REPUBLIQUE ALGERIENNE DEMOCRATIQUE ET POPULAIRE MINISTERE DE L’ENSEIGNEMENT L’ENSEIGNEMENT SUPERIEUR ET DE LA RECHERCHE SCIENTIFIQUE UNIVERSITE D’ORAN Faculté des Sciences Département de Biologie Mémoire En n vue de l’obtention du diplôme de Magister En Parasitologie Option : Ecologie et Biodiversité des parasites Présenté par : Melle Fouzia YOUSFI Thème : Contribution à l’étude des helminthes parasites du tube digestif du poulet local, (Gallus Gallus gallus domesticus, Linnaeus 1758) dans la région d’Oran. Soutenu le 06/10/2012 Devant le jury composé de : Président : Pr. BENSAHLA TALET Ahmed A Université d’Oran Examinateurs : Pr. BAKI Chekib C Arslane Université dde Sétif Dr. BEKKOUCHE Zohra. Z Université d’Oran Dr. SENOUCI Kheira Université d’Oran Encadreur : Année universitaire 2011/2012 Remerciements Nous adressons nos sincères remerciements et notre reconnaissance à Monsieur le Professeur BENSAHLA TALET Ahmed qui a bien voulu présider le jury de ce mémoire. Nous sommes très sensible à sa prévenance et sa serviabilité. Hommages respectueux. Madame SENOUCI Kheira nous a soutenue, encouragée et guidé nos premiers pas dans la recherche scientifique. Ce travail a pu aboutir grâce à ses conseils éclairés, sa disponibilité et sa bienveillance. Qu’elle soit assurée de nos sentiments profonds de gratitude et de considération pour toute l’aide qu’elle nous a apportée. Que ce mémoire soit un modeste témoignage de notre respectueux attachement. Nous tenons à exprimer notre gratitude, nos vifs remerciements et notre profond respect à Monsieur le Professeur BAKI Chekib Arslane qui nous a fait l’honneur d’accepter de juger ce travail malgré ses nombreuses obligations. Nous sommes également reconnaissante à Madame Bekkouche Z. qui a aimablement et spontanément accepté d’examiner ce travail. Nous l’en remercions chaleureusement. Nous remercions vivement Monsieur Medjouel Ilyes (Maitre Assistant en Parasitologie, Département de Biologie) et Madame Merzoug Dounia (Maitre de Conférences en Parasitologie, Département de Biologie) pour leur aide et leur collaboration scientifique. DEDICACE Je remercie DIEU de m’avoir accordé la santé et les moyens de réaliser ce travail Je dédie ce modeste travail : Aux êtres les plus chers à mon cœur, mes parents, qui m’ont tout offert dans la vie, pour leur soutien, leurs encouragements et leurs conseils précieux, que Dieu les garde. A mes sœurs, mes frères et ma grande famille. A mon promoteur Dr : SENOUCI. K Qui m’a guidée et éclaircie par ses précieux conseils et sa grande expérience et consacrer son temps à m’aider a tout moment et à qui tous les mérites reviennent. A mes meilleurs amies avec lesquelles j’ai partagé de beaux moments : « Hanene, Daouia, Souhir, Touria, Amina, Assia, Kalida » et à ceux que je n’ai pas cités mais qui sont toujours présents dans mes pensées. A toutes les personnes qui m’ont aidée de près ou de loin à la réalisation de ce travail. Table des matières Résume Liste des figures Liste des tableaux INTRODUCTION...................................................................................................................... 1 CHAPITRE I. ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE ........................................................................ 4 1. Généralités sur le poulet domestique .................................................................................... 5 1.1. Caractères des galliformes................................................................................................... 5 1.2. Position systématique.......................................................................................................... 5 1.3. Origine................................................................................................................................. 6 1.4. Comportement et reproduction........................................................................................... 6 1.5. Morphologie ........................................................................................................................ 7 1.6. Tube digestif........................................................................................................................ 8 1.6.1. Anatomie .......................................................................................................................... 8 1.6.1.1. Bec…………………………………………………………………………………….8 1.6.1.2. Œsophage……………………………………………………………………………...9 1.6.1.3. Jabot …………………………………………………………………………………..9 1.6.1.4. Proventricule…………………………………………………………………………..9 1.6.1.5. Gésier………………………………………………………………………………….9 1.6.1.6. Intestin ……………………………………………………………………………….10 1.6.2. Histologie ....................................................................................................................... 10 1.7. Mœurs alimentaires ........................................................................................................... 12 1.8. Elevage de poulets............................................................................................................. 13 1.8.1. Production avicole.......................................................................................................... 13 1.8.2. Différents modes d'élevage ............................................................................................ 16 1.8.2.1. Elevage à l’échelle mondiale………………………………………………………...16 1.8.2.2. Modes d'élevage en Algérie………………………………………………………….16 1.8.3. Races élevées.................................................................................................................. 18 1.8.3.1. Races pures…………………………………………………………………………..18 1.8.3.2. Hybrides…………………………………………………………………………….22 2. Helminthes parasites de tube digestif du poulet domestique ............................................... 23 2.1. Nématodes ......................................................................................................................... 23 2.1.1 Trichuridés ...................................................................................................................... 23 2.1.1.1. Morphologie…………………………………………………………………………23 2.1.1.2. Biologie………………………………………………………………………………23 2.1.1.3. Pathogénie……………………………………………………………………………23 2.1.2. Hétérakidés……………………………………………………………………………..24 2.1.2.1. Morphologie... ……………………………………………………………………….24 2.1.2.2. Biologie………………………………………………………………………………24 2.1.2.3. Pathogénie……………………………………………………………………………24 2.1.3. Spiruridés ....................................................................................................................... 25 2.1.3.1. Morphologie....……………………………………………………………………….25 2.1.3.2. Biologie………………………………………………………………………………25 2.1.3.3. Pathogénie……………………………………………………………………………26 2.1.4. Acuariidés...................................................................................................................... 26 2.1.4.1. Morphologie.................................................................................................................26 2.1.4.2. Biologie………………………………………………………………………………27 2.1.4.3. Pathogénie……………………………………………………………………………27 2.2. Cestodes ............................................................................................................................ 28 2.2.1. Davainéidés .................................................................................................................... 28 2.2.1.1. Morphologie.................................................................................................................28 2.2.1.2. Biologie………………………………………………………………………………28 2.2.1.3. Pathogénie……………………………………………………………………………28 2.2.2. Hyménolépididés........................................................................................................... 29 2.2.2.1. Morphologie.................................................................................................................29 2.2.2.2. Biologie………………………………………………………………………………29 2.2.2.3. Pathogénie……………………………………………………………………………29 2.3. Trématodes ........................................................................................................................ 30 2.4. Acanthocéphales................................................................................................................ 31 CHAPITRE II. MATERIEL ET METHODES..................................................................... 32 1. Période d’étude et caractéristiques de l’échantillonnage ..................................................... 33 2. Méthodes .............................................................................................................................. 34 2.1. Dissection des poulets …………………………………………………………….…… 34 2.2. Recherche et prélèvement des parasites: ........................................................................... 35 2.3. Etude des parasites…………………………………………………………...………......38 2.3.1. Traitement et montage ………………………………………………………………...38 2.3.1.1. Nématodes……………………………………………………………………………38 2.3.1.2. Cestodes……………………………………………………………………...………38 2.3.1.3. Trématodes ………………………………………………………………………….39. 2.3.1.4. Acanthocéphales…………………………………………….……………………….39 2.3.2. Identification…………………………………………………………………………. 40 3. Analyse statistique…………………………………………………………………………40 CHAPITRE III. RESULTATS ET DISCUSSION ……………………………………..……41 1. Etude descriptive et systématique ........................................................................................ 42 1.1.Nématodes…………………………………………………………………………..….…42 1.2. Cestodes ............................................................................................................................ 67 1.3. Trématodes ........................................................................................................................ 83 1.4. Acanthocephales................................................................................................................ 92 2. Etude du parasitisme……………………………………………………………………….97 2.1. Résultats………………………………………………………………………………….97 2.1.1. Prévalence et abondance moyenne……………………………………………………..98 2.1.2. Variations de la prévalence…………………………………………………………….99 2.1.2.1. Variation de la prévalence des espèces en fonction du sexe……………………........99 2.1.2.2. Variations saisonnières de la prévalence des espèces……………………………....100 2.1.3. Répartition des parasites dans le tube digestif du poulet……………..........................106 2.1.4. Pathologie (symptômes et lésions) ………………………………………………...…108 2.2. Discussion………………………………………………………………………………108 CONCLUSION…………………………………………………………………………...…112 Références bibliographiques………………………………………………………………...114 Annexes…………………………………………………………………………….………..132 Résumé Aucune étude sur le parasitisme du poulet de ferme notamment sur la systématique, n’a été publiée jusqu’à présent en Algérie, bien que l’élevage de cette volaille sous forme traditionnelle joue un rôle important dans l’économie rurale. De novembre 2010 à octobre 2011, 72 poulets fermiers élevés selon ce mode dans la région d’Oran ont été examinés dans le but d’identifier les helminthes parasites du tube digestif. Tous les poulets étaient infestés, quels que soient le sexe, le poids et la saison, soit un taux global de parasitisme de 100 % avec une intensité d’infestation de 136,58 parasites par poulet. La faune parasitaire, diversifiée, est composée de cestodes (prévalence de 98,61%), de nématodes (prévalence de 97,22 %), de trématodes (prévalence de 20,83 %) et d’acanthocéphales (prévalence de 2,7 %). Les résultats statistiques ont montré une différence significative (p < 0,05). L’identification de ces helminthes a mis en évidence : - 8 espèces de nématodes : Capillaria annulata, C. Caudinflata, C. anatis, Gongylonema ingluvicola, Ascaridia galli, Subulura brumpti, Heterakis gallinarum, Cheilospirura hamulosa, - 7 espèces de cestodes: Raillietina echinobothrida, R. tretragona, R. cesticillus, Davainia proglottina, Choanotaenia infundibulum, Hymenolepis carioca, Amoeboteania cuneata, - une espèce et un genre de trématodes: Postharmostomum gallinum, Brachylaema sp, - un genre d’acanthocephales: Prosthorhynchus sp. Les taux de parasitisme et d’infestation varient d’une espèce à une autre, Raillietina echinobothrida est l’espèce la plus répandue avec une abondance moyenne relativement faible. La distribution des helminthes et leurs localisations préférentielles ont été étudiées, la plupart occupent l’intestin grêle. Mots-clés : Poulet- Elevage traditionnel - Helminthes - Tube digestif- Région d’Oran. Abstract No studies have been published on the parasitism of chicken farm in particular on systematic, although the farming chicken in the traditional form plays an important role into the rural economy. 72 chickens rose using this mode in Oran region, were examined from November 2010 to October 2011, to identify the helminthes parasites of the digestive tract. All chickens were infected, regardless of sex, weight and season, for an overall rate of parasitism of 100% with an intensity of infestation of parasites 136.58 per chicken. The diversified parasitic fauna consists of cestodes (prevalence of 98.61%), nematodes (prevalence of 97.22%), trematodes (prevalence of 20.83%) and acanthocephalans (prevalence of 2.7 %). The statistical results showed a significant difference (p <0.05). The identification of these helminths showed: - 8 species of nematodes: Capillaria annulata, C. Caudinflata, C. Anatis, Gongylonema ingluvicola, Ascaridia galli, Subulura brumpti, Heterakis gallinarum, Cheilospirura hamulosa, - 7 species of cestodes: Raillietina echinobothrida, R. tretragona, R. cesticillus, Davainia proglottina, Choanotaenia infundibulum, Hymenolepis carioca Amoeboteania cuneata, - A species and a genus of trematodes: Postharmostomum gallinum, Brachylaema sp - A genus of Acanthocephala: Prosthorhynchus sp. The rate of parasitism and infestation vary from one species to another, Raillietina echinobothrida is he most common species with a relatively low average abundance. The distribution of helminths and their locations were studied. The small intestine was the most preferential. Keywords: Chicken-Traditional Breeding - Helminthes - digestive Tract - Oran region. اﻟﻤﻠﺨﺺ ﺗﻠﻌﺐ اﻟﺘﺮﺑﯿﺔ اﻟﺘﻘﻠﯿﺪﯾﺔ ﻟﻠﺪﺟﺎج اﻟﻤﺤﻠﻲ دورا ھﺎﻣﺎ ﻓﻲ اﻻﻗﺘﺼﺎد اﻟﺮﯾﻔﻲ ،ورﻏﻢ ذﻟﻚ ﺣﺘﻰ اﻵن ﻓﻲ اﻟﺠﺰاﺋﺮ ﻟﻢ ﯾﺘﻢ ﻧﺸﺮ أي دراﺳﺔ ﺣﻮل اﻟﻄﻔﯿﻠﯿﺎت اﻟﺪﺟﺎج . أﺟﺮﯾﺖ ھﺬه اﻟﺪراﺳﺔ ﺧﻼل اﻟﻔﺘﺮة اﻟﻤﻤﺘﺪة ﺑﯿﻦ ﻧﻮﻓﻤﺒﺮ 2010و أﻛﺘﻮﺑﺮ 2011ﺑﻤﻨﻄﻘﺔ وھﺮان ،ﺣﯿﺚ ﺛﻢ ﻓﺤﺺ 72دﺟﺎﺟﺔ ﺑﮭﺪف اﻟﺘﻌﺮﯾﻒ ﺑﺎﻷﻧﻮاع اﻟﻤﺨﺘﻠﻔﺔ ﻟﻠﺪﯾﺪان اﻟﻤﺘﻄﻔﻠﺔ ﻋﻠﻰ اﻷﻧﺒﻮب اﻟﮭﻀﻤﻲ. ﻃﯿﻠﺔ اﻟﻔﺼﻮل اﻷرﺑﻌﺔ ﻛﻞ اﻟﺪﺟﺎج ﻛﺎن ﻣﺼﺎﺑﺎ ﺑﺎﺧﺘﻼف ﺟﻨﺴﮫ ووزﻧﮫ ،إذ ﺑﻠﻐﺖ ﻧﺴﺒﺔ اﻟﺘﻄﻔﻞ اﻟﻌﺎﻣﺔ %100ﺣﯿﺚ ﺗﺤﺘﻞ اﻟﺪﯾﺪان اﻟﺸﺮﯾﻄﯿﺔ اﻟﺼﺪارة ) ﻧﺴﺒﺔ اﻹﺻﺎﺑﺔ ، (% 98.61ﺗﻠﯿﮭﺎ اﻟﺪﯾﺪان اﻷﺳﻄﻮاﻧﯿﺔ ) ﻧﺴﺒﺔ اﻹﺻﺎﺑﺔ ، (%97.22ﺛﻢ اﻟﺪﯾﺪان اﻟﻮرﻗﯿﺔ )ﻧﺴﺒﺔ اﻹﺻﺎﺑﺔ (% 20.83وﻣﺸﻮﻛﺎت اﻟﺮأس ) ﻧﺴﺒﺔ اﻹﺻﺎﺑﺔ (% 2.7 أﻇﮭﺮت اﻟﺘﺤﺎﻟﯿﻞ اﻹﺣﺼﺎﺋﯿﺔ وﺟﻮد ﻓﺮوق ﻣﻌﺘﺒﺮة ﻓﻲ ﻧﺴﺒﺔ اﻹﺻﺎﺑﺔ ﻟﺪى ﻣﺨﺘﻠﻒ اﻟﻄﻔﯿﻠﯿﺎت أﻧﻮاع اﻟﻄﻔﯿﻠﯿﺔ اﻟﺘﻲ ﺗﻢ ﺗﺤﺪﯾﺪھﺎ ﻣﻤﺜﻠﺔ ﻓﻲ: 08أﻧﻮاع ﻣﻦ اﻟﺪﯾﺪان اﻷﺳﻄﻮاﻧﯿﺔ Capillaria annulata, C.anatis, C.caudinflata, Gongylonema ingluvicola, Ascaridia galli, Subulara brumpti, Heterakis gallinarum, Cheilospirura hamulosa. 07أﻧﻮاع ﻣﻦ اﻟﺪﯾﺪان اﻟﺸﺮﯾﻄﯿﺔ Raillietina echinobothrida, R.tretragona, R.cesticillus, Davainia proglottina, Choanotaenia infundibulum, Hymenolepis carioca, Amoebotaenia cuneata ﻧﻮع واﺣﺪ وﺟﻨﺲ واﺣﺪ ﻣﻦ اﻟﺪﯾﺪان اﻟﻮرﻗﯿﺔ: Postharmostomum gallinum, Brachylaema sp ﺟﻨﺲ واﺣﺪ ﻣﻦ ﻣﺸﻮﻛﺎت اﻟﺮأس Prosthorhynchus sp ﻗﺪر ﻣﺘﻮﺳﻂ ﻛﺜﺎﻓﺔ اﻟﻄﻔﯿﻠﯿﺎت ب 136.58ﻃﻔﯿﻠﻲ ﻓﻲ اﻟﺪﺟﺎﺟﺔ. ﺗﻢ ﺗﺤﺪﯾﺪ ﺗﻮزع اﻟﺪﯾﺪان ﻋﻠﻰ ﻣﺨﺘﻠﻒ أﺟﺰاء اﻷﻧﺒﻮب اﻟﮭﻀﻤﻲ ،ﻣﻊ ﺗﺴﺠﯿﻞ ﺗﻮاﺟﺪ ﻣﻌﺘﺒﺮ ﻋﻠﻰ ﻣﺴﺘﻮى اﻟﻤﻌﻲ اﻟﺪﻗﯿﻖ . ﻛﻠﻤﺎت اﻟﺒﺤﺚ :دﺟﺎﺟﺔ – اﻟﺘﺮﺑﯿﺔ اﻟﺘﻘﻠﯿﺪﯾﺔ – اﻟﺪﯾﺪان –اﻷﻧﺒﻮب اﻟﮭﻀﻤﻲ – ﻣﻨﻄﻘﺔ وھﺮان . Liste des figures Figure 1.Morphologie du coq (A) et de la poule (B) Figure 2. Schéma d’une coupe de l’intestin grêle (Hodges, 1974) Figure 3. Comparaison Internationale de la production du poulet Figure 4. Principaux producteurs de viande blanche à l’échelle mondiale (Blin et al., 2011) Figure 5. Principe d’hybridation (Bisimwa, 2004). Figure 6. Stades évolutifs d’un acanthocéphale. Figure 7. Différentes daïras et communes de la wilaya d’Oran Figure 8. Différentes étapes de l’autopsie helminthique. Figure 9. Capillaria annulata Molin, 1858 Figure 10. Capillaria caudinflata (Molin, 1858) Wawilowa, 1926 Figure 11. Capillaria anatis (Schrank, 1790) Travassos, 1915 Figure 12. Ascaridia galli Schrank, 1788 Figure 13. Heterakis gallinarum (Schrank, 1788) Madsen, 1950 Figure 14. Subulura brumpti (Lopez-Neyra, 1922) Cram, 1926 Figure 15. Gongylonema ingluvicola Ransom, 1904 Figure 16. Cheilospirura hamulosa (Diesing, 1851) Diesing, 1861 Figure 17. Davainia proglottina (Davaine, 1860) Blanchard 1891 Figure 18. Raillietina tetragona (Molin, 1858) Fuhrmann 1920 Figure 19. Raillietina echinobothrida Megnin, 1881 Figure 20. Raillietina cesticillus Molin 1858 Figure 21. Hymenolepis carioca Linstow, 1872 Figure 22. Choanotaenia infundibulum Bloch, 1779 Figure 23. Amoeboteania cuneata Linstow, 1872 Figure 24. Postharmostomum gallinum Witenberg, 1923 Figure 25. Brachylaema sp. Dujardin, 1843 Figure 26. Prosthorhynchus sp. Kostylew, 1915 Figure 27. Abondance moyenne et prévalence des espèces recensées Figure 28. Variations de la prévalence des espèces en fonction du sexe Figure 29. Variations saisonnières de la prévalence des Capillariinés Figure 30. Variations saisonnières de la prévalence des Hétérakidés Figure 31.Variations saisonnières de la prévalence des Spiruroïdea Figure 32.Variations saisonnières de la prévalence des Davainéidés Figure 33.Variations saisonnières de la prévalence des Hyménolépididés Figure 34.Variations saisonnières de la prévalence des deux espèces de trématodes Liste des tableaux Tableau I. Phénotypes avicoles rencontrés dans le Nord-Ouest algérien et performances de ponte Tableau II.Caractères morphométriques de Capillaria annulata Molin, 1858 Tableau III. Caractères morphométriques de Capillaria caudinflata (Molin, 1858) Wawilowa, 1926 Tableau IV. Caractères morphométriques de Capillaria anatis (Schrank, 1790) Travassos, 1915 Tableau V. Caractères morphométriques d’Ascaridia galli Schrank, 1788 Tableau VI. Caractères morphométriques de Heterakis gallinarum (Schrank, 1788) Tableau VII. Caractères morphométriques de Subulura brumpti (Lopez-Neyra, 1922) Cram, 1926 Tableau VIII. Caractères morphométriques de Gongylonema ingluvicola Ransom, 1904 Tableau IX. Caractères morphométriques de Cheilospirura hamulosa (Diesing, 1851) Diesing, 1861 Tableau X. Caractères morphométriques des espèces de cestodes recensées Tableau XI. Caractères morphométriques de Postharmostomum gallinum Witenberg, 1923 Tableau XII. Caractères morphométriques de Brachylaima Dujardin, 1843 Tableau XIII. Caractères morphométriques de Prosthorhynchus Kostylew, 1915 Tableau XIV. Récapitulatif des espèces recensées et répartition géographique Tableau XV. Distribution des helminthes dans le tube digestif du poulet INTRODUCTION 1 Le poulet est considéré généralement comme un des oiseaux les plus anciennement domestiqués. Il occupe une place économique et sociale particulière; sa production assure actuellement plus de 86% des produits carnés d’origine volaille (Office de l’elevage, 2009). Le mode d’exploitation varie selon les moyens disponibles. Les systèmes d’élevage intensif et semi-intensif fournissent la majorité des offres sur le marché mondial. Ils sont répandus dans les zones urbaines et périurbaines et prédominent dans les pays du Nord les plus développés. Ils sont très exigeants des points de vue équipements, races élevées et contrôle sanitaire. Cependant, près de 90% des volailles dans les pays en voie développement sont élevés sous le système extensif (Branckaert et Guéye, 1999; Sharma, 2007). Celui-ci repose essentiellement sur des modes d’exploitation traditionnels peu exigeants et qui conviennent aux milieux villageois et même urbains et périurbains dans plusieurs pays africains et asiatiques. En Algérie et jusqu'au début des années 1960, l’aviculture était essentiellement villageoise et traditionnelle. Depuis l’indépendance, elle se dirige de plus en plus vers l’industrialisation mais elle reste insuffisante et souffre de nombreux obstacles tels que le manque d’éleveurs qualifiés et la forte dépendance de l’étranger (équipements, souches élevées, produits alimentaires et vétérinaires). En 2001, l’observatoire des filières avicoles d’Algérie a recensé 29 316 exploitations de poulets de chair et de poules pondeuses, devant 150 000 exploitations de poulets domestiques sous le système extensif (OFIAAL, 2001). Ceci met l’accent sur l’importance de ce type d’élevage malgré sa très faible productivité. L’aviculture de ferme ou familiale, pour laquelle il n'y a presque pas d'investissement ni de soins particuliers, se caractérise par la simplicité de son équipement et son indépendance totale. Le poulet exploité est d’origine locale et plus résistant aux conditions hostiles. Il participe essentiellement à l’autosuffisance de viande et d’œufs dans les milieux ruraux et aide aussi à lutter contre la pauvreté en assurant des chances d’emploi pour les personnes défavorisées. De plus, il fournit une qualité en viande bien appréciée par la population algérienne, surtout lors des cérémonies. Au niveau des marchés, il est rare et son prix est plus élevé que celui du poulet industriel. Les maladies d’origines diverses (virale, bactérienne et parasitaire) représentent un des obstacles les plus importants pour le développement de cette filière. Différentes espèces ectoparasites (insectes et acariens), mésoparasites et endoparasites (protozoaires et helminthes) affectent le poulet. Les espèces d’helminthes parasites du tube digestif sont très répandues. L’impact économique peut se traduire par une baisse importante de la productivité (retard de la croissance, diminution de la ponte..). En diminuant la résistance des volailles, ces parasites jouent aussi un rôle favorable dans la diffusion de maladies infectieuses mortelles. 2 Le parasitisme du poulet domestique a fait l’objet d’un grand nombre de travaux, en Afrique, en Europe et en Amérique du sud. Nos références ont montré qu’aucune étude de ce type n’a été entreprise jusqu’à maintenant à l’échelle régionale voire nationale. Notre travail a pour but la connaissance de la faune helminthique du tube digestif du poulet de ferme élevé dans la région d’Oran. Nous le complétons par une approche écologique. Les deux premiers chapitres de ce travail sont consacrés respectivement à des généralités sur le poulet domestique à partir d’une analyse bibliographique et aux matériels et méthodes utilisés dans la partie expérimentale. Nous présentons dans le troisième chapitre les résultats et leur discussion de l’étude: - systématique ayant permis l’inventaire des helminthes récoltés, - des variations du parasitisme. 3 CHAPITRE I ETUDE BIBLIOGRAPHIQUE 4 1. Généralités sur le poulet domestique La poule est un oiseau de l’ordre des galliformes ou gallinacés (Temminck, 1820) qui regroupe environ 281 espèces d’oiseaux, réparties en 81 genres et classés (selon Sibley et Ahlquist, 1990; Del Hoyo et al. 1994; Hockey et al., 2005) en 7 familles: Phasianidae, Numididae, Méléagrididae, Tétraonidae, Mégapodiidae, Cracidae et Odontophoridae. L’espèce poule, Gallus gallus, désigne souvent les deux sexes et par rapport aux caractéristiques spécifiques des femelles ou des mâles, l’espèce est souvent définie par le nom coq ou poule (Fosta, 2008). La poule domestique (ou poulet domestique) est une volaille mâle ou femelle, de la sous espèce Gallus Gallus domesticus. 1.1. Caractères des galliformes Les galliformes forment un des groupes d'oiseaux les plus importants pour la société humaine et la recherche (Van Tuinen et Dyke, 2004). Ce sont des oiseaux terrestres, nonmigrateurs à l’exception des espèces de plus petite taille (Romanov et al., 2009) et capables d’effectuer des vols à courte distance. La taille peut varier de 13 cm chez la caille chinoise à 117 cm chez le paon et le dindon, mais la plupart sont de taille moyenne et semblables à la poule domestique (Romanov et al., 2009). Les pattes sont robustes avec quatre orteils armés d’ongles solides, le pouce repose au sol, le bec est court et solide, adapté aux régimes alimentaires. La majorité des espèces présentent un dimorphisme sexuel très marqué, en taille ou en apparence. 1.2. Position systématique de Gallus gallus domesticus (Delacour, 1977; Howard et Moore, 1984; Singhapol, 2003) Règne : Animalia Sous.Règne : Metazoa Embranchement: Chordata Sous.Embranchement: Vertebrata Classe : Aves Ordre: Galliformes Famille: Phasianidae Sub-famille: Phasianinae Genre: Gallus Espèce: Gallus gallus Sous-espèce: Gallus gallus domesticus (Linnaeus, 1758) 5 1.3. Origine Il y a plus d’un million d’années, le genre Gallus était probablement constitué d’une seule population s’étendant sur tout le continent eurasien puis se serait divisé pendant les périodes de glaciation en trois groupes: le groupe indien, le groupe d’Asie de l’Est et le groupe méditerranéen ou moyen-oriental. Seul le groupe indien aurait survécu et évolué pour donner naissance aux quatre espèces reconnues actuellement (Harrisson, 1978): - G. gallus (Linnaeus, 1758): coq rouge de jungle, - G. varius (Shaw et Nodder, 1798): coq vert de jungle, - G. sonneratii (Temminck, 1831): coq gris de jungle, - G. lafayettei (Lesson, 1831): coq de jungle ou coq tacheté de Ceylan (Sri Lanka), Le poulet domestique, Gallus gallus domesticus, est censé descendre d'une des quatre espèces de coqs de jungle (Crawford, 2003; Stevens, 1991): Des recherches en génétique moléculaire montrent que seule l’espèce Gallus gallus est l'ancêtre de tous les poulets domestiques (West et Zhou, 1989; Fumihito et al., 1994,1996). D’autres études indiquent que le coq gris de jungle, Gallus Sonneratii, est aussi inclus dans le patrimoine héréditaire de ces oiseaux (Schneller, 2010). Selon Yamada (1988), il est probable que la domestication du poulet eut lieu en Asie du SudEst, depuis 8000 ans. Il fut domestiqué pour la première fois en chine vers 6000 ans AJ (West et Zhou, 1989; Ketelaars et Saxena, 1992) et avec le mouvement des commerçants, il a envahi différentes régions du monde (Moyen Orient, Europe de l’Ouest, Japon …) (Scanes, 2011). A l’origine, cet oiseau avait été probablement employé pour le sacrifice dans des cérémonies religieuses ou comme animaux d'agrément ou encore pour le combat. Son potentiel comme animal agricole fut développé jusqu’à la période romaine avec même la création d’industries mais celles-ci se sont vite effondrées avec l'empire romain. L'utilisation commerciale n'a repris qu'au dix-neuvième siècle (Wood-Gush, 1959). 1.4. Comportement et reproduction Le poulet de jungle est prédisposé par plusieurs caractéristiques à la domestication, il présente des types complexes de comportement de cour, de nidification, de ponte, d'incubation, de couvaison et de défense contre les prédateurs. Il s’agit d’une volaille adaptable à divers environnements, ayant des conditions diététiques flexibles; elle forme, en plus des jeunes, des groupes de 1 à 2 mâles et de 2 à 5 femelles (Appleby et al., 1992). 6 Le poulet domestique peut exprimer les mêmes comportements que ceux de ses ancêtres de la jungle, ce qui n’est pas le cas de nombreuses souches d'hybrides (Conseil de l’Europe, 1995). La poule atteint sa maturité sexuelle à partir du 6ème au 9ème mois (selon la race) et peut pondre même en l’absence du coq, mais n’étant pas fécondés, les œufs ne donnent pas de poussins. La ponte est d’un œuf par jour ou tous les deux jours (soit 100 à 300 œufs par an) selon la race et l'âge. En général il n’y a pas de relation entre la ponte et la saison à l’exception des zones tempérées où la poule cesse de pondre quand les jours raccourcissent ou quand son exposition à la lumière est faible. Selon Scanes (2011), il faut 14 heures de lumière et 10 heures d’obscurité par jour pour que l’ovulation se déclenche. Quand le nombre d’œufs dans le nid atteint 8 à 12, la poule change de comportement, se met à glousser et se déplume au niveau du bréchet. Elle quitte le nid une seule fois par jour pour s'alimenter et prendre un bain de terre. Pendant la couvaison, les œufs sont incubés à une température de 38 à 39°C et les poussins sont prêts à éclore du 19ème au 21ème jour. Lorsque la poule recommence à pondre, elle rejette les jeunes qui vont alors vivre en fratrie jusqu'à l'âge adulte. 1.5. Morphologie Le poulet domestique est adapté à la vie terrestre comme tous les gallinacés, il se caractérise par un corps trapu, un sternum très développé, des membres abdominaux solidement musclés et des ailes courtes et arrondies. La tête est ornementée par la crête, les barbillons, les oreillons et souvent par une huppe de plumes colorées. Le bec est court et épais, souvent un peu recourbé. Le corps est recouvert de plumes et les pattes d'écailles; celles-ci se terminent par quatre doigts dont trois sont en avant et un vers l’arrière. Au niveau du tarse se trouve l’éperon ou l’ergot qui est bien développé chez le coq adulte (Diop, 1982). Le dimorphisme sexuel est bien marqué, le coq généralement plus volumineux que la poule, se distingue par sa crête et ses barbillons plus développés et de couleur rouge vif, par son plumage et sa queue en panache de plumes ainsi que par son cri (Fournier, 2005) (Fig.1). 7 A B Fig.1.Morphologie du coq (A) et de la poule (B) (www.gallinette.net/index.php?page=oeuf&news_page=5) 1.6. Tube digestif C’est l’appareil le plus important de l’organisme, son bon fonctionnement se reflète directement sur la croissance et même sur l’état sanitaire général du poulet. Il contient un ensemble d’organes qui coopèrent à la digestion. Celle-ci exige une série d’actions physiques et chimiques permettant d’obtenir à partir d’un bol alimentaire complexe des constituants simples, assimilables par le sang. Les déchets issus de cette digestion sont expulsés par l'anus. Selon Larbier et Leclercq (1992), les processus de la digestion se produisent dans tout le tube digestif et l’absorption s’effectue essentiellement dans l’intestin grêle. 1.6.1. Anatomie Le tube digestif de l’espèce aviaire est caractérisé par sa taille relativement courte mais possède une grande efficacité de digestion vu la rapidité du transit digestif. Il mesure 85 cm de long chez le poussin et environ 2 m chez l'adulte (Alamargot, 1982). Les différents organes qui le constituent sont: 1.6.1.1. Bec Utilisé pour la capture des particules alimentaires; il comporte deux parties, la maxille ou mandibule supérieure sur la face dorsale et la mandibule ou mandibule inférieure sur la 8 face ventrale (Beghoul, 2006). Sa partie visible est de nature cornée (rhamphothèque) et de croissance continue (Bonou, 1987). Le bec est suivi d’une cavité buccale dépourvue de voile du palais et de l’épiglotte de sorte que la bouche et le pharynx forment une cavité unique souvent appelée bucco-pharynx (Larbier et Leclercq, 1992). Cette cavité comporte des glandes salivaires qui assurent l’humidification du bol alimentaire afin de faciliter son passage dans l’œsophage. 1.6.1.2. Œsophage C’est un conduit musculo-muqueux à paroi mince et très dilatable; il assure le transport des aliments de la cavité buccale à l'estomac. Sa sécrétion permet une imprégnation des aliments et facilite leur transit. Il est composé de deux parties : - une partie cervicale relativement longue, recouverte uniquement par la peau et située à droite de la trachée, - une partie thoracique plus courte où l'œsophage redevient médian et dorsal à la trachée (Bonou, 1987). Comme chez les autres Galliformes et les Columbiformes, l’œsophage se renfle, avant de pénétrer dans la cavité thoracique, en un réservoir appelé jabot (Alamargot, 1982). 1.6.1.3. Jabot Cet organe se caractérise par un épithélium riche en glandes à mucus et dans lequel les aliments peuvent s’accumuler, s’humecter et se ramollir. Il s’y produit aussi l’initiation de dégradation de l’amidon à l’aide de certaines bactéries amylolytiques, telles que les lactobacilles (Champ et al., 1981, 1985). 1.6.1.4. Proventricule (ventricule succenturié ou estomac glandulaire) Il s’agit d’un renflement fusiforme qui se situe en avant du gésier. La paroi interne, très épaisse, contient des glandes bien développées qui sécrètent de la pepsine et du suc gastrique (Alamargot, 1982; Moran, 1985). 1.6.1.5. Gésier (estomac musculaire) C’est l’organe broyeur du tube digestif et dont la forme est à la fois aplatie et arrondie comme une lentille biconvexe. La paroi musculaire, très épaisse et puissante, est formée de quatre muscles principaux intermédiaires antéro-inférieurs antéro-supérieurs et et postéro-supérieurs, et de muscles postéro-inférieurs (Larbier et Leclercq, 1992). 9 Intérieurement, l’organe est tapissé par une couche cornée constituée par une substance protéique voisine de la kératine, la coaline. Le gésier est séparé du proventricule et du duodénum respectivement par l'isthme et le pylore (Rougière, 2010). 1.6.1.6. Intestin Cet organe est le site de la digestion chimique et de l'absorption d’éléments nutritifs assimilables par le sang et la lymphe. Il prend la forme d’un tube de calibre à peu près égal sur toute son étendue. Chez les oiseaux, il est plus court par rapport à la longueur du corps que celui des Mammifères herbivores. Il mesure environ 120 cm chez l’adulte (Larbier et Leclercq, 1992; Rudeaux et Bastianelli, 2003) et comporte deux parties distinctes: - l'intestin grêle, qui débute à partir du pylore, se divise en trois parties: le duodénum (du pylore jusqu’à la portion distale de l’anse duodénale qui enserre le pancréas), le jéjunum (de la portion distale de l’anse duodénale jusqu’au diverticule de Meckel) et l’iléon (du diverticule de Meckel à la jonction iléo-caecale) (Rougière, 2010). - le gros intestin qui est constitué par deux caeca (ou caecums) et le rectum, celui-ci se termine par le cloaque. Les caeca, qui se situent au niveau de la jonction entre l’iléon et le rectum (McNab, 1973), sont pairs et se présentent comme des sacs pouvant atteindre 20 cm de longueur chez l’adulte (Larbier et Leclercq, 1992). Ils sont le siège de la fermentation bactérienne mais leur rôle dans la digestion est négligeable, ils n’hydrolysent ni la cellulose, ni les autres polyosides non amylacés (Rudeaux et Bastianelli, 2003; Larbier et Leclercq, 1992). Ils interviennent cependant dans l'équilibre hydrominéral et dans les phénomènes immunologiques par les amygdales disposées à leur entrée (Brugere-Picoux et Silim, 1992). Le rectum, dépourvu de villosités, est plus large que l’iléon, avec une longueur d’environ 8 à 11cm. Il réabsorbe l’eau de son contenu (Alamargot, 1982). Le cloaque occupe la dernière partie de tube digestif où s’accumulent les matières fécales avant leur expulsion à travers l’anus. C’est aussi le carrefour des voies génitales, urinaires et intestinales (Denbow, 2000; Moran, 1985). 1.6.2. Histologie Le tube digestif est entièrement d'origine endodermique à l’exception de la partie rostrale de la cavité buccale qui est d'origine ectodermique (Alamargot, 1982). Sa structure histologique comporte quatre tuniques fondamentales: 10 - la muqueuse recouvrant la surface la plus interne des organes et selon la particularité structurale de ces derniers, elle est formée d’un épithélium simple ou pluristratifié, glandulaire. L’épithélium repose sur le chorion ou la lamina mucosea, qui elle-même se situe sur une couche musculaire ou muscularis mucosae. - la sous-muqueuse composée de tissu conjonctif lâche avec des cellules adipeuses et des vaisseaux sanguins. - la musculeuse, une couche formée uniquement de fibres musculaires lisses. Sur la face externe, la musculature est disposée en un sens longitudinal et intérieurement en un sens circulaire. - la séreuse formée d'une couche de cellules adipeuses, bordée par un mésothélium (Bonou, 1987). Chaque portion du tube digestif possède une structure particulière en relation avec sa forme ou sa fonction spécifique. L’œsophage et le jabot sont caractérisés par un épithélium pavimenteux pluristratifié qui contient uniquement au niveau de l'œsophage post-ingluvial des glandes exo-épithéliales incluses dans la lamina propria. L’épithélium des autres organes est constitué par une seule assise de cellules cylindriques. La muqueuse du proventricule présente de nombreuses glandes tubulaires qui sécrètent le suc gastrique. Ces glandes s’enfoncent dans la sous-muqueuse et forment des lobes glandulaires serrés les uns contre les autres. Ces derniers se jettent dans un canal commun et communiquent avec la lumière de l’organe par l’intermédiaire d’un conduit excréteur. Le chorion ou lamina propria mucosae est limité par une couche musculaire lisse composée de deux couches minces de fibres longitudinales séparées par une couche plus épaisse de fibres transversales. La paroi du gésier est bien adaptée à la fonction de broyage. L'épithélium contient aussi des glandes tubuleuses rectilignes. Celles-ci émettent du mucus qui, solidifié, forme une couche anhiste blanchâtre, la couche cornée. La musculeuse est très épaisse et puissante, formée d’une couche musculaire rouge striée, à noyaux périphériques dans les myocytes. L’intestin grêle intervient principalement dans l’absorption des produits de la digestion et la sécrétion enzymatique. Ces fonctions se traduisent structurellement par la présence des villosités et des glandes intestinales. La muqueuse des villosités intestinales, très épaisse et fortement vascularisée, est formée de trois feuillets. La face la plus interne est un épithélium glandulaire simple constitué principalement d'entérocytes, de cellules à mucus et de cellules endocrines ou cryptes de Lieberkuhn (Larbier et Leclercq, 1992; Rougière, 2010). 11 Cette face est suivie d’une couche intermédiaire riche en vaisseaux sanguins et en nerfs. Enfin la couche externe est constituée de muscles lisses responsables de la motricité intestinale (Larbier et Leclercq, 1992). La muqueuse repose sur un tissu conjonctif contenant les vaisseaux sanguins et lymphatiques vers lesquels sont transportés les nutriments après l’absorption (Duke, 1986). Ensuite se trouve une musculeuse formée de deux couches de muscles et le tout est enveloppé d’une fine couche membraneuse, la séreuse (Rougière, 2010) (Fig.2). Fig.2. Schéma d’une coupe de l’intestin grêle (Hodges, 1974) Les différentes portions de l’intestin grêle présentent une structure généralement semblable, mais avec cependant quelques différences. Dans le duodénum, les villosités sont larges, hautes et serrés les unes contre les autres et les glandes de Lieberkühn sont nombreuses. Elles sont plus courtes et en nombre moindre au niveau du jéjunum, et plus dispersées les unes des autres dans l’iléon (Bonou, 1987). 1.7. Mœurs alimentaires Le poulet domestique ou poulet de ferme est un animal rustique, résistant et comme son ancêtre le poulet sauvage de jungle, il est omnivore (Collias et Collias, 1967), passant la majorité de la journée à chercher la nourriture sur le sol à l’aide de son bec et ses griffes. Il s’alimente de graines, de vers, d’insectes, de limaces, d’herbes, de restes de légumes et de fruits. Il avale aussi les petits cailloux pour remplir le gésier (estomac mécanique) qui sert à broyer les aliments. Dans les conditions défavorables ou en cas de manque d’alimentation, 12 l’éleveur peut donner un complément d’aliments, des grains de céréales, du maïs, du sorgho ou du mil, du son de mil ou du riz (Alassane, 2004). Les abreuvoirs peuvent être de vieux récipients abandonnés ou tout simplement des flaques d’eau (Moula et al., 2009). Dans le cas de l’élevage intensif et semi intensif, le coût alimentaire est estimé à 70% du coût de production d’un poulet de chair. Les animaux doivent recevoir des rations déterminées en fonction du niveau d’ingestion qui est sous l’influence de plusieurs facteurs, l’âge de l’animal, la souche, la présentation physique de l’aliment et l’environnement (température, ventilation…) (Rudeaux et Bastianelli, 2003). L’aliment doit être donné en quantité suffisante et contenir un bon équilibre d’ingrédients afin d’obtenir le maximum du potentiel de performances génétiques. Il peut renfermer les céréales et leurs issues (maïs, mils, brisures de riz, sorgho, son de blé…), les sources de protéines d’origine végétale (tourteaux de soja, coton, arachide, tourteau palmiste et grain de soja) et d’origine animale (farine de poisson, de viande et d’os et termites). Des additifs couvrent les besoins en vitamines, en oligo-éléments et en principes actifs tels que les antioxydants ou les pigments. L’eau est servie dans des récipients propres et la quantité ne doit pas dépasser le rapport eau/aliment afin de protéger la litière (Rudeaux et Bastianelli, 2003). 1.8. Elevage de poulets 1.8.1. Production avicole A l’échelle mondiale, l'élevage des volailles représente un secteur très important dans la production et la consommation des produits carnés. Selon la FAO, la production de volaille a atteint 91,3 millions de TEC (tonne équivalent carcasse) en 2009, la portion de poulets en représente plus de 87 % avec un taux de 79,6 millions de tonnes. Malgré l’épidémie de la grippe aviaire de 2005-2006, la production de poulets a enregistré annuellement une croissance régulière, de l’ordre de 3,4 % en moyenne (Office de l’élevage, 2009). Ceci est probablement du à l’amélioration du niveau de vie dans certains pays, dont la Chine et à la rationalisation des modes de production (Dorémus-Mege et al., 2004). De plus, le poulet représente la volaille la plus appréciée par des populations issues de divers milieux culturels et religieux (Ideris et al., 1990). La plus grande part de la production est effectuée en Asie (32,2 %), suivie de l’Amérique du Nord (26,9 %) et de l’Amérique centrale et du Sud (20,4 %). l’Europe et l’Afrique fournissent respectivement 15,9 % et 4,5% de la production mondiale (Anonyme, 2006). Cette faible productivité au niveau du continent africain est due à l’insuffisance marquée des ressources alimentaires et des outils de production et d’organisation dans de nombreux pays. Par 13 conséquent, les systèmes de production traditionnels représentent 80% de l’aviculture africaine (Rudeaux et Bastianelli, 2003; Horman, 2004) (Fig.3). Fig.3. Comparaison Internationale de la production du poulet. (www.itavi.asso.fr/economie/eco-filiere/volailles/prod_monde.gif) Les principales zones de production en Afrique sont les pays du Nord avec comme principaux producteurs en 2001, l’Egypte (650 000 tonnes), le Maroc (255 000 tonnes) et l’Algérie (215 000 tonnes) ; l’Afrique australe avec l’Afrique du Sud (705 000 tonnes), l’Afrique de l’Ouest Sub-Equatoriale avec le Nigéria (177 000 tonnes) et la région des grands lacs avec l’Ethiopie (74 000 tonnes) et le Kenya (54 000 tonnes) (Rudeaux et Bastianelli, 2003). Actuellement, les quatre plus grands producteurs mondiaux qui assurent plus des 2/3 de la production mondiale sont les Etats-Unis, la Chine, l’Union Européenne et le Brésil (Office de l’élevage, 2009) (Fig.4). 14 Fig.4. Principaux producteurs de viande blanche à l’échelle mondiale (Blin et al., 2011). A l’échelle nationale, la filière avicole constitue un secteur très important. Ses produits assurent 50% des viandes totales consommées (Abbas, 1996). Le prix de la viande blanche étant relativement moins élevé que celui de la viande rouge, en fait un produit attractif pour la ménagère algérienne. L’aviculture était essentiellement villageoise et traditionnelle, et ce n’est qu’après la création de l’Office National des Aliments du Bétail en 1969, qu’il y a eu la vraie installation de l’aviculture moderne (Bouziani, 2009; Djerou, 2006). Ainsi, la production de viande blanche a connue une croissance annuelle moyenne de 7%, allant de 24000 tonnes en 1968 à 200000 tonnes en 1999. Parallèlement la consommation est passée de 0,5 kg/an/habitant en 1968 à 9 kg/an/habitant en 1995 (Feliachi, 2003). Mais au cours de la dernière décennie et suite à la levée du monopole étatique sur les importations et l’instauration de la vérité des prix (levée des subventions) (Ferrah, 1993), la production a connue une régression et atteint 156 000 tonnes en 2003. Par contre la production des œufs de consommation a connu une progression, elle est passée de 2020 .106 œufs en 2000 à 3 302. 106 œufs en 2003 (CICA, 2004) 15 1.8.2. Différents modes d'élevage 1.8.2.1. Elevage à l’échelle mondiale L’aviculture à l’échelle mondiale se divise principalement en deux modes: le système intensif moderne et le système extensif traditionnel. Il existe aussi d’autres systèmes d’élevages supplémentaires compris entre les deux types précédents, résultant de l’introduction de diverses modifications et améliorations (Permin et Hansen, 1998). On distingue : - le système extensif traditionnel qui assure 80% de la production avicole mondiale (Sharma, 2007) et approximativement 90% des volailles dans les pays en voie de développement sont élevés dans des zones rurales sous le système traditionnel (Branckaert et Guéye, 1999; Sharma, 2007). Ce dernier a remarquablement diminué depuis 50 ans en Europe et en Amérique du Nord, mais il n’a pas totalement disparu (Scanes, 2011). Ce type d’élevage utilise le minimum d’instruments (bâtiments rudimentaires, peu de contrôle sanitaire…). Les volailles doivent fouiller dans le sol et autour des maisons pour assurer leurs besoins nutritionnels (Kwenkan, 2001). Le rendement est faible : 40-60 œufs par poule/an et le gain de poids est lent, il faut six mois pour atteindre le poids d’abattage (Permin et Hansen, 1998). - l’aviculture villageoise améliorée qui diffère de l’aviculture traditionnelle, son caractère économique est plus affirmé, - l’aviculture semi-industrielle qui se trouve à proximité des centres urbains et se caractérise par une production plus importante que celle des deux premiers modes d’élevage. Elle respecte les normes techniques modernes d’élevage (Traore, 2006). - le système intensif qui est coûteux, plus sophistiqué en terme de bâtiments, d’alimentation et de prophylaxie des maladies. Le rendement est important par rapport aux nombres d’œufs (280-320 œufs par poule/an) et aux gains de poids (35-40 jours suffisent pour atteindre le poids d’abattage) (Permin et Hansen, 1998). 1.8.2.2. Modes d'élevage en Algérie En Algérie, le poulet est la volaille dominante. Selon une enquête nationale, l’OFIAAL (2001), a dénombré 29.316 exploitations de taille moyenne, avec 3.000 têtes de chair par bande, et 1500 têtes de poules pondeuses. D'autre part, les exploitations de poulets domestiques sont au nombre de 150.000 unités, avec un effectif moyen de 12 têtes/exploitation, le total est de 1.800.000 têtes (OFIAAL, 2001). 16 1.8.2.2.1. Elevage extensif Il s’agit d’un système d’élevage à l’air libre, dirigé par des méthodes traditionnelles, représenté essentiellement par l’élevage familial (de basse cour) et aussi par celui des fermes. Le cheptel à faibles effectifs est constitué par des poulets locaux ; il peut y avoir d’autres volailles domestiques comestibles comprenant canards, pintades, oies, pigeons, dindons, cailles, faisans etc… (Njue et al., 2002). Les races de poulet local sont les plus exploitées. Le poids moyen de l’adulte en 6 mois est d’environ 1 kg chez la femelle et 1,5 kg chez le mâle (Guèye et Besseiw, 1995; Zoungrana et Slenders, 1992). Cette croissance lente est compensée par la qualité de la chair bien appréciée. Les éleveurs libèrent les poulets le matin pour qu’ils aillent à la recherche de leur nourriture dans la cour ou la ferme. Les poulaillers, s’ils existent, sont en général aménagés à partir de matériaux locaux, de bois, de chaume, d’amiante et de terre. Comme les pertes sont toujours très élevées à cause des maladies et des prédateurs, la majorité des œufs sert à renouveler le cheptel. La production est donc très réduite et est principalement destinée à l’autoconsommation (Belaid, 1993). Le gain commercial est faible, limité à certaines occasions religieuses et cérémonies. Ce type d’aviculture, exigeant peu de travail, convient le mieux dans les zones rurales et lorsque les conditions de nourriture et de logement sont limitées. 1.8.2.2.2. Elevage intensif Depuis les années 80, l’Etat a adopté une stratégie basée sur l’artificialisation du secteur avicole. Ce dernier devient le plus intensif de toutes les productions animales, que soit pour la viande ou pour l’œuf de consommation, il est basé sur l’exploitation des souches exotiques (ISA, Tetra…) importées. Celles-ci sont caractérisées par leur rentabilité améliorée, dans des galeries bien équipées selon le type d’élevage, soit de poulets de chair ou de poules pondeuses, pouvant renfermer en moyenne 3000 à 5000 sujets par atelier respectivement. Ce système couvre toutes les régions du pays y compris celles du Sud, mais se condense surtout près des grandes villes du Nord (Feliachi, 2003) : - au sol : ce type d’élevage est apparu en Algérie grâce aux efforts du Ministère de l'Agriculture et de la Révolution Agraire qui a créé l'O.N.A.B (Office National des Aliments du Bétail) et l'O.R.AVI. (Office Régional d'Aviculture) (O.R.A.V.I.E., 2004). Il concerne l’aviculture du poulet de chair en grands effectifs, exploitée sous une technique d’élevage simple utilisant un matériel fondamental peu onéreux (abreuvoirs, mangeoires, éleveuses). Il demande une main d'œuvre réduite pour le nettoyage et la surveillance. Mais il exige des 17 bâtiments étendus pour éviter le surpeuplement et le contact des animaux avec leurs déjections qui sont à l’origine de certaines maladies (Belaid, 1993). - en batterie : dans le cadre de sa politique de la relance économique, l’Etat a encouragé les éleveurs actifs dans ce type d’élevage, employé pour les poules pondeuses mais qui est plus coûteux que le précédent. Cependant il fournit d’une part un état sanitaire plus favorable dû à la limitation du contact des volailles, à la suppression des agents infectieux présents dans la litière et à la diminution du risque du parasitisme. D’autre part le rendement est plus important, comme les poulets ne se déplacent pas, la prise alimentaire sert uniquement à assurer leur croissance et la prise de poids. 1.8.3. Races élevées Il existe plus de 300 races de poulets domestiques dans le monde, classés en trois catégories : races pures, races locales et hybrides (Van Eekeren et al, 2006). 1.8.3.1. Races pures Une race est dite pure quand chaque groupe d’individus présente des caractères communs conservés d'une génération à l’autre. La distinction entre les races est basée sur les caractères de poids, de forme, de couleur et des aptitudes (De Pury, 1968). De point de vue commercial ou d’utilité zootechnique, les races sont classées en races légères (type ponte), en races lourdes (type chair) et en races mixtes (type chair et ponte) (Bisimwa, 2004). Selon l’origine, les différentes races sont les suivantes : 1.8.3.1.1. Race d’origine méditerranéenne : - Race Leghorn : race légère, son poids est d’environ 1,5 kg pour la poule et 2,5 kg pour le coq (De Pury, 1968) ; elle possède un plumage blanc, une crête simple bien développée et penchée sur le côté et des pattes et une peau de couleur jaune. Les poules pondent une grande quantité d’œufs blancs (300 œufs/an) (De Pury, 1968). Ce sont les reines des pondeuses industrielles, leur instinct de couvaison est complètement perdu. Leur viande est cependant de qualité médiocre (Bisimwa, 2004). 1.8.3.1.2. Races d’origine européenne - La Bresse: race destinée à la production de chair; de poids moyen ; le plumage est blanc, les pattes bleues et le squelette très fin; la poule pèse 2 kg, le coq 3 kg, 18 - la Marrons: race existant sous deux variétés: une variété blanche et l'autre noire barrée de blanc; la ponte est d’environ 200 œufs par an, de couleur roux très foncé, - la Bleue de Hollande: race française, caractérisée par sa rusticité. Son plumage est noir, barré de blanc; les mâles sont, dès la naissance, plus clairs que les femelles. Ces dernières pondent annuellement environ deux cents œufs relativement petits, - la Sussex: race mixte originaire de la Grande Bretagne; la poule et le coq ont respectivement un poids de 2,5 kg et de 4 kg. Le plumage est blanc avec un camail bordé de plumes noirâtres, les pattes et la peau sont de couleur blanche. - la Cornish: race anglaise, améliorée aux Etats-Unis; le poids du coq peut atteindre 3 à 4 kg, son plumage est entièrement blanc, les pattes et la peau sont de couleur jaune. Cette race est utilisée pour produire des poussins dont la croissance est très rapide et qui sont destinés à l’élevage de poulet de chair dans le monde. La poule est une médiocre pondeuse. Les coqs sont croisés avec d’autres races (De Pury, 1968). 1.8.3.1.3. Races d’origine américaine - La Rhode Island Red: race caractérisée par un plumage roux foncé, des pattes et une peau jaunes, une crête droite et simple, un poids moyen de 2,5 kg chez la poule et de 2,5 kg à 3,5 kg chez le coq. La chair est de bonne qualité. Les poules sont très bonnes pondeuses d'œufs brun clair ou roux (230 œufs / an). Cette race est très bien acclimatée en Afrique, elle représente ainsi le bon choix pour améliorer les élevages de basses-cours familiales dans les villages (De Pury, 1968), - la New Hampshire: race voisine de la précédente, présente une bonne acclimatation; sa ponte est précoce (4.5 à 5 mois) (Bisimwa, 2004), - la Wyandotte: avec un plumage blanc, des pattes et une peau jaunes, une crête, aplatie sur la tête, en forme de rosé. C’est une race rustique, bien adaptée en Afrique Equatoriale et bonne pondeuse, elle donne annuellement 220 œufs blancs ou peu colorés. (De Pury, 1968). La poule peut peser de 2.5 à 3 kg. La chair est de qualité moyenne (Bisimwa, 2004). - la Plymouth Rock: race lourde à croissance rapide, introduite surtout dans la production des poulets de chair. Deux variétés ont été distinguées, une variété à plumage blanc et l’autre noire barrée de blanc. Cette dernière est une bonne pondeuse et s’adapte bien au climat d’Afrique (De Pury, 1968). 1.8.3.1.4. Races d’origine africaine II n’existe pas de races autochtones africaines, mais des «populations» au plumage varié avec quelques propriétés communes. Généralement, ce sont des volailles de taille 19 réduite avec un poids de 1,2 à 1,8 kg et une croissance lente. Les poules sont bonnes couveuses et d’excellentes mères mais leur ponte est tardive et faible, ne dépassant pas 50 à 100 petits œufs /an (Bisimwa, 2004; De Pury, 1968). Elles sont très rustiques et résistent bien au climat hostile et au mauvais type d’alimentation et d’engraissement. Leur exploitation se fait sous des méthodes traditionnelles. La promotion de l’élevage et l’amélioration des performances zootechniques de la population locale ont des avantages à la fois dans le développement économique et dans la sauvegarde de la biodiversité (Moula et al., 2009; Fotsa 2008). Au Congo, existent des populations locales de divers phénotypes parmi lesquelles la poule Batéké qui est la plus appréciée (Akouango et al., 2004; Akouango et al., 2010). Elle est caractérisée par son phénotype fauve herminé. Son exploitation se fait essentiellement sous élevage traditionnel et semi-intensif, mais sa croissance est très lente, elle atteint 1 kg de poids vers l’âge de six mois (Akouango et al., 2010). Plusieurs populations existent en Egypte telles que Fayoum et Dandarawi qui, selon Zaza (1992), produisent respectivement 160 et 153 œufs par an. Les coquelets et les poules de la première race peuvent atteindre respectivement 1950 g et 1 650 g, et ceux de la seconde race 1940 g et 1780 g (Hassan et Azzam, 2006). Comme autre poule locale, la Balady a joué depuis longtemps un rôle socio-économique dans les zones rurales, récemment son exploitation s’est étendue vers un élevage semi-intensif. Au Maroc, le nom Beldi est donné au poulet local (Sarter, 2004; Faouzi et al, 2000; Barkok, 2008), une volaille très rustique, de petite taille, de poids moyen compris entre 1 et 1,5 Kg. La poule est très couveuse, produit entre 60 et 100 œufs par saison (Barkok, 2008). En Algérie, les populations avicoles locales montrent une large diversité phénotypique, elles sont très mal connues. Très peu d’études de recensement ou de caractérisation génétique ont été réalisées. Des essais d’alimentation et de travaux de caractérisation ont été initiés par l’institut technique spécialisé (ITELV) (Feliachi, 2003). L’enquête de Halbouche et al. (2009) a permis d’inventorier 19 phénotypes avicoles différents dans le Nord-Ouest algérien, connus sous des noms vernaculaires locaux (donnés selon certains caractères: couleur, emplumement…) (Tableau I). 20 Tableau I. Phénotypes avicoles rencontrés dans le Nord-Ouest algérien et performances de ponte (Halbouche et al.,2009) Phénotype Ponte Œufs /an Régions Mazlout « Cou nu » 120-150 MOSCT Koubia « Huppée » 120-140 MOSCT Bayda ou herrouria « Poule blanche » 90 MOSCT Djadja el kahla « Poule noire » 100-140 MOSCT Ragta « poule sans queue » 80-100 MOSCT Nouar el foul « Tacheté blanc et noir » 120-170 MOSCT Mbarbcha 130-160 MOSCT El hmamia « Poule naine » 160 MOS M’chaouka « Poule frisée » 140-160 OCT Dridri 140 SCT Mchemel 60-80 MCT M’serouel « Pattes emplumées » 100-120 SCT Djelbaniya 130-160 MO Dordria 140 O Mdeheb « Doré » 110 M Tchiniya « Orangé » 110 M Ragba el-hamra « Cou marron » 120 M Kahwiya « Marron » 120 M Hamra « Rouge » 130 M M: Mostaganem; O: Oued Rhiou; S: Sidi Ali; C: Chlef; T: Tiaret. Les poules sont très rustiques, résistent aux conditions d’élevage et de climat difficiles. Leur chair est très appréciée et la production d’œufs est comprise entre 60 et 170 œufs par an. Une autre étude a eu lieu en Basse Kabylie, celle de Moula et al. (2009) qui a décrit une race surnommé la poule Kabyle, bien appréciée localement malgré sa faible productivité. Son phénotype est très hétérogène ce qui peut s’expliquer par l'introduction anarchique de gènes exotiques chez la poule initiale. 21 1.8.3.2. Hybrides Ils sont le résultat de sélections consanguines (dans lesquelles les proches parents sont croisés entre eux pendant plusieurs générations) intercalées entre des croisements perfectionnés (De Pury, 1968). L’hybridation est donc basée sur l’exploitation et la sélection des aptitudes à la combinaison des caractères de grands-parents à partir de la performance des petits-enfants encore appelée Sélection Récurrente-Réciproque, RRS. Les hybrides de ponte exemples Hyline, Honneger, Heisdorf- Nelson (noms commerciaux) proviennent souvent de croisements de quatre lignées et les hybrides de chair sont par contre issus de croisements de trois lignées (Bisimwa, 2004) (Fig.5). Les hybrides sont chers et difficile à produire, ils doivent donc être importés (De Pury, 1968). Fig.5. Principe d’hybridation (Bisimwa, 2004). 22 2. Helminthes parasites du tube digestif du poulet domestique Différents groupes d’helminthes peuvent coloniser le tube digestif du poulet, nématodes, cestodes, trématodes et acanthocéphales. Nous donnons dans ce chapitre les caractéristiques morphologiques et biologiques et la pathogénie des familles et sous-familles auxquelles appartiennent les espèces que nous avons étudiées. 2.1. Nématodes 2.1.1 Trichuridés 2.1.1.1. Morphologie Ce sont des nématodes très minces, ayant 10-50 mm de long sur 50-100 µm de section. Le corps est divisé en deux parties, l’antérieure est plus fine et plus courte que la postérieure, cette différence de calibre entre les deux portions est moins marquée chez la sousfamille des Capillariinés (Euzeby, 1961). Le mâle, équipé d’un appareil copulateur, est constitué soit d'un seul spicule rétractile enveloppé d’une gaine spiculaire d’aspect variable (lisse, couverte d’épines plissées) ou de deux petits appendices coniques caudaux. Chez la femelle, la vulve s'ouvre au niveau de la terminaison de la partie amincie et le début de la partie dilatée (Euzeby, 1961). 2.1.1.2. Biologie Les Capillariinés renferment des espèces qui occupent généralement le tube digestif chez les ruminants, mais peuvent avoir aussi une localisation vésicale ou respiratoire chez les carnivores, hépatique ou splénique chez les muridés et exclusivement digestive chez les oiseaux (Mackerras, 1957). Les espèces du genre Capillaria, prédominent chez le poulet et colonisent diverses portions du tube digestif de l’hôte. Le cycle biologique varie en fonction des espèces, il peut être direct ou indirect avec l’intervention d’un hôte intermédiaire, un ver de terre. Les œufs, non embryonnés à la ponte, sont éliminés avec les fientes. Ils doivent subir une phase d’évolution dans le milieu extérieur avant d’être ingérés par l’hôte intermédiaire ou définitif. La durée de cette phase est de trois semaines à un mois, selon les conditions du milieu extérieur (Euzeby, 1961). 2.1.1.3. Pathogénie Comme tous les Trichuridés, la partie antérieure des Capillaria s’enfonce dans la mucosa. En cas d’infestation massive, une inflammation d’aspect diphtérique se produit, 23 accompagnée de diarrhée et menant à l'anorexie puis à l'émaciation. Le taux de mortalité peut être élevé. L’infestation légère, inférieure à 100 individus, peut diminuer le gain de poids et abaisser la production des œufs. Les sujets jeunes sont les plus touchés par les capillaires (Urquhart et al., 1996). 2.1.2. Hétérakidés 2.1.2.1. Morphologie Cette famille comporte des individus de taille moyenne (4-10 cm) ou petite (5-6 mm). Le corps est de calibre uniforme, la bouche possède trois lèvres distinctes mais mal différenciées ou totalement absentes chez les Subulurinés. Le stoma est court et plus ou moins distinct. Chez les Hétérakinés et les Subulurinés, l’œsophage est pourvu d’un bulbe postérieur renfermant un appareil valvulaire, chez les Ascaridinés le bulbe est absent. Le mâle possède deux spicules et une ventouse pré-cloacale, souvent entourée par un anneau chitineux. Le développement des ailes caudales varie selon les groupes. La femelle a une queue courte et conique ou allongée et légèrement effilée; la vulve est située vers le milieu du corps (Euzeby, 1963; Mônnig, 1950). 2.1.2.2. Biologie Les Ascaridinés vivent dans la lumière de l’intestin grêle de leur hôte et les Hétérakinés et les Subulurinés dans celle du gros intestin. Ils se nourrissent du contenu intestinal ou de débris de la paroi intestinale. Les œufs pondus sont rejetés dans le milieu extérieur où ils s’embryonnent. Ils sont ensuite ingérés par l’hôte définitif chez les Hétérakinés et les Ascaridinés et par un hôte intermédiaire chez les Subulurinés, un arthropode coprophage qui héberge les trois premiers stades larvaires (Euzeby, 1963). Les larves de certaines espèces d’Ascaridinés s’enfoncent dans la muqueuse intestinale avant d’atteindre le stade adulte. 2.1.2.3. Pathogénie Les hétérakidoses des volailles ont une grande importance en médecine vétérinaire, elles sont dues à des espèces des genres Ascaridia, Heterakis, Subulura, qui sont respectivement les agents d’ascaridiose, d’hétérakiose et de subulurose (Euzeby, 1963). L’ascaridiose se manifeste essentiellement par un affaiblissement progressif de l’état général (amaigrissement, sécheresse du plumage, arrêt de la croissance, anémie) associé à des 24 troubles digestifs (parésie du jabot, diarrhée) et par des symptômes nerveux (attitudes anormales, pseudo-paralysies) (Euzeby, 1963). Les Ascaridia sont les plus grands nématodes du poulet d’où la survenue de complications mécaniques et traumatiques (obstructions, perforations et déchirures de l’intestin) et de perturbations métaboliques (hypoglycémie, hypovitaminose A) (Wetzel et al., 1958). Les manifestations cliniques de l’hétérakiose sont peu marquées, sauf en cas d’infestations sévères où on peut observer des troubles digestifs (diarrhée verdâtre) et une cachexie. Les agents de cette affection peuvent avoir un autre rôle pathogène plus important en assurant la dissémination de Histomonas meleagridis, protozoaire flagellé responsable de l’histomonose. Celle-ci provoque une typhlo-hépatite très grave chez le dindon, rarement chez le poulet, la perdrix et la caille (Euzeby, 1963). Le parasitisme par les Subulura se traduit par une symptomatologie semblable à celle des deux hétérakidoses précédentes, mais le rôle pathogène est assez faible, car les parasites (aussi bien les larves que les adultes) ne pénètrent pas dans la muqueuse caecale et ne provoquent pas de troubles inflammatoires (Euzeby, 1963). 2.1.3. Spiruridés 2.1.3.1. Morphologie Ces nématodes sont munis d’une bouche, bordée ou non de deux pseudo-lèvres généralement bien développées, trilobées, et de papilles cervicales situées au niveau de l’anneau nerveux. Les cordons cuticulaires peuvent être présents ou absents. Le mâle se caractérise par la présence de larges ailes caudales et de quatre paires de papilles préanales pédonculées. Chez la femelle, la vulve s’ouvre dans la partie moyenne ou postérieure du corps. Parmi les quatre sous-familles appartenant aux Spiruridés, deux incluent des espèces du tube digestif du poulet, les Spirurinés et les Gongylonéminés. Cette dernière est représentée par des vers allongés, filiformes, dépourvus de pseudo-lèvres et ornementés de plaques cuticulaires verruqueuses dans la partie antérieure du corps (Euzeby, 1961). 2.1.3.2. Biologie Les Spiruridae parasites du poulet colonisent particulièrement les parties antérieures du tractus digestif (œsophage, jabot, proventricule, gésier). Les vers vivent soit détachés dans la lumière de l’organe, cachés dans le mucus, ou fixés dans la muqueuse ou alors totalement enfoncés dans celle-ci et logés au sein de nodules inflammatoires. 25 Le cycle biologique est généralement dixène. Les femelles pondent souvent des œufs embryonnés (contenant la larve L1) qui sont expulsés au milieu extérieur avec les déjections des volailles. Les œufs sont ingérés par un hôte intermédiaire, un insecte coprophage dans la plupart des cas (Coléoptères, Orthoptères, Diptères). Après éclosion, les larves se retrouvent libres dans la cavité générale et deviennent infestantes (larves L3) après deux mues. Dans certains cas, les larves L3 s’encapsulent chacune dans la dépouille de la larve L2 (Euzeby, 1961). L’hôte définitif s’infeste par consommation de ces insectes. Les larves accomplissent, au niveau de l’organe cible, leur développement avec deux mues qui les amènent vers la forme adulte. La période prépatente varie en fonction des genres et des espèces (Euzeby, 1961). 2.1.3.3. Pathogénie Cette famille est responsable de deux types de spiruroses chez le poulet: - la spirurose du proventricule due à la présence du genre Tetrameres. Les femelles, hématophages, térébrantes, s’enfoncent dans la muqueuse. Les mâle restent dans la lumière de l’organe mais peuvent induire une grave inflammation due à leurs épines cuticulaires (Euzeby, 1961). Cette pathologie, rare chez les poulets, est très grave, la mortalité est parfois très élevée (Krahnert, 1953; Marotel et al., 1947). Les manifestations cliniques se présentent par une cachexie et une anémie, associées à des troubles digestifs (diarrhée verdâtre) (Robert, 1993; Euzeby, 1961). - la spirurose de l’œsophage et du jabot due à diverses espèces de Gongylonema. Cette forme est insignifiante par rapport à la précédente (Euzeby, 1961). 2.1.4. Acuariidés 2.1.4.1. Morphologie Ces vers ont une bouche munie de deux lèvres latérales triangulaires, un vestibule buccal allongé et cylindrique, à parois généralement striées transversalement, et un œsophage. Celui-ci est formé d’une partie antérieure courte et musculaire suivie par une deuxième, glandulaire et plus longue. La région céphalique se caractérise par la présence de quatre cordons cuticulaires dirigés postérieurement ou disposés en collerette. Le mâle possède une queue spiralée, deux ailes caudales bien développées soutenues par quatre paires de papilles précloacales longues et pédonculées, et deux spicules très inégaux et 26 dissemblables. Chez la femelle, la vulve débouche dans la partie moyenne ou postérieure du corps (Euzeby, 1961). 2.1.4.2. Biologie Les membres de ce groupe se localisent dans la paroi ou dans la lumière des portions antérieures du tube digestif du poulet (œsophage, jabot, proventricule, gésier). Le cycle biologique est indirect. Les œufs embryonnés à la ponte sont rejetés avec les fientes, peuvent être absorbés par un insecte coprophage (Coléoptères, Orthoptères et Diptères) qui intervient comme hôte intermédiaire. Dans l’organisme de ce dernier, l’éclosion libère des larves L1 qui subissent deux mues pour donner le stade infestant L3. L’hôte définitif s’infeste en dévorant l’insecte; le développement larvaire s’effectue au sein de l’organe cible, sans migration et après deux mues le parasite atteint le stade adulte (Euzeby, 1961). 2.1.4.3. Pathogénie Comme tous les Spiruroïdea, les Acuariidae sont responsables d’affections regroupées sous le terme de spiruroses imaginales qui touchent de façon isolée ou simultanée le proventricule et le gésier du poulet (Euzeby, 1961). Les lésions occasionnées sont spécifiques de l’organe parasité. Des lésions nodulaires, dont le volume est celui d’un grain de mil, siègent au niveau de la face interne ou externe du gésier et peuvent renfermer les vers ou leurs débris. Dans certains cas, d’autres types de lésions apparaissent sous forme de plages congestives et hémorragiques au niveau de la lame molle de l’épithélium du gésier. Ces lésions ne sont visibles qu’après enlèvement de la couche cornée (Hermsdorff, 1929). Le proventricule est également le siège de lésions nodulaires, mais surtout d’une importante inflammation catarrhale. Ces atteintes consistent en une hypertrophie de l’organe, leur volume peut atteindre parfois la moitié de celui du gésier (Marotel et al., 1947; Gibson et al.,1957). L’occlusion de la lumière de l’organe se produit surtout lors d’infestation massive et provoque le ralentissement du transit digestif voire son arrêt total (Euzéby, 1961). L’animal est dans un état général affaibli, souffre d’anémie, d’un retard de croissance, voire d’un amaigrissement malgré un appétit normal ou même augmenté. Les signes digestifs sont représentés par des déjections diarrhéiques contenant des grains non digérés (Hermsdorff, 1929). La mort peut survenir au bout de 4-8 semaines après l’apparition des premiers symptômes (Krahnert, 1953; Marotel et al., 1947). 27 2.2. Cestodes 2.2.1. Davainéidés 2.2.1.1. Morphologie Les espèces de cette famille sont de taille petite (4-6 mm) ou moyenne (15-30 cm). Le scolex porte 4 ventouses souvent épineuses et un rostre armé de 2 à 3 cercles de crochets en forme de marteau. Les segments mûrs renferment des organes génitaux non dédoublés et les pores génitaux peuvent être unilatéraux ou alternés. Dans les segments ovigères, l’utérus se présente sous divers aspects selon les espèces : - persistant et sacciforme, - remplacé par un organe parutérin, - résolu en capsules ovifères. Les œufs sont entourés par 3 membranes et renferment un embryophore mince. Deux genres regroupent les espèces les plus répandues chez le poulet: Davainea et Raillietina, celui-ci est divisé en deux sous-genres : - Raillietina : pores génitaux unilatéraux - Skrjabinia : pores génitaux irrégulièrement alternés (Euzéby, 1966). 2.2.1.2. Biologie Les Davaineidés occupent les différentes portions de l’intestin grêle. Le cycle biologique est dixène. Les segments gravides sont éliminés avec les déjections, le stade larvaire (cysticercoïde) est hébergé par l’hôte intermédiaire qui peut être un insecte ou un mollusque terrestre. L’infestation du poulet se fait par voie orale par ingestion de l’hôte intermédiaire. 2.2.1.3. Pathogénie Cette famille regroupe les espèces les plus pathogènes parmi les cestodes parasites du poulet (Urquhart et al., 1996; Mônnig, 1950; Euzéby, 1966) mais la symptomatologie n’est pas spécifique et dépend de l’état de nutrition, de l’âge et des conditions générales du poulet (Mônnig, 1950 ). L’évolution est fonction de l’intensité de l’infestation: baisse de l’état général, amaigrissement et diminution de la ponte (Euzéby, 1966). Ces signes sont accompagnés parfois d’une hypoglycémie et d’une anémie hypochrome. Les lésions occasionnées sont caractérisées par : - une entérite chronique catarrhale avec un épaississement de la paroi intestinale et un mucus abondant, 28 - une entérite traumatique d’apparence aiguë avec des congestions et des hémorragies, - une entérite chronique pseudo-tuberculeuse. Ces parasites peuvent déterminer aussi des troubles nerveux telles qu’une incoordination motrice, une démarche anormale et une parésie voire une paralysie des pattes (Wetzel, 1957; Eynard, 1956). 2.2.2. Hyménolépididés 2.2.2.1. Morphologie Les vers adultes se caractérisent par une taille qui varie de 1 cm pour les petites espèces à 20 voire 50 cm pour celles de taille moyenne. Le scolex est muni d’un rostre rétractile souvent armé d’une seule couronne de crochets falciformes, fourchus ou en aiguillons de rosier, et de ventouses arrondies, dépourvues d’épines. Les segments sont nettement plus larges que longs et renferment en général 1 à 4 testicules et un ovaire qui se situe transversalement, en avant ou au même niveau que les testicules. Les pores génitaux sont marginaux et unilatéraux. L’utérus est sacciforme, souvent lobé, rarement réticulé ou résolu en capsules ovifères. Les œufs sont entourés par trois enveloppes et renferment un embryophore non strié (Euzéby, 1966). 2.2.2.2. Biologie La localisation préférée de ces parasites est la partie antérieure ou moyenne de l’intestin grêle (Euzéby, 1966); les segments gravides sont éliminés par voie anale. Leur cycle biologique est indirect, l’évolution des larves a lieu chez un arthropode, un annélide ou un mollusque. Le poulet s’infeste en ingérant l’hôte intermédiaire porteur des cysticercoïdes. 2.2.2.3. Pathogénie Les cestodoses provoqués par cette famille sont peu sévères, l’atteinte est souvent asymptomatique sauf en cas d’infestation massive qui se traduit par des diarrhées (Euzéby, 1966; Robert, 1993). 29 2.3. Trématodes Brachylaimidés (Joyeux et Foley, 1930) - Morphologie Le corps est allongé (rarement ovale ou sub-globulaire), couvert ou non de fines épines. Les ventouses bien qu’assez développées, sont cependant de taille petite par rapport à celle du corps. Elles se localisent généralement dans la partie antérieure du corps. Le tube digestif comporte un pré-pharynx et un pharynx musculaire. L’œsophage est très court ou absent. Les caecums sont longs et se terminent généralement près de l'extrémité postérieure. Les gonades se situent postérieurement en se disposant en tandem ou en triangle obtus avec l'ovaire situé entre les testicules. La poche du cirre est antérieure ou près du testicule antérieur. Le pore génital est ventral, médian ou sub-médian, antérieur ou situé près du testicule antérieur ou entre les testicules. Les glandes vitellogènes se répartissent latéralement avec une extension variable. Les branches ascendantes et descendantes de l’utérus s’enroulent dans le domaine inter-caecal en position antérieure par rapport aux gonades et peuvent dépasser ou non la ventouse ventrale (Pojmavska, 2002). - Biologie Les espèces signalées chez cette famille sont parasites du tube digestif des oiseaux et des mammifères, rarement des amphibies. Le cycle biologique est hétéroxène avec l’intervention de deux hôtes intermédiaires qui sont des mollusques terrestres d’espèces différentes. L’éclosion des œufs se produit dans l’intestin du premier hôte intermédiaire et donne un miracidium. Les sporocystes et les sporocystes filles sont ramifiés. Les cercaires munies d’une queue rudimentaire et trapue, quittent cet hôte et pénètrent dans le second. A l’intérieur de celui-ci, les métacercaires vivent dans le rein ou dans le péricarde (Pojmavska, 2002). - Pathogénie Le rôle pathogène de ces vers est fonction des espèces et de leur localisation spécifique. 30 2.4. Acanthocéphales Prosthorhynchidés (Petrotschenko, 1956) - Morphologie Cette famille se caractérise par un tronc cylindrique dépourvu d’épines cuticulaires. Le rostre est allongé, cylindrique ou sub-cylindrique, armé de crochets plus ou moins uniformes, ceux de la base sont plus petits. Le réceptacle du rostre est cylindrique, à paroi double et inséré à sa base. Les glandes copulatrices sont tubulaires et longues. Les œufs sont de forme ovalaire, à coquille moyenne et très épaisse, dépourvue de prolongations polaires. L’embryon est couvert d’épines fines et porte plusieurs crochets à son extrémité antérieure (Yamaguti, 1963). - Biologie Le cycle biologique est hétéroxène. Le stade adulte vit dans l’intestin grêle des oiseaux et des mammifères, tandis que les stades larvaires se forment chez l’hôte intermédiaire qui est généralement un arthropode. L’hôte définitif s’infeste en dévorant ce dernier porteur de la larve infestante. Ce cycle se caractérise par l’intervention très courante d’hôtes paraténiques ou d’attentes dont leur rôle est de favoriser l’infestation de l’hôte définitif (Euzéby, 1963; Grassé, 1961). Le schéma suivant (Fig. 6) montre les différents stades de développement d’un acanthocéphale. Hôte d’attente Milieu exterieur Œuf +Acanthor Hôte intermédiaire Acanthor Acanthella Hôte définitif Juvénile Ver adulte Fig.6. Stades évolutifs d’un acanthocéphale. - Pathogénie Les manifestations cliniques varient selon les espèces en cause. En général, le parasitisme par ces helminthes peut causer des troubles de l’état général et des phénomènes digestifs chez l’hôte qui peut mourir en état de cachexie. Les lésions se présentent sous forme d’entérites, parfois nodulaires avec perforation (Euzéby, 1963; Robert, 1993). 31 CHAPITRE II MATERIEL ET METHODES 32 1. Période d’étude et caractéristiques de l’échantillonnage Les poulets ayant fait l’objet de notre étude, durant la période de novembre 2010 à octobre 2011, ont été achetés au niveau de 8 fermes pratiquant l’aviculture traditionnelle (extensive) non contrôlée. Ces fermes relèvent de 8 communes de 5 daïras différentes de la wilaya d’Oran. L’échantillonnage était aléatoire car aucun paramètre (état général, âge et sexe des sujets) n’a été pris en compte. Il s’agit de poulets de ferme élevés pour la production des œufs ou pour être sacrifiés lors des cérémonies. La répartition de l’échantillonnage selon les communes est la suivante (Fig.7): Canastel: 5 poulets Cap Falcon: 2 poulets Bou-Sfer : 28 poulets Mars El Kébir: 2 poulets Es Sénia : 26 poulets Misserghine : 4 poulets Boutlélis: 3 poulets Oued Tlélat: 2 poulets Le plus grand nombre d’échantillons provient des fermes d’Es Senia et de Bou Sfer, où il nous a été plus facile d’avoir régulièrement des poulets. Les caractéristiques phénotypiques de l’ensemble des animaux sont les suivantes : - plumage: de différentes couleurs, blanc, noir, tacheté noir et blanc, marron, tacheté marron, tacheté blanc et marron, orange, doré, barré, gris foncé ; avec trois aspects (répartition normale, cou nu, huppé, tarse emplumé), - crête: simple droite et bien dentelée (forme dominante) tombante, frisée ou rosacée et double, - pattes : de diverses couleurs : noires, blanches, roses, vertes et jaunes. Selon Halbouche et al., (2009), les poulets domestiques constituent des populations locales car les critères phénotypiques restent insuffisants pour définir les races. Le poids moyen était de 1173,66 g, avec un poids maximal de 2250 g et un poids minimal de 516 g (poulet jeune). Ces échantillons ont été amenés au laboratoire de Parasitologie (Université d’Oran) où se sont effectuées les différentes étapes du protocole expérimental. 33 Fig.7. Différentes daïras et communes de la wilaya d’Oran 2. Méthodes 2.1. Dissection des poulets Les 72 échantillons de poulets (39 mâles et 33 femelles) ont été sacrifiés à raison de six par mois et avant de procéder à leur dissection, nous avons noté sur une fiche (annexe 1) la date, le numéro du poulet, l’origine, le sexe, le poids et d’autres observations concernant l’état général de l’animal. Les poulets sont abattus par injection d’une bulle d’air dans le cœur à l’aide d’une seringue, pour réduire les risques d’hémorragies (Fig.8 A). L’examen post-mortem est basé sur l’autopsie helminthique (McLaughlin, 2003). Son principe repose sur la collecte mécanique des helminthes à partir des différentes portions du tube digestif. Cet examen se fait le plus vite possible afin de réduire le risque d’altération des parasites. Il est réalisé selon les étapes suivantes: - déposer le cadavre dans un bac à dissection en le maintenant sur le dos avec les membres postérieurs écartés le plus possible latéralement (jusqu'à la désarticulation des hanches) pour rendre la carcasse plus stable (Fig. 8 B), 34 - pratiquer, à l’aide de ciseaux fins, une incision longitudinale dans la peau, de la région anale jusqu’à la mandibule inférieure et deux autres incisions au niveau de la face interne des cuisses (Fig. 8 C), - décoller la peau à la main si le degré de solidité de celle-ci le permet ou en utilisant des ciseaux, de sorte que le cou, la poitrine, l’abdomen et les cuisses soient exposés (Fig.8D). - faire une incision médiane au niveau de la paroi abdominale derrière la pointe du bréchet, puis de la face postérieure de la poitrine jusqu’à l’anus, - pratiquer latéralement deux incisions, l’une des muscles abdominaux jusqu’à l’articulation chondro-costale droite puis gauche et l’autre des muscles pectoraux (Fig.8E), - sectionner les os coracoïdes, détacher ensuite le bréchet afin de visualiser les viscères en place (Fig. 8F), - enlever d’un seul coup le cœur et le foie, - couper l’extrémité antérieure de l’œsophage et libérer le tissu conjonctif le long du cou et de la trachée, - débarrasser le tube digestif des tissus adjacents: ligaments, membranes du sac alvéolaire et mésentères. Couper ensuite la peau autour de l’anus pour libérer le cloaque, - retirer le tube digestif entier de la cavité corporelle (Fig. 8G). - isoler les différentes potions de tube digestif à l’aide d’un bistouri: œsophage, jabot, estomac glandulaire, gésier, intestin (duodénum, jéjunum et iléon), caecum et rectum, - ouvrir longitudinalement ces organes et les placer séparément dans des boites de Pétri contenant de l’eau physiologique ou de l’eau minérale. L’eau du robinet peut être aussi utilisée sauf dans le cas des cestodes (Fig. 8H), - laisser pendant quelques minutes les organes dans l’eau afin que les parasites se relâchent et se détachent (Fig. 8 I). 2.2. Recherche et prélèvement des parasites Des parasites appartenant à différents groupes (nématodes, cestodes, trématodes et acanthocéphales) ont été trouvés et récoltés selon la démarche suivante : - découper soigneusement l’organe à examiner en fragments plus petits et faciles à disséquer, - examiner sous la loupe binoculaire à fond noir, en commençant par les fragments de l’intestin et du caecum qui contiennent le plus grand nombre de parasites et qui peuvent être endommagés rapidement après la mort du poulet. Les parasites plus résistants sont localisés dans les autres organes qui peuvent être conservés intacts au réfrigérateur jusqu’à 24 heures pour une étude ultérieure, 35 - examiner en premier la surface de la muqueuse à la recherche des spécimens fixés, en essayant de les détacher à l’aide d’aiguilles fines. Dans le cas des cestodes, cette manipulation doit se faire délicatement afin que le scolex ne se détache du strobile, - racler la muqueuse intestinale avec un scalpel pour recueillir les parasites térébrants, - rechercher les vers libérés dans l’eau, - examiner l’eau de rinçage de l’organe ouvert, - verser le surnageant dans une boite de Pétri et l’observer sous la loupe en prenant soin d’examiner aussi le mucus flottant qui peut renfermer des helminthes de petite taille. Le sédiment est plus dense, il doit être examiné en petites quantités diluées. Le fond noir de la loupe binoculaire facilite l’observation des helminthes qui sont généralement blanchâtres, - prélever les parasites de grande taille à l’aide d’une pince et ceux de plus petite taille avec un pinceau ou les aspirer à l’aide d’une pipette Pasteur, - laver les spécimens dans l’eau physiologique pour les débarrasser des débris alimentaires et du mucus, - fixer et conserver les parasites séparément dans des piluliers contenant de l’alcool éthylique à 70° et portant une étiquette indiquant la date, l’organe examiné et le numéro du poulet sacrifié. Dans le cas des cestodes, quelques spécimens ont été traités sur le vivant. Les parasites récoltés sont classés dans un premier temps selon leurs caractères morphologiques visibles à l’œil nu ou à l’aide de la loupe binoculaire. Le comptage est réalisé directement à l’aide d’un compteur manuel. Les nématodes, les trématodes et les acanthocéphales sont comptés par individus, et les cestodes par scolex. Ces informations sont enregistrées pour chaque poulet sacrifié sur la fiche de renseignements (annexe 1). 36 A B C D E F G H I J Fig.8. Différentes étapes de l’autopsie helminthique. 37 2.3. Etude des parasites 2.3.1. Traitement et montage Nous avons testé différentes méthodes de coloration, d’éclaircissement et de montage des parasites récoltés en nous basant sur les protocoles de McLaughlin (2003), Prichard et Kruse (1946) et Georgiev et al. (1986). La préparation des réactifs est donnée en annexe 2. 2.3.1.1. Nématodes Les spécimens ont été soit éclaircis soit colorés ►Eclaircissement Trois méthodes d’éclaircissement ont été utilisées par passage dans: - un bain de lactophénol de 2 à 12 heures, - quatre bains de glycérol de concentrations croissantes (5%, 30%, 70% et 100%) dans de l’éthanol 70° d’une durée de 15 mn chacun, - un bain de glycérol à 5% dans l’éthanol pendant 2 à 3 jours jusqu’à évaporation totale de l’éthanol. ►Coloration à l’éosine à 5%. Après l’étape d’éclaircissement ou de coloration, tous les spécimens ont été montés entre lame et lamelle dans de la gélatine glycérinée ou du glycérol à 30% dans l’éthanol 70°. 2.3.1.2. Cestodes Deux types de traitements ont été employés: coloration des vers entiers ou des segments et éclaircissement des scolex. ► Coloration : - lavage à l’eau des spécimens fixés (pour éliminer les traces d’alcool) et coloration au carmin acétique ou carmin ammoniacal ou carmin acétique ferrique (ion aceto carmin) pendant 12 à 24 h, ou à l’ hématoxyline pendant 10 mn, - coloration directement au carmin acétique ou au carmin acétique ferrique des spécimens vivants, - lavage à l’eau pendant 30 mn à 3h (selon la taille des spécimens) et éclaircissement dans de l’acide acétique à 10% ou dans de l’alcool acidifié pendant quelques minutes, - lavage à l’eau, - déshydratation par passage: 38 - dans des bains d’alcool éthylique à concentration croissante (70°, 95° et 100°) d’une durée de 15 mn chacun, - puis dans deux bains de toluène de 10 mn chacun sauf en cas de montage dans le DMP. - montage entre lame et lamelle dans le baume de Canada ou dans le DMP des spécimens déshydratés (montage permanent) ou dans le glycérol à 30% de spécimens non déshydratés (montage temporaire). ►Eclaircissement et montage de scolex, fixés et non lavés, entre lame et lamelle dans le fluide de Hoyer afin d’observer les crochets et les épines. Les préparations sont ensuite lutées. 2.3.1.3. Trématodes - aplatissement entre lame et lamelle, - lavage à l’eau, - coloration au carmin acétique ou carmin ammoniacal pendant 12 à 24 h, - lavage à l’eau, - éclaircissement dans de l’alcool éthylique acidifié pendant quelques minutes, - lavage à l’eau, - déshydratation dans des bains d’alcool éthylique à concentration croissante d’une durée de 15 mn chacun puis dans deux bains de toluène de 10 mn chacun, - montage entre lame et lamelle dans le baume de Canada. 2.3.1.4. Acanthocéphales Les vers entiers ont été colorés ou éclaircis ► Coloration - rinçage à l’eau, - coloration au carmin acétique pendant 24 h, - rinçage à l’eau, - éclaircissement dans de l’alcool éthylique acidifié pendant quelques minutes, - rinçage à l’eau, - aplatissement entre lame et lamelle, - déshydratation dans des bains d’alcool éthylique à concentration croissante d’une durée de 15 mn chacun puis dans deux bains de toluène de 10 mn chacun, - montage dans le baume de Canada. ►Eclaircissement dans le fluide de Hoyer (pour l’observation des crochets et des organes internes) et montage directement entre lame et lamelle. 39 Tous les spécimens ainsi traités ont été mesurés et dessinés sous microscope optique étalonné et muni d’un tube à dessin. 2.3.2. Identification La détermination des parasites s’est faite à partir de l’étude des caractères morphoanatomiques et sur la base des clés d’identification des helminthes établies par Euzeby (1961, 1963) pour les nématodes, Euzéby (1966) pour les cestodes, Gibson et al. (2002) pour les trématodes et Yamaguti (1963) pour les acanthocéphales. 3. Analyse statistique Des paramètres épidémiologiques définis par Margolis et al.(1982) et adoptés par Bush et al.( 1997) (prévalence, intensité d’infestation et abondance moyenne) et la distribution des espèces recensées ont été déterminés et analysés par le logiciel XLstat. 3.1. 2012 à un seuil de signification de p<0,05. Le test de Mann-Whitney a été employé pour la comparaison de deux séries de valeurs et le test de Kruskal-Wallis pour plus de deux. 40 CHAPITRE III RESULTATS ET DISCUSSION 41 1. Etude descriptive et systématique Les helminthes identifiés dans le tube digestif du poulet domestique local se répartissent en 8 espèces de nématodes, 7 espèces de cestodes, une espèce et un genre de trématodes et un genre d’acanthocéphales. 1.1. Nématodes D’après la clé de détermination d’Euzeby (1961, 1963), nous avons rattaché trois nématodes à la famille des Trichuridae, trois à la famille des Heterakidae, un à la famille des Spiruridae et un à la famille des Acuariidae. Au sein de chaque famille, les caractères de diagnose des spécimens nous ont permis de les identifier et de les placer dans différents genres et espèces. Les mensurations sont exprimées sous forme de tableaux en comparaison avec celles indiquées dans la littérature. Capillaria annulata Molin, 1858 (Fig. 9) Trichuridae (Railliet, 1915) Localisation : sous muqueuse de l’œsophage et du jabot Nombre d’individus étudiés: 10 individus éclaircis et montés in toto Description : Il s’agit d’un ver très fin de couleur blanchâtre, caractérisé par une dilatation circulaire postcéphalique suivie par des plis transversaux onduleux. Chez le mâle, le spicule est enveloppé d’une gaine couverte de petites épines. La femelle possède une portion œsophagienne plus courte que la portion dilatée, la vulve est circulaire et proéminente. Les œufs sont ellipsoïdes et pourvus de bouchons polaires. Tableau II.Caractères morphométriques de Capillaria annulata Molin, 1858 Source Espèce Présente étude Yazwinski et Tucker (2003) Femelle Mâle Femelle Mâle Femelle Longueur (mm) 11,37-20,25 23,97-57 10-25 30- 50 10-26 25-60 Largeur (mm) 0,10-0 ,12 0,05-0,07 0,1-0,12 0,052-0,074 0,077-0,12 Spicule (mm) Mâle Euzéby (1963) 0,065-0,07 1,5 1,12-11,63 42 Position systématique Règne: Animalia (Linnaeus, 1758) Sous-Règne: Metazoa Embranchement: Nemathelminthes Classe : Nematoda (Rudolphi, 1808) Ordre : Trichosyringata (Ward, 1917) Sous-ordre : Trichuroïdea Famille : Trichuridae (Ransom, 1911) Sous-famille : Capillariinae (Railliet, 1915) Genre : Capillaria (Zeder, 1800) Espèce : Capillaria annulata Molin, 1858 Discussion : Synonymie : Eucoleus annulatum, Trichosomum anunlatum et Capillaria annulata (Molin 1858), T. strumosum (Reibish (1893), Capillaria strumosa (Eberth, 1863) et Capillaria strumosa (Perroncito et Tomiolo, 1900). Cette espèce est signalée chez le poulet, la perdrix, la caille, le faisan, l’oie et la dinde, chez lesquels elle vit enfoncée dans la sous muqueuse de l’œsophage et du jabot. 43 Fig.9. Capillaria annulata Molin, 1858 A. Individu adulte femelle. B. Fort grossissement de la partie antérieure. C. Fort grossissement de la vulve. D. Individu adulte mâle. E. Fort grossissement de la partie postérieure du mâle. 44 Capillaria caudinflata (Molin, 1858) Wawilowa, 1926 (Fig.10) Trichuridae (Railliet, 1915) Localisation : duodénum et jéjunum Nombre d’individus étudiés: 12 individus éclaircis et montés in toto Description : C’est un ver à aspect filiforme, avec une taille légèrement inférieure à celle de C. annulata. Le mâle se caractérise par la cuticule de l’extrémité caudale qui forme une vésicule ellipsoïde transparente. Le spicule est enveloppé d’une gaine tubuleuse striée transversalement. Chez la femelle, la vulve à lèvres saillantes est munie d’un appendice caractéristique. Tableau III. Caractères morphométriques de Capillaria caudinflata (Molin, 1858) Wawilowa, 1926 Source Présente étude Espèce Mâle Femelle Longueur (mm) 9,37-13,25 11,4-20,4 Largeur (mm) 0,03-0,045 0,05-0,055 Spicule (mm) 1,07 Œufs (µm) Euzéby (1963) (2003) Mâle Femelle Mâle Femelle 9-18 12-25 9-18 12-25 1,5 42-45/ 22 Yazwinski et Tucker 0.7-1.2 50-60/20-25 47-58 /20-24 Position systématique Règne : Animalia (Linnaeus, 1758) Sous-Règne : Metazoa Embranchement: Nemathelminthes Classe : Nematoda (Rudolphi, 1808) Ordre : Trichosyringata (Ward, 1917) Sous-ordre : Trichuroïdea Famille : Trichuridae (Ransom, 1911) Sous-famille : Capillariinae (Railliet, 1915) Genre : Capillaria (Zeder, 1800) Espèce: Capillaria caudinflata (Molin, 1858) Wawilowa, 1926 45 Discussion: Synonymie: Capillaria gallina (Goeze, 1732), Trichosoma longicolle (Mehlis, 1831), Aonchotheca caudinflata (Molin, 1858), Calodium caudinflatum (Molin, 1858), T gallinum (Kowalewski, 1894), Trichosomum papillosum (Blome, 1909), T. papilligera (Railliet et Henry, 1911) et Capillaria blomeri (Travassos, 1915). C’est un nématode très répandu, il occupe la muqueuse de l’intestin grêle de plusieurs espèces de volaille: poulet, dinde, canard, oie, faisan, pigeon, caille, oie et perdrix. 46 Fig.10. Capillaria caudinflata (Molin, 1858) Wawilowa, 1926 A. Individu adulte femelle B. Fort grossissement de la vulve C. Individu adulte mâle D. Fort grossissement de la partie antérieure E. Fort grossissement de la partie postérieure du mâle. 47 Capillaria anatis (Schrank, 1790) Travassos, 1915 (Fig.11) Trichuridae (Railliet, 1915) Localisation : caecum Nombre d’individus étudiés : 11 individus éclaircis et montés in toto Description: Ce parasite a une région œsophagienne qui peut s’étendre jusqu’à la moitié du corps. Le mâle possède un spicule couvert d’une gaine épineuse; son extrémité caudale est bilobée. Chez la femelle, l’ouverture de la vulve se trouve légèrement en arrière de l’origine de l’intestin. Tableau IV. Caractères morphométriques de Capillaria anatis (Schrank, 1790) Travassos, 1915 Source Espèce Présente étude Mâle Femelle Longueur (mm) 11,4-13,3 18,4-21,42 Largeur (mm) 0,06-0,07 0,04-0,045 Euzéby (1963) Mâle Yazwinski et Tucker (2003) Femelle Mâle 11-28 Spicule (mm) 8-15 Femelle 17-28 0,7-1,9 Œufs (µm) 50-63 46-67 Position systématique Règne : Animalia (Linnaeus, 1758) Sous-Règne : Metazoa Embranchement: Nemathelminthes Classe : Nematoda (Rudolphi, 1808) Ordre : Trichosyringata Ward (1917) Sous-ordre : Trichuroïdea Famille : Trichuridae (Ransom, 1911) Sous-famille : Capillariinae Railliet, 1915 Genre : Capillaria (Zeder, 1800) Espèce : Capillaria anatis (Schrank, 1790) Travassos, 1915 48 Discussion : Synonymie: Trichocephalus analis (Schrank, 1790), Capillaria tumida (Zeder, 1803) et Trichocephalus capillaris (Rud, 1809). Espèce identifiée dans le caecum (parfois dans l’intestin) de poulet, de dinde, de canard, d’oie, de faisan et de perdrix. 49 Fig.11. Capillaria anatis (Schrank, 1790) Travassos, 1915 A. Individu adulte femelle B. Fort grossissement de la partie antérieure C. Fort grossissement de la vulve D. Individu adulte mâle 50 Ascaridia galli Schrank, 1788 (Fig.12) Heterakidae (Railliet et Henry, 1912) Localisation: différentes parties de l’intestin grêle Nombre d’individus étudiés : 11 individus colorés et montés in toto Description : Ce ver est de coloration blanc jaunâtre, possédant deux ailes latérales étroites qui s’étendent sur toute la longueur du corps. La bouche porte trois lèvres trilobées, la dorsale étant plus développée que les autres, le stoma est court, et l’œsophage est cylindrique et dépourvu de bulbe. Le mâle est pourvu d’une ventouse pré-cloacale circulaire entourée d’un anneau chitineux. Son extrémité caudale est tronquée obliquement derrière le cloaque. Les ailes caudales sont membraneuses, supportées par dix paires de papilles courtes et épaisses. Les spicules longs apparaissent subégaux. L’extrémité caudale de la femelle est conique, l’ouverture de la vulve est située en avant du milieu du corps. Tableau V. Caractères morphométriques d’Ascaridia galli Schrank, 1788 Source Présente étude Espèce Longueur (mm) Largeur (mm) Spicule ø de ventouse la Vicente et al., (1995) Yazwinski Femelle Mâle Femelle Mâle Femelle Mâle 17,6-71 22,45-102 50-70 80-100 60-120 50-76 0,41-1,22 0,46-1,5 0, 60 1,5 0,11-0,26 4 30-80 et Tucker (2003) Mâle 0,60- 2,41 (mm) Euzéby (1963) 1,21 Femelle 60-116 1,8 4,0 0,22 51 Position systématique Règne : Animalia (Linnaeus, 1758) Sous-Règne : Metazoa Embranchement: Nemathelminthes Classe : Nematoda (Rudolphi, 1808) Ordre : Myosyringata (Ward, 1917) Sous-ordre : Ascaroïdea (Railliet et Henry, 1915) Famille : Heterakidae (Railliet et Henry, 1912) Sous-famille: Ascaridiinae (Travassos, 1919) Genre : Ascaridia (Dujardin, 1845) Espèce : Ascaridia galli Schrank, 1788 Discussion : Synonymie : A. lineata (Schneider 1866); H. granulosa (Linstow, 1906). Cette espèce vit dans le caecum du poulet, de la dinde, du pigeon, du canard et de l’oie. 52 Fig.12. Ascaridia galli Schrank, 1788 A. Fort grossissement de la partie antérieure. B. Fort grossissement de la partie postérieure de la femelle. C. Fort grossissement de la partie postérieure du mâle 53 Heterakis gallinarum Schrank, 1788 (Fig.13) Heterakidae (Railliet et Henry, 1912) Localisation : caecum Nombre d’individus étudiés : 12 individus éclaircis et montés in toto Description: C’est un petit ver, d’un blanc sale, muni de deux ailes cuticulaires latérales qui parcourent toute l’étendue de son corps. La bouche est entourée de trois lèvres bien distinctes, le stoma est réduit et vestibulaire, l’œsophage est équipé d’un bulbe postérieur renfermant un appareil valvulaire. L’extrémité postérieure du mâle est effilée et rectiligne, avec la présence latéralement de deux ailes bien développées soutenues par douze paires de papilles. La ventouse pré-cloacale est arrondie et entourée d’un anneau chitineux. Il n'y a pas de gubernaculum. Les spicules sont inégaux et dissemblables, l’un mince, long et aptère; l’autre court, large et pourvu de larges ailes. Chez la femelle, la partie caudale est très effilée et légèrement incurvée dans sa partie distale. La vulve se trouve légèrement en arrière du milieu du corps. Tableau VI. Caractères morphométriques de Heterakis gallinarum (Schrank, 1788) Source Espèce Longueur (mm) Largeur (mm) Spicule 1 (mm) Spicule 2 (mm) ø de la ventouse Présente étude Mâle Femelle Euzéby (1963) Mâle 5,82-10,42 11,25-12 0,21-0,34 0,22-0,37 Vicente et al. (1995) Femelle Mâle 7-12 6,87-8.74 0,3-0,35 0,27- 0,34 Yazwinski et Tucker (2003) Femelle Mâle Femelle 9,45- 7-13 10-15 11.05 0,380,42 0,85- 1,33-2,12 0,56-0,76 0,06-0,08 2- 2,17 0,70-1 1,51-2,18 2,8 0.30,54- 0,80 1,1 0,083 54 Position systématique Règne : Animalia (Linnaeus, 1758) Sous-Règne : Metazoa Embranchement: Nemathelminthes Classe : Nematoda (Rudolphi, 1808) Ordre : Myosyringata Ward (1917) Sous-ordre : Ascaroïdea (Railliet et Henry, 1915) Famille : Heterakidae (Railliet et Henry, 1912) Sous-famille : Heterakinae (Railliet et Henry, 1912) Genre : Heterakis (Dujardin, 1845) Espèce: Heterakis gallinarum (Schrank, 1788) Madsen, 1950 Discussion : Synonymie : H. gallinae (Gmelin, 1790), H. vesicularis (Froelich, 1791), Ascaris gallinarus (Schrank, 1788), A. gallinae (Gmelin, 1790), A. papillosa (Bloch, 1782) et H. papillosa (Railliet, 1885). Il s’agit d’un nématode très commun qui affecte le caecum de la plupart des volailles: poule, dindon, canard, oie, tétras, perdrix, faisan, et caille. 55 Fig.13. Heterakis gallinarum (Schrank, 1788) Madsen, 1950 A. Individu adulte femelle B. Individu adulte mâle C. Fort grossissement de la partie antérieure D. Fort grossissement de la partie postérieure du mâle. 56 Subulura brumpti (Lopez-Neyra, 1922) Cram, 1926 (Fig.14) Heterakidae (Railliet et Henry, 1912) Localisation: caecum Nombre d’individus étudiés : 6 individus éclaircis et montés in toto Description: Ver de coloration jaunâtre, l’extrémité antérieure est incurvée dorsalement. Les ailes latérales ne dépassent pas le 1/6 antérieur du corps et sont finement striées transversalement. La bouche est dépourvue de lèvres, le stoma est court, à paroi épaisse et divisée en deux parties. L’œsophage possède un bulbe mais l’appareil valvulaire est absent. Le mâle a des spicules longs et égaux et un gubernaculum de forme triangulaire La femelle possède une queue effilée qui se termine par une pointe incurvée; la vulve s’ouvre légèrement en avant du milieu du corps. Tableau VII. Caractères morphométriques de Subulura brumpti (Lopez-Neyra, 1922) Cram, 1926 Source Espèce Longueur (mm) Présente étude Mâle Femelle Euzéby (1963) Mâle 0,25- (mm) 0,29 Spicules 1,045- (mm) 1,25 0,34-0,37 10,0 0,42 Femelle 9-13,7 0,470,56 Yazwinski et Tucker (2003) Mâle Femelle 6.9-10 9-13.7 0,340- 0,4600,420 0,560 1.221,3-1,5 0,175- (mm) 0, 210 Œufs (µm) Femelle Mâle 7-14 Gubernaculum 0,140,21 (1995) 6,9- 7,88-11 15-17,3 Largeur Vicente et al 70-80 1.5 0,1500,210 82-86 / 66-76 57 Position systématique Règne: Animalia (Linnaeus, 1758) Sous-Règne : Metazoa Embranchement: Nemathelminthes Classe: Nematoda (Rudolphi, 1808) Ordre : Myosyringata (Ward, 1917) Sous-ordre : Ascaroïdea (Railliet et Henry, 1915 Famille : Heterakidae (Railliet et Henry, 1912) Sous-famille : Subulurinae Travassos (1914) Genre: Subulura Molin, 1860 Espèce : Subulura brumpti (Lopez-Neyra, 1922) Cram, 1926 Discussion Synonymie : Allodapa suctoria (Molin, 1860), Subulura suctoria (Lopez -Neyra, 1922). Selon Euzéby (1963), Seurat (1914) considère Subulura brumpti et S. suctoria comme deux espèces différentes. Subulura brumpti est aussi commune que l’espèce précédente avec laquelle elle partage le même habitat chez l’hôte. Elle est rapportée chez le poulet, la dinde, la colombe, le canard, le tétras, la perdrix, le faisan et la caille. 58 Fig.14. Subulura brumpti (Lopez-Neyra, 1922) Cram, 1926 A. Individu adulte femelle B. Individu adulte mâle C. Fort grossissement de la partie antérieure D. Fort grossissement de la partie postérieure du mâle. 59 Gongylonema ingluvicola Ransom, 1904 (Fig.15) Spiruridae (Diesing, 1861) Localisation : muqueuse du jabot Nombre d’individus étudiés : 2 individus éclaircis et montés in toto Description: Il s’agit d’un nématode filiforme et allongé qui se distingue par la présence de formations cuticulaires dans la région antérieure donnant un aspect verruqueux. Les pseudo-lèvres sont absentes et remplacées par une membrane qui forme deux élevures trilobées ressemblant à de petites lèvres. Le vestibule buccal est court, étroit, de forme cylindrique à parois épaisses. L’œsophage est composé de deux parties : musculaire et glandulaire. Les ailes cervicales sont étroites et symétriques. Le mâle possède des ailes caudales étroites et asymétriques soutenues par des papilles longues et pédonculées; les spicules sont inégaux. Tableau VIII. Caractères morphométriques de Gongylonema ingluvicola Ransom, 1904 Source Présente étude Euzéby (1963) Espèce Mâle Mâle Femelle Longueur 17,07(mm) Largeur (mm) 0,11-13 (1995) Femelle Mâle 17-55 19 Vicente et al. 0,25-0,5 Yazwinski et Tucker (2003) Femelle Mâle Femelle 17-20 32-55 17-20 32-55 0,224- 0,32- 0,224- 0,320- 0,479 0,453 0,250 0,490 17-19 Spicule 1 17-19 (mm) /0,070,09 Spicule 2 0,95- 0,1- (mm) 0,11 0,12 10-12/ 0,0150,020 60 Position systématique Règne : Animalia (Linnaeus, 1758) Sous-Règne : Metazoa Embranchement: Nemathelminthes Classe : Nematoda (Rudolphi, 1808) Ordre : Myosyringata Ward (1917) Sous-ordre : Spiruroïdea Famille : Spiruridae (Diesing, 1861) Sous-famille : Gongyloneminae Genre : Gongylonema (Molin, 1857) Espèce : Gongylonema ingluvicola Ransom, 1904 Discussion: Ce nématode est retrouvé dans la muqueuse du jabot chez le poulet, la dinde, la perdrix, le faisan et la caille. 61 Fig.15. Gongylonema ingluvicola Ransom, 1904 A. Individu adulte mâle. B. Fort grossissement de la partie antérieure. C. Fort grossissement de la partie postérieure. 62 Cheilospirura hamulosa (Diesing, 1851) Diesing, 1861 (Fig.16) Acuariidae (Railliet, Henry et Sisoff, 1912) Localisation : musculature du gésier Nombre d’individus étudiés : 7 individus éclaircis et montés in toto Description : Ce nématode est de coloration rougeâtre; son extrémité antérieure est tronquée et sa bouche munie de deux pseudo-lèvres latérales saillantes avec quatre papilles submédianes bien développées. La cuticule est striée transversalement, ornementée de quatre longs cordons cuticulaires sinueux et irréguliers, non anastomosés, et s’étendant le long du corps. Le mâle porte six papilles post-cloacales et deux spicules inégaux et dissemblables, l’un est allongé et mince, l’autre est court et large. Chez la femelle, l’ouverture de la vulve se trouve directement après le milieu du corps. Tableau IX. Caractères morphométriques de Cheilospirura hamulosa (Diesing, 1851) Diesing, 1861 Source Espèce Longueur (mm) Largeur (mm) Spicule 1 (mm) Spicule 2 (mm) Œufs (µm) Présente étude Mâle Femelle 9,12 -13,4 14-27 0,29-0,41 0,7-0,49 Euzéby (1993) Mâle Vicente al. Yazwinski (1995) Femelle Mâle 8-20 et 12-14 et Tucker (2003) Femelle 16-25 Mâle 9-19 Femelle 16-25 0,30-0,50 1,6- 1,745-1,9 1,6-1,8 1,8 0,1800,17-0,24 0,23-0,30 0,200 40 / 27 63 Position systématique Règne: Animalia (Linnaeus, 1758) Sous-Règne : Metazoa Embranchement: Nemathelminthes Classe: Nematoda (Rudolphi, 1808) Ordre: Myosyringata Ward (1917) Sous-ordre: Spiruroïdea Famille : Acuariidae (Railliet, Henry et Sisoff, 1912) Genre: Acuaria (Bremser, 1811) Sous-genre: Cheilospirura (Diesing, 1861) Espèce: Cheilospirura hamulosa (Diesing, 1851) Diesing, 1861 Discussion : Synonymie : Spiroptera hamulosa (Diesing, 1851), Dispharagus hamulosus (Diesing, 1851), Acuaria hamulosa (Railliel, 1911) et S. perforans (Centoscudi, 1911). Il s’agit d’un nématode retrouvé essentiellement au niveau de la musculature du gésier chez plusieurs volailles, poulet, dindon, gélinotte, faisan et caille. 64 Fig.16. Cheilospirura hamulosa (Diesing, 1851) Diesing, 1861 A. Individu adulte femelle B. Individu adulte mâle C. Fort grossissement de la partie antérieure D. Fort grossissement de la partie postérieure du mâle. 65 Discussion générale Par leur morphologie, leur anatomie et leur habitat spécifique chez l’hôte, les différents nématodes collectés correspondraient aux espèces signalées chez le poulet (et autres espèces de volailles, galliformes, ansériformes et columbiformes) et décrites par Euzéby (1961, 1963). La classification de référence est également celle de cet auteur. Dans sa description des nématodes de vertébrés, Yamaguti (1961) mentionne 25 familles (appartenant à 9 ordres) qui comportent des espèces parasites de volaille. Yazwinski et Tucker (2003) ont repris la description des espèces cités par cet auteur et signalent l’appartenance: - des trois espèces de Capillaria à la famille des Capillariidae - de l’espèce Gongylonema ingluvicola à la famille des Gongylonematidae - de l’espèce Ascaridia galli à la famille des Ascaridiidae - de l’espèce Subulura brumpti à la famille des Subuluridae. Par ailleurs et à l’exception de Subulura brumpti, des différences morphométriques existent entre les individus que nous avons étudiés et ceux déjà décrits. En effet, dans la plupart des cas, les espèces que nous avons identifiées sont représentées par des spécimens de taille inférieure à celle indiquée par les auteurs particulièrement en ce qui concerne la taille maximale. Ces résultats pourraient s’expliquer en partie par le fait qu’à l’intérieur d’un même hôte, un parasite peut ne pas trouver les conditions de milieu idéales pour son développement surtout dans le cas d’un polyparasitisme où s’observe une compétition interspécifique pour les ressources. Par ailleurs les infrapopulations parasitaires sont constituées d’individus jeunes dont la présence se manifeste par l’apparition de tailles réduites. Ces espèces de nématodes ont un éventail d’hôtes assez large et souvent la taille des parasites est corrélée à celle de l’hôte et à celle de l’espace occupé. La documentation dont nous disposions pour la systématique n’était pas suffisante mais les travaux d’Euzéby sur lesquels nous nous sommes basés sont une référence en sciences vétérinaires. 66 1.2. Cestodes Selon la clé de détermination des familles de cestodes parasites du poulet (Euzeby, 1966), les spécimens étudiés (dont les mensurations sont données dans le tableau X) appartiennent aux Davainéidés et trois aux Hyménolépididés et par rapport aux critères de diagnose, ils correspondraient aux genres et espèces suivants : Davainea proglottina (Davaine, 1860) Blanchard 1891 (Fig. 17) Davaineidae Localisation : muqueuse du duodénum Nombre d’individus étudiés : 7 individus colorés et montés in toto 4 scolex Description : C’est un cestode dont le strobile renferme 3 à 5 segments. Le scolex quadrangulaire, légèrement arrondi porte un rostre armé de nombreux crochets en marteau disposés sur deux rangées et 04 ventouses armées aussi de 3 à 6 rangs de petites épines caduques. Les pores génitaux sont régulièrement alternés et s’ouvrent dans l’angle antérieur des segments. Le segment gravide est bien développé. Il est rempli de nombreuses capsules ovifères qui ne renferment qu’un seul œuf. Position systématique Règne: Animalia (Linnaeus, 1758) Sous-Règne : Metazoa Embranchement: Platyhelminthes (Minot, 1876) Classe: Cestoda (Van Beneden, 1849) Ordre : Cyclophyllidea Famille : Davaineidae Sous-famille : Davaineinae Genre : Davainea Blanchard, 1891 Espèce : Davainea proglottina Davaine, 1860 Discussion : Synonymie : Taenia proglottina (Davaine, 1860); Davainea proglottina (Blanchard, 1891), D. proglottina var. dublanensis (Kowalevsky, 1895), D. varians (Sweet, 1910), et D. dubius (Meggitt, 1916). 67 Cette espèce est répandue dans le monde entier et affecte diverses espèces de galliformes (Euzeby, 1966) ; elle est signalée aussi chez le pigeon (Soulsby, 1982; Reid, 1962). Fig. 17. Davainia proglottina Davaine, 1860 A. Strobile B. Scolex C. Fort grossissement d’un crochet D. Fort grossissement d’une épine 68 Raillietina (Raillietina) tetragona (Molin, 1858) Fuhrmann, 1920 (Fig.18) Davaineidae Localisation : jéjunum et iléon Nombre d’individus étudiés : 12 colorés et montés in toto 5 scolex Description : Espèce qui se caractérise par un scolex petit et tétragonal, portant un rostre armé d’un grand nombre de crochets disposés en une seule couronne et 4 ventouses ovales bordées de 8 à 10 rangs de petites épines. Les segments sont plus larges que longs. Les pores génitaux s’ouvrent unilatéralement dans le tiers antérieur du bord des segments. Les capsules ovifères des segments gravides renferment 6 à 12 œufs. Position systématique Règne : Animalia (Linnaeus, 1758) Sous-Règne : Metazoa Embranchement: Platyhelminthes (Minot, 1876) Classe: Cestoda (Van Beneden, 1849) Ordre: Cyclophyllidea Famille: Davaineidae Sous-famille: Davaineinae Genre: Raillietina (Fuhrmann, 1920) Sous-genre: Espèce: Raillietina Raillietina (R.) tetragona (Molin, 1858) Fuhrmann 1920 Discussion Synonymie: Taenia tetragona (Molin, 1858), T. bothrioplitis (Filippi, 1892), Davainea tetragona (Blanchard, 1891). Cette espèce occupe la moitié postérieure de l’intestin grêle de la plupart des galliformes, rarement les ansériformes et les columbiformes (Euzeby, 1966). C’est l’un des cestodes les plus longs chez le poulet. Les individus déjà décrits font 25 cm de long sur 1 à 4 mm de largeur selon Euzeby (1966), et 25cm/3mm selon McDougald (2003). Mônnig (1950) n’indique que la longueur totale qui dépasse 25cm. 69 Fig. 18. Raillietina tetragona (Molin, 1858) Fuhrmann 1920 A. Scolex B. Fort grossissement d’un crochet C. Fort grossissement des épines D. Segment mûr E. Segment gravide 70 Raillietina (Raillietina) echinobothrida Megnin, 1881 (Fig.19) Davaineidae Localisation : jéjunum et iléon, iléon et rectum. Nombre d’individus étudiés : 14 individus colorés et montés in toto 4 scolex Description: Le ver possède un scolex pourvu de 4 ventouses circulaires très développées et bordées de 8 à 10 rangs d’épines caduques. Le rostre est muni d’une double rangée de crochets. Les segments sont plus larges que longs. Les segments gravides sont saillants, donnant un aspect dentelé au strobile. Les pores génitaux sont unilatéraux et s’ouvrent dans le tiers postérieur des segments. Les capsules ovifères renferment plusieurs œufs. Position systématique Règne : Animalia (Linnaeus, 1758) Sous-Règne : Metazoa Embranchement: Platyhelminthes (Minot, 1876) Classe: Cestoda (Van Beneden, 1849) Ordre: Cyclophyllidea Famille: Davaineidae Sous-famille: Davaineinae Genre : Raillietina (Fuhrmann, 1920) Sous-genre: Raillietina Espèce: Raillietina (R.) echinobothrida Megnin, 1881 Discussion Cette espèce, très répandue et classée parmi les cestodes les plus pathogènes, se localise dans le jéjunum et l’iléon de son hôte. Elle parasite plus souvent les galliformes que les ansériformes et les columbiformes (Euzéby, 1966). Selon cet auteur, sa taille est de 25 cm /1 à 4 mm, pour McDougald la longueur atteint 34 cm avec une largeur de 4 mm. 71 Fig. 19. Raillietina echinobothrida Megnin, 1881 A. Scolex B. Fort grossissement d’un crochet C. Fort grossissement des épines D. Segment mûr E. Segment gravide 72 Raillietina cesticillus Molin, 1858 (Fig.20) Davaineidae Localisation : duodénum, jéjunum et iléon. Nombre d’individus étudiés : 11 colorés et montés in toto 3 scolex Description : Le scolex de ce cestode est globuleux, déprimé dans sa partie antérieure. Le rostre est large et aplati, sa face antérieure est convexe, il est armé de deux couronnes de crochets placées à la base du rostre. Les ventouses sont petites, rondes et inermes. Les segments sont plus larges que longs. Les pores génitaux sont irrégulièrement alternés et s’ouvrent dans le tiers antérieur des segments. Les capsules ovifères contiennent un œuf ovoïde. Position systématique Règne : Animalia (Linnaeus, 1758) Sous-Règne : Metazoa Embranchement: Platyhelminthes (Minot, 1876) Classe: Cestoda (Van Beneden, 1849) Ordre: Cyclophyllidea Famille: Davaineidae Sous-famille: Davaineinae Genre: Raillietina (Fuhrmann, 1920) Sous-genre: Skrjabinia Espèce: Raillietina (S.) cesticillus Molin 1858 Discussion Synonymie : R. mutabilis Il s’agit d’un cestode très fréquent et térébrant, son scolex se fixe profondément dans la muqueuse du duodénum et du jéjunum chez les galliformes domestiques et sauvages. Euzéby (1966) a décrit des individus longs de 10 à 50 mm et larges de 1 à 3 mm et selon McDougal (2003), des individus qui atteignent une longueur de 15 cm. 73 Fig. 20. Raillietina cesticillus Molin 1858 A. Strobile B. Scolex C. Fort grossissement d’un crochet D. Segment mûr E. Segment gravide 74 Hymenolepis carioca Magalhaes 1898 (Fig.21) Hymenolepididae Localisation : duodénum et jéjunum Nombre d’individus étudiés : 10 individus colorés et montés in toto 2 scolex Description : Ver filiforme dont le scolex est aplati et caduc et de petite taille. Le rostre est atrophié, inerme, portant des ventouses circulaires peu profondes et inermes. Les segments sont beaucoup plus larges que longs. Les pores génitaux s’ouvrent dans la partie antérieure des bords. L’utérus, à aspect sacciforme, occupe la totalité des segments gravides. Les œufs sont sub-globuleux, renfermant un embryophore ovoïde. Position systématique Règne : Animalia (Linnaeus, 1758) Sous-Règne : Metazoa Embranchement: Platyhelminthes (Minot, 1876) Classe: Cestoda (Van Beneden, 1849) Ordre: Cyclophyllidea Famille: Hymenolepididae Sous-famille: Hymenolepidinae Genre: Hymenolepis (Weinland, 1858) Sous-genre: Weinlandia Espèce : Hymenolepis (W.) carioca Magalhaes 1898 Discussion Synonymie : H. exilis et Davainea carioca H. carioca est un parasite qui affecte les galliformes, plus souvent le poulet et occupe la partie antérieure de l’intestin grêle (Euzeby, 1966). Pour cet auteur, la longueur est de 3 à 8 cm de long sur 0,5 à 0,7 mm de large. 75 Fig. 21. Hymenolepis carioca Magalhaes 1898 A. Scolex B. strobile C. Segment mûr D. Segment gravide 76 Choanotaenia infundibulum Bloch, 1779 (Fig.22) Hymenolepididae Localisation : duodénum, jéjunum et iléon. Nombre d’individus étudiés : 9 individus colorés et montés in toto 3 scolex Description: Cestode caractérisé par un scolex arrondi ou conoïde. Le rostre est armé d’une couronne de 16-22 volumineux crochets falciformes; les ventouses sont inermes, ovalaires, proéminentes,. Le segment mûr est en forme d’entonnoir et plus large que long, il renferme un ovaire lobulé, plus postérieurement 20 à 60 testicules. Les glandes vitellogènes sont situées entre l’ovaire et les testicules, les pores génitaux sont irrégulièrement alternés et s’ouvrent dans le tiers antérieur du segment. L’utérus est sacciforme et occupe la totalité des segments gravides. Position systématique Règne : Animalia (Linnaeus, 1758) Embranchement: Platyhelminthes (Minot, 1876) Classe: Cestoda (Van Beneden, 1849) Ordre: Cyclophyllidea Famille: Hymenolepididae Genre: Choanotaenia (Railliet, 1896) Espèce: Choanotaenia infundibulum Bloch, 1779 Discussion: Synonymie: Taenia influndilbuliformis (Goeze, 1782), Drepanidotaenia infundibulum (Goeze, 1782), Taenia cuneata (Balsch, 1786). Selon Euzeby (1966), cette espèce appartient à la famille des Hyménolépididés, mais elle est classée par les helminthologistes parmi les Dilépididés, du fait qu’elle possède plus de trois testicules et des pores génitaux irrégulièrement alternés. Elle parasite surtout le poulet, rarement le dindon, mais peut affecter la plupart des galliformes sauvages (Euzeby, 1966; Soulsby, 1982; McDougald, 2003). Elle se localise dans la portion jéjunale de l’intestin grêle (Euzeby, 1966). Les différentes mensurations indiquées dans la littérature sont : - 5 à 25 cm de long sur 3,5 mm de large (Euzeby, 1966) - plus de 20 cm de long (Mônnig, 1950) - 23 cm de long (McDougald, 2003). 77 Fig. 22. Choanotaenia infundibulum Bloch, 1779 A. Scolex B. Fort grossissement du rostre C. Fort grossissement d’un crochet D. Segments mûrs 78 Amoebotaenia cuneata Linstow, 1872 (Fig.23) Localisation : duodénum Nombre d’individus étudiés : 2 colorés et montés in toto scolex Description : Cestode de très petite taille, de forme triangulaire, amincie dans sa partie antérieure. Son scolex est équipé de ventouses circulaires inermes, et un rostre armé de 12 à 24 crochets fourchus disposés en une seule couronne. Le strobile contient 12 à 24 segments plus larges que longs. Position systématique Règne : Animalia (Linnaeus, 1758) Sous-Règne : Metazoa Embranchement: Platyhelminthes (Minot, 1876) Classe: Cestoda (Van Beneden, 1849) Ordre: Cyclophyllidea (Van Beneden, 1850) Famille: Hymenolepididae (Ariola, 1899) Genre : Choanotaenia (Railliet, 1896) Espèce : Choanotaenia infundibulum (Bloch, 1779) Genre: Amoebotaenia (Cohn, 1899) Espèce : Amoebotaenia cuneata Linstow, 1872 Discussion : Synonymie :A. sphenoïdes (Railliet, 1892); Taenia cuneata Le nombre insuffisant de spécimens récoltés (5 individus au total dont 3 ont été abimés lors de la manipulation) ne nous a permis de voir les différents organes internes. Cependant la forme particulière des segments, du scolex et des crochets du rostre, rapproche ce cestode de la description d’Amoebotaenia cuneata par Euzeby (1966). Cet auteur classe cette espèce parmi la famille des Hyménolépididés, mais selon les helminthologistes, elle appartient aux Dilépididés qui se caractérisent par un rostre armé de crochets falciformes ou fourchus, des ventouses inermes, des organes génitaux souvent dédoublés, de nombreux testicules et un utérus sacciforme ou ramifié. La taille des individus décrits est, selon les auteurs : - 3 à 4mm/1à 1,5 mm (Euzeby, 1966) - 4 mm/1 mm (Mônnig, 1950) - moins de 4 mm (McDougald, 2003) 79 Fig. 23. Amoeboteania cuneata Linstow, 1872 A. Strobile B. Fort grossissement des crochets 80 Tableau X. Caractères morphométriques des espèces de cestodes recensées ø de Espèces Davainea Scolex (mm) 0,11-0,21 proglottina Raillietina (Raillietina) tetragona Raillietina (Raillietina) ventouse (mm) 0,02-0,03 0,44-0,35/ 0,10-0,20/ 0,29-0,30 0,06-0,08 0,25-0,29/ la Rostre (mm) Segment mûr (mm) Segment gravide (mm) 0 ,056- 0,19-0,30/ 0,55-0,76/ 0,076 0,23-0,31 0,28-0,42 0,37-0,57/ 0,61-0,89/ 0,39-1,08 1,06-2,3 0,32-0,57/ 0,80-0,86/ 1,37-1,54 1,94-2,93 0,15-0,35/ 0,17-1,90/ 0,61-0,97 0,22-2,11 0,049 0,13-0,17 0,06-0,1 0,31-0,46 0,07-0,08 0,215 Hymenolepis 0,10-0,23/ 0,07-0,11/ 0,06-0,07/ 0,10-0,17/ carioca 0,11-0,21 0,04-0,07 0,23-0,26 0,48-0,68 Choanotaenia 0,28-0,29/ 0,19-0,23/ infundibulum 0,33-0,35 0,14-0,17 0,24-0,28 0,133 echinobothrida Raillietina cesticillus Amoebotaenia cuneata 0,27-0,39 0,049 0,066 0,77-1,25/ 1,26-1,72 0,08-0,16/ 0,36-0,56 81 Discussion générale Les descriptions de ces différentes espèces rapportées dans la littérature mentionnent une largeur sans précision si celle-ci concerne les segments mûrs ou les segments gravides. Cependant, ni la longueur totale du cestode ni sa largeur ne sont prises en considération dans la diagnose. Il faut tenir compte de la taille des segments mûrs et des segments gravides qui sont plus larges que longs ou inversement selon les espèces. Nous avons fait appartenir nos spécimens à ces espèces en tenant compte de ce critère et d’autres caractères morphoanatomiques cités dans la clé de détermination d’Euzéby (1966). Les différences de taille des individus déjà décrits et ceux étudiés pourraient s’expliquer par les mêmes hypothèses que nous avons émises précédemment dans le cas des nématodes. 82 1.3. Trématodes Les caractères morpho-anatomiques des spécimens récoltés les font appartenir à une seule famille, celle des Brachylaimidae. Les critères spécifiques nous ont permis d’identifier une espèce et un genre. P. (Postharmostomum) gallinum Witenberg, 1923 (Fig.24) Brachylaimidae (Joyeux et Foley, 1930) Localisation : caecum Nombre d’individus étudiés : 10 individus colorés et montés in toto Description : Trématode à corps allongé, avec une extrémité antérieure arrondie et une extrémité postérieure effilée rétrécie. La ventouse orale sub-terminale et le pharynx sont bien développés; l’œsophage est absent. La ventouse ventrale est située dans le tiers antérieur du corps. Les cæcums intestinaux sont très longs et sinueux. Les testicules sont irrégulièrement globulaires, l’ovaire est arrondi. Les gonades occupent une portion postérieure formant un triangle où l’ovaire s’installe entre les deux testicules plus ou moins dans la partie opposée du testicule antérieur qui est latéral. En avant de ce dernier se trouve le pore génital. Le testicule postérieur est médian. Les glandes vitellogènes s’étendent latéralement de la ventouse ventrale jusqu’à l’ovaire. L’utérus occupe une vaste partie du corps atteignant antérieurement la bifurcation caecale. 83 Tableau XI. Caractères morphométriques de Postharmostomum gallinum Witenberg, 1923 Source Newsome et Yamaguti Présente étude al. (1980) Longueur (mm) 3,85-9,02 1,3 3.5- 7,4 Largeur (mm) 1,02-3 0,4 1.0-2,0 Mensurations Longueur de la ventouse buccale (mm) Largeur de la ventouse 0,26- 0,42 Largeur du pharynx (mm) 0,33-0,50 Longueur de l'acétabulum (mm) Largeur de l'acétabulum (mm) Distance entre les ventouses (mm) Distance entre l’acétabulum et le testicule antérieur (mm) Longueur du testicule antérieur (mm) Largeur du testicule antérieur (mm) testicule postérieur (mm) Largeur du testicule postérieur (mm) Longueur de la poche du cirre (mm) 5.9- 11.3 1.4- 2.8 0,47-0,9 Longueur du pharynx (mm) du (1971) 0,62-0,93 buccale (mm) Longueur Pence (1994) 0,55- 0,77 0,60-1,02 0,65-1,25 1,25-3,8 0,37-1,08 0,27-0,77 0,33-0,94 0,47-1,03 0,29-0,58 84 Largeur de la poche du cirre (mm) 0,25-0,48 Longueur de l'ovaire (mm) 0,55-0,22 Largeur de l'ovaire (mm) 0,16-0,38 Dimensions des œufs (µm) 30-32,5x15- 25.0 x 12.5 17,5 29.0-32.1 x 18.0 31.5-39.2 x 17.0-21.5 Position systématique Règne : Animalia (Linnaeus, 1758) Sous-Règne : Metazoa Embranchement: Platyhelminthes (Minot, 1876) Classe : Trematoda (Rudolphi, 1808) Sous-classe: Digenea (Carus, 1863) Superfamille: Brachylaimoidea (Joyeux et Foley, 1930) Famille: Brachylaimidae (Joyeux et Foley, 1930) Sous-famille: Brachylaiminae (Joyeux et Foley, 1930) Genre: Postharmostomum (Witenberg, 1923) Sous-genre: Postharmostomum Postharmostomum Witenberg, 1923 Espèce: Postharmostomum Postharmostomum gallinum Witenberg, 1923 Discussion: Synonymies: Distoma dimorphum (Wagener, 1852) Diesing,1858; D. commutatum Diesing, 1858); Brachylaemus commutatus Diesing, 1858; Clinostomum commutatum Looss, 1899; Mesogonimus commutatus (Sonsino 1891, 1899) (Barbagallo, 1906), Galli-Valerio 1891, 1901; Harmostomum commutatum Joyeux, 1923; H. (Postharmostomum) commutatum Witenberg, 1925; Postharmostomum gallinum Witenberg, 1923; Harmostomum (Postharmostomum) gallinum Witenberg, 1925; Postharmostomum commutatum MacIntosh, 1934, Harmostomum annamense Railliet, 1925; H. horizawai Ozaki, 1925, H. (Postharmostomum) hawaiiensis Guberlet, 1928. Le genre Postharmostomum est créé par Witenberg in 1923. Deux ans plus tard, il est considéré comme sous-genre de Harmostomum mais de nombreux auteurs le considèrent 85 comme un genre caractérisé par la forme particulière des caecums (McIntosh, 1934; Miller, 1935; Robinson, 1949; Ulmer, 1951) Postharmostomum gallinum est une espèce cosmopolite qui parasite la partie postérieure de l’intestin grêle et le caecum et parfois la bourse de Fabricius des galliformes domestiques et sauvages et les columbiformes. Les mensurations des spécimens déjà décrits ne concernent que la longueur et la largeur du corps et les œufs, les valeurs indiquées varient d’une étude à l’autre (tableau XI). Ce critère n’est pas pris en compte dans la clé de détermination de Gibson et al. (2002). 86 Fig. 24. Postharmostomum gallinum Witenberg, 1923 A. Individu adulte B. Juvénile 87 Brachylaima Dujardin, 1843 (Fig.25) Brachylaimidae (Joyeux et Foley, 1930) Localisation : jéjunum Nombre d’individus étudiés : 2 colorés et montés in toto Description : Trématode à corps allongé, couvert de fines épines qui deviennent moins denses postérieurement. Les ventouses orale et ventrale sont de taille équivalente et se localisent dans le tiers antérieur du corps. Il y a présence d’un pharynx musculaire et d’un pré-pharynx court. Les caecums sont longs, légèrement sinueux; ils s’étendent latéralement jusqu’à l’extrémité postérieur du corps. Les gonades se situent dans la partie postérieure du corps. Elles se placent l’une après l’autre, l’ovaire est inter-testiculaire. La poche du cirre et le pore génital se trouvent en avant du testicule antérieur. L'utérus occupe un espace étendu atteignant la bifurcation caecale antérieurement. Les glandes vitellogènes se prolongent latéralement dans la région limitée entre le testicule antérieur et la ventouse ventrale. Les mensurations (en mm) figurent dans le tableau suivant : Tableau XII. Caractères morphométriques de Brachylaima Dujardin, 1843 Source Présente étude Butcher et Grove (2001) Brachylaima Brachylaima cribbi Longueur 2,88-3,02 3,80-6,01 Largeur 0,55-0,72 0,52-0,79 Longueur de la ventouse buccale 0,23-0,24 0,23-0,29 Largeur de la ventouse buccale 0,22-0,23 0,25-0,38 Longueur du pharynx 0,11-0,13 0,14-0,18 Largeur du pharynx 0,14-0,16 0,15-0,22 Longueur de l'acétabulum 0,2-0,24 0,24-0,32 Largeur de l'acétabulum 0,23-0,26 0,23-0,30 Distance entre les ventouses 0,5-0,56 0,30-0,81 1,07-1,22 1,76-3,23 0,18-0,30 0,28-0,49 Mensuratoion en mm Distance entre l'acétabulum et le testicule antérieur Longueur du testicule antérieur 88 Largeur du testicule antérieur 0,18-0,34 0,24-0,45 Longueur du testicule postérieur 0,19-0,30 0,25-0,53 Largeur du testicule postérieur 0,26-0,35 0,20-0,42 Longueur de l'ovaire 0,15-0,17 0,15-0,26 Largeur de l'ovaire 0,17-0,20 0,17-0,32 Dimensions des œufs (µm) 25/17,5 26-32 / 16-17.5 Position systématique Règne : Animalia (Linnaeus, 1758) Sous-Règne : Metazoa Embranchement: Platyhelminthes (Minot, 1876) Classe : Trematoda (Rudolphi, 1808) Sous-classe: Digenea (Carus, 1863) Superfamille: Brachylaimoidea (Joyeux et Foley, 1930) Famille: Brachylaimidae (Joyeux et Foley, 1930) Sous-famille: Brachylaiminae (Joyeux et Foley, 1930) Genre: Brachylaima (Dujardin, 1843) Synonymies : Distoma Retzius, 1786; Distomum Diesing, 1849-1851; Harmostomum Braun, 1899; Heterolope Looss, 1899; Brachylaimus (Dujardin, 1843) Blanchard, 1847; Brachylaima (Dujardin, 1843) Kruidenier et Gallicchio, 1959; Entosiphonus Sinitsin, 1931; Ectosiphonus Sinitsin, 1931; Brachylaema Yamaguti, 1958. Discussion : En 1843, Dujardin a établi le genre Brachylaima en décrivant un trématode qu'il a trouvé dans l'intestin d'une musaraigne. Plusieurs synonymes et façons d’écrire sont employés dans la littérature (Yamaguti, 1971; Kamiya et Machida, 1977). Les helminthes adultes sont représentés par deux types de spécimens (Gibson et al., 2002) : - ceux qui sont longs et minces, tels que B. ruminae (Mas-Coma et Montoliu, 1986) et B. delecta (Cribb, 1992), - ceux qui sont larges et plus arrondis, tels que B. ishigakiense (Kamiya et Machida, 1977) et B. simoni (Feliu et al., 1986). 89 Les espèces de ce genre parasitent généralement les mammifères et les oiseaux. Le premier et le deuxième hôte intermédiaire sont des mollusques terrestres (Yamaguti, 1971; Yamaguti, 1975). Le cycle évolutif est semblable à celui du genre Postharmostomum. Les métacercaires se trouvent dans le péricarde de leur deuxième hôte intermédiaire (Grassé, 1961). Le poulet domestique de basse cour est l’hôte définitif de ce trématode (Cribb et O' Callaghan, 1992) mais d’autres cas d’infestations animales ont été rapportés : la souris de maison, Mus domesticus Linnaeus (Angel et Mutze, 1987; Cribb, 1990) et le grand rat indigène, Leporillus conditor Sturt (Cribb, 1990). L’infestation humaine est possible, deux enfants et un adulte ont été trouvés infestés en Australie du sud (Butcher et al., 1996; Butcher et al., 1998). L’espèce Brachylaima cribbi décrite par Butcher et Grove (2001) est signalée chez l’Homme et les souris. Les oiseaux ne peuvent pas être exclus comme hôte, puisque Cribb et O'Callaghan (1992) ont signalé un trématode du genre Brachylaima chez des poulets domestiques morphologiquement identique à Brachylaima cribbi. Butcher et Grove (2001) ont réalisé expérimentalement le cycle évolutif de cette espèce. Ils ont utilisé des œufs récupérés à partir de fèces humaines, un mollusque terrestre Theba pisana comme premier hôte intermédiaire et d’autres mollusques terrestres Cernuella virgata et Helix aspersa comme deuxième hôte intermédiaire. Les formes adultes sont obtenues dans l’intestin grêle des souries Mus musculus. Selon cette étude, Brachylaima cribbi est la première espèce du genre Brachylaima signalé chez l’Homme, et qui peut parasiter le poulet domestique. Probablement, cette espèce est d’origine européenne. Elle est introduite par les mollusques infestés au Sud de l'Australie lors d'immigration à grande échelle après la guerre mondiale Nos spécimens possèdent les caractéristiques morphologiques de Brachylaima cribbi déterminées par Butcher et Grove (2001). Les valeurs morphométriques citées dans le tableau précédent montrent une légère différence due probablement au nombre restreint de spécimens étudiés. Les œufs sont de petites dimensions mais nous avons mesuré ceux proches du pore génital alors que Butcher et Grove (2001) donnent les dimensions des œufs récupérés à partir de fèces humaines. Devant le manque d’informations concernant les caractéristiques des autres espèces nous nous limitons à placer nos spécimens dans le genre Brachylaima sp. 90 Fig. 25. Brachylaema sp. Dujardin, 1843 91 1.4. Acanthocéphales L’étude morpho-anatomique des vers prélevés a permis d’identifier un seul genre : Prosthorhynchus Kostylew, 1915 (Fig.26) Prosthorhynchidae (Petrotschenko, 1956) Localisation : jéjunum, iléon et rectum. Nombre d’individus étudiés : 2 individus colorés et montés 6 éclaircis et montés Description Ver blanchâtre, dont le corps est de forme allongée et cylindrique, dépourvu d’épines cuticulaires. Le mâle mesure de 5,55-8 mm de long sur 1,25-1,60 mm de large, la femelle fait 5,22-7,32 mm de long sur 1,35-1,8 mm de large. Le rostre est cylindrique de 0,85-1,05 mm de long, armé de 13-15 rangs longitudinaux portant chacun 12-14 crochets régulièrement alternés, ceux de la base sont plus petits et dépourvus des racines. Le réceptacle du rostre est cylindrique, à paroi double. Les lemnisques sont tubulaires et plus longs que le réceptacle. Le mâle possède deux testicules ovalaires occupant le tiers moyen du tronc et disposés l’un derrière l’autre. Les glandes copulatrices de forme tubulaire se prolongent en arrière du testicule postérieur. A la base de ces glandes se trouve une poche volumineuse représentant l’organe de Saeftigen. La bource copulatrice invaginée occupe l’extrémité postérieure. La femelle possède des nombreuses masses ovariennes localisées en arrière du réceptacle, suivies d’un appareil utéro-vaginal. Celui-ci est constitué d’un sac ligamentaire dorsal soudé sur le pourtour du bord supérieur de la cloche utérine, suivie du tube utérin et du vagin. L’ouverture de la vulve est sub-terminale. Nous n’avons pas observé d’œufs, les individus récoltés étaient vraisemblablement immatures ou non fécondés. 92 Tableau XIII. Caractères morphométriques de Prosthorhynchus Kostylew, 1915 Source Schmidt et Olsen (1964) Présente étude Mensuration en mm Prosthorhynchus formosus Parasite Mâle Femelle Mâle Femelle Longueur 5,55-8 5,22-7,32 8-13 9-15mm Largeur 1,25-1,60 1,35-1,8 1,5-2,5 2-3 Longueur/ rostre 0,95-0,96 0,85-1,05 Largeur/rostre 0,30-0,34 0,28-0,36 N.R/N.C 13-15/13-14 13-15/12-14 15-18/11-18 1,47-1,82 1,6-1,82 1.70-1.90 0,36-0,51 0,45-0,52 0,410 – 0,532 2-2,15 2,25-2,62 0,07-0,13 0,07-0,31 0,52-0,74 - 0,80-0,90 0,35-0,50 - 0,40-0,50 0,46-0,73 - 0,36-0,46 - 1,13-2,22 - Longueur/ réceptacle Largeur/ réceptacle Longueur/ lemnisques Largeur/ lemnisques Longueur/ testicule antérieur Largeur/ testicule antérieur Longueur/ testicule postérieur Largeur/ testicule postérieur Longueur/ glandes copulatrices 0.80 - 1.10 Légèrement petit 0,25-0,29 N.nombre ; R.rang ; C.crochet 93 Position systématique Règne : Animalia (Linnaeus, 1758) Sous-Règne : Metazoa Embranchement: Acanthocephala Ordre: Gigantorhynchidea (Southwell et Macfie, 1925) Famille: Prosthorhynchidae (Petrotschenko, 1956) Genre: Prosthorhynchus Kostylew, 1915 Discussion : Il y a eu beaucoup de confusion dans la détermination des genres Prosthorhynchus (Kostylew, 1915) et Plagiorhynchus (Lühe, 1911). Yamaguti (1963) a cité les deux genres séparément. Cependant, Schmidt et Kuntz (1966) les considèrent comme des synonymes en maintenant la différence (position du pore génital de la femelle et présence ou absence des prolongations polaires de la membrane moyenne de l’œuf) au niveau de la détermination des sous-genres. Amin et al., (1999) ont révisé le genre Plagiorhynchus et proposé Prosthorhynchus (Kostylev, 1915) Schmidt et Kuntz, 1966, comme sous-genre, regroupant 21 espèces. Prosthorhynchus renferme de nombreuses espèces parasites de mammifères et d’oiseaux. Selon la littérature, l’espèce la plus rencontré chez le poulet domestique est : Prosthorhynchus formosus : décrite pour la première fois par Van Cleave en 1918, sous le nom de Plagiorhynchus formosus, à partir de 4 spécimens récoltés chez le pic flamboyant Colaptes auratus. Travassos (1926) a redécrit le parasite et retenu la dénomination Prosthorhynchus formosus. Yamaguti (1963) a cité Prosthorhynchus formosus Van Cleave, 1918 et Plagiorhynchus cylindraceus (Goeze, 1782) Schmidt et Kuntz, 1966, comme deux espèces différentes. Cependant selon d’autres auteurs il s’agit de la même espèce (Crompton et Nickol, 1985) et Amin (1985) l’a placée dans : - la classe des Palaeacanthocephala (Meyer, 1931), - l’ordre des Polymorphida (Petrochenko, 1956), - la famille des Plagiorhynchidae (Golvan, 1960), - la sous-famille des Plagiorhynchinae (Meyer, 1931). C’est une espèce cosmopolite qui occupe l’intestin de nombreux oiseaux généralement de l’ordre des Passeriformes (Khokhlova 1986; Amin et al. 1999; Dimitrova et al. 2000 ; Smales 2003). Dans le cas du poulet domestique et de la dinde, l’infestation a été démontrée expérimentalement (Jones, 1928; Cuvillier, 1934; Van Cleave, 1942; Chandler et Rausch, 1949; Hunter et Quay, 1953; Schmidt et Olsen, 1964). 94 Elle peut être retrouvée chez les mammifères carnivores (renards) (Richards et al., 1995), insectivores (petits marsupiaux) et les rongeurs (rats australiens de l'eau) (Smales 2003) . Les larves sont hébergées par des isopodes terrestres : Armadillidium vulgare (Sinitzin, 1929) et Porcellio laevis et P. scaber (Schmidt et Olsen, 1964). Nos spécimens sont de taille plus petite que celle des individus récoltés à partir d’un rouge-gorge infecté et étudiés par Schmidt et Olsen en 1964 (Tableau XIII). Selon McDougald (2003), le poulet domestique est un hôte accidentel. Des formes immatures ont été trouvées au niveau de l’intestin grêle du poulet en Amérique du Nord. Schmidt et Olsen(1964) affirment que le poulet et la dinde présentent un certain degré de résistance contre ce parasite, l’infestation massive est donc rare à l’exception des régions riches en isopodes infectés. N’ayant pas pu disposer de données descriptives récentes de cette espèce, nous avons utilisé la clé de détermination de Yamaguti (1963) pour l’identification de nos spécimens dont les caractéristiques sont les mêmes que celles du genre Prosthorhynchus Kostylew, 1915. 95 Fig. 26. Prosthorhynchus sp. Kostylew, 1915 A. Individu mâle B. Individu femelle C. Fort grossissement de la rangée de crochets D. Fort grossissement du rostre. 96 2. Etude du parasitisme 2.1. Résultats Dans la première partie de ce chapitre, nous avons dressé à partir d’une étude systématique un inventaire des helminthes récoltés dans le tube digestif du poulet local. Le tableau suivant fait la synthèse de ces parasites et de leur répartition géographique. Tableau XIV. Récapitulatif des espèces recensées et répartition géographique Nématodes Espèces Cestodes Répartition Espèces géographique Capillaria annulata Cosmopolite Répartition géographique Hymenolepis carioca, Cosmopolite Choanotaenia infundibulum Cosmopolite Amoebotaenia cuneata Cosmopolite Gongylonema ingluvicola Cosmopolite Davainea proglottina Cosmopolite Cheilospirura hamulosa Cosmopolite Raillietina cesticillus Cosmopolite Ascaridia galli Cosmopolite Raillietina echinobothrida Cosmopolite Heterakis gallinarum Cosmopolite Raillietina tetragona Cosmopolite Subulura brumpti Cosmopolite Europe, Capillaria caudinflata Amérique du Nord Capillaria anatis Cosmopolite Trématodes Espèces Acanthocéphales Répartition Genre géographique Postharmostomum gallinum Cosmopolite géographique Prosthorhynchus sp Europe Brachylaema sp Répartition Amérique du Amérique du Nord Nord Dans cette partie, nous abordons l’étude des variations du parasitisme de l’abondance moyenne et de la prévalence (globale, par groupe et par espèce) et de la localisation des parasites dans le tube digestif des individus-hôtes examinés. 97 2.1.1. Prévalence et abondance moyenne Cette étude a montré que les 72 poulets autopsiés étaient parasités par au moins deux espèces d’helminthes quels que soient le sexe, le poids et la saison, soit un taux de parasitisme global de 100%. Les infracommunautés parasitaires de l’échantillonnage sont données en annexe 3. Nous constatons: - un effectif parasitaire annuel de 9834 helminthes, - un parasitisme multiple chez la plupart des poulets. L’intensité d’infestation est de 136,58 parasites par poulet. L’évaluation de la prévalence pour chaque groupe montre une forte prédominance des cestodes (98,61%) et des nématodes (97,22 %) par rapport aux trématodes (20,83%) et aux acanthocéphales (2,7 %) avec une différence significative (P<0,05). Les valeurs de la prévalence par espèce sont indiquées dans la figure 27. Selon Bush et al. (1997), les espèces avec une prévalence < 30% sont considérées comme espèces rares, celles avec une prévalence >30% comme communes et celles avec une prévalence >50% comme les plus répandues. D’après les résultats obtenus, il semble que Raillietina echinobothrida (87,5 %) est l’espèce la plus répandue, suivie par Heterakis gallinarum (81,94 %) puis par Subulura brumpti (68,05 %). Les espèces communes sont par ordre de prévalence, Capillaria caudinflata, Ascaridia galli, Cheilospirura hamulosa, Hymenolepis carioca et Capillaria annulata. Les autres espèces peuvent être considérées comme rares, c’est le cas en particulier de Davainea proglottina (8,3 %), un des cestodes les plus pathogènes. Parmi les espèces les plus répandues, Raillietina echinobothrida est la moins abondante; l’abondance moyenne la plus élevée s’observe chez Heterakis gallinarum et Subulura brumpti. Capillaria annulata est l’espèce commune la plus abondante. Les espèces rares sont peu abondantes (Fig. 27). Les valeurs numériques de la prévalence et de l’abondance moyenne des espèces sont reportées en annexe 4. 98 100 90 Pourcentage 80 70 60 50 40 30 20 10 0 Espèces Abondance moyenne Prévalence Fig. 27. Abondance moyenne et prévalence des espèces recensées 2.1.2. Variations de la prévalence 2.1.2.1. Variation de la prévalence des espèces en fonction du sexe D’après la figure suivante qui représente la répartition des parasites selon le sexe du poulet, la plupart des espèces sont plus répandues chez les coqs que chez les poules. 99 Pourcentage 100 90 80 70 60 50 40 30 20 10 0 Espèce coqs poules Fig. 28. Variations de la prévalence des espèces en fonction du sexe Cependant cette différence n’est pas significative (p>0,05). 2.1.2.2. Variations saisonnières de la prévalence des espèces Pour suivre l’évolution du parasitisme de chaque espèce au cours d’un cycle annuel, nous avons calculé la prévalence des espèces pour chaque échantillon examiné mensuellement. Les valeurs trouvées (indiquées en annexe 5) sont exprimées dans les figures suivantes qui regroupent les espèces par famille ou par ordre (pour une lecture plus facile des histogrammes) (Fig.29 à 34). 100 80 70 60 Capillaria annulata Capillaria caudinflata Pourcentage 50 Capillaria anatis 40 30 20 10 Mois 0 Nov Déc Jan Fév Mars Avr Mai Juin Juil Août Sep Oct Fig. 29. Variations saisonnières de la prévalence des Capillariinés Cet histogramme fait ressortir : - la présence tout au long de l’année de Capillaria caudinflata - une prévalence maximale (66,67%) en avril pour C. caudinflata, mai et juillet pour C. annulata et juillet pour C. anatis, - une prévalence minimale (16,67%) en décembre et octobre pour C. caudinflata, - une prévalence nulle en février et avril pour C. annulata et en novembre, décembre, février et avril pour C.anatis. 101 120 100 Pourcentage Ascaridia galli 80 Subulura brumpti Heterakis gallinarum 60 40 20 0 Mois Fig.30. Variations saisonnières de la prévalence des Hétérakidés Cette figure traduit : - la présence concomitante des trois espèces d’Hétérakidés tout au long de l’année à l’exception du mois de janvier où Ascaridia galli est absent, - le pourcentage de parasitisme le plus élevé aux mois de : • décembre pour Ascaridia galli, (83,33%), • février, avril et juin pour Heterakis gallinarum (100%), • avril pour Subulura brumpti (100%), - le pourcentage de parasitisme le plus faible aux mois de : • décembre pour Heterakis gallinarum (50%) et Subulura brumpti (6%) • juillet pour Ascaridia galli (16,67%) - un pourcentage nul au mois d’avril pour Ascaridia galli 102 80 70 Pourcentage 60 50 Gongylonema ingluvicola 40 Cheilospirura hamulosa 30 20 10 0 Mois Fig. 31.Variations saisonnières de la prévalence des Spiruroïdea Selon cette figure : - la prévalence la plus élevée de Cheilospirura hamulosa est de 66, 67% aux mois de mars et septembre et la plus faible de 16,67% aux mois de février, juillet et octobre, - la prévalence de Gongylonema ingluvicola est de 16,67% au mois de décembre et nulle le reste de l’année. 103 120 Pourcentage 100 80 Raillietina cesticillus Raillietina tetragona 60 Raillietina echinobothrida 40 Davainea proglottina 20 0 Mois Fig. 32.Variations saisonnières de la prévalence des Davainéidés L’histogramme montre: - l’apparition simultanée des quatre espèces aux mois de janvier, février, mars et août, - une prévalence maximale en: • avril et septembre pour Raillietina echinobothrida (100%), • novembre, janvier, février et juin pour R cestillus (50%), • avril pour R. tetragona (66,67%), • janvier à mars et juillet à septembre pour Davainea proglottina (16,67%), - une prévalence minimale: • de décembre à mars et de mai à août et en octobre pour R. echinobothrida (83,33%), • de mars à mai et de juillet à septembre pour R. cestillus (16,67%, •en décembre, février et mars pour R. tetragona, • de janvier à mars et de juillet à septembre pour D. proglottina, - une prévalence nulle en : •octobre pour R. cestillus, • juillet et septembre pour R. tetragona, • novembre, décembre, avril à juin et octobre pour D. proglottina. 104 80 70 Pourcetage 60 Hymenolepis carioca 50 Choanotaenia infundibulum 40 30 20 10 0 Mois Fig.33.Variations saisonnières de la prévalence des Hyménolépididés La figure illustre, - l’association des trois espèces au mois de mai, - la disparition d’Amoebotaenia cuneata le reste de l’année, de Choanotaenia infundibulum au cours des mois de février, mars et août et celle d’Hymenolepis carioca au mois de septembre, - les prévalences, maximale (66,67%), minimale (16,67%) et nulle respectivement au mois de février; aux mois de mars et d’avril et au mois de septembre pour Hymenolepis carioca. 105 60 Pourcentage 50 40 30 Postharmostomum commutatum Brachylaema sp 20 10 0 Mois Fig. 34.Variations saisonnières de la prévalence des deux espèces de trématodes La plus forte prévalence de Postharmostomum gallinum, se voit en décembre et mars (50%), la plus faible en novembre, juin août et octobre (16,67%). Pour les mois restants; la prévalence est nulle. La prévalence de Brachylaema est nulle pendant dix mois de l’année, un taux faible (16,67%) est enregistré aux mois de décembre et mars. Pour l’ensemble des espèces, les variations saisonnières de la prévalence des espèces, ne sont pas significatives (p >0,05). 2.1.3. Répartition des parasites dans le tube digestif du poulet Les 18 espèces et genres d’helminthes se distribuent de façon hétérogène le long du tube digestif et occupent ses différentes parties: œsophage, jabot, gésier, duodénum, jéjunum, caecum et rectum avec une différence très significative (p<0,05) (Tableau XV) 106 Tableau XV. Distribution des helminthes dans le tube digestif du poulet Localisation Espèces Capillaria annulata Tube digestif (%) œsophage jabot 55 45 gésier duodénum jéjunum caecum rectum Capillaria caudinflata 32 68 Capillaria anatis Gongylonema ingluvicola 100 50 50 Cheilospirura hamulosa Ascaridia galli 100 15 85 Subulura brumpti 100 Heterakis gallinarum 100 Davainea proglottina 100 Hymenolepis carioca 86 Amoebotaenia cuneata 100 14 Choanotaenia infundibulum 9 91 Raillietina cesticillus 9 91 Raillietina tetragona Raillietina echinobothrida 0,46 97 3 86 13,85 Postharmostomum gallinum 100 Brachylaema sp 100 Prosthorhynchus sp 84 16 La plupart des parasites montrent des affinités particulières pour certains sites : - 100 % des Heterakis gallinarum, Subulura brumpti, Capillaria anatis et Postharmostomum gallinum sont localisées au niveau du caecum. - Davainea proglottina (100 %), Amoebotaenia cuneata (100 %) et Hymenolepis carioca (86 %) dominent au niveau du duodénum. - Gongylonema ingluvicola et Capillaria annulata occupent préférentiellement l’œsophage et le jabot. 107 Nous n’avons pas observé de changements de répartition des parasites puisqu’ils occupent les microhabitats signalés dans la littérature. Il apparait par ailleurs que deux à cinq espèces partagent le même site. 2.1.4. Pathologie (symptômes et lésions) De façon générale, l’état de santé des poulets était visiblement bon, les animaux étaient actifs et de comportement normal. Cependant quelques sujets présentaient des signes particuliers comme plumage ébouriffé ou arraché, attitude anormale. Les troubles digestifs étaient représentés essentiellement par des diarrhées souvent hémorragiques. L’autopsie a révélé la présence de certaines anomalies (déviation de la crête sternale, carcasse cachectique, ascite) et de plusieurs types de lésions à divers niveaux du tube digestif : - jabot et œsophage: inflammation catarrhale, muqueuse épaisse, plissée et rugueuse plus ou moins fétide. - proventricule: épaississement de la paroi, hypersécrétion de mucus, présence de taches rougeâtres (ulcérations). Nous n’avons cependant pas rencontré de parasites à ce niveau, - gésier: inflammations nodulaires, couche cornée nécrosée. - intestin grêle: entérite catarrhale souvent hémorragique, inflammation nodulaire, présence de caillots sanguins, intestin ballonné, paroi intestinale épaissie, et un mucus abondant parfois orangé. - caecum: paroi épaissie ou très dilatée avec une couleur rouge-brun, des hémorragies et des caillots de sang dans la lumière cæcale. 2.2. Discussion La prévalence élevée et la diversité de la faune helminthique parasite du tractus digestif du poulet fermier de la région d’Oran seraient essentiellement liées au mode d’élevage traditionnel. Celui-ci soumet les animaux à un risque permanent d’infestation par l’ingestion régulière de terre ou d’aliments souillés par les œufs d’helminthes et divers invertébrés (insectes, vers de terre…) susceptibles d’intervenir comme hôtes intermédiaires. Ces possibilités d’infestation s’expliquent en effet par les cycles biologiques des espèces en cause : - L’infestation par les espèces de nématodes à cycle monoxène (Heterakis gallinarum et Ascaridia galli) est due à l’ingestion des œufs (contenant la larve infestante L2) qui sont disséminés dans le milieu extérieur, puis : éclosion dans le tube digestif 108 libération des larves L2 évolution vers la forme adulte L’infestation par les espèces à cycle dixène est due : - dans le cas des nématodes, à l’ingestion de vers de terre (Capillaria annulata et C. caudinflata) ; d’un insecte coléoptère ou dictyoptère (Subulura brumpti); d’un insecte coléoptère ou orthoptère (Gongylonema ingluvicola) et d’un insecte orthoptère ou coléoptère (Cheilospirura hamulosa) : libération des larves L3 évolution vers la forme adulte Quant à Capillaria anatis, sa biologie n’est pas connue. - dans le cas des cestodes, à l’ingestion d’un mollusque (gastéropode pulmoné, terrestre : limacidés ou hélicidés) (Davainea proglottina); d’un insecte hyménoptère (Raillietina tetragona et Raillietina echinobothrida), d’un insecte coléoptère (Raillietina cestillus et Hymenolepis carioca), d’un insecte coléoptère, hyménoptère ou orthoptère (Choanotaenia infundibulum) et d’un ver de terre (Amoebotaenia cuneata): libération du cysticercoïde évolution vers la forme adulte L’infestation par les espèces à cycle hétéroxène, cas des trématodes (Postharmostomum gallinum et Brachylaima), à l’ingestion d’un mollusque terrestre : dékystement de la métacercaire évolution vers la forme adulte Comme la plupart de ces helminthes parasitent d’autres espèces de volaille domestique, les sources de contamination sont nombreuses, hormis la possibilité qu’un poulet parasité puisse se réinfester à partir de ses fientes. La période prépatente étant en général de quelques jours à quelques semaines. Les espèces inventoriées ont été enregistrées avec des prévalences différentes qui sont difficiles à interpréter. Le degré de résistance des œufs varie selon les espèces et le milieu extérieur, ce dernier peut réunir ou non les conditions favorables (température, degré hygrométrique…) à leur survie ou à leur développement. Quant aux différents invertébrés qui interviennent comme intermédiaires, ils sont très répandus et omniprésents dans le sol et leur contact avec le poulet est quasi permanent. La forte prévalence de Raillietina echinobothrida a été rapportée par Ashenafi et Eshetu (2004) dans une étude réalisée en Ethiopie. 109 D’autres espèces n’ont pas été rencontrées au cours de cette étude telle que Hymenolepis cantaniana citée par Abdelqader et al (2008), dont les travaux menés dans l’Est de la Jordanie, ont mis en évidence 11 espèces. C’est le cas aussi de Notocotylus gallinarum et du genre Tetrameres sp signalés au Maroc par Hassouni et Belghyti (2006) parmi les 13 espèces d’helminthes identifiées. Selon les données bibliographiques, le poulet domestique est l’hôte de plusieurs autres espèces d’helminthes que nous avons citées en annexe 6. Des taux de parasitisme élevés ont été constatés chez les poulets de race locale élevés sous le système extensif en Afrique, 100% dans l’Est de Ghana (Poulsen et al., 2000) et à Lusaka en Zambie (Ziela, 1999), 95.2% dans le centre de la Zambie (Phiri et al., 2007), 95,7% à Zaria au Nigeria (Fatihu et al., 1991) et 89.9% dans la région du Gharb au Maroc (Hassouni et Belghyti, 2006). Des taux aussi importants ont été signalés dans plusieurs pays d’Asie : 72.0% en Inde (Katoch et al., 2012), 100% au Bangladesh (Rabbi et al., 2006), 83.71% en Thaïlande (Na Ayudhya et Sangvaranonda, 1997); 96% en Iran (Eslami et al., 2009) et 73,1% au Nord de la Jordanie (Abdelqader et al., 2008). Köse et ses collaborateurs (2009) ont signalé un taux de 58% en Turquie. Selon plusieurs études comparatives, le taux de parasitisme est remarquablement plus faible chez les poulets exotiques exploités sous le système intensif et semi-intensif que celui constaté chez les poulets locaux élevés sous le système traditionnel. Ziela (1999) a enregistré une valeur de 12,5% pour l’élevage semi-intensif et 2,5% chez les poulets exploités sous le système intensif en Zambie, avec comme espèces les plus prévalentes Ascaridia galli et Heterakis gallinarum. Ce taux est de 11,8% pour les poulets importés au Nigeria, les espèces en cause sont Ascaridia galli et Raillietina. tetragona (Fatihu et al., 1991). L’évaluation statistique a indiqué que la saison et le sexe du poulet n’ont pas d’effet sur le taux de parasitisme total et par espèce d’helminthes. Ce résultat serait en partie lié à l’échantillonnage insuffisant. Cependant Poulsen et al., (2000) n’ont observé aucune relation entre le sexe des hôtes et la prévalence des espèces d’helminthes parasites lors de leurs travaux effectués en Ethiopie. La même constatation a été faite par Hassouni et Belghyti (2006) et Mpoame et Agbede (1995). Ces derniers ont toutefois noté une différence significative des prévalences d’Ascaridia. galli selon le sexe, cette espèce étant plus répandue chez les sujets mâles que femelles. Pour Abdelqader et al (2008), A. galli et Raillietina. cesticillus ont des prévalences plus importantes chez les mâles, à l’inverse C. infundibulum et H. carioca sont plus répandus chez les femelles. Martin et al., (1987) ont émis l’hypothèse 110 que ces différences de prévalence entre les deux sexes seraient liées à un phénomène hormonal. La dispersion des parasites au sein des hôtes, telle que nous l’avons notée, crée une hétérogénéité de la compétition interspécifique pour l'espace et les ressources au sein de chaque infrapopulation (Gbessi, 1998). Cette hypothèse expliquerait la variation de l’abondance moyenne des espèces. Les manifestations cliniques et histologiques que nous avons observées dans le tube digestif, sont dues à la présence des helminthes mais probablement aussi à d’autres affections digestives, bactériennes (colibacillose, salmonellose), fongiques (candidose) ou parasitaires (coccidiose, histomonose) vu l’absence de contrôle sanitaire qui caractérise ce type d’élevage. Selon Soulsby (1982), la plupart des espèces d’helminthes sont pathogènes pour la volaille et peuvent causer entérite, ulcération, anorexie, émaciation voire mort en cas d’infestation massive. Il est difficile de faire le lien entre le parasitisme par les helminthes du tube digestif et le poids des poulets de ferme. Ces derniers sont déjà sous l’influence de divers paramètres, conditions climatiques, malnutrition, présence d’autres groupes d’agents pathogènes (endoparasites et ectoparasites, virus, bactéries). Euzéby (1966) a rapporté l’effet de quelques espèces de cestodes (Davainea proglottina, Raillietina cesticillus…) sur la croissance des poulets. L’effet des helminthoses sur le gain du poids a été démontré par Ziela (1999) et Katoch et al (2012). Ces auteurs ont administré un anthelminthique à un groupe de poulets élevés sous le système traditionnel et comparé leur poids avec celui de poulets témoins. Les résultats ont montré que ces derniers sont de poids plus faible. 111 CONCLUSION 112 Le poulet domestique (Gallus gallus domesticus) est la volaille la plus répandue à l’échelle mondiale. Son élevage revêt une grande importance économique et nutritionnelle. L’état sanitaire des poulets représente un obstacle majeur dans l’aviculture et particulièrement l’élevage traditionnel où les affections parasitaires sont très fréquentes. Notre étude a concerné le parasitisme par les helminthes du tube digestif chez le poulet de ferme, responsable de fortes mortalités chez la jeune volaille et de baisses de rendement chez les adultes. Nous rapportons pour la première fois à l’échelle nationale l’inventaire de 8 espèces de nématodes, 7 espèces de cestodes, une espèce et un genre de trématodes et un genre d’acanthocéphales. Plusieurs espèces signalées dans la littérature n’ont pas été rencontrées. Le taux de parasitisme global a été de 100% avec une intensité d’infestation de 136,58 parasites par poulet. Ces résultats, qui mettent en évidence une riche faune helminthique, sont en relation avec les conditions d’élevage constatées dans les fermes, absence de poulaillers, de mesures d’hygiène et de contrôle sanitaire. La volaille est livrée à elle-même et bien que des restes d’aliments lui sont distribués (pain sec, couscous, .…) elle se nourrit principalement d’aliments prélevés par fouille (insectes, vers de terre, herbes…).Nous avons abordé aussi une étude écologique en suivant les variations de l’abondance moyenne et de la prévalence des espèces. L’analyse statistique montre l’absence d’effet du sexe et de la saison sur le taux de parasitisme. Les différences de prévalence des groupes d’helminthes sont par contre significatives, les cestodes (98,61 %) et les nématodes (97,22 %) prédominent sur les trématodes (20,83 %) et les acanthocéphales 2,7 %). Ces différents vers occupent les mêmes microbiotopes que ceux déjà indiqués dans la littérature. Ces résultats mettent en évidence l’intérêt de l’étude des parasites du poulet local en général et de poursuivre en particulier notre recherche avec un échantillonnage plus large. Ceci permettrait de compléter l’inventaire des helminthes parasites du tube digestif et de mieux cerner les aspects liés à leur bio-écologie. Une infestation par les vers pourrait être facilement contrôlée par des mesures sanitaires simples et par l’utilisation d’anthelminthiques efficaces. Selon Ziela (1999) et Katoch et al (2012), l’administration de ces produits chez les jeunes sujets peut améliorer le rendement de l’élevage traditionnel. Pour une meilleure rentabilité de leurs exploitations qui n’exigent que peu d’investissement, les éleveurs doivent être sensibilisés sur l’intérêt des mesures prophylactiques. Celles-ci doivent combiner hygiène de l’habitat, amélioration des techniques d’élevage et contrôle sanitaire. Les autorités devraient contribuer à impulser une nouvelle dynamique à ce système d’élevage pour répondre aux besoins du consommateur et sauvegarder la biodiversité locale. 113 REFERENCES BIBLIOGRAPHIQUES 114 Abbas K. (1996). 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Première évaluation de la structure et de l’importance du secteur avicole commercial et familial en Afrique de l’Ouest. Sénégal. 131 ANNEXES 132 Annexe 1 Fiche de renseignements des animaux sacrifiés Date : Origine : Sexe : Echantillon N° : Poids : Note : Parasites/organes Cestodes Nématodes Trématodes Acanthocéphales Œsophage Jabot Proventricule Gésier Duodénum Jéjunum et iléon Caecum et rectum Total 133 Annexe 2 Préparation des colorants, des éclaircissants et des produit de montage (Ash et Orihel, 1991; McLaughlin, 2003; Prichard et Kruse, 1946) Fluide de Hoyer Solution-mère : - mélanger 30 g de gomme arabique, 20 ml de glycérol, 50 ml d'eau distillée et 200 g d'hydrate de chloral. - filtrer à travers un tamis. - s’en servir non diluée. Glycérine à 5 % dans de l'éthanol à 70 % Mélanger 5 ml de glycérol dans 95 ml d'éthanol à 70 % Glycérine à 30 % dans de l'éthanol à 70 % Mélanger 30 ml de glycérol dans 70 ml d'éthanol à 70 % Carmin acétique : -mélanger 45ml d’acide acétique, 55 ml d’eau distillée et 5g de poudre de carmin - faire bouillir le mélange pendant 15 minutes, - après refroidissement, filtrer la solution et la conserver dans un flacon opaque. - diluer la solution dans de l’alcool 70° ou de l’eau distillée avant l’utilisation. Solution d’éosine - mélanger 1g d’éosine en poudre avec 100 ml d’alcool éthylique à 70°. - ajouter 0,2 ml d’acide acétique pour intensifier la coloration. Hématoxyline de Harris (Harris, 2000) Composition : Hématoxyline ………………5g Ethanol ……………………..50 ml Alun de potassium ………….100 ml Faire bouillir le mélange Oxyde mercurique ………….2,5 g Chauffer la solution et filtrer avant usage 134 Gélatine glycérinée 8 g de gélatine granulée 52 ml d’eau distillée 50 ml de glycérol 0,1g de phénol cristallisé (facultatif) - mettre la gélatine dans l’eau pendant 1 heure ou plus, puis la mettre dans un bain marie de 65°-75° - ajouter le glycérol et le phénol - mettre au bain marie pendant 30 minutes - stocker la préparation dans un flacon au réfrigérateur - avant utilisation, la préparation doit être chauffée dans un bain marie 135 Annexe 3 Effectif des parasites retrouvés par poulet (infracommunautés parasitaires) Poulets 1 2 3 4 5 6 7 8 9 10 11 12 13 14 15 16 17 18 19 20 21 22 23 24 25 26 27 28 29 30 31 32 33 34 35 36 Total Effectif global des parasites 141 72 100 243 51 126 137 70 59 252 74 448 22 70 50 253 11 67 710 270 50 87 115 2 182 121 426 80 12 73 156 17 262 55 119 552 Poulets 37 38 39 40 41 42 43 44 45 46 47 48 49 50 51 52 53 54 55 56 57 58 59 60 61 62 63 64 65 66 67 68 69 70 71 72 Effectif global des parasites 693 91 45 87 88 366 145 107 69 76 110 35 196 152 18 67 66 224 138 134 39 9 42 61 70 62 108 45 517 4 77 3 184 87 40 44 9834 136 Annexe 4 Effectif maximal, prévalence et abondance moyenne des espèces Espèces Capillaria annulata Capillaria caudinflata Capillaria anatis Gongylonema ingluvicola Cheilospirura hamulosa Ascaridia galli Subulura brumpti Heterakis gallinarum Davainea proglottina Hymenolepis carioca Amoebotaenia cuneata Choanotaenia infundibulum Raillietina cesticillus Raillietina tetragona Raillietina echinobothrida Postharmostomum commutatum Brachylaema sp Prosthorhynchus sp Maximum Abondance Prévalence 393 13,75 31,94 41 4,38 41,67 115 3,48 20,83 2 0,028 1,39 21 62 662 601 66 40 5 53 1,25 4,56 40,01 40,42 1,74 4,72 0,07 1,93 34,722 40,28 68,05 81,94 8,33 31,94 1,39 23,61 57 119 49 2,56 5,78 9,12 27,78 27,78 87,5 40 2,44 20,83 1 20 0,028 0,35 2,78 2,78 137 Annexe 5 Prévalences mensuelles des espèces Mois Espèce Capillaria annulata Capillaria caudinflata Capillaria anatis Gongylonema ingluvicola Cheilospirura hamulosa Ascaridia galli Subulura brumpti Heterakis gallinarum Davainea proglottina Hymenolepis carioca Amoebotaenia cuneata Choanotaenia infundibulum Raillietina cesticillus Raillietina tetragona Raillietina echinobothrida Postharmostomum gallinum Brachylaema sp Prosthorhynchus sp. Nov Déc Jan Fév Mars Avr Mai Juin Sep Oct 16,67 16,67 16,67 0 50 0 66,67 50 66,67 33,33 33,33 33,33 50 16,67 33,33 50 50 66,67 50 50 33,33 33,33 50 16,67 0 0 16,67 0 16,67 0 16,67 50 66,67 50 16,67 16,67 0 16,67 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 50 33,33 16,67 66,67 50 50 50 16,67 0 66,67 16,67 33,33 83,33 83,33 6 0 66,67 50 50 33,33 50 83,33 50 83,33 100 83,33 100 0 0 16,67 16,67 16,67 0 33,33 50 33,33 66,67 16,67 0 0 0 0 0 0 16,67 0 0 33,33 16,67 50 0 0 50 16,67 16,67 16,67 50 33,33 50 50 16,67 16,67 16,67 50 33,33 16,67 33,33 16,67 16,67 66,67 33,33 33,33 6 83,33 83,33 83,33 83,33 100 83,33 83,33 16,67 50 33,33 16,67 50 0 0 16,67 0 16,67 0 0 16,67 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 0 33,33 33,33 100 66,67 Juil Août 50 66,67 16,67 50 33,33 66,67 66,67 66,67 33,33 66,67 83,33 100 83,33 83,33 66,67 66,67 0 0 16,67 16,67 16,67 0 33,33 33,33 33,33 0 33,33 0 0 0 0 50 33,33 16,67 0 0 50 83,33 83,33 100 83,33 33,33 16,67 0 16,67 0 0 0 0 33,33 0 16,67 33,33 16,67 16,67 0 50 138 Annexe 6 Autres espèces d’helminthes parasites du tube digestif du poulet Espèce Hôte Cycle biologique (Hôte intermédiaire) Répartition géographique Organe parasité Références Cosmopolite Intestin grêle Norton et Ruff (2003) Cosmopolite Œsophage, jabot Norton et Ruff (2003) Nématodes Capillaria bursata Galliformes, oie Capillaria contorta Galliformes Capillaria obsignata Galliformes, pigeon, oie Direct Cosmopolite Poulet Inconnu Uruguay Poulet Inconnu Uruguay Galliformes Indirect (sauterelle) Cosmopolite Dispharynx nasuta Poulet, dinde, pintade, perdrix, faisan, caille, pigeon Indirect Cosmopolite Hartertia gallinarum Poulet, autres espèces d’oiseaux Indirect (arthropodes) Afrique Capillaria montevidensis Capillaria uruguanensis Cheilospirura spinosa Histiocephalus laticaudatus Tetrameres americana Tetrameres confusa Tetrameres fissispina Poulet Poulet, caille, dinde, pigeon, canard Poulet, dinde, perdrix, caille, canard, oie, pigeon Poulet, canard, oie, dinde, perdrix, caille, pigeon Indirect (ver de terre) Direct (ou ver de terre) Wakelin, D. (1965) ; Chubb et al., (1964) Norton et caecum Ruff (2003) caecum, large Norton et intestine Ruff (2003) Norton et Gésier Ruff (2003) Norton et Ruff (2003) ; Menezes et Proventricule al., (2003) ; Gomes et al., (2004) Intestin grêle, caecum Intestin grêle Cram (1931) Inconnu Europe Gésier Soulsby (1982); Norton et Ruff (2003) Indirect (sauterelles, blattes) Afrique, Amérique Proventricule Norton et Ruff (2003) ; Cram (1931) Indirect Asie, Amérique du Sud Proventricule Norton et Ruff (2003) Proventricule Norton et Ruff (2003);Tsvetaeva (1960); Endo et Inoue (1989) Indirect (amphipodes sauterelles, blattes, vers de terre) Cosmopolite 139 Trichostrongylus tenuis Subulura suctoria Subulura strongylina Subulura minetti Poulet, dinde, perdrix, caille, pigeon Cosmopolite Intestin grêle, caecum Shaw et Moss (1990) Norton et Ruff (2003); Barus et Blazek (1970) Norton et Ruff (2003) Galliformes Indirect (arthropodes) Amérique du Sud, Russe Intestin grêle, caecum Poulet, perdrix, caille Indirect (arthropodes) Amérique Caecum Poulet Inconnu Inde Caecum Cram (1931) Cosmopolite Intestin grêle Cram (1931) Cosmopolite Caecum Griner et al., (1977) Asie Caecum Amérique du Nord Intestin grêle Afrique Intestin grêle, caecum Asie, Europe, Amérique du Nord Intestin grêle Vassilev (1987) Norton et Ruff (2003) Subulura differens Galliformes Heterakis isolonche Faisan, poulet, caille, canard Heterakis dispar Direct Canard, oie Ascaridia dissimilis Dinde, poulet Ascaridia numidae Pintade Ascaridia compar Faisan, caille, perdrix Indirect (arthropodes) Direct (ou ver de terre) Direct (ou ver de terre) Direct (ou insecte) Direct (ou insecte) Direct (ou insecte) Norton et Ruff (2003) Seaton et al., (2001) Norton et Ruff (2003) Ascaridia columbae Pigeons Direct Cosmopolite Intestin grêle foie, poumons Strongyloides avium Poulet, autres espèces d’oiseaux Direct Amérique, Asie Intestin grêle, caecum Cram (1930) Indirect (fourmi) Afrique, Asie, Europe Intestin McDougald (2003) Indirect (copépodes) Cosmopolite Intestin grêle McDougald (2003) Intestin grêle McDougald (2003) Intestin grêle McDougald (2003) Intestin grêle McDougald (2003) Cestodes Cotugnia digonopora Fimbriaria fasciolaris Hymenolepis Cantaniana Poulet, autres espèces d’oiseaux Ansériformes poulet Poulet Indirect (coléoptères) Metroliasthes lucida Dinde, autres espèces d’oiseaux Indirect (sauterelles, coléoptères) Raillietina georgiensis Dinde, poulet Indirect (fourmi) Asie, Europe, Amérique du Nord Afrique, Asie, Améri -que du Nord Inconnu 140 Trématodes Poulet, autres Catatropis verrucosa espèces d’oiseaux Poulet, autres Echinoparyphium espèces recurvatum d’oiseaux Poulet, autres Echinostoma spp. espèces d’oiseaux Poulet, autres Hypoderaeum espèces conoideum d’oiseaux Poulet, autres Notocotylus espèces attenuatus d’oiseaux Poulet, autres Notocotylus espèces thienemanni d’oiseaux Poule, autres Ribeiroia ondatrae espèces d’oiseaux Indirect (mollusque) Europe, Amérique du Nord Caecum et rectum Indirect (mollusque) Cosmopolite Intestin grêle Soulsby (1982) Indirect (mollusque) Cosmopolite Intestin Soulsby (1982) Indirect (mollusque) Cosmopolite Gros intestin Soulsby (1982) Indirect (mollusque) Asie, Europe Caecum, rectum Soulsby (1982) Indirect (mollusque) Europe Caecum Soulsby (1982) Indirect (poisson) Amérique du Nord Proventricule Soulsby (1982) Poulet Inconnu Asie Intestin grêle Norton et Ruff (2003) Polymorphus minutus Poulet, canard, autres espèces d’oiseaux Indirect (crustacés, poissons) Europe, Amérique du Nord Intestin grêle Norton et Ruff (2003) Prosthorhynchus formosus Passeriformes, poulet Indirect (isopodes) Amérique du Nord Intestin grêle Norton et Ruff (2003) Soulsby (1982) Acanthocéphales Mediorhynchus gallinarum 141 Annexe 7. Glossaire Niveau d’ingestion : est l'aptitude d'un animal à consommer plus ou moins un aliment distribué à volonté. Il varie avec l'espèce, le poids vif, l'état physiologique, le niveau de production et les besoins énergétiques de l'animal. D'autres facteurs sont le type génétique, la fréquence des repas, la température, la quantité d'eau à disposition, l'équilibre de la ration, les troubles digestifs ou métaboliques ou encore le stress que peut subir l'animal. Inflammation d’aspect diphtérique : inflammation dont la forme ressemble à celle provoquée par les bacilles de Klebs-Löffler, Corynebacterium diphteriæ. Histomonose : ou maladie de la tête noire, maladie parasitaire infectieuse propre aux galliformes, due à Histomonas meleagridis, un protozoaire flagellé, présent dans les caecums. Inflammation catarrhale : inflammation du tractus intestinal associée à une congestion vasculaire, un œdème de la muqueuse et à l’effusion accrue de mucus dans la lumière intestinale. Anémie hypochrome : définie par la diminution de la concentration en hémoglobine des globules rouges, ces derniers apparaissent plus clairs, donc hypochromes. Prévalence ou taux de parasitisme : rapport entre le nombre d’hôtes infestés sur le nombre d’hôtes examinés, exprimée en pourcentage. Abondance moyenne ou taux d’infestation: rapport entre le nombre total de parasites récoltés dans un échantillon sur le nombre d’hôtes examinés. 142 Résumé Aucune étude sur le parasitisme du poulet de ferme notamment sur la systématique, n’a été publiée jusqu’à présent en Algérie, bien que l’élevage de cette volaille sous forme traditionnelle joue un rôle important dans l’économie rurale. De novembre 2010 à octobre 2011, 72 poulets fermiers élevés selon ce mode dans la région d’Oran ont été examinés dans le but d’identifier les helminthes parasites du tube digestif. Tous les poulets étaient infestés, quels que soient le sexe, le poids et la saison, soit un taux global de parasitisme de 100 % avec une intensité d’infestation de 136,58 parasites par poulet. La faune parasitaire, diversifiée, est composée de cestodes (prévalence de 98,61%), de nématodes (prévalence de 97,22 %), de trématodes (prévalence de 20,83 %) et d’acanthocéphales (prévalence de 2,7 %). Les résultats statistiques ont montré une différence significative (p < 0,05). L’identification de ces helminthes a mis en évidence : - 8 espèces de nématodes : Capillaria annulata, C. Caudinflata, C. anatis, Gongylonema ingluvicola, Ascaridia galli, Subulura brumpti, Heterakis gallinarum, Cheilospirura hamulosa, - 7 espèces de cestodes: Raillietina echinobothrida, R. tretragona, R. cesticillus, Davainia proglottina, Choanotaenia infundibulum, Hymenolepis carioca, Amoeboteania cuneata, - une espèce et un genre de trématodes: Postharmostomum gallinum, Brachylaema sp, - un genre d’acanthocephales: Prosthorhynchus sp. Les taux de parasitisme et d’infestation varient d’une espèce à une autre, Raillietina echinobothrida est l’espèce la plus répandue avec une abondance moyenne relativement faible. La distribution des helminthes et leurs localisations préférentielles ont été étudiées, la plupart occupent l’intestin grêle. Mots-clés : Poulet; Elevage traditionnel; Helminthes; Tube digestif; Région d’Oran; Nématodes; Trématodes; Acanthocéphales; Cestodes; Parasitisme .