Mann-Whitney). Tous les lions du lot A présentent une augmentation de leurs titres en anticorps entre J0 et J42. Cette augmentation est significative (p=0,04, test de Mann-Whitney). Tous les lions du lot B présentent une augmentation de leurs titres en anticorps entre J0 et J42. Cette augmentation est significative (p=0,03, test de Mann-Whitney). 2.2.4.2.3 - Réponse à J400 Tous les lions montrent des taux d'anticorps à J400. La moyenne des titres est de 1,15 (S=0,31) pour le lot A et 1,25 (S=0,19) pour le lot B. Il n'existe pas de différence significative entre les titres du lot A et ceux du lot B à J400 (p=0,71, test de Mann-Whitney). Pour les lions du lot A, entre J42 et J400, quatre individus montrent une baisse des titres en anticorps, et un individu une stagnation du titre. Il n'existe cependant pas de différence significative entre les taux à J42 et J400 pour les lions du lot A (p=0,07, test de Mann-Whitney). Pour les lions du lot B, entre J42 et J400, quatre individus montrent une baisse des titres en anticorps, et les titres stagnent pour deux d'entre eux. Il n'existe cependant pas de différence significative entre les taux à J42 et J400 pour les tigres du lot B (p=0,17, test de Mann-Whitney). 134 2.2.5 - Vaccination contre la panleucopénie Les titrages et moyennes en anticorps anti-parvovirus sont exprimés en 10x. Ces résultats sont présentés dans les annexes 8, 15, 16, 23, 24. L'analyse statistique a été réalisée à partir des log de chacun de ces résultats. 2.2.5.1 - Réponse immunitaire chez les tigres 2.2.5.1.1 - Titres à J0 A J0, avant vaccination, seul un tigre du lot B présente des anticorps contre le parvovirus félin (tigre n°8). La moyenne des titres est de 0 pour le lot A et 0,14 (S=0,29) pour le lot B. Il n'existe pas de différence significative entre les titres des lots A et B à J0 (p=0,32, test de Mann-Whitney). 2.2.5.1.2 - Réponse à J42 Tous les tigres du lot A et un des quatre tigres du lot B présentent des titres en anticorps à J42. La moyenne des titres est de 1,8 (S=0,75) pour le lot A et 1,13 (S=2,27) pour le lot B. A J42, il n'existe pas de différence significative entre les titres des tigres du lot A et ceux du lot B (p=0,23, test de Mann-Whitney). Entre J0 et J42, les taux en anticorps augmentent pour tous les tigres du lot A. Il existe une différence significative entre les titres à J0 et à J42 pour les individus du lot A (P=0,01, test de Mann-Whitney). Pour les animaux du lot B, entre J0 et J42, les taux en anticorps augmentent pour un tigre, restent nuls pour deux tigres et diminuent pour l'un d'entre eux. Ces variations ne sont pas significatives (p=0,85, test de Mann-Whitney). 2.2.5.1.3 - Réponse à J400 Tous les tigres montrent des taux d'anticorps à J400. La moyenne des titres est de 2,07 (S=1,87) pour le lot A et 3,2 (S=0,97) pour le lot B. Il n'existe pas de différence significative entre les titres du lot A et ceux du lot B à J400 (p=0,38, test de Mann-Whitney). Pour les tigres du lot A, les titres de deux des animaux diminuent entre J42 et J400, les titres des deux autres augmentent. Il n'existe cependant pas de différence significative entre les taux à J42 et J400 (p=0,77, test de Mann-Whitney). Pour les tigres du lot B, les titres d'un individu diminuent entre J42 et J400, ceux des trois autres tigres augmentent. Il n'existe cependant pas de différence 135 significative entre les taux à J42 et J400 pour les tigres du lot B (p=0,18, test de Mann-Whitney). 2.2.5.2 - Réponse immunitaire chez les lions 2.2.5.2.1 - Titres à J0 A J0, avant vaccination, deux des lions du lot A (n°15 et n°16) et deux des lions du lot B (n°14 et n°17) présentent des anticorps contre le parvovirus félin. La moyenne des titres est de 0,82 (S=1,46) pour le lot A et 0,86 (S=1,46) pour le lot B. Il n'existe pas de différence significative entre les titres des lots A et B à J0 (p=0,9, test de Mann-Whitney). 2.2.5.2.2 - Réponse à J42 A J42, 5 lions présentent des anticorps. La moyenne des titres est de 1,02 (S=1,46) pour le lot A et 1,51 (S=2,17) pour le lot B. Il n'existe pas de différence significative entre les titres des lions du lot A et ceux du lot B (p=0,62, test de Mann-Whitney). Dans le lot A, seuls les deux lions qui présentaient déjà des anticorps à J0 ont des titres positifs à J42. L'un d'eux montre une augmentation en anticorps, l'autre une diminution. Les autres lions restent avec des titres nuls. Ces variations des titres ne sont pas significatives (p>0,99, test de Mann-Whitney). Aucun des lions séronégatifs à J0 ne montre d'anticorps à J42. En éliminant ces individus séronégatifs, l'étude statistique des titres des autres lions ne révèle pas de variations significatives (p>0,99, test de Mann-Whitney). Dans le lot B, trois individus montrent des titres positifs en anticorps à J42. Deux d'entre eux présentaient des anticorps à J0, le troisième n'avait pas été testé à J0. Les lions qui ne présentaient pas d'anticorps à J0 n'en présentent pas non plus à J42. Ces variations des titres ne sont pas significatives (p=0,62, test de MannWhitney). En éliminant les individus séronégatifs, l'étude statistique des titres des autres lions ne révèle pas de variations significatives (p=0,59, test de MannWhitney). 2.2.5.2.3 - Réponse à J400 Sept des onze lions montrent des taux d'anticorps à J400. La moyenne des titres est de 1,26 (S=1,52) pour le lot A et 1,61 (S=1,75) pour le lot B. Il n'existe pas de différence significative entre les titres du lot A et ceux du lot B à J400 (p=0,57, test de Mann-Whitney). Quatre lions n'ont montré aucun titre positif en anticorps durant les 400 jours après vaccination. Trois des cinq lions du lot A présentent des anticorps à J400. Les titres augmentent entre J42 et J400 mais de façon non significative (p=0,58, test de Mann- 136 Whitney). Les deux autres individus montrent toujours des taux nuls (comme à J0 et J42). Dans le lot B, deux individus montrent une augmentation des titres, et deux autres une diminution. Les deux derniers lions présentent, comme à J0 et J42, des titres nuls. Les variations observées entre J42 et J400 pour le lot B, ne sont pas significatives (p=0,87, test de Mann-Whitney). 2.2.5.3 - Comparaison Tigres - Lions La présence d'anticorps dès J0 chez les tigres et les lions de l'étude a empêché l'étude statistique comparative des titres entre ces deux espèces. 137 3 - Discussion 3.1 - Efficacité des vaccins 3.1.1 - Vaccination contre la leucose féline (vaccin Leucogen®) Les lions et tigres de cette étude étant considérés comme sains, les résultats négatifs de la recherche de l’antigène p27 (test ELISA) peuvent être interprétés de plusieurs façons : - absence de contact avec le FeLV et absence du virus dans l’organisme guérison après une infection premiers stades d’une infection (avant la virémie) présence du virus à l’état latent Les résultats en anticorps neutralisants étant tous négatifs avant la première injection vaccinale, il est possible d’éliminer les hypothèses de guérison ou d’état de latence après infection (les animaux régresseurs et faux régresseurs présentant un taux d’anticorps significatif). L’hypothèse d’infection débutante peut aussi être écartée car les animaux n’ont montré durant l’étude aucun signe de la maladie et surtout aucun titre en anticorps neutralisants à J42. L’ensemble des Félidés testés peut donc être considéré comme indemne de virus de la leucose féline. L'hypothèse la plus probable pouvant expliquer l’absence d’anticorps neutralisants à J42 pour le lot A comme pour le lot B serait une insuffisance de stimulation immunitaire de la part du vaccin, due à une trop faible dose de vaccin utilisée. L’utilisation d’une double dose de vaccin n’a eu ici aucun effet sur la réponse sérologique. Conclusion Le vaccin Leucogen® n'a entraîné aucune réponse sérologique sur les tigres et lions de notre étude. Un autre type de vaccin, sousunités, s'est révélé immunogène chez des tigres et des guépards, ayant reçu trois injections d'une simple ou une triple double doses de vaccin par voie intra-musculaire (18, 19, 25, cf chapitre 3.5.2). Cependant, ce vaccin n'a pas montré de protection significative chez le chat domestique après épreuve virulente et son pouvoir protecteur reste donc controversé (75). Le vaccin Leucogen® a été testé à triple dose sur des chats domestiques sans effets néfastes (54). De plus, sa structure antigénique hautement purifiée et synthétisée par génie génétique en fait un vaccin d’une innocuité théoriquement parfaite, même à fortes doses (54). Une nouvelle étude, à l’aide de doses plus importantes et par voie intra-musculaire, du vaccin Leucogen® chez les Félidés sauvages permettrait peut être de mieux comprendre l'absence de réponse sérologique à cette vaccination. 138 3.1.2. Vaccination contre la rage (vaccin Rabigen mono®) L'absence d'anticorps à J0 chez les animaux étudiés traduit logiquement une absence d'exposition au virus. Le titre en anticorps du lion n°14 (0,14 UI/mL) reste surprenant. Cet animal ayant été acquis par le parc à l'âge d'un an, il est probable que cet animal ait reçu une vaccination préalable. 3.1.2.1 - Efficacité chez les tigres 3.1.2.1.1 - Réponse sérologique L'augmentation significative des titres entre J0 et J42 pour les tigres du lot A comme du lot B montre une réponse positive à la vaccination. Une exposition naturelle au virus peut être exclue (absence de cas dans la région, absence de développement ultérieur de la maladie) et une variabilité intrinsèque à la technique sérologique utilisée serait ici trop importante pour être raisonnablement considérée. Le vaccin Rabigen mono® induit donc une réponse sérologique chez le Tigre. Le pourcentage de séroconversion a été de 100% chez le Tigre dans cette étude. L'absence de différence significative entre les titres des lots A et B à J42 montre qu'il n'est pas nécessaire de doubler la dose vaccinale chez le Tigre. Une double dose de vaccin Rabigen mono® n'induit pas de réaction sérologique plus forte à J42 chez le Tigre. L'absence de différence significative entre les titres des lots A et B à J400 montre qu'il n'y a pas de meilleure persistance des taux sériques dans le temps en doublant la dose vaccinale chez le Tigre. Les taux d'anticorps baissent de façon significative entre J42 et J400 quelle que soit la dose vaccinale initiale. 3.1.2.1.2 - Protection induite par le vaccin Le vaccin Rabigen mono® induit, chez le Tigre, la production d'anticorps neutralisants à des titres considérés comme protecteurs à J42 (>0,5 UI/mL) quelle que soit la dose administrée. A J400 tous les animaux présentent des titres supérieurs à 0,1 UI/mL et peuvent donc être considérés comme protégés. Au niveau des groupes, les moyennes des titres restent supérieures à 0,5 UI/mL (tigres A = 0,53 UI/mL, tigres B = 0,66 UI/mL). A titre individuel, quatre individus ne répondent pas, à J400, aux normes de l'OMS (>0,5 UI/mL), indépendamment de la dose initialement administrée. Il est donc possible de préconiser un rappel de vaccination un an après la primo-vaccination afin de retrouver des titres sérologiques supérieurs à 0,5 UI/mL. 139 3.1.2.2 - Efficacité chez les lions 3.1.2.2.1 - Réponse sérologique L'augmentation significative des titres entre J0 et J42 pour les lions du lot A comme du lot B montre une réponse positive à la vaccination (hypothèses d'exposition au virus ou de biais de manipulation non retenues ici). Le vaccin Rabigen mono® induit donc une réponse sérologique chez le Lion. Le pourcentage de séroconversion a été de 100% dans cette étude. L'absence de différence significative entre les titres des lots A et B à J42 montre qu'il n'est pas nécessaire de doubler la dose vaccinale chez le Lion. Une double dose de vaccin Rabigen mono® n'induit pas de réaction sérologique plus forte à J42 chez le Lion. L'absence de différence significative entre les titres des lots A et B à J400 montre qu'il n'y a pas de meilleure persistance des taux sériques dans le temps en doublant la dose vaccinale chez le Lion. Les taux d'anticorps baissent de façon significative entre J42 et J400 quelle que soit la dose vaccinale initiale. 3.1.2.2.2 - Protection induite par le vaccin Le vaccin Rabigen mono® induit, chez le Lion, la production d'anticorps neutralisants à des titres considérés comme protecteurs à J42 (>0,5 UI/mL) quelle que soit la dose administrée. A J400 tous les animaux présentent des titres supérieurs à 0,1 UI/mL et peuvent donc être considérés comme protégés. Au niveau des groupes, les moyennes des titres restent supérieures à 0,5 UI/mL (lions A = 2,95 UI/mL, lions B = 1,74 UI/mL). A titre individuel, deux individus ne répondent pas aux normes de l'OMS (>0,5 UI/mL), indépendamment de la dose initialement administrée. Il est donc possible de préconiser un rappel de vaccination un an après la primo-vaccination afin de retrouver des titres sérologiques supérieurs à 0,5 UI/mL. 3.1.2.3 - Comparaison Tigre-Lion Il est surprenant de constater que la réaction immunitaire a été significativement plus importante chez les lions (du lot A comme du B) à J42 par rapport aux tigres du même groupe. La protection conférée par la vaccin est cependant aussi bonne quelle que soit l'espèce. De même, la persistance des anticorps semble meilleure chez les lions de l'étude. En effet, les différences entre les titres à J400 sont à la limite de la significativité (p=0,08 et p=0,07 pour les lots A et B respectivement), et ce à la faveur des lions. Une différence de réactivité immunitaire d'espèce est donc ici possible. 140 Conclusion La vaccination antirabique à l'aide d'une dose unique de vaccin Rabigen mono® par voie sous-cutanée induit une réponse sérologique significative et protectrice chez le Tigre et le Lion. Une double dose vaccinale n'est pas nécessaire. La persistance des anticorps est bonne à 400 jours. Un rappel annuel peut cependant être réalisé, afin de maintenir des taux d'anticorps supérieurs aux seuils préconisés. Les lions semblent réagir de façon plus importante au vaccin. En comparant notre étude à celle de Haigh (58) (vaccin inactivé produit à partir d'encéphales de souriceaux), il ne semble pas indispensable d'utiliser une double dose vaccinale ni la voie intra-musculaire avec le Rabigen mono®. 3.1.3. Vaccination contre la calicivirose (vaccin Feligen CRP®) 3.1.3.1 - Efficacité chez les tigres 3.1.3.1.1 - Réponse sérologique La présence d'anticorps anti-FCV chez tous les tigres à J0 peut s'expliquer par une exposition naturelle au virus, antérieure à la primo-vaccination. Il est pratiquement certain que sept des huit tigres n'ont jamais été vaccinés; un tigre (n°7) aurait pu avoir été vacciné dans sa première année. En tout état de cause, aucun tigre n'a été vacciné depuis 1992, c'est-à-dire 7 ans avant notre étude. La persistance des anticorps étant reconnue comme faible chez le chat domestique, il est peu probable que les titres observés à J0 soient des résidus d'anticorps postvaccinaux réalisés 7 ans auparavant, sauf si ces titres en anticorps ont été entretenus par contact avec des animaux excréteurs du virus. Une exposition naturelle répétée au virus de la calicivirose semble plus raisonnablement être à l'origine de la présence d'anticorps. Les examens cliniques répétés n'ont révélé aucun tigre malade du coryza. Les variations sérologiques observées entre J0 et J42 ne sont pas significatives pour les tigres du lot A comme du lot B. Le vaccin Feligen CRP® n'a ici induit aucune réponse sérologique contre la calicivirose. Cet échec peut être expliqué par la présence initiale d'anticorps en quantité significative chez les tigres vaccinés. Le vaccin Feligen CRP®, à virus vivant atténué, a certainement été neutralisé par les anticorps circulants. La vaccination n'a pu jouer sont rôle immunogène et ce quelle que soit la dose testée. Cette observation est comparable à celle de Wack (151), qui ne met pas en évidence de différences entre les moyennes des titres de guépards séropositifs recevant une injection d'un vaccin contre la calicivirose. Dans une étude similaire, Spencer (137) n'observe une augmentation des titres que chez 49% de guépards séropositifs avant vaccination. 141 Il n'est donc pas possible de conclure quant à l'efficacité du vaccin contre la calicivirose chez le tigre dans notre étude. Les taux continuent à varier de façon aléatoire entre J42 et J400, en augmentant, en stagnant, ou en diminuant. Ces variations, non significatives, peuvent être dues à de nouvelles expositions au virus lorsqu'elles augmentent ou à une diminution progressive des anticorps en l'absence de contact avec la souche naturelle, ou encore à une variabilité intrinsèque de la technique sérologique utilisée. 3.1.3.1.2 - Protection induite par le vaccin Une étude réalisée sur des chats domestiques (54) a montré que le vaccin Feligen CRP® induisait une réponse sérologique protectrice capable de s'opposer à une épreuve virulente réalisée 52 semaines après les deux injections de primovaccination. Les titres moyens en anticorps protecteurs (Log) étaient d'environ 1,3 à J42 et de 0,86 au moment de l'épreuve virulente (54). Dans notre étude, les tigres du lot A présentaient, avant toute vaccination, un titre moyen de 2,01 et ceux du lot B un titre moyen de 1,89. Il est alors envisageable que ces anticorps, largement supérieurs aux titres protecteurs chez le chat, aient pu neutraliser le virus vivant atténué du vaccin Feligen CRP® et annuler ainsi son pouvoir immunogène. Les titres moyens sont, de plus, restés très élevés et supérieurs à ceux observés chez le chat, durant toute l'étude. Ceci traduit une circulation possible du virus, sous forme enzootique, dans la population étudiée, sans pour autant provoquer de maladie. La réelle protection conférée par ces anticorps circulants n'a cependant pas pu être scientifiquement prouvée, faute d'épreuve virulente. 3.1.3.2 - Efficacité chez les lions 3.1.3.2.1 - Réponse sérologique La présence d'anticorps anti-FCV chez cinq des dix lions à J0 peut s'expliquer par une exposition naturelle au virus, antérieure à la primo-vaccination. Parmi ces cinq lions, trois étaient nés dans le parc et n'avaient jamais été vaccinés. Un doute peut exister quant aux deux autres lions, acquis à l'âge de 10 mois et qui pourraient avoir été vaccinés. En tout état de cause, aucun lion n'a été vacciné depuis 1992, c'est-àdire 7 ans avant notre étude. La persistance des anticorps étant reconnue comme faible chez le chat domestique, il est peu probable que les titres observés à J0 soient des résidus d'anticorps post-vaccinaux réalisés 7 ans auparavant, sauf si ces titres en anticorps ont été entretenus par contact avec des animaux excréteurs du virus. Une exposition naturelle répétée au virus de la calicivirose semble plus raisonnablement être à l'origine de la présence d'anticorps. Les examens cliniques répétés n'ont révélé aucun lion malade du coryza. Les variations sérologiques observées entre J0 et J42 ne sont pas significatives pour les lions du lot A comme du lot B. Le vaccin Feligen CRP® n'a ici induit aucune réponse sérologique contre la calicivirose. Cet échec peut être expliqué par la présence initiale d'anticorps en quantité significative chez les lions vaccinés. Le vaccin Feligen CRP®, à virus vivant atténué, a certainement été neutralisé par les anticorps circulants. La vaccination n'a pu jouer sont rôle immunogène, et ce quelle 142 que soit la dose testée. Il est aussi possible de considérer que l'administration du vaccin a joué un rôle de "rappel vaccinal" sur ces animaux déjà immunisés. Ces résultats sont comparables à ceux de Wack (151), qui ne met pas en évidence de différences entre les moyennes des titres de guépards séropositifs recevant une injection d'un vaccin contre la calicivirose. Dans une étude similaire, Spencer (137) n'observe une augmentation des titres que chez 49% de guépards séropositifs avant vaccination. Il n'est donc pas possible de conclure quant à l'efficacité du vaccin contre la calicivirose chez le lion dans notre étude. Les taux continuent à varier de façon aléatoire entre J42 et J400, en augmentant, en stagnant, ou en diminuant. Ces fluctuations, non significatives, peuvent être dues à de nouvelles expositions au virus, ou à la variabilité intrinsèque de la technique sérologique utilisée, ou encore un effet de rappel vaccinal par l'injection du vaccin. Tous les animaux présentent des anticorps à J400. Ceux qui n'en présentaient pas à J0 et J42 sont probablement entrés en contact avec le virus en milieu naturel. La période entre J0 et J400 est en effet trop importante pour penser à une réaction au vaccin. En éliminant les individus séropositifs à J0, il est possible d'étudier la réponse vaccinale chez des individus séronégatifs. Aucune réaction sérologique significative n'a cependant pu être mise en évidence entre J0 et J42. Un seul individu sur trois a montré une augmentation des titres après une dose unique de vaccin et un individu sur deux après une double dose vaccinale. Cette différence n'est cependant pas significative (p=1, Test de Fisher). Le lot d'individus séronégatifs étant très faible (3 lions A et 2 lions B), la puissance des tests statistiques visant à comparer les titres entre J0 et J42 (Test de Mann-Whitney) se retrouve très limitée. La présence de trois individus toujours séronégatifs à J42 peut donc être simplement due au hasard, en raison du faible effectif étudié (5 lions). Bush (20) observe aussi des lions ne réagissant pas au vaccin, alors que les autres individus montrent une séroconversion. 3.1.3.2.2 - Protection induite par le vaccin Dans notre étude, les lions séropositifs du lot A présentaient, avant toute vaccination, un titre moyen en anticorps de 0,87 et ceux du lot B un titre moyen de 1,31. Il est alors envisageable que ces anticorps, supérieurs ou égaux aux titres protecteurs chez le chat (54), aient pu neutraliser le calicivirus vivant atténué du vaccin Feligen CRP® et annuler ainsi son pouvoir immunogène. Les titres moyens sont, de plus, restés élevés et supérieurs ou comparables à ceux observés chez le chat, durant toute l'étude. Ceci traduit une circulation possible du virus, sous forme enzootique, dans la population étudiée, sans pour autant provoquer de maladie. La réelle protection conférée par ces anticorps circulants n'a cependant pas pu être scientifiquement prouvée, faute d'épreuve virulente. 143 Conclusion En raison de l'existence d'anticorps neutralisants présents chez les tigres et lions de notre étude avant toute vaccination et le trop faible effectif d'individus séronégatifs, il ne nous est pas possible de conclure quant aux effets du vaccin Feligen CRP® contre la calicivirose chez ces espèces. Il est fort probable que ces anticorps circulants, dont les titres étaient très élevés, aient neutralisé les effets du vaccin vivant utilisé. Les variations des taux d'anticorps observées ne semblent dues qu'à des expositions répétées au virus sauvage ou à des biais de manipulations techniques lors des titrages sérologiques ou encore à un effet de rappel de vaccination par le vaccin administré. Les Félidés de l'étude sont en contact avec le Calicivirus et ce virus a induit chez ces animaux des titres sérologiques probablement protecteurs. 3.1.4. Vaccination contre la rhinotrachéite (vaccin Feligen CRP®) 3.1.4.1 - Efficacité chez les tigres 3.1.4.1.1 - Réponse sérologique La présence d'anticorps anti-FHV chez sept des huit tigres à J0 peut s'expliquer par une exposition naturelle au virus, antérieure à la primo-vaccination. Il est pratiquement certain que ces sept tigres n'ont jamais été vaccinés. En tout état de cause, aucun tigre n'a été vacciné depuis 1992, c'est-à-dire 7 ans avant notre étude. La persistance des anticorps étant reconnue comme faible chez le chat domestique, il est peu probable que les titres observés à J0 soient des résidus d'anticorps postvaccinaux réalisés 7 ans auparavant, sauf si ces titres en anticorps ont été entretenus par contact avec des animaux excréteurs du virus. Une exposition naturelle répétée au virus de la rhinotrachéite semble plus raisonnablement être à l'origine de la présence d'anticorps. Les examens cliniques répétés n'ont révélé aucun tigre malade du coryza. Les variations sérologiques observées entre J0 et J42 (augmentation des titres) sont significatives pour les tigres du lot A comme du lot B. Il est donc possible de conclure à une réponse immunitaire au vaccin ou à une exposition de tous les individus de l'étude au virus sauvage. Cependant, aucun signe d'infection par l'herpèsvirus, ni aucun animal errant malade n'a été signalé après la primovaccination. Il est donc fort probable que le vaccin Feligen CRP® ait relancé une réponse sérologique anamnestique chez les tigres. Le pourcentage d'augmentation des titres en anticorps a été de 100% chez le Tigre dans cette étude. L'absence de différence significative entre les titres des lots A et B à J42 montre qu'il n'est pas nécessaire de doubler la dose vaccinale chez le Tigre. Une double 144 dose de vaccin Feligen CRP® n'induit pas de réaction sérologique plus forte à J42 chez le Tigre. L'absence de différence significative entre les titres des lots A et B à J400 montre qu'il n'y a pas de meilleure persistance des taux sériques dans le temps en doublant la dose vaccinale chez le Tigre. 3.1.4.1.2 - Protection induite par le vaccin Le vaccin Feligen CRP® a été testé avant son autorisation de mise sur le marché, sur un groupe de chats soumis à une épreuve virulente à l'aide d'un virus de la rhinotrachéite féline (54). Les animaux préalablement vaccinés ont gardé un bon état général après l'épreuve virulente réalisée 52 semaines après la seconde injection de primo-vaccination. Les quelques signes locaux observés étaient mineurs et significativement moins graves que ceux du groupe témoin non vacciné (54). Les titres moyens en anticorps neutralisants (Log) étaient d'environs 0,7 à J42 et de 1,8 au moment de l'épreuve virulente (54). Dans notre étude, les tigres du lot A présentaient, avant toute vaccination, un titre moyen de 0,62 et ceux du lot B un titre moyen de 0,41. Ces titres, inférieurs à ceux du chat protégé, ne semblent pas avoir eu d'influence sur la vaccination et n'ont pas annulé le pouvoir immunogène du vaccin Feligen CRP®. Les titres observés après vaccination sont comparables aux titres protecteurs du chat domestique (titre moyen à J42 de 1,55 pour le lot A et 1,44 pour le lot B, 1,8 lors de l'épreuve de virulence chez le chat (54)). A la vue de ces résultats, une protection post-vaccinale potentielle peut donc être considérée. La réelle protection conférée par ces anticorps circulants n'aurait cependant pu être scientifiquement prouvée qu'à laide d'une épreuve virulente sur les tigres vaccinés. A J400, les titres moyens diminuent à 1,15 pour le lot A et 1,04 pour le lot B. Une vaccination de rappel peut donc être préconisée à un an, afin de retrouver des taux proches de ceux protecteurs chez le chat domestique (environ 1,8 (54)). 3.1.4.2 - Efficacité chez les lions 3.1.4.2.1 - Réponse sérologique La présence d'anticorps anti-FHV chez tous les lions à J0 peut s'expliquer par une exposition naturelle au virus, antérieure à la primo-vaccination. Il est possible que les lions acquis par le parc aient été vaccinés avant 1992. En tout état de cause, aucun lion n'a été vacciné depuis 1992, c'est-à-dire 7 ans avant notre étude. La persistance des anticorps étant reconnue comme faible chez le chat domestique, il est peu probable que les titres observés à J0 soient des résidus d'anticorps post-vaccinaux réalisés 7 ans auparavant, sauf si ces titres en anticorps ont été entretenus par contact avec des animaux excréteurs du virus. Une exposition naturelle répétée au virus de la rhinotrachéite semble plus raisonnablement être à l'origine de la présence d'anticorps. Les examens cliniques répétés n'ont révélé aucun lion malade du coryza. 145 Ces titres sérologiques à J0 sont cependant significativement plus élevés que chez les tigres pour le lot A comme pour le lot B. Et les moyennes des titres sont plus importantes pour les lions. Les variations sérologiques observées entre J0 et J42 (augmentation des titres) sont significatives pour les tigres du lot A comme du lot B. Il est donc possible de conclure à une réponse immunitaire au vaccin ou à une exposition de tous les individus de l'étude au virus sauvage. Cependant, aucun signe d'infection par l'herpèsvirus, ni aucun animal errant malade n'a été signalé après la primovaccination. Il est donc fort probable que le vaccin Feligen CRP® ait relancé une réponse sérologique anamnestique chez les lions. Le pourcentage d'augmentation des titres en anticorps a été de 100% chez le Lion dans cette étude. L'absence de différence significative entre les titres des lots A et B à J42 montre qu'il n'est pas nécessaire de doubler la dose vaccinale chez le Lion. Une double dose de vaccin Feligen CRP® n'induit pas de réaction sérologique plus forte à J42 chez le Lion. L'absence de différence significative entre les titres des lots A et B à J400 montre qu'il n'y a pas de meilleure persistance des taux sériques dans le temps en doublant la dose vaccinale chez le Lion. 3.1.4.2.2 - Protection induite par le vaccin Dans notre étude, les lions du lot A présentaient, avant toute vaccination, un titre moyen de 1 et ceux du lot B un titre moyen de 0,98. Ces titres, inférieurs à ceux du chat protégé, ne semblent pas avoir eu d'influence sur la vaccination et n'ont pas annulé le pouvoir immunogène du vaccin Feligen CRP®. L'augmentation des titres en anticorps, bien que réelle, a cependant été moins importante que pour les tigres. Les titres moyens plus élevés des lions à J0 peuvent expliquer cette observation et avoir peut être diminué légèrement le pouvoir immunogène du vaccin. Les titres observés après vaccination sont comparables aux titres protecteurs du chat domestique (titre moyen à J42 de 1,4 pour le lot A et 1,48 pour le lot B, 1,8 lors de l'épreuve de virulence chez le chat (54)). A la vue de ces résultats, une protection post-vaccinale potentielle peut donc être considérée. La réelle protection conférée par ces anticorps circulants n'aurait cependant pu être scientifiquement prouvée qu'à l'aide d'une épreuve virulente sur les lions vaccinés. A J400, les titres moyens diminuent à 1,15 pour le lot A et 1,25 pour le lot B. Une vaccination de rappel peut donc être préconisée à un an, afin de retrouver des taux proches de ceux protecteurs chez le chat domestique (environ 1,8 (54)). 146 Conclusion La vaccination contre la rhinotrachéite féline à l'aide du vaccin Feligen CRP® (2 injections sous-cutanées à 3 semaines d'intervalle) induit une réponse sérologique significative contre la rhinotrachéite et peut-être protectrice chez le Tigre et le Lion. Une double dose vaccinale n'est pas nécessaire. La persistance des anticorps est bonne à 400 jours. Un rappel annuel peut cependant être réalisé, afin de maintenir des taux d'anticorps plus élevés. 3.1.5. Vaccination contre la panleucopénie (vaccin Feligen CRP®) 3.1.5.1 - Efficacité chez les tigres 3.1.5.1.1 - Réponse sérologique La présence d'anticorps anti-FPV chez l'un des huit tigres à J0 peut s'expliquer par une exposition naturelle au virus, antérieure à la primo-vaccination. Il est pratiquement certain que ce tigre n'a jamais été vacciné. Les variations sérologiques observées entre J0 et J42 (augmentation des titres) sont significatives pour les tigres du lot A. Il est donc possible de conclure à une réponse sérologique significative au vaccin, ou à une exposition de tous les individus au virus sauvage. Aucun signe d'infection, ni aucun chat errant malade n'ayant été observé, il est fort probable que le vaccin Feligen CRP® contre la panleucopénie ait induit une réponse sérologique chez les tigres de cette étude. Le pourcentage de séroconversion ou d'augmentation des titres en anticorps a été de 100% chez le Tigre dans cette étude. La vaccination ne semble pas avoir été efficace chez les tigres du lot B (variation non significative entre J0 et J42). Cependant, la moyenne des titres du lot B augmente entre J0 et J42 (0,14 (S=0,29) à J0 et 1,13 (S=2,27) à J42). En ne prenant en compte que les individus séronégatifs à J0, on observe, pour les tigres du lot B, une augmentation du titre pour un animal et une stagnation pour les deux autres. Pour le lot A, on observe une augmentation chez les quatre tigres. Il n'existe cependant pas de différence significative entre les variations du lot A et celles du lot B (p=0,14, test de Fisher). Il est donc statistiquement possible que l'observation de deux animaux séronégatifs à J42 ne soit due qu'au hasard, compte tenu du très faible nombre de tigres du lot B séronégatifs à J0 (3 individus). Il ne nous est donc pas possible de conclure à une inefficacité immunologique du vaccin Feligen CRP® sur les tigres du lot B. Un plus grand nombre d'animaux testés nous aurait peut être permis d'observer une évolution significative des titres sérologiques entre J0 et J42. 147 L'absence de différence significative entre les titres des lots A et B à J42 montre qu'il n'est pas nécessaire de doubler la dose vaccinale chez le Tigre. Une double dose de vaccin Feligen CRP® n'induit pas de réaction sérologique contre la panleucopénie plus forte à J42 chez le Tigre. A J400, les titres sérologiques varient de façon non significative, certains titres diminuent, d'autres augmentent et l'on observe même une apparition d'anticorps chez les individus séronégatifs à J0 et J42. En absence de titrages intermédiaires, il ne nous est pas possible de déterminer si cette séroconversion est due au vaccin ou à une exposition au virus. Dans le cas des titrages des anticorps contre la rhinotrachéite, les chats domestiques testés avaient montré des taux d'anticorps nuls à J0 et J42, suivis d'une séroconversion significative après J42 (54). Il pourrait en être de même pour les tigres n°6, 7 et 8 de notre étude, séronégatifs à J42 mais séropositifs à J400. La vaccination contre la panleucopénie nécessiterait donc bien une double injection à trois semaines d'intervalle lors de la primo-vaccination. 3.1.5.1.2 - Protection induite par le vaccin Les titres moyens observés chez les tigres sont inférieurs à ceux considérés comme protecteurs chez le chat (54). Cependant, sans épreuve virulente, aucune certitude ne peut être acquise quant au pouvoir protecteur de ces anticorps. 3.1.5.2 - Efficacité chez les lions 3.1.5.2.1 - Réponse sérologique La présence d'anticorps anti-FPV chez certains lions à J0 peut s'expliquer par une exposition naturelle au virus, antérieure à la primo-vaccination. Deux d'entre eux (lions n°14 et 17) sont nés au parc et n'ont jamais été vaccinés. Il est possible que les deux autres lions aient été vaccinés une fois avant leur arrivée au parc en 1992. En tout état de cause, aucun lion n'a été vacciné depuis 1992, c'est-à-dire 7 ans avant notre étude. Les variations sérologiques observées entre J0 et J42 ne sont pas significatives pour les lions du lot A comme du lot B. Le vaccin Feligen CRP® n'a ici induit aucune réponse sérologique. Cet échec peut être expliqué par la présence d'anticorps en quantités significatives chez certains lions à J0. Le vaccin Feligen CRP®, à virus vivant atténué, a pu être neutralisé par les anticorps circulants et ne pas jouer ainsi son rôle immunogène. Parmi les quatre lions immuns à J0, seuls deux (50%) montrent une augmentation des titres. Ces résultats se rapprochent de ceux observés par Spencer (137) : seuls 58% des Guépards séropositifs avant vaccination avaient présenté une augmentation de leur taux d'anticorps. De même, Wack (151) ne met pas en évidence de différence entre les moyennes des titres de guépards séropositifs recevant une injection d'un vaccin contre la panleucopénie. L'étude des seuls individus séronégatifs ne peut être alors réalisée que sur un trop faible nombre d'animaux (3 lions du lot A et 3 du lot B) et ne donne pas de résultats statistiquement interprétables. Les variations des titres ne sont statistiquement pas significatives. La présence d'individus séronégatifs après vaccination peut 148 statistiquement n'être due qu'au hasard et il est impossible de conclure à une inefficacité du vaccin. Les taux continuent à varier de façon aléatoire entre J42 et J400, en augmentant, en stagnant, ou en diminuant. Ces variations, non significatives, peuvent être dues à la variabilité intrinsèque de la méthode utilisée, à de nouvelles expositions au virus lorsqu'elles augmentent ou à une diminution progressive des anticorps en l'absence de contact avec la souche naturelle. La présence d'individus séropositifs à J0 et la faible taille de l'échantillon ne nous permettent pas de conclure quant à l'efficacité du vaccin Feligen CRP® sur le Lion. 3.1.5.2.2 - Protection induite par le vaccin L'observation de variations non significatives des titres en anticorps chez les lions ne nous permet pas d'estimer la protection conférée du vaccin Feligen CRP® dans cette étude. Les titres moyens observés chez les lions sont inférieurs à ceux considérés comme protecteurs chez le chat (54). Cependant, sans épreuve virulente, aucune certitude ne peut être acquise quant au pouvoir protecteur de ces anticorps. Conclusion La vaccination à l'aide du vaccin Feligen CRP® (2 injections souscutanées à 3 semaines d'intervalle) a entraîné une séroconversion significative chez les tigres du lot A. L'utilisation de doubles doses vaccinales n'a pas montré d'intérêt chez les tigres comme chez les lions. La présence d'individus immuns avant vaccination et la faible taille des groupes séronégatifs à J0 ont empêché l'étude statistique des titres observés dans les autres groupes. La réponse sérologique observée chez les tigres A laisse cependant supposer une efficacité du vaccin Feligen CRP® chez cette espèce. De plus, l'inefficacité du vaccin n'a pu être démontrée statistiquement chez les lions ni chez les tigres du lot B. Dans son étude chez le Guépard, Spencer (137) n'observe que 36% de séroconversion dans un groupe dont 81% des individus étaient séronégatifs. La présence d'individus séronégatifs après vaccination peut donc être due au hasard sur de petits effectifs si l'on n'obtient pas 100% de séroconversion. 149 3.2 - Innocuité 3.2.1 - Réactions locales Aucun animal n’a présenté de douleur, de prurit ou d’induration après les injections de vaccin. La douleur, révélée par une boiterie et un léchage, ainsi que le prurit, révélé par un grattage ou un léchage, ont pu être surveillés quotidiennement. Les tuméfactions ou indurations locales n’ont été vérifiées par palpation qu’à l’occasion de la capture à J21 et à J42. Pour des raisons techniques et de sécurité, la palpation du site d’injection n’a pu être réalisée les autres jours et la détection des réactions locales a pu alors être biaisée. Cependant, aucune tuméfaction n’a été observée à J21, et aucune réaction locale visible (saignements, croûtes, abcès, dépilation, érythème) n’a été rapportée. Les vaccins Leucogen®, Rabigen Mono® et Feligen® présentent donc chez les tigres et les lions une bonne tolérance locale. 3.2.2 - Réactions générales Bien que six animaux aient présenté des affections diverses pendant cette étude, les vaccins utilisés ne semblent pas avoir eu de conséquences directes sur l’état général dans la majorité des cas. Le tigre n°4 et la lionne n°18 ont présenté des plaies, à la queue et aux griffes. Ces blessures n’ont aucune relation avec le site d’injection du vaccin et ne sont donc pas liées aux composants du vaccin. Les cas de vomissements et /ou de méléna et prostration (lions n°10 et n°12, lionne n°14) pourraient éventuellement être dus au vaccin contre la panleucopénie. Il faudrait dans ce cas supposer un retour de virulence de la souche vaccinale utilisée. Les lions n°10 et n°12 avaient reçu une dose unique de vaccin, la lionne n°14 une double dose. Cependant, ces signes cliniques sont tous apparus tardivement dans l’étude (entre J34 et J50), ont toujours été de courte durée (entre 1 et 5 jours) et ont rapidement répondu à un traitement symptomatique, antibiotique et diététique. Ces éléments rendent peu probable le rôle direct ou indirect des vaccins dans l’apparition de ces symptômes. La mortinatalité et la mortalité néonatale observées chez la lionne n°17 restent inexpliquées. Le rôle de la vaccination dans ce cas reste hypothétique. La lionne avait reçu une double dose de vaccin. En conclusion, le vaccin a montré une innocuité parfaite chez tous les tigres (100% des animaux) quelle que soit la dose vaccinale utilisée. Chez les 5 lions ayant reçu une dose unique de vaccin, une innocuité parfaite a été observée chez 3 d’entre eux (60%) et si l’on considère les troubles digestifs observés comme indépendants du vaccin, cette innocuité est observée pour les 5 lions (100%). Chez les 6 lions ayant reçu une double dose de vaccin, une innocuité parfaite a été observée chez 4 d’entre eux (66,6%) et chez cinq d’entre eux (83,3%) si l’on considère les troubles digestifs comme indépendants du vaccin. De façon plus générale, et 150 indépendamment de la dose utilisée, l’association Feligen - Rabigen Mono Leucogen montre une innocuité parfaite chez 100% des tigres et 91% des lions si l’on considère les troubles digestifs observés comme indépendants de la vaccination (1 cas suspect sur 11 lions). Les vaccins Leucogen®, Rabigen Mono® et Feligen® présentent donc chez les tigres et les lions une très bonne tolérance générale. 3.2.3 - Influence des vaccins chez les animaux malades Aucun effet néfaste ou aggravant des vaccins n’a été observé chez la lionne n°18 qui présentait un état fébrile et des vomissements avant la primo-vaccination. Les symptômes ont régressé après le traitement mis en place et aucune aggravation n’a été observée après la vaccination. 151 CONCLUSION La rage, la leucose, la panleucopénie et le coryza sont des maladies infectieuses rencontrées chez les Félidés non domestiques. Leur importance reste variable : la panleucopénie et le coryza présentent une forte prévalence, en milieu naturel comme en captivité, et une issue souvent fatale pour la panleucopénie; la rage et la leucose restent des maladies plus rares chez les Félidés sauvages, mais de conséquences graves. Le diagnostic et le traitement de ces maladies sont toujours complexes chez les Félidés sauvages, difficiles à approcher. Les soins ne peuvent que rarement être complets et certaines affections banales, comme le coryza, aboutissent parfois à la mort de l'animal. Les vaccins testés dans notre étude ont montré des résultats variables et parfois difficiles à interpréter : - Aucune réaction secondaire grave n'a été observée lors de l'utilisation des vaccins Leucogen®, Rabigen mono® et Feligen CRP® chez les tigres et lions de notre étude. - Le vaccin Leucogen® contre la leucose féline ne semble pas avoir induit de réponse sérologique, après deux injections sous-cutanées d'une simple ou double dose à 3 semaines d'intervalle. Une nouvelle étude à l'aide de doses et de nombre d'injections de primo-vaccination plus importantes peut être préconisée. La voie intramusculaire pourrait aussi être explorée. - Le vaccin Rabigen mono® contre la rage a induit une réponse immunitaire significative, forte, durable et protectrice chez le Tigre et le Lion. Une primovaccination à l'aide d'une dose simple en une injection sous-cutanée unique est suffisante. Un rappel vaccinal à un an est préconisé. - Le vaccin Feligen CRP® contre la calicivirose n'a induit aucune augmentation significative des titres en anticorps (2 injections sous-cutanées d'une simple ou double dose). Cependant, 72,2% des animaux étaient séropositifs avant toute vaccination. La présence d'individus séropositifs à J0 et le faible effectif des animaux séronégatifs à J0 ont biaisé l'étude et ont faussé l'analyse statistique des résultats obtenus. Un effet de rappel vaccinal peut toujours être supposé. Dans le cas contraire, le virus atténué du vaccin aurait pu être inactivé par ces anticorps. Il ne nous est pas possible, à l'issue de notre étude, de conclure sur l'efficacité ou l'inefficacité du vaccin. Le virus de la calicivirose féline est donc un agent connu des Félidés de l'étude et la présence potentielle du virus dans l'organisme de ces animaux doit être prise en compte en cas d'échanges entre parcs. - Le vaccin Feligen CRP® contre la rhinotrachéite (2 injections sous-cutanées à 3 semaines d'intervalle) a induit une réponse sérologique significative et probablement protectrice chez le Tigre et le Lion. Deux injections sous-cutanées d'une dose simple, à 3 semaines d'intervalle, sont suffisantes. Un rappel annuel peut être réalisé, afin de maintenir des taux d'anticorps élevés. Le virus de la rhinotrachéite féline est un agent connu des Félidés de l'étude et la présence 152 potentielle du virus dans l'organisme de ces animaux doit être prise en compte en cas d'échanges entre parcs. - Le vaccin Feligen CRP® contre la panleucopénie n'a montré un pouvoir immunogène que chez un groupe de tigres. La présence d'individus séropositifs à J0 et le faible effectif des animaux séronégatifs à J0 ont biaisé l'étude et ont limité l'analyse statistique des résultats obtenus. Il n'est pas possible, à l'issue de notre étude, de conclure sur l'efficacité ou l'inefficacité du vaccin, sauf chez les tigres du lot A, chez lesquels la vaccination a pu induire une réponse sérologique significative. Le virus de la panleucopénie féline est un agent connu des Félidés de l'étude et la présence potentielle du virus dans l'organisme de ces animaux doit être prise en compte en cas d'échanges entre parcs. Les résultats de notre étude se trouvent donc biaisés par quatre facteurs : - la présence d'individus immunisés avant la vaccination et les faibles effectifs utilisés (en particulier pour les individus séronégatifs à J0), qui ne nous ont pas permis de conclure quant à l'efficacité de la vaccination contre la calicivirose et la panleucopénie, - l'absence d'épreuve virulente, qui ne nous permet pas de garantir une protection totale des individus vaccinés contre les virus étudiés, - l'absence de lot témoin négatif, qui nous empêche de comparer les effets des vaccins à ceux d'une éventuelle exposition naturelle aux virus lors de variations des titres, - l'influence de la variabilité intrinsèque à la technique sérologique utilisée. En effet, les titres en anticorps d'un même individu n'ont pas été réalisés le même jour et malgré la standardisation des protocoles utilisés, il ne nous est pas possible d'éliminer complètement le rôle d'une variabilité technique dans les variations sérologiques observées. Nous n'avons de plus étudié ici que l'immunité humorale, la principale concernée dans ces maladies. Il faut cependant aussi considérer les effets d'une immunité cellulaire, prenant part à la protection induite par les vaccins ou les expositions aux virus. Les études d'efficacité et d'innocuité des vaccins du chat domestique chez les Félidés sauvages ne sont pas nombreuses. La vaccination des espèces sensibles est aujourd'hui largement préconisée en parc zoologique. Divers vaccins ont été testés, divers protocoles et doses vaccinales proposés. Quelques grandes règles à respecter ont souvent été dictées quant à la vaccination des espèces sauvages; ces règles sont, grâce aux diverses études réalisées sur ces espèces, de plus en plus précises mais certaines d'entre elles deviennent obsolètes : - il est souvent recommandé d'éviter l'utilisation de vaccins à agents vivants chez les espèces sauvages (14, 27, 99, 118, 119, 130). La méconnaissance des effets des vaccins à agents vivants atténués chez les Félidés non domestiques, et notamment les risques de virulence potentielle, a été à l'origine de la préférence 153 des vaccins inactivés chez ces espèces. Des cas de maladie vaccino-induite ont été parfois décrits chez les Félidés mais aussi chez d'autres carnivores sauvages (Fennec, Renard gris, Furret à pattes noires, après l'administration de vaccins à virus vivant contre la maladie de Carré) (30). Les vaccins à agents vivants atténués utilisés aujourd'hui semblent pour la plupart très sûrs et cette règle est de plus en plus contestée. Les nombreuses études réalisées n'ont pas permis de mettre en évidence des effets secondaires néfastes ni une réversion de virulence des souches des vaccins à agents vivants chez divers Félidés non domestiques. Des vaccins à virus atténués contre la panleucopénie, la rhinotrachéite et la calicivirose ont présenté une parfaite innocuité chez de nombreux Félidés sauvages (29, 82). Dans notre étude, le vaccin Feligen® CR/P n'a induit aucun effet secondaire chez le Tigre et le Lion. Aucun signe de coryza ni de panleucopénie n'a, de plus, été observé. Une précaution reste cependant de règle, celle de ne pas vacciner des femelles gestantes à l'aide de vaccins à agents vivants, notamment lors de la vaccination contre la panleucopénie. De façon générale, deux précautions restent quand même d'actualité : - utiliser avec précaution des vaccins à agents vivants pour une espèce chez laquelle aucune étude préalable d'innocuité n'a été réalisée (ces vaccins sont atténués pour une espèce donnée et une voie d'administration donnée) (2, 98); - proscrire l'utilisation de vaccins antirabiques à virus vivants chez les Carnivores sauvages (retours de virulence observés chez le Renard roux, le Coyote et le Raton Laveur (32)). - La vaccination contre la leucose féline n'est, selon certains auteurs, pas nécessaire chez les Félidés non domestiques, car la maladie n'aurait jamais été observée chez ces espèces. Des cas récents ont cependant été décrits et diagnostiqués, en captivité chez le Puma (95), le Guépard (18, 19, 113), le Chat des sables (9), le Chat léopard (17) et en milieu naturel chez le Chat sauvage (17) et le Puma (68). Bien que ces cas ne soient pas nombreux, les Félidés sauvages semblent bien sensibles au virus. La vaccination peut donc être préconisée selon le contexte épidémiologique. - La dose vaccinale utilisée chez les Félidés de grande taille doit, selon certains auteurs (152), être adaptée au poids de l'animal. Les doses devraient ainsi être doublées, triplées ou plus que décuplées chez les grands Félidés. Les résultats de certaines études, dont la nôtre, s'opposent cependant à cette théorie. Des réactions sérologiques significatives ont été observées chez les grands Félidés après l'administration d'une dose vaccinale simple. Lors d'études comparatives, l'utilisation de doses doubles ou triples ne s'est jamais révélée plus immunogène qu'une simple dose. Ceci est particulièrement vrai lors d'utilisation de vaccins vivants atténués, qui par leur nature même sont censés provoquer une réaction immunitaire durable, quel que soit le poids l'animal. Un doute persiste cependant lors de l'emploi du vaccin contre la leucose. - Dans certains cas très particuliers, comme celui des formes buccales vésiculeuses ou érythémateuses de la Calicivirose, des auto-vaccins doivent être envisagés, s'il s'agit de nouveaux sérotypes ou biotypes, spécifiques à l'espèce (71). 154 La multiplicité et la gravité des cas de maladies infectieuses chez les Félidés sauvages montrent que ces affections ne sont souvent pas anodines et que les pertes écologiques et économiques ne sont pas négligeables. Nous n'avons, de plus, abordé dans notre étude que les cas de panleucopénie, de rage, de coryza et de leucose. D'autres affections virales, mais aussi bactériennes et parasitaires existent et les mesures de prophylaxie sanitaire seront souvent communes à la prévention de ces maladies. L'apparition des signes cliniques est souvent tardive chez ces espèces (un comportement particulier, visant à "cacher" les signes d'affaiblissement vis-à-vis des prédateurs expliquerait ce phénomène), le diagnostic et les soins sont difficiles à réaliser, particulièrement en milieu naturel (63, 98). La prévention de ces maladies est alors un élément clé et fondamental de la médecine des animaux sauvages et dans un cadre plus large, dans la conservation des espèces sauvages. L'impact de ces maladies sur l'espèce elle-même, sur les autres espèces et sur la santé humaine doit être pris en compte. La question de la mise en place de ces mesures prophylactiques semble donc justifiée et ce à différents niveaux : pour les individus captifs, introduits en milieu captif ou transférés entre milieux captifs d'une part, et pour ceux destinés à être réintroduits dans leur milieu naturel ou transférés entre deux zones naturelles d'autre part. La réalisation des mesures de prophylaxie n'est pas toujours évidente en parc zoologique. Elle demande des locaux particuliers, du matériel spécifique et l'intervention de vétérinaires et soigneurs animaliers. Le coût de cette prophylaxie reste cependant toujours inférieur au coût des soins ou des pertes d'animaux malades (119). En captivité (zoos, cirques, propriétaires privés), les mesures sanitaires permettant d'éviter l'introduction ou la propagation des virus doivent être drastiques. La surveillance des animaux (chats errants), le contrôle des contacts entre animaux, la mise en quarantaine des nouveaux individus, leur surveillance médicale et la vaccination constituent les éléments majeurs de cette prophylaxie (2, 32, 98, 118, 119). Lorsqu' aucune preuve de la sensibilité d'un Félidé à un agent viral n'a pu être établie, il n'est alors pas recommandé de vacciner l'animal contre cet agent. C'est pourquoi l'utilisation de vaccins monovalents est souvent préconisée, afin d'éviter l'administration d'antigènes inconnus par l'espèce (118). La vaccination se déroule généralement à la faveur d'une capture et une vaccination "multiple" est souvent réalisée. Ces vaccinations associant de nombreux antigènes peuvent cependant mener à un échec, le système immunitaire se retrouvant "dépassé" par une stimulation excessive et inégale entre les souches virales utilisées (42). La réponse immunitaire peut alors ne pas être complète pour tous les vaccins utilisés (42). Il est donc très important de toujours réaliser une vaccination réfléchie des Félidés sauvages et de n'administrer que les vaccins nécessaires, correspondant à un contexte épidémiologique connu (42). L'isolement des individus malades est souvent de règle en parc zoologique, afin d'éviter la dispersion d'agents pathogènes parmi les autres animaux. L'importance de l'examen post-mortem doit aussi être soulignée. Il fait, en quelque sorte, partie de ces mesures prophylactiques. Il permet un diagnostic précis de la maladie, la découverte de nouvelles maladies encore non diagnostiquées, de connaître ainsi la sensibilité des individus non captifs à certaines maladies et l'évaluation des risques de transmission aux autres individus et par là même, la mise en place de nouvelles mesures de prophylaxie sanitaire et médicale plus adaptées (42, 118, 129). La protection des Félidés sauvages contre ces maladies et les risques de zoonoses pour le public et les soigneurs sont autant 155 d'éléments en faveur de la vaccination. Cette vaccination doit toujours être associée à des mesures de prophylaxies sanitaires. Les mesures de protection vis-à-vis des animaux errants, la désinfection des locaux et du matériel, le trajet raisonné des soigneurs entre les enclos et les individus malades, la réalisation de vides sanitaires, le contrôle et la maîtrise de l'eau, des fèces et des contacts entre animaux sont les éléments clés de cette prophylaxie sanitaire en parc zoologique (29, 96, 119). En ce qui concerne les mouvements de Félidés sauvages, entre parcs zoologiques, entre réserves naturelles ou, depuis un état captif vers un milieu naturel (réintroduction ou passage dans un centre de soins spécialisé), ces mêmes mesures prophylactiques doivent être respectées. C'est cette prophylaxie médicale et sanitaire qui assure la réussite de telles translocations. Les mouvements d'animaux sauvages constituent des flux importants d'agents pathogènes, potentiellement dangereux selon les espèces et les régions géographiques (2, 50, 52, 63, 76, 94). Les transferts entre parcs zoologiques sont aujourd'hui fréquents dans les programmes d'élevages internationaux. Le transfert ou la réintroduction d'individus correspond, elle, à un déplacement d'une zone sauvage ou captive vers une région sauvage dans le but d'établir, de rétablir ou d'accroître une population sauvage autonome et viable (52). La circulation et l'influence des virus dans les populations sauvages, l'état sanitaire et immunitaire de ces populations sont peu connus (2, 96). La protection des individus transférés est donc primordiale, à la fois pour protéger l'individu mais aussi la population "hôte" qui recevra ce nouvel animal. La connaissance des statuts immunitaires et infectieux est indispensable et permet de ne pas introduire, dans une population naïve, un individu porteur d'agents pathogènes dont cette population est indemne et contre lesquels elle ne sera pas protégée (2, 50, 52, 63, 76, 94, 96, 98). Il en est de même pour les populations d'espèces différentes vivant dans le même milieu (57). Toute translocation et introduction d'animaux sauvages captifs ou capturés dans la nature, doit donc être accompagnée de mesures permettant de dépister les infections, de mesures prophylactiques de quarantaine et parfois de vaccination. De la même manière, l'introduction d'un animal au sein d'un groupe immunisé contre un agent infectieux (enzootie, infections sub-cliniques…) serait fatale pour ce nouvel individu (2, 50, 52, 57, 63, 94, 96). Ces risques doivent toujours être évalués et mis en balance avec l'intérêt écologique et génétique de la population hôte (28, 63, 96). Ces notions sont valables dans de nombreuses situations : acquisition d'un animal captif dans un autre groupe captif, acquisition d'un animal sauvage prélevé dans la nature et introduit dans un parc zoologique, translocation d'individus en liberté d'une région à une autre et réintroduction d'un animal captif dans une population sauvage en liberté. Pour les Félidés et autres espèces sauvages destinés à intégrer un nouveau groupe, des règles de prophylaxie doivent être respectées : - connaître précisément l'origine de l'animal (2), soumettre l'animal à un examen clinique approfondi (96, 119), réaliser des examens complémentaires et notamment sérologiques afin de connaître le statut immunitaire et l'état infectieux potentiel de l'animal (98, 119), soumettre l'animal à une quarantaine d'au moins 30 jours et une surveillance vétérinaire avant et après relâcher (2, 29, 76, 94, 98, 119), effectuer ensuite une vaccination contre les maladies pour lesquelles l'espèce est reconnue sensible. Pour les Félidés : le coryza, la panleucopénie, la rage, la 156 - leucose (associée à un test de dépistage antigénique de l'infection) et d'autres maladies selon le contexte épidémiologique (2, 98, 119), réaliser un traitement antiparasitaire complet (2, 119), gérer le stress, facteur favorisant le développement de maladies (119), autopsier tout animal mort pendant la quarantaine (96, 119), isoler plus longuement tout individu suspect ou malade et décider l'euthanasie lors de maladies graves et contagieuses au reste du groupe (96, 119), déterminer le statut sanitaire de la population hôte et détecter les agents pathogènes circulants (2, 40, 57, 94, 96, 156). Ces mesures de surveillance, appelées "monitoring" de la population doivent permettre d'évaluer l'incidence, la distribution et les risques d'une maladie dans cette population (7, 76, 96, 135, 156). Le "monitoring" des populations sauvages permet de recueillir des données sérologiques, biologiques à la faveur d'autopsies, de captures, de prélèvements sur les populations étudiées (96). Ce monitoring doit aussi être réalisé en parc zoologique (suivi vétérinaire, prélèvements réguliers, autopsies, tests de vaccins, de traitement…) afin d'accroître les connaissances médicales de ces espèces, d'identifier les maladies majeures et de connaître ainsi les risques infectieux potentiels en milieu sauvage et les traitements ou vaccinations possibles (105). Le coût de ce monitoring et plus globalement de la réintroduction ou le déplacement d'espèces sauvages doit être évalué (équipement, recherche, tests et prophylaxie, transports, personnel…) (72). Pour les animaux hospitalisés puis réintroduits en milieu sauvage, le lieu de réintroduction doit correspondre précisément au lieu de capture (119) et tous les risques de contact entre animaux, et entre espèces pendant l'hospitalisation doivent être évités (119). De façon plus globale, de nombreux auteurs recommandent la mise en place d'un système international standardisé de monitoring et de gestion des maladies infectieuses chez les espèces sauvages destinées à être déplacées (22, 28, 50, 106) : standardisation des mesures de quarantaine, de prophylaxie médicale, de protocoles d'autopsie, de prélèvements biologiques, de récolte des données, des traitements, mise au point des tests diagnostics fiables,… La notion de "foyer invétéré" d'une maladie infectieuse est aujourd'hui communément pris en compte lors de mouvements artificiels d'espèces sauvages (38). Les agents pathogènes appartiennent à un écosystème stable dans lequel ils ont un habitat propre, appelé "foyer invétéré". Ce foyer existe et perdure tant que l'environnement (climat, végétation…), les vecteurs, donneurs et réservoirs de l'agent pathogène restent stables (38, 62). L'agent circule alors entre les individus d'une population sans forcément provoquer de maladie. Les variations de densité de la population et particulièrement de la population "à risque" jouent aussi un rôle important dans l'apparition d'épidémies (115). L'épidémiologie animale, l'étude de la prévalence des maladies, les enquêtes sérologiques ont permis d'accroître ces connaissances et de révéler le rôle des maladies, longtemps sous-estimé, dans l'équilibre et la démographie des populations animales (62, 135). Même s'il est encore difficile de le démontrer précisément, ces maladies infectieuses semblent jouer un rôle primordial en tant que facteur de régulation des populations sauvages (62). Beaucoup reste cependant à faire en matière de compréhension des relations hôtes-pathogènes en milieu naturel (62). Cet équilibre est rompu en captivité ou lors d'introduction de nouveaux animaux (7, 38). Le stress, l'action cumulée avec d'autres agents, les modifications de l'environnement, la pauvreté génétique, l'exposition 157 subite à un agent nouveau et l'action de l'Homme provoquent ce déséquilibre et l'apparition de maladies et d'épidémies (7, 38, 62, 63, 105, 119, 135). De la même façon, l'individu destiné à être introduit dans un nouveau groupe constitue lui-même un "mini-écosystème" dans lequel virus, bactéries, endo et ectoparasites vivent en équilibre avec l'organisme mais peuvent être potentiellement dangereux pour la population hôte (7, 52, 94, 156). L'équilibre sanitaire et médical des espèces sauvages est donc fondamental lorsque l'on s'intéresse à leur préservation (7, 38, 62). La vaccination est un des éléments de cette prise en charge générale des espèces sauvages et parmi elle les Félidés. Fowler (38) synthétise cette notion d'équilibre et de foyer invétéré des agents pathogènes et les risques liés aux mouvements incontrôlés d'espèces sauvages dans le schéma suivant : Agents pathogènes naturels évoluant avec l'hôte Introduction Délibérée/accidentelle Transmission aux autres espèces Agents pathogènes nouveaux dans l'habitat Agents pathogènes introduits en captivité Exposition à de nouveaux agents Réintroduction Animaux sauvages en liberté Déplacement Animaux sauvages en captivité Gestion intensive en semi-liberté Manifestations cliniques rares Manifestations cliniques habituelles et graves Maladie, sensibilité accrue Maladie déclarée Porteurs + Porteurs occasionnels Porteurs occasionnels Porteurs occasionnels Des cas d'introduction de maladies infectieuses ont été observés lors de la réintroduction de carnivores sauvages. Les Félidés ont jusqu'alors été épargnés par ces épidémies incontrôlées (2, 157). La translocation de Blaireaux au Texas et en Floride, par exemple, a été à l'origine d'épidémies de parvovirose et de rage parmi la population hôte (157). Chez les Herbivores, la réintroduction d'Oryx d'Arabie (Oryx leucoryx) en Arabie Saoudite a abouti à l'introduction de la tuberculose dans la région de Taïf (157). Le transfert de Bisons des plaines (Bison bison) depuis le Montana vers le Canada a provoqué l'introduction de la brucellose et de la tuberculose dans les populations de Bisons des bois (Bison bison athabascae) (157). A l'inverse, certains individus "naïfs" ont été relâchés dans des populations porteuses d'agents pathogènes nouveaux et ont été victimes d'infections nouvelles (157). Ce 158 fut le cas d'Oryx d'Arabie, réintroduits en Oman depuis les Etats-Unis, rapidement victimes de botulisme, enzootique dans les populations locales, du Rhinocéros noir (Diceros bicornis) transféré d'une région du Kenya indemne de trypanosomes vers une région infestée, ou encore d'Oies d'Hawaï (Branta sandvicensis) provenant de Grande-Bretagne et relâchées dans la population Hawaïenne porteuse de poxvirus aviaires (157). Ces transferts ou relâchers sans études préalables des populations receveuses et déplacées et sans mesures prophylactiques sont soumis à des risques d'échec non négligeables. La réussite de ces gestions de population est donc conditionnée par des mesures de prophylaxies, associées à une gestion de l'environnement, de l'habitat, de l'activité humaine et des ressources alimentaires (52, 63, 94, 105). En ce qui concerne les maladies de notre étude, les travaux de Spencer (136, 139) et Hoffman-Lehmann (60) montrent clairement que des transferts de lions entre l'Afrique du sud (parc Etosha, Namibie) et l'Afrique de l'Est (parc du Sérengeti, Tanzanie) présenterait un risque infectieux non négligeable (individus séronégatifs contre le FPV et le FCV en Namibie, séropositifs en Tanzanie). Au sein même de la Tanzanie, les lions sont séronégatifs contre le FCV dans deux régions (Lac Manyara et cratère Ngorongoro) et séropositifs dans le parc du Sérengeti. Ici encore, les transferts peuvent être une source d'introduction du virus à ne pas négliger. Cette gestion médicale repose entièrement sur le travail du vétérinaire et des biologistes et sur le développement de tests diagnostic fiables, de traitements adéquats et de vaccins efficaces (63, 76). La nécessité d'experts capables d'interpréter les résultats des tests diagnostics et d'évaluer l'impact de ces résultats dans la gestion des populations sauvages (faux positifs, faux négatifs, sensibilité et spécificité des tests, interprétation des titres sérologiques, mise au point de tests spécifiques aux souches affectant les espèces sauvages…) est aujourd'hui largement reconnue (28, 47, 50, 131). En effet, l'introduction d'individus "faux négatifs" (test de faible sensibilité) seraient dangereuse, et à l'inverse, l'élimination d'individus "faux positifs" (test de faible spécificité) limiterait les possibilités de translocations (47). De même, de meilleures connaissances sur la vaccination des espèces sauvages sont encore nécessaires (efficacité des vaccins, innocuité, détermination des souches sauvages, protection croisées entre souches sauvages et vaccinales,…). Cette vaccination, lorsqu'elle concerne des populations en liberté ne pourra d'ailleurs être réalisée que par voie orale, à l'aide de vaccins à agent vivant, et peu de données existent aujourd'hui sur ces techniques (40). 159 ANNEXES 160 ANNEXE 1 : Fiche individuelle de suivi clinique des animaux (page 1) VIRBAC FICHE INDIVIDUELLE - page 1 ANIMAL VETERINAIRE CAS N°....... (cachet et signature) PROPRIETAIRE Nom : Nom : Espèce : N° de tatouage : Sexe : F M Age : Poids : ..............kg à J-21 ACTIONS J - 21 Date .../.../... Injection vaccinale J0 CRP / R + Leucogen Date .../.../... simple double Oui Non Oui J 42 Date .../.../... simple Non Prélèvement sanguin Vermifugation : spécialité ....................................... Test FeLV p27 J 21 CRP + Leucogen Date .../.../... Non double Oui Non Oui Non Non neg. pos. EXAMEN CLINIQUE LOCAL Douleur après injection (intensité) 0 1 2 3 0 1 2 3 0 1 2 3 Prurit après injection 0 1 2 0 1 2 0 1 2 Induration (tuméfaction) 0 1 2 3 0 1 2 3 0 1 2 3 0 1 2 3 Autres signes locaux ...................................... ...................................... ...................................... ...................................... (les décrire ainsi que leur intensité)...................................... ...................................... ...................................... ...................................... ...................................... ...................................... ...................................... ...................................... 0 1 2 3 0 1 2 3 0 1 2 3 0 1 2 3 NB : Entourer la valeur correspondante. SCORE 0 1 2 3 Douleur après injection (intensité) Prurit après injection absente faible moyenne absent < 1 minute > 1 minute Induration (tuméfaction) absente < 0,5 cm 2 0,5 - 1 cm > 1 cm Autres signes locaux absent modérés moyens sévères Début le Posologie Durée du traitement voie d'admin. Autres traitements (noms et raison) forte 161 ANNEXE 2 : Fiche individuelle de suivi clinique des animaux (page 2) VIRBAC FICHE INDIVIDUELLE - page 2 EXAMEN CLINIQUE GENERAL J - 21 J0 J 21 Date .../.../... Date .../.../... J 42 Date .../.../... Date .../.../... .......°C .......°C 0 1 2 0 1 2 0 1 2 0 1 2 0 1 2 3 0 1 2 3 0 1 2 3 0 1 2 3 0 1 2 0 1 2 0 1 2 0 1 2 0 1 2 0 1 2 ...................... ...................... ...................... ...................... 0 1 2 3 0 1 2 3 ...................... ...................... Autres symptômes généraux ...................... ...................... (les décrire ainsi que leur intensité) 0 1 2 3 0 1 2 3 NB : Entourer la valeur correspondante. .......°C 0 1 2 0 1 2 0 1 2 3 0 1 2 3 0 1 2 0 1 2 0 1 2 ...................... ...................... 0 1 2 3 ...................... ...................... 0 1 2 3 .......°C 0 1 2 0 1 2 0 1 2 3 0 1 2 3 0 1 2 0 1 2 0 1 2 ...................... ...................... 0 1 2 3 ...................... ...................... 0 1 2 3 SCORE Appétit Comportement Ecoulement oculaire Ecoulement nasal Toux Vomissements 0 normal normal normal absent absente absents normales absents absents 2 anorexie prostration muco-purulent muco-purulent spontanée en dehors des repas liquides moyens moyens 3 Consistance des selles Symptômes cutanés généraux Autres symptômes généraux 1 diminué agitation sérieux sérieux provoquée après les repas molles modérés modérés DATES DATES DATES Température rectale Appétit Comportement Ecoulement oculaire Ecoulement nasal Toux Vomissements Consistance des selles Symptômes cutanés généraux (les décrire ainsi que leur intensité) purulent purulent sévères sévères DATES Autres prélèvements sanguins (tous les 1 à 2 mois jusqu'à J21 + 1 an) VETERINAIRE (cachet et signature) 162 Annexe 3 : Résultats des test ELISA de recherche de l'antigène P27 (Leucose) chez les tigres et lions de l'étude Espèce et groupe Tigre B Tigre A Tigre A Tigre A Tigre A Tigre B Tigre B Tigre B Lion B Lion A Lion B Lion A Lion A Lion B Lion A Lion A Lion B Lion B Animal J0 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) 163 Annexe 4 : Résultats des test ELISA de recherche des anticorps anti-P45 (Leucose) chez les tigres et lions de l'étude Espèce et groupe Tigre B Tigre A Tigre A Tigre A Tigre A Tigre B Tigre B Tigre B Lion B Lion A Lion B Lion A Lion A Lion B Lion A Lion A Lion B Lion B Lion B Animal J0 J42 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) 164 Annexe 5 : Résultats du titrage rage TITRE UI/ML N° ANIMAUX 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 GROUPE TIGRE B TIGRE A TIGRE A TIGRE A TIGRE A TIGRE B TIGRE B TIGRE B LION B LION A LION B LION A LION A LION B LION A LION A LION B LION B LION B J0 0.03 <0.02 <0.02 <0.02 0.04 <0.02 <0.02 <0.02 <0.02 <0.02 <0.02 <0.02 <0.02 0.14 0.05 <0.02 0.05 <0.02 J42 0.95 2.88 0.55 0.95 1.66 1.26 3.79 1.66 8.69 15.1 8.69 5 15.1 5 8.69 15.1 6.59 3.79 8.69 J400 0.95 0.42 0.95 0.42 0.32 0.24 0.72 0.72 0.32 0.55 1.26 3.79 5.00 3.79 0.42 5.00 2.88 1.26 0.95 165 Annexe 6 : Résultats séroneutralisation calicivirose Espèce et groupe Tigre B Tigre A Tigre A Tigre A Tigre A Tigre B Tigre B Tigre B Lion B Lion A Lion B Lion A Lion A Lion B Lion A Lion A Lion B Lion B Lion B TV Témoin Virus T(+) Sérum positif Animal J0 J42 J400 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 101.86 101.98 101.40 103.03 101.63 101.40 103.03 101.27 (-) (-) 100.93 100.93 (-) 101.62 (-) 100.82 (-) 101.39 101.64 101.51 (-) 103.02 101.62 101.04 102.14 101.04 (-) 102.14 101.16 100.93 (-) 101.39 (-) 100.47 104.42 101.62 101.27 101.52 101.87 101.05 102.57 101.75 101.63 103.15 101.40 100.58 101.75 101.17 100.10 100.82 101.63 100.82 100.93 101.98 101.05 100.93 N° LOT NORMES RESULTATS N° LOT NORMES RESULTATS 002 003 100 à 502 DICP50 / Réaction 318 400 399 003 102.09 ≤ N ≤ 102.56 102.44 102.22 166 Annexe 7 : Résultats séroneutralisation rhinotrachéite Espèce et groupe Tigre B Tigre A Tigre A Tigre A Tigre A Tigre B Tigre B Tigre B Lion B Lion A Lion B Lion A Lion A Lion B Lion A Lion A Lion B Lion B Lion B Animal J0 J42 J400 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 100.45 100.35 100.65 100.95 100.55 100.55 (-) 100.65 100.75 100.95 100.65 100.65 100.95 101.05 101.35 101.10 101.45 101.00 101.30 101.40 101.45 101.50 101.85 101.65 101.15 101.65 101.20 101.50 101.50 100.95 101.45 101.30 101.65 101.45 101.90 101.30 101.70 100.85 100.80 101.25 101.30 101.25 101.30 100.7 101.30 101.15 101.25 101.20 100.75 100.9 101.40 101.40 101.45 101.45 100.95 101.35 TV Témoin Virus N° LOT NORMES T(+) Sérum positif RESULTATS N° LOT NORMES RESULTATS 002 003 100 à 502 DICP50 / Réaction 253 317 005 007 0.65 10 ≤ N ≤ 100.7 ≤ N 100.85 ≤ 100.85 0.65 10 100.85 167 Annexe 8 : Résultats séroneutralisation panleucopénie. Espèce et groupe Tigre B Tigre A Tigre A Tigre A Tigre A Tigre B Tigre B Tigre B Lion B Lion A Lion B Lion A Lion A Lion B Lion A Lion A Lion B Lion B Lion B TV Témoin Virus T(+) Sérum positif Animal J0 J42 J400 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) 100.58 (-) (-) (-) (-) (-) 103.38 100.70 103.38 100.93 (-) ≥104.54 102.09 102.67 100.93 101.51 (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) (-) 104.19 101.97 103.14 100.47 (-) 104.42 102.68 104.07 103.15 (-) 101.05 102.33 ≥104.54 103.26 (-) 100.58 101.05 (-) (-) 103.62 102.33 103.38 101.05 (-) 103.96 N° LOT NORMES RESULTATS N° LOT NORMES RESULTATS 002 003 100 à 502 DICP50 /Réaction 252 317 003 103.26 ≤ N ≤ 103.72 103.72 103.50 168 Annexe 9 : Evolution des titres en anticorps contre la rage des tigres et lions de l'étude Titres en anticorps antirabiques chez les tigres A Titres (UI/mL) 3,5 3 Tigre 2 2,5 Tigre 3 2 Tigre 4 1,5 Tigre 5 Seuil OMS (0,5) 1 Seuil protecteur (0,1) 0,5 0 0 100 200 300 400 500 Temps (jours) Titres en anticorps antirabiques des tigres B Titres (UI/mL) 4 3,5 3 Tigre 1 Tigre 6 2,5 Tigre 7 2 1,5 Tigre 8 Seuil OMS (0,5) 1 0,5 Seuil protecteur (0,1) 0 0 200 400 Temps (jours) 169 Annexe 10 : Evolution des titres en anticorps contre la rage des tigres et lions de l'étude (suite) Titres en anticorps antirabiques lions A Titres (UI/mL) 16 14 12 Lion 10 10 Lion 13 8 6 Lion 15 4 2 Seuil OMS (0,5) Lion 12 Lion 16 Seuil protecteur (0,1) 0 0 200 400 Temps (jours) Titres en anticorps antirabiques des lions B Titres (UI/mL) 10 9 8 7 6 5 4 3 2 1 0 Lion 9 Lion 11 Lion 14 Lion 17 Lion 18 Lion 19 Seuil OMS (0,5) Seuil protecteur (0,1) 0 200 Temps (jours) 400 170 Annexe 11 : Evolution des titres en anticorps contre la calicivirose des tigres et lions de l'étude Titres en anticorps anti-FCV des tigres A 3,5 Titres (Log) 3 2,5 Tigre 2 2 Tigre 3 1,5 Tigre 4 1 Tigre 5 0,5 0 0 100 200 300 400 500 Temps (jours) Titres en anticorps anti-FCV des tigres B 3,5 Titres (Log) 3 2,5 Tigre 1 2 Tigre 6 1,5 Tigre 7 1 Tigre 8 0,5 0 0 100 200 300 400 500 Temps (jours) 171 Annexe 12 : Evolution des titres en anticorps contre la calicivirose des tigres et lions de l'étude (suite) TItres en anticorps anti-FCV des lions A Titres (Log) 2,5 2 Lion 10 1,5 Lion 12 Lion 13 1 Lion 15 0,5 Lion 16 0 0 100 200 300 400 500 Temps (jous) Titres en anticorps anti-FCV des lions B Titres (Log) 5 Lion 9 4 Lion 11 3 Lion 14 2 Lion 17 Lion 18 1 Lion 19 0 0 100 200 300 400 500 Temps (jours) 172 Annexe 13 : Evolution des titres en anticorps contre la rhinotrachéite des tigres et lions de l'étude Titres en anticorps anti-FHV des tigres A Titres (Log) 2 1,5 Tigre 2 Tigre 3 1 Tigre 4 Tigre 5 0,5 0 0 100 200 300 400 500 Temps (jours) Titres (Log) Titres en anticorps anti-FHV des tigres B 1,8 1,6 1,4 1,2 1 0,8 0,6 0,4 0,2 0 Tigre 1 Tigre 6 Tigre 7 Tigre 8 0 100 200 300 400 500 Temps (jours) 173 Annexe 14 : Evolution des titres en anticorps contre la rhinotrachéite des tigres et lions de l'étude (suite) Titres (Log) Titres en anticorps anti-FHV des lions A 1,8 1,6 1,4 1,2 1 0,8 0,6 0,4 0,2 0 Lion 10 Lion 12 Lion 13 Lion 15 Lion 16 0 100 200 300 400 500 Temps (jours) Titres en anticorps anti-FHV des lions B 2 Titres (Log) Lion 9 1,5 Lion 11 Lion 14 1 Lion 17 Lion 18 0,5 Lion 19 0 0 100 200 300 400 500 Temps (jours) 174 Annexe 15 : Evolution des titres en anticorps contre la panleucopénie des tigres et lions de l'étude Titres (Log) Titres en anticorps anti-FPV des tigres A 4,5 4 3,5 3 2,5 2 1,5 1 0,5 0 Tigre 2 Tigre 3 Tigre 4 Tigre 5 0 100 200 300 400 500 Temps (jours) Titres en anticorps anti-FPV des tigres B Titres (Log) 5 4 Tigre 1 3 Tigre 6 2 Tigre 7 Tigre 8 1 0 0 100 200 300 400 500 Temps (jours) 175 Annexe 16 : Evolution des titres en anticorps contre la panleucopénie des tigres et lions de l'étude (suite) Titres en anticorps anti-FPV des lions A Titres (Log) 4 3,5 3 Lion 10 2,5 Lion 12 2 1,5 Lion 13 1 0,5 Lion 16 Lion 15 0 0 100 200 300 400 500 Temps (jour) Titres en anticorps anti-FPV des lions B Titres (Log) 5 Lion 9 4 Lion 11 3 Lion 14 2 Lion 17 Lion 18 1 Lion 19 0 0 100 200 300 400 500 Temps (jours) 176 Annexe 17 : Evolution des titres moyens et des écarts-types en anticorps contre la rage chez les tigres et lions de l'étude. Titres moyens (UI/mL) Titres moyens en anticorps antirabiques des tigres A 3 2,5 2 Tigres A 1,5 Seuil OMS (0,5) Seuil protecteur (0,1) 1 0,5 0 0 200 400 Temps (jours) Titres moyens (UI/mL) Titres moyens en anticorps antirabiques des tigres B 3,5 3 2,5 2 Tigres B 1,5 1 Seuil protecteur (0,1) Seuil OMS (0,5) 0,5 0 0 200 400 Temps (jours) 177 Annexe 18: Evolution des titres moyens et des écarts-types en anticorps contre la rage chez les tigres et lions de l'étude. (suite) Titres moyens (UI/mL) Titres moyens en anticorps antirabiques des lions A 20 15 Lions A 10 Seuil OMS (0,5) Seuil protecteur (0,1) 5 0 0 200 400 Temps (jours) Titres moyens (UI/mL) Titres moyens en anticorps antirabiques des lions B 10 8 Lions B 6 Seuil OMS (0,5) 4 Seuil protecteur (0,1) 2 0 0 200 400 Temps (jours) 178 Annexe 19 : Evolution des titres moyens et des écarts-types en anticorps contre la calicivirose chez les tigres et lions de l'étude. Titres moyens (Log) Titres moyens en anticorps contre la calicivirose des tigres A 3 2,5 2 1,5 Tigres A 1 0,5 0 0 100 200 300 400 500 Temps (jours) Titres moyens (Log) Titres moyens en anticorps contre la calicivirose des tigres B 3 2,5 2 1,5 Tigres B 1 0,5 0 0 100 200 300 400 500 Temps (jours) 179 Annexe 20 : Evolution des titres moyens et des écarts-types en anticorps contre la calicivirose chez les tigres et lions de l'étude. (suite) Titres moyens (Log) Titres moyens en anticorps contre la calicivirose des lions A 2 1,5 1 Lions A 0,5 0 -0,5 0 100 200 300 400 500 Temps (jours) Titres moyens (Log) Titres moyens en anticorps contre la calicivirose des lions B 3,5 3 2,5 2 1,5 1 0,5 0 Lions B 0 100 200 300 400 500 Temps (jours) 180 Annexe 21 : Evolution des titres moyens et des écarts-types en anticorps contre la rhinotrachéite chez les tigres et lions de l'étude. Titres moyens (Log) Titres moyens en anticorps contre la rhinotrachéite des tigres A 2 1,5 1 Tigres A 0,5 0 0 100 200 300 400 500 Temps (jours) Titres moyens (Log) Titres moyens en anticorps contre la rhinotrachéite des tigres B 2 1,5 1 Tigres B 0,5 0 0 100 200 300 400 500 Temps (jours) 181 Annexe 22 : Evolution des titres moyens et des écarts-types en anticorps contre la rhinotrachéite chez les tigres et lions de l'étude. (suite) Titres moyens (Log) Titres moyens en anticorps contre la rhinotrachéite des lions A 2 1,5 1 Lions A 0,5 0 0 100 200 300 400 500 Temps (jours) Titres moyens (Log) Titres moyens en anticorps contre la rhinotrachéite des lions B 2 1,5 1 Lions B 0,5 0 0 100 200 300 400 500 Temps (jours) 182 Annexe 23 : Evolution des titres moyens et des écarts-types en anticorps contre la panleucopénie chez les tigres et lions de l'étude. Titres moyens (Log) Titres moyens en anticorps contre la panleucopénie des tigres A 5 4 3 Tigres A 2 1 0 0 100 200 300 400 500 Temps (jours) TItres moyens (Log) Titres moyens en anticorps contre la panleucopénie des tigres B 5 4 3 2 Tigres B 1 0 -1 0 100 200 300 400 500 -2 Temps (jours) 183 Annexe 24 : Evolution des titres moyens et des écarts-types en anticorps contre la panleucopénie chez les tigres et lions de l'étude. (suite) Titres moyens (Log) Titres moyens en anticorps contre la panleucopénie des lions A 3 2 Lions A 1 Lions A 0 0 100 200 300 400 500 -1 Temps (jours) Titres moyens (Log) Titres moyens en anticorps contre la panleucopénie des lions B 4 3 2 Lions B 1 0 -1 0 100 200 300 400 500 Temps (jours) 184 Références bibliographies 1- ARDANS A.A. : Herpesviridae. In: HIRSH D.C.,ZEE Y.C. Veterinary Microbiology. 1st ed., Malden, BLACKWELL SCIENCE, 1999, 350-364. 2- ARTOIS M. et coll. : Pathologie infectieuse des Canidés et Félidés des parcs zoologiques. 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